УДК 579.222:577.114

БІОЛОГІЧНІ ФУНКЦІЇ МІКРОБНИХ ЕКЗОПОЛІСАХАРИДІВ

(Огляд літератури)

Пирог Т.П. Інститут мікробіології і вірусології Національної академії наук України, Київ

В огляді наведені дані про роль мікробних екзополісахаридів (ЕПС) в

захисті клітин продуцента від різних несприятливих факторів (висушування, дії

токсичних металів, антибіотиків, біоцидів та ін.), участь ЕПС в трофічному

метаболізмі мікроорганізмів, а також у взаємодії продуцентів з іншими

мікроорганізмами, макроорганізмами, об’єктами неживої природи.

_________________

Ключові слова: мікробні екзополісахариди, біологічні функції.

В певних еконішах завдяки тривалим періодам відсутності або

обмеженості поживних речовин існує обмежена кількість видів мікроорганізмів.

В процесі еволюції ці мікроорганізми адаптувались до різних умов існування,

причому певну роль в цьому процесі відіграють структурні компоненти клітин,

такі як флагели, фімбрії, пілі, капсули, а також позаклітинні продукти

метаболізму - білки, ферменти, екзополісахариди (ЕПС) [135].

Здатність до біосинтезу позаклітинних полісахаридів поширена серед

мікроорганізмів різних таксономічних груп. Можливість і ступінь його

проявлення залежать від умов існування продуцентів. Позаклітинні

полісахариди в багатьох випадках забезпечують продуцентам суттєві переваги у

порівнянні з аналогічними мікроорганізмами, які не утворюють подібних сполук

[5]. В роботах [23, 62, 93, 153, 166] відзначається, що фізіологічне значення

мікробних ЕПС полягає у створенні і підтриманні сприятливих для

мікроорганізмів умов існування.

Біологічні функції, притаманні мікробним ЕПС, можна розділити на три

групи: 1) захисні функції ЕПС; 2) участь ЕПС в задоволенні трофічних потреб

2 мікроорганізмів; 3) ЕПС як посередник у взаємодії мікроорганізмів з іншими

мікроорганізмами, макроорганізмами, об’єктами неживої природи.

Захисні функції мікробних екзополісахаридів

Мікробні ЕПС захищають клітини продуцентів від різних несприятливих

факторів (висушування, дії токсичних металів, антибіотиків, біоцидів,

детергентів, фагів, ультрафіолетового опромінення).

В роботі Dudman [62] відзначається, що здатність до синтезу ЕПС є

прямою і логічною відповіддю мікроорганізмів на дію несприятливих факторів.

Kimbara і Chakrabarty [86] показали, що активація промотора гена algR1, який

приймає участь в синтезі альгінату у Pseudomonas aeruginosa, відбувається при

зміні умов навколишнього середовища. Багато авторів вказують на те, що

свіжевиділені штами бактерій утворюють більше ЕПС, ніж штами, які тривалий

час (1-2 роки) культивуються в лабораторних умовах. Так, за даними Gross і

Rudolph [71], Bartlett з співавт. [35], Mahenthiralingam з співавт. [97], Williams з

співавт. [167] в лабораторних умовах з великою частотою утворюються варіанти,

нездатні синтезувати ЕПС.

Роль ЕПС в захисті клітин від висушування. Здатність ЕПС

захищати клітини продуцентів від висушування відзначається в багатьох роботах

[5, 23, 45, 62, 69, 117, 132, 153, 166]. Позаклітинні полісахариди, завдяки своїй

гідрофільності, тривалий час утримують воду, зберігаючи життєздатність

клітин.

Так, наприклад, полісахариди, утворювані грунтовими і ризосферними

мікроорганізмами, перешкоджають висушуванню грунтів і зменшують водні

стреси [73]. Мукоїдні варіанти Escherichia coli, Acinetobacter calcoaceticus,

Erwinia stewartii більш стійкіші до висушування, ніж відповідні мутанти, які не

синтезують ЕПС [117]. Виживання мукоїдних варіантів після висушування

складає 35%, у той час як виживання в аналогічних умовах ЕПС---мутантів

коливається в межах 0.7-5.0%. Мутант Azotobacter vinelandii, який не утворює

3 ЕПС, також є нестійким до висушування на відміну від його мукоїдного

варіанту [45].

Дослідження виживання клітин Pseudomonas aeruginosa при висушуванні

показало, що клітини з стаціонарної фази були більш стійкими у порівнянні з

клітинами з експоненціальної фази росту, однак стійкість до висушування, на

думку авторів, не зв’язана з наявністю ЕПС [146]. Такий висновок базується на

тому факті, що додавання позаклітинного полісахариду, утворюваного

бактеріями в стаціонарній фазі, до клітин з експоненціальної фази росту не

сприяло підвищенню їх виживання при висушуванні. Імобілізовані на піску

клітини Pseudomonas sp. у відповідь на поступове висушування синтезували

більшу кількість ЕПС [132]. Автори відзначають, що бактерії можуть

використовувати синтез ЕПС з метою змінення мікроумов свого існування.

Збільшення синтезу ЕПС автори розглядають як відповідь на висушування, що

забезпечує додатковий час для виживания, впродовж якого відбувається

метаболічна перебудова, яка дозволяє бактеріям вижити в умовах стресу.

Роль ЕПС в захисті клітин від дії антибіотиків,біоцидів, детергентів,

фагів. Ще на початку 70-х років було виявлено, що ЕПС-утворюючі

варіанти Pseudomonas aeruginosa часто виділяються з легеневих тканин хворих

цистофіброзом, причому поява таких мукоїдних варіантів була в основному

пов’язана з лікуванням інфекційних захворювань антибіотиками [59]. Трохи

пізніше було встановлено, що мукоїдні варіанти P. aeruginosa можуть бути

виділені в лабораторних умовах при дії антибіотиків або фагів [70, 101].

В роботах Brown і Williams [43], а також Costerton з співавт. [55]

відзначається, що стійкість хронічних хворих до антибіотичної хіміотерапії

пов’язана з утворенням на легеневих тканинах біоплівок, представлених

гідратованою в’язкою масою, яка складається з бактеріальних клітин і їх

екзополісахаридного матриксу. Саме присутність ЕПС є причиною, яка запобігає

проникненню антибіотиків до клітин. Наявність біоплівок, які вміщують ЕПС,

виявлена також на медичних матеріалах та інструментах (дренажних трубках,

штучних серцевих клапанах, внутрішньовенних, артеріальних і сечових

4 катетерах, гемодіалізних системах та ін.) [55]. Автори акцентують увагу на тому,

що наявність таких біоплівок необхідно враховувати при проведенні хіміотерапії.

Allison і Gilbert [28] вказують, що в природних місцях існування бактерії,

як правило, ростуть асоційовано з поверхнями, утворюючи біоплівки. Автори

відзначають, що фізіологічні особливості мікроорганізмів, які знаходяться у

вигляді біоплівок і суспензії відрізняються. Зокрема, бактерії в складі біоплівок

більш стійкі до дії антимікробних речовин. Здатність мікробних ЕПС захищати

клітини від дії антибіотиків відзначається в роботах Nickel з співавт. [114, 115].

Так, в присутності ЕПС клітини P. aeruginosa витримували 1000 мкг/мл

тобраміцину впродовж 12 год., в той час як клітини, звільнені від ЕПС, гинули

протягом 3 год. при концентрації цього антибіотика 50 мкг/мл.

Аналіз бактеріальної мікрофлори активного мулу з очисних споруд

хімічної промисловості показав наявність кореляції між чисельністю бактерій

роду Zooglea і якістю очищуваної води [143]. Представники цього роду

характеризуються здатністю метаболізувати широкий спектр сполук - джерел

вуглецю, а їх товста полісахаридна капсула визначає високу стійкість цих

бактерій до гідрофобних біоінгібіторів.

Мікробні ЕПС здатні захищати клітини від дії біоцидів [136], детергентів

[111, 144]. Так, клітини мутантів Acinetobacter calcoaceticus, стійких до

цетилтриметиламоній броміду, характеризуються наявністю міцно зв’язаної з

клітинами емульсанової полісахаридної капсули, яка і обумовлює більш високу

стійкість мутанта до детергенту в порівнянні з вихідним штамом, в якого

емульсан слабо зв’язаний з клітинами [111, 144].

Захисна роль ЕПС по відношенню до важких токсичних металів. З

літератури відомо, що захист від токсичних концентрацій металів у

мікроорганізмів проявляється в утворенні різних речовин, які зв’язують метали в

формі малотоксичних сполук.

Так, наприклад, стійкість до Al3+ у Pseudomonas fluorescens обумовлена

утворенням в процесі росту бактерій гелеподібного осаду, який вміщує Al3+ і

складається, в основному з ліпідів та не містить білка і вуглеводів [32]. В

5 присутності важких металів багато мікроорганізмів синтезують металозв’язуючі

білки [68, 103, 142]. Здатність зв’язувати іони металів притаманна капсульним і

позаклітинним полісахаридам [9, 47, 54, 62, 67, 72, 78, 80, 104, 154, 162, 163,

166].

В літературі відзначається роль ЕПС, синтезованих компонентами

мікробних біоплівок, в поглинанні металів [36, 37, 55]. Bender з співавт. [36]

показали, що в мікробній біоплівці домінують ціанобактерії Oscillatoria sp., які

синтезують ЕПС, що зв’язують свинець кадмій, цинк, кобальт, хром, залізо,

марганець селен, миш’як.

Водні розчини ЕПС, синтезованих ризобіями, здатні осаджувати Fe3+ ,

Al3+, Mn2+, Co2+, Sn2+, Th4+ [54]. Smith з співавт. [148] вважають, що мікробні ЕПС

вносять суттєвий внесок в загальну металозв’язуючу активність в прісноводних

осадах.

Відомо, що мікробні ЕПС здатні адсорбувати кадмій [88, 141]. Так, було

показано, що клітини Arthrobacter viscosus в присутності ЕПС поглинають 1.4

мг Cd2+ на 1 г біомаси, а після вилучення ЕПС - тільки 0.53 мг/г. Клітини

Arthrobacter globiformis, які не утворюють ЕПС, адсорбували лише 0.23 мг Cd2+/г

біомаси [141].

В літературі відзначається роль мікробних ЕПС у зв’язуванні Сu2+ [9, 47,

107]. Так, при перенесенні мідьчутливої культури E.coli із звичайного

середовища у мідьвміщуюче спостерігали підвищення синтезу ЕПС [47]. У той

же час вивчення мідь-зв’язуючих властивостей розчинів ЕПС, синтезованих

штамами Pseudomonas aeruginosa і P. pseudomallei (обидва штами стійкі до міді),

а також мідьчутливим штамом P. putida, показало, що ефективність зв’язування

міді у всіх трьох досліджених штамів не відрізнялась [47]. Таким чином,

стійкість до міді штамів досліджених псевдомонад не обумовлена здатністю ЕПС

зв’язувати катіони цього металу.

