12-Determinacion de Vitamina c en Bebidas No Alcoholicas Por Hplc
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PRACTICA Nº 12 : “DETERMINACION DE VITAMINA C EN BEBIDAS NO ALCOHÒLICAS POR HPLC” CURSO : INSTRUMENTACIÓN Y ANÁLISIS GRUPO : B2 SECCIÓN : V - B ALUMNA : TORRES SALDAÑA, Marleny DOCENTE : Mg. Q.F. Roger Rengifo Penadillos SECCIÓN ACADÉMICA DE QUÍMICA E INSTRUMENTACIÓN DEPARTAMENTO ACADÉMICO DE BIOQUÍMICA FACULTAD DE FARMACIA Y BIOQUIMICA
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VITAMINA C determinación en hplc Mediante el empleo de capilares surgió una nueva forma de electroforesis, denominada Electroforesis capilar (EC) que evita el fenómeno de convección y, por tanto, permite trabajar con campos eléctricos elevados y llevar a cabo separaciones electroforéticas con los mismos principios que la electroforesis convencional pero de forma más rápida, eficaz y de manera totalmente automática.1 Las separaciones por electroforesis capilar están basadas en (WAL LINGFORD. 1989; EWING, 1989; KARGER, 1989; GUZMAN, 1 989): “las diferencias en la movilidad electroforética de las especies a separar en los medios electroforéticos dentro de esos pequeños capilares”.1La técnica de electroforesis capilar presenta distintas denominaciones: • Electroforesis capilar en zona (EC2), • Electroforesis capilar en disolución libre (ECDL), • Electroforesis capilar de alta resolución (ECAR) o, simplemente, • Electroforesis capilar (EC). La electroforesis capilar fue descrita originalmente como electroforesis libre a finales de los años 60, concretamente en 1967 cuando HJERTÉN utilizó capilares de 3 mm de diámetro interno empleando campos eléctricos altos (HJERTÉN, 1967). Pero no fue hasta 1974 cuando VIRTANEN describió las ventajas de usar capilares con diámetros más pequeños (V1RTANEN 1974).1Todos estos primeros trabajos sobre EC se llevaron a cabo con instrumentación adaptada de la isotacoforesis y no fue hasta 1979 cuando MIKKERS y col. (1979) demostraron el uso de capilares de teflón con diámetros internos de 200 m para la electroforesis libre. Estos capilar es de diámetro relativamente pequeño reducían los fenómenos debidos a la convección y eliminaban los problemas asociados con la electroforesis de zona. Pero a pesar de las ventajas que ya se vislumbraban del empleo de la electroforesis capilar en relación a la celectroforesis convencional, estas publicaciones no despertaron gran interés y no fue hasta los trabajos de JORGENSON y LUCKACS en 1981 en los que se empleaban capilares de diámetros más pequeños (de unos 75 pm) hechos de cristal de pyrex, cuando se puede considerar el comienzo de la electroforesis capilar, debido a que quedó demostrado claramente la alta resolución, separación rápida de mezclas complejas, además de un fácil entendimiento de los aspectos teóricos (JORGENSON, 1981 a 1983).1La electroforesis capilar (EC) es una técnica analítica que permite la separación y cuantificación de una amplia gama de analitos (iones, péptidos, proteínas, carbohidratos, esteroides, ácidos nucleicos, vitaminas, fármacos, células, etcétera) provenientes de las diferentes áreas de la biotecnología, la industria farmacéutica, la clínica, la alimentaria y la ambiental, entre otras. Parte de la versatilidad y eficacia de esta técnica se debe a que combina elementos de otras técnicas analíticas; por ejemplo, utiliza detectores de alta sensibilidad como en la cromatografía de líquidos de alta resolución (HPLC) y el uso de capilares de sílice fundida (SiO2), como en la cromatografía de gases (GC). Además, estos capilares permiten la aplicación de altos campos eléctricos (100-500 V/cm) con una alta eficiencia para la disipación del calor, evitando los efectos adversos del calentamiento de Joule, y permiten la detección in situ, debido a la baja absorción de la radiación UV/vis y a la baja fluorescencia. Estos capilares están recubiertos de un polímero (poliamidas) que les confiere alta flexibilidad facilitando su manipulación.2
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PRACTICA Nº 12: “DETERMINACION DE VITAMINA C EN BEBIDAS
NO ALCOHÒLICAS POR HPLC”
CURSO : INSTRUMENTACIÓN Y ANÁLISIS
GRUPO : B2
SECCIÓN : V - B
ALUMNA : TORRES SALDAÑA, Marleny
DOCENTE :
Mg. Q.F. Roger Rengifo Penadillos
SECCIÓN ACADÉMICA DE QUÍMICA E INSTRUMENTACIÓN
DEPARTAMENTO ACADÉMICO DE BIOQUÍMICA
FACULTAD DE FARMACIA Y BIOQUIMICA
UNIVERSIDAD NACIONAL DE TRUJILLO
TRUJILLO - PERÚ
2014
UNIVERSIDAD NACIONAL DE TRUJILLO FACULTAD DE FARMACIA Y BIOQUÍMICA
I. MATERIALES Y EQUIPO:
Material:
Muestra: Bebida no alcohólica: néctar pulp durazno.
