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Anatomía de estructuras vegetativas y origende los estolones, microtubérculos y raíces

adventicias en plantas in vitro de papa(Solanum tuberosum L.) cv. Granola.

Anatomy of the vegetative structure and origin of stolons,microtubers and adventitious roots of in vitro potato

(Solanum tuberosum L.) plants cv Granola.

J. E. Salas R1, N. J. Mogollón M2. y M. E. Sanabria2, 3.

Resumen

Con la finalidad de describir la anatomía de estructuras vegetativas y elorigen de los estolones, microtubérculos y raíces adventicias de plantas in vitrode papa (S. tuberosum L.) cv. Granola, se muestrearon plantas cultivadas en lasfases de crecimiento y desarrollo e inducción a la tuberización. En esta última,desde la iniciación hasta la formación de los microtubérculos. Las muestras sefijaron en F.A.A. al 90%, procesándose según las técnicas convencionales deestudios anatómicos para la obtención de láminas semipermanentes y permanentesde secciones transversales y longitudinales de los órganos en estudio. Paralelamentese realizaron preparaciones con aclarados de las porciones apicales, medias ybasales de las láminas foliares, a fin de estudiar las características de la epider-mis. En el tallo aéreo los tejidos vasculares estaban dispuestos en haces colateralesseparados por zonas de tejido parenquimático, a partir del cual se originaron elcambium interfascicular, xilema, floema y raíces adventicias; mientras que losestolones en las zonas axilares de dicho tallo. Los microtubérculos se formaron enla zona sub-apical del estolón y en la zona axilar del tallo aéreo. En estasestructuras, el felógeno se originó a partir de las capas celulares subepidérmicas.En la hoja, ambas epidermis resultaron ser uniestratificadas, con tricomassimples, unicelulares o pluricelulares, y algunos glandulares. Los estomas,paracíticos y anomocíticos, se observaron en ambas superficies. Las raícesadventicias resultaron ser diarcas. Al comparar estos resultados con los obtenidosen otros cultivares de S. tuberosum y otros géneros de Solanaceae, se encontrarondiferencias anatómicas marcadas.Palabras clave: Anatomía de órgano vegetativos, cultivo in vitro, Solanumtuberosum.

Recibido el 7-3-2001 Aceptado el 25-7-20021 INIA (Instituto Nacional de Investigaciones Agropecuarias). Jesr63@yahoo.es.2 Universidad Centroccidental "Lisandro Alvarado", Postgrados de Agronomía. Unidad deBiotecnología Vegetal. norcam@cantv.net3 Unidad de Investigación en Fitopatología; mesanabria@yahoo.com

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Abstract

Potato plants (S. tuberosum L.) cv. Granola, produced under in vitro condi-tions were sampled during the phases of growth, development and induction oftuber development in order to describe the anatomy of vegetative structures andthe origin of stolons, micro-tubers and adventitious roots. This last activity wasstudied from initiation up to the formation of micro-tubers. Samples were fixedin 90 % F.A.A. following conventional techniques for anatomical studies. Bothpermanents and semi-permanent slides of transverse and longitudinal sectionsof the tissues being studied were prepared. Decolorized portions of apical, inter-mediate and basal parts of the foliar lamina were also processed for studyingsome of the epidermal characteristics. The vascular bundles of aerial stems werearranged in collateral axis and separated by zones of parenchymatous tissuesfrom which the interfacial cambium, xylem, phloem and adventitious roots wereoriginated, while stolons emerged up from the axillar zone of the same stem. Themicro-tubers were formed in the sub-apical portions of the stolons and in theaxillary area of the aerial stem. In such structures, the phellogen was originatedfrom sub-epidermal cellular layers. Both epidermis turned out to be uni-strati-fied, with trichoms being simple, uni-cellular, pluri-cellular and some cases glan-dular. Paracytic and anomositic stoma were also observed on both surfaces. Fi-nally the adventitious roots were found to be diarchic. Marked anatomical differ-ences arose when comparing our results with those of other researches whereothers cultivars of S. tuberosum and others genera of the Solanaceae family wereused.Key words: Anatomy of vegetative organ, in vitro conditions, Solanumtuberosum.