Слід відзначити, що звичайно у мікроорганізмів функціонує декілька

механізмів, які визначають їх стійкість до важких токсичних металів [24]. Серед

них відзначимо поглинання металів за рахунок фізико-хімічної сорбції

6 компонентами клітинної стінки, зв’язування металів позаклітинними білками і

іншими екзометаболітами, відновлення металів та ін. В багатьох випадках

стійкість до металів у мікроорганізмів детермінується плазмідами. Відомі

слідуючі механізми резистентності до металів, які детермінуються плазмідами:

енергозалежна система виводу катіонів і аніонів з клітини (АТФаза), репарація

пошкоджень ДНК, викликана металами (зокрема, Cu2+), акумуляція металів в

периплазмі і зовнішній мембрані, відновлення металів та ін. [3]. Очевидно,

здатність мікробних ЕПС зв’язувати іони важких токсичних металів є одним з

інтегральних механізмів стійкості до металів, які функціонують у

мікроорганізмів.

Інші захисні функції мікробних ЕПС. Багато штамів стрептококів

групи А мають розпушену прикріплену полісахаридну капсулу, яка складається з

гіалуронової кислоти [51]. Було висловлене припущення, що капсула захищає

стрептококи від дії токсичних похідних кисню. Порівняння росту капсульованого

штаму і спонтанного некапсульованого варіанту показало, що останній дуже

чутливий до кисню і утворює Н2О2 в концентраціях, які пригнічують його ріст.

Так як обидва штами були однаково чутливі до перекису водню і не

синтезували каталазу або пероксидазу, автори припустили, що відмінності між

ними по чутливості до кисню відображають відмінності у швидкості і ступені

поглинання О2. Експерименти показали, що агрегація клітин стрептококу за

допомогою капсул, які складаються з гіалуронової кислоти являє собою новий

спосіб захисту факультативно анаеробних бактерій від руйнуючої дії кисню і

продуктів його метаболізму. Основним захисним механізмом в цьому випадку є

зменшення відношення поверхні до об’єму і понижена дифузія кисню до клітин,

які знаходяться всередині агрегатів.

В літературі відзначається, що ЕПС, синтезований Beijerinckia derxii,

проявляє захисні функції по відношенню до нітрогенази [34]. Позаклітинні

полісахариди деяких мікроорганізмів здатні захищати екзоферменти продуцентів

від протеолітичної деградації (цит.по: [23]). ЕПС, синтезований Micrococcus

sodonensis, захищає позаклітинні білки, в тому числі, лужну фосфатазу і

7 нуклеазу, від протеолітичного розщеплення [160]. При цьому полісахариди

можуть специфічно зв’язувати тільки протеази або зв’язувати позаклітинні білки,

запобігаючи таким чином їхньому протеолізу. Збереження життєздатності клітин

мікроорганізмів в умовах ультрафіолетового опромінення може бути також

обумовлене захисною дією ЕПС [10, 16]. При ліофілізації імобілізованих в

зернах гелю альгінату кальцію клітин Lactobacillus plantarum спостерігали більш

високе їх виживання, ніж клітин, ліофілізованих звичайним способом (у вигляді

суспензії) [81].

Linton з співавт [95], а також Southgate і Goodwin [149] вважають, що

синтез ЕПС з метанолу є ефективним шляхом вилучення формальдегіду, коли

дихальна здатність клітини обмежена наявністю кисню при умові, що утворення

ЕПС не призводить до загального надсинтезу відновлених еквівалентів. Таким

чином, синтез ЕПС можна розглядати як відповідну реакцію і захисний фактор

клітини на дію токсичних сполук метанолу і формальдегіду.

Наші дослідження показали, що етаполан – ЕПС, синтезований бактеріями

Acinetobacter sp., захищає клітини продуцента від несприятливих факторів

зовнішнього середовища: дії токсичних похідних кисню, важких металів (Cu2+,

Pb2+,Cr3+, Zn2+), біоциду (формальдегід), детергенту (додецилсульфат натрію),

високих і низьких значень рН, нагрівання, висушування, заморожування [17, 18,

21]. Встановлено, що етаполан виконує захисні функції не тільки по відношенню

до клітин продуцента, а також захищає від несприятливих факторів клітини

мікроорганізмів, які знаходяться з Acinetobacter sp. в трофічних взаємовідносинах

[20 ].

Роль ЕПС в задоволенні трофічних потреб мікроорганізмів Надзвичайно різноманітні форми участі позаклітинних полісахаридів в

задоволенні трофічних потреб мікроорганізмів. Найбільш простою з них є

здатність мікроорганізмів використовувати ЕПС як джерело вуглецевого

живлення. Ця біологічна функція мікробних ЕПС детально буде розглянута

нижче.

8 Крім того, деякі мікробні ЕПС можуть відігравати певну роль в регуляції

іонного балансу клітини [34, 73]. Позаклітинні полісахариди морських

псевдомонад, яким притаманні властивості іоннообмінника, адсорбують з

навколишнього середовища неорганічні катіони і концентрують їх навколо

клітин мікроорганізмів, що забезпечує їм переваги в умовах пониженої

концентрації мінеральних речовин [153]. Цікавим є повідомлення про

утворення ЕПС бактерією Pseudomonas alcaligenes [159]. В складі цього ЕПС

виявлено 52.5% неорганічних компонентів. Очевидно, ЕПС Pseudomonas

alcaligenes може бути "джерелом" неорганічних сполук для клітин в умовах

голодування. Наші дослідження показали, що здатність слугувати джерелом

мінеральних компонентів для продуцента та інших мікроорганізмів притаманна

ЕПС етаполану [20]. Екзополісахарид емульсан, синтезований

вуглеводеньокислюючою бактерією Acinetobacter calcoaceticus RAG-1, діючи як

поверхнево-активна сполука, емульгує нерозчинні в воді вуглеводні і робить їх

доступними для клітини [125]. Аналогічні властивості має поверхнево-активна

сполука, синтезована грунтовою бактерією Pseudomonas maltophilia і названа

"Biosur-Pm" [122].

З метою з’ясування ролі емульсану в утилізації клітинами Acinetobacter

calcoaceticus сирої нафти порівнювали особливості росту на цьому субстраті

вихідного і нездатного до утворення емульсану мутантного штамів [124]. Було

встановлено, що на сирій нафті дефіцитний по емульсану мутант ріс значно

гірше, ніж вихідний штам, незалежно від того, додавали в середовище емульсан

чи ні. Автори роблять висновок, що для забезпечення росту на сирій нафті

необхідна присутність емульсану в асоційованій з клітинами формі. Раніше було

показано, що співвідношення вільного і асоційованого з клітинами емульсану

залежить від фази росту продуцента [174]. Так, в експоненціальній фазі

емульсан зв’язаний з клітинами; кількість асоційованого з клітинами емульсану

швидко знижується в стаціонарній фазі росту. Це супроводжується збільшенням

його кількості в культуральній рідині. В більш пізніших роботах [111, 135]

також відзначається, що при вирощуванні на сирій нафті бактерії накопичують

9 емульсан у вигляді мінікапсули на поверхні клітин. Бактерії Acinetobacter

calcoaceticus використовують для росту тільки відносно довголанцюгові n-алкани

сирої нафти. Після використання таких n-алканів клітини починають голодувати.

Голодування клітин призводить до звільнення асоційованого з клітинами

емульсану (тобто мінікапсули) від поверхні клітин. Клітини, вільні від

емульсану, знаходять новий свіжий субстрат. Таким чином, роль емульсану в

забезпеченні росту бактерій на сирій нафті полягає в регуляції десорбції клітин з

гідрофобної поверхні в умовах голодування [135].

В роботах Wrangstadh з співавт. [170, 171] також відзначається, що

синтезований морською бактерією Pseudomonas sp. S9 ЕПС може відігравати роль

регулятора десорбції клітин з поверхні, який зпрацьовує при вичерпанні джерел

живлення і сприяє "пошуку" нових субстратів.

ЕПС як джерело вуглецевого живлення для мікроорганізмів. Здатність

мікроорганізмів використовувати різні полімери вуглеводної природи як

джерело вуглецевого живлення відзначається в ряді робіт [102, 120, 129]. З

морської води, донних відкладень і гниючих водоростей виділено 65 штамів

бактерій, які розщеплюють агар [120]. Більшість виділених штамів ідентифіковані

як представники роду Agarobacterium. Цікаво відзначити, що через рік зберігання

в лабораторних умовах деякі штами втратили здатність розщеплювати агар.

Виділена унікальна морська бактерія (штам 2-40), яка утилізує агарові та інші

полісахариди водоростей і рослин, в тому числі, альгінову кислоту,

карбоксиметилцелюлозу, крохмаль і ксилан [102]. Бактерії Cellulomonas sp.

засвоюють карбоксиметилцелюлозу, мікрокристалічну целюлозу (авіцел), ксилан,

галактоманан, крохмаль [129].

Одним з перших повідомлень про використання мікробних ЕПС як

джерела вуглецю є робота Dubos і Avery [61]. Автори показали, що Bacillus

circulans здатний рости на середовищі, яке вміщує як джерело вуглецевого

живлення полісахарид Streptococcus pneumoniae.

Багато мікроорганізмів використовують власні ЕПС для росту при

відсутності інших джерел вуглецю [10, 66, 123, 138]. Так, максимальне

10 накопичення ЕПС відзначається на третю добу культивування Glomerella

cingulata; потім по мірі вичерпання джерела вуглецю (сахарози або глюкози)

кількість ЕПС в культуральній рідині знижується внаслідок його деградації і

реутилізації [138]. Показано, що ЕПС, синтезований грибом Botrytis cinerea, є

позаклітинним резервним субстратом і споживається продуцентом при

відсутності джерела вуглецю в середовищі [123].

При вивченні впливу концентрації органічних речовин на метаболізм

бактерій, які знаходяться у вигляді біоплівки, було показано, що навіть повне

вилучення екзогенних органічних речовин не впливало на гетеротрофну

активність бактерій [66]. Авторами висловлене припущення, що полісахаридний

матрикс є основним джерелом вуглецю для мікроорганізмів біоплівки. Показано,

що позаклітинні глюкани, синтезовані з сахарози штамами Streptococcus mutans,

можуть бути джерелом енергії для бактерій в зубній бляшці [152]. Бактерії

Bacteroides ovatus пристосовані для росту на полісахаридах в кишечнику людини

[96].

