FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS -...

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UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DEL ESTADO DE MORELOS FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS EFECTO DE LA INOCULACIÓN DE DIFERENTES CEPAS DE Trichoderma spp. SOBRE LA PUDRICIÓN DE RAÍZ CAUSADA POR Fusarium oxysporum EN NOCHEBUENA DE INTERIOR TESIS PROFESIONAL QUE PARA OBTENER EL TÍITULO DE: B I O L O G O P R E S E N T A: MIRNA VERONICA BAUTISTA VALLE DIRECTOR DR. FELIPE DE JESÚS OSUNA CANIZALEZ CUERNAVACA, MORELOS Octubre, 2013

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UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DEL ESTADO DE

MORELOS

FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS

EFECTO DE LA INOCULACIÓN DE DIFERENTES CEPAS DE Trichoderma spp.

SOBRE LA PUDRICIÓN DE RAÍZ CAUSADA POR Fusarium oxysporum EN

NOCHEBUENA DE INTERIOR

TESIS PROFESIONAL

QUE PARA OBTENER EL TÍITULO DE:

B I O L O G O

P R E S E N T A:

MIRNA VERONICA BAUTISTA VALLE

DIRECTOR

DR. FELIPE DE JESÚS OSUNA CANIZALEZ

CUERNAVACA, MORELOS Octubre, 2013

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II

AGRADECIMIENTOS

Al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (CONACyT), que mediante el

Proyecto FOMIX: “Estudios Epidemiológicos de Enfermedades y Bioecología de Plagas en

Cultivos de Importancia Económica en el Estado de Morelos” (Registro: MOR-2010-CO1-

148902), me apoyó con una beca para elaborar el presente trabajo.

Al Dr. Felipe de Jesús Osuna Canizalez, por incontables razones, especialmente por

permitirme formar parte de su equipo de trabajo aun sin conocerme, así también por su

excelente disposición, orientación y apoyo en todo momento.

A mi consejo de sínodos el Dr. Sergio Ramírez Rojas, la Maestra Adriana Trejo

Loyo por tomarse tiempo de revisar mi escrito, en especial al Dr. Jesus Telesforo

Hernandez Abarca y el Dr. Edgar Martínez Fernández , por mostrarme su apoyo y

disposición durante este tiempo, además de su infinita paciencia.

A mi compañera de trabajo la Ing. María Félix Moreno Lopez, que desde que nos

conocimos me ha brindado su apoyo incondicional, además de compartir sus conocimientos

conmigo, convirtiéndose en una gran amiga.

Al personal de Laboratorio de Microbiología de sustratos y Inoculación in vitro; y

del Laboratorio de Fitopatologia por brindarme toda su ayuda y apoyo.

A mis amigas que me han ayudado a terminar esta etapa en mi vida, muy

especialmente a Lucero que ha sido la primer persona en aceptar y más importante

compartir mis gustos, por mostrar su lado más valiente en el momento preciso y hacerme

reír con su muy especial sentido del humor.

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III

DEDICATORIA

A Dios por concederme la sabiduría y fuerza de voluntad necesaria, para afrontar

cada una de las dificultades que la vida me ha presentado, por brindarme la familia que

tengo y rodearme de personas que me aman.

A mis padres Rogelio y Verónica por estar conmigo en todo momento, brindándome

su comprensión y amor infinito, y darme siempre palabras de aliento y superación.

A mi hermano Alexis por sacarme de la rutina diaria y hacerme reír siempre.

A Jaejoong, Yoochun y Junsu, quienes desde que los conocí, han sido una fuente de

inspiración, al enfrentar cualquier adversidad, enseñándome a mantener la fe en todo

momento.

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IV

INDICE

INDICE DE CUADROS ...................................................................................................... VI

INDICE DE FIGURAS ..................................................................................................... VIII

RESUMEN………………………………………………………………...………………IX

1. INTRODUCCIÓN .............................................................................................................. 1

2. REVISION BILIOGRAFICA ............................................................................................ 3

2.1. Nochebuena (Euphorbia pulcherrima Willd. ex Klotzsch)......................................... 3

2.2. Sustratos para el cultivo de nochebuena ...................................................................... 4

2.2.1. Características de sustratos inorgánicos ................................................................ 5

2.2.2. Características de sustratos orgánicos ................................................................... 6

2.3. Plagas de la nochebuena .............................................................................................. 6

2.3.1. Enfermedades de la nochebuena ........................................................................... 7

2.3.2. Fusarium spp. ........................................................................................................ 8

2.4. Control biológico ....................................................................................................... 10

2.4.1. Trichoderma spp. ................................................................................................ 11

2.5. Interacción y competencia por la rizosfera Trichoderma spp.-planta-Fusarium sp. . 14

3. JUSTIFICACIÓN ............................................................................................................. 17

4. OBJETIVOS ..................................................................................................................... 18

4.1. Objetivo general ........................................................................................................ 18

4.2. Objetivos particulares ................................................................................................ 18

5. HIPÓTESIS ...................................................................................................................... 18

6. METODOLOGIA ............................................................................................................. 19

6.1. Cepas de Trichoderma spp. y Fusarium oxysporum ................................................. 19

6.2. Material vegetal ......................................................................................................... 19

6.3. Obtención de inóculo de Trichoderma spp. y Fusarium oxysporum ........................ 19

6.4. Elaboración y desinfección de sustrato ..................................................................... 20

6.5. Obtención de la suspensión de esporas e inoculación de Trichoderma spp. al sustrato

.................................................................................................................................. 21

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V

6.6. Elaboración de suspensión de esporas e inoculación de Fusarium oxysporum a la

raíz de nochebuena.................................................................................................... 22

6.7. Tratamientos y diseño experimental. ......................................................................... 23

6.8. Trasplante de esquejes e inoculación de Fusarium oxysporum al sustrato ............... 25

6.9. Desarrollo de las plantas inoculadas .......................................................................... 28

6.10. Monitoreo de condiciones ambientales ................................................................... 28

6.11. Variables medidas.................................................................................................... 29

6.12. Reaislamiento .......................................................................................................... 30

7. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ...................................................................................... 32

7.1. Ensayo 1 .................................................................................................................... 32

7.1.1 Incidencia de Fusarium oxysporum ..................................................................... 32

7.1.2. Severidad de Fusarium oxysporum ..................................................................... 32

7.1.3. Efecto de la inoculación de las cepas de Trichoderma spp. y Fusarium

oxysporum sobre las variables de crecimiento ..................................................... 37

7.2. Ensayo 2 .................................................................................................................... 42

7.2.1 Incidencia de Fusarium oxysporum ..................................................................... 42

7.2.2. Severidad de Fusarium oxysporum ..................................................................... 44

7.2.3. Efecto de la inoculación de las cepas de Trichoderma spp. y Fusarium

oxysporum. sobre las variables de crecimiento .................................................... 46

8. CONCLUSIONES ............................................................................................................ 50

9. PERSPECTIVAS.............................................................................................................. 51

10. BIBLIOGRAFIA ............................................................................................................ 52

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VI

INDICE DE CUADROS

Cuadro 1. Cierre de la producción agrícola en cultivo de planta de nochebuena para el

estado de Morelos del año 2011. ............................................................................ 1

Cuadro 2. Variedades comerciales de nochebuena en Morelos. ............................................ 4

Cuadro 3. Cepas de Trichoderma spp. y de Fusarium oxysporum....................................... 24

Cuadro 4. Cepas inoculadas en los tratamientos del ensayo 1 ............................................. 26

Cuadro 5. Cepas inoculadas en los tratamientos del ensayo 2 ............................................. 27

Cuadro 6. Escala propuesta por Cotxarrera et al. (2002) ..................................................... 29

Cuadro 7. Incidencia (%) de Fusarium oxysporum para los tratamientos en el primer

monitoreo (7 ddt), monitoreo intermedio (22 ddt) y el último monitoreo (37 ddt).

.............................................................................................................................. 33

Cuadro 8. Valores de ANOVA para los tratamientos del ensayo1, el factor Trichoderma

spp., el factor Fusarium oxysporum y la interacción de ambos factores, sobre el

primer monitoreo (7 ddt), el monitoreo intermedio (15 ddt) y el ultimo monitoreo

(37 ddt). ................................................................................................................ 34

Cuadro 9. Severidad de síntomas de pudrición de raíz en los tratamientos del ensayo 1 para

el primer monitoreo (7 ddt), monitoreo intermedio (22 ddt) y el último monitoreo

(37 ddt). ................................................................................................................ 35

Cuadro 10. Medias de las cepas de Trichoderma spp. del ensayo 1 para el primer monitoreo

(7 ddt), monitoreo intermedio (22 ddt) y el último monitoreo (37 ddt). .............. 36

Cuadro 11. Severidad de síntomas de pudrición de raiz con las cepas de Fusarium

oxysporum del ensayo 1 para el primer monitoreo (7 ddt), monitoreo intermedio

(22 ddt) y el último monitoreo (37 ddt). .............................................................. 37

Cuadro 12. Valores de ANOVA para los tratamientos del ensayo 1, el factor Trichoderma

spp., el factor Fusarium oxysporum y la interacción de ambos factores, sobre las

variables de crecimiento. ...................................................................................... 38

Cuadro 13. Efecto de las cepas de Fusarium oxysporum y Trichoderma spp. en los

tratamientos del ensayo 1 en las variables de altura y número de hojas. ............. 39

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VII

Cuadro 14. Efecto de las cepas de Fusarium oxysporum y Trichoderma spp. en los

tratamientos del ensayo 1 en las variables de número de tallos, diámetro del

tallo primario y número de brácteas. ................................................................. 40

Cuadro 15. Medias del factor cepas de Trichoderma spp. del ensayo 1 para las variables de

crecimiento: altura, número de hojas, número de tallos y diámetro del tallo

primario.............................................................................................................. 41

Cuadro 16. Efecto de la inoculación de cepas de Fusarium oxysporum en ensayo 1 en las

variables de crecimiento: altura, número de hojas, número de tallos y diámetro

del tallo. ............................................................................................................. 42

Cuadro 17. Incidencia (%) de Fusarium oxysporum en los tratamientos del ensayo 2 en el

primer monitoreo (7 ddt), monitoreo intermedio (22 ddt) y el último monitoreo

(37 ddt)............................................................................................................... 43

Cuadro 18. Valores de ANOVA para los tratamientos del ensayo 2, el factor Trichoderma

spp., el factor Fusarium oxysporum y la interacción de ambos factores, sobre el

primer monitoreo (07 ddt), el monitoreo intermedio (15 ddt) y el ultimo

monitoreo (30 ddt). ............................................................................................ 44

Cuadro 19. Efecto de los tratamientos del ensayo 2 en la severidad de síntomas de secadera

para el primer monitoreo (7 ddt), monitoreo intermedio (51 ddt) y el último

monitoreo (95 ddt). ............................................................................................ 45

Cuadro 20. Medias de las cepas de Fusarium oxysporum del ensayo 2 para el primer

monitoreo (7 ddt), monitoreo intermedio (51 ddt) y el último monitoreo (95

ddt). .................................................................................................................... 46

Cuadro 21. Valores de ANOVA para los tratamientos del ensayo 2, el factor Trichoderma

spp., el factor Fusarium oxysporum y la interacción de ambos factores, sobre

las variables de crecimiento. .............................................................................. 47

Cuadro 22. Efecto de las cepas de Fusarium oxysporum y Trichoderma spp. en los

tratamientos sobre las variables de altura, número de hojas, número de tallos,

diámetro del tallo primario y número de brácteas. ............................................ 48

Cuadro 23. Medias del factor cepas de Trichoderma spp. del ensayo 2 para las variables de

crecimiento: altura, número de hojas, número de tallos y diámetro del tallo

primario.............................................................................................................. 49

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VIII

INDICE DE FIGURAS

Figura 1. Suspensión de esporas de Fusarium oxysporum y Trichoderma spp. en arroz. ... 20

Figura 2. Desinfección del sustrato con vapor de agua. ....................................................... 21

Figura 3. Inoculación de la suspensión de esporas de Trichoderma spp. en sustrato

desinfectado ......................................................................................................... 22

Figura 4. Raíces de los esquejes de nochebuena sumergidas en suspensión de esporas de

Fusarium oxysporum............................................................................................ 23

Figura 5. Aspecto de las plantas al segundo día del trasplante............................................. 24

Figura 6. Inoculación de suspensión de esporas de Fusarium oxysporum al sustrato. ......... 25

Figura 7. Desarrollo de plantas en túnel ............................................................................... 28

Figura 8. Severidad de síntomas de acuerdo a la escala propuesta por Cotxarrera et al.

