Litopenaeus vannamei, BOONE) CULTIVADO EN UN SISTEMA DE ...
97
INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL CENTRO INTERDISCIPLINARIO DE INVESTIGACIÓN PARA EL DESARROLLO INTEGRAL REGIONAL UNIDAD SINALOA DESEMPEÑO FISIOLÓGICO Y SUPERVIVENCIA DEL CAMARÓN BLANCO (Litopenaeus vannamei, BOONE) CULTIVADO EN UN SISTEMA DE RECIRCULACIÓN HETERÓTROFO TESIS QUE PARA OBTENER EL GRADO DE MAESTRÍA EN RECURSOS NATURALES Y MEDIO AMBIENTE PRESENTA ISMAEL EDUARDO VALENZUELA MADRIGAL GUASAVE, SINALOA; MÉXICO DICIEMBRE DE 2014
Transcript of Litopenaeus vannamei, BOONE) CULTIVADO EN UN SISTEMA DE ...
INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL
CENTRO INTERDISCIPLINARIO DE INVESTIGACIÓN PARA EL DESARROLLO INTEGRAL REGIONAL
UNIDAD SINALOA
DESEMPEÑO FISIOLÓGICO Y
SUPERVIVENCIA DEL CAMARÓN BLANCO
(Litopenaeus vannamei, BOONE) CULTIVADO
EN UN SISTEMA DE RECIRCULACIÓN
HETERÓTROFO
TESIS
QUE PARA OBTENER EL GRADO DE MAESTRÍA EN
RECURSOS NATURALES Y MEDIO AMBIENTE
PRESENTA
ISMAEL EDUARDO VALENZUELA MADRIGAL
GUASAVE, SINALOA; MÉXICO DICIEMBRE DE 2014
I
Agradecimientos a proyectos
El trabajo de tesis se desarrolló en el Departamento de Acuacultura del Centro
Interdisciplinario de Investigación para el Desarrollo Integral Regional (CIIDIR)
Unidad Sinaloa del Instituto Politécnico Nacional (IPN). El presente trabajo fue
apoyado económicamente a través del ___SIP_(Con número de
registro_20141387 ). El alumno Ismael Eduardo Valenzuela Madrigal fue apoyado
con una beca CONACYT con clave _127869_.
II
Dedicatoria
Dedico este trabajo a las personas que quiero en especial a mis padres María
Madrigal Arellano e Ismael Valenzuela Quiñonez, así como a mis hermanos
Misael y Alitzel, los cuales siempre ha estado y me han brindado su apoyo para
realizar cada una de mis metas. También a mis tíos Wences y Lupita por el gran
apoyo brindado.
Agradecimientos
Al CIIDIR-SINALOA, que a través de sus programas de posgrado, tuve la
oportunidad de desarrollar el presente trabajo.
Al consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (CONACYT), por apoyarme
económicamente durante mis estudios de maestría.
Al programa de Beca de Estímulo Institucional de Formación de Investigadores
(BEIFI), por apoyarme.
Un sincero agradecimiento a mi director de tesis el Dr. Wenceslao Valenzuela
Quiñonez, gracias por su apoyo y motivación durante mi formación académica y
en la elaboración de esta tesis.
A mis tutores el Dr. Héctor Manuel Esparza Leal, Dr. Antonio Luna González,
M.C. Ana Elsi Ulloa Pérez y al Dr. Francisco R. Quiroz Figueroa, por su
esfuerzo, dedicación y sugerencias para hacer de este un excelente trabajo.
A M.C. Jesús Arturo Fierro Cornado y Ely Sara, gracias por facilitarme su
valioso tiempo y su enorme apoyo que me brindaron en este trabajo.
A todos mis compañeros y amigos de generación, por su amistad y por los buenos
momentos que pasamos juntos.
III
Índice
Glosario
Índice de figuras
Índice de tablas
Resumen
Abstract
Introducción 1 Antecedentes 3 Justificación 8 Hipótesis 8 Objetivos
Objetivo General 9 Objetivo Específico 9
Materiales y métodos Organismos experimentales 10 Diseño del bioensayo 10 Condición de cultivo y crecimiento de juveniles 13 Análisis de Calidad del Agua 13 Toma de muestras de hemolinfa 14 Relación longitud-peso y factor condición 14 Identificación y cuantificación de microorganismos en flóculos 15
Cuantificación de bacterias (UFC mL-1) 15
Cuantificación e identificación de fitoplancton 15
Cuantificación e identificación de zooplancton. 16
Determinación de la composición proximal del floculo 16
Análisis bioquímico de la hemolinfa 17 Proteína total 17 Glucosa 17 Lactato
18
Crecimiento y Supervivencia 18 Índice de condición de fulton
19
Análisis estadísticos 20 Resultados
Variables físicas de calidad de agua 21 Oxígeno disuelto 21 Temperatura 21
IV
pH
21
Variables de calidad de agua 22 Amonio 22 Nitrito 22 Nitrato 23
Solidos sedimentables 23 Identificación de microorganismos en flóculos
25
Cuantificación de bacterias (UFC mL-1) 26 Cuantificación e identificación de fitoplancton 28 Cuantificación e identificación de zooplancton 31 Determinación de la composición proximal del flóculo 34
Crecimiento y supervivencia
Crecimiento 35 Supervivencia
35
Análisis bioquímico 37 Proteína total 37 Glucosa 38 Lactato
39
Relación longitud-peso y factor de condición 40
Discusión
Variables físicas de calidad de agua 41 Variables de calidad de agua 41 Solidos sedimentables
42
Identificación y cuantificación de microrganismos en flóculo 42 Bacterias 42 Fitoplancton 43 Zooplancton
43
Composición proximal del floculo en suspensión
45
Variables bioquímicas (proteína total, glucosa y lactato)
47
Relación longitud-peso y factor de condición 47
Conclusiones 49 Bibliografía 50 Anexo 58
V
Glosario
Aclimatación: proceso en el cual se acondicionan paulatinamente los organismos
a un determinado parámetro ambiental para evitarle el estrés.
ANOVA: En estadística, el análisis de la varianza (ANOVA, ANalysis Of VAriance,
según terminología inglesa) es una colección de modelos estadísticos y sus
procedimientos asociados, en el cual la varianza está particionada en ciertos
componentes debidos a diferentes variables explicativas.
Bacterias: las bacterias son organismos procariontes, esto quiere decir que están
formados por una sola célula carente de núcleo. Su ácido desoxirribonucleico
(ADN) se encuentra libre en el citoplasma y no tienen organeros, como
mitocondrias, cloroplastos o aparato de Golgi.
Biomasa: Es el peso vivo o el peso total de la materia viva en una superficie o
volumen determinada. Se expresa en unidades de peso/área, como kg/m3.
Biometría: Proceso de manipular a los organismos con el propósito de obtener su
peso y talla.
Cosecha: Recolección de productos derivados de un cultivo en cualquiera de sus
modalidades.
Crecimiento: Este representa la salida neta de una serie de procesos fisiológicos
y de comportamiento que inician con el consumo de alimento y finalizan con
incrementos en longitud y peso.
Fitoplancton: conjunto de los organismos acuáticos autótrofos del plancton, que
tienen capacidad fotosintética y que viven dispersos en el agua.
Flóculos en suspensión (Bioflocs): son conglomerados de microbios, algas,
protozoos y otros, juntos con detritus, partículas orgánicas muertas.
Glucosa: La glucosa es un monosacárido con fórmula molecular C6H12O6, la
misma que la fructosa pero con diferente posición relativa de los grupos -OH y O-.
Es una hexosa, es decir, que contiene 6 átomos de carbono, y es una aldosa, esto
es, el grupo carbonilo está en el extremo de la molécula.
VI
Hemolinfa: líquido circulatorio de los artrópodos y moluscos. Análogo a la sangre
en los vertebrados. Su composición varía de una especie a otra. Puede ser de
diferentes colores e incluso incolora; los pigmentos suelen proceder de la
alimentación o de los procesos metabólicos y no tienen ninguna función biológica,
ya que el transporte de gases es independiente del aparato circulatorio.
Lactato: El ácido láctico, o su forma ionizada, el lactato, también conocido por su
nomenclatura oficial ácido 2-hidroxi-propanoico o ácido α-hidroxi-propanoico, es
un compuesto químico que desempeña importantes roles en varios procesos
bioquímicos. Es un ácido carboxílico, con un grupo hidroxilo en el carbono
adyacente al grupo carboxilo.
Lípidos: son biomoléculas orgánicas de distribución prácticamente universal en
los seres vivos y que desempeñan en ellos numerosas funciones biológicas
Melaza: es un producto líquido y espeso derivado de la caña de azúcar, y en
menor medida de la remolacha azucarera, obtenido del residuo restante en las
cubas de extracción de los azúcares.
Proteína cruda: Se estima multiplicando el contenido de nitrógeno total (por el
método de Kjeldahl) por el factor que corresponde al contenido de nitrógeno que
posee una proteína (N X 6.25).
Proteína: Las proteínas son sustancias complejas formadas necesariamente por
los elementos: C, H, O, N, S y en algunos casos fósforo. Son de alto peso
molecular, forman dispersiones coloidales y están compuestas por L-alfa-
aminoácidos en enlace peptídico, arreglados en secuencia lineal que se arrolla
después para constituir cuatro niveles estructurales.
Supervivencia: acción y efecto de sobrevivir. Este término, por su parte, hace
referencia a vivir después de un determinado suceso.
Zooplancton: fracción del plancton constituida por seres que se alimentan, por
ingestión, de materia orgánica ya elaborada. Está constituido por protozooss, es
decir, protistas diversos, fagótrofos que engloban el alimento fagocitándolo.
También por larvas de animales más grandes como esponjas, gusanos,
equinodermos, moluscos o crustáceos, y de otros artrópodos acuáticos, así como
formas adultas de pequeño tamaño de crustáceos (copépodos o cladóceros)
rotíferos y fases juveniles de peces (alevines).
VII
Índice de Figuras
Figura
Pagina
1 Esquema del diseño experimental utilizado para el cultivo con 4 tratamientos: dos heterótrofos (T1= H35%, T2= H25%) y dos autótrofos (T3= A35%, T4 =A25%), con tres réplicas en cada bioensayo.
12
2 Concentración de amonio (A), nitritos (B) y nitratos (C) en el sistema de cultivo.
24
3 Concentración de sólidos sedimentables en el sistema de cultivo heterótrofo (A) y autótrofo (B).
25
4 Conteo de bacterias totales, Bacillus cereus y Vibrio spp. (UFC ml-1) en el sistema de cultivo.
27
5 Células de fitoplancton (A: Cianofitas, B: Clorofitas, C: Diatomeas y D: Dinoflagelados) encontrados en el sistema de cultivo.
30
6 Zooplancton (A: Ciliados, B: Rotíferos, C: Copépodos y D: Nematodos) encontrados en el sistema de cultivo.
33
7 Peso promedio de los organismos en el sistema de cultivo
35
8 Supervivencia de los organismos en el sistema de cultivo
36
9 Proteína total en Plasma de los organismos en el sistema de cultivo.
37
10 Glucosa en plasma de los organismos en el sistema de cultivo.
38
11 Lactato en Plasma de los organismos en el sistema de cultivo.
30
VIII
Índice de tablas
Tabla
Pagina
1 Oxígeno disuelto, temperatura y pH del agua del sistema de
cultivo.
22
2 Concentración de amonio, nitritos y nitratos.
23
3 Fitoplancton encontrado en los flóculos durante el desarrollo del bioensayo.
32
4 Zooplancton encontrado en los flóculos del bioensayo.
34
5 Composición proximal (proteína y lípidos) de flóculos (%) en el cultivo de L. vannamei.
40
6 Relación longitud-peso y factor de condición de los organismos en el sistema de cultivo.
44
IX
Resumen
Los sistemas integrados de recirculación para la producción acuícola se han
desarrollado debido a la necesidad que se tiene por evitar la contaminación del
agua y, para prevenir la entrada de patógenos que puedan desarrollar un brote
epidémico. La producción de flóculos en suspensión (biofloc) en sistemas de
cultivo, donde la manipulación de la comunidad microbiana se lleva a cabo bajo el
control de la relación C:N, puede ser uno de los factores que posibiliten una
optimización de la producción en sistemas de recirculación. Con sistemas de
biofloc es posible reducir la alimentación o aminorar la adición de proteína en el
alimento, debido a que este puede complementar los requerimientos de los
organismos bajo cultivo. En este trabajo se evaluó la condición fisiológica,
nutricional y crecimiento del camarón blanco cultivado en sistema de producción
sin recambio de agua y aprovechamiento de los desechos de producción para
generar biomasa bacteriana en forma de flóculos utilizando diferente proteína en la
alimentación (Purina ® Camaronina 35% y 25% de proteína). El diseño
experimental para el cultivo conto con 2 tratamientos heterótrofos (H35% y H25%) y 2
autótrofos (A35%, A25%), con tres repeticiones. Se determinó la concentración de
nitrito (NO2-), nitrato (NO3
-) y amonio (NH4+). Un total de 480 organismos se
cultivaron. La concentración media (±EE) de oxígeno disuelto fue 7.16 ± 0.14 mg
L-1. La temperatura media global fue de 29.95 ± 0.29 ° C. La concentración inicial
de nitrito (N02-) y nitrato fue 0.368 ± 0.066 mg L-1 y 0.041 ± 0.015 mg L-1,
respectivamente. La concentración total de bacterias alcanzó valores hasta de
100.000 UFC mL-1 en los tratamientos heterótrofos. Los microorganismos en los
flóculos en suspensión (fitoplancton, zooplancton y bacterias) fueron dominantes
en los tratamientos heterótrofos. El cultivo heterótrofo fue superior en la captación
de componentes nitrogenados, en el desempeño y en la condición fisiológica
(factor de condición) del camarón superando al cultivo autótrofo.
X
Abstract
The integrated recirculation systems for aquaculture production have been
developed due to the need that you have to avoid water pollution and to prevent
the entry of pathogens that can develop an outbreak. Production suspended flocs
(biofloc) in culture systems where handling of the microbial community is
performed under the control of the C: N ratio, can be one of the factors that allow
optimization of the production systems recirculation. Biofloc systems may reduce
or minimize power adding protein in the food because it can supplement the
requirements of the organisms under cultivation. In this study the physiological,
nutritional status and growth of white shrimp grown in production system without
water exchange and utilization of production waste to generate bacterial biomass
in the form of flocs using different protein in the diet (Purina ® Camaronina 35%
and 25% of protein). The experimental design for growing heterotrophic had with 2
treatments (H35% and H25%) and 2 autotrophs (A35%, A25%), with three replications.
The concentration of nitrite (NO2-), nitrate (NO3-) and ammonium (NH4+) was
determined. A total of 480 organisms were grown. The mean concentration (± EE)
of dissolved oxygen was 7.16 ± 0.14 mg L-1. The global average temperature was
29.95 ± 0.29 ° C. The initial concentration of nitrite (N02-) and nitrate was 0.368 ±
0.066 mg L-1 and 0.041 ± 0.015 mg L-1, respectively. The total concentration of
bacteria reaching values up to 100,000 UFC mL-1 in heterotrophic treatments.
Microorganisms in the flocs in suspension (phytoplankton, zooplankton and
bacteria) were dominant in heterotrophs treatments. The heterotrophic culture was
superior in capturing nitrogenous components, performance and physiological
condition (condition factor) shrimp farming autotrophs beating.
1. Introducción
La acuicultura puede ser definida como el cultivo de plantas o animales
acuáticos en condiciones controladas (Timmons et al., 2002). El camarón es el
principal producto acuícola en término de valor, con un total del 15% en comercio
internacional de todos los productos pesqueros para el año 2014 (FAO, 2014). La
camaronicultura se destaca como una de las actividades de mayor crecimiento y
expansión a nivel mundial. En México, durante el año 2013, se registró una
producción de alrededor de 102437 mil toneladas con un valor aproximado de $
7,550,001 miles de pesos (CONAPESCA, 2013). El camarón del pacífico
Litopenaeus vannamei, es la especie cultivada con mayor intensidad en México
debido a los altos rendimientos y al rápido crecimiento en los sistemas de cultivo
(Allen et al., 2000).
El cultivo intensivo de camarón es posible adaptarlo a los requerimientos de
mínimo recambio de agua y altas densidades de organismos por metro cuadrado
(Araneda et al., 2008; Ray et al., 2009). La disminución del intercambio del agua
reduce la descarga de subproductos de la actividad, el intercambio entre las
poblaciones silvestres y en cautiverio, y la introducción de especies exóticas del
medio silvestre. En los últimos años, la creciente preocupación por el impacto de
las granjas camaroneras al medio ambiente, asociado con la incidencia de
enfermedades, ha llevado al desarrollo de sistemas de producción con poco o nulo
cambio del agua (Hopkins et al., 1995). La tecnología para producir flóculos en
suspensión (llamado “biofloc”) es un concepto nuevo en la acuicultura, donde la
manipulación de la comunidad microbiana se lleva a cabo bajo condiciones
controladas en el sistema de cultivo. La descomposición del alimento y
excreciones de los animales, contribuye al aumento de las concentraciones de
amoníaco, que es tóxico para los camarones. El contenido de proteína de
alimentación (que representa hasta el 45% de inversión) se puede reducir; esto
debido a la proteína proporcionada por la suplementación de la comunidad
microbiana (Burford et al., 2004; Wasielesky et al., 2006). El sistema facilita la
producción de organismos en altas densidades de siembra de una manera
sostenible y de bio-seguridad (McAbee et al., 2003; Vinatea et al., 2009).
La comunidad microbiana en un cultivo intensivo con mínimo recambio es
responsable del reciclamiento de nutrientes de compuestos nitrogenados. Algas y
bacterias heterotróficas pueden asimilar directamente el amoníaco para construir
sus proteínas celulares, mientras que las bacterias nitrificantes pueden oxidar
amoníaco para formar nitrito y nitrato (Ebeling et al., 2006). Cada uno de estos tres
grupos contribuyen a la desintoxicación de residuos nitrogenados, pero cada uno
tiene sus inconvenientes ya que las algas están limitadas en la cantidad de
nitrógeno que pueden asimilar (Brune et al., 2003) y las bacterias heterotrófas
requieren cantidades sustanciales de oxígeno para asimilar amoníaco (Browdy et
al., en prensa), y las bacterias nitrificantes puede tardar tiempo para establecerse
en el cultivo, por lo que pueden presentarse altas concentraciones de amoníaco y
nitrito hasta niveles toxicos para los organismos (Ray et al., 2009).