Introducción

En América Latina, la papa(Solanum tuberosum L.), ocupa elsexto lugar entre los cultivosalimenticios en términos de produccióntotal, después del maíz, la yuca, el trigo,el arroz y el plátano; y el séptimo enárea cultivada, luego de los productosmencionados, con la adición del sorgo(9). Desde el punto de vista de su valornutritivo, se encuentra en un lugarpriviligiado, y por su importancia en ladieta humana, la NASA (USA)consideró usarla para el sostenimientode la vida en el espacio (11).

Esta especie, perteneciente a la

familia Solanaceae, es una plantaherbácea con tres tipos de tallo, unoaéreo, circular o angular en seccióntransversal, sobre el cual se disponenhojas compuestas en filotáxis espiral;otro estolonífero formado por broteslaterales más o menos largos que nacende la base del primero, y por último, eltubérculo engrosado, subterráneo. Lasraíces son adventicias, superficiales oprofundas (4, 8, 10).

En el tallo aéreo, los tejidosvasculares primarios se disponen enhaces bicolaterales, abiertos y condesarrollo de floema interno y externo.

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La diferenciación del floema internoparece ser similar al observado en otrasespecies de esta misma familia ( 3).

Los estolones presentan una zonameristemática sub-apical, de donde seoriginan los tubérculos mediante unengrosamiento radial, producto delalargamiento de las célulasparenquimáticas y la pérdida de lapolaridad de las mismas (3). Aún hoyen día no existe una descripciónconsistente de la tuberización. Por logeneral, se asume que durante laformación del tubérculo, el crecimientolongitudinal del estolón se detiene y lascélulas parenquimáticas de la corteza,de la médula y de regionesperimedulares sufren divisiones yalargamiento (14). Cutter (3), señalóque la peridermis se forma pordivisiones periclinales de las célulasepidérmicas o de tejidos hipodérmicos.La endodermis presenta bandas deCaspary y desaparece tempranamente.En tubérculos maduros, existen pocoselementos conductores y no hay uncambium vascular continuo. Laslenticelas son circulares y el númerode las mismas varía por unidad desuperficie, tamaño del tubérculo ycondiciones ambientales.

Las hojas son bifaciales, conambas epidermis uniestratascompuestas por células de paredessinuosas en vista superficial. Lostricomas pueden ser uniseriados,glandulares y con una cabezapluricelular más o menos esférica (3).

Artschwager y Hayward, citadospor Cuter (3), encontraron raícesjóvenes diarcas; sin embargo, de Vriescitado por esta última autora, afirmóque son triarcas y en las adventiciasde cv Arran Pilot se presentaron entrecuatro y seis polos protoxilemáticos. Elorigen de estas raíces se ubicó en lazona vascular, pero no se establecieroncon exactitud, los tejidos queintervinieron en la formación delprimordio radical.

Considerando la importancia delcultivo y la escasa informacióndisponible sobre el tema investigado,el presente trabajo tuvo como objetivodescribir la anatomía de lasestructuras vegetativas y determinarel origen de los estolones,microtubérculos y raíces adventiciasde plantas in vitro de papa (S.tuberosum L.) cv. Granola y relacionarlos resultados con los obtenidos en elestudio de otros géneros de Solanaceae.