В літературі приводяться відомості про можливість використання ЕПС

олігонітрофільних бактерій як вуглецевих субстратів самими продуцентами і

деякими типовими сапрофітними бактеріями, що може свідчити про певну роль

цих біополімерів в утворенні мікробних асоціацій в грунті [15]. Крім того, деякі

олігонітрофільні бактерії здатні використовувати власні позаклітинні

полісахариди як субстрат дегідрогеназ [1]. Дані про утилізацію бактеріальних

екзополісахаридів асоціаціями грунтових бактерій приведені в ряді робіт [11,

29, 73]. Показано, що в рідкому середовищі в умовах періодичного

культивування ЕПС глюканового і глюкогалактанового типів використовуються

природними асоціаціями грунтових мікроорганізмів на 90-98% [2]. При вивченні

процесу деградації внесених в грунт ЕПС глюкомананового типу (Xanthomonas

fuscans), глюканового типу (Achromobacter delicatulus) і ЕПС Bacillus

oligonitrophilus доведена біологічна природа трансформації ЕПС [29]. Доказом

цього була зміна наступних корелюючих між собою показників: характер

кількісної динаміки ЕПС і вільних вуглеводів в елюатах з грунтів; збільшення

11 виділення СО2 з грунтів при деградації ЕПС; збільшення у 2.8-3.1 рази

чисельності мікроорганізмів, які ростуть на середовищі з ЕПС, але не кількості

амоніфікаторів, нітрифікаторів і целюлозолітичних мікроорганізмів [29]. При

дослідженні ферментативного розкладу мікробних ЕПС в грунтах було

встановлено, що в грунті є комплекс ферментів, які гідролізують бактеріальні

глюкани, глюкоманани і манани [11]. Деструкція полісахаридів, які

продукуються грунтовими мікроорганізмами, протікає з різною швидкістю, що

пояснюється як особливостями хімічної будови глікополімерів, так і

збагаченістю грунтів відповідними карбогідразами.

Нашими дослідженнями встановлено, що тільки обмежене коло

мікроорганізмів з перевірених різних таксономічних і фізіологічних груп може

асимілювати ЕПС етаполан як джерело вуглецевого живлення [20]. Це, в першу

чергу, мікроміцети, анаеробні сульфат- і хромвідновлюючі бактерії та деякі

аеробні гетеротрофи.

Ферменти деструкції мікробних ЕПС. Використання мікроорганізмами

полісахаридів як джерела вуглецевого живлення обумовлене їх здатністю

синтезувати ферменти, які деградують полімери. Ферменти – деструктори

мікробних ЕПС можна розділити на дві групи: гідролази і ліази.

Гідролазами є амілази, целюлази, а також пулуланази, які розщеплюють

мікробний ЕПС пулулан. Багато амілаз, що гідролізують крохмаль, ефективно

здійснюють гідроліз пулулану [116, 139, 145, 150]. Так, -амілаза Streptococcus

bovis гідролізує пулулан з утворенням глюкози, мальтози, -

глюкозилмальтотріози і інших розгалуджених сахаридів [116]. Фермент,

синтезований термофільною бактерією Bacillus sp., розщеплює пулулан і

розчинний крохмаль до глюкози, мальтози і мальтотріози [145]. В

культуральній рідині Bacillus circulans F-2 виявлена амілаза, яка з однаковою

швидкістю гідролізує як пулулан, так і розчинний крохмаль [139]. При цьому з

крохмалю утворюється ряд мальтоолігосахаридів, з пулулану - тільки

мальтотріоза. Однак термостабільний штам Bacillus stearothermophilus утворює

тільки пулуланазу і не синтезує інші амілолітичні ферменти [89]. Пулуланаза

12 Bacillus stearothermophilus гідролізує пулулан до панози, мальтози і глюкози у

кінцевому молярному співвідношенні 3:1:1 [77].

Продуцентами пулуланаз є також бактерії роду Klebsiella [74, 87].

Розроблено спосіб одержання пулуланази, яка характеризується підвищенною

термо- і рН-стабільністю [175]. Продуцентом цієї пулуланази є грунтова

бактерія Bacillus circulans SV-98; середовище для культивування вміщує 1%

пулулану як джерело вуглецевого живлення.

В літературі приводяться відомості про синтез інших гідролаз, наприклад,

гідролази Rhizobium meliloti [50], глюканази, синтезованої Bacillus circulans, яка

здатна гідролізувати стійкий курдлан з утворенням однієї лише ламінорибіози

[79]. Окремі представники геланової родини полісахаридів також можуть

розщеплюватися гідролазами, наприклад, сфінганазою [105]. Продуцентом

сфінганази є Bacillus sp. [105]. Цей фермент розщеплює основний

тетрасахаридний ланцюг глюкоза - глюкуронова кислота - глюкоза - рамноза (або

маноза) у сфінганів – екзополісахаридів, синтезованих представниками роду

Sphingomonas.

Ряд мікробних полісахаридів (гелан, альгінат, ксантан) здатні розкладатися

під дією відповідних ліаз, які обумовлюють негідролітичне відокремлення від

субстрату певних груп атомів з утворенням подвійного зв’язку [84, 94, 154 - 157].

Звичайно полісахаридні ліази розщеплюють вуглеводні ланцюги, в яких 1,4 -

або -глікозильний залишок з’єднаний з уроновою кислотою. Так, основними

продуктами дії геланліази є D-глюкоза і дисахарид (тетрасахарид) з ненасиченою

уроновою кислотою [84]. В роботі Sutherland [155] відзначається, що всі

полісахаридліази розщеплюють поліаніонні субстрати до продуктів, в яких

нередукований кінець модифікується з утворенням ненасиченої уронової кислоти;

при цьому полісахаридліази розщеплюють полімерний ланцюг по механізму -

елімінації.

Продуцентами ксантанліаз є представники родів Ваcillus, Clostridium, а

також бактерія, близька до Corynebacterium [154]. Утворення альгінатліаз

13 виявлено у Klebsiella aerogenes [168], морської бактерії Bacillus sp. [108],

неідентифікованої морської бактерії, виділеної з кишечника червоного ляща [157],

а також у Azotobacter vinelandii і Azotobacter chroococcum [83]. Kennedy з

співавт. [83] відзначають, що альгінатліази виявлені як у альгінатпродукуючих

видів Azotobacter, так і у мутантів, не здатних синтезувати альгінат.

Геланліази розщеплюють такі мікробні ЕПС, як гелан (нативний і

дезацетильований), рамзан, сфінгани [156]. Продуцентами геланліаз є

представники роду Bacillus [84] і Sphingomonas [156].

З різних зразків грунтів виділені накопичувані і чисті культури

мікроорганізмів, які використовують ЕПС етаполан як джерело вуглецевого

живлення [19]. При дослідженні здатності виділених монокультур синтезувати

ферменти, що деградують етаполан, ферментативна активність була виявлена як в

супернатантах культуральної рідини, так і в безклітинних екстрактах.

Встановлено, що ферменти є індуцибельними. Однак при наявності індукторів в

середовищі вирощування монокультур позаклітинна ферментативна активність

збільшувалась незначно (на 30-40%). Очевидно, для повної деструкції етаполану

потрібен комплекс ферментів, продуцентами якого можуть бути накопичувані

культури [19 ].

Участь ЕПС в процесах адгезії, сорбції і агрегації Мікробні ЕПС приймають участь в механічному прикріпленні

мікроорганізмів до клітин макроорганізмів, а також до різних твердих поверхонь -

осадів, детритів, глинистих, грунтових часток та ін. [23, 55, 65, 75, 111, 121,

166]. В роботі Lewis з співавт. [92] показано, що позаклітинні полісахариди,

синтезовані Acinetobacter sp., сприяють прикріпленню бактерій до поверхні

нержавіючої сталі. Адгезія мікроорганізмів до поверхні скла також обумовлена

наявністю ЕПС [169]. Участь мікробних ЕПС в адгезії на металічних поверхнях

відзначається в роботі Costerton з співавт. [55]. Неідентифікована морська

бактерія (штам LST) утворює подібний альгінату ЕПС, який сприяє адгезії

бактеріальних клітин до поверхні устриць [27]. Штам Leucothrix mucor –

14 продуцент ЕПС зустрічається в природних умовах існування на макроскопічних

водоростях, артроподах [131]. Полісахариди, синтезовані неідентифікованими

бактеріями, які виділені з шкіри риб, приймають участь в прикріпленні

бактерій до їх поверхні [137].

Прикріплення до субстрату забезпечує швидке розмноження бактерій і

сприяє виживанню популяцій в оліготрофних умовах [63]. Таким чином,

участь мікробних ЕПС в процессах адгезії до різних субстратів можна

розглядати також як один з аспектів участі цих полімерів в задоволенні

трофічних потреб мікроорганізмів. Так, прикріплення за допомогою декстрану

дозволяє каріогенним стрептококам утримуватися на поверхні зубної емалі і

займати таку вигідну екологічну нішу, де вони практично не зазнають

конкуренції за субстрат [46, 152]. При голодуванні клітини Pseudomonas sp. S9

утворюють і виділяють полісахарид, який сприяє закріпленню клітин на

поверхні [170, 171], причому адсорбовані на поверхні силіконізованих скляних

трубок клітини починають синтезувати ЕПС вже через 15 хвилин голодування,

тоді як вільні - лише через 3 год.

Мікробні ЕПС приймають участь в прикріпленні клітин мікроорганізмів до

гідрофобних рідин [100, 111, 113, 134]. В огляді Marshall [100] приводяться дані

про поширення і умови життєдіяльності мікроорганізмів на межі розподілу

фаз тверде тіло/рідина, газ/рідина, рідина/рідина. Автор відзначає, що межа

розподілу фаз являє собою потенціальне джерело накопичення живильних

речовин в бідних екосистемах і внаслідок цього помітно впливає на

поширення мікроорганізмів, їхній метаболізм, ріст і успішність заселення різних

місць існування. Виділений і охарактеризований спонтанний мутант

Acinetobacter calcoaceticus, який відрізняється від вихідного штаму по здатності

до зчеплення з вуглеводнями [134]. Мутант не характеризувався спорідненістю

до трьох досліджених вуглеводнів, залишаючись подібним до вихідного штаму

за багатьма властивостями, в тому числі, за здатністю синтезувати позаклітинний

ЕПС емульсан. Проведено порівняння росту обох штамів на гексадекані в

умовах обмеженого перемішування і низької початкової густини клітин.