(2002) ................................................................................................................... 30

Figura 9. Plantas nivel de escala 3 de severidad de síntomas de pudrición de las cuales se

realizaron aislamientos de raíz y tallo. ................................................................. 30

Figura 10. Muestras de Fusarium oxysporum obtenidas de los aislamientos de raíz, tallo y

sustratos de las plantas con nivel de incidencia 3 en los ensayos 1 y 2. .............. 31

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IX

RESUMEN

La nochebuena (Euphorbia pulcherrima Willd. Ex Klotzsch) pertenece a la familia

Euphorbiaceae y al género Euphorbia. La especie es originaria de las zonas tropicales de

México. La nochebuena de interior es una planta ornamental de temporada, y su producción

en México es una actividad económica de gran importancia.

En Morelos uno de los problemas fitosanitarios más importante en este cultivo es la

marchitez de la planta causada por pudrición de raíz, la cual se presenta durante cualquier

etapa del ciclo de desarrollo de la planta. Diferentes estudios han permitido identificar al

hongo Fusarium sp. como el principal agente causal de esta enfermedad de la raíz.

El uso de agentes de control biológico para prevenir o controlar enfermedades en

plantas cultivadas, es una alternativa sustentable que ha mostrado efectividad en un amplio

número de casos. Las especies pertenecientes al género Trichoderma se caracterizan por

ser hongos saprófitos que habitan en suelos con diferentes cantidades de materia orgánica.

En la acción biocontroladora de Trichoderma se han descrito diferentes mecanismos de

acción que regulan el desarrollo de los hongos fitopatógenos.

En este proyecto se evaluó in vivo en plantas de nochebuena el efecto de la

inoculación de diferentes cepas de Trichoderma spp. , previamente seleccionadas con base

en el potencial antagónico mostrado ante cepas de Fusarium oxysporum en cultivos duales

in vitro. Todas las cepas de Trichoderma spp. mostraron variación en el efecto antagonista

contra Fusarium oxysporum y todas las cepas de Fusarium oxysporum mostraron

patogenicidad hacia las plantas de nochebuena cv. Freedom Red. Se seleccionó una cepa de

Fusarium oxysporum (C2B) que fue la que mostro mayor capacidad patogénica y dos cepas

nativas de Trichoderma spp. (Trich16, Trich20), que mostraron mayor capacidad

antagonista.

Palabras clave: Euphorbia pulcherrima, Euphorbiaceae, Euphorbia, Fusarium sp., control

biológico, Trichoderma spp., Fusarium oxysporum, nochebuena de interior.

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1

1. INTRODUCCIÓN

La planta de nochebuena (Euphorbia pulcherrima Willd. ex Klotzsch), es una de las

especies de plantas ornamentales de mayor importancia económica de México, se cultiva en

su mayoría en invernaderos, generando 3 200 empleos directos y 9 600 empleos indirectos

aproximadamente, esto principalmente para cinco entidades del centro del país. Para el año

2011, se comercializaron alrededor de 20 millones de plantas, con un valor en el mercado

de 700 millones de pesos (SAGARPA, 2011).

El estado de Morelos es una de las principales entidades productoras de plantas de

nochebuena al generar el 41.4% de la producción a nivel nacional. Las zonas de producción

de esta planta en Morelos se ubican en los municipios de: Tepoztlán, Emiliano Zapata,

Cuernavaca, Cuautla, Yautepec, Puente de Ixtla y Jiutepec (SAGARPA, 2011) (Cuadro 1).

Cuadro 1. Cierre de la producción agrícola en cultivo de planta de nochebuena para el

estado de Morelos del año 2011.

Municipio Superficie Sembrada Producción Valor Producción

(Ha) (Ton) (Miles de Pesos)

Cuautla 11.5 690,000.00 17,250.00

Cuernavaca 30.0 1,806,000.00 50,568.00

Emiliano Zapata 6.0 372,000.00 9,300.00

Jiutepec 5.5 330,500.00 8,593.00

Puente de Ixtla 6.0 376,200.00 10,533.60

Tepoztlán 16.0 979,200.00 29,376.00

Yautepec 20.0 1,240,000.00 34,720.00

Total 95.0 5,793,900.00 160,340.60

La calidad de las plantas que se producen es un factor que influye en la competitividad

de las plantas ornamentales. Algunos de los principales problemas que disminuyen la

calidad, son las plagas, enfermedades y el deficiente manejo nutrimental durante el

desarrollo de las plantas, además del manejo deficiente en la cosecha y poscosecha.

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2

En Morelos uno de los principales problemas fitosanitarios de este cultivo es la

marchitez de la planta causada por patógenos (Fusarium sp. y Rhizoctonia solani) que

provocan la pudrición de raíz (García et al., 2009).

El hongo Fusarium sp. ha sido identificado como el principal agente causal de

pudrición de la raíz, observándose un necrosamiento en las raíces, al tornarse de un color

oscuro, comenzando la planta a marchitarse hasta morir (García et al., 2009).

Normalmente, los métodos para controlar la pudrición de raíz en nochebuena están

basados en aplicaciones frecuentes de productos agroquímicos (García, 2008), aunque esto

implique aumentar el costo de producción así como los riesgos a la salud humana, ya sea

por la exposición directa o por la contaminación del agua y aire. En Morelos debido a que

la mayoría de los invernaderos comerciales de producción de nochebuena están localizados

en zonas urbanas o periurbanas, con alta densidad poblacional, el riesgo es mayor.

Es por esta razón que una alternativa sustentable que ha mostrado su efectividad en un

amplio número de casos es el uso de agentes de control biológico (Harman, 2000).La

utilización de especies de Trichoderma spp. es una estrategia promisoria para el control de

enfermedades, al presentar diferentes mecanismos de acción que regulan el desarrollo de

los hongos fitopatógenos y mecanismos cuya acción biorreguladora es de forma indirecta,

entre estos el micoparasitismo y antibiosis (Castaño 2008).

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3

2. REVISION BILIOGRAFICA

2.1. Nochebuena (Euphorbia pulcherrima Willd. ex Klotzsch).

La planta ornamental Euphorbia pulcherrima Willd. ex Klotzsch, conocida como

“nochebuena”, es nativa de México, con gran importancia económica entre las especies del

género Euphorbia, debido a su uso a nivel mundial como planta de ornato durante la época

decembrina. Esta planta de manera nativa es un arbusto no suculento de 3m de altura, hojas

lanceoladas u ovadas-elípticas, entera a dentada a lobulada, estípite largo; brácteas

atractivas, parecidas a hoja escarlata; glándulas amarillas glándulas involucradas. Muchas

variedades con un rango grande de características; varios hábitos, de lento crecimiento,

compacta y enana, vigorosa, grande y delgada; tallos frecuentemente gruesos, con soporte

propio; brácteas en tintes de blanco, rosa y rojo, pequeñas, estrechas a grandes y anchas,

planas, arrugadas (Cabrera et al., 2006).

En el mercado predominan las plantas con las brácteas de color rojo con alrededor

del 70%, nuevos colores están cobrando mucha importancia y en el mercado pueden verse

cada año nuevas variantes.

Las nochebuenas nativas no se cultivan en macetas, sino en el suelo, ya que no

poseen las características propias para ser cultivadas en ellas. Las nochebuenas nativas

perduran todo el año y aún se les localiza en algunos hogares adornando los jardines como

arbustos. La nochebuena de interior se cultiva en macetas de diversas capacidades. En el

estado de Morelos el sustrato “tierra de hoja” y el “ocochal” son los componentes orgánicos

más empleados, mezclados con componentes inorgánicos como el tezontle, el tepojal y la

agrolita (Osuna, 2011).

En México existen varios cultivares de nochebuena de intemperie o de sol, Superior,

Orejona y Corona: Rosa, Amarilla, en los que sus brácteas empiezan a tomar colorido a

inicios de octubre, su follaje tiene varias tonalidades de verde, con los bordes dentados. A

pesar de que va en aumento las variedades de la planta de nochebuena que se comercializan

(Cuadro 2), los cultivares Freedom y Subjibi de brácteas rojas, son las más cultivadas por

los floricultores. La flor empieza a pigmentar desde octubre y sus brácteas permanecen

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coloreadas hasta mayo del siguiente año. Su propagación se realiza por esquejes o estacas.

Crece en zonas de clima templado y cálido, y en forma silvestre se le encuentra en algunos

lugares de los estados de Guerrero, Morelos, Sinaloa, Nayarit, Jalisco, Michoacán, Oaxaca

y Chiapas (Trejo, 2012).

Cuadro 2. Variedades comerciales de

nochebuena en Morelos.

Variedad Color

Subjibi Red Rojo

Nutcracker Red Rojo

Freedom Red Rojo

Festival Red Rojo

Red Ángel Rojo

Sonora Red Rojo

Orion Red Rojo

Freedom Brigth Red Rojo

Red Elf Rojo

Nutcracker White Blanco

Freedom White Blanco

Festival White Blanco

Sonora White Blanco

Marble Star Mármol

Puebla Mármol

Freedom Marble Mármol

Sonora White Glitter Jaspeado

Monet Jaspeado

Davinci Jaspeado

Festival Rosado Rosa

Sonora Pink Rosa

Maren Salmon-Rosa

2.2. Sustratos para el cultivo de nochebuena

Un buen sustrato es esencial para la producción de plantas de alta calidad. Dado que

el volumen de una maceta es limitado, el sustrato y sus componentes deben de poseer

características físicas y químicas que combinadas con un programa integral de manejo,

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5

permitan un crecimiento óptimo (Cabrera et al., 1995; Caron y Riviere, 2003). Las

propiedades físicas como son: aireación y drenaje, retención de agua y bajo peso húmedo

por volumen son consideradas como las más importantes para un sustrato (Bowman y Paul,

1983; Bunt, 1988; Ansorena-Miner, 1994; Cabrera et al., 1995). Esto es debido a que si la

estructura física de un sustrato es inadecuada, difícilmente podremos mejorarla una vez que

se ha establecido el cultivo. En cambio, las propiedades químicas sí pueden ser alteradas

posteriormente al establecimiento del cultivo, ejemplo de estas es su pH.

Las plantas que crecen en macetas se exponen generalmente a un ambiente menos

estresante y de pocos cambios en comparación con una planta que crece en el campo

(Bowman y Paul, 1983). Factores tales como la retención de humedad, la aireación,

nutrición, pH, salinidad y temperatura que pudieran derivar en condiciones estresantes,

pueden considerarse una consecuencia directa del volumen restringido del sustrato en la

maceta, el cual tiene que suplir las necesidades de una planta que es relativamente grande

para ese volumen. El problema no es que el sustrato no pueda suplir las necesidades de la

planta, sino que el período en que deben de abastecerse esas necesidades siempre es corto.

En Morelos se utilizan una gran diversidad de materiales de origen orgánico e

inorgánico, los cuales se combinan en diversas proporciones dando como resultado un gran

número de sustratos.

2.2.1. Características de sustratos inorgánicos

Dentro de los componentes inorgánicos de sustratos encontramos: tezontle, tepojal,

agrolita, etc.

Tezontle: material formado en eventos de erupciones volcánicas, constituido por

aluminosilicatos. Se le puede encontrar en colores rojo y negro; su densidad aparente es

alta, su aporte nutrimental es muy bajo y se le considera inerte (Raviv et al., 2002).

Tepojal: también tiene origen volcánico, es más ligero y físicamente más inestable

que el tezontle.

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Agrolita: la materia prima (perlita) es un material silicio vítreo natural, de origen

ígneo, después de ser sometido a un proceso industrial, se obtiene un material granulado, de

muy baja densidad aparente y biológicamente estéril. Es útil para incrementar la porosidad

de las mezclas y posee alta capacidad de retención de agua (Moreno, 2004).

2.2.2. Características de sustratos orgánicos

Dentro de los componentes orgánicos de sustratos encontramos: tierra de hoja y

ocochal, peat moss (turba), fibra de coco o polvo de coco (Osuna, 2011).

Tierra de hoja y ocochal: se le define como el material que se origina en la parte

superficial de los terrenos forestales, al acumularse material orgánico forestal, constituido

por materia en descomposición que se acumula sobre el suelo (Bures, 1997).

Turba (Peat moss): tiene un pH muy bajo, sin embargo, sus propiedades físicas y

químicas, son muy adecuadas para el cultivo en contenedor.

Fibra de coco o polvo de coco: es un subproducto de la explotación del fruto de

coco.

2.3. Plagas de la nochebuena

Las plagas que afectan el cultivo de nochebuena son, la mosca blanca, mosca negra

o Fungus gnat, araña roja, mosca esciarida, babosas y trips (Gil, et al., 2008).