Ácido Ascórbico grado reactivo
Equipo de Filtrado con Filtro de Menbrana de Nylon NFM 0,45
(47mm OD- 0,45 um PORE SIZE)
Bomba de vacío
Equipo de ultrasonido
Filtros para jeringa de 0,45 um de tamaño de poro
Jeringas descartables de 10 mL.
Aparatos:
Cromatógrafo líquido HPLC (HP 1050)
INSTRUMENTACIÓN Y ANÁLISIS
CROMATÓGRAFO LÍQUIDO HPLC (HP 1050)
UNIVERSIDAD NACIONAL DE TRUJILLO FACULTAD DE FARMACIA Y BIOQUÍMICA
II. PROCEDIMIENTO:
1. FASE MÓVIL .-Preparar 500 mL, filtrar a través de la membrana NMF 0,45 y
desgasar por 10 minutos con ultrasonido.
2. PREPARACIÓN PATRÓN : Pesamos 25mg de acido ascórbico, depositar en una fiola
de 25 mL y disolver agua destilada a 40°C.Aforar con agua a las mismas condiciones.
Transferir o.1 mL de esta solución a una fiola de 10 ml y aforar con agua como antes se
ha indicado. Ésta es la SOLUCIÓN PATRÓN para inyectar al cromatógrafo HP 1050.
INSTRUMENTACIÓN Y ANÁLISIS
UNIVERSIDAD NACIONAL DE TRUJILLO FACULTAD DE FARMACIA Y BIOQUÍMICA
3. PREPARACIÓN ENSAYO: Medir 0,5 mL de la bebida
no alcohólica y en fiola de 10 mL, aforar con agua estilada
a 40ºC. Con la jeringa utilizando aguja Nº 21 medir 1 mL
de esta solución y filtrar.Este filtrado es la SOLUCIÓN
ENSAYO para inyectar al cromatógrafo HP 1050.
4. Colocar la fase móvil en el frasco correspondiente.
5. Nos dirigimos al laboratorio multifuncional a usar el cromatógrafo liquido
HPLC(HP1050) y realizamos lo siguiente:
En el programa cargar el método y secuencia creados para el análisis.
INSTRUMENTACIÓN Y ANÁLISIS
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6.- Fijar un flujo de 1 mL/min y con detección a 254 nm.
7.- Permitir que la columna esté en equilibrio antes del análisis. El oxígeno residual
presente en la columna puede ser removido por inyecciones sucesivas de SOLUCIÓN
PATRÓN, hasta obtener un área de pico constante.
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8.- Inyectar cada vez 20 uL de SOLUCIÓN PATRÓN Y SOLUCIÓN ENSAYO.
III. ANÁLISIS DE DATOS Y RESULTADOS:
INSTRUMENTACIÓN Y ANÁLISIS
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INSTRUMENTACIÓN Y ANÁLISIS
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INSTRUMENTACIÓN Y ANÁLISIS
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Fórmula para el cálculo de concentración:
o Donde:
o As: área del pico en la muestra
o Am: área del pico en el estándar
o Cs: Concentración de estándar (0.01 mg/mL)
o Cm: Concentración de Vitamina C en la ecuación de la muestra.
Calculo de la concentración de Ac. Ascórbico presente en la muestra de néctar de durazno
Cm= 0.01294500982 mg/mL
0.01357129394 mg/mL 1mL de solución néctar de DuraznoX 300 ml de solución néctar de Durazno
X= 3.883502946mg/mL
IV. CONCLUSIONES:
El tiempo de retención para la solución patrón (Ác. Ascórbico) en min. es de 1.400
El tiempo de retención para la muestra (néctar de durazno) en min. es de 1.399.
Se determinó la presencia de vitamina C presente en la muestra de néctar de durazno
que fue de 0.01294500982 mg/mL.
INSTRUMENTACIÓN Y ANÁLISIS
121588059392658
=0.01mg /mLCm
AsAm
= CsCm
![BEBIDAS ALCOHOLICAS[1] [Modo de Compatibilidad]](https://static.fdocuments.net/doc/165x107/577c7bce1a28abe054986ba5/bebidas-alcoholicas1-modo-de-compatibilidad.jpg)