Materiales y métodos

Las plantas in vitro de papa (S.tuberosum L.) cv. Granola utilizadasen este estudio se obtuvieron del Bancode Germoplasma del FONAIAP-Mérida. Con el fin de disponer desuficiente material vegetal, segmentosnodales de 0,5 a 0,6 cm de longitudprovistos de una yema axilar, semultiplicaron en un medio básico de

Murashige y Skoog sin reguladores delcrecimiento (12). Estos crecieron ydesarrollaron bajo un fotoperíodo de 16horas/luz, 67,6 mol.s-1.m-2 deluminosidad y a 25°C 1 detemperatura, alcanzando una alturade 5,0 a 6,0 cm. Durante esta fase serealizaron muestreos para estudiar laanatomía del tallo aéreo, hojas y raíces

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adventicias.Posteriormente, cuando las

plantas in vitro alcanzaron una edadde 45 días, fueron inducidas atuberización, empleando el mismomedio de cultivo, pero adicionandobenziladenina (8 a 12 mg/l) eincrementando la sacarosa de 3 a 8%.Esta fase se realizó en completaoscuridad durante un período de 75días, lapso durante el cual se hicieronmuestreos cada siete días, desde suinicio hasta la formación de losestolones y microtubérculos, a objetode determinar el origen de éstosórganos.

La preservación de las muestrasse hizo con formol-alcohol-ácido acético(F.A.A.) al 90% por un período mínimode 12 horas. Se utilizaron doce plantaspara la preparación de tres tipos demontajes: a.- Láminas semi-permanentes de secciones transversales

y/o longitudinales de los órganosvegetativos, realizadas a mano alzaday montadas con agua:glicerina (v:v); b.-Láminas permanentes de seccionestransversales y longitudinales de estasmismas estructuras, deshidratadas enalcohol butílico terciario aconcentraciones crecientes (desde 50%hasta 100%) e incluidas en paraplastX-tra (50-54 º C de punto de fusión). Lasestructuras fueron seccionadas a 15micrómetros con un micrótomo dedeslizamiento marca Leica y c.-Aclarados de ambas superficies de lalámina foliar utilizando la porción me-dia de los órganos, las cuales sesometieron a la acción de clorocomercial por tres días y montadas enagua:glicerina (v:v). En los tres casosla tinción fue supravital, directa, totaly pancromática, con safranina y azulde astra en el primer y último caso ycon eosina en el segundo (7).

Resultados y discusión

A. Anatomía.1. Tallo aéreoEl tallo en sección transversal

(figura 1) se observó cilíndrico, con unacapa de células epidérmicas de formatabular o elipsoidal y disposición com-pacta, cuyas paredes mas externas seencontraban cutinizadas. Los tricomassimples, glandulares, cortos, con elpedicelo bicelular y la cabeza globosa decuatro células, semejantes a los descritospor García y Torres (5) para plantascultivadas in vivo de Physalis angulata(Solanaceae). En contraste a lo señaladopor estas mismas autoras al estudiarcuatro especies Physalis propagadas pormétodos convencionales, la corteza no

desarrolló colénquima, resultando sercompletamente parenquimática, concélulas de paredes delgadas, pequeñosespacios intercelulares y granos dealmidón elípticos y excéntricos. Lostejidos vasculares se observarondispuestos en un anillo discontinuo detres fascículos colaterales abiertos, detamaño variable y separados por zonasinterfasciculares completamenteparenquimáticas. No se observó ladiferenciación de floema interno como eldescrito por Fukuda y Bonnemain,citados por Cutter (3) para otroscultivares de Solanum y por García yTorres (5) para las especies de Physalisestudiadas.

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A medida que avanzó elcrecimiento, las zonas entre los hacesvasculares fueron ocupadas porparénquima interfascicular;asimismo, se observó el desarrollo defibras protegiendo el floema.

La zona medular estaba formadapor parénquima semejante al descritopara la corteza, con granos de almidónelípticos y excéntrico y grupos de tresa cuatro células esclerenquimáticasaisladas en este tejido.

2. EstolónEn sección longitudinal, el

estolón (figura 2) mostró una anatomíamuy semejante a la descrita para eltallo aéreo, presentando una epidermisuniestrata y cutinizada. Se observaron

tricomas cortos, tectores, simples yunicelulares; pluricelulares, erectos orecurvados con base unicelular y deltipo glandular corto, con pedicelobicelular y cabeza globosa de cuatro aseis células, similares a los descritospor García y Torres (5, 6) para el talloaéreo y la lámina foliar de especies dePhylalis propagadas por métodosconvencionales. Los tejidos vascularesconstituyendo haces colaterales, lacorteza y la médula formadas porparénquima amilífero con granos dealmidón elípticos y excéntricos.