Para estimular la rápida absorción del amoníaco por las bacterias
heterótrofas se pueden añadir al agua de cultivo una fuente de carbono orgánico,
como la sacarosa (Crab et al, 2007; Avnimelech, 2009;). Una relación carbono:
nitrógeno (C:N) de los insumos del sistema (alimentación y carbohidratos) por
encima de aproximadamente 10 debería resultar en una eficiente asimilación de
amoníaco (Avnimelech, 1999; Ebeling et al,. 2006). Para asimilar eficazmente
amoníaco, estas bacterias deben expandir la biomasa; sin embargo, el nitrógeno
que asimilan no es retirado del sistema a menos que las bacterias se eliminen. La
comunidad microbiana puede reciclar nutrientes y proporcionar beneficios para el
crecimiento de los organismos y mejorar el factor de conversión alimenticia (FCA)
(Moss, 1995; Wasielesky et al., 2006; Ju et al., 2009).
Con este estudio se pretende aportar información sobre sistemas de
recirculación heterótrofos con baja salinidad y con bajo suministro de alimento, lo
que puede provocar un incremento en los niveles de producción, mediante
técnicas de evaluación de respuestas nutricionales y fisiológicas que el camarón
puede presentar bajo las condiciones de cultivo.
3
2. Antecedentes
En los últimos años, aproximadamente la mitad del camarón en el comercio
internacional se ha derivado de la acuicultura (Cascorbi, 2012). Según la FAO
la producción mundial de camarón reportada en el 2012 fue de 7.68 millones de
toneladas, de las cuales 44% fue de captura, con 3.35 millones de toneladas, y
56% fue producida vía acuicultura, con 4.33 millones de toneladas. De la
producción mundial, 79% de camarón de acuicultura se concentra en cinco países
del sureste asiático. En relación a los impactos en la producción, la FAO
menciona: “Los volúmenes de producción mundial de camarón cultivado
descendieron en el 2012 y, en particular, en el 2013, por problemas con el
síndrome de mortalidad temprana en Asia y América Latina. La acuicultura a
escala mundial tiene como retos: proveer al mercado, satisfacer el incremento del
consumo per-capital de productos acuáticos, y lograrlo mediante una producción
sustentable y amigable con el ambiente que genere productos de alta calidad
nutricional, funcionales, sanos, inocuos y bio-seguros (Magallón et al., 2007).
Cifras preliminares de la CONAPESCA refieren que en el 2012 se produjeron en
México 99,179 toneladas de camarón de cultivo, con un valor estimado en cinco
mil 271 millones de pesos (SAGARPA, 2013).
Las prácticas de cultivo de camarón marino generalmente emplean el uso
de dietas balanceadas con varios compuestos de alto costo como la harina de
pescado. Estos alimentos acuícolas están formulados para satisfacer todos los
requerimientos esenciales de nutrientes de las especies cultivadas. Sin embargo,
los camarones cultivados en sistemas de producción experimentales, bioseguros,
con cero recambios de agua han mostrado que el camarón también puede obtener
una porción substancial de su nutrición a partir de microorganismos producidos
endogámicamente dentro de estos sistemas de cultivo. Los estos sistemas de
producción se comportan como bioreactores aeróbicos vivientes, similares en lo
que podría esperarse a instalaciones de tratamiento de aguas de sedimentos y
aguas de desechos. También señalan que los microorganismos residentes
también juegan un rol esencial en el tratamiento de desechos biológicos mediante
4
su utilización y eliminación de desechos fecales potencialmente tóxicos y
metabolitos procedentes del sistema de cultivo; además de mantener los
ecosistemas saludables y estables (Decamp et al., 2002).
Algunas variables bioquímicas de la hemolinfa del camarón son usadas
para evaluar y monitorear la condición fisiológica. Entre estos parámetros se
encuentran el lactato, glucosa, proteína y hemocianina, los cuales han resultado
ser buenos indicadores de la fisiología general. De estos, el lactato y
particularmente la glucosa se han descrito como los mejores indicadores de estrés
(Racotta y Palacios, 1998; Sánchez et al., 2001; Pascual et al., 2003).
Las variables bioquímicas tales como la glucosa y las proteínas son
utilizadas para evaluar situaciones de estrés (Sánchez et al., 2001). Se ha
reportado que la concentración de proteínas totales en la hemolinfa representan
un indicador de la calidad de la dieta (Cedeño et al., 2000). Los niveles de glucosa
en la hemolinfa también pueden ser usados para indicar el estado nutricional de
los camarones, dada su relación con los niveles de carbohidratos en la dieta
(Rosas et al., 2002). Hall y van Ham (1998) y Racotta y Palacios (1998) sugirieron
además que los niveles de glucosa y lactato en hemolinfa pueden ser
considerados como indicadores biológicos del estrés para camarones. Un
incremento fuerte y rápido de las concentraciones de glucosa en la hemolinfa
(hiperglicemia), es una respuesta al estrés en los animales, dichas
concentraciones pueden retornar a la normalidad entre “20-30 mg dl-1” (Racotta y
Palacios, 1998) en animales sanos, una vez que desaparezca el efector
estresante.
Las proteínas, compuestos constituidos por unidades más sencillas, los
aminoácidos, no sólo ocupan una posición central por ser la base para la
formación de enzimas, hormonas, hemocianina, componentes de la respuesta
inmunitaria, sino que además intervienen directamente en la construcción de
tejidos (crecimiento) (Rosas et al., 2000), y en la reparación y mantenimiento de
5
estos. Asimismo, son fuente de energía en los procesos catabólicos y son
esenciales en el metabolismo de carbohidratos y lípidos (Claybrook, 1983; Pascual
et al., 2003).
Se han propuesto tres principales causas sobre la disminución de proteínas
en plasma, las cuales pretenden explicar en forma conjunta la utilización de esta
variable en respuesta a diversas condiciones de estrés (Rosas et al., 2004;
Mercier, 2007). En primer lugar, se ha reconocido que los camarones cultivados se
encuentran bien adaptados a utilizar proteínas como fuente de energía. En
segundo lugar, se ha documentado que parte de las reservas proteicas, en forma
de aminoácidos libres, son movilizadas con el fin de mantener el equilibrio
osmótico, el cual tiende a ser variable en condiciones de cultivo (Rosas et al.,
2002; 2004). En tercer lugar, considerando que el sistema de defensa tiene una
base proteica, la respuesta inmune dependerá del metabolismo de proteínas
(Sritunyalucksana y Söderhall, 2000).
La glucosa representa la principal fuente de carbohidratos circulantes y
proviene de tres fuentes: por absorción intestinal, por hidrólisis de glucógeno
(glucogenólisis) y por su síntesis a partir de lactato, aminoácidos y glicerol
(gluconeogénesis). La glucosa es fuente de energía y es necesaria para la
formación de la quitina, glucoproteína que forma el exoesqueleto. También se
encuentra el lactato, producto del metabolismo de carbohidratos que se asocia a
condiciones de estrés, por la activación del metabolismo anaerobio (Pascual et al.,
2003).
Los sistemas integrados de recirculación cerrados en acuicultura se han
desarrollado debido a la preocupación cada vez mayor por la contaminación del
agua y para prevenir enfermedades infecciosas a través de los recambios agua
(Muangkeow, 2007). Recientemente, una nueva estrategia de producción ha
surgido; llamada sistemas intensivos con cero recambio de agua. El limitado
intercambio de agua permite al acuicultor reducir, o incluso eliminar, la amenaza
6
de una infección microbiana por las aguas de recambio, disminuir la cantidad de
nutrientes liberados al ambiente, para reducir o eliminar la transferencia de
patógenos desde la granja hasta el medio ambiente, mientras se mantiene buena
calidad del agua en el cultivo (Horowitz y Horowitz, 2002).
En estos sistemas, la acumulación de amoníaco se controla mediante la
manipulación de la relación carbono/nitrógeno de tal manera que se promueva el
crecimiento de las bacterias heterótrofas (Avinimelech, 1999; McIntosh, 1999;
McIntosh, 2001). Como resultado, el amoníaco-nitrógeno se elimina del sistema a
través de la asimilación en la biomasa microbiana. El beneficio adicional, para
alguna especie de acuicultura (camarón o tilapia), pueden ser una fuente
importante de proteína del alimento, la reducción de los costos de producción y
mejorar así la rentabilidad de la producción (McIntosh, 1999; Moss, 2002). La tasa
de crecimiento de L. vannamei mejora cuando se cultiva con alta carga de
partículas en el agua comparado con el cultivo en agua con baja o sin materia
floculada (Moss y Pruder 1985; Otoshi et al., 2001). También Moss et al. (1999)
demostraron que cuando los tamaños de las partículas seleccionadas fueron
retenidos en el agua de cultivo, las tasas de crecimiento del camarón fueron
mayores en comparación con los sistemas de agua clara. Otros resultados
también sugieren que la ausencia de sólidos en suspensión y de materia floculada
podría afectar negativamente el ciclo de nutrientes y el rendimiento de los
camarones en sistemas de producción intensivos (Wang, 1990; Burford y
Longmore, 2001).
En proporciones elevadas de carbono/nitrógeno (C:N) promueve que
microorganismos heterótrofos dominan sobre los microorganismos autótrofos y
asimilan el nitrógeno amoniacal total, nitrito y nitrato, para producir proteínas
celulares que pueden servir como fuente de alimento suplementario para el
camarón (Avnimelech et al,. 1982; Avnimelech et al., 1994; Avnimelech, 1999;
Moss et al., 1999; Browdy et al., 2001; Burford y Lorenzen, 2004). En un sistema
basado en producción heterótrofa microbiana, los flóculos bacterianos
7
proporcionan una calidad de agua más estable que un sistema autótrofo basado
en la producción de fitoplancton (Boyd y Clay, 2002). Los sistemas de producción
con limitada o nula descarga de agua con buena aireación los flóculos bacterianos
se encuentran en forma de sólidos en suspensión (Avnimelech et al., 1982). En un
sistema de limitada descarga y equilibrado, la suplementación de carbono estimula
la absorción de amoníaco por las comunidades microbianas (Avnimelech, 1999;
Hari et al., 2004).
8
3. Justificación
El cultivo del camarón L. vannamei en agua de baja salinidad, sin recambio
de agua y uso de la productividad primaria como sustituto parcial de alimento
balanceado es una estrategia ajustable para la reducción de los costos de
producción y un consecuente impacto positivo en la producción acuícola. El
presente trabajo busca conocer el comportamiento nutricional y fisiológico del
camarón cultivado en sistemas de recirculación heterótrofo sin recambio de agua
para mantener la calidad del agua y minimizar el uso de alimento balanceado.
4. Hipótesis
El camarón blanco (L. vannamei), cultivado en un sistema heterótrofo y con
cero recambio de agua y uso de alternativo de la productividad primaria como
sustituto de alimento balanceado, tiene un comportamiento fisiológico, crecimiento
y supervivencia igual al del cultivo autótrofo tradicional con recambio.
9
5. Objetivo general
Evaluar la condición fisiológica, nutricional y el crecimiento del camarón blanco
cultivado en un sistema de producción sin recambio de agua y mínimo uso de
alimento balanceado, aprovechamiento de los desechos de producción.
5.1. Objetivos específicos
Comparar, en los sistemas autótrofo y heterótrofo, la relación entre las
variables de calidad del agua, densidad y composición del flóculo,
diversidad de fitoplancton y zooplancton, con el crecimiento y supervivencia
del camarón.
Determinar el comportamiento de las variables bioquímicas del
metabolismo (proteína, glucosa y lactato) en L. vannamei en cultivos
autótrofo y heterótrofo.
Determinar el comportamiento fisiológico (índice de condición k de Fulton) y
el crecimiento de L. vannamei cultivado en sistemas autótrofo y heterótrofo.
10
6. Materiales y Métodos
6.1. Organismos experimentales
Se obtuvo un lote de postlarvas de camarón provenientes de un criadero
comercial, a los cuales se les realizó una PCR para verificar que estuvieran libres
del virus de la mancha blanca (WSSV) y el virus de la necrosis hipodérmica y
hematopoyética infecciosa (IHHNV). Los organismos fueron transferidos a una tina
de pre-cría de geomembrana (5 de diámetro x 1 m de profundidad). La salinidad
de mantenimiento fue de 15 g L-1. El sistema de cultivo experimental se llevó a
cabo en invernadero el cual estaba protegido de la luz solar con malla sombra del
95% de cubrimiento de luz y recubierto con plástico para mantener la temperatura
del agua. Los organismos fueron alimentados tres veces al día a base de un
alimento comercial (Purina® Camaronina 25% y 35% de proteína).
6.2. Diseño del bioensayo
Los cultivos se realizaron en condiciones de invernadero, controlando la
temperatura mediante termostatos con capacidad de 800 watts (Finnex®, HC-
0800). El cultivo se realizó en el sistema de recirculación del CIIDIR-IPN en 12
unidades experimentales de plástico con capacidad de 1,000 L (800 L de volumen
útil) que funcionaban como sistemas independientes durante 104 dias. En cada
unidad experimental se sembró a una densidad de 25 orgs m-2, es decir 50 por
tina de cultivo. Cada sistema fue aireado vigorosamente a través de tres
mangueras de aereotubo de difusión de 50 cm de largo c/u. Se contó con un filtro
a base de gravilla y arena por tratamiento, posteriormente el agua filtrada
regresaba de nuevo a las tinas de cultivo utilizando una bomba sumergible (marca
Evans México) de capacidad de flujo de 15.6 L min-1 (Fig. 1).
Se analizaron cuatro tratamientos; recirculación heterótrofo (RH) con 35% y
25% de proteína y el autótrofo (RA) con 35% y 25% de proteína. La proteína es el
porcentaje suministrado (inclusión) en al alimento balanceado comercial (Purina®
Camaronina 25 y 35% de proteína); tres veces al día a razón del 5% del peso de
11
su biomasa. Se suministró melaza como fuente de carbono a los tratamientos
heterótrofos. La cantidad de melaza añadida se calcula con base a Avnimelech
(1999) y Ebling et al. (2006) suponiendo que 6 g de carbono son necesarios para
convertir 1 g de TAN, esta se administraba diariamente, independientemente de la
cantidad de amoniaco en las tinas de cultivo.
12
Figura 1.- Esquema del diseño experimental utilizado para el cultivo con 4 tratamientos: dos heterótrofos (T1= H35%, T2= H25%) y dos autótrofos (T3= A35%, T4 =A25%), con tres réplicas en cada bioensayo.
13
6.3. Condición de cultivo y crecimiento de juveniles
Los juveniles (0.288 ± 0.130 g) fueron seleccionados con base en su
apariencia morfológica y coloración (aparentemente sanos) y se colocaron en las
tinas de cultivo teniendo cuidado de no dañarlos. Las tinas se mantuvieron con
aireación constante para mantener una concentración de oxígeno disuelto de 4-5
mg L-1.
Durante el bioensayo, diariamente se tomaron registros de temperatura y
oxígeno disuelto los cuales fueron monitoreados con un oxímetro (modelo YSI 58).
Así mismo, se monitoreo el pH con un potenciómetro (HI-98108) y la salinidad con
un refractómetro portátil (Modelo PCE-0100). La alimentación se calculó
ajustándose a la biomasa, para lo cual los animales fueron medidos y pesados
individualmente cada 15 días durante. Los organismos se pesaron en una balanza
granataria (Oxaus Scout, USA) de ± 0.1 g de precisión, para lo cual el organismo
se introdujo en un vaso de precipitado con agua para evitar el exceso de manejo.
Los animales se midieron de extremo a extremo (cm) con ayuda de una regla
(rostrum-uropodos).
Semanalmente, se tomaron muestras de agua para determinar los sólidos
sedimentables que son los materiales que sedimentan de una suspensión en un
período de tiempo definido en un cono Imhoff (Scienceware, Pocomoke, Estados
Unidos).
6.4. Análisis de calidad del agua
La determinación de la concentración de nitritos (NO2-), nitratos (NO3
-) y
amonio (NH4+) se llevó a cabo quincenalmente con el método de Strickland y
Parsons (1972). La concentración de nitrógeno amoniacal (TAN) se determinó
mediante la técnica del fenato. La estimación de nitritos (N-NO2-) se basó en la
formación de grupos azo (N=N) y los nitratos (N-NO3-), previa reducción en una
columna de cadmio activo, se analizaron de forma similar a nitritos. Para la
14
determinación analítica de estas especies químicas se utilizó un espectrofotómetro
(Genesys 2, ThermoSpectronic NY, USA).
6.5. Toma de muestras de hemolinfa
El estado nutricional de los organismos experimentales se valoró por la
concentración de lactato, glucosa y proteínas totales en hemolinfa. Durante una
semana se mantuvieron en reposo en el sistema experimental para tomar la
primera muestra de hemolinfa y observar la condición general de salud, las
muestras fueron tomadas dos veces, es decir una a la mitad (cuando los
organismos superaron los 4 g de peso en la semana 9) y la otra al final del
bioensayo (semana 14).
Para determinar las variables bioquímicas se extrajo hemolinfa de los senos
hemolinfáticos ventrales de los camarones con jeringas previamente cargadas con
anticoagulante (SIC-EDTA). Previo a ser usadas, las jeringas se lavaron y se les
adicionó SIC-EDTA (NaCl 450 mM, KCl 10 mM, Hepes 10 mM, EDTA 10 mM, pH
7.3) frio (4 °C) en una relación 1:2 (un volumen de hemolinfa y dos de SIC-EDTA)
(Vargas-Albores et al., 1993). Al extraer la hemolinfa, se evitó la formación de
burbujas en la jeringa, ya que éstas aceleraran el proceso de coagulación y con
ello pueden ocasionar una alteración de sus componentes.
6.6. Relación longitud-peso y factor de condición
La condición general del camarón se estimó con la ecuación de Fulton (K)
(Pauly, 1984). Este es un modelo potencial usado para evaluar la relación
longitud-peso en los organismos.