La mosca blanca se alimenta de la savia de la planta, marchitando y provocando un

amarillamiento en las hojas, dando como resultado tallos delgados y rojizos.

Las larvas de la mosca negra provocan daños en los esquejes, alimentándose de las

raíces nuevas y del tejido calloso.

La araña roja y las babosas se alimentan de la savia, causando manchas amarillas

en las hojas.

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7

La mosca esciarida en su etapa larval se alimenta de las raíces de la planta,

haciéndola más susceptible al ataque de enfermedades que provocan pudrición

radicular.

Los trips dañan la planta al alimentarse de los brotes tiernos y hojas (Molina, 2006).

Existe un gran número de productos químicos para combatir las plagas insectiles,

entre ellos: clorpirifios etil permetrina, oxamil, cadusafos, imidacloprid, bifentrina,

phyriproxyfen, fenpropatin, endosulfan, bifentrina puriproxyfen, abamectina, docofol,

acefate, fipronil, etc. (Gil et al., 2008).

2.3.1. Enfermedades de la nochebuena

Los problemas de enfermedades en la producción de nochebuena pueden ocurrir en

cualquier estado de crecimiento de la planta, y afectan el follaje, tallo y raíz (García et al.,

2009). Muchas de estas enfermedades son causadas por hongos y oomicetos, que incluyen:

Fusarium spp., Pythium, Phytophthora, Rhizoctonia y Thielaviopsis (Alabama Cooperative

Extension System, 2006).

Fusarium spp. propicia la pudrición en la raíz en la planta, observándose síntomas

de necrosamiento en las raíces, las cuales se tornan oscuras y posteriormente la planta

comienza a marchitarse hasta morir.

Botrytis cinerea causa la enfermedad conocida como mancha gris, inicia la

infección a partir de los bordes de las hojas y se extiende hasta cubrir la mayor parte del

follaje y tallos. Los tejidos dañados se necrosan y se tornan de color oscuro.

Oidium sp. causa la enfermedad conocida como cenicilla, aunque no provoca la

muerte de la planta, le causa un deterioro de forma tal que comienzan a aparecer pequeñas

manchas blancas en el haz de las hojas y brácteas lo cual favorece la caída prematura del

follaje

Alternaria euphorbiicola causa la enfermedad conocida como mancha de la hoja al

provocar lesiones en el tallo y a las hojas de la planta volviéndolas cloróticas y provocando

su caída prematura.

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Cladosporium fulvum causa la enfermedad conocida como moho de la hoja, y sus

síntomas comienzan con manchas de coloración verde pálido y finalizan de un color

grisáceo en la superficie del haz de la hoja, causándole necrosis.

Rhizoctonia solani causa pudrición de las plántulas, podredumbre de la raíz, de la

corona, y marchitamiento foliar y del tallo.

2.3.2. Fusarium spp.

La clasificación taxonómica del hongo Fusarium sp. según Barnett y Hunter, (1978)

es la siguiente:

Reino: Fungi

División. Eumycota

Subdivisión: Deuteromycotina

Clase: Hyphomycetes

Orden: Moniliales

Familia: Moniliacea

Género: Fusarium

Especie: Fusarium oxysporum

El género Fusarium incluye 70 especies según Leslie y Summerell (2006), las

cuales son causantes de varias enfermedades en plantas, tales como marchitamiento

vascular y pudrición de la raíz y tallo, afectando una gran variedad de cultivos de

importancia económica alrededor de todo el mundo (Ortoneda et al., 2004; Groenewald,

2006).

Pocas especies de Fusarium presentan conidios pluriseptados sin una célula basal en

forma de pie y se las llama mesoconidios (Carrillo, 2003). Algunas especies presentan

clamidosporas terminales, laterales o intercalares, a veces formando cadenas. Las células

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conidiales ocasionalmente se transforman en clamidosporas. Algunas especies forman

esclerocios irregulares, de color beige, ocre, pardo o gris oscuro. Las colonias de las

distintas especies de Fusarium que crecen moderadamente a profusamente, tienen diversos

colores (blanco, rosado pálido, rojo, anaranjado, púrpura, celeste o pardo), especialmente

en el reverso de la colonia, excepto pardo oscuro o negro. El micelio es ralo o denso, ya sea

algodonoso, como un fieltro o con una zona central de funículos, pero en algunos casos es

limoso. Hay especies de Fusarium con pionotos de color anaranjado. Los pigmentos que

difunden en el agar suelen variar de color o tono con el pH. Algunas especies presentan

zonas concéntricas de distinta morfología macroscópica debido a la secuencia luz -

oscuridad (Carrillo, 2003).

La tolerancia de algunas especies de Fusarium, tales como F. oxysporum y F.

solani, a una alta presión parcial de CO2 permite el aislamiento selectivo de las mismas a

partir de algunos sustratos muy poblados (Griffin 1973).

Muchas especies de Fusarium son saprofitas encontradas de manera común en

suelos, colonizando raíces y tallos enfermos. Estas especies son de rápido crecimiento en

medios de aislamiento, además de poder aislarse fácilmente de raíz y tallo enfermos.

Este hongo se caracteriza por dañar las raíces secundarias, destruyéndolas

completamente, y evitando que haya absorción de nutrientes. Además, sube por la base del

tallo, donde se puede observar una secreción color negro brillante de diferente tamaño, que

al cortarse, muestran secciones con pudrición negra. Debido a lo anterior, se presenta un

amarillamiento en la planta. La infección de la planta se inicia con la entrada del hongo a

las raíces por contacto directo, ya sea a través de lesiones causadas por nematodos,

insectos, daño mecánico, y aparece tanto en época seca como lluviosa. Después de penetrar,

sube hasta el tallo provocando lesiones negras en el interior del tallo, facilitado al estar en

contacto con el suelo o el sustrato, aumentando las poblaciones del hongo para futuras

infecciones (Garces de Granada, 2001).

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2.4. Control biológico

La agricultura moderna basada en el crecimiento de cultivos sembrados en grandes

extensiones de tierra, es un sistema ecológicamente desbalanceado que favorece el

desarrollo de enfermedades. Tradicionalmente el control de enfermedades causadas por

hongos ha sido a través del uso de fungicidas químicos. Sin embargo, los consumidores

comienzan a mostrar preocupación acerca de la contaminación química del ambiente y de

los residuos de plaguicidas en la comida y los agricultores se enfrentan con más frecuencia

con la resistencia de los patógenos al usar un fungicida químico.

Los fungicidas con bases biológicas han permitido la reducción o remplazo de las

aplicaciones químicas. Cook y Baker (1983) proponen la siguiente definición de Control

Biológico: “Es la reducción de la cantidad del inóculo o de la actividad productora de la

enfermedad de un patógeno por o a través de uno o más organismos distintos del hombre”.

Esta definición incluye también el uso de variantes menos virulentas del patógeno y

antagonistas microbiológicos “que interfieran con la supervivencia o con las actividades

productoras de la enfermedad del patógeno”.

Los agentes de control biológico al ser organismos vivos, reaccionan a los cambios

en su hábitat en una forma que los fungicidas químicos no podrían. Trichoderma es un

saprofito de rápido crecimiento, sus aislamientos pueden competir ecológicamente, así

como en el tiempo de aplicación, siendo capaces de colonizar espacios potencialmente

infectados, raíces en crecimiento, heridas, tejido senescente, conforme se vuelven

disponibles; al ser micoparásitos agresivos, también atacan a aquellos patógenos ya

establecidos. Un agente de control biológico será afectado por factores abióticos y bióticos

tales como el agua, la presión ejercida por la enfermedad, y competencia con la microflora

nativa. Un control incompleto y variables de una misma enfermedad será el resultado a

menos que los antagonistas usados en las fórmulas y sus aplicaciones les brinden una

ventaja competitiva sobre los patógenos que se intenta controlar.

Las medidas de control biológico no erradican el daño causado por el patógeno o al

mismo; sin embargo sí pueden reducir su habilidad patogénica de producir y mantener altos

niveles de inóculos. Al no haber fuentes de inóculos, los niveles futuros de enfermedad

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eventualmente irán reduciéndose. Se sabe que las cepas de control biológico son efectivas

en diferentes hábitats y contra una gran cantidad de patógenos.

Los aislamientos de Trichoderma en gran variedad de cultivos han sido usados

contra enfermedades provocadas por los géneros Rhyzoctonia, Mucor, Pythium,

Phytophthora, Fusarium, Rhizopus, Botrytis, Colletotrichum, y muchos géneros más;

además, ayudan a reducir la incidencia de nematodos.

La confiabilidad en los sistemas de control biológico puede aumentar por el uso de

fórmulas que provean un entorno propicio para la bioprotección y sistemas de fermentación

que produzcan propágulos de alta calidad (Harman et al., 1991).

2.4.1. Trichoderma spp.

La clasificación taxonómica de Trichoderma spp. según Barnett y Hunter,(1978).es

la siguiente:

Reino: Fungi

Phyllum: Ascomycota

Clase: Sordariomycetes

Orden: Hypocreales

Familia: Hypocreaceae

Género: Trichoderma

La gran capacidad de adaptación mostrada por cepas de Trichoderma spp. se debe a

que estos hongos se encuentran de forma natural en los suelos de todo el mundo, bajo

diferentes condiciones ambientales y viviendo en varios sustratos. Todo esto además de su

fácil crecimiento en sustratos económicos, hace a los aislamientos de Trichoderma spp.

candidatos atractivos para una gran variedad de aplicaciones en control biológico.

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Las cepas de Trichoderma spp. han sido aisladas de hábitats con diferente humedad,

temperatura y diferentes estados de nutrientes.

La distribución natural de Trichoderma spp. está influenciada en gran medida por la

temperatura del hábitat, y las especies varían de acuerdo a su temperatura óptima y

tolerancia. Aislamientos entre grupos de especies también pueden variar en su actividad

antagónica a diferentes temperaturas (Kölh y Schlösser, 1989).

Además de la temperatura, la humedad relativa es la variable ambiental que más

influye en la distribución natural de Trichoderma spp. en suelo (Danielson y Davey, 1973).

La temperatura ambiental afecta fisiológicamente el crecimiento del hongo por el aumento

en los costos de energía para la osmoregulación bajo condiciones secas o disminución de

disponibilidad de oxígeno en hábitats húmedos. Además, la humedad afecta la

disponibilidad de nutrientes, a través del transporte de solutos y la presencia de láminas de

agua.

Los conidios de Trichoderma spp. requieren nutrientes exógenos para germinar, el

tipo de propágulos y su edad influyen en los requerimientos de nutrientes. Danielson y

Davey (1973), encontraron que las esporas de Trichoderma spp. se vuelven más sensibles

por falta de nutrientes conforme el tiempo pasa.

Las cepas de Trichoderma spp. sólo se consideran efectivas contra patógenos

específicos, esto podría estar relacionado con sus características de especificidad

patogénica como antagonista.

Un aspecto importante del uso de Trichoderma spp. como tratamiento biológico es

cómo los agentes de control afectan las plantas, además de los efectos de la disminución de

la enfermedad. Algunos aislamientos de Trichoderma spp. se han relacionado con agentes

causales de enfermedades, mientras que a otros se les considera estimuladores de

crecimiento de las plantas, entre éstos también hay algunos aislamientos que inducen

reacciones de resistencia en las plantas.

Las interacciones antagónicas entre Trichoderma spp. y otros hongos han sido

clasificados como de antibiosis, micoparasitismo y competencia por nutrientes; sin

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embargo, estos mecanismos no son exclusivamente mutualistas y pueden ser resultado de

ciertas interacciones (Kubicek, 1998).

Las cepas de Trichoderma spp. producen una variedad de metabolitos secundarios

volátiles y no volátiles, algunos de los cuales inhiben a otros microrganismos con los que

no están físicamente en contacto.

Existen cuatro estados bien distinguidos en las interacciones directas entre

Trichoderma spp. y otros hongos (Harman et al.,1998):

a) Crecimiento quimiotrófico en el que un estímulo químico del hongo destino atrae al

antagonista.

b) Reconocimiento especifico mediado probablemente por la lactina en la superficie de la

célula de ambos (patógeno y antagonista).

c) Adhesión y enrollamiento de hifas de Trichoderma alrededor de su hospedero.

d) Secreción de enzimas líticas que degradan la pared del hospedero.

Como saprófito de suelo, Trichoderma está biológicamente adaptado a la

colonización agresiva de bases de nutrientes disponibles y a sobrevivir de forma inactiva

como clamidospora y conidios cuando los nutrientes son escasos.