La zona apical del estolón seobservó completamente meristemáticaubicada entre un par de primordiosfoliares opuestos, y por debajo de la

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Figura 1: Sección transversal del tallo aéreo de plantas in vitro depapa (S. tuberosum L.) cv. 'Granola'. A (200x): (e) epidermis,(t) tricoma, (c) corteza y (g) granos de almidón. B. (400X): (f)floema, (x) xilema, (cf) cambium fascicular, (ci) cambium in-terfascicular y médula (m).

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inserción de éstos, la diferenciación detejidos vasculares primarios, la cortezay la médula.

3. MicrotubérculoEn los microtubérculos (figura 3)

la epidermis se sustituyetempranamente por una peridermis,y el felógeno se origina a partir de lascapas celulares subepidérmicas. Seobservaron haces vasculares primariosdispersos en el parénquima amilífero,el cual presentaba gran cantidad degranos de almidón. Este tejido ocupabala corteza, región perimedular ymédula del órgano. No se observó laformación de endodermis como lareportada por Kumar y Wareing;Artschwager y Reeve et al., citados porCutter (3).

4. Hoja (figuras 4, 5 y 6).En vista superficial, las epider-

mis adaxial y abaxial, se observaronconformadas por células de paredessinuosas, como las descritas por Garcíay Torres (6) para P. pubescens y P.peruviana cultivadas in vivo. Losestomas se presentaron en ambas epi-

dermis (hojas anfiestomáticas) yestaban distribuidos de forma irregu-lar, predominando los del tipoparacítico, aunque también seobservaron algunos anomocíticos. Estoconcuerda con lo encontrado porBenítez y Ferrarotto (1) en especies delgénero Cestrum propagadas pormétodos convencionales. Ambos tiposde estomas han sido señalados comotípicos de la familia Solanaceae porBessis y Guyot (2). El índice estomáticoresultó ser de 5,46 para la superficieadaxial y de 20,0 para la abaxial. Seobservaron numerosos tricomas yvarios tipos tricomáticos, cuyaconstitución coincide con la señaladapor García y Torres (6) para especiesde Physalis. Hacia el ápice y margende la lámina foliar se presentaron peloscortos, tectores, simples y unicelularesy, en la parte media, tectores,pluricelulares, rectos o recurvados conbase unicelular y del tipo glandularcorto, con pedicelo bicelular y cabezaglobosa de cuatro a seis células.

En sección transversal, la lámina

Figura 2. Sección longitudinal del estolón de plantas in vitro de papa(S. tuberosum L.) cv. 'Granola.'. A. Ápice del estolón (200x). B.Detalles de la zona subapical del estolón (400X). (pf) primordiofoliar, (ma) meristema apical, (tv) tejidos vasculares, (c)corteza, (e) epidermis y (m) médula.

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Figura 3. A, B y C. Secciones transversales del microtubérculo deplantas in vitro de papa (S. tuberosum L.) cv. 'Granola'. (200x).(pe) peridermis, (pa) parénquima amilífero, (g) grano dealmidón (y) yema,.

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Figura 4. Vista frontal de la lámina foliar de plantas in vitro de papa(S. tuberosum L.) cv. 'Granola' mostrando tipos de tricomas yestomas. (1000X). A. Superficie adaxial y B. Superficie abaxial.(tg) tricoma glandular, (tsu) tricoma simple unicelular, (tsp)tricoma simple pluricelular y (es) estoma.

Figura 5. Sección transversal de la lámina foliar de plantas in vitro depapa (S. tuberosum L.) cv. 'Granola' (A. Esquema general) B.(100X): (ea) epidermis adaxial, (c) cutícula, (pe) parénquimaen empalizada, (pes) parénquima esponjoso, (eab) epidermisabaxial, (es) estoma y (t) tricomas.