La relación total de longitud-talla-peso para las diversas edades se ajusta
usando el modelo potencial:
Pt = a (Lt)b
Donde Pt es el peso del organismo en (g); Lt es la longitud total (cm), a y b
son los coeficientes de ajuste (Esto es importante para saber si el crecimiento es
15
isométrico o alométrico negativo (b > 3) o positivo (b < 3) en la relación talla-peso.
Wootton (1992) señaló que el crecimiento será alométrico positivo cuando el peso
del organismo aumenta más que la longitud (b > 3) y alométrico negativo cuando
la longitud aumenta más que el peso (b < 3).
6.7. Identificación y cuantificación de microorganismos en flóculos
6.7.1. Cuantificación de bacterias (UFC mL-1)
Se tomaron muestras de agua mensualmente para estimar la cantidad de
bacterias presentes en el cultivo. Las muestras de agua fueron procesadas
inmediatamente y se determinaron las unidades formadoras de colonias por
mililitro (UFC mL-1) utilizando el método de diluciones seriadas decimales, usando
los medios de cultivo TSA para bacterias totales (Agar soya tripticaseina, Bioxon®),
MYP selectivo para Bacillus cereus (Agar Manitol-Yema de huevo-Polimixina,
DifcoTM) y TCBS para Vibrio spp. (Agar Tiosulfato Citrato Bilis Sacarosa, DifcoTM).
6.7.2. Cuantificación e identificación de fitoplancton
En el agua de las tinas de cultivo, la composición taxonómica de los
organismos se estudió por mes y al final del periodo experimental. Las muestras
de fitoplancton se colectaron en botellas oscuras de 100 mL de cada uno de los
tanques. Las muestras se fijaron con 1 ml de lugol al 1% para preservar el
plancton, dejándose reposar hasta su lectura. El fitoplancton se identificó hasta el
nivel de grupo (diatomeas, cianofitas y clorofitas.) utilizando los manuales de
Thomas (1997) y Alkandari et al. (2009). Las muestras se analizaron en una
cámara de Neubauer bajo un microscopio óptico compuesto (Axiostar plus, Zeiss
Light Microscopy, Göttingen, Alemania). Una vez homogenizada la muestra se
tomó 1 ml que fue puesta en las celdas abarcando las dos áreas que conforman la
16
cámara. Los conteos se realizaron en los 4 cuadros de las esquinas, los cálculos
se llevaron a cabo con la siguiente fórmula:
No. células/ml = C / 4 * 10,000
Donde C = Número de células contadas en los 4 cuadros.
6.7.3. Cuantificación e identificación de zooplancton
Para la toma de muestras de zooplancton se tomó o recolecto un litro de
agua utilizando un recipiente de 1L de capacidad. El filtrado se hizo pasar por una
serie de tamices de 64, 193 y 341 µm, cada una de las fracciones se colocó en
botellas de cristal ámbar de 100 ml. Para la preservación de los organismos se
utilizó formol al 5%. Para la visualización de los organismos al microscopio se
colocó una muestra en una placa de conteo o se puede utilizar también la cámara
Sedwick- Raffter o una caja de Petri cuadriculada. La observación y conteo de
organismos se realizó con la ayuda de un microscopio. Para muestras muy
concentradas se eligieron algunas de las cuadrículas y se obtuvo el promedio, el
cual se multiplicó por el número de cuadrículas totales. Para la identificación de los
organismos se utilizaron las claves de Newell y Newell (1963) y Smith (1977).
6.7.4. Determinación de la composición proximal del flóculo
Las muestras de los flóculos, para análisis proximal, se tomaron al final del
bioensayo. Muestras concentradas de flóculo por tanque se secaron en un horno a
102 °C hasta peso constante y se conservaron en un refrigerador (4ºC). Al final
del experimento, el conjunto de muestras fueron maceradas y procesadas para su
posterior análisis de acuerdo a los métodos de la AOAC (1990). El contenido de
17
proteína cruda se determinó por el método de Kjeldahl y el de lípidos por el
método de Soxhlet.
7. Análisis bioquímico de la hemolinfa
7.1. Proteína total
La concentración de proteínas se determinó de acuerdo al método de
Bradford (1976) adaptado a microplaca (Racotta y Palacios, 1998). Este método
se basa en la reacción de los grupos amino libres con el azul de Comassie en
presencia de ácido fosfórico y etanol produciendo un compuesto colorido.
Primeramente, se realizó una dilución 1:200 del plasma Y a partir de esta dilución
se colocaron 20 µL en una microplaca. Posteriormente, se agregaron 180 µL de la
solución reactiva de Bradford (Bio-Rad, 500-0006; Hercules, CA, USA), mismas
que se dejaron reaccionar por 10 min a temperatura ambiente. Transcurrido el
tiempo de reacción, las microplacas se colocaron en un lector de microplacas
(Multimode Detector (DTX 880) LabWrench, Singapore, Singapore) y las
absorbancias se midieron a una longitud de onda de 595 nm. La curva de
calibración se realizó a partir de una solución albumina sérica bovina (Sigma,
Aldrich, MO, USA) con las siguientes concentraciones: 1.000, 0.500, 0.250, 0.125,
0.062, 0.031 mg mL-1. Como solución blanco se utilizó SIC-EDTA.
7.2. Glucosa
La concentración de glucosa se determinó de acuerdo al método GOD-PAP
(Randox, Crumlin, Reino Unido) utilizando el procedimiento descrito en el kit
comercial, el cual consiste en la oxidación enzimática (glucosa oxidasa) de
glucosa liberando peróxido de hidrógeno que a su vez reacciona con fenol y 4-
amino fenazona en presencia de una peroxidasa, dando un cromógeno rojo violeta
de antipirilquinonimina, que es proporcional a la cantidad de glucosa contenida en
la muestra. Para dicho análisis se colocaron 20 µL del plasma sin diluir en una
microplaca. Posteriormente, se agregaron 200 µL de la solución reactiva (por
18
triplicado), mismas que se dejó reaccionar 30 min. a temperatura ambiente.
Transcurrido el tiempo de reacción las microplacas se colocaron en un lector de
microplacas (Multimode Detector (DTX 880) LabWrench, Singapore, Singapore) y
las absorbancias se midieron a una longitud de onda de 490 nm. La curva de
calibración se elaboró a partir de una solución estándar que tenía una
concentración de 100 mg dL-1 (5.5 mmol L-1). Para elaborar la curva de calibración,
se utilizaron las siguientes concentraciones: 100.00, 50.00, 25.00, 12.50, 6.25,
3.12, 1.56, 0.17 mg dL-1. Como solución blanco se utilizó solución isotónica para
crustáceos SIC-EDTA.
7.3. Lactato
La concentración de lactato se determinó de acuerdo al método enzimático-
PAP (Randox, Crumlin, Reino Unido) utilizando el procedimiento descrito en el kit
comercial. Para dicho análisis se colocaron 20 µL del plasma sin diluir en una
microplaca. Posteriormente, se agregaron 200 µL de la solución reactiva (por
triplicado) y se dejaron incubar por 5 min a 37 ºC. Las microplacas se colocaron en
un lector de microplacas (Multimode Detector DTX 880, LabWrench, Singapur,
Singapur) y se determinó la absorbancia a 546 nm. La curva de calibración se
elaboró a partir de una solución estándar que tenía una concentración de 100 mg
dL-1 (5.5 mmol L-1). Para elaborar la curva de calibración, se utilizaron las
siguientes concentraciones: 100.00, 50.00, 25.00, 12.50, 6.25, 3.12, 1.56, 0.17 mg
dL-1. Como solución blanco se utilizó solución isotónica para crustáceos SIC-
EDTA.
8. Crecimiento y supervivencia
Cada quince días, se recolectaron al azar 15 organismos de cada una de
las tinas de cultivo, se pesaron y midieron individualmente usando una balanza
granataria (Ohaus Corporation Florham Park, NJ 07932, USA) precisión ± 0.1 g.
19
La tasa de crecimiento se calculó con la siguiente fórmula:
Tc = (PI−PF / t) Ecuación (1)
Donde Tc es la tasa de crecimiento, PI y PF es el peso promedio inicial y
final respectivamente, y t es el tiempo.
Se estimó la supervivencia (%) usando la siguiente fórmula:
S= (TI / TF)*100 Ecuación (2)
Donde S es la sobrevivencia, TI y TF es número de organismos totales
inicial y total final, y para que el valor se expresara en porcentaje por (100).
9. Indice de condición de Fulton
Se calculó la ecuación de la relación longitud peso. Se utiliza el valor del
exponente (b) como indicador de isometría y se la ecuación para obtener el valor
de Fulton o condición general del organismo.
La información obtenida se utilizó para ajustar la relación longitud-peso de los
organismos de cada tratamiento, mediante el uso de un modelo potencial (Ec 2)
(Wi = a TLbi); donde i = tratamiento, Wi = peso (g), TLi = longitud total (mm), a =
constante de proporcionalidad y b = exponente de la ecuación.
Para determinar el factor de condición (Ricker, 1979; Chow y Sandifer, 1991)
del grupo de organismos de cada tratamiento, se utilizó la ecuación de Fulton:
CF𝑖 = �̅�𝑖
TL̅̅ ̅̅ 3 105 Ecuación (3)
Donde CFi = factor de condición para el tratamiento i, �̅�𝑖 = peso promedio (g)
y TL̅̅̅̅ = longitud total promedio (mm).
La experimentación concluyó a los 104 días de cultivo, se procedió a cosechar
y contar el total de organismos vivos de cada réplica, para registrar el promedio de
supervivencia de cada tratamiento (%). En cada caso se registró el peso y longitud
20
individual de los organismos; así como el crecimiento promedio final (g), y
producción (kg m-2) por tratamiento.
La significancia estadística del exponente de la ecuación (b) se analizó con la
función propuesta por Pauly (1984):
�̂� = s.d.(𝑥)
s.d.(𝑦)
|𝑏𝑖−3|
√1−𝑟2 2 √𝑛𝑖 − 22 Ecuación (4)
Donde t es el estadístico t-student; s.d. (x) y (y) son la desviación estándar de TLi
y Wi de cada tratamiento; ni es el número de organismos; bi es el valor ajustado de
b y r2 es el coeficiente de determinación. La significancia estadística fue a una α ≤
0.05.
10. Análisis estadísticos
Los análisis estadísticos se realizaron con el programa NCSS™ (Versión 9)
utilizando un nivel de significancia de P ≤ 0.05. Las variables bioquímicas fueron
analizadas mediante una ANDEVA y estadística descriptiva. Se hizo una
comparación de las variables entre los diferentes tratamientos. Se realizaron
pruebas posteriores cuando se encontraron diferencias significativas.
21
11. RESULTADOS
11.1. Variables físicas de la calidad de agua
11.1.1. Oxígeno disuelto
La concentración promedio general de oxígeno disuelto en los cuatro
tratamientos fue de 5.14 ± 0.046 mg L-1. La concentración máxima fue de 5.20 ±
0.353 mg L-1 (A25%) y la mínima 5.10 ± 0.260 mg L-1 (H25%). En el análisis de
varianza de una vía, no se encontraron diferencias significativas (F (3,71) = 1.38; P <
0.05) entre los tratamientos pero si se encontraron diferencias significativas entre
las horas de muestreo (F (3,71) =103.71; P > 0.05) (Tabla 1).
11.1.2. Temperatura
La temperatura del agua fue similar en los tres tratamientos, el promedio fue
de 30.61 ± 0.17 ºC durante las 14 semanas que duró el bioensayo. En el análisis
de varianza no se encontraron diferencias significativas entre los tratamientos (F
(3,71) =1.82; P < 0.05), pero si con respecto a la hora de muestreo (F (3,71) =288.75
P > 0.05) (Tabla 1).
11.1.3. pH
El registro del potencial de iones hidrógeno registro un promedio general
(Tabla 1) de los tratamientos fue de 8.30 ± 0.07. El valor máximo fue de 8.37 ±
0.195 (A35%) y el mínimo de 8.21 ± 0.11 (H35%) (Tabla 1). Se aplicó un análisis de
varianza encontrando diferencias significativas entre los tratamientos (F (3,71)
=15.70; P > 0.05) y de igual manera con los muestreos realizados (F (3,71)= 71.68;
P > 0.05).
22
Tabla 1.- Oxígeno disuelto, temperatura y pH del agua del sistema de cultivo. Tratamientos heterótrofos 1 (H35%) y 2 (H25%) y los tratamientos autótrofos 3 (A35%) y 4 (A25%). Se indica el promedio ± desviación estándar (DE).
Tratamientos
Parámetro
Oxígeno Disuelto (mg L-1)
Temperatura (ºC)
pH (upH)
H35% 5.16 ± 0.56a 30.35 ± 1.28a 8.21 ± 0.33a
H25% 5.10 ± 0.51a 30.66 ± 1.29a 8.26 ± 0.36a
A35% 5.11 ± 0.61a 30.70 ± 1.38a 8.37 ± 0.44a
A25% 5.20 ± 0.59a 30.73 ± 1.32a 8.37 ± 0.39a
11.2. Variables de calidad del agua
11.2.1. Amonio
La concentración de amonio (NH4+) fue de 0.276 ± 0.103 mg L-1. La
concentración media inicial fue de 0.080 ± 0.0005 mg L-1 y una media final de
0.292 ± 0.117 mg L-1. (Tabla 2). La concentración promedio para los tratamientos
heterótrofos fue de 0.342 ± 0.046 y 0.210 ± 0.043 para los autótrofos presentando
una concentración ligeramente más baja. La mayor concentración se encontró en
el tratamiento A35%, con 1.42 ± 0.09 mg L-1 para el día 68; sin embargo, el H35% en
el día 51 tuvo un pico (1.06 ± 0.29 mg L-1), posteriormente, en los siguientes
muestreos, el amonio bajó su concentración (Figura 2A). En el análisis de
varianza no se encontraron diferencias significativas entre los tratamientos (F (3,83)
=1.10; P < 0.05) y entre los muestreos realizados (F (3,83) = 1.17; P < 0.05).
11.2.2. Nitritos
La concentración de nitritos fue de 0.464 ± 0.098 mg L-1. La concentración
promedio inicial fue de 0.011 ± 0.001 mg L-1, y la concentración máxima final se
observó en el tratamiento H35% con 3.13 ± 0.299 mg L-1 en el día 102 (Tabla 2). Las
mayores concentraciones se encontraron en los tratamientos heterótrofos (35 y
25%) (Figura 2B) con una concentración promedio de 1.09 ± 0.165 mg L-1 y 0.39 ±
23
0.121 mg L-1, respectivamente. No se encontraron diferencias significativas entre
los tratamientos (F (3,83)= 4.13; P < 0.05) ni entre los tiempos de muestreo
realizados durante el desarrollo del experimento (F (3,83)= 2.25; P < 0.05).
11.2.3. Nitratos
La concentración de los nitratos fue similar en los cuatro tratamientos con
una tendencia a aumentar. La concentración promedio de nitratos fue de 1.22 ±
0.31 mg L-1, obteniendo una concentración inicial media de 0.354 ± 0.012 mg L-1 y
una media final de 2.720 ± 1.402 mg L-1 (Tabla 2). De igual manera que los
nitritos, los tratamientos heterótrofos presentaron las mayores concentraciones en
comparación con los autótrofos (Figura 2C), con una concentración promedio
para el tratamiento H35% de 2.48 ± 0.219 mg L-1 y para H25% de 1.25 ± 0.164 mg L-
1. Se encontraron diferencias significativas entre los tratamientos (F (3,83) =12.45; P
< 0.05), y con respecto a los muestreos realizados durante el desarrollo del
experimento (F (3,83)=4.91; P < 0.05).
Tabla 2.- Concentración de amonio, nitritos y nitratos. Tratamientos heterótrofos 1 (H35%) y
2 (H25%); y los tratamientos autótrofos 3 (A35%) y 4 (A25%). Valores promedio ± error estándar (EE).
Tratamientos Parámetros (mg L-1)
Amonio Nitritos Nitratos
H35% 0.322 ± 0.078 1.096 ± 0.268 2.490 ± 0.471
H25% 0.363 ± 0.098 0.394 ± 0.144 1.254 ± 0.263
A35% 0.294 ± 0.117 0.355 ± 0.090 0.343 ± 0.140
A25% 0.127 ± 0.032 0.014 ± 0.001 0.343 ± 0.043
24
Figura 2.- Concentración de amonio (A), nitritos (B) y nitratos (C) en el sistema de cultivo heterótrofo (H35%, H25%) y autótrofo (A35% A25%). Las barras indican la media ± EE.
0
1
2
3
4
5
6
7
0 17 34 51 68 85 102
mg L
-1
Tiempo (Día)
C
P > 0.05
a
c
c
b
0
1
2
3
4
mg L
-1
B
P < 0.05
0
1
2
3
mg L
-1
H35%
H25%
A35%
A25%
A
P < 0.05
b b
b
b
b
b
25
11.3. Sólidos sedimentables
Los solidos registraron las mayores concentraciones en los tratamientos
autótrofos (A35% y A25%)(Figura 3). Al final del bioensayo, los 4 tratamientos tenian
una concentracion promedio de 13.6 ± 0.05 ml L-1, para los tratamientos
heterótrofos la concentración media fue de 11.8 ± 0.95 ml L-1 y 15.4 ± 0.34 ml L-1
para los tratamientos autótrofos pero los últimos presentaron mayores
fluctuaciones, obteniendo la concentración más alta en el tratamiento A25% con
42.0 ± 0.24 ml L-1 en el día 84 de mestreo (Figura 3). Se encontraron diferencias
significativas entre los tratamientos (F (3,55)=6.17; P < 0.05), y con respecto a los
muestreos realizados durante el desarrollo del bioensayo (F (3,55)=5.49; P < 0.05).
Figura 3.- Concentración de sólidos sedimentables en el sistema de cultivo heterótrofo (A)
y autótrofo (B). Las barras indican la media ± EE.