15 Клітини вихідного штаму, здатні до зчеплення, характеризувались швидким

ростом в цих умовах, в той час як клітини мутанту, не здатного до зчеплення, не

росли впродовж 54 год. Однак додавання емульсану в середовище культивування

сприяло росту мутантного штаму на гексадекані. Автори роблять висновок, що

прикріплення до субстрату (зчеплення клітин з гексадеканом) є вирішальним

фактором росту бактерій Acinetobacter calcoaceticus на гексадекані у відсутності

емульгування субстрату.

В роботі Whitfield [166] обговорюється питання про ступінь участі

мікробних ЕПС в адгезії. Автор висловлює припущення, що на початкових

етапах в адгезії приймають участь, очевидно, інші фактори (наприклад, пілі), а

роль ЕПС проявляється на наступних етапах, таких, як формування,

стабілізація і міцність утворюваних колоній мікроорганізмів. На думку Mitchell і

Kirchman (цит. по: [4]) комплекс сполук, які сорбуються на поверхні занурених в

морську воду предметів, складається з біологічних макромолекул або продуктів їх

часткової деструкції, що містяться в морській воді, а також продуктів

метаболізму (як правило, полісахаридної природи) прикріплених до поверхні

бактерій. Цей етап підготовки поверхні проходить дуже швидко – впродовж

декількох годин - і переходить в стадію колонізації поверхні прикріпленими

бактеріями, яка продовжується декілька днів або тижнів. Полісахариди, які

продукують бактерії, сприяють формуванню так званого "обростання". За даними

літератури, найбільш часто в обростанні приймають участь гетеротрофні бактерії,

які відносяться до родів Achromobacter, Bacillus, Vibrio, Pseudomonas, Micrococcus

[4, 8, 159].

Дослідження природи адгезії клітин змішаних культур анаеробних

мікроорганізмів до скла показало, що первинна адгезія є пасивною і

визначається гідрофобністю поверхні [169]. У відсутності ростових субстратів

первинна адгезія залишається постійною на рівні 0.4 х 106 клітин/см2 скла. При

поміщенні скла в середовище з ростовим субстратом починається розмноження

клітин, яке супроводжується їх активною адгезією завдяки виділенню

16 екзополісахаридів. Результатом активної адгезії є утворення імобілізованої

біоплівки [169].

Таким чином, утворення бактеріальних біоплівок на різних поверхнях

зв’язане з участю мікробних ЕПС в процесах активної адгезії мікроорганізмів до

цих поверхонь. Costerton з співавт. [55] відзначають, що бактеріальні біоплівки

виявлені практично на всіх поверхнях, за винятком більшості еконіш з

оліготрофними мікроорганізмами. Вивчення біоплівок в деяких еконішах

показало вторинний рівень їх організації, в якому бактерії утворюють

консорціуми з клітинами інших видів або клітинами тканин хазяїна. Бактеріальні

біоплівки утворюють гідратовану в’язку масу, яка складається з клітин і їх

полісахаридного матрикса [28, 36, 37, 55, 159].

В роботі Foster [65] відзначається, що бактеріальні полісахариди широко

поширені в грунтах, зв’язані з корінням, живими і відмерлими клітинами

мікроорганізмів, відмерлими фрагментами рослин, а також з глинистими

частками. Кислі мікробні ЕПС зустрічаються в грунтах у вигляді фібрил і

гранул. Фібрили діаметром 8-10 нм перетинають тонкі пори грунту, утворюючи

сітки, які опутують невеликі скупчення глинистих часток і існують тривалий час

після відмирания продукуючих їх мікроорганізмів. Полісахариди в гранулярній

формі мають вигляд невеликих пакетів, які розміщуються між скупченнями

глинистих часток [65]. Встановлені особливості локалізації полісахаридів

пояснюють їх значний вплив на стабільність глинистих агрегатів. Hart з співавт.

[73] також вказують на здатність полісахаридів, синтезованих грунтовими

мікроорганізмами, викликати агрегацію грунтових часток.

Присутність в’язкого полісахариду, утворюваного морськими бактеріями

Alteromonas atlantica, в суспензії мулу в концентраціях, аналогічних придонним

морським відкладенням, може збільшувати сумарне навантаження суспензії

глинистих часток в морській воді на 60% у порівнянні з типовими

водноседиментаційними взаємодіями [56]. Даний ефект обумовлений

зв’язуванням бактерій і глинистих доменів за допомогою екзополісахариду.

Здатність мікробного ЕПС емульсану викликати флокуляцію глинистих часток

17 показана Gutnick і Rosenberg [174]. Адсорбція клітин Acinetobacter calcoaceticus

на целіті, обумовлена позаклітинним полісахаридом, залежить від рН

середовища і концентрації солей [164]. В ерліфтному ферментаторі, який вміщує

300 г/л целіту з клітинами, до 70% синтезованого полісахариду залишається в

порах носія, що відповідає вмісту полімера в культуральній рідині 15.4 г/л.

Концентрація полісахариду в рідині навколо часток целіту складає лише 0.7 г/л

[164].

Dohse і Lion [60] відзначають, що переміщення в грунтових водах

гідрофобних забруднюючих речовин залежить від здатності їх сорбуватися на

поверхні грунту. Автори висунули гіпотезу про стимуляцію транспорту цих

сполук в пористих середовищах позаклітинними бактеріальними полісахаридами

і підтвердили її на моделі сорбції і розповсюдження фенантрену в мокрому,

очищеному від органічних домішок, піску. Було показано, що 85% досліджених

ЕПС сприяли сорбції фенантрену. Автори приходять до висновку, що мікробні

ЕПС можуть посилювати сорбцію і транспорт ароматичних вуглеводнів в

природних умовах.

ЕПС як фактор вірулентності Мікробні ЕПС не тільки приймають участь в механічному прикріпленні

мікроорганізмів до клітин макроорганізмів, але і разом з іншими факторами

забезпечують безпомилкове пізнавання клітин хазяїна. Таке пізнавання лежить в

основі інфекційних процесів і симбіотичних відношень між макро- і

мікроорганізмами. В роботі Яковлевої [26] відзначається, що в процесі

еволюції у фітопатогенних бактерій зформувався спектр фізіологічних

властивостей, який дозволяє їм подолати видовий іммунітет рослини і

паразитувати на багатьох з них, в тому числі на цінних сільськогосподарських

культурах. На ранніх стадіях бактеріального патогенезу збудник є складовою

частиною рослини-хазяїна. Однак не кожний вид рослин уражується

потенціально небезпечним збудником. Патогенність (вірулентність) паразита

проявляється тільки в тому випадку, якщо бактерія здатна подолати складну

18 систему резистентності рослини-хазяїна і вступити в сумісні взаємовідносини з

його клітинами.

Є дані про те, що позаклітинні полісахариди фітопатогенних бактерій

родів Xanthomonas, Erwinia, Pseudomonas, Agrobacterium, Clavibacter

(Corynebacterium) перешкоджають включенню захисних реакцій рослини і, таким

чином, є одним з факторів вірулентності [6, 7, 33, 48, 49, 90, 109, 118, 121, 165,

166]. Роль альгінату як фактора вірулентності обговорюється в роботах Fett з

співавт. [64], Neugebauer з співавт. [112], а також Schmittandrieu і Hulen [140].

Встановлено, що при поміщенні проростків рису в розчин ЕПС

Xanthomonas campestris pv. oryzae спостерігали їх в’янення, причому швидкість і

інтенсивність в’янення залежали від концентрації ЕПС [48]. ЕПС Xanthomonas

campestris pv. betlicola в концентрації 3-4 мг/мл не викликав симптомів

захворювання на листі рослин [85]. Однак при концентрації ЕПС 5-6 мг/мл

розвивався некроз з типовим жовтим ореолом навколо плями. З підвищенням

концентрації ЕПС діаметр плями на листі збільшувався, що вказує на певну роль

ЕПС бактерій в патогенезі [85]. Обробка листя капусти ЕПС Xanthomonas

campestris pv. campestris сприяла появі характерних симптомів бактеріального

захворювання, а відмиті від ЕПС клітини бактерій не викликали симптомів

розвитку інфекції [7]. Аналогічні результати одержані для ЕПС X. campestris pv.

phaseolicola. Однак ряд експериментальних даних не дозволяє зробити

однозначний висновок про зв’язок між вірулентністю бактерій роду Xanthomonas

і їх здатністю до синтезу ЕПС [7]. На думку Maiko [99] вірулентність

ксантомонад не корелює з рівнем утворення ЕПС і їх властивостями, а

фізіологічна роль синтезу ЕПС взагалі не з’ясована.

Вірулентні штами Erwinia amylovora, які викликають бактеріальні опіки

плодових дерев, характеризуються колоніями мукоїдного типу, наявністю

слизових капсул і здатністю синтезувати позаклітинний ЕПС [33, 38, 128].

Ступінь вірулентності деяких штамів E. amylovora корелює зі здатністю

продукувати ЕПС. Так, мутанти, які не синтезують ЕПС, втрачають здатність

розмножуватися в тканинах хазяїна і викликати симптоми захворювання [33,

19 127]. Однак існування капсульованих і утворюючих ЕПС, але не вірулентних

штамів бактерій роду Erwinia, а також існування вірулентних мутантів, не

здатних синтезувати ЕПС, вказує на наявність і інших факторів вірулентності

[38 - 40].

За допомогою Tn5-мутагенезу виявлений один з генів (pscA), інактивація

якого призводить до втрати вірулентності Agrobacterium tumefaciens по

відношенню до Kalanchoe daigremontiana, Nicotiana rustica, тютюну і

соняшника [158]. Такі мутанти характеризуються порушеним синтезом

екзополісахаридів.

Дослідження вірулентності мутантів Pseudomonas solanacearum з

порушеним синтезом ЕПС показало, що існує залежність між кількістю

синтезованих бактеріями ЕПС, пригніченням росту рослини і вірулентністю

псевдомонад [52, 76]. В той же час здатність інфікувати рослини тютюну у

мутантів Pseudomonas solanacearum, дефектних по синтезу ЕПС, не відрізнялась

від здатності вихідних ЕПС-утворюючих штамів [172].

Участь ЕПС у формуванні рослинно- бактеріальних симбіозів Бактерії роду Rhizobium характеризуються здатністю вступати у специфічні

взаємовідносини з вищими рослинами. Вони утворюють спеціалізовані,

диференційовані структури (бульбочки) на коренях рослин, які мають здатність

до фіксації атмосферного азоту. ЕПС і поверхневі полісахариди ризобій

складають комплекс макромолекул, які приймають участь у взаємодії клітин

бактерій з рослинами, тобто у формуванні бактеріально-рослинних симбіозів.