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foliar mostró una epidermis adaxialuniestrata, con células cutinizadas, deforma tabular y dispuestascompactamente. La hoja era bifacial encuanto a la distribución del mesófilo, locual es muy común en la familia Solan-aceae como lo indicado por Metcalfe yChalk, citados por García y Torres (6).El clororénquima constituido por unacapa de empalizada y de dos a tres deesponjoso, con células de paredesdelgadas y separadas por espaciosintercelulares, ambas con cloroplastos.La cutícula de la epidermis abaxial seobservó de menor grosor y con célulasmás pequeñas que la adaxial.

5. Raíz adventicia.Las secciones transversales

(figura 7) y longitudinales de las raícesadventicias mostraron una rizodermiscontinua y uniestrata. Los pelosradicales eran unicelulares, sincutícula y de origen exógeno. La cortezacompletamente parenquimática; laexodermis y la endodermis se

diferenciaron muy tempranamente,ambas uniestratificadas y por debajode esta última se ubicó el periciclouniseriado. El xilema y el floemaprimarios presentaron una disposiciónradial; dos polos xilemáticos,alternando con igual número de polosfloemáticos. Esto coincide con loseñalado por Artschwager y Hayward,citados por Cutter (3), al indicar quelas raíces jóvenes pueden ser diarcas;pero difieren con Vries, citado por estamisma autora, al reportar raícestriarcas en el cv. Arran Pilot. El centrodel corte se observó formado por célulasparenquimáticas pequeñas, sinespacios intercelulares.

B. Origen de los estolones,microtubérculos y raíces adventicias.

1. Formación del estolón.En sección transversal (figura 7)

del tallo aéreo se observó la formacióndel estolón a partir de tejidos nodiferenciados resguardados en las zo-nas axilares de este órgano, los cuales

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Figura 6. Raíz adventicia de plantas in vitro de papa (S. tuberosum L.)cv. 'Granola'. A. Sección transversal (100X) y B. Sección longi-tudinal (400X). (r) rizodermis, (ex) exodermis, (c) corteza, (en)endodermis, (px) polo protoxilemático, (pr) pelos radicales (c).

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se diferencian de otros tejidos que losrodean por sus núcleos grandes y sudensa tinción con eosina. El primordiode estolón inicialmente presentó tejidosno diferenciados y durante suformación y el desarrollo de sucesivosentrenudos, la anatomía del tallo aéreose alteró como cosecuencia de cambiosprovocados por la emergencia delmismo hacia la superficie. El ápice delestolón originó un par de primordiosfoliares inicialmente opuestos, luegoalternos y entre ellos el domo delmeristema apical. Posteriormentecontinuaron las divisiones ysubsecuentemente la diferenciación deotros tejidos en la porción proximal deeste órgano.

2. Formación de microtu-bérculos a partir del estolón(figuras 8 y 9).

En las plantas in vitro se pudoobservar que la formación de los

microtubérculo fue el resultado de dosmodalidades: unos se originaron apartir de la yema axilar del tallo aéreo,la cual sufre un pequeño alargamientoantes de comenzar el engrosamientoen el ápice y otros en la zona subapicaldel estolón. En el primer caso seobservaron muy cercanos al eje oapenas separados de este órgano porun corto estolón.

Una vez desarrollado el estolón,su crecimiento se detuvo y se evidencióla formación de un engrosamientoprovocado por divisiones celulares y/oaumento del diámetro de las célulasparenquimáticas de la corteza, médulay zonas perimedulares del entrenudoubicado por debajo del ápice. Esto co-incide con lo reportado por Xin et al.(14), quienes señalaron divisiones yalargamiento de las célulasparenquimáticas en estas zonas du-rante la formación de microtubérculos.