0
10
20
30
40
50
7 14 21 28 35 42 49 56 63 70 77 84 91 98
ml L
-1
Tiempo (Días)
H35%
H25%A
0
10
20
30
40
50
7 14 21 28 35 42 49 56 63 70 77 84 91 98
Tiempo (Días)
A35%
A25%B
b b b
b
b b
26
11.4. Identificación de microorganismos en flóculos
11.4.1. Cuantificación de bacterias (UFC mL-1)
En la figura número 4 se muestran las bacterias totales, Bacillus cereus y
Vibrio spp. Se observa cómo las bacterias totales se incrementaron por encima de
las 20,000 UFC ml-1 en los tratamientos heterótrofos en el tercer muestreo. Los
tratamientos heterótrofos alcanzaron hasta 98,300 ± 207.50 UFC mL-1 (H25%). En
los tratamientos autótrofos se registraron valores muy bajos presentando la
concentración más alta el día 104 con 49,666 ± 421.93 UFC mL-1. Se observó el
mismo comportamiento en Bacillus cereus. Por el contrario los vibrios tendieron a
mantenerse más bajos en el H25% en comparación con el H35%. Sin embargo, en
los tratamientos heterótrofos (H35% y H25%) como autótrofos (A35% A 25%) tuvieron
una tendencia a aumentar durante el desarrollo del cultivo, el tratamiento A35%
presentó el mayor número de UFC para el día 78 con 34,700 ± 121.24 UFC mL-1
(Figura 4).
En el análisis de varianza de las bacterias totales (TSA) se encontraron
diferencias significativas tanto entre los tratamientos (F (3,59) =5.96; P > 0.05), como
entre los diferentes muestreos (F (5.92); P > 0.05). Para el caso de Bacillus cereus
no se encontraron diferencias significativas entre los tratamientos (F (3,59) = 3.44; P
< 0.05), ni con respecto a los muestreos (F (3,59) =2.79; P < 0.05). Por último, los
vibrios no presentaron diferencias significativas entre los tratamientos (F (3,59) =
0.14; P > 0.05), únicamente con respecto a los muestreos realizados durante el
desarrollo del experimento (F (3,59) = 9.30; P > 0.05).
27
Figura 4.- Conteo de bacterias totales, Bacillus cereus y Vibrio spp. (UFC mL-1) en el sistema de cultivo Heterótrofo (H35%, H25%) y Autótrofo (A35% A25% ). Las barras indican la media ± EE.
0
400
800
1200
Ba
cte
ria
s to
tale
s x
10
2 H35%
H25%
b
a
0
400
800
1200 A35%
A25%
b
b
P > 0.05
0
400
800
1200
1600
Ba
cill
us c
ere
us x
10
2
0
400
800
1200
1600P <0.05
0
100
200
300
400
0 26 56 78 104
Vib
rio
sp
p. x 1
02
Tiempo (Día)
0
100
200
300
400
0 26 56 78 104
Tiempo (Día)
b
b P > 0.05
b b
28
11.4.2. Cuantificación e identificación de fitoplancton
La figura 5 muestra la concentración de fitoplancton, con un mayor número en
los tratamientos autótrofos (A35%, A25%) los cuales tuvieron un total de 471,169 ±
71 cels mL-1 y los heterótrofos (H35%, H25%) 311,323 ± 58 cels mL-1 en todo el
experimento, en el día 52 de muestreo para el tratamiento A25% se encontró
305000 ± 94 cels mL-1 la cual fue la concentración máxima de cianofitas de todo el
bioensayo, para las diatomeas el día 78 se registró la concentración máxima con
639000 ±112 cels mL-1 (A35%). Las clorofitas predominaron en los tratamientos
con 35% de proteína en la dieta (H35% y A35%), siendo más abundante el grupo de
las cianofitas con un promedio general de 23,892 ± 23 cel mL-1. El grupo de los
dinoflagelados se encontró hasta el segundo análisis, siendo este el menos
predominante con un promedio durante todo el experimento de 254 ± 1 cel mL-1
(Tabla 3). El análisis de varianza, al analizar la fecha de muestreo para los
diferentes grupos de fitoplancton (cianofitas, clorofitas, diatomeas y
dinoflagelados) se encontraron diferencias significativas; sin embargo, al hacer
una comparación entre los tratamientos (H35%, H25%, A35%, A25%) únicamente las
clorofitas no presentaron diferencias significativas.
29
Tabla 3.- Fitoplancton encontrado en los flóculos durante el desarrollo del bioensayo. Tratamiento 1 (H35%), tratamiento 2 (H25%), tratamiento 3 (A35%) y tratamiento 4 (A25%). Se indica el promedio ± EE.
Día de muestreo
Tratamientos
Cels mL-1
Cianofitas Clorofitas Diatomeas Dinoflagelados
0 H35% 1080 ± 2 900 ± 4 250 ± 1 0
H25% 1100 ± 2 870 ± 4 180 ± 1 0
A35% 1200 ± 2 620 ± 4 220 ± 1 0
A25% 1000 ± 2 500 ± 4 150 ± 1 0
26 H35% 245000 ± 72 166000 ± 37 79250 ± 33 45 ± 3
H25% 152500 ± 57 81000 ± 62 43500 ± 23 53 ± 4
A35% 136500 ± 94 77000 ± 32 43000 ± 26 35 ± 3
A25% 130500 ± 60 42500 ± 29 10500 ± 23 50 ± 4
56 H35% 126500 ± 195 155000 ± 111 154000 ± 130 473 ± 10
H25% 172500 ± 107 193000 ± 132 155000 ± 183 355 ± 9
A35% 282000 ± 88 192000 ± 143 179500 ± 208 195 ± 7
A25% 305000 ± 94 144500 ± 146 46000 ± 18 300 ± 8
78 H35% 86000 ± 144 148000 ± 70 63150 ± 77 230 ± 4
H25% 157500 ± 175 84000 ± 159 36150 ± 70 150 ± 4
A35% 291000 ± 177 192000 ± 143 639000 ±112 980 ± 8
A25% 195500 ± 44 94000 ± 59 466000 ± 150 945 ± 4
104 H35% 152500 ± 137 156333 ± 73 98800 ± 80 24916 ± 6 H25% 160833 ± 133 119333 ± 118 78216 ± 92 18566 ± 5 A35% 236500 ± 119 153666 ± 106 287166 ± 116 40333 ± 6 A25% 210333 ± 66 93666 ± 78 174166 ± 64 43166 ± 5
30
Figura 5.- Células de fitoplancton (A: Cianofitas, B: Clorofitas, C: Diatomeas y D: Dinoflagelados) encontrados en el sistema de cultivo Heterótrofo (H35%, H25%) y Autótrofo (A35% A25%). Las barras indican la media ± EE.
0
1000
2000
3000
4000C
élu
las m
L-1
x 1
02
A
P>0.05
0
1000
2000
3000B
H35%
H25%
A35%
A25% b
a
b b P>0.05
b
0
2000
4000
6000
8000
0 26 52 78 104
Cé
lula
s m
L-1
x 1
02
Tiempo (Día)
C b
P>0.05
0
400
800
1200
0 26 52 78 104
Tiempo (Día)
D
a a
b
b P>0.05
b
a
a
b
a
31
11.4.3. Cuantificación e identificación de zooplancton
La figura 6 muestra la composición de microrganismos presentes en los
flóculos, siendo más dominante el grupo de los rotíferos (180 ± 2 orgs mL-1) y el
menos abundante fue el de los nematodos con 8 ± 1 orgs mL-1, los cuales incluso
aparecieron hasta el segundo muestreo. El segundo grupo en importancia fue el
de los ciliados, alcanzando la concentración más alta hacia el día 52 para el H35%
con 100 ± 2 orgs mL-1 seguido del H25% con 79 ± 1 orgs mL-1. Los rotíferos se
comportaron muy semejantes entre heterótrofos (H35%, H25%), al igual que entre
autótrofos (A35%, A25%). El mayor concentración de copépodos se encontró en el
tratamiento H35% el día 52 con 25 ± 1 orgs mL-1. De igual forma, en los nematodos
en el día 52 se encontró el mayor número de organismos, con 16 ± 1 orgs mL-1
(H25%) (Tabla 4).
Al comparar entre los muestreos encontramos diferencias significativas (ciliados,
rotíferos, copépodos y nematodos). Los ciliados, rotíferos y copépodos al
compararlos entre los heterótrofos (H35%, H25%) y los autótrofos (A35%, A25%)
presentan diferencias significativas, no siendo así para los nematodos (Figura 6).
32
Tabla 4.- Zooplancton encontrado en los flóculos del bioensayo. Tratamiento 1 (H35%), tratamiento 2 (H25%), tratamiento 3 (A35%) y tratamiento 4 (A25%). Se indican los valores el promedio ± EE.
Día de muestreo
Tratamientos
Orgs mL-1
Ciliados Rotíferos Copépodos Nematodos
0
H35% 11 ± 3 6 ± 2 2 ± 1 0
H25% 18 ± 3 2 ± 2 4 ± 1 0
A35% 15 ± 3 5 ± 2 2 ± 1 0
A25% 12 ± 3 4 ± 2 1 ± 1 0
26
H35% 56 ± 6 167 ± 11 16 ± 3 6 ± 2
H25% 47 ± 5 113 ± 10 21 ± 3 6 ± 2
A35% 31 ± 4 50 ± 15 8 ± 2 5 ± 2
A25% 49 ± 5 64 ± 15 5 ± 2 4 ± 2
56
H35% 100 ± 6 135 ± 11 25 ± 3 15 ± 2
H25% 80 ± 5 111 ± 10 15 ± 3 16 ± 2
A35% 44 ± 4 178 ± 15 3 ± 2 13 ± 2
A25% 57 ± 5 177 ± 15 5 ± 2 14 ± 2
78
H35% 51 ± 6 303 ± 11 14 ± 3 15 ± 2
H25% 60 ± 5 285 ± 10 17 ± 3 13 ± 2
A35% 53 ± 4 550 ± 15 11 ± 2 8 ± 2
A25% 57 ± 5 570 ± 15 11 ± 2 4 ± 2
104
H35% 69 ± 2 201 ± 2 19 ± 1 12 ± 1
H25% 62 ± 1 169 ± 2 18 ± 1 11 ± 1
A35% 42 ± 1 260 ± 3 7 ± 1 8 ± 1
A25% 54 ± 1 270 ± 3 7 ± 1 7 ± 1
33
Figura 6. Zooplancton (A: Ciliados, B: Rotíferos, C: Copépodos y D: Nematodos) encontrados en el sistema de cultivo Heterótrofo (H35%, H25%) y Autótrofo (A35% A25% ). Las barras indican la media ± EE.
0
40
80
120O
rgs m
L-1
A
b
a
b
b b
P>0.05
0
200
400
600
800B H35%
H25%
A35%
A25%b
P>0.05
0
10
20
30
0 26 52 78 104
Org
s m
L-1
Tiempo (Días)
C
b
a
b
b P>0.05
b
0
5
10
15
20
0 26 52 78 104
Tiempo (Días)
D b
P>0.05
b
34
11.4.4. Determinación de la composición proximal del floculo en
suspensión
La composición proximal (proteínas y lípidos) de flóculos en suspensión se
muestra en la tabla 5. El tratamiento H25% presentó el mayor porcentaje de
proteína en el flóculo con 28.65 ± 0.78 %, en cuanto a los lípidos el H35% presentó
el porcentaje más alto con 3.145 ± 0.78 %. Se muestra un decremento en el
contenido de proteína en el floculo cuando la proteína del alimento aumenta para
el caso de los heterótrofos (H35% y H25%). Los tratamientos autótrofos de
comportaron de diferente manera; teniendo un mayor porcentaje de proteína en el
A35% (19.87 ± 0.38 %) en comparación con A25% (17.66 ± 0.89 %).
Tabla 5.- Composición proximal (proteína y lípidos) de flóculos (%) en el cultivo de L.
vannamei en los tratamientos heterótrofos (H35%, H25%) y autótrofos (A35%, A25%). Se
adicionó melaza como fuente de carbono para los tratamientos heterótrofos. Se indican
los promedios ± DE.
Tratamientos
Parámetros
Proteína (%) Lípidos (%)
H35% 26.45 ± 1.19 a 3.145 ± 0.78
H25% 28.65 ± 0.78 a 2.13 ± 0.14
A35% 19.87 ± 0.38 b 1.87 ± 0.04
A25% 17.66 ± 0.89 b 1.335 ± 0.09
35
11.5. Crecimiento y Supervivencia
11.5.1. Crecimiento
En los tratamientos H35% y A35% el peso ganado fue 16.37 ± 0.61 g. En los
tratamientos con menor proteína (H25% y A25%) el crecimiento en peso fue menor
(14.48 ± 0.031 g) pero no significativamente diferentes a los tratamientos con 35%
de proteína en la dieta (Figura 7). No se presentaron diferencias significativas en
el crecimiento final entre los tratamientos H35%, H25%, A35% y A25% (F (3,437) = 0.03;
P<0.05).
Figura 7.- Peso promedio de los organismos en el sistema de cultivo heterótrofo
(H35%, H25%) y autótrofo (A35% A25%). Las barras indican media ± EE.
11.5.2. Supervivencia
La supervivencia fue mayor en los tratamientos heterótrofos (H35% 81.76 ±
0.02 % y H25% 77.98 ± 0.02 %) en comparación con los autótrofos (A35% 74.21 ±
0.02 %, A25% 61.00 ± 0.01 %) con El análisis de varianza mostró diferencias
significativas entre los tratamientos (F(3,437) = 168.75; P > 0.05).
0
5
10
15
20
1 2 3 4 5 6 7 8
Pe
so
(g
)
Tiempo (Dias)
H35%
H25%
A35%
A25%
P < 0.05
36
Se presentaron diferencias significativas en la supervivencia entre los
tratamientos (F(3,437) = 168.75; P > 0.05). (Fig. 8). Los mayores valores se
registraron en el cultivo heterótrofo (81.76 ± 1.63 y 77.98 ± 1.63 % en el
tratamiento H35% y H25%, respectivamente), y los menores valores en los autótrofos
(A35% y A25% con 74.21 ± 2.34 y 61.0 ± 3.05 % correspondientemente).
Figura 8.- Supervivencia de los organismos en el sistema de cultivo Heterótrofo (H35%,
H25%) y Autótrofo (A35% A25%). Las barras indican promedio ± EE.
0
20
40
60
80
100
H35% H25%
Su
pe
rviv
en
cia
(%
)
Tratamientos
a a
0
20
40
60
80
100
A35% A25%
Tratamientos
a
b
P>0.05
37
11.6. Análisis bioquímico
11.6.1. Proteína total
En el muestreo 1 (8 g de peso en promedio) se registró una menor
concentración de proteína en plasma tanto en los tratamientos heterótrofos como
en los autótrofos (Figura 9). La media general de los tratamientos fue de 48.73 ±
4.16 mg dL-1. Los tratamientos con 35% de proteína (H35%, A35%) presentaron una
mayor concentración de proteína con respecto a los de 25% (H25%, A25%). La
mayor cantidad de proteína se encontró en el tratamiento A35% con 76.18 ± 4.84
mg dL-1 (Figura 9). Se obtuvo una diferencia de 29.34 ± 4.165 mg dL-1 del inicio
del experimento con respecto al final. El análisis de varianza no mostró diferencias
significativas entre los tratamientos (F (3,71) =1.40; P > 0.05), pero al comparar
entre los muestreos se encontró diferencias significativas (F (3,71) = 25.73; P >
0.05).
Figura 9.-Proteína total en plasma de los organismos en el sistema de cultivo Heterótrofo (H35%, H25%) y Autótrofo (A35% A25%). Las barras indican media ± EE.
0
20
40
60
80
8.5 15
mg
dL
-1
Peso (g)
H35%
H25%
0
20
40
60
80
8.7 16
Peso (g)
A35%
A25%
38
11.6.2. Glucosa
La concentración de glucosa se determinó en plasma. Al inicio del
bioensayo la media general fue de 16.62 ± 2.38 mg dL-1. Las concentraciones
fueron mayores en el muestreo 1 (semana 10 de cultivo) cuando los organismos
contaban con un peso promedio de 8.5 ± 0.97 g. El valor más alto que se registró
fue en el tratamiento A35% (17.53 ± 2.807 mg dL-1).
Después de 14 semanas (segundo análisis), la concentración de glucosa en
hemolinfa disminuyó un 15.44 % con respecto a la inicial. La media general del
muestreo final fue de 14.05 ± 2.314 mg dL-1, se observó una disminución de 7.15 ±
1.12 mg dL-1 con respecto al valor inicial en el tratamiento H35%, el cual fue el
tratamiento donde se registró el mayor decremento. El análisis de varianza no se
encontró diferencias significativas entre los tratamientos (F (3,71) = 0.74; P > 0.05),
ni al comparar entre los muestreos (F (3,71) = 1.66; P > 0.05) (Figura 10).
Figura 10.- Glucosa en plasma de los organismos en el sistema de cultivo Heterótrofo (H35%, H25%) y Autótrofo (A35% A25%). Las barras indican promedio ± EE.
0
5
10
15
20
25
8.5 15
mg
dL
-1
Peso (g)
H35%
H25%
0
5
10
15
20
25
8.7 16
Peso (g)
A35%
A25%
39
11.6.3. Lactato
El lactato tuvo una media inicial de 8.53 ± 1.177 mg dL-1 y final de 13.86 ±
2.347 mg dL-1, teniendo una tendencia a aumentar en comparación con el
muestreo 1 (semana 10 de cultivo), registrando un aumento promedio 38.16 %. En
el tratamiento A25% se encontró el mayor incremento en la concentración de esta
variable con una concentración de 10.44 ± 0.33 mg dL-1 en el primer muestreo
(8.7g) y 21.54 ± 0.56 mg dL-1 en el muestreo 2 (16 g) (Figura 11). El análisis de
varianza encontró diferencias significativas entre los tratamientos (F (3,71) = 4.59; P
> 0.05) y entre los muestreos (F (3,71) = 10.86; P > 0.05).
Figura 11.- Lactato en plasma de los organismos en el sistema de cultivo Heterótrofo (H35%, H25%) y Autótrofo (A35% A25%). Las barras indican promedio ± EE.
0
5
10
15
20
25
8.5 15
mg
dL
-1
Peso (g)
H35%
H25%
a
0
5
10
15
20
25
8.7 16
Peso (g)
A35%
A25%
b
b P>0.05
a
40
11.7. Relación longitud-peso y factor de condición
Los coeficientes de determinación (R2) obtenidos en el presente estudio
fluctuaron entre 0.9905 y 0.9923, lo cual indica que el modelo potencial utilizado
fue adecuado para la relación longitud-peso. Mediante un análisis de ANDEVA se
determinó que las pendientes de los modelos potenciales para la relación longitud-
peso fueron significativamente diferentes entre tratamientos (F = 21.2; P < 0.05).