Роль ЕПС в детермінації симбіотичних властивостей ризобій пов’язана з їх

здатністю взаємодіяти з лектинами, які знаходяться на поверхні кореневих

волосків рослин.

В 1974-1975 роках Bohlool і Schmidt [41], а також Dazzo і Hubbell [57]

вперше припустили, що лектини бобових рослин є специфічними рецепторами

бактеріальних полісахаридів при прикріпленні гомологічних ризобій до поверхні

кореневих волосків бобових. Ряд наступних досліджень підтвердив це

20 припущення [62, 110, 126, 166]. Рецептори, відповідальні за взаємодію з

лектином, були виявлені в ЕПС і О-антигенній частині ліпополісахариду ризобій

[12, 14, 119, 126, 130, 161]. Показано, що гени ризобій, які контролюють

утворення бульбочок (nod-гени), розміщені на симбіотичній (Sym) плазміді і

встановлена залежність опосереднюваного лектином прикріплення ризобій від

наявності Sym-плазміди [58]. Мутації, які порушують синтез ЕПС і

ліпополісахаридів у ризобій, часто приводять до нездатності формувати

бульбочки у рослини-хазяїна або формувати не фіксуючі азот, аномальні по

структурі ("пусті") бульбочки [82, 119, 130, 133, 161]. Встановлено, що ряд генів,

які контролюють структуру ЕПС і формування бульбочок, гомологічні і

взаємозамінні у різних видів ризобій [173].

Ще на початку 80-х років було показано, що навіть незначні зміни в складі

полісахаридів приводять до нездатності ризобій реагувати з лектинами [44].

Вплив фізико-хімічних властивостей полісахаридів ризобій на ефективність

формування бактеріально-рослинного симбіозу розглядається в роботах Косенко

[13, 14].

Слід відзначити, що в ряді публікацій роль лектину в прикріпленні

ризобій підтверджена не була [30, 31, 106, 147]. Однак роль полісахаридів

ризобій в формуванні бактеріально-рослинного симбіозу сумнівів не викликає.

Свідченням і підтвердженням цього, крім наведених вище даних, є дослідження

останніх років [25, 42, 53, 90, 91, 98, 151], в яких з використанням сучасних

методів генної інженерії і молекулярної біології показано, що синтез

полісахаридів у бактерій роду Rhizobium є необхідною умовою утворення

симбіотичних угрупувань ризобій з рослинами (прикріплення бактерій до

кореневих волосків, утворення правильних інфекційних ниток, здатність

підтримувати ріст і викликати нодуляцію різних рослин).

Таким чином, аналіз приведених літературних і власних експериментальних

даних показує, що мікробні ЕПС захищають клітини продуцентів від

несприятливих факторів (дії важких токсичних металів, біоцидів, детергентів,

21 антибіотиків, фагів, висушування, ультрафіолетового опромінення). Мікробні

ЕПС здатні також захищати екзоферменти продуцентів від протеолітичної

деградації.

Роль мікробних ЕПС в задоволенні трофічних потреб мікроорганізмів

полягає у використанні мікробних ЕПС як джерела вуглецевого живлення і

неорганічних катіонів, здатності ЕПС емульгувати нерозчинні в воді субстрати

(вуглеводні) і полегшувати їх доступ до клітин, а також впливати на процеси

десорбції клітин мікроорганізмів з різних поверхонь в умовах голодування і

сприяти, таким чином, пошуку нових субстратів.

Мікробні ЕПС сприяють також механічному прикріпленню мікроорганізмів

до різних твердих поверхонь. Причому на перших етапах адгезії (так звана

пасивна адгезія) приймають участь інші фактори, а роль ЕПС проявляється в

формуванні і стабілізації утворюваних колоній мікроорганізмів (активна адгезія).

Мікробні ЕПС здатні викликати агрегацію грунтових і глинистих часток і

впливати на стабільність утворюваних агрегатів, а також посилювати сорбцію і

транспорт різних сполук в природних умовах.

Аналіз літературних даних показує, що думки дослідників відносно ролі

мікробних ЕПС як фактора вірулентності мікроорганізмів дещо розходяться.

Достатньо велика кількість приведених експериментальних даних свідчить на

користь того, що ЕПС являються фактором вірулентності. Однак в деяких

публікаціях приводяться дані, на основі яких не можна зробити однозначний

висновок про наявність кореляції між вірулентністю мікроорганізмів і їх

здатністю синтезувати ЕПС. Очевидно, ЕПС можуть бути одним з факторів

вірулентності, оскільки є дані про те, що вірулентність фітопатогенних бактерій і

бактерій, які викликають захворювання людини і тварин, може бути обумовлена

також позаклітинними і внутрішньоклітинними ліпополісахаридами (цит.по:

[26]). Не викликає сумнівів і участь мікробних ЕПС в формуванні бактеріально-

рослинних симбіозів.

Однак існує ряд публікацій, в яких авторам не вдалося виявити і довести

ті або інші захисні функції ЕПС, їх роль у вірулентності бактерій, участь в

22 процесах адгезії і ін. На наш погляд, це може бути обумовлене декількома

причинами.

По-перше, використання дослідниками не зовсім правильних методичних

підходів при вивченні біологічних функцій ЕПС. Необхідно враховувати, що ріст

мікроорганізмів в природних умовах існування значно відрізняється від росту в

лабораторних умовах, тобто екстраполювати дані, одержані in vitro, до

фактичних природних екосистем потрібно з дуже великою обережністю. На нашу

думку, дослідження біологічних функцій мікробних ЕПС повинно проводитись

на модельних системах і в умовах, максимально наближених до природних умов

існування мікроорганізмів. Так, в роботі Costerton з співавт. [55] відзначається, що

розвиток бактерій Pseudomonas aeruginosa в легеневих тканинах хворих

цистофіброзом відрізняється від росту в лабораторних умовах. До такого

висновку автори прийшли, використовуючи прямі методи дослідження на

легеневих тканинах (in vivo) біоплівок, утворюваних цим ЕПС-продукуючим

штамом.

По-друге, при вивченні захисних функцій ЕПС слід враховувати, що в

клітинах мікроорганізмів функціонує комплекс різних адаптивних механізмів до

стресових умов, при цьому утворення і наявність ЕПС є одним з елементів цієї

системи стійкості. Проявлення захисних функцій мікробних ЕПС в загальній

системі адаптивних механізмів можливе, очевидно, на певних етапах розвитку

мікроорганізмів і в певних умовах їх існування. Як свідчать наші власні

експериментальні дані, захисна роль ЕПС Acinetobacter sp. найбільш повно

виявляється в неоптимальних умовах культивування бактерій, а в оптимальних

умовах існує взаємозв’язок між фізіологічним станом продуценту і захисними

функціями його ЕПС [17, 18, 21, 22]. Крім того, нам не вдалося виявити захисну

роль ЕПС Acinetobacter sp. по відношенню до деяких важких металів [18, 21]. На

нашу думку, це свідчить про функціонування у бактерій, окрім синтезу ЕПС,

інших механізмів стійкості до несприятливих факторів.

По-третє, ми вважаємо, що для більш повного розуміння біологічних

функцій мікробних ЕПС необхідно враховувати можливість змінення їх

23 ефективності при зміні фізико-хімічних властивостей ЕПС, утворюваних

мікроорганізмами в різних умовах існування. Підходом до вирішення цієї

проблеми є дослідження біосинтезу ЕПС і зміни їх фізико-хімічних

властивостей в залежності від умов культивування мікроорганізмів, а також

встановлення взаємозв’язку між фізико-хімічними властивостями ЕПС і їх

біологічними функціями. Так, наші дослідження показали, що ефективність

захисних функцій етаполану в оптимальних і неоптимальних умовах

культивування продуцента є різною. Вона корелює з реологічними властивостями

етаполану і найбільш повно реалізується в неоптимальних умовах культивування

Acinetobacter sp.[21, 22].

Слід також відзначити, що на сьогоднішній день дослідження, пов’язані з

вивченням біологічних функцій мікробних ЕПС, залишаються поза увагою

біотехнологів. На нашу думку, з’ясування причин, які обумовлюють необхідність

синтезу ЕПС для самого продуцента, дозволить з нових позицій підійти до

вирішення багатьох проблем біотехнології, в тому числі, і одержання ЕПС із

заданими властивостями. Так, нашими дослідженнями показана можливість

регуляції реологічних властивостей етаполану шляхом змінення ефективності

його захисних функцій по відношенню до клітин продуцента. На основі вивчення

захисних функцій етаполану розроблено двостадійний процес культивування

продуцента (в оптимальних для росту і синтезу ЕПС умовах на першій стадії з

переходом в неоптимальні на другій), який дозволяє без зниження кількості

синтезованих ЕПС покращити реологічні властивості розчинів етаполану, що

визначають його практичну цінність [22].

ЛІТЕРАТУРА

1. Андреюк Е.И., Мальцева Н.Н., Иваницкая Л.М. Способность олиго-нитрофильных бактерий использовать внеклеточные полисахариды в качестве субстрата дегидрогеназ // Микробиол. журн. - 1979. - 41, N 4. - С. 15-32.

24

2. Андреюк Е.И., Иутинская Г.А., Изжеурова В.В. и др. Использование бактериальных полисахаридов ассоциациями почвенных микроорганизмов // Микробиол. журн. - 1986. - 48, N 1. - С. 15-21.

3. Анисимова Л.А., Боронин А.М. Детерминируемая плазмидами грамотрицательных бактерий устойчивость к металлам // Молекул. генет. микробиол. и вирусол. - 1994. - N 3. - С. 3-9.

4. Бобкова А.Н. Биохимические характеристики морского перифи-тонного микробного сообщества // Микробиол. журн. - 1997. - 59, N 1. - С. 3-10.

5. Ботвинко И.В. Экзополисахариды бактерий // Успехи микробиологии. - 1985. - N 20. - С. 79-122.

6. Варбанец Л.Д., Захарова И.Я., Гвоздяк Р.И., Мурас В.А. Гликополимеры Pseudomonas solanacearum и их роль в инфицировании растений // Микробиол. журн. - 1989. - 51, N 2. - С. 25-32.

7. Гвоздяк Р.И., Матышевская М.С., Григорьев Е.Ф., Литвинчук О.А. Микробный полисахарид ксантан. - Киев: Наук. думка, 1989. - 212 с.

8. Герасименко Г.А., Венецкая С.Л., Дубинин А.В. Альгобактериальные сообщества гиперсоленых лагун Сиваша (Крым) // Альгология. - 1992. - 2, N 2. - С. 88-94.