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Figura 7. Zona axilar del tallo aéreo de plantas in vitro de papa (S.tuberosum L.) cv 'Granola' mostrando el desarrollo de unestolón. A. Sección transversal. (ma) masa de tejidomeristemático, (n) núcleos en división (1000x). B Sección lon-gitudinal. (est) estolón en desarrollo, (pf) primordios foliares,(tv) tejidos vasculares, (ta) tallo aéreo y (t) tricomas (100x).

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El felógeno se formó a partir de la o lasprimeras capas corticales y pordivisiones sucesivas originó laperidermis, tejido que sustituyó a laepidermis.

En secciones longitudinales deltallo aéreo se pudo evidenciar unamasa de células meristemáticas enposición axilar, la cual se organizó enun meristema apical por divisionesanticlinales y periclinales. Estascélulas originan un primordio deestolón de crecimiento muy limitado,proceso que terminó muytempranamente, iniciándose laformación de un microtubérculo muycerca del tallo aéreo. El posteriordesarrollo del microtubérculo essemejante al descrito anteriormente.Al respecto, Vreugdenhil et al. (13)señalaron que el desarrollo de lasyemas axilares en tubérculos,estolones o brotes está relacionado conla composición del medio de cultivo,

ocurriendo la formación de las dosprimeras estructuras en presencia dealtas concentraciones de sacarosa (8%).Dicha concentración fue igual a la delmedio nutritivo usado en estainvestigación para la inducción demicrotubérculos.

3. Formación de raícesadventicias (figura 10).

En la plantas in vitro fijadas apartir del séptimo día de inducción ala tuberización, el parénquima de laszonas interfasciculares del tallo aéreocomenzó a dividirse, formando lascélulas iniciales de la raíz y causandomodificaciones en la anatomía de esteórgano. Luego de catorce días, el grupode células así generado seindividualizó, formando el primordio deraíz que se diferenció de los tejidoscircundantes por sus núcleos grandesy una densa tinción con eosina; asícomo por los tejidos propios del órganoque se estaba diferenciando. Mediante

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Figura 8. A. Sección longitudinal de la zona axilar del tallo aéreo de laplanta in vitro de papa (S. tuberosum L.) mostrando laformación de un microtubérculo (100X). B. Plantas in vitromostrando el desarrollo de microtubérculos en el tallo aéreo.(mi) microtubérculo, (pec) pecíolo, (ta) tallo

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Figura 9. A. Sección longitudinal del tallo aéreo de plantas in vitro depapa (S. tuberosum L.) mostrando la formación de un estolón(50x). B. Sección longitudinal del ápice del estolón mostrandoel desarrollo de un microtubérculo en la región subapical(50X). C. Plantas in vitro con formación de microtubérculosen los estolones. (ta) tallo, (tv) tejidos vasculares, (est)estolón, (Mi) microtubérculo, (ma) meristema apical, (pf)primordio foliar.

Figura 10. Sección transversal de la base del tallo aéreo de plantas invitro de papa (S. tuberosum L.) mostrando la formación deuna raíz adventicia. A. Formación del primordio de raíz apartir del parénquima interfascicular (x) B. Raíz adventi-cia emergiendo del tallo (x). (pr) primordio de raíz, (ci) cam-bium interfascicular, (c) corteza, (hv) haz vascular, (x)xilema, (f) floema, (m) médula, (e) epidermis, (tv) tejidosvasculares, (ra) raíz adventicia y (co) cofia

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divisiones sucesivas, estas estructurasse abrieron paso a través de los tejidoscorticales del tallo y emergieron a lasuperficie del mismo, llevando en su

extremo distal la cofia. Seguidamenteocurrió un rápido crecimiento en elmedio de cultivo y en esta etapa ya fueposible diferenciar las distintas zonas

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histológicas de la raíz. Estos resultadosdifieren de lo señalado por Vries, citadopor Cutter (3) para cv Arran Pilot,quien determinó el origen de la raíz a

partir de células de la zona interfas-cicular, sin especificar los tejidosintervienen en su formación.