Su veloz rango de crecimiento, producción abundante de conidios, y su variación en

utilización de sustratos hacen a los aislamientos de Trichoderma saprófitos muy eficientes.

El interés por Trichoderma se debe a la necesidad de tener una alternativa de control

biológico contra el uso de compuestos químicos en las plantas cultivadas. Los fungicidas

químicos tienen efectos indeseables en el ambiente y, cuando su uso es regular provoca la

resistencia de los patógenos a los mismos.

El reemplazamiento de algunos tratamientos de fungicidas químicos con agentes de

control biológico no sólo reduce la entrada de químicos dentro de los sistemas agrícolas sí

no que también puede resultar en el aumento de control de enfermedades.

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2.5. Interacción y competencia por la rizosfera Trichoderma spp.-planta-Fusarium sp.

Los organismos asociados estrechamente con las raíces de las plantas pueden

influenciar directamente el crecimiento y desarrollo de la planta. Las especies de

Trichoderma, son estudiadas por su habilidad de controlar enfermedades en plantas a través

del micoparasitismo y la producción de componentes antimicrobianos.

La determinación de los efectos benéficos o perjudiciales de especies de

Trichoderma en el crecimiento de la planta es complicado por las muchas interacciones que

toman lugar en el suelo o sustrato entre Trichoderma spp. y otros microorganismos, además

de cambios en el medio ambiente del suelo y la raíz de la planta.

Varios componentes microbianos son producidos por Trichoderma, los cuales se

sabe que tienen actividad antimicrobiana. Entre estos compuestos están la gliotoxina y el

viridin, cuya actividad tiende a ser mayor a un pH más bajo (pH =4.0) que a un pH más

neutral (pH=6.0), quizás debido al incremento de la estabilidad de los componentes. Wright

(1956), observó que algunas cepas producen predominantemente gliotoxina o viridin,

mientras que otras cepas producen cantidades no detectables de cualquiera de los

compuestos. Los efectos fitotóxicos de la gliotoxina y viridin son limitados comparados

con sus actividades antifúngicas (Lumsden et al., 1992).

Haraguchi y colaboradores (1996), observaron que la gliotoxina inhibe la enzima

acetolactata sintasa (ALS) en plantas. ALS está envuelta en la biosíntesis de cadenas

ramificadas de aminoácidos. La adición de estas cepas al medio de crecimiento de la planta

la alivia parcialmente de la toxicidad de la gliotoxina e inhibe la actividad de otras enzimas

(De Clercq et al., 1978).

Las especies de Trichoderma también producen viridiol, un dihidro-derivado de

viridin. El viridin enzimáticamente es convertido a viridiol al producir cadenas de hongos.

El viridiol tiene muy poca actividad antibiótica pero tiene una actividad herbicida

considerable. Los efectos fitotóxicos de viridiol, son activos contra una amplia gama de

especies de plantas, han sido estudiados más extensamente que otros metabolitos

secundarios producidos por especies de Trichoderma. El viridiol es más tóxico para

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especies anuales compuestas y menos tóxicos para especies monocotiledóneas. Síntomas

típicos que ocasiona son: reducción de emergencia de plántulas, y reducción de brotes y del

peso de la raíz. Cultivos de Trichoderma spp. producen otros metabolitos con actividades

fitotóxicas (Kubicek, 1998).

La cantidad total y el tipo de inóculo usado en la protección de las plantas contra

enfermedades deben ser limitados a niveles que no produzcan efectos fitotóxicos. La

producción de metabolitos secundarios es dependiente de la cepa. Por lo tanto, sus efectos

perjudiciales pueden estar limitados en muchos casos por la selección de la misma cepa

(Howell, 1991).

La estimulación del crecimiento vegetal por cepas de Trichoderma spp. ha sido

reportada desde hace años (Lindsey y Baker, 1967). Chang y colaboradores (1986),

observaron que la estimulación del crecimiento vegetal al inocular al suelo turba/salvado

con suspensión de conidios de T. harzanium ocasionaba un aumento en la germinación, la

floración se incrementaba y era rápida, se aumentaba la altura y peso fresco del chile,

crisantemo, y otras plantas.

Por otro lado, Trichoderma tiene la habilidad para desarrollarse sobre amplios

rangos de condiciones externas de pH, se puede adaptar a suelos ácidos, y logra interactuar

con otros microorganismos (Benítez et al., 2004).

Algunas cepas de Trichoderma están siempre asociadas con raíces de plantas y

ecosistemas de raíces. La colonización implica la habilidad para adherirse y reconocer

raíces, penetrar y resistir metabolitos tóxicos producidos en respuesta a la invasión de

organismos extraños, sean o no patógenos (Benítez et al., 2004)

La adición de aislamientos específicos de Trichoderma a la rizosfera puede resultar

en la estimulación del crecimiento vegetal, sin embargo, varios aislamientos de especies de

Trichoderma difieren en sus habilidades para mantener poblaciones en la rizosfera en

ausencia de fuentes de alimento externas. Para el mantenimiento de altas poblaciones de

especies de Trichoderma en la rizósfera, su influencia en el crecimiento vegetal (i.e.

aumento por inhibición) debe ser maximizado. Lo que no es claro en este punto es como las

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especies de Trichoderma estimulan el crecimiento vegetal, y como el efecto puede ser

producido y explotado.

Se ha propuesto que la estimulación en el crecimiento vegetal con un tratamiento

con Trichoderma spp. es el resultado del control de patógenos menores. Esta hipótesis

sugiere que todas las plantas que crecieron en un medio ambiente abierto están hasta cierto

punto enfermas e incapaces de alcanzar su potencial máximo de crecimiento y que la

adición de especies de Trichoderma para estas plantas, con potenciales indefinidos de

enfermedad, resulta en supresión de enfermedades y crecimiento mejorado de la planta. Los

patógenos menores primarios se piensa que son especies de Pythium, contra los cuales se

conoce que Trichoderma spp. tiene actividad (Harman et al., 1989). En muchos estudios de

crecimiento vegetal, T. harzianum inhibe el crecimiento y desarrollo de especies de

Pythium en la raíz (Harman et al., 1989).

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3. JUSTIFICACIÓN

En Morelos actualmente las dos variedades de nochebuena de interior más demandadas

son Freedom Red y Prestige Red, ambas reportadas como susceptibles a marchitez por

pudrición de raíz. Mediante este estudio se busca encontrar una cepa nativa de Trichoderma

que manifieste un poder antifúngico mayor al demostrado por las cepas comerciales de

Trichoderma. De esta forma se contaría con una opción más para poder controlar esta

enfermedad de pudrición de raíz provocada por Fusarium oxysporum permitiendo apoyar

los programas de manejo integrado de enfermedades empleando tecnologías limpias y

amigables con el medio ambiente.

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4. OBJETIVOS

4.1. Objetivo general

Encontrar cepas de Trichoderma spp. que muestren mayor capacidad para

suprimir a Fusarium oxysporum que las disponibles en el mercado.

4.2. Objetivos particulares

1) Evaluar la patogenicidad de cuatro aislamientos de Fusarium oxysporum en

plantas de nochebuena cv. Freedom red.

2) Evaluar en condiciones de invernadero la capacidad antagonista de siete

aislamientos de Trichoderma spp. sobre el hongo patógeno Fusarium oxysporum

3) Comparar la capacidad antagonista de las siete cepas de Trichoderma spp. contra

una cepa comercial sobresaliente.

4) Evaluar la incidencia y severidad de las cepas de Fusarium oxysporum en plantas

de nochebuena cv. Freedom red.

5. HIPÓTESIS

Al menos una de las cepas de Trichoderma spp. evaluadas superará el efecto

antagonista contra Fusarium oxysporum de la cepa comercial sobresaliente, y al menos una

de las cepas de Fusarium oxysporum inoculadas mostrará virulencia a las plantas de

nochebuena cv. Freedom red.

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6. METODOLOGIA

6.1. Cepas de Trichoderma spp. y Fusarium oxysporum

Se utilizaron siete cepas de Trichoderma spp., las cuales se aislaron de diferentes

sustratos, producto de cultivos monospóricos, además de una cepa comercial; estas fueron

seleccionadas por mostrar mayor poder antagónico en pruebas de cultivos duales in vitro.

Así mismo, se evaluaron cuatro cepas de Fusarium oxysporum, que fueron aisladas de

raíces de plantas de nochebuena del Campo Experimental “Zacatepec”, INIFAP, las cuales

se obtuvieron de cultivos monospóricos y fueron seleccionadas por mostrar mayor poder

patogénico de entre otras cepas, siendo producto de un trabajo previo en el laboratorio de

sustratos del Campo Experimental “Zacatepec”, Morelos.

6.2. Material vegetal

Para el desarrollo de las pruebas de antagonismo “in vivo” se utilizaron esquejes

enraizados de nochebuena cv. Freedom red producidos en un vivero comercial en Tetela del

Monte, Cuernavaca.

6.3. Obtención de inóculo de Trichoderma spp. y Fusarium oxysporum

Se pesaron 200 g de arroz pulido para cada cepa de los dos microorganismos; el

arroz se vació en contenedores con 1 litro de agua destilada y antibiótico (cloranfenicol,

500 ppm) y se dejó reposar durante 10 minutos, pasado ese tiempo se ajustó el pH a 4.0

(con la ayuda de un potenciómetro marca HANNA instruments). Posteriormente, se retiró

el agua y se eliminó el exceso con un tamiz de 2 mm, se vació el arroz en matraces kitazato

de 500 ml, los cuales se sellaron con papel aluminio y cinta cleanpack, y se ajustó su

humedad a 70-80% en una autoclave a 121°C durante 15 min. Después se secó en una

estufa de aire forzado (Sanyo modelo MOV-2125), a 70°C durante 48 horas y se dejó

enfriar a temperatura ambiente. Se preparó una suspensión de cada cepa de ambos

microorganismos, y se agregaron 5 ml de esta suspensión a un matraz kitazato.

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Posteriormente, se incubaron en la oscuridad a 25°C durante el tiempo necesario para el

desarrollo de las colonias, suministrando aire a presión a los matraces cada 5 días (Figura

1).

Figura 1. Suspensión de esporas de Fusarium oxysporum y Trichoderma spp. en arroz.

6.4. Elaboración y desinfección de sustrato

Se prepararon 180 litros de sustrato con los siguientes componentes y proporciones

(V/V): 24% de tepojal, 56% de tierra de hoja-ocochal y 20% de lombricomposta de

cachaza. La desinfección se hizo en un contenedor de 200 litros de capacidad, utilizando

vapor de agua, sometiendo el sustrato a temperaturas superiores a 80°C durante 3 horas

(Figura 2).

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Figura 2. Desinfección del sustrato con vapor de agua.

6.5. Obtención de la suspensión de esporas e inoculación de Trichoderma spp. al

sustrato

Se realizó el conteo de conidios en cada cepa de Trichoderma spp., multiplicada en

arroz. El conteo de conidios consistió en adicionar 300 ml de agua estéril dentro del matraz

y con una espátula desinfectada se removió el arroz, se vació la suspensión de esporas a un

vaso de precipitado, filtrándola con una pieza de manta de cielo, y se tomaron 200 µL con

una micropipeta, el contenido se vertió en una cámara de Neubauer, y se realizó el conteo

de esporas con la ayuda de un microscopio compuesto. Se prepararon suspensiones de 1 x

106 conidios de Trichoderma spp. por mililitro de sustrato. Al tener la suspensión se realizó

la inoculación al sustrato desinfectado, de manera que fueran 20 litros de sustrato para cada

cepa, este sustrato se mantuvo en total aislamiento y se dejó incubar durante tres días

(Figura 3).

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Figura 3. Inoculación de la suspensión de esporas de

Trichoderma spp. en sustrato desinfectado.

6.6. Elaboración de suspensión de esporas e inoculación de Fusarium oxysporum a la

raíz de nochebuena

Se realizó el conteo de esporas por cada cepa de Fusarium oxysporum en el arroz y

se elaboró una suspensión de 1 x 105 conidios de Fusarium oxysporum por mililitro de

sustrato. Se realizó la remoción del sustrato de la raíz de los esquejes de forma manual, y

posteriormente, se lavaron las raíces con agua estéril; una vez removido todo el sustrato, se

sumergieron las raíces de los esquejes en las suspensiones de Fusarium oxysporum (5

repeticiones para cada cepa) durante 20 minutos (Figura 4).

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Figura 4. Raíces de los esquejes de nochebuena

sumergidas en suspensión de esporas de Fusarium

oxysporum.