9. Данилова И.В., Ботвинко И.В., Егоров Н.С. Реологические свойства и некоторые функции экзополисахаридов Azotobacter beijerinckii и Mycobacterium lacticolum // Микробиология. - 1993. - 62, N 4. - С. 685-693.

10. Егоров Н.С., Гречушкина Н.Н., Гоголева Е.В., Рассадин А.С. О физиологических функциях свободного экзополисахарида Mycobacterium lacticolum // Микробиология. - 1978. - 47, 2. - С. 241-245.

11. Иутинская Г.А., Кигель Н.Ф., Иванова Н.И. Ферментативный гидро-лиз микробных полисахаридов в почве // Микробиол. журн. - 1989. - 51, N 2. - С. 18-21. 12. Косенко Л.В., Пацева М.А., Захарова И.Я. Взаимодействие полисаха-ридов клубеньковых бактерий гороха с лектином доминирующего растения-хозяина // Микробиология. - 1989. - 58, N 5. - С. 812-817. 13. Косенко Л.В., Пацева М.А., Захарова И.Я. Моносахаридный состав поверхностно локализованных полисахаридов клубеньковых бактерий гороха // Микробиология. - 1990. - 59, N 2. - С. 289-295. 14. Косенко Л.В. Функциональная роль полисахаридов Rhizobium leguminosarum bv.viciae в бобово-ризобиальном симбиозе // Автореф... докт. биол. наук. Киев, 1995. - 49 с.

15. Мальцева Н.Н., Иваницкая Л.М. Способность олигонитрофильных бактерий использовать экзополисахариды в качестве источников углеродного питания // Микробиол. журн. - 1980. - 42, N 1. - С. 17-21. 16. Милевский Е.И. Полисахарид Bacillus mucilaginosus как средство защиты микроорганизмов от ультрафиолетовой радиации // Микробиология. - 1966. - 35, 2. - С. 307-311.

25

17. Пирог Т.П., Гринберг Т.А., Малашенко Ю.Р. Защитные функции экзополисахаридов, синтезируемых бактериями Acinetobacter sp. // Микробиология. - 1997. - 66, N 3. - С.335-340.

18. Пирог Т.П. Роль экзополисахаридов Acinetobacter sp. в защите клеток продуцента от действия тяжелых токсичных металлов // Микробиология. - 1997. - 66, N 3. - 341-346.

19. Пирог Т.П., Гринберг Т.А., Малашенко Ю.Р. Выделение микроорганизмов – продуцентов ферментов, деградирующих экзополисахарид Acinetobacter sp. // Прикл. биохимия и микробиология. – 1997. – 33, N 5. – С. 550-555.

20. Пирог Т.П. Биологические функции экзополисахаридов Acinetobacter sp. // Биополимеры и клетка. – 1998. – 14, N 2. – С. 136-143.

21. Пирог Т.П. Роль экзополисахаридов, синтезируемых Acinetobacter sp. в различных условиях культивирования, в защите клеток продуцента от действия Ba2+ и Zn2+ // Микробиол. журнал. – 1999. – 61, N 5. - С. 64- 71.

22. Пирог Т.П. Принципы регуляции состава и физико-химических свойств экзополисахаридов, синтезируемых Acinetobacter sp. – Дисс. на соискание ученой степени докт. биол. наук. - Киев, 1999. – 450 с. 23. Семенова Е.В., Гречушкина Н.Н. Внеклеточные полисахариды микроорганизмов, условия их биосинтеза и физиологическая роль // Экологическая роль микробных метаболитов. - М.: Изд-во Моск.ун-та, 1986. - С. 121-130.

24. Таширев А.Б. Взаимодействие микроорганизмов с металлами // Микробиол. журнал. - 1995, 57, N 2. - С.95-104. 25. Чумаков М.И. Участие поверхностных полисахаридов и белков бактерий семейства Rhizobeaceae в адсорбции и прикреплении к поверхности растений // Микробиология. - 1996. - 65, N 6. - С. 725-739.

26. Яковлева Л.М. Роль гликополимеров бактерий в патогенезе бактериозов растений // Микробиол. журн. - 1992. - 54, N 3. - С. 87-102.

27. Abu G.O., Weiner R.M. Properties of a polysaccharide exopolymer synthesized by a marine bacterium, LST // Abstr. 86th Annu. Meet. Amer. Soc. Microbiol. (Washington, 23-28 March, 1986). - Washington. D.C., 1986. - P. 217.

28. Allison D.G., Gilbert P. Modification by surface association of antimicrobial susceptibility of bacterial populations // J.Ind.Microbiol. - 1995. - 15, N 4. - P. 311-317.

29. Andreyuk E.A., Lasik J., Iutinskaya G.A. Utilization of bacterial exopolysa-ccharides by soil microorganisms // Zentralbl. Microbiol. - 1986. - 141, N 2. - P. 83-88.

30. Anolles G.C., Favelukes G. Quantitation adsorption of Rhizobia in low numbers to small legume roots // Appl. Environ. Microbiol. - 1986. - 52, N 2. - P. 371-376. 31. Anolles G.C., Favelukes G. Host-symbiont specificity expressed during early adsorption of Rhizobium meliloti to the root surface of Alfalfa // Appl. Environ. Microbiol. - 1986. - 52, N 2. - P. 377-382.

26

32. Appanna V.D., Kepes M., Rochon P. Aluminium tolerance in Pseudomonas fluorescens ATCC 13525: involvement of a gelatinous lipid-rich residue // FEMS Microbiol. Lett. - 1994. - 119, N 3. - P.295-301.

33. Ayers A.R., Ayers S.B., Goodman R.N. Extracellular polysaccharide of Erwinia amylovora: a correlation with virulence // Appl. Environ. Microbiol. - 1979. - 38, N 4. - P. 659-666.

34. Barbosa H.R., Alterthum F. The role of extracellular polysaccharide in cell viability and nitrogenase activity of Beijerinckia derxii // J. Gen. Microbiol. - 1992. - 38, N 9. - P. 986-988.

35. Bartlett D.H., Wright M.E., Silverman M. Variable expression of exrtacellular polysaccharide in the marine bacterium. Pseudomonas atlantica is controlled by genome rearrangement // Proc.Nat. Acad.Sci.Usa. - 1988. - 85, N 11. - P. 3923-3927.

36 Bender J., Rodriguez-Eaton S., Ekanemesang U.M., Phillips P. Characterization of metal-binding bioflocculants produced by the cyanobacterial component of mixed microbial mats // Appl.Environ.Microbiol. - 1994. - 60, N 7. - P. 2311-2315. 37. Bender J., Lee R.F., Phillips P. Uptake and transformation of metals and metalloids by microbial mats and their use in biremedation // J.Ind.Micribiol. - 1995. - 14, N 2. - P. 113-118. 38. Bennet R.A., Billing E. Origin of the polysaccharide component of ooze from plants infected with Erwinia amylovora // J. Gen. Microbiol. - 1980. - 116, N 2. - P. 341-349.

39. Bernhard F., Poetter K., Geider K., Coplin D.L. The rcsA gene from Erwinia amylovora: identification, nucleotide sequence, and regulation of exopolysaccharide biosynthesis // Mol. Plant. Microbe Interact. - 1990. - 3, N 6. - P. 429-437. 40. Bernhard F., Schullerus D., Bellemann P., et al. Genetic transfer of amylovoran and stewartan synthesis between Erwinia amylovora and Erwinia stewartii // Microbiology. - 1996. - 142, N 5. - P. 1087-1096.

41. Bohlool B.B., Schmidt E.L. Lectins: a possible basis for specificity in the Rhizobium-legume root nodule symbiosis // Science. - 1974. - 185. - P. 269-271.

42. Brellesmarino G., Boiardi J.L. Nitrogen limitation of chemostat growth Rhizobium etli elicits higner infection thread formation in Phaseolus vulgaris // Microbiology. - 1996. - 142, N 5. - P. 1067-1070.

43. Brown M.R.W., Williams P. The influence of environment on envelope properties affecting survival of bacteria in infections // Annu.Rev.Microbiol. - 1985. - 39. - P. 527-556.

44. Cadmus M.C., Burton K.A., Slodki M.E. Growth-related substient changes in exopolysaccharides of fast-growing Rhizobia // Appl. Environ. Microbiol. - 1982. - 44, N 1. - P. 242-245.

45. Campos M.E., Martinezsalazar J.M., Lloret L. et al. Characterization of the gene coding for GDF-mannose dehydrogenase (algD) from Azotobacter vinelandii // J. Bacteriol. - 1996. - 178, N 7. - P. 1793-1799.

27

46. Cerning S. Exocellular polysaccharides produced by lactic acid bacteria // FEMS Microbiol. Rev. - 1990. - 87, N 1-2. - P. 113-130.

47. Chao W.L., Chen Cheryl L.F. Role of exopolymer and acid-tolerance in the growth of bacteria in solutions with high copper ion concentration // J. Gen. and Appl. Micribiol. - 1991. - 37, N 4. - P.363-370.

48. Choi I.E., Matsuyama N., Wakimoto S. Antigen analysis of the polysaccharides of Xanthomonas campestris pv. oryzae // Ann. Phytopathol. Soc. Jap. - 1981. - 47, N 2. - P. 199-205. 49. Choi I.E., Matsuyama N., Wakimoto S. Biological and chemical properties of slime polysaccharide of Xanthomonas campestris pv. oryzae // Ann. Phytopathol. Soc. Jap. - 1982. - 48, N 1. - P. 1-8.

50. Choi J.H., Muller R.J., Nichaus K. et al. Characterization of an exopolysaccharide-depolymerasa activity from Rhizobium meliloti 2011 phage Rpm12 // Forum Mikrobiol. - 1990. - 13, N 1-2. - P. 94.

51. Cleary P.P., Larkin A. Hyaluronic acid capsule: strategy for oxygen resistance in group A streptococci // J. Bacteriol. - 1979. - 140, N 3. - P. 1090-1097.

52. Cook D., Sequeira L. Genetic and biochemical characterization of a Pseudomonas solanacearum gene cluster required for extracellular polysaccharide production and for virulence // J. Bacteriol. - 1991. - 173, N 5. - P. 1654-1662.

53. Coronado C., Sanchezandujar B., Palomares A.J. Rhizobium extracellular structures in the symbiosis // World J. Microbiol. Biotechnol. - 1996. - 12, N 2. - P. 127-136.

54. Corzo J., Leon-Barrios M., Hernando-Rico V., Guttierrez-Havarro A.M. Precipitation of metallic cations by the acidic exopolysaccharides from Bradyrhizobium japonicum and BGA-1 Bradyrhizobium (chamaecytisus) strain // Appl.Environ.Microbiol. - 1994. - 60, N 12. - P. 4531-4536.