El exponente (b) mayor se presentó en el tratamiento A25% (3.0545) y el H35% en el
cual se encontró el valor más bajo (3.0108). El factor de condición más alto se
presentó en el camarón cultivado en los tratamientos heterótrofos (H35% = 0.752,
H25%=0.718), seguido de los autótrofos los cuales registraron las valores más
bajos A25% (0.428) y A35% (0.597). Tomando en cuenta los valores de b, el
crecimiento en H35%, H25% y A35% fue isométrico y no diferente de 3 (t = 0.705,
1.997 y 0.945; P < 0.05, respectivamente). Mientras que en el tratamiento A25%, el
valor de b fue diferente de 3 (t = 3.126; P < 0.05), lo que representa un crecimiento
alométrico (Tabla 6).
Tabla 6.- Relación longitud-peso y factor de condición de los organismos en el sistema de cultivo Heterótrofo (H35%, H25%) y Autótrofo (A35% A25%).
Tratamientos Días Semanas g/semana Peso
final (g) Longitud final (cm)
Factor de condición
t
H35% 104 14.0 1.08 15.4 13.63 0.752 0.705
H25% 104 14.0 1.03 14.7 13.28 0.718 1.997
A35% 104 14.0 1.22 17.5 13.98 0.428 0.945
A25% 104 14.0 1.03 14.8 9.93 0.597 3.126
41
12. DISCUSIÓN
12.1. Variables físicas de calidad de agua
El oxígeno es uno de los parámetros de calidad del agua más importantes
para un óptimo desarrollo y crecimiento del camarón cultivado. El oxígeno es el
principal factor limitante en la condición y conducta general de los organismos
(Neill, 1989). Por otro lado, la temperatura es un factor importante en el
crecimiento y controla los ritmos del metabolismo energético. Lo anterior se debe a
que las reacciones bioquímicas al interior del organismo están controladas por los
niveles de oxígeno que es esencial para el metabolismo aerobio, quien participa
en diferentes procesos oxidativos liberando la energía necesaria para el
metabolismo celular (Prosser, 1991).
12.2. Variables de calidad de agua
12.2.1. Nitritos, nitratos y amonio
De los tres compuestos, nitritos, nitratos y amonio, el que ha llamado más la
atención es el amonio ya que generalmente es el más tóxico. El amonio disminuyó
debido a la presencia de microalgas dentro de las unidades experimentales, ya
que se ha reportado que las microalgas consumen, y por lo tanto reducen, la
concentración de nitrógeno amoniacal (Burford et al., 2002). No obstante, los
valores de nitrógeno amoniacal, sobrepasaron ligeramente los límites de
seguridad considerados para el cultivo de la especie que es de 0.8 mg L-1 (Xia et
al. 2004), sin embargo el H35% presento un pico alto en la semana 4, y
seguidamente bajo su concentración de este metabolito. Lo anterior indica la
actividad de las bacterias, principalmente heterótrofas, para bajar los niveles de
este compuesto.
42
12.3. Solidos sedimentables (SS)
Correira (2014) realizaron un experimento con post-larvas donde evaluaron
alta y baja proteína (30 y 40%), donde presentaron concentraciones promedio de
5.9 ± 1.0 y 6.8 ± 1.1 ml L-1 respectivamente para sus dos tratamientos. Dicho
comportamiento se registró en nuestro bioensayo registrando mayores
concentración en los tratamientos con 35% (H35% Y A35%) de proteína en
comparación con los de 25% (H25% y A25%). Según Taw (2012) menciona que la
concentración optima debe de estar por debajo de los 15 ml L-1, según esto la
concentración promedio del cultivo heterótrofo estuvo dentro de los rangos
óptimos sin embargo el cultivo autótrofo A25% superó los niveles óptimos (>40 ml L-
1) lo que posiblemente está relacionado con la menor supervivencia en los cultivos
autótrofos y a un menor control en la calidad del agua de cultivo.
12.4. Identificación y cuantificación de microorganismo en flóculo
12.4.1. Bacterias
Los resultados obtenidos en este estudio indican variaciones entre las
diversas comunidades de organismos que se encuentran asociadas a los flóculos
en suspensión. Se ha reportado que si en los sistemas de cultivo se manipula la
relación carbono-nitrógeno puede promoverse el desarrollo tanto de bacterias
heterótrofas como plancton, generando con ello mayor síntesis de proteína en el
sistema, lo que contribuye a que los organismos bajo cultivo tengan mayor
disponibilidad de fuentes proteicas (Avnimelech, 1999; Hari et al., 2004; Burford et
al., 2004). Dicho comportamiento se observó en este estudio donde se encontró el
mayor número de bacterias totales en los tratamientos heterótrofos en
comparación con los autótrofos. En relación a la composición bacteriana adherida
a los flóculos, se identificó al género Vibrio cuyas cepas que son habitantes
comunes en ambientes acuáticos y proliferan sobre todo si hay sobrecarga de
43
materia orgánica (Austin et al. 1995, fuentes y Pérez 1998). El género Vibrio tiene
especies y cepas patógenas que pueden causar enfermedades en los diversos
organismos acuáticos (Álvarez y Austin, 2000); sin embargo, el incremento de
microrganismos heterótrofos posiblemente impidieron la proliferación de cepas
géneros de Vibrio de tal manera que se mostró menos UFC mL-1 en comparación
con el A35%. Este comportamiento de disminución también lo señalan Wu et al.
(2012), quienes mencionan que uno de los beneficios en el uso del biofloc es la
capacidad de exclusión competitiva de ciertas poblaciones heterótrofas sobre
bacterias patógenas.
12.4.2. Fitoplancton
En el caso de las microalgas, se observó que las cianofitas fue el grupo
más dominante al inicio del cultivo; sin embargo, al final del mismo, el grupo
dominante fue el grupo de las diatomeas. Por otro lado, los dinoflagelados se
observaron hasta el segundo muestreo y fue el grupo menos dominante.
Contrariamente a lo reportado en este trabajo, Ray et al. (2010) mencionan que
las clorofitas dominan sobre las diatomeas en este tipo de sistemas. Estas
diferencias pueden deberse a la cantidad y calidad de nutrientes contenidos en el
medio y al consumo selectivo de los camarones de ciertas especies de ciliados y
rotíferos, lo cual ayuda a controlar las poblaciones de microalgas (Kuang et al.,
2004).
12.4.3. Zooplancton
El alimento natural juega un rol crucial en las primeras etapas de vida de los
camarones peneidos; sin embargo, se ha inferido sobre los beneficios que podría
aportar en la engorda de esos crustáceos (Molina-Poveda et al., 2006). El hecho
de que los camarones cultivados puedan aprovechar el alimento natural generado
en los estanques (fitoplancton, zooplancton y bentos) puede representar una
44
reducción significativa en los gastos operativos de una granja. Además, se ha
demostrado que este alimento natural posee un alto valor nutricional (McKinnon et
al., 2003, Palmtag et al., 2006); por ejemplo, las proteínas del zooplancton poseen
una mayor digestibilidad que las contenidas en alimentos artificiales a base de
harina de pescado y calamar (Castille y Lawrence 1989; Martínez-Córdova et al.,
1999, 2002; Cortés-Jacinto et al., 2003). Por otra parte, el uso de mayor cantidad
de alimento natural y la reducción en la administración de alimento artificial
eventualmente reduciría el impacto ambiental provocado por las descargas
acuícolas (Tacon, 2002). Como se pudo observar en el presente experimento en
los tratamientos heterótrofos con 35% y 25% de proteína en la alimentación, el
crecimiento de los organismos fue semejante no observándose diferencias, con lo
que se puede decir que la suplementación del flóculos contribuye con una buena
fuente de proteína en la alimentación de los camarones. Wu-Jie Xu et al. (2013)
señalan altas de supervivencia de más del 85% para camarones cultivados en el
sistema de biofloc, lo que indica que las condiciones en los tanques con sistema
de biofloc son adecuados para el camarón cultivado. En el presente estudio se
obtuvieron los mayores porcentajes de supervivencia en los tratamientos
heterótrofos, lo cual indica que el sistema de flóculos en suspensión (biofloc)
brinda las condiciones adecuadas para los organismos en cultivo.
Los ciliados con considerados un rico alimentos natural para peces y
camarones (Castro et al 2004) en este estudio los ciliados fue el segundo grupo
más dominante del zooplancton. Los autores señalan que los elementos que
producen los flóculos tales como la fuente de carbono, el alimento balanceado, así
como los organismos acondicionados para el sistema, pueden tener influencia
directa sobre los grupos de organismos que se desarrollan. Maicá et al. (2012)
observaron concentraciones promedio de ciliados de 164, 64 y 29 org. mL-1 en
aguas de salinidades de 2, 4 y 25 g L-1, respectivamente. En el presente estudio
realizado en agua a baja salinidad (25 g L-1), se observaron valores de 36 y 55 org
ml-1, respectivamente. Observando que el tiempo de cultivo puede afectar la
concentración de ciliados en el agua.
45
Los rotíferos, se observaron desde el inicio del cultivo. Loureiro et al.,
(2012) indican que los rotíferos frecuentemente esta asociados al biofloc. Esto se
debe a que los rotíferos pueden fragmentar los flóculos y consumir bacterias
adheridas, además que el mucílago producido por sus excreciones también ayuda
la formación de nuevos flóculos (Pérez, 2010). Ballester et al. (2010), observaron
concentraciones mínimas y máximas de rotíferos de 4, 6 y 151 orgs mL-1,
respectivamente, en agua marina (35 g L-1). En el presente estudio, las
concentraciones observadas fueron de 127 a 203 orgs mL-1, bastante similar al
ambiente marino incluso superando su concentración.
12.4.4. Composición proximal del floculo en suspensión
Estudios previos han demostrado la importancia de los flóculos en
suspensión (bioflocs) para el cultivo de camarón, sobre todo en los sistemas
intensivos con cero recambios de agua (Wu-Jie Xu et al., 2014). En el presente
estudio, los flóculos con mayor composición de proteína y lípidos se promovieron
en los tratamientos heterótrofos (H35%, H25%). A través de adición apropiada de
melaza como fuente de carbono en comparación con los tratamientos autótrofos
(A35%, A25%) en el cual los niveles de proteína y lípidos fueron significativamente
más bajos. Además, la presencia de los flóculos dentro de agua de cultivo podría
hacer una contribución a la nutrición (proteínas) a través de la mejora de la
digestión, la utilización y la retención para el camarón.
Presumiblemente, el desarrollo y el control de los flóculos heterótrofos y sus
microorganismos adheridos podrían descomponer y reciclar alimento residual y
desechos asociados (Avnimelech, 2006). Durante el proceso de reciclaje de los
desechos y la incorporación inorgánica de nitrógeno disponible en el agua del
tanque de cultivo, amonio, en adición con desechos nitrogenados orgánicos se
inmoviliza y se convierte principalmente en biomasa microbiana (proteínas
microbianas). La biomasa microbiana asociado a partículas orgánicas bajo
condiciones controladas forman los flóculos, que podrían ser bien digeridos y
46
utilizados por los camarones cultivados, esto representa un alta fuente nutricional
disponible 24 h al día (Avnimelech, 1999; Burford et al,. 2004). En consecuencia,
los residuos de alimento están disponibles como proteínas microbianas para el
camarón, mejorando la utilización de los alimentos en general y la retención de
proteínas para el camarón (Avnimelech, 2006). En resumen, el consumo y
regeneración de los flóculos podría promover la producción de nutrientes de la
dieta del camarón (especialmente proteína), con utilidad en la obtención, la
utilización, y en última instancia, la deposición como tejido incorporado en el
camarón.
El aporte nutricional de los bioflocs pudo haber contribuido para el buen
crecimiento y altas tasas de supervivencia de los camarones en los tratamientos
heterótrofos. Wasielesky et al. (2006) demostraron que los juveniles de L.
vannamei cultivados en un sistema basado en bioflocs tuvieron tasas de
crecimiento más altas en comparación con los juveniles cultivados en un sistema
de agua clara. Asimismo, Arnold et al. (2009) encontraron que la adición de una
fuente de carbono (polvo de tapioca) para promover bioflocs en un sistema de
tanques de alta densidad y cero recambio de agua podría mejorar
significativamente el crecimiento de juveniles de Penaeus monodon.
Recientemente, Megahed (2010) reportó que Penaeus semisulcatus
alimentados con una dieta con 16.25% de proteína cruda, en presencia de
bioflocs, incluso podrían tener un mejor crecimiento que los camarones
alimentados con una dieta con 42.95% de proteína cruda sin bioflocs. En el
mismos sentido, Ballester et al. (2010) demostraron que el contenido de proteínas
de la dieta de Farfantepenaeus paulensis se puede reducir hasta un 10% (de 45%
a 35%), sin perjudicar el crecimiento del camarón cuando los camarones fueron
cultivados en un sistema de flóculos. El resultado del crecimiento de camarón en
el presente estudio concuerda con esos estudios. En vista de lo anterior, la
inclusión de 25% (H25%) de proteína cruda en la dieta práctica podría proveer
adecuadamente los requerimientos de proteína para los camarones (L. vannamei)
cuando se cultivan en un sistema de cero recambio de agua en cultivo con
flóculos.
47
12.5. Variables bioquímicas
12.5.1. Proteína total, glucosa y lactato
Los metabolitos en hemolinfa pueden ser considerados como indicadores
de la fisiología, nutrición y estatus inmunológicos en los crustáceos (Rosas et al.,
2004). Por lo tanto alteraciones en la constitución de la hemolinfa podría estar
asociada con diversas condiciones de estrés (Harper y Reiber 2006). Las
condiciones experimentales así como la cantidad y calidad de los alimentos se
consideran como posibles factores de estrés para los organismos acuáticos
(Pascual, et al 2003; Gaxiola y Rosas 2003; Martinez-Porchas et al 2004;
Martinez-Cordova y Ramos-Enriquez 2009). En este estudio, no se encontró
diferencias significativas entre los tratamientos (glucosa y proteína) pero si en el
lactato. Algunos autores han asociado las bajas concentraciones de los
parámetros hematológicos con malnutrición o estrés nutricional en crustáceos
(Linnot et al., 1999; McAllen et al., 2005). Los niveles altos de estos parámetros en
hemolinfa pueden estar asociados con estatus de estrés. En este experimento los
niveles en los tratamientos heterótrofos (H35%, H25%) y autótrofos (A35%, A25%) son
considerados normales como reporta Rosas et al (2004).
Las altas concentraciones de lactato en los organismos de los tratamientos
autótrofos (A35%, A25%) sugieren que estuvieron bajo un posible estrés ya que el
lactato es considerado como un indicador anaeróbico del metabolismo, algunas
veces causado por situaciones de estrés (Aparicio-Simón et al., 2010).
12.6. Relación longitud-peso y factor de condición
La relación potencial de longitud-peso, mediante el cálculo de los coeficientes
a y b, fueron diferente en los tratamientos del presente estudio. Existen reportes
que indican que cuando el coeficiente b es igual a 3, representa un crecimiento
isométrico y cuando es menor o mayor a 3 dicho crecimiento es alométrico (Enin
1994). Wootton (1992) reportó que el crecimiento es alométrico-positivo cuando el
peso de los organismos se incrementa más que la longitud (b>3) y alométrico-
negativo cuando la longitud es mayor que el peso (b<3). En este trabajo, los
48
organismos de los tratamientos heterótrofos (H35%, H25%) y el autótrofo (A35%),
obtuvieron un crecimiento isométrico, sin embargo el tratamiento A25% alométrico,
esto pudo deberse a la falta de proteína en la alimentación, en que este no se
complementaba con la proteína suministrada por el flóculo en suspensión del
tratamiento H25%. Esta condición puede traducirse como que los organismos en
estado alométrico no mantuvieron una proporción adecuada de la longitud peso,
situación que no se presentó aun en la dieta de baja proteína (25%) del sistema
heterótrofo.
49
13. Conclusiones
Las variables químicas (nitritos, nitratos y amonio) consideradas una de las
más limitantes para la acuacultura, en el ambiente de cultivo heterótrofo se
mantuvieron dentro de los intervalos aceptables para el cultivo de camarón
blanco.
Los microorganismos (fitoplancton, zooplancton y bacterias) en el sistema de
flósculos en suspensión constituyeron un componente importante del cultivo
y funcionaron como fuente de alimento natural para los organismos.
El nivel de estrés nutricional fue menor en los organismos cultivados en los
tratamientos heterótrofos (H35%, H25%) y el autótrofo (A35%), comparado con el
autótrofo con 25% de proteína en la dieta (A25%).
La producción de flóculos tuvo un impacto positivo en la eliminación de
componentes nitrogenados y en la nutrición de los camarones. Además, los
organismos de los sistemas heterótrofos estuvieron menos estresados que
los de los autótrofos.
El cultivo heterótrofo como sistema cerrado de acuicultura fue superior en la
captación de componentes nitrogenados, en el desempeño y en la condición
fisiológica (factor de condición) del camarón superando al cultivo autótrofo
tradicional en recirculación.
50
14. Bibliografía
Allen, S.E., R. Laramore, J. Fung, L. Duerr and J. Scarpa. 2000. Low Salinity and
Environmental Ionic Composition Effects on Growth and Survival of Litopenaeus
vannamei. Aquaculture America 2000: 1-4.
AOAC. 1990. Official methods of analysis. In: Horwitz, W. (ed.), Association of Official
Analytical Chemists. AOAC International, OMA, Washington, DC.
Araneda, M., E. P. Pérez, y E. Gasca-Leyva. 2008. White shrimp Penaeus vannamei
culture in freshwater at three densities: Condition state based on length and
weight. Aquaculture 283 (1-4): 13-18
Arnold, S.J., Coman, F.E., Jackson, C.J., Groves, S.A. 2009. High-intensity, zero
waterexchange production of juvenile tiger shrimp, Penaeus monodon: an
evaluation of artificial substrates and stocking density. Aquaculture 293: 42–48.
Avnimelech, Y. 2006. Bio-filters: the need for an new comprehensive approach.