6.7. Tratamientos y diseño experimental.

Se empleó un diseño factorial completo de tratamientos, mediante la combinación

de las cepas de Trichoderma spp. y Fusarium oxysporum seleccionadas en la evaluación in

vitro (Cuadro 3). A los productos del diseño factorial se adicionaron testigos de sustrato sin

desinfectar y sin inoculación de microorganismos, así como sustrato desinfectado sin

inoculación de microorganismos. La unidad experimental constó de una maceta de 5

pulgadas con una planta y se utilizó un diseño experimental completamente al azar con

cinco repeticiones (Figura 5).

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Cuadro 3. Cepas de Trichoderma spp. y de Fusarium

oxysporum

Cepas

Fusarium oxysporum Trichoderma spp.

A3A Trich11

B1A Trich12

C2B Trich16

X3B Trich18 (Cepa comercial)

Trich20

Trich21

Trich24

Trich25

Figura 5. Aspecto de las plantas al segundo día

del trasplante.

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6.8. Trasplante de esquejes e inoculación de Fusarium oxysporum al sustrato

Se realizó el trasplante de los esquejes a macetas de plástico de 5 pulgadas color

terracota, con 5 repeticiones para cada tratamiento, posteriormente, se realizó la inoculación

al sustrato de la suspensión de esporas de Fusarium oxysporum (Figura 6). Debido a

limitaciones de espacio en el área donde se realizó el estudio, se decidió realizar el proyecto

en dos ensayos.

Figura 6. Inoculación de suspensión de esporas de

Fusarium oxysporum al sustrato.

Para el ensayo 1 se obtuvieron 12 tratamientos, más 4 testigos de las cepas de

Trichoderma spp. y 3 testigos de las cepas de Fusarium oxysporum, así como un testigo al

que no fue inoculado cepa alguna, de sustrato sin desinfectar y uno de sustrato

desinfectado, obteniendo un total de 21 tratamientos, de 5 repeticiones cada uno (Cuadro

4), los cuales fueron monitoreados después de siete días, durante 11 días de forma continua

y después en 6 días de forma al azar, terminando el monitoreo a las cuatro semanas del

trasplante.

En el ensayo 2 se obtuvieron 12 tratamientos, más 6 testigos de las cepas de

Trichoderma spp. y 2 testigos de las cepas de Fusarium oxysporum, así como un de sustrato

sin desinfectar y uno de sustrato desinfectado testigo a los que no fueron inoculados con

cepa alguna, se obtuvieron un total de 22 tratamientos, de 5 repeticiones cada uno (Cuadro

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26

5), los cuales fueron monitoreados después de siete días, durante 10 días de forma continua

y después en 10 días de forma al azar, terminado el monitoreo a los tres meses del

trasplante.

Cuadro 4. Cepas inoculadas en los tratamientos del ensayo 1

Tratamiento Cepas inoculadas

Fusarium oxysporum Trichoderma spp.

1 C2B Trich11

2 C2B Trich16

3 C2B Trich20

4 C2B Trich18

5 X3B Trich11

6 X3B Trich16

7 X3B Trich20

8 X3B Trich18

9 B1A Trich11

10 B1A Trich16

11 B1A Trich20

12 B1A Trich18

13 C2B Sin inoculación

14 X3B Sin inoculación

15 B1A Sin inoculación

16 Sin inoculación Trich11

17 Sin inoculación Trich16

18 Sin inoculación Trich20

19 Sin inoculación Trich18

20 Sin inoculación Sin inoculación

21 Sin inoculación Sin inoculación

Tratamiento 20= desinfectado; Tratamiento 21= sin desinfectar

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27

Cuadro 5. Cepas inoculadas en los tratamientos del ensayo 2

Tratamiento Cepas inoculadas

Fusarium oxysporum Trichoderma spp.

23 C2B Trich12

24 C2B Trich25

25 C2B Trich24

26 C2B Trich21

27 C2B Trich16

28 C2B Trich18

29 A3A Trich12

30 A3A Trich25

31 A3A Trich24

32 A3A Trich21

33 A3A Trich16

34 A3A Trich18

35 Sin inoculación Trich12

36 Sin inoculación Trich25

37 Sin inoculación Trich24

38 Sin inoculación Trich21

39 Sin inoculación Trich16

40 Sin inoculación Trich18

41 C2B Sin inoculación

42 A3A Sin inoculación

43 Sin inoculación Sin inoculación

44 Sin inoculación Sin inoculación

Tratamiento 43=Sustrato desinfectado; Tratamiento 44=Sustrato sin desinfectar

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28

6.9. Desarrollo de las plantas inoculadas

Después de la inoculación de Fusarium oxysporum, las plantas se colocaron en un

túnel de forma semicircular de 2.15 m de altura, con cubierta de polietileno blanco lechoso

con 30 % de transmisividad de luz y una malla sombra aluminizada con 50 % de sombra;

ubicado en las instalaciones del Campo Experimental de Zacatepec, del INIFAP. El túnel se

selló con plástico en las dos cabeceras para incrementar el efecto invernadero y generar un

estrés ambiental adicional por alta temperatura y baja humedad relativa. (Figura 7). El

tratamiento de estrés se aplicó durante tres días, para favorecer la infección de Fusarium

oxysporum a las plantas.

Figura 7. Desarrollo de plantas en túnel

6.10. Monitoreo de condiciones ambientales

Se colocó un equipo Hobo onset, con dispositivo de almacenamiento de datos, para

monitorear temperatura (ºC) y humedad relativa (%) cada hora durante el desarrollo de las

evaluaciones.

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29

En el tiempo total de duración del ensayo 1, la temperatura vario de 18.2 ºC a

40.4ºC y la HR osciló entre 38.56% a 93.7%. Para el ensayo 2, la temperatura oscilo de

16.99ºC a 38.9 ºC y la humedad relativa oscilo entre 40.28 % a 99.49 %.

6.11. Variables medidas

Después de siete 7 de haber realizado el trasplante, se hicieron observaciones diarias

para detectar visualmente la presencia de plantas con síntomas de pudrición de raíz (Figura

8). La severidad de síntomas se cuantificó con la escala propuesta por Cotxarrera et al.

(2002) mostrada en el Cuadro 6.

Cuadro 6. Escala propuesta por Cotxarrera et al. (2002)

Escala Síntomas

0 Asintomático

1 Planta débilmente infectadas (≤50% de las hojas cloróticas o marchitas).

2 Plantas con alto nivel de infección (>50% de las hojas marchitas pero no

plantas muertas).

3 Plantas muertas

Con los datos recolectados de las variables evaluadas se realizó un análisis de

varianza, utilizando el procedimiento GLM del paquete estadístico SAS 2000, versión 8.1.

En función de los resultados del análisis de varianza, se realizaron comparaciones de

medias de tratamientos, de acuerdo con la prueba de Tukey, con el mismo paquete

estadístico.

Una vez detectadas plantas con síntomas de pudrición de raíz, se tomaron muestras

de raíz, tallo y sustrato para determinar la presencia de Fusarium oxysporum y de

Trichoderma spp. Los resultados se contrastaron con la morfología del microorganismo en

los cultivos monospóricos de la cepa correspondiente de Trichoderma spp. o Fusarium

oxysporum según correspondiera.

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30

Figura 8. Severidad de síntomas de acuerdo a la escala propuesta por

Cotxarrera et al. (2002)

6.12. Reaislamiento

Se realizaron aislamientos de tallo, raíz y sustrato para corroborar la presencia tanto

de Fusarium oxysporum como de Trichoderma spp. (Figura 9), y de esta forma se

determinaron las cepas de Fusarium oxysporum que presentaron mayor poder patogénico

(Figura10) y aquellas de Trichoderma spp. con mayor potencial antagónico.

Figura 9. Plantas nivel de escala 3 de severidad de síntomas de

pudrición de las cuales se realizaron aislamientos de raíz y tallo.

0 1 2 3

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31

Por último, se realizó la medición de las siguientes variables de crecimiento en

planta terminada: altura, número de hojas, número de tallos y número de brácteas.

Figura 10. Muestras de Fusarium oxysporum obtenidas de los aislamientos de raíz,

tallo y sustratos de las plantas con nivel de incidencia 3 en los ensayos 1 y 2.

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32

7. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

7.1. Ensayo 1

7.1.1 Incidencia de Fusarium oxysporum

La incidencia observada en el primer monitoreo osciló entre el 0-80% de los

tratamientos. Los porcentajes más bajos de incidencia de Fusarium oxysporum en el primer

monitoreo se observaron en los tratamientos 6 y 14 (Cuadro 7), siendo el último el testigo

de la cepa X3B de Fusarium oxysporum. En el segundo monitoreo la mayoría de los

tratamientos mantuvieron el mismo porcentaje de incidencia de Fusarium oxysporum En el

caso de los testigos de Fusarium oxysporum en el tratamiento 14 el porcentaje de incidencia

aumentó, a diferencia del tratamiento 15, en el cual la incidencia disminuyó en gran

medida, al igual que para el tratamiento 7, que fue inoculado con las cepas Trich20 y X3B.

En el tercer monitoreo, la mayoría de los tratamientos mantuvieron sus porcentajes

de incidencia sin cambios, respecto al segundo. Solo en el tratamiento 13 testigo de la cepa

C2B de Fusarium oxysporum fue en donde el porcentaje de incidencia aumento al 100%,

siendo este el único tratamiento en mostrar una incidencia de Fusarium oxysporum en todas

sus repeticiones (Cuadro 7). Esto podría deberse a la amplia variación genética en las cepas

de Fusarium sp., que presentan variación en su efecto patogénico (Figueroa-Rivera, et. al.,

2010). Estos resultados difieren a los obtenidos por Navarret-Maya y colaboradores

(2009), quienes trabajaron con plantas de frijol, y en el cual, la incidencia fue del 100%, en

todos sus tratamientos; al mostrar todas las plantas algún nivel de daño.

7.1.2. Severidad de Fusarium oxysporum

Con los datos obtenidos de los monitoreos en base a la escala propuesta por

Cotxarrera et al. (2002), se realizaron análisis de varianza y separación de medias con la

prueba de Tukey (α=0.05). Para homogeneizar las varianzas, los datos de la severidad de

Fusarium oxysporum para cada repetición (R) fueron transformados con:

RTransformada= (R1.5

-1)/1.5, según Krause et al. (2001).

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Cuadro 7. Incidencia (%) de Fusarium oxysporum para los tratamientos en

el primer monitoreo (7 ddt), monitoreo intermedio (22 ddt) y el último

monitoreo (37 ddt).

Tratamiento Cepas Incidencia (%)

7 ddta)

22 ddt 37 ddt

1 Trich11 vs C2B 80 20 20

2 Trich16 vs C2B 20 0 0

3 Trich20 vs C2B 20 20 20

4 Trich18 vs C2B 60 80 80

5 Trich11 vs X3B 20 20 20

6 Trich16 vs X3B 0 0 0

7 Trich20 vs X3B 60 0 0

8 Trich18 vs X3B 20 0 0

9 Trich11 vs B1A 20 60 60

10 Trich16 vs B1A 20 20 20

11 Trich20 vs B1A 40 80 80

12 Trich18 vs B1A 40 60 60

13 C2B 80 80 100

14 X3B 0 20 0

15 B1A 60 20 0

16 Trich11 0 0 0

17 Trich16 0 0 0

18 Trich20 0 0 0

19 Trich18 0 0 0

20 Sin inoculación 0 0 0 a)ddt= días después del trasplante

No se encontraron diferencias significativas (Cuadro8) para los tratamientos del

ensayo 1 sobre el primer monitoreo (Pr>F=0.1893), pero el análisis de varianza indicó una

diferencia significativa para el monitoreo intermedio (Pr>F=<.0001); en este la prueba de

separación de medias permitió diferenciar tres niveles de significancia, con el máximo

valor de 2.29 para el tratamiento 13, al que solo se inoculó la cepa C2B de Fusarium

oxysporum, y al tratamiento 15, al que solo inoculo la cepa B1A de Fusarium oxysporum; y

el valor mínimo de 0.0, para el tratamientos: tratamiento 1 el cual se inoculó con las cepas

Trich11 y C2B, último el tratamiento 2 al que se inocularon las cepas Trich16 y C2B, el

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tratamiento 6 se inoculó con las cepas Trich16 y B1A, el tratamiento 7 se inoculo con las

cepas Trich20 y X3B, el tratamiento 8 que fue inoculado con las cepas Trich18 y X3B, el

tratamiento 14 testigo de la cepa X3B de Fusarium oxysporum, el tratamiento 17 testigo de

la cepa Trich16 de Trichoderma spp., el tratamiento 18 testigo de la cepa Trich20 de

Trichoderma sp., el tratamiento 19 testigo de la cepa Trich18 de Trichoderma spp. y por

último el tratamiento 20 que no se inoculó con cepa alguna (Cuadro 9).