55. Costerton J.W., Cheng K.J., Geesey G.G. et al. Bacterial biofilms in nature and disease // Annu. Rev. Microbiol. - 1987. - 41. - P. 435-464.

56. Dade W.B., Self R.L., Pellerin N.B.et al. The effect of bacteria on the flow behavior of clay-seawater suspensions // J. Sediment. Res. A.-1996.- 66, N 1. - P. 39-42.

57. Dazzo F.B., Hubbell D.H. Cross-reactive antigens and lectins as determinants of symbiotic specificity in the Rhizobium-clover association // Appl. Microbiol. - 1975. - 30. - P. 1018-1033.

58. Dazzo F.B., Truchet G.L., Sherwood J.E. et al. Specific phases of root hair attachment in the Rhizobium trifolii-clover symbiosis // Appl. Environ. Microbiol. - 1984. - 48, N 6. - P. 1140-1150.

59. Doggett R.C., Harrison G.M., Carter R.E. Mucoid Pseudomonas aeruginosa in patients with chronic illnesses // Lancet. - 1971. - i: P. 236-237.

60. Dohse D.M., Lion L.W. Effect of microbial polymers on the sorption and transport of phenanthrene in a low-carbon sand // Environ. Sci. Technol. - 1994. - 28, N 4. - P. 541-548.

61. Dubos R.J., Avery O.T. Decomposition of capsular polysaccharide of Pneumococcus III by bacterial enzyme // J. Exp. Med. - 1931. - 54. - P. 57-71.

28

62. Dudman W.F. The role of surface polysaccharides in natural environments // In: Surface carbohydrates of the procaryotic cell / Ed. Sutherland I.W. - Acad. Press, New-York, 1977. - P. 357-414.

63. Elwood D.C., Keevil C.W., March P.D. et al. Surface-associated growth // Phil. Trans. Roy. Soc. London. - 1982. - 297. - P. 1084.

64. Fett W.F., Osman S.F., Fishman M.L., Siebles T.S. Alginate production by plant-pathogenic pseudomonads // Appl. Environ. Microbiol. - 1986. - 52, N 3. - P. 466-473.

65. Foster R.C. Polysaccharides in soil fabrics // Science. - 1981. - 214, N 4521. - P. 665-667.

66. Freeman C., Lock M.A. The biofilm polysaccharide matrix: a buffer against chanding organic substrate supply? // Limnol.and Oceanogr.- 1995. - 40, N 2. - P.273-278.

67. Geesey G.G., Jang L., Jolley J.G. et al. Binding of metal ions by extrace-llular polymers of biofilm bacteria // Water Sci. and Technol. - 1988 (1989). - 20, N 11-12. - P. 161-165.

68.Gordon A.S., Howell L.D., Harwood V. Responses of diverse heterotrophic bacteria to elevated copper consentrations // Can J. Microbiol.-1994. - 40, N 5. - P. 408-411.

69. Gottesman S. Genetics of proteolysis in Escherichia coli // Annu. Rev. Genet. - 1989. - 23. - P. 163-198.

70. Govan J.R.M. Genetic studies on mucoid Pseudomonas aeruginosa // Proc.Soc.Gen.Microbiol. - 1976. - 3. - P. 187. 71. Gross M., Rudolph K. Studies of the extracellular polysaccharides (EPS) produced in vitro by Pseudomonas phaseolicola. III. Kinetics of levan and alginate formationin batch culture and demonstration of levansucrase activity in crude EPS // Phytopatol. Z. - 1987. - 119, N 4. - P. 289-297.

72. Gudin C., Thepenier C. Metaux lourds et radionucleides // Biofutur. - 1991. - 106. - P.74-75.

73. Hart T.D., Chamberlain A.H.L., Lynch J.M. Roles of microbial polymers in the rhizosphere // 15th World Cong. Soil Sci. (Acapulco, July 1994). - Mexico, 1994. - P. 44-46.

74. Hizukuri S., Kawano S., Abe J. et al. Production of branched cyclomaltooctaoses through the reverse action of Klebsiella aerogenes pullulanase // Biotechnol. Appl. Biochem. - 1989. - 11, N 1. - P. 60-73.

75. Hood M.A., Schmidt J.M. Examination of Seliberia stellata exopolymers using lectin assays // Microbial Ecology. - 1996. - 31, N 3. - P. 281-290.

76. Huanz Y., Sequeira L. Molecular characterization of a gene that regulates virulence and extracellular polysaccharide (EPS) synthesis in Pseudomonas solanacearum // Abstr. Annu. Meet. Amer. Phytopathol. Soc. (Richmond, Va, Aug. 20-24, 1989). - Phytopathology. - 1989. - 79, N 10. - P. 1178. 77. Imanaka T., Kuriki T. Pattern of action of Bacillus stearothermophilus neopullulanase on pullulan // J. Bacteriol. - 1989. - 171, N 1. - P. 369-374.

29

78. Ji G., Silver S. Bacterial resistance mechanisms for heavy metals of environmental concern // J.Ind.Microbiol. - 1995. - 14, N 2. - P. 61-75. 79. Kanzawa Y., Kurasawa T., Kanegae Y. et al. Purification and properties of a new exo-(1,3)- -D-glucanase from Bacillus circulans YK9 capable of hydrolising resistant curdlan with formation of only laminaribiose // Microbiology. - 1994. - 140, N 3. - P. 637-642.

80. Kaplan D., Christiaen D., Arad S.M. Chelating properties of extracellular polysaccharides from Chlorella spp. // Appl. Environ. Microbiol. - 1987. - 53, N 12. - P. 2953-2956.

81. Kearney L., Upton M., McLoughlin A. Enhancing the viability of Lactobacillus plantarum inoculum by immobilizing the cells in calcium-alginate beads incorporating cryoprotectants // Appl. Environ Microbiol. - 1990. - 56, N 10. - P. 3112-3116. 82. Keller M., Muller P., Simon R., Puhler A. Rhizobium meliloti genes for exopolysaccharide synthesis and nodule infection located on megaplasmid 2 are actively transcribed during symbiosis // Mol. Plant Microbe Interact. - 1988. - 1, N 7. - P. 267-274.

83. Kennedy L., McDowell K., Sutherland I.W. Alginases from Azotobacter species // J. Gen. Microbiol. - 1992. - 138, N 11. - P. 2465-2471. 84. Kennedy L., Sutherland I.W. Gellan lyases - novel polysaccharide lyases // Microbiology. - 1994. - 140, 11. - P. 3007-3013.

85. Khatri R.K., Nayak M.L., Shastry P.P. Role of exopolysaccharide of Xanthomonas campestris pv. betlicola in pathogenesis // Indian Phytopathol. - 1986. - 39, N 3. - P. 475-476.

86. Kimbara K., Chakrabarty A.M. Control of alginate synthesis in Pseudomonas aeruginosa: regulation of the algR1 gene // Biochem. And Biophys. Res. Commun. - 1989. - 164, N 2. - P. 601-608.

87. Komacker M.G., Boyd A., Pugsley A.P., Plastow G.S. Klebsiella pneumoniae strain K21: evidence for the rapid secretion of an unacylated form of pullulanase // Mol. Microbiol. - 1989. - 3, N 4. - P. 497-503.

88. Kurek E., Francis A.J., Bollag J.M. Immobilization of cadmium by microbial extracellular products // Arch.Environ.Contam.Toxicol. - 1991. - 20, N 1. - P. 106-111. 89. Kuriki T., Park J.H., Okada S., Imanaka T. Purification and characterization of thermostable pullulanase from Bacillus stearothermophilus and molecular cloning and expression of the gene in Bacillus subtilis // Appl.Environ.Microbiol. - 1988. - 54, N 11. - P. 2881-2883.

90. Leigh J.A. Exopolysaccharides in plant-bacterial interactions // Annu. Rev. Microbiol. - 1992. - Vol. 46. - Palo Alto (Calif.). - P. 307-346. 91. Leigh J.A., Walker G.C. Exopolysaccharides of Rhizobium: synthesis, regulation and symbiotic function // Trends Genet. - 1994. - 10, N 2. - P. 63-67. 92. Lewis S.J., Gilmour A., Johnston D.E. Factors influencing the detachment of a polymer-associated Acinetobacter sp. from stainless steel // Int. J. Food Microbiol. - 1989. - 8, N 2. - P. 155-164.

30

93. Lindow S.E. Determinant of epiphytic fitness in bacteria // In: Microbial ecology of leaves / Ed. Andrews J.H. and Hirano S.S. - Springer-Verlag, New-York, 1992. - P. 295-314.

94. Linhardt R.J., Galliher P.M., Cooney C.L. Polysaccharide lyases // Appl. Biochem. Biotechnol. - 1986. - 12. - P. 135-176.

95. Linton J.D., Watts P.D., Austin R.M. et al. The energetics and kinetics of extracellular polysaccharide production from methanol by microorganisms possesing different pathways of C1 -assimilation // J. Gen. Microbiol. - 1986. - 132, N 3. - P. 779-788.

96. Macfarane G.T., Hay S., Macfarane S., Gibson G.R. Effect of different carbohydrates on growth, polysaccharidase and glycosidase production by Bacteroides ovatus in batch and continuous culture // J. Appl. Bacteriol. - 1990. - 68, N 3. - P. 179-187.

97. Mahenthiralingam E., Campbell M.E., Foster J. et al. Random amplified polymorphic DNA typing of Pseudomonas aeruginosa // J. Clin. Microbiol. - 1996. - 34, N 5. - P. 1129- 1135.

98. Maier R.J., Triplett E.W. Toward more productive, efficient and competitive nitrogen fixing symbiotic bacteria // Critical Reviews in Plant Sciences. - 1996. - 15, N 3. - P. 191-234.

99. Maiko I.I. Exopolysaccharides of Xanthomonas and their properties // 7th Int. Conf. Plant Path. Bact. - Budapest, 1989. - P.32.

100. Marshall K.C. Theoretical and practical significance of bacteria at interfaces // Develop. Ind. Microbiol. Proc. 35th Gen. Meet. Soc. Ind. Microbiol. (Houston, Tex., 1978). - Arlington, Va, 1979. - Vol. 20. - P. 1-7. 101. Martin D.R. Mucoid variation in Pseudomonas aeruginosa induced by the action of phage // J. Med. Microbiol. - 1973. - 6. - P. 111-118.