Avnimelech, Y., 1999. C/N ratio as a control element in aquaculture systems. Aquaculture
176: 227–235.
Avnimelech, Y., 1999. Carbon nitrogen ratio as a control element in aquaculture systems.
Aquaculture 176, 227–235.
Avnimelech, Y., 2006. Bio-filters: the need for an new comprehensive approach.
Aquacultural Engineering 34, 172–178.
Avnimelech, Y., Kochva, M., Diab, S. 1994. Development of controlled intensive
aquaculture systems with a limited water exchange and adjusted C to N ratio. Isr.
J. Aquacult. Bamid. 46: 119–131.
Avnimelech, Y., Troeger, W.W., Reed, L.W., 1982. Mutual flocculation of algae and clay:
evidence and implications. Science 216: 63–65.
Ballester, E.L.C., Abreu, P.C., Cavalli, R.O., Emerenciano, M., Abreu, L., Wasielesky, W.
2010. Effect of practical diets with different protein levels on the performance of
Farfantepenaeus paulensis juveniles nursed in a zero exchange suspended
microbial flocs intensive system. Aquaculture Nutrition 16: 163–172.
Boyd, C.E., Clay, J.W. 2002. Evaluation of Belize Aquaculture, Ltd: A Super-intensive
Shrimp Aquaculture System. In Review report prepared under the World Bank,
51
NACA, WWF and FAO Consortium Program on Shrimp Farming and the
Environment, pp. 1–17.
Browdy, C.L., Bratvold, D., Stokes, A.D., McIntosh, R.P. 2001. Perspectives on the
application of closed shrimp culture systems. In: Browdy, C.L., Jory, D.E. (Eds.),
The New Wave, Proceedings of the Special Session on Sustainable Shrimp
Culture, Aquaculture 2001. The World Aquaculture Society, Baton Rouge,
Louisiana, USA, pp. 20–34.
Browdy, C.L., Moss, S.M. 2005. Shrimp culture in urban, super-intensive closed systems.
In: Costa Pierce, B., Desbonnet, A., Edwards, P., Baker, D. (Eds.), Urban
Aquaculture. CABI, Oxfordshire, UK, pp. 173–186.
Browdy, C.L., Ray, A.J., Leffler, J.W., Avnimelech, Y. 2003. Biofloc based aquaculture
systems. In: Tidwell, J.H. (Ed.), Aquaculture Production Technologies. Wiley-
Blackwell, Oxford, UK, in press.
Brune, D.E., Schwartz, G., Eversole, A.G., Collier, J.A., Schwedler, T.E., 2003.
Intensification of pond aquaculture and high rate photosynthetic systems. Aquacult.
Eng. 28: 65–86.
Burford, M.A., Longmore, A.R., 2001. High toal ammonia nitrogen production from
sediments in hypereutrophic shrimp ponds. Marine Ecol. Progress Series 224:
187–195.
Burford, M.A., Lorenzen, K., 2004. Modeling nitrogen dynamics in intensive shrimp ponds:
the role of sediments remineralization. Aquaculture 229 (1–4): 129–145.
Burford, M.A., Thompson, P.J., McIntosh, Bauman, R.H., Pearson, D.C., 2004. The
contribution of flocculated material to shrimp(Litopenaeus vannamei) nutrition in a
high-intensity, zeroexchange system. Aquaculture. 232, 525-537
Burford, M.A., Thompson, P.J., McIntosh, R.P., Bauman, R.H., Pearson, D.C. 2004. The
contribution of flocculated material to shrimp (Litopenaeus vannamei) nutrition in a
high-intensity zero-exchange system. Aquaculture 232: 525–537.
Burford, M.A., Thompson, P.J., McIntosh, R.P., Bauman, R.H., Pearson, D.C. 2004. The
contribution of flocculated material to shrimp (Litopenaeus vannamei) nutrition in a
high-intensity, zero-exchange system. Aquaculture 232: 525–537.
52
Cascorbi, A., 2004. Farmed raised shrimp worldwide overview. Sea Food Watch, Sea
Food-Shrimp 4 (III):1–31. (http ://www.mbayaq.org /cr/cr_seafoodwatch//
content/media/MBA_SeafoodWatch_FarmedShrimpReport.pdf.)
Claybrook L. D., 1983. Nitrogen metabolism. En: Bliss D., Mantel L. (Eds.), The biology of
crustacea. Vol. 5: Internal anatomy and physiological regulation, Academic Press,
New York, pp. 163 - 213.
CONAPESCA,. 2009. Comisión nacional de acuacultura y pesca.
http://www.conapesca.sagarpa.gob.mx/wb/cona/05_de_octubre_de_2009_mexico
_df.
Crab, R., Avnimelech, Y., Defoirdt, T., Bossier, P., Verstraete, W., 2007. Nitrogen removal
techniques in aquaculture for a sustainable production. Aquaculture 270: 1–14.
Decamp, O., Conquest, L., Forster, I., Tacon, A.G.J., 2002. The nutrition and feeding of
marine shrimp within zero-water exchange aquaculture production system: role of
Eukaryotic microorganisms. In: Lee, C.S., O’Bryen, P. (Eds.), Microbial
Approaches to Aquatic Nutrition within Environmentally Sound Aquaculture
Production Systems. World Aquaculture Society, Baton Rouge, USA, pp. 79–86.
Donner, J., 1966. Rotifers. Frederick Warne & Co.
Ebeling, J.M., Timmons, M.B., Bisogni, J.J. 2006. Engineering analysis of the
stoichiometry of photoautotrophic, autotrophic, and heterotrophic removal of
ammonia–nitrogen in aquaculture systems. Aquaculture 257: 346–358.
Eudes S. Correia, Joshua S. Wilkenfeld, Timothy C. Morris, Liuzhi Wei, David I.
Prangnell , Tzachi M. Samocha,. 2014. Intensive nursery production of the Pacific
white shrimp Litopenaeus vannamei using two commercial feeds with high and low
protein content in a biofloc-dominated system. Aquacultural Engineering.
FAO (Food and Agriculture Organization of the United Nation). 2003.
http://www.fao.org/fi/statist/fisoft/FISHPLUS.asp.
FAO (Food and Agriculture Organization of the United Nation). 2004. FAO Fisheries
Department Trends in Global Fisheries Production.
http://www.fao.org/document/show_cdr.asp?url_file=/docrep/007/ad505e/ad505e0
4.htm.
53
FAO (Food and Agriculture Organization of the United Nation). 2013.
http://www.fao.org/news/story/es/item/214487/icode/
Francisco Javier Magallón Barajas, Humberto Villarreal Colmenares, Fabiola Arcos
Ortega, Santiago Avilés Quevedo, Roberto Civera Cerecedo, Pedro Cruz
Hernández, Alfredo González Becerril, Vicente Gracia López, Alfredo Hernández
Llamas, Jorge Hernández López, Ana Maria Ibarra Humphries, Carlos Lechuga
Deveze, José Manuel Mazón Suástegui, Arturo Muhlia Melo, José Naranjo
Páramo, Ricardo Pérez Enríquez, Marcos Porchas Cornejo, Guillermo Portillo
Clark, Juan Carlos Pérez Urbiola, 2007. Desarrollo Sustentable de la Acuicultura
en Mexico. Centro de Investigaciones Biológicas del Noroeste, S.C. pág. 8.
Global acuaculture the advócate Enero/Febrero 2013, la revista global de productos acuáticos
cultivados, volumen 15, numero 1.
Hal, M.R,. Van Ham, E.H. 1998. The effects of different types of stress on blood glucose
in the giant tiger prawn Penaeus monodon. J. World Aquacult. Soc. 29: 290-299.
Hari, B., Kurup, B.M., Varghese, J.T., Schrama, J.W., Verdegem, M.C.J. 2004. Effects of
carbohydrate addition on production in extensive shrimp culture systems.
Aquaculture 241: 179–194.
Hari, B., Madhusoodana K. B., Varghesea J. T., Sehramab J. W., Verdegen M.C.J. 2004.
Effects of carbohydrate addition on production in extensive culture systems.
Aquaculture. 24, 179-194.
Hari, B., Madhusoodana Kurup, B., Varghese, Johny T., Schrama, J.W., Verdegem,
M.C.J., 2004. Improved sustainability in extensive shrimp culture systems: control
of carbon nitrogen ratio through addition of carbohydrate to the pond. Aquaculture.,
52, 248-63.
Hopkins, J.S., Sandifer, P.A., Browdy, C.L., 1995. Effect of two protein levels and feed
rate combinations on water quality and production of intensive shrimp ponds
operated without water exchange. Journal of the World Aquaculture Society 26:
93–97.
Horowitz, S., Horowitz, A., 2002. Microbial intervention in aquaculture. In: Lee, C.-S.,
O’Bryen, P. (Eds.), Proceedings of Microbial Approaches to Aquatic Nutrition within
54
Environmentally Sound Aquaculture Production Systems. The World Aquaculture
Society, Baton Rouge, Louisiana, USA, pp. 119–131.
Ju, Z.Y., Forster, I.P., Dominy, W.G. 2009. Effects of supplementing two species of
marine algae or their fractions to a formulated diet on growth, survival and
composition of shrimp (Litopenaeus vannamei). Aquaculture 292: 237–243.
Kou I., Sorawit P., Yang Y. 2007. Effects of white shrimp, Litopenaeus vannamei Boone),
and Nile tilapia, Oreochromis niloticus L., stocking density on growth, nutrient
conversion rate and economic return in integrated closed recirculation system
Aquaculture Pages 363–376
McAbee, B., Browdy, C., Rhodes, R., Stokes, A., 2003. The use of greenhouse enclosed
raceway systems for the super-intensive production of pacific white shrimp
Litopenaeus vannamei in the United States. Global Aquaculture Advocate 6 (3):
40–43.
McIntosh, R.P. 1999. Changing paradigms in shrimp farming: I. General description.
Global Aquaculture Advocate 2 (4/5): 40–47.
McIntosh, R.P. 2001. High rate bacterial systems for culturing shrimp. In: Summerfelt,
S.T., et al. (Ed.), Proceedings from the Aquacultural Engineering Society's 2001
Issues Forum. Shepherdstown, West Virginia, USA. Aquaculture Engineering
Society, pp. 117–129.
McNeil, R. 2000. Zero exchange, aerobic, heterotrophic systems: key considerations.
Global Aquaculture Advocate 3 (3): 72–76.
Megahed, M.E., 2010. The effect of microbial biofloc on water quality, survival and growth
of the green tiger shrimp (Penaeus semisulcatus) fed with different crude protein
levels. Journal of the Arabian Aquaculture Society 5: 119–142.
Mercier L, 2007. Influencia de los ácidos grasos altamente insaturados (HUFA) sobre el
sistema de defensa y la susceptibilidad al estrés en camarón blanco Litopenaeus
vannamei. Tesis para D. en C., CIBNOR, La Paz, B.C.S., pp. 257.
Moss, S.A., Pruder, G.D., Samocha, T.M., 1999. Environmental management and control:
controlled ecosystem and biosecure shrimp grow-out systems. In: Bullis, R.A.,
Pruder, G.D. (Eds.), Controlled and Biosecure Production Systems, Preliminary
55
Proceedings of a Special Integration of Shrimp and Chicken Models. World
Aquaculture Society, April 27–30, Sydney, Australia, pp. 87–91.
Moss, S.M. 1995. Production of growth-enhancing particles in a plastic-lined shrimp pond.
Aquaculture 132: 253–260.
Moss, S.M., 2002. Dietary importance of microbes and detritus in penaeid shrimp
aquaculture. In: Lee, C.-S., O'Bryen, P. (Eds.), Microbial Approaches to Aquatic
Nutrition within Environmentally Sound Aquaculture Production Systems. The
World Aquaculture Society, Baton Rouge, Louisiana, USA.
Moss, S.M., Pruder, G.D., 1985. Characterization of organic particles associated with
rapid growth in juvenile white shrimp, Litopenaeus vannamei Boone, reared under
intensive culture conditions. J. Exp. Mar. Biol. Ecol. 187: 175–191.
Nuffield Advanced Science, 1970. Key to Pond Organisms. Penguin Books Ltd, Nuffield
Foundation, UK.
Otoshi, C.A., Montgomery, A.D., Look, A.M., Moss, S.M. 2001. Effects of diet and water
source on the nursery production of Pacific white shrimp, Litopenaeus vannamei. J.
World Aquacult. Soc. 32: 243–249.
Pascual, C., Gaxiola, G. y C. Rosas. 2003. Blood metabolites and hemocyanin of the
white shrimp, Litopenaeus vannamei: the effect of culture conditions and a
comparison with other crustacean. Mar. Biol. 142: 735-745.
Patterson, D.J., Hedley, S., 1992. Free-living Freshwater Protozoa. Wolfe Publishing Ltd.
Racotta, I.S. y E. Palacios. 1998. Hemolymph metabolic variables in response to
experimental manipulation stress and serotonin injection in Penaeus vannamei. J.
World Aquacult. Soc. 29: 351-356.
Ray, A.J., Shuler, A.J., Leffler, J.W., Browdy, C.L., 2009. Microbial ecology and
management of biofloc systems. In: Browdy, C.L., Jory, D.E. (Eds.), The Rising
Tide, Proceedings of the Special Session on Sustainable Shrimp Farming. World
Aquaculture Society, Baton, Rouge, Louisiana, USA, pp. 255–266.
Rosas C. , Cooper E.L., Pascual C., Britto R., Gelabert R., Moreno T., Miranda G.,
Sánchez A., 2004, Indicators of physiological and immunological status of
Litopeneaus setiferus wild population (Crustacean, Penaeidae).
56
Rosas C., Cuzon G., Gaxiola G., Arena L., Lemaire P., Soyez C. y Van Wormhoudt A.
2000. Influence of dietry carbohydrate on the metabolism of juvenile Litopenaeus
stylirostris. J. Exp. Mar. Biol. Endocrin. 249: 181-198.
Rosas C., Cuzon G., Gaxiola G., Pascual C., Taboada G., Arena L. y Van Wormhoudt A.
2002. An energetic and conceptual modelo f the physiological role of dietary
carbohydrates and salinity on Litopenaeus vannamei juveniles. J. Exp. Mar. Biol.
Ecol., 268: 47-67.
SAGARPA,. 2013. Secretaria de agricultura, ganadería, desarrollo rural, pesca y
alimentación. (http://www.sagarpa.gob.mx/ saladeprensa/2012/
Paginas/2013B229.aspx)
Sanchez, A., Pascual, C., Vargas-Albores, F., Le Moullac, G. y C. Rosas. 2001.
Hemolymph metabolic variables and immune response in Litopenaeus setiferus
adult males: The effect of acclimation. Aquaculture 198: 13-28.
Sritunyalucksana K. y Söderhäll K. 2000. The proPO and clotting system in crustaceans.
Aquaculture 191: 53-69.
Timmons, M.B., Ebeling, J.M., Wheaton, F.W., Summerfelt, S.T., Vinci, B.J. 2002.
Recirculating Aquaculture Systems, 2nd Edition. Cayuga Aqua Ventures, New
York. 769 pgs.
Vargas-Albores, F., Guzmán, M.A., Ochoa, J.L. 1993. An anticoagulant solution
forhaemolymph collection and prophenoloxidase studies of penaeid shrimp
(Penaeus californiensis). Comp. Biochem. Physiol. 106ª: 299-303.
Vinatea, L., Gálvez, A.O., Venero, J., Leffler, J., Browdy, C. 2009. Oxygen consumption
of Litopenaeus vannamei juveniles in heterotrophic medium with zero water
exchange. Pesquisa Agropecuária Brasileira 44: 534–538.
Wang, J.K. 1990. Managing shrimp pond water to reduce discharge problems. Aquacult.
Eng. 9: 61–73.
Wasielesky, W., Atwood, H., Stokes, A., Browdy, C.L. 2006. Effect of natural production in
a zero exchange suspended microbial floc based super-intensive culture system
for white shrimp Litopenaeus vannamei. Aquaculture 258: 396–403.
57
Wasielesky, W., Atwood, H., Stokes, A., Browdy, C.L. 2006. Effect of natural production in
a zero exchange suspended microbial floc based super-intensive culture system
for white shrimp Litopenaeus vannamei. Aquaculture 258: 396–403.
Widanarni, D. Y. y Sukenda, J. E. 2010. Nursery Culture Performance of Litopenaeus
vannamei with Probiotics Addition and Different C/N Ratio Under Laboratory
Condition. HAYATI Journal of Biosciences. 17 (3): 115-119.
Wu-Jie Xu, Lu-Qing Pan, Da-Hu Zhao, Jie Huang,. 2012 Preliminary investigation into the
contribution of bioflocs on protein nutrition of Litopenaeus vannamei fed with
different dietary protein levels in zero-water exchange culture tanks. Acuaculture
147–153.
58
Anexo
Agar TSA (Agar de soya tripticaseina)
Formula aproximada* para 1000 ml. de agua purificada:
Peptona de caseína 15.0 g Peptona de soya 5.0 g Cloruro de sodio 5.0 g Agar 15.0 g pH final 7.3 ± 0.2
*Ajustada y/o suplementada para cumplir criterios de desempeño.
Agar MYP (Manitol-yema de huevo-polimixina)
Formula aproximada por 900 ml
Extracto de res 1.0 g Peptona 10.0 g D-Manitol 10.0 g Cloruro de sodio 10.0 g Rojo fenol 0.025 g Agar 15.0 g
*Ajustada y/o suplementada para satisfacer los criterios de rendimiento.
Agar TCBS (Agar tiosulfato citrato bilis sacarosa)
Formula aproximada* para 1000 ml.
Extracto de levadura 5.0 g Peptona de proteosa No. 3 10.0 g Citrato de sodio 10.0 g Tiosulfato de sodio 10.0 g Bilis de buey 8.0 g Sacarosa 20.0 g Cloruro de sodio 10.0 g Citrato férrico de amonio 1.0 g Azul de bromotimol 0.04 g Azul de timol 0.04 g Agar 15.0 g
*Ajustar y/o suplementar para satisfacer los criterios de rendimiento.
Anexo 1.- Formula aproximada de medios de cultivo (TSA, MYP y TCBS) utilizados para el conteo de bacterias en tratamientos heterótrofos 1 (H35%) y 2 (H25%); y los tratamientos autótrofos 3 (A35%) y 4 (A25%).