Cuadro 8. Valores de ANOVA para los tratamientos del ensayo1, el factor Trichoderma

spp., el factor Fusarium oxysporum y la interacción de ambos factores, sobre el primer

monitoreo (7 ddt), el monitoreo intermedio (15 ddt) y el ultimo monitoreo (37 ddt).

Fuente de

variación

Significancia (Pr>F)

Tratamientos Trichoderma spp. Fusarium

oxysporum.

Trichoderma spp.*

Fusarium oxysporum

7 ddta)

0.1893 0.4243 0.1544 0.2143

15 ddt <.0001 <.0001 <.0001 <.0001

37 ddt <.0001 <.0001 <.0001 <.0001 a)ddt= días después del trasplante

De igual forma el análisis de varianza indicó una diferencia significativa (Cuadro 8)

para el ultimo monitoreo (Pr>F=<.0001) y la prueba de separación de medias permitió

diferenciar 8 niveles de significancia, con el máximo valor de 3.97 para el tratamiento 13,

testigo de la cepa C2B de Fusarium oxysporum y el tratamiento 15 testigo de la cepa B1A

de Fusarium oxysporum; y el valor mínimo de 0.0 para el tratamiento 2, el cual fue

inoculado con las cepas Trich16 y C2B, el tratamiento 6 que se inoculo con las cepas

Trich16 y X3B, el tratamiento 7 que fue inoculado con las cepas Trich20 y X3B, el

tratamiento 8 al que se inocularon las cepas Trich18 y X3B, el tratamiento 14 testigo de la

cepa X3B de Fusarium oxysporum, el tratamiento 18 testigo de la cepa Trich20 de

Trichoderma spp. y por último el tratamiento 19 testigo de la cepa Trich18 de Trichoderma

spp.(Cuadro 9).

Al realizar el análisis de varianza de los datos de severidad de síntomas no se

encontraron diferencias significativas (Cuadro 8) para el factor Trichoderma spp. sobre el

primer monitoreo (Pr>F=0.4243).

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Cuadro 9. Severidad de síntomas de pudrición de raíz en los tratamientos del ensayo 1 para

el primer monitoreo (7 ddt), monitoreo intermedio (22 ddt) y el último monitoreo (37 ddt).

Tratamiento Cepas Severidad

7 ddta)

22 ddt 37 ddt

1 Trich11 vs. C2B 0.24 a 0.000 c 0.244 g

2 Trich16 vs. C2B 0.24 a 0.000 c 0.000 h

3 Trich20 vs. C2B 0.24 a 0.559 c 0.933 f

4 Trich18 vs. C2B 1.11 a 2.237 a 3.734 b

5 Trich11 vs. X3B 0.55 a 0.559 c 0.933 f

6 Trich16 vs. X3B 0.00 a 0.000 c 0.000 h

7 Trich20 vs. X3B 0.24 a 0.000 c 0.000 h

8 Trich18 vs. X3B 0.24 a 0.000 c 0.000 h

9 Trich11 vs. B1A 0.00 a 1.362 b 2.426 d

10 Trich16 vs. B1A 0.00 a 0.559 c 1.867 e

11 Trich20 vs. B1A 0.80 a 1.922 a b 3.734 b

12 Trich18 vs. B1A 1.11 a 2.052 a b 2.8 c

13 C2B 1.11 a 2.296 a 3.977 a

14 X3B 0.00 a 0.000 c 0.000 h

15 B1A 1.11 a 2.296 a 3.977 a

16 Trich11 0.55 a 0.559 c 1.867 e

17 Trich16 0.55 a 0.000 c 1.000 h

18 Trich20 0.00 a 0.00 c 0.000 h

19 Trich18 0.00 a 0.000 c 0.000 h

20 Sin inoculación 0.00 a 0.000 c 1.000 h Medias con la misma letra no poseen diferencias significativas (α=0,05)

a)ddt= días después del trasplante

Para el monitoreo intermedio (Pr>F=<.0001) el análisis de varianza si mostró una

diferencia significativa (Cuadro 8) y la prueba de separación de medias permitió diferenciar

tres niveles de significancia, con valores que oscilan de 0.139 a 1.148. Entre los valores

más altos se encuentra la cepa Trich18 con una media de 1.072, y la cepa Trich16 con una

media de 0.13 para el valor más bajo (Cuadro 10).

Para el último monitoreo (Pr>F=<.0001), el análisis de varianza mostró nuevamente

diferencias significativas (Cuadro 8) y la prueba de separación de medias permitió

diferenciar cinco niveles de significancia. El segundo valor más alto fue nuevamente para la

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cepa Trich18 con un valor de 1.633 y de igual forma la cepa Trich16 con el valor más bajo

0.46 (Cuadro 10).

Estas diferencias entre los monitoreos sugiere que aunque las cepas de Trichoderma

spp. utilizadas como agentes de control biológico, no protegieron en su totalidad a las

plantas inoculadas, éstas sí mostraron resistencia a la enfermedad gracias al poder

antagonista que poseen (Salazar, et. a.2011).

Cuadro 10. Medias de las cepas de Trichoderma spp. del ensayo 1 para el primer

monitoreo (7 ddt), monitoreo intermedio (22 ddt) y el último monitoreo (37 ddt).

Tratamiento Trichoderma spp. Severidad

7 ddta)

22 ddt 37 ddt

20 Sin inoculación 0.55 a 1.148 a 1.989 a

16 Trich11 0.34 a 0.620 b 1.368 c

17 Trich16 0.20 a 0.139 c 0.467 e

18 Trich20 0.32 a 0.620 b 1.167 d

19 Trich18 0.68 a 1.072 a 1.633 b Medias con la misma letra no poseen diferencias significativas (α=0,05),a) ddt= Días después del trasplante

Al realizar el análisis de varianza no se encontraron diferencias significativas

(Cuadro 8) para el factor Fusarium oxysporum sobre el primer monitoreo (Pr>F=0.1544).

Para el monitoreo intermedio (Pr>F=<.0001) el análisis de varianza sí mostró una

diferencia significativa (Cuadro 8) y la prueba de separación de medias permitió diferenciar

tres niveles de significancia. El nivel más alto lo mostró la cepa B1A con un valor de 1.638,

y la cepa X3B con el valor de 0.111 para el valor más bajo (Cuadro 11). Para el último

monitoreo (Pr>F=<.0001), el análisis de varianza mostró nuevamente diferencias

significativas (Cuadro 8) y la prueba de separación de medias permitió diferenciar cuatro

niveles de significancia. El valor más alto fue nuevamente para la cepa B1A con un valor

de 2.96 y de igual forma la cepa X3B con el valor de 0.18 para el valor más bajo (Cuadro

11).

No se encontraron diferencias significativas (Cuadro8) al realizar el análisis de

varianza para la interacción Fusarium oxysporum y Trichoderma spp. sobre el primer

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monitoreo (Pr>F= 0.2143), pero si para el monitoreo intermedio (Pr>F= <.0001) y el último

monitoreo (Pr>F= <.0001).

Cuadro 11. Severidad de síntomas de pudrición de raiz con las cepas de

Fusarium oxysporum del ensayo 1 para el primer monitoreo (7 ddt),

monitoreo intermedio (22 ddt) y el último monitoreo (37 ddt).

Tratamiento Fusarium

oxysporum

Severidad

7 ddta)

22 ddt 37 ddt

20 Sin inoculación 0.22 a 0.111 c 0.373 c

13 C2B 0.64 a 1.018 b 1.778 b

14 X3B 0.20 a 0.111 c 0.187 d

15 B1A 0.60 a 1.638 a 2.961 a Medias con la misma letra no poseen diferencias significativas (α=0,05) ddt= Días después del trasplante

Al igual que en el estudio realizado por Figueroa-Rivera y colaboradores (2010) en

maíz, las cepas de Fusarium oxysporum utilizadas presentaron variación en su efecto

patogénico en las plantas de nochebuena al estar en competencia con cepas de Trichoderma

spp. y sin ellas.

7.1.3. Efecto de la inoculación de las cepas de Trichoderma spp. y Fusarium oxysporum

sobre las variables de crecimiento

Después de realizar el análisis de varianza a los datos de las plantas del ensayo 1 se

encontraron diferencias significativas entre los tratamientos, para las variables de

crecimiento: altura, número de hojas, número de tallos y diámetro del tallo primario

(Cuadro 12). En general los tratamientos testigos de Trichoderma spp. mostraron estar entre

los valores mas altos, para todas las variables de crecimiento, en relación a esto, Cano

(2011) menciona que la interacción entre microorganismo-suelo-planta repercuten de forma

directa, en el crecimiento y desarrollo de la planta; y Trichoderma spp. tiene un efecto

estimulatorio vegetal, debido a la producción de diferentes metabolitos secundarios que

influyen directamente en la disponibilidad de nutrientes (Cano, 2011).

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38

Para la variable de crecimiento: altura (Pr>F=<.0001), la prueba de comparación de

medias permitió diferenciar 9 niveles de significancia con valores que oscilan de 2.20 cm a

21.30 cm. El mayor valor para altura lo presentó el tratamiento 19, que fue el testigo de la

cepa de Trichoderma spp. Trich18. El menor valor para altura lo presentaron los

tratamientos 13 y 15, que fueron los testigos para las cepas C2B y B1A de Fusarium

oxysporum (Cuadro 13).

Cuadro 12. Valores de ANOVA para los tratamientos del ensayo 1, el factor Trichoderma

spp., el factor Fusarium oxysporum y la interacción de ambos factores, sobre las variables

de crecimiento.

Fuente de variación

Significancia (Pr>F)

Tratamientos Trichoderma spp. Fusarium

oxysporum

Trichoderma

spp.* Fusarium

oxysporum

Altura (cm) <.0001 <.0001 <.0001 <.0001

Numero de hojas <.0001 0.039 <.0001 0.0141

Numero de tallos <.0001 0.4493 <.0001 0.0082

Diámetro de tallo

primario(mm) <.0001 <.0001 <.0001 <.0001

Para la variable de crecimiento: número de hojas (Pr>F=<.0001), la prueba de

separación de medias permitió diferenciar 4 niveles de significancia con valores que oscilan

de 5.40 a 37.40. El mayor valor para número de hojas lo presentó el tratamiento 20, que fue

al que no se inoculó cepa alguna. El menor valor para el numero de hojas lo presentaron los

tratamientos 13 y 15, que fueron los testigos para las cepas C2B y B1A de Fusarium

oxysporum (Cuadro 13).

Para la variable de crecimiento: número de tallos (Pr>F=<.0001), la prueba de

separación de medias permitió diferenciar tres niveles de significancia con valores que

oscilan de 1.00 a 11.80. El mayor valor para número de tallos lo presentó el tratamiento 20,

que fue el tratamiento al que no se inoculó cepa alguna. El tratamiento 4 al cual se

inocularon las cepas Trich18 y C2B mostro el valor más bajo, seguido del tratamiento 11 al

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39

cual se inocularon las cepas Trich20 y B1A, el tratamiento 13 testigo de la cepa C2B y el

tratamiento 15 testigo de la cepa B1A de Fusarium oxysporum (Cuadro 14).

Cuadro 13. Efecto de las cepas de Fusarium oxysporum y Trichoderma spp. en los

tratamientos del ensayo 1 en las variables de altura y número de hojas.

* Medias con la misma letra no poseen diferencias significativas (α=0,05)

Se encontró una diferencia significativa entre los tratamientos, para la variable de

crecimiento: diámetro del tallo primario (Pr>F=<.0001), la prueba de separación de medias

permitió diferenciar 5 niveles de significancia con valores que oscilaron de 1.41 a 8.77. El

mayor valor para diámetro del tallo primario lo presentó el tratamiento 20, que fue el

tratamiento al que no se inoculó cepa alguna. El menor valor para número de hojas lo

presentaron el tratamiento 4 al cual se inocularon las cepas Trich18 y C2B, seguido del

tratamiento 11 al cual se inocularon las cepas Trich20 y B1A, el tratamiento 13 testigo de la

cepa C2B y el tratamiento 15 testigo de la cepa B1A de Fusarium oxysporum(Cuadro 14).