Conclusiones

En el tallo de Solanumtuberosum cv. Granola cultivada invitro no se observó la formación defloema interno, por lo que los haces sedescriben como colaterales abiertos.

Los estolones se originaron apartir de tejidos no diferenciados en laszonas axilares del tallo aéreo y losmicrotubérculos en la zona subapicaldel estolón, así como a partir de la yemaaxilar del tallo aéreo, muy cercanos aleje o separados del mismo por un cortoestolón. El felógeno en los

microtubérculos se originó a partir detejidos hipodérmicos.

En la lámina foliar, los tipostricomáticos variaron al comparar lazona del ápice con la media o la base ylos estomas observados fueron de tipoparacítico y/o anomocíticos, condistribución irregular.

Las raíces adventicias resultaronser diarcas y los tejidos parenquimáticosque intervinieron en la formación delprimordio radical se ubicaron en la zonainterfascicular del tallo aéreo.

Literatura citada

1. Benítez de R. C. y M. Ferrarotto. 1997.Arquitectura foliar en tres especiesde Cestrum (Solanaceae-Cestreae) deVenezuela. Anales de BotánicaAgrícola 4: 5-10.

2. Bessis, J. y M. Guyot, 1979. An attempt touse stomatal characters in sytematicand phylogenetic studies of Solan-aceae. In: Hawkes, J.R., R. Lester yA. Skelding (eds.). The Biology andtaxonomy of the Solanaceae. Linn.Soc. Symp., Ser. 7. Academic Press,London. pp. 321-326.

3. Cutter, E.G. 1978. Structure and develop-ment of potato plant. pp. 70-152. In:The potato crop (ed.) P.N.H. Harris.Chapman and Hall, London. 730 p.

4. Font Quer, P. 1973. Diccionario deBotánica. Editorial Labor. Barcelona,España. 1244 p.

5. García, M., F. de Torres. 1997a. Anatomíacaulinar comparada de cuatroespecies del género Physalis (Solan-aceae). Anales de Botánica Agrícola4:11-22.

6. García, M. y F. de Torres.1997b. Anatomíafoliar de cuatro especies del géneroPhysalis (Solanaceae). Anales deBotánica Agrícola 4:23-32.

7. Gaviño de la T. G., C., Suarez y H.Figueroa. 1972. Técnicas biológicasselectas de laboratorio y campo. Edi-torial Limusa-Wiley S.A. México.

8. Hernández, C.E. y R. Pineda.1992.Genética y mejoramiento de la papa.In: La papa. El descubrimiento queconquistó al mundo. CursoInternacional de papa. Pamplona,Colombia. 75 p.

9. Herrera, J. 1992. Importancia y potencialeconómico de la papa en AméricaLatina. In: La papa, el descubrimientoque conquistó al mundo. CursoInternacional de Papa. Pamplona.Colombia. 7 p.

10. Huamán, Z. 1986. Botánica sistemática ymorfología de la papa. CentroInternacional de la papa. Lima, Perú.pp 3-22.

143

Rev. Fac. Agron. (LUZ). 2003, 20:131-143

11. Lujan, L. 1992. Semilla de papa en Co-lombia. In: La papa, el descubrimientoque conquistó el mundo. CursoInternacional de Papa. Pamplona.Colombia. 28 p.

12. Salas, J.E. 1998. Producción yalmacenamiento de tubérculos depapa (Solanum tuberosum L.) cvGranola. Trabajo de Grado. Posgradode Horticultura. Decanato deAgronomía. Universidad Centro-ccidental "Lisandro Alvarado".Barquisimeto, Venezuela. 119 p.

13. Vreugdenhil, D., Y. Boogaard, R. Visser yS. de Brujin. 1998. Comparisson oftuber and shoot formation from invitro cultured potato explant. Plantcell, Tissue and Organ Culture53:197-204.

14. Xin, E., D. Vreugdenhil y A. M.Lammeren. 1998. Cell division andcell enlargement during potatoes tu-ber formation. Journal of Experi-mental Botany. 49:573-582.