59
Effects of ionic composition on the condition state of White Shrimp Litopenaeus
vannamei (Boone) culture at low-salinity water
Ismael E. Valenzuela-Madrigal1,2
, Héctor M. Esparza-Leal1, Gerardo Rodriguez-
Quiroz1, E. Alberto Aragón-Noriega
3 and Wenceslao Valenzuela-Quiñonez
1*
1 Departamento de Acuacultura, Instituto Politécnico Nacional-CIIDIR Unidad
Sinaloa, Boulevard Juan de Dios Batís Paredes # 250, Guasave, Sinaloa 81101,
México.
2 Maestría en Recursos Naturales y Medio Ambiente Program Student, Instituto
Politécnico Nacional-CIIDIR Unidad Sinaloa.
3. Centro de Investigaciones Biológicas del Noroeste, Unidad Sonora. Km 2.35
Camino al Tular, Estero Bacochibampo, Guaymas, Sonora 85454, México
*Correspondence: Wenceslao Valenzuela Quiñónez, Centro Interdisciplinario de
Investigación para el Desarrollo Integral Regional-IPN, Guasave, Sinaloa, Boulevard Juan
de Dios Bátiz Paredes, MEXICO 81101.
E-mail: [email protected] Telephone: +52-687-872-9626 and Fax: +52-687-872-9625
Short Running Title: Effects of ionic composition on Condition of white Shrimp
KEYWORDS: Litopenaeus vannamei (Boone, 1931); growth-condition factor; ionic
composition; low-salinity water.
60
Abstract
The culture of white shrimp Litopenaeus vannamei (Boone, 1931) in water with low
salinity presents challenges, the deviation of the ionic composition of water is known that
influences the overall condition of the cultured organisms. The effect of four sources of
water of low salinity and different ion content on the growth, survival and condition status
based on the length-weight of shrimp was determined. Shrimp were grown at sea water
(control, Tm) under the same conditions of those with well water. Well water was high in
bicarbonate (268 to 314.0 mg L-1
) and low in potassium (0.58 to 4.74 mg L-1
), and calcium
(28.0 to 166.5 mg L-1
). Shrimps grown in Tm had averaged weight (12.73 ± 0.61 g) and
survival rates (84.6%), with statistical differences to low salinity-water grown shrimp. The
condition factor (CF) obtained with low-salinity water (T1 = 0.654) was similar to that
recorded for Tm (0.670), where ionic ratios (Na/K and Mg/K) were similar to that of
seawater. This observation strongly suggests that the ratios of the major ions (Na+, K
+,
Mg2+
, Ca2+
) play a more relevant role for a better development of organisms under
cultivation that the of individual ion concentrations.
61
Introduction
In order to optimize the shrimp culture with water of low salinity is necessary to assess the
impact of the variability in the ionic composition of water on the general condition of the
organisms. The main shrimp industries in the United States of America (Luke, Roy, Davis,
Saoud, Boyd, Pine & Boyd 2010), Brazil (Nunes & Lopez 2001), Thailand (Saoud, Davis
& Rouse 2003; Roy, Davis, Saoud & Henry 2007), China (Cheng, Hu, Liu, Zheng & Qi
2005) and Mexico (Godinez-Siordia, Chávez-Sánchez & Gómez-Jiménez 2011), have
experience in the cultivation of L. vannamei in water with salinities less than 5 g L1.
However, there is little published information regarding the condition of the shrimp L.
vannamei in a full cycle based on the condition factor (CF) of the length-weight relation, in
response to growing with well water or surface water with low salinity and different ion
profile. Shrimp aquaculture presents challenges such as determining how water ionic
conditions limit productive potential of shrimp species in each farm regions.
The ionic composition and salinity of water can vary widely between sites, so in some
regions, natural sources of low-salinity water cannot be used directly for shrimp culture
(Davis, Saoud, McGraw & Rouse 2002; Saoud et al. 2003; Zhu, Dong & Wang 2006). In
some cases, there are low levels of potassium, magnesium and other ions, or deviations in
the proportions of the ionic compositions, which limit the development of shrimp crops. It
has been experimentally determined that when there is a deviation in the concentration of
essential ions with respect to those found in seawater, such as K+ and Mg
2+, growth and
survival of L. vannamei in both acclimation (Saoud et al. 2003) and growing (Samocha,
Hamper, Emberson, Davis, McIntosh, Lawrence & Van Wyk 2004) conditions are limited.
Boyd (1989) reported that salinities between 15 and 25 g L-1
are ideal for growing white
62
shrimp L. vannamei, whilst Samocha et al. (2004) reported that cultivating this species in
low salinity water (<3 g L-1
) could support growths up to 14 g.
Alteration in the expected relationship of isometric growth (b = 3) may be usually
considered as an indicator of change in the physical or physiological well-being of the
individuals under study. When this relationship is diverted to the allometric growth (b < 3),
the physiological status could be interpreted as negative (Pauly 1984), because that
population is inclined to maintain a slower growth, smaller size, lower survival and hence
low productive performance. Positive allometric (b > 3) organisms have the added
advantage of growing more in weight than in length (Araneda, Pérez & Gasca-Leyva
2008). On the other hand, Fulton's equation was used to determine the condition factor
[(CF*) Ricker 1979; Chow & Sandifer 1991)], may be useful to compare the specific
characteristics under which shrimp farming are developed.
The objective of this research was to determine the effect of four sources of well water of
low salinity with different ionic composition on growth, survival and condition status based
on length-weight relationship of juvenile marine shrimp L.vannamei cultured at high
density.
MATERIALS AND METHODS
Origin of water used in the experimental work
The experimental work was performed using four sources of well water with low salinity
and different ionic composition. The water was extracted from four wells with a depth of 5
to 7 m, which were located in Sinaloa River Basin (25.3-26.5° N, 106.7-108.5° W) in
Guasave, Mexico. The wells are located at the following coordinates (i) 1 to 4 (Ti): (T1)
63
25.43° N, 108.44° W; (T2) 25.48° N, 108.37° W; (T3) 25.60° N, 108.40° W and (T4) 25.64°
N, 108.51° W.
Experimental Design
The experimental work was designed to compare the effect of the ionic composition of
different sources of well water on productive parameters and condition factor of juvenile
marine shrimp L. vannamei, stocked at a density of 150 organisms. m-2
. The culture was
conducted in a greenhouse in four fiberglass containers (4m x 1m x 1m). Each container
was divided into four experimental units (1m x 1m x 1m). 15 of the 16 units were used,
which operated as separate systems for each of the three replicates of each treatment (T1,
T2, T3 and T4) and the control group (Tm). In the Tm shrimp was grown using sea water
(34.0 ± 0.5 g L-1
) under the same conditions of treatment with well water. To maintain the
water quality each experimental units received a daily water exchange of 10%. The shrimp
are grown in natural photoperiods (14 h light/10 h dark). Each of the containers was
maintained with constant aeration to meet dissolved oxygen (DO) requirements (4-5 mg L-
1).
Maintenance, Stocking and Rearing of experimental organisms
A batch of shrimp postlarvae L. vannamei (PL12) was obtained from a commercial
laboratory and stocked in a fiberglass tank (≈ 2.600 L); they remained for three days at a
salinity of 34±0.5 g L-1
, with constant water flow (0.6 L min-1
) and aeration. Prior to the
start of the experiment, shrimp were acclimated from seawater (34.0 ± 0.5 g L-1
) to the
salinity of each of the respective wells (T1, T2, T3, T4 ≥ 1.0 ± 0.5 g L-1
) with a rate of change
of 0.5 g L-1 h (McGraw, Davis, Teichert-Coddington & Rouse 2002; McGraw & Scarpa,
64
2004; Esparza-Leal, Ponce-Palafox, Valenzuela-Quiñónez, Arredondo & García-Ulloa
2010). Subsequently, the shrimp postlarvae (PL, 0.02 ±0.005 g) were stocked into tanks.
During both the acclimation and study, organisms were fed with commercial food (35%
protein, Ralston Purina ration) three times a day (08:00, 12:00 and 16:00 h). The feeding
rates for each group of organisms were weekly adjusted in relation to the amount of
uneaten food (Cuadros & Beltrame 1998). The feeding rates started at 18-23% of the
biomass estimated of PL and progressively reduced to 2-4% when the organism has
reached an average weight of about 12 g.
Water quality and major ion analyses
Temperature ( C), dissolved oxygen (DO, mg L-1
), pH and salinity (g L-1
) were recorded
daily at 08:00 and 16:00 h using a standard mercury thermometer, aYSI 55 oxygen meter
(Yellow Springs Instrument, Yellow Springs, OH, USA) and a potentiometer Hanna 213,
respectively. Salinity was recorded with a refractometer for readings greater than 3 g L-1
;
otherwise conductivity was measured using the criteria of Boyd, Thunjai & Boonyaratpalin
(2002). Every two weeks water samples were taken from each of the experimental units to
analyze the concentration of nitrite (N-NO2-), nitrate (N-NO3
-), total ammonia-N (N-NH3)
and phosphate (PO4-P) with the methods proposed by Arredondo-Figueroa & Ponce-
Palafox (1998).
500 ml of water of each treatment (i.e. T1 to T4) were assessed twice monthly and
transported to a certified laboratory by the Mexican Federal Authorities (CNA Reg. No.
CAN-GSCA-440), in order to analyze the concentration of major ions: bicarbonate (HCO3-
65
), chlorine (Cl-), sulfate (SO4
2-), calcium (Ca2
+), magnesium (Mg2
+), potassium (K
+) and
sodium (Na+), using standard protocols proposed by Clesceri, Greenberg & Eaton (1998).
Growth, length-weight relationship, condition factor and survival
Weekly, 50 shrimp were collected randomly from each treatment, to record length (mm)
and weight (g). Total length of shrimp (rostrum to telson distance) was measured by means
of an ichthyometer (±1 mm) and weight was recorded using a digital scale (Ohaus ± 0.01
g).
The information obtained was used to adjust the length-weight relationship of the
organisms from each treatment, using a potential model (Wi = a TLb
i), where i = treatment,
Wi = weight (g), TLi = total length (mm), a = proportionality constant and b = exponent of
the equation.
The Fulton’s equation (Ricker 1979; Chow & Sandifer, 1991) was used to determine the
condition factor of each group:
CF𝑖 = �̅�𝑖
TL̅̅ ̅̅ 3 105 equation 1
Where CFi =condition factor for treatment i, �̅�𝑖 = average weight (g) and TL̅̅̅̅ = average
total length (mm).
The experiment concluded at 133 days of farming, after harvesting and counting the total of
living organisms from each replicate, to record the average survival of each treatment (%).
In each case weight and length of individual organisms were recorded as well as the final
average growth (g) and production (kg m-2
) per treatment.
66
Statistical Analysis
Data was analyzed to determine whether there were significant differences between the
treatments in growth, survival, production, water quality, and concentration of major ions.
They were analyzed using a one way variance test. Comparisons were made between
treatments using Student-Newman-Keuls test. Data are expressed as mean ± standard error.
A non-linear regression analysis was used to determine the length-weight relationship. The
curves potential resulting from each treatment were compared with analysis of covariance
(ANCOVA, Zar 1999) and a posteriori Tukey test. The statistical significance of the
exponent from equation (b) was analyzed using the function proposed by Pauly (1984):
�̂� = s.d.(𝑥)
s.d.(𝑦)
|𝑏𝑖−3|
√1−𝑟2 2 √𝑛𝑖 − 22 equation 2
Where �̂� is the t-student statistic, s. d. (x) and (y) are the standard deviation for TLi y Wi of
each treatment, ni is the number of recorded organisms, bi is the fitted value of b for
treatment, and r2 is the coefficient of determination. Statistical significance was α ≤ 0.05.
Results
Water quality
During the experimental work, there were no significant differences between water quality
variables, except for salinity (P> 0.05, Fig. 1). The average temperature, DO and pH were
26.5 oC, 5.9 mg L
-1 and 8.0, respectively. The minimum and maximum concentrations of
total N-NH3 ranged from 0.26 to 0.31 mg L-1
, N-NO2 (0.28 to 0.32 mg L-1
), N-NO3 (0.73 to
0.77 mg L-1
) and PO4-P (1.5 to 1.7 mg L-1
), respectively. The salinity of each treatment of
the different well water source ranged from 0.52 to 0.88 g L-1
, while the control group (Tm)
67
remained at an average of 34.0 g L-1
, presenting significant differences between treatments:
T1-T3 with T2-T4 and both with Tm (P <0.05; Fig. 1).
Major Ions Concentrations and Ratios
The treatments of low salinity well water showed bicarbonate (HCO3-) values of 268.4 ± 35
(T1) to 314.6 ± 19 mg L-1
(T4) and were higher than in the control group (sea water, Tm) of
= 115.70 mg L-1
. Chlorine concentration (Cl-) was between 22.0 ± 5.0 (T1) to 105.3 ± 15
mg L-1
(T2), while the Tm showed 19, 000 ± 65 mg L-1
. In all the following cases, the
concentrations were lower than Tm, all presenting significant statistically differences
(P<0.05). Calcium (Ca2+
) ranged from 28.0 ± 6.0 (T3) to 166.5 ± 32 (T2) mg L-1
;
magnesium (Mg2+
) from 11.7 ± 3.0 (T1) to 118.9 ± 19 (T2) mg L-1
; sodium (Na+) varied
from 40.7 ± 8 (T2) to 140 ± 19 (T4) mg L-1
; potassium (K+) changed from 0.58 ± 0.19 (T3)
to 4.7 ± 2.1 (T2) mg L-1
; sulfate (SO42-
) fluctuated from 38.4 ± 12 (T3) to 173.1 ± 23 (T2)
mg L-1
.
The ionic ratios for Na/K for all water samples for were 37.9, 8.6, 185.9, 88.6 and 14.8:1
(T1 to Tm), respectively, with T3 presenting the highest value. The Ca/K ratio was higher in
the treatment of well water than that of Tm (T1 = 14.1, T2 = 35.1, T3 = 48.3, T4 = 49.1 and
Tm = 0.83), as well as in the ratio of Mg /K (T1 = 3.7, T2 = 25.1, T3 = 54.5, T4 = 26.5 and
Tm = 2.4). Conversely to what occurred in the ratios of Mg/Ca (T1= 0.26, T2 = 0.71, T3 =
1.13, T4 = 0.54 and Tm = 2.9). T1 ratios from Na/K and Mg/K were the closest to that
developed in Tm.
68
Growth, Survival and Production
There were significant differences between the final weight (F = 4.28; P < 0.05), survival
(F = 3.98; P < 0.05) and production (F = 7.28; P <0.05) of well water treatments (T1, T2, T3
and T4) with respect to Tm (Table 1). Table 1 refers that higher values of weight (12.7±0.61
g), survival (84.6±4.1%) and production (1.53± 0.18kg m-2
) were recorded in Tm, while the
lowest values of weight (T3 = 10.8±1.05 g), survival (T4 = 76.35± 3.69%) and production
(T3 and T4 = 1.25±0.10 kg m-2
) occurred in well water treatments (Table 1).
Length-Weight relationship and Condition Factor
The coefficients of determination (r2) obtained in this study ranged between 0.95 and 0.99,
indicating that the potential model used was adequate for the length-weight relationship
(Fig. 2). An ANCOVA analysis determined that the slopes of the potential models for the
length-weight relationship were significantly different between treatments (F = 21.2; P
<0.05). The greater exponent (b) appeared in T3 (3.151), followed by Tm (3.046) and T1
(3.012). The highest condition factor occurred in farmed shrimp with sea water (Tm =
0.670), followed by T1 (0.654), T4 (0.599), T2 (0.558) and T3 (0.496). Taking into account
the values of b, the growth increase in T1 and Tm was isometric and not different from 3 (t =
1.02 and 1.96; P <0.05, respectively). While in treatments T2, T3 and T4, the values of b
were different from 3 (t = 2.86, 5.67 and 3.38; P<0.05, respectively), representing an
allometric growth (Fig. 2).
69
Discussion
Water Quality
The water quality variables (DO, pH, N-NO2-, N-NO3
-, N-NH3 and PO4-P) remained at
levels appropriate for the shrimp L. vannamei, as reported by other authors (Arredondo-
Figueroa & Ponce-Palafox 1998; Atwood, Young, Tomasso & Browdy 2003; Saoud et al.
2003) and although temperature does not exceeded 27 °C (Fig. 1); the growth of organisms
was limited, possibly because of the effect of temperature as it has been reported as one of
the factors that influence the growth rates of penaeid shrimp (Herke, Wengert & La Gory
1987; Staples & Heales 1991; O'Brien 1994; Tsuzuki, Cavalli & Bianchini 2000). In
addition, there are reports that indicate decreased growth rates of L. vannamei when
exposed to temperatures equal or lower to 26 °C (Van Wyk, Davis-Hodkings, Laramore,
Main, Mountain & Scarpa 1999).
Growth, Survival and Production
Growth rates of 0.61 g week-1
at a stocked density of 150 organisms m-2
were recorded for
the different groups, while Tm reached a growth rate of 0.67 g week-1
. In nature this species
is able to grow at 1.4 g week-1
at densities of 2-3 shrimp m-2
(Menz & Blake 1980, cited by
Wyban & Sweeney 1989). There were no significant differences in growth rates of farmed
shrimp in water of different ionic profile. The slower growth in T3 was obtained (0.57 g
week-1
) where concentrations of potassium (0.58 mg L-1
) and calcium (28.00 mg L-1
) were
lower than other treatments. A trend of greater shrimp growth was observed within the ratio
values of Na/K (T1 = 37.91) and Mg/K (T1 = 3.68) which were similar to that of seawater
70
(Tm; Na/K = 14.8 and Mg/K = 2.4). The water ionic profile may vary from each well in
different areas (Boyd & Thunjai 2003). This indicates that to grow L. vannamei with well
water it is important to account for ionic ratios and water salinity values (Saoud, Davis &
Rouse 2003; Esparza-Leal, Ponce-Palafox, Aragón-Noriega, Arredondo-Figueroa, García-
Ulloa Gómez &Valenzuela-Quiñonez 2010).