Tratamiento Cepas Altura(cm) No. Hojas

1 Trich11 vs. C2B 9.40 g 19.20 a b c d

2 Trich16 vs. C2B 15.00 c d e 31.00 a b c d

3 Trich20 vs. C2B 12.80 d e 23.00 a b c d

4 Trich18 vs. C2B 3.41 j 5.80 c d

5 Trich11 vs. X3B 11.00 f g 21.60 a b c d

6 Trich16 vs. X3B 17.30 b c 34.40 a b

7 Trich20 vs. X3B 15.30 c d 36.00 a

8 Trich18 vs. X3B 13.40 d e f 33.20 a b

9 Trich11 vs. B1A 6.60 h i 18.60 a b c d

10 Trich16 vs. B1A 8.40 g h 19.80 a b c d

11 Trich20 vs. B1A 4.00 i j 8.40 c

12 Trich18 vs. B1A 6.70 h 15.80 a b c d

13 C2B 2.20 j 5.40 d

14 X3B 12.60 e f 32.40 a b c

15 B1A 2.20 j 5.40 d

16 Trich11 8.40 g h 17.80 a b c d

17 Trich16 18.10 b 34.00 a b

18 Trich20 15.40 c d 26.20 a b c d

19 Trich18 21.30 a 31.20 a b c d

20 Sin inoculación 18.50 b 37.40 a

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40

Cuadro 14. Efecto de las cepas de Fusarium oxysporum y Trichoderma spp.

en los tratamientos del ensayo 1 en las variables de número de tallos,

diámetro del tallo primario y número de brácteas.

Tratamiento Cepas Número de

tallos

Diámetro del tallo

primario (mm)

1 Trich11 vs. C2B 4.20 b c 5.744 a b c d

2 Trich16 vs. C2B 5.60 a b c 7.882 a b

3 Trich20 vs. C2B 4.20 b c 5.986 a b c d

4 Trich18 vs. C2B 1.00 c 1.414 e

5 Trich11 vs. X3B 3.40 b c 4.418 b c d e

6 Trich16 vs. X3B 5.00 a b c 7.288 a b

7 Trich20 vs. X3B 4.80 a b c 7.010 a b c

8 Trich18 vs. X3B 5.00 a b c 6.118 a b c d

9 Trich11 vs.B1A 2.40 b c 3.356 c d e

10 Trich16 vs.B1A 2.80 b c 4.750 b c d e

11 Trich20 vs.B1A 1.20 c 1.744 e

12 Trich18 vs.B1A 2.40 b c 3.076 d e

13 C2B 1.40 c 1.620 e

14 X3B 5.40 a b c 7.178 a b c

15 B1A 1.40 c 1.620 e

16 Trich11 3.20 b c 4.346 b c d e

17 Trich16 5.20 a b c 7.498 a b

18 Trich20 5.00 a b c 7.556 a b

19 Trich18 10.00 b c 7.856 a b

20 Sin inoculación 11.80 a 8.772 a Medias con la misma letra no poseen diferencias significativas (α=0,05)

Se encontraron diferencias significativas (Pr>F=<.0001), para el factor Trichoderma

spp. de las plantas del ensayo 1, sólo para las variables de crecimiento: altura y diámetro

del tallo primario (Cuadro 12).

Para la variable de crecimiento: altura, la prueba de separación de medias permitió

diferenciar tres niveles de significancia con valores que oscilan de 8.85cm a 14.70 cm. El

mayor valor para altura lo presentó la cepa Trich16, y la cepa Trich11 presento el valor más

bajo de 8.85. (Cuadro 15).

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41

La prueba de comparación de medias permitió encontrar dos niveles de significancia

para la variable de crecimiento: número de hojas, con valores que oscilan de 19.30 a 29.80.

El mayor valor lo presentó de nueva cuenta la cepa Trich16, y la cepa Trich11 presentó el

valor más bajo (Cuadro 15).

Para la variable de crecimiento: diámetro del tallo primario, la prueba de separación

de medias permitió diferenciar dos niveles de significancia con valores que oscilan de 4.46

a 6.85mm. El mayor valor para diámetro del tallo primario lo presento nuevamente la cepa

Trich16, y la cepa Trich11 obtuvo el valor más bajo de 4.46mm; presentando ambas el

mismo comportamiento (Cuadro 15).

Cuadro 15. Medias del factor cepas de Trichoderma spp. del ensayo 1 para las variables de

crecimiento: altura, número de hojas, número de tallos y diámetro del tallo primario.

Tratamiento Trichoderma spp. Altura(cm) No. Hojas No.

Tallos

Diámetro de

tallo

primario(mm)

20 Sin inoculación 8.875 c 20.15 a b 5.00 a 4.797 b

16 Trich11 8.850 c 19.30 b 3.30 a 4.466 b

17 Trich16 14.700 a 29.80 a 3.75 a 6.854 a

18 Trich20 11.875 b 23.40 a b 4.60 a 5.574 a b

19 Trich18 11.202 b 21.50 a b 4.65 a 4.616 b Medias con la misma letra no poseen diferencias significativas (α=0,05)

Se encontraron diferencias significativas (Pr>F=<.0001) para el factor cepas de

Fusarium oxysporum. en todas las variables de crecimiento (Cuadro 12).

Para la variable de crecimiento: altura, la prueba de separación de medias permitió

diferenciar cuatro niveles de significancia con valores que oscilan de 5.58 a 16.34. Entre las

cepas de Fusarium oxysporum el valor más alto lo presentó la cepa X3B, y la cepa B1A

obtuvo el valor más bajo (Cuadro 16).

Para la variable de crecimiento: número de hojas, la prueba de separación de medias

permitió diferenciar dos niveles de significancia con valores que oscilan de 13.60 a 31.52.

El mayor valor para número de hojas lo presentó la cepa X3B, y la cepa B1A obtuvo el

valor más bajo (Cuadro 16).

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42

Para la variable de crecimiento: número de tallos, la prueba de separación de medias

permitió diferenciar tres niveles de significancia con valores que oscilan de 2.04 a 7.04.

Entre las cepas de Fusarium oxysporum el valor más alto lo presentó la cepa X3B, y la cepa

B1A presentó el valor más bajo. (Cuadro 16).

Para la variable de crecimiento: diámetro de tallo primario la prueba de separación

de medias permitió diferenciar tres niveles de significancia con valores que oscilan de 2.90

a 7.20. Entre las cepas de Fusarium oxysporum el valor más alto lo presentó la cepa X3B, y

la cepa B1A presentó el valor más bajo (Cuadro 16).

Cuadro 16. Efecto de la inoculación de cepas de Fusarium oxysporum en ensayo 1 en las

variables de crecimiento: altura, número de hojas, número de tallos y diámetro del tallo.

Tratamiento Fusarium

oxysporum Altura(cm)

No.

Hojas

No.

Tallos

Diámetro tallo

primario(mm)

20 Sin inoculación 16.34 a 29.32 a 7.04 a 7.205 a

13 C2B 8.56 c 16.88 b 3.24 b c 4.520 b

14 X3B 13.92 b 31.52 a 4.72 a b 6.402 a

15 B1A 5.58 d 13.60 b 2.04 c 2.909 c Medias con la misma letra no poseen diferencias significativas (α=0,05)

No se encontraron diferencias significativas (Pr>F=0.4243) al realizar el análisis de

varianza para la interacción entre Fusarium oxysporum y Trichoderma spp. sobre las

variables de crecimiento: número de hojas (Pr>F=0.0141) y número de tallos

(Pr>F=0.0082), aun después de haberse aplicado la prueba de separación de medias; pero sí

se encontraron diferencias significativas para las variables de crecimiento: altura

(Pr>F=<.0001) y diámetro del tallo primario (Pr>F=<.0001).(Cuadro 12).

7.2. Ensayo 2

7.2.1 Incidencia de Fusarium oxysporum

En este ensayo se utilizó la cepa A3A y la cepa C2B de Fusarium oxysporum,

seleccionada la última en el ensayo uno, por haber provocado la mayor incidencia y la

mayor cantidad de plantas muertas de entre todas las cepas de Fusarium oxysporum.

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43

Cuadro 17. Incidencia (%) de Fusarium oxysporum en los tratamientos

del ensayo 2 en el primer monitoreo (7 ddt), monitoreo intermedio (22

ddt) y el último monitoreo (37 ddt).

Tratamiento Cepas Incidencia (%)

7 ddta)

22 ddt 37 ddt

23 Trich12 VS C2B 40 20 20

24 Trich25 VS C2B 100 60 60

25 Trich24 VS C2B 100 40 0

26 Trich21 VS C2B 100 60 20

27 Trich16 VS C2B 80 20 0

28 Trich18 VS C2B 60 20 0

29 Trich12 VS A3A 100 20 0

30 Trich25 VS A3A 60 0 0

31 Trich24 VS A3A 80 20 0

32 Trich21 VS A3A 60 60 0

33 Trich16 VS A3A 60 40 40

34 Trich18 VS A3A 80 60 0

35 Trich12 0 0 0

36 Trich25 0 0 0

37 Trich24 0 0 0

38 Trich21 0 0 0

39 Trich16 0 0 0

40 Trich18 0 0 0

41 C2B 100 20 20

42 A3A 80 20 20

43 Sin inoculación 0 0 0

a)ddt= días después del trasplante

La incidencia observada en el primer monitoreo osciló entre el 0-100% en los

tratamientos. Los porcentajes más bajos fueron para los testigos de las cepas de

Trichoderma spp. y el testigo sin ninguna inoculación. A diferencia del ensayo anterior, en

este ensayo se observaron varios tratamientos con el 100% de incidencia de secadera

(Cuadro 17). Estudios realizados por Gonzales y colaboradores (2012), mencionan que

después haber inoculado a la planta con Fusarium oxysporum, la infección a la raíz ocurre

en las siguientes 24 horas, sin embargo su colonización está restringida a las reacciones de

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44

defensa que la planta presente, lo que podría explicar el porqué de la disminución de la

incidencia para el monitoreo intermedio y el ultimo.

En el segundo monitoreo el porcentaje de incidencia de Fusarium oxysporum

disminuyó en la mayoría de los tratamientos, con la excepción del tratamiento 32, que

mantuvo el mismo porcentaje de incidencia. En el último monitoreo la mayoría de los

tratamientos disminuyeron sus porcentajes de incidencia, solo los tratamientos 23, 24, 30,

33, 41 y 42 mantuvieron sus porcentajes de incidencia (Cuadro 17).

7.2.2. Severidad de Fusarium oxysporum

El análisis de varianza no mostró ningúna diferencia significativa (Cuadro 18) para

los tratamientos del ensayo 2 sobre los datos del primer monitoreo (Pr>F=0.0249), el

intermedio (Pr>F=0.3117) y el último (Pr>F=0.2025), pero al aplicar la prueba de

separación de medias se logró diferenciar dos grupos para el primer monitoreo con un valor

máximo de 1.60 para el tratamiento 27, el cual fue inoculado con las cepas Trich16 y C2B;

y un valor mínimo de 0.00 para el tratamiento 32, el cual fue inoculado con las cepas

Trich21 y A3A, para el tratamiento 33, el cual fue inoculado con las cepas Trich16. y A3A;

y para el tratamiento 34, que fue inoculado con las cepas Trich18 y A3A (Cuadro 19).

Cuadro 18. Valores de ANOVA para los tratamientos del ensayo 2, el factor Trichoderma

spp., el factor Fusarium oxysporum y la interacción de ambos factores, sobre el primer

monitoreo (07 ddt), el monitoreo intermedio (15 ddt) y el ultimo monitoreo (30 ddt).

Fuente de

variación

Significancia (Pr>F)

Tratamientos Trichoderma spp. Fusarium

oxysporum

Trichoderma spp.*

Fusarium oxysporum

7 ddta)

0.0249 0.5064 0.0029 0.0876

45 ddt 0.3117 0.7087 0.2729 0.1847

90 ddt. 0.2025 0.0858 0.8564 0.3092 a)ddt= Días después del trasplante

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45

Al realizar el análisis de varianza no se encontraron diferencias significativas

(Cuadro 18) para el factor Trichoderma spp. sobre el primer monitoreo (Pr>F=0.5064), el

monitoreo intermedio (Pr>F=0.7087 ) y el ultimo monitoreo (Pr>F= 0.0858).

Cuadro 19. Efecto de los tratamientos del ensayo 2 en la severidad de

síntomas de secadera para el primer monitoreo (7 ddt), monitoreo

intermedio (51 ddt) y el último monitoreo (95 ddt).

Tratamiento Cepas Severidad

7 ddta)

51 ddt 95 ddt

23 Trich12 vs. C2B 0.487 a b 0.559 a 0.559 a

24 Trich25 vs. C2B 0.487 a b 1.420 a 1.421 a

25 Trich24 vs. C2B 0.731 a b 0.487 a 0.000 a

26 Trich21 vs. C2B 1.047 a b 1.177 a 0.933 a

27 Trich16 vs. C2B 1.606 a 0.243 a 0.000 a

28 Trich18 vs. C2B 1.047 a 0.243 a 0.000 a

29 Trich12 vs. A3A 0.487 a b 0.243 a 0.000 a

30 Trich25 vs. A3A 0.975 a b 0.000 a 0.000 a

31 Trich24 vs. A3A 0.487 a b 0.487 a 0.000 a

32 Trich21 vs. A3A 0.000 b 0.487 a 0.000 a

33 Trich16 vs. A3A 0.000 b 0.000 a 1.866 a

34 Trich18 vs. A3A 0.000 b 0.731 a 0.000 a

35 Trich12 0.243 a b 0.000 a 0.000 a

36 Trich25 0.803 a b 0.487 a 1.362 a

37 Trich24 0.731 a b 0.000 a 0.000 a

38 Trich21 0.975 a b 0.243 a 0.243 a

39 Trich16 1.290 a b 0.243 a 0.243 a

40 Trich18 0.975 a 0.000 a 0.000 a

41 C2B 0.731 a b 0.000 a 0.933 a

42 A3A 0.487 a b 0.000 a 0.933 a

43 Sin inoculación 0.731 a b 1.177 a 1.177 a Medias con la misma letra no poseen diferencias significativas (α=0,05), a)ddt= días después del trasplante

De igual forma no se encontraron diferencias significativas (Cuadro 18) para el

factor Fusarium oxysporum sobre el primer monitoreo (Pr>F=0.0029), el intermedio

(Pr>F=0.2729) y el ultimo (Pr>F=0.8564). Para el primer monitoreo la prueba de

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46

separación de medias permitió diferenciar dos niveles de significancia. El valor más alto

fue para la cepa C2B con el valor de 0.876 (Cuadro 20).

El análisis de varianza no mostró diferencias significativas (Cuadro 18) para la interacción

Fusarium oxysporum y Trichoderma spp. sobre el primer monitoreo (Pr>F=0.0876), el

intermedio (Pr>F=0.1847 ) y el ultimo (Pr>F=3092).

Cuadro 20. Medias de las cepas de Fusarium oxysporum del ensayo 2 para el primer

monitoreo (7 ddt), monitoreo intermedio (51 ddt) y el último monitoreo (95 ddt).

Tratamiento Fusarium

oxysporum

Severidad

7 ddt a)

51 ddt 95 ddt.

43 Sin inoculación 0.821 a 0.307 a 0.432 a

41 C2B 0.876 a 0.590 a 0.549 a

42 A3A 0.348 b 0.278 a 0.400 a

Medias con la misma letra no poseen diferencias significativas (α=0,05), a)ddt= días después del trasplante

7.2.3. Efecto de la inoculación de las cepas de Trichoderma spp. y Fusarium

oxysporum. sobre las variables de crecimiento

Al igual que Sosa y colaboradores (2006) en un estudio realizado con Brachiaria

decumbens, en donde los valores obtenidos para los parámetros de crecimiento de la planta

evaluados, sugieren que el efecto de la interacción entre los microorganismos sobre la

planta hospedera fue de tipo neutral; en este ensayo los valores mostrados por los

tratamientos inoculados con las cepas de Trichoderma spp. no mostraron diferencias

significativas en las variables de crecimiento: altura (Pr>F=0.7901), número de hojas

(Pr>F=0.0041), número de tallos (Pr>F=0.4379), diámetro de tallo primario (Pr>F=0.3095)

y número de brácteas (Pr>F=0.0002) en las plantas del ensayo 2 (Cuadro 21), al

compararse con los tratamientos inoculados con las cepas de Fusarium oxysporum y el

tratamiento sin inoculación de cepas

La prueba de separación de medias permitió diferenciar dos niveles de significancia

para las variables de crecimiento: número de hojas con valores que oscilan de 2.8 a 11.6, el

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47

tratamiento 26 inoculado con las cepas Trich21 y la cepa C2B mostró el valor más bajo y el

tratamiento 40 testigo de la cepa Trich18 de Trichoderma spp. mostró el valor más alto y

para la variable número de brácteas con valores que oscilan de 2.8 a 15.4, nuevamente el

tratamiento 40 mostró el valor más alto y con el valor más bajo el tratamiento 33 con

inoculación de la cepas Trich16 y la cepa A3A (Cuadro 22).

Cuadro 21. Valores de ANOVA para los tratamientos del ensayo 2, el factor Trichoderma

spp., el factor Fusarium oxysporum y la interacción de ambos factores, sobre las variables

de crecimiento.

Fuente de

variación

Significancia (Pr>F)

Tratamientos Trichoderma spp. Fusarium

oxysporum

Trichoderma

spp.* Fusarium

oxysporum

Altura (cm) 0.7901 0.8675 0.7018 0.5178

Numero de hojas 0.0041 0.0082 0.0221 0.0782

Numero de tallos 0.4379 0.5441 0.8208 0.2575

Diámetro de tallo

primario(mm) 0.3095 0.0314 0.844 0.77

Número de brácteas 0.0002 0.0004 0.1333 0.0077

No se encontraron diferencias significativas, para el factor Trichoderma spp.

(Cuadro 21) en las variables de crecimiento: altura (Pr>F=0.8675), número de hojas

(Pr>F=0.0082), número de tallos (Pr>F=0.5441), diámetro del tallo primario

(Pr>F=0.0314) y número de brácteas (Pr>F=0.0004).

La prueba de separación de medias permitió diferenciar dos niveles de significancia

para la variable de crecimiento número de brácteas con valores que oscilan de 5.26 a 12.40,

con el valor más alto para la cepas Trich18 y el valor más bajo para la cepa Trich21

(Cuadro 23).

No se encontraron diferencias significativas (Cuadro 21), para el factor Fusarium

oxysporum en las variables de crecimiento: altura (Pr>F=0.7018), número de hojas

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48

(Pr>F=0.0221), número de tallos (Pr>F=8208), diámetro del tallo primario (Pr>F=0.8440)

y número de brácteas (Pr>F=0.1333).

Cuadro 22. Efecto de las cepas de Fusarium oxysporum y Trichoderma spp. en los

tratamientos sobre las variables de altura, número de hojas, número de tallos, diámetro del

tallo primario y número de brácteas.

Tratamiento Cepas Altura

(cm) No. hojas

No.

Tallos

D. Tallo

primario

(mm)

No.

Brácteas

23 Trich12 vs C2B 9.5 a 7.0 a b 3.6 a 0.700 a 5.8 a b

24 Trich25 vs C2B 8.0 a 5.2 a b 2.8 a 0.660 a 5.6 a b

25 Trich24 vs C2B 11.7 a 4.2 a b 2.6 a 0.720 a 5.4 a b

26 Trich21 vs C2B 8.6 a 2.8 b 2.2 a 0.540 a 4.8 a b

27 Trich16 vs C2B 12.1 a 7.4 a b 3.8 a 0.660 a 6.2 a b

28 Trich18 vs C2B 10.5 a 9.6 a b 3.0 a 0.680 a 12.5 a b

29 Trich12 vs A3A 9.5 a 4.0 a b 2.8 a 0.620 a 4.8 a b

30 Trich25 vs A3A 11.6 a 9.0 a b 3.4 a 0.700 a 13.0 a b

31 Trich24 vs A3A 8.9 a 4.2 a b 3.0 a 0.700 a 4.6 a b

32 Trich21 vs A3A 10.8 a 3.2 b 3.4 a 0.640 a 7.2 a b

33 Trich16 vs A3A 6.1 a 3.8 a b 1.6 a 0.380 a 2.8 b

34 Trich18 vs A3A 10.7 a 6.0 a b 3.2 a 0.680 a 9.2 a b

35 Trich12 12.5 a 6.8 a b 2.8 a 0.680 a 10.6 a b

36 Trich25 8.8 a 4.2 a b 3.0 a 0.660 a 3.0 b

37 Trich24 11.4 a 8.4 a b 3.4 a 0.680 a 6.0 a b

38 Trich21 9.4 a 7.2 a b 3.0 a 0.640 a 3.8 a b

39 Trich16 9.0 a 5.8 a b 3.0 a 0.560 a 8.8 a b

40 Trich18 11.3 a 11.6 a 3.2 a 0.600 a 15.4 a

41 C2B 9.9 a 7.8 a b 2.4 a 0.460 a 9.4 a b

42 A3A 9.5 a 6.8 a b 2.2 a 0.520 a 6.2 a b

43 Sin inoculación 10.4 a 9.2 a b 2.4 a 0.500 a 15.2 a Medias con la misma letra no poseen diferencias significativas (α=0,05)

No se encontraron diferencias significativas (Cuadro 21) al realizar el análisis de

varianza para la interacción entre Fusarium oxysporum y Trichoderma spp. (Pr>F=0.4243)

sobre las variables de crecimiento: altura (Pr>F=0.5178) número de hojas (Pr>F=0.0782),

número de tallos (Pr>F=0.2575), diámetro de tallo primario (Pr>F=0.7700) y número de

brácteas (Pr>F=0.0077).

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49

Cuadro 23. Medias del factor cepas de Trichoderma spp. del ensayo 2 para las variables de

crecimiento: altura, número de hojas, número de tallos y diámetro del tallo primario.

Tratamiento Trichoderma spp. Altura

(cm)

Número

de hojas

Número

de tallos

D. Tallo

primario

(mm)

Número

de

brácteas

43 Sin inoculación 9.933 a 7.933 a 2.333 a 0.493 a 10.267 a b

35 Trich12 10.500 a 5.933 a 3.066 a 0.666 a 7.067 b

36 Trich25 9.467 a 6.133 a 3.066 a 0.673 a 7.200 a b

37 Trich24 10.667 a 5.600 a 3.000 a 0.693 a 5.333 b

38 Trich21 9.600 a 4.400 a 2.866 a 0.606 a 5.267 b

39 Trich16 9.067 a 5.667 a 2.800 a 0.533 a 5.933 b

40 Trich18 10.833 a 9.067 a 3.133 a 0.653 a 12.400 a Medias con la misma letra no poseen diferencias significativas (α=0,05)

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8. CONCLUSIONES

Todas las cepas de Trichoderma spp. evaluadas superaron el efecto antagonista

contra Fusarium oxysporum de la cepa comercial sobresaliente (Trich18).

Todas las cepas de Fusarium oxysporum evaluadas mostraron patógenicidad a las

plantas nochebuena cv. Freedom Red.

Las tres cepas nativas (Trich11, Trich16, Trich20) de Trichoderma spp. utilizadas

en el ensayo 1, mostraron variación en su capacidad antagonista contra Fusarium

oxysporum al presentar diferentes niveles de incidencia y severidad de pudrición de raíz.

La cepa comercial (Trich18) de Trichoderma spp. mostró muy poca capacidad

antagonica, al estar en competencia con Fusarium oxysporum, ya que sus tratamientos

tuvieron el mayor número de plantas infectadas (hasta 80%) y mostraron valores altos en

los promedios de severidad en los tres monitoreos (0.68, 1.07 y 1.63)

La cepa comercial (Trich18) de Trichoderma spp. mostró un efecto estimulatorio al

crecimiento de las plantas de nochebuena, ya que aquellas que sobrevivieron a la

inoculación de Fusarium oxysporum, mostraron valores por encima del promedio para las

variables de crecimiento: altura, número de hojas y diámetro del tallo primario.

Las cepas de Fusarium oxysporum utilizadas en el ensayo 1, mostraron variación en

su patógenicidad hacia las plantas de nochebuena, la cepa C2B fue la que provoco el mayor

número de plantas infectadas y el mayor número de plantas muertas.

Las cinco cepas nativas de Trichoderma spp.( Trich12, Trich25, Trich24, Trich21,

Trich16) utilizadas en el ensayo 2, mostraron variación en su capacidad antagonista contra

Fusarium oxysporum, al presentar diferentes niveles de severidad de síntomas de secadera.

Las cepas nativas de Trichoderma spp. utilizadas en ambos ensayos mostraron

variación en su efecto estimulatorio al crecimiento de las plantas de nochebuena.

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51

9. PERSPECTIVAS

Las grandes posibilidades de uso de las cepas de Trichoderma spp. en el control de

enfermedades en ornamentales estimula las investigaciones a futuro.

Uno de los objetivos a futuro será el de combinar las diferentes cepas de

Trichoderma y probar su efecto contra la cepa patogénica de Fusarium oxysporum

seleccionada.

Realizar pruebas de las cepas de Trichoderma spp., en diferentes cultivos agrícolas

y ornamentales.

Realizar pruebas de las cepas de Trichoderma spp. con otros fitopatógenos de

importancia agrícola, para identificar las posibles interacciones y antagonismos.

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