Results reported no significant differences in the survival of cultured shrimp with different
sources of well water and different ionic profiles (P > 0.05). A survival of 85.55% was
observed for Tm. This is acceptable in the cultured shrimp species, and similar to published
material reporting 80% average survivals of L. vannamei at seawater intensive culture
levels (Sandifer et al., 1988; Wyban and Sweeney, 1989). Shrimp culture with well water
(salinity <1 mg L-1
) a mean survival of 77% was observed. On other stages of the shrimp
culture, Laramore, Laramore & Scarpa (2001) reported that when juveniles and postlarvae
of L.vannamei are exposed to salinities of 0, 2, 4 and 30 g L-1
for a period of 40 days,
juveniles exhibit a better survival in low salinity (100% in 2 g L-1
) than postlarvae (14-29 %
between 0 to 2 g L-1
).
Regardless of salinity content, the ionic water profile is a variable that significantly
influences the survival of shrimp (Davis et al. 2002; Saoud et al. 2003; Zhu, Dong, Wang
& Huang 2004). This was corroborated in the present study as shrimp growing at salinities
<1.0 g L-1
, with a consistent well water ratio of Na/K proved similar growth and survival to
that found in seawater (Tm). It is important to note that there are limits to the ratio values
of Na/K and a high value may lead to a poor survival of L. vannamei (Zhu et al. 2004).
There were no significant differences in the production of shrimp within the well water
treatments. Final mean weight of shrimp on seawater treatment (Tm) was higher weight.
71
Observed by other authors (Al-Ameeri & Cruz 2006) and according to Wang, Dong, Wang
& Tian (1998), mean final sizes of shrimp have a tendency to decrease with increase
stocking density and until the carrying capacity of the system is reached. Seawater
treatment (Tm) presented maximum biomass by the end of the experimental run resulting in
a higher production per unit area, because higher stocking density and means final body
weight.
Length-Weight relationship and Condition Factor
The potential relationship of length-weight was similar in all treatments of this study and
corresponds to that reported for Penaeid species (Dall, Hill, Rothlisberg & Staples 1990).
Reports indicate that when coefficient b is equal to 3, isometric growth is observed, while
allometric growth is depicted with b values smaller or greater than 3 (Enin 1994). Wootton
(1992) reported that growth is positive-allometric when the weight of organisms increases
more than the length (b> 3) and negative-allometric when the length is greater than the
weight (b <3). In this study the organisms of treatment T1 presented isometric growth.
While for organisms of treatments T2 (b = 2.969) and T4 (b = 2.932), the growth revealed to
be negative-allometric. T3 proved positive-allometric (b = 3.151). The length-weight
relationship was not proportioned between cultured organisms on well water treatments,
probably because of their dissimilar proportionality ion ratios that can affect the growth of
organisms (Roy et al. 2007). In organisms cultured within well waters T1 and T3 and ionic
ratios of Na/K and Mg/K approaching that of seawater, the growth tended to be higher, but
no significant differences between treatments were recorded. Perhaps the effect of ion ratios
on growth rates could be hidden by the density effect (stocked at a density of 150
72
organisms. m-2
), given that shrimp growth depends heavily on the latter (Murphy, Willis &
Springer 1991). Whenever ionic ratios for Na/K and Mg/K were closed to those from sea
water, similar growths to those organisms cultured in seawater (Tm) were observed.
In this analysis, the relationship Na/K (T1 = 37.91) and Mg/K (T1 = 3.68) in low salinity
water were similar to that of seawater conserved proportionality of ions that are considered
suitable for growing shrimp. In these conditions the white shrimp can be grown without
increasing salinity or added the lacking essential ions (Na+, Mg
2+ and K
+) to maintain the
growth and survival suitable for cultivation. Shrimp cultured in water of low salinity with
an ionic ratio similar to that of sea water were organisms with the best development under
cultivation, therefore demonstrating that the proportion of ions were important for growth.
The shrimp culture in low salinity well water is one of multiple cause of stress for the
marine shrimp L. vannamei when the ratio of ions is different from that seawater. Shrimp
cannot compensate for the ionic balance to maintain good growth rates and which
consequently condition indices are lower as founded in some treatments (T4, T2 and T3).
Whereas, the physiological condition index of shrimp obtained in treatments of sea water
(Tm) was better. The condition factor obtained from the coefficient of determination (b) can
be used for the performance evaluation of farmed shrimp, given the straightforwardness to
collect and calculate these and other physiological variables.
Acknowledgments
We would like to thank the Consejo Estatal de Ciencia y Tecnología de Sinaloa (CECYT-
Sinaloa 2010) and the Instituto Politécnico Nacional (SIP-20121385) for providing funds
73
for this research. The authors would like to extend thanks to the Aquapacific Hatchery for
providing L. vannamei postlarvae.
74
References
Al-Ameeri A.A. & Cruz E.M. (2006) Production and yield of Penaeus semisulcatus (de
Haan) cultured at different densities. Aquaculture Research 37, 1499–1506.
Allan E.L., Froneman P.W. & Hodgson A.N. (2006) Effects of temperature and salinity on
the standard metabolic rate (SMR) of the caridean shrimp Palaemon peringueyi.
Journal of Experimental Marine Biology and Ecology 337, 103–108.
Araneda M., Pérez E.P. & Gasca-Leyva E. (2008) White shrimp Penaeus vannamei culture
in freshwater at three densities: Condition state based on length and weight.
Aquaculture 283, 13–18.
Arredondo-Figueroa J.L. & Ponce-Palafox J.T. (1998) Calidad del agua en acuicultura:
conceptos y aplicaciones. AGT Editor, S.A. México, D.F. AGT Editor, S.A. México,
D.F. 222 p. (ISBN: 968-363-090-5).
Atwood H.L., Young S.P., Tomasso J.R. & Browdy C.L. (2003) Survival and growth of
Pacific white shrimp Litopenaeus vannamei postlarvae in low salinity and mixed salt
environments. Journal of the World Aquaculture Society 34, 518-523.
Boyd C.E. & Thunjai T. (2003) Concentrations of major ions in water of inland shrimp
farms in China, Ecuador, Thailand and the United States. Journal of the World
Aquaculture Society 34, 524-532.
Boyd C.E. (1989) Water quality management and aeration in shrimp farming. Fisheries
and Allied Aquacultures Departmental Series, Vol. II. Alabama Agricultural
Experiment Station, Auburn University, Auburn, Al., USA.
Boyd C.E., Thunjai T. & Boonyaratpalin M. (2002) Dissolved salts in waters for inland,
low salinity shrimp culture. Global Aquaculture Advocate 5, 40-45.
75
Cheng K.M., Hu C.Q., Liu Y.N., Zheng S.X. & Qi X.J. (2005) Effects of dietary calcium,
phosphorus and calcium/phosphorus ratio on the growth and tissue mineralization of
Litopenaeus vannamei reared in low-salinity water. Aquaculture 251, 472-783.
Chow S. & Sandifer P.A. (1991) Differences in growth, morphometric traits, and male
sexual maturity among Pacific white shrimp, Penaeus vannamei, from different
commercial hatcheries. Aquaculture 92, 165–179.
Clesceri L.S.A., Greenberg A.E. & Eaton, A.D. (1998) Standard methods for the
examination of water and wastewater. 20th edition, American Public Health
Association, Washington, D.C., USA.
Cuadros W. & Beltrame E. (1998) Nuevas técnicas de alimentación con bandejas en el
Brasil. Panorama Acuícola 3, 8-9.
Dall W., Hill B.J., Rothlisberg P.C. & Staples D.J. (1990) The biology of the Penaeidae.
Advances in marine biology. Academic Press, London.
Davis D.A., Samocha T.M. & Boyd C.E. (2004) Acclimating pacific white shrimp,
Litopenaeus vannamei, to inland, low-salinity waters. Southern Regional Aquaculture
Center (SRAC), Publication N° 2601, June.
Davis D.A., Saoud I.P., McGraw W.J. & Rouse D.B. (2002) Considerations for
Litopenaeus vannamei reared in inland low salinity waters. In: Avances en Nutrición
Acuícola (ed. By L.E. Cruz-Suárez, D. Richque-Marie, M. Tapia-Salazar, M.G.
Gaxiola-Cortés, & N. Simoes), Pages 73-94, Memorias del VI Simposium
Internacional de Nutrición Acuícola, 3 al 6 de septiembre del 2002, Cancún, Quintana
Roo, México.
Enin U. (1994) Length–weight parameters and condition factor of two West African
prawns. Rev. Hydrobiol. Trop. 27, 121–127.
76
Esparza-Leal H., Ponce-Palafox J.T., Valenzuela-Quiñónez W., Arredondo, J.L. & García-
Ulloa M. (2010) Effects of density on growth and survival of juvenile Pacific white
shrimp, Penaeus vannamei, reared in low-salinity well water. Journal of the World
Aquaculture Society 41, 648-654.
Esparza-Leal H.M., Ponce-Palafox J.T., Aragón-Noriega, E.A., Arredondo-Figueroa, J.L.,
García-Ulloa-Gómez M. & Valenzuela-Quiñonez W. (2010) Growth and
performance of the whiteleg shrimp Penaeus vannamei (Boone) cultured in low-
salinity water with different stocking densities and acclimation times. Aquaculture
Research 41, 878-883.
Godinez-Siordia D.E., Chávez-Sánchez M.C. & Gómez-Jiménez S. (2011) Epicontinental
aquaculture of the Pacific white shrimp, Litopenaeus vannamei (Boone, 1931).
Tropical and Subtropical Agroecosystem 14, 55-62.
Herke W.H., Wengert M.W. & La Gory M.E. (1987) Abundance of young brown shrimp in
natural and semi-impounded marsh nursery areas: relation to temperature and salinity.
Northeast Gulf. Sci. 9, 9–28.
Laramore S., Laramore C.R. & Scarpa J. (2001) Effect of low salinity on growth and
survival of postlarvae and juvenile Litopenaeus vannamei. Journal of the World
Aquaculture Society 32, 385-392.
Luke A., Roy D., Davis A., Saoud I.P., Boyd C.A., Pine H.J. & Boyd C.E. (2010) Shrimp
culture in inland low salinity waters. Reviews in Aquaculture 2, 191–208.
McGraw W.J. & Scarpa J. (2004) Mortality of freshwater-acclimated Litopenaeus
vannamei associated with acclimation rate, habituation period, and ionic challenge.
Aquaculture 236, 285-296.
McGraw W.J., Davis D.A., Teichert-Coddington D. & Rouse D.B. (2002) Acclimation of
77
Litopenaeus vannamei postlarvae to low salinity: Influence of age, salinity endpoint,
and rate of salinity reduction. Journal of World Aquaculture Society 33, 78-84.
Menezes S., Soares A.M.V.M., Guilhermino L. & Peck M.R. (2006) Biomarker responses
of the estuarine brown shrimp Crangon crangon L. to non-toxic stressors:
temperature, salinity and handling stress effects. Journal of Experimental Marine
Biology and Ecology 335, 114–122.
Menz A. & Blake B. F. (1980) Experiments on the growth of Penaeus vannamei Boone. J.
exp. mar. Biol. Ecol. 48, 99-111.
Murphy B.R., Willis D. & Springer T.A. (1991) The relative weight index in fisheries
management. Status and Need Fisheries 16, 30–48.
Nunes A.J.P. & Lopez C.V. (2001) Low-salinity, inland shrimp culture in Brazil and
Ecuador -economics, disease issues move farms away from coasts. Global
Aquaculture Advocate 4, 62-64
O'Brien C.J. (1994) The effects of temperature and salinity on growth and survival of
juvenile tiger prawns Penueus esculentus (Haswell). J. Exp. Mar. Biol. Ecol. 183,
133–145.
Pauly D. (1984) Fish population dynamics in tropical waters: a manual for the use with
programmable calculators. ICLARM, Studies and Reviews. 325 pp.
Ricker W.E. (1979) Growth rates and models. In: Fish physiology, Volume VIII,
Bioenergetics and growth (ed. by W.S. Hoar, D.J. Randall &, J.R. Brett), pp 677-743.
Academic Press, New York.
Roy L.A., Davis D.A., Saoud I.P. & Henry R.P. (2007) Effects of varying levels of aqueous
potassium and magnesium on survival, growth, and respiration of the Pacific white
shrimp, Litopenaeus vannamei, reared in low salinity waters. Aquaculture 262, 461-
78
469.
Samocha T.M., Hamper L., Emberson C.R., Davis A.D., McIntosh D., Lawrence A.L. &
Van Wyk P.M. (2004) Production of the pacific white shrimp, Litopenaeus vannamei,
in high-density greenhouse-enclosed raceways using low salinity groundwater.
Journal of Applied Aquaculture 15, 1-19.
Sandifer P.A., Hopkins J.S. & Stokes A.D. (1988) Intensification of shrimp culture in earth
ponds in South Carolina: progress and prospect. Journal of World Aquaculture
Society 19, 218-226.
Saoud I.P., Davis D.A. & Rouse D.B. (2003) Suitability studies of inland well waters for
Litopenaeus vannamei culture. Aquaculture 217, 373-383.
Staples D.J. & Heales D.S. (1991) Temperature and salinity optima for growth and survival
of juvenile banana prawns (Penaeus merguiensis). J. Exp. Mar. Biol. Ecol. 154, 251–
274.
Tsuzuki M.Y., Cavalli R.O. & Bianchini A. (2000) The effects of temperature, age and
acclimation to salinity on the survival of Falfantepenaeus paulensis postlarvae. J.
World Aquac. Soc. 31, 459–468.
Van Wyk P., Davis-Hodkings M., Laramore C.R., Main K.L., Mountain J. & Scarpa J.
(1999) Farming marine shrimp in recirculating freshwater systems. FDACS contract
#4520 documents. Florida Department of Agriculture and Consumer Services.
Tallahassee, Florida, USA.
Wang J.Q., Dong D., Wang S. & Tian X. (1998) Experimental studies on polyculture in
closed shrimp ponds. I. Intensive polyculture of Chinese shrimp (Penaeus chinensis)
with tilapia hybrids. Aquaculture 163, 11-27.
Wootton R.J. (1992) Fish ecology: tertiary level biology. Blackie, London.
79
Wyban J.A. & Sweeney J.N. (1989) Intensive shrimp growout trials in a round pond.
Aquaculture 76, 215-225.
Zar J. (1999) Biostatistical analysis. Prentice-Hall. Inc., New Jersey.
Zhu C., Dong S.L. & Wang F. (2006) The interaction of salinity and Na/K ratio in seawater
on growth, nutrient retention and food conversion of juvenile Litopenaeus vannamei.
Journal of Shellfish Research 25, 107-112.
Zhu C., Dong S.L., Wang F. & Huang G. (2004) Effects of Na/K ratio in seawater on
growth and energy budget of juvenile Litopenaeus vannamei. Aquaculture 234, 485-
496.
80
Figure captions:
Fig. 1. Means (±SD) of water quality parameters from different sources of low salinity well
water and seawater (control) throughout culture period. Water sources: (T1) 25.43° N,
108.44° W; (T2) 25.48° N, 108.37° W; (T3 ) 25.60° N, 108.40° W; (T4) 25.64° N, 108.51°
W y Tm = Seawater (control).
Fig. 2. Length–weight relationship for white shrimp grown using PL (0.02 g) stocked at
density of 150 shrimp m-2
for 133 days. Water source: (T1) 25.43° N, 108.44° W; (T2)
25.48° N, 108.37° W; (T3 ) 25.60° N, 108.40° W y (T4) 25.64° N, 108.51° W; Tm =
Seawater (control). Each circle represents an observation.
81
Table:
Table 1. Mean (± SD) values of the indicators of L. vannamei reared in four different
sources* of low salinity well water and seawater (Control) using PL (0.02 g) socked at
density of 150 shrimp m-2
for 133 days.
Different superscripts letters within rows indicate significant differences (P < 0.05).
* Treatment: (T1) 25.43° N, 108.44° W; (T2) 25.48° N, 108.37° W; (T3) 25.60° N, 108.40° W;
(T4) 25.64° N, 108.51° W y Tm = Seawater (control).
Initial Weight Final Weight Survival
(Water source) (g) (%) (Kg m-2
)
T1
T2
T3
T4
Tm
11.2a±0.91 76.4
a±3.7 1.25
a±0.21
Treatment
(g)
Crop
78.4a±3.7 1.35
a±0.18
0.024a±0.012
0.023a±0.013 11.8
a±0.93
11.6a±1.10 77.6
a±3.4
0.022a±0.012 12.7
b±0.61 84.6
b±4.1 1.53b±0.18
1.31a±0.20
0.022a±0.013 10.8
a±1.05 78.6
a±4.3 1.25a±0.10
0.023a±0.011
Tratamientos
a) a) a) a) b)
a) a) a) a) b)
Treatments
Va
ria
teT1 T2 T3 T4 Tm
82
Figure 1
20
26
32
T1 T2 T3 T4 Tm
Temp. (ºC)
a)
6
7
8
9
T1 T2 T3 T4 Tm
pH
b)
4
6
8
T1 T2 T3 T4 Tm
DO (mg • L-1)
c)
0
12
24
36
T1 T2 T3 T4 Tm
Sal. (g • L-1)
d)
0
0.3
0.6
T1 T2 T3 T4 Tm
TAN (mg • L-1)
e)
0
0.3
0.6
T1 T2 T3 T4 Tm
NO2- N (mg • L-1)
f)
0
0.5
1
T1 T2 T3 T4 Tm
NO3- N (mg • L-1)
g)
0
1
2
T1 T2 T3 T4 Tm
PO4-P (mg • L-1)
h)
Treatment
Va
ria
te a) b) a) b) c)
T1 T2 T3 T4 Tm T1 T2 T3 T4 Tm
83
Figure 2.
0
5
10
15
0 5 10 15
y = 0.00005x3.012
R2 = 0.984 (T1)
Tota
l W
eig
ht (
g)
0
5
10
15
0 5 10 15
y = 0.00005x2.969
R2 = 0.991 (T2)
0
5
10
15
0 5 10 15
y = 0.00005x3.151
R2 = 0.984 (T3)
0
5
10
15
0 5 10 15
y = 0.00007x2.932
R2 = 0.959 (T4)
0
5
10
15
0 5 10 15
y = 0.00005x3.046
R2 = 0.983 (Tm)
Total Lenght (cm)