102. Marx I., Joyce E.C., Andrykovitch G. Isolation and characterization of an unusual agar-digesting bacterium // Abstr. 86th Annu.Meet.Amer.Soc.Microbiol. (Washington, 23-28 March, 1986). - Washington, D.C. - 1986. - P. 172. 103. McEntec J.D., Woodrow J.R., Quirk A.V. Investigation of cadmium resis-tance in an Alcaligenes sp. // Appl.Environ.Microbiol. - 1986. - 51, N 3. - P. 515-520.

104. McLean R.J.C., Fortin D., Brown D.A. Microbial metal-binding mechanisms and their relation to nuclear waste disposal // Symp. Microbiol. High-level Nucl. Waste Disposal (Kingston, June 15, 1995). – Can. J. Microbiol. - 1996. - 42, N 4. - P. 392-400.

105. Mikolajczak M.J., Thorne L., Pollock T.J., Armentrout R.W. Sphinganase, a new endoglycanase that cleaves specific members of the gellan family of polysaccharides // Appl. Environ. Microbiol. - 1994. - 60, N 2. - P. 402-407.

106. Mills K.K., Bauer W.D. Rhizobium attachment to clover roots // J. Cell Sci. Sappl. - 1985. - 2. - P. 333-345. 107. Mittelman M.W., Geesey G.G. Copper-binding characteristics of exopolymers from a freshwater-sediment bacterium // Appl. Environ. Microbiol. - 1985. - 49, N 4. - P. 846-851.

31

108. Mody K., Chauhan V.D. Alginase from a marine bacterium // Bot. Mar. - 1993. - 36, N 3. - P. 477-480.

109. Morris V.J., Miles M.J. Effect of natural modifications on the functional properties of extracellular bacterial polysaccharides // Int. J. Biol. Macromol. - 1986. - 8, N 6. - P. 342-348.

110. Napoli C., Albersheim P. Rhizobium leguminosarum mutants incapable of normal extracellular polysaccharide production // J. Bacteriol. - 1980. - 141, N 3. - P. 1454-1456. 111. Neu T.R. Significance of bacterial surface-active compounds in interaction of bacteria with interfaces // Microbiol. Rev. - 1996. - 60, N 1. - P. 151-166.

112. Neugebauer M., Gross M., Nollenburg M. et al. Screening for alginate and levan defective strains of Pseudomonas syringae pv. phaseolicola mutagenized by Tn5 transposon // Proc. 7th Int. Conf. Plant Path. Bact. (Budapest, June 11-16, 1989). - Budapest, 1990. - P. 397-402.

113. Ng T.K., Nu W.S. Adherence of emulsan-producing Acinetobacter calcoaceticus to hydrophobic liquids // Appl. Microbiol. Biotechnol. - 1989. - 31, N 5-6. - P. 480-485.

114. Nickel J.C., Ruseska I., Costerton J.W. Tobramycin resistance of cells of Pseudomonas aeruginosa growing as a biofilm on urinary catheter material // Antimicrob. Agents Chemother. - 1985. - 27. - P. 619-624. 115. Nickel J.C., Ruseska I., Whitfield C. et al. Antibiotic resistance of Pseudomonas aeruginosa colonizing a urinary catheter in vivo // Eur. J. Clin. Microbiol. - 1985. - 4, N 1. - P. 213-218.

116. Okada S., Mizokami K. The action of Streptococcus bovis -amylase on pullulan // J. Jap. Soc. Starch. Sci. - 1980. - 27, N 2. - P. 127-133. 117. Ophir T., Gutnick D.L. A role for exopolysaccharide in the protection of microorganisms from dessication // Appl. Environ. Microbiol. - 1994. - 60, N 2. - P. 740-745.

118. Orgambide G., Montrozier H., Servin P. et al. High heterogeneity of the exopysaccharides of Pseudomonas colanacearum strain GMI 1000 and the complete structure of the major polysaccharide // J. Biol. Chem. - 1991. - 266, N 13. - P. 8312-8321. 119. Parveen N., Webb D.T., Borthakur D. Leucaena leucocephala nodules formed by a surface polysaccharide defective mutant of Rhizobium sp. strain TAL 1145 ARE delayed in bacteroid development and nitrogen fixation // Mol. Plant Microbe Interact. - 1996. - 9, N 5. - P. 364-372.

120. Patel K.S. Agar and alginate digesting microflora from marine substrates of India // Geobios. - 1980. - 7, N 1. - P. 3-8.

121. Patti J.M., Allen B.L. MSCRAMM-mediated adherence of microorganisms to host tissues // Annu. Rev. Microbiol. - 1994. - 48. - Palo Alto (Calif.). - P. 585-617.

122. Phale P.S., Savithri H.S., Rao N.A., Vaidyanathan C.S. Production of biosurfactant "Biosur-Pm" Pseudomonas maltophilia CSV89; characterization and role in hydrocarbon uptake // Arch. Microbiol. - 1995. - 163, N 6. - P. 424-431.

32

123. Pielken P., Stahmann P., Sahm H. Glucanbildung und -abbau mit Botrytis cinerea // Forum Mikrobiol. - 1989. - 12, N 1-2. - P. 61. 124. Pines O., Gutnick D.L. Role of emulsan in growth of Acinetobacter calcoaceticus RAG-1 on crude oil // Appl. Environ. Microbiol. - 1986. - 51, N 3. - P. 661-663. 125. Pines O., Gutnick D.L. Role of emulsan in growth of Acinetobacter calcoaceticus RAG-1 // FEMS Microbiol. Lett. - 1986. - 22, N 1. - P. 307-311.

126. Planque K., Kjine J.W. Binding of pea lectins to a glycan type polysaccharide in the cell walls of Rhizobium leguminosarum // FEBS Lett. - 1977. - 73. - P. 64-66.

127. Poetter F., Bernhard F., Coplin D.L. Regulation of capsular polysaccharide synthesis in Erwinia sp. by rcsA // Abstr. Annu. Meet. Amer. Phytopathol. Soc. (Richmond, Va, Aug. 20-24, 1989). - Phytopathology. - 1989. - 79, N 10. - P. 1185. 128.. Politis D.J., Goodman R.N. Fine structure of extracellular polysaccharide of Erwinia amylovora // Appl. Environ. Microbiol. - 1980. - 40, N 3. - P. 596-607.

129. Poulsen O.M., Petersen L.W. Growth of Cellulomonas sp. ATCC 21399 on different polysaccharides as sole carbon source // Appl. Microbiol. Biotechnol. - 1988. - 29, N 5. - P. 480-484.

130. Putnoky P., Petrovics G., Kereszt A. et al. Rhizobium meliloti lipopolysaccharide and exopolysaccharide can have the same function in the plant-bacterium interaction // J. Bacteriol. - 1990. - 172, N 9. - P. 5450-5458.

131. Raj H.D. Exopolysaccharide biosynthesis by Leucothrix mucor // Abstr. 86th Annu. Meet. Amer. Soc. Microbiol. (Washington, 23-28 March, 1986). - Washington. D.C., 1986. - P. 145.

132. Roberson E.B., Firestone M.K. Relationship between dessication and exopolysaccharide production in a soil Pseudomonas sp. // Appl. Environ. Microbiol. - 1992. - 58, N 4. - P. 1284-1291. 133. Rolfe B.G., Carlson R.W., Ridge R.W. et al. Defective infection and nodulation of clovers by exopolysaccharide mutants of Rhizobium leguminosarum bv trifolii // Australian J. Plant Physiol. - 1996. - 23, N 3. - P. 285-303.

134. Rosenberg M., Rosenberg E. Role of adherence in growth of Acinetobacter calcoaceticus RAG-1 on hexadecane // J. Bacteriol. - 1981. - 148, N 1. - P. 51-57.

135. Rosenberg E. Microbial diversity as a source of useful biopolymers // J.Ind. Microbiol. - 1993. - 11. - P. 131-137.

136. Ruseska I., Robbins J., Lashen E.S., Costerton J.W. Biocide testing against corrosion-causing oilfield bacteria helps control plugging // Oil Gas J. - 1982. - 2, N 1. - P. 253-264.

137. Sar N., Rosenberg E. Fish skin bacteria: production of fricti- on-reducing polymers // Microbiol. Ecol. - 1989. - 17, N 1. - P. 27-38.

138. Sarkar J.M., Hennebert G.L., Mayaudon J. Optimization and characterization of an extracellular polysaccharide produced by Glomerella cingulata // Biotechnol. Lett. - 1985. - 7, N 9. - P. 631-636.

33

139. Sata H., Umeda M., Kim C.H. et al. Amylase-pullulanase enzyme produced by Bacillus circulans F-2 // Biochim. et Biophys. Acta. Gen. Subj. - 1989. - 991, N 3. - P. 388-394.

140. Schmittandrieu L., Hulen C. Alginate of Pseudomonas aeruginosa: a complex regulation of the biosynthesis pathway // Comptes Rendus de l'Academie des Sciences. Ser. III Sciences de la Vie Life Sciences. - 1996. -319, N 3. - P. 153-160.

141. Scott J.A., Palmer S.J. Cadmium biosorption by bacterial exopolysaccharide // Biotechnol. Lett. - 1988. - 10, N 1. - P. 21-24. 142. Scudiero R., Capasso C., Madonna L. Identification of a metalbinding complex from thermophilic bacteria growth in the presence of heavy metals // Int.Conf.Thermophiles: Sci. and Tecchnol. (Reykjavik, 23-26 th Aug., 1992). - Reykjavik, 1992. - P. 38. 143. Seiler H., Blaim H. Population shifts in activated sludge from sewage treatment plants of the chemical industry: a numerical cluster analysis // Eur. J. Appl. Microbiol. and Biotechnol. - 1982. - 14, N 2. - P. 97-104.

144. Shabtai Y., Gutnick D.L. Enhanced emulsan production in mutants of Acinetobacter calcoaceticus RAG-1 selected for resistance to cetyltrimethylammonium bromide // Appl. Environ. Microbiol. - 1986. - 52, N 1. - P.146-151.

145. Shen G.J., Srivastava K.C., Saha B.C., Zeikus J.G. Physiological and enzymatic characterization of a novel pullulan-degrading thermophilic Bacillus strain 3183 // Appl. Microbiol.Biotechnol. - 1990. - 33, N 3. - P. 340-344. 146. Skaliy P., Eagon R.G. Effect of physiological age and state on survival of dessicated Pseudomonas aeruginosa // Appl. Microbiol. - 1972. - 24, N 5. - P. 763-767. 147. Smit G., Kjine J.W., Lugtenberg B.J.J. Correlation between extracellular fibrils and attachment of Rhizobium leguminosarum to pea root hair tips // J. Bacteriol. - 1986. - 168. - P. 821-827.

148. Smith J.J., Quintero E.J., Geesey G.G. A sensitive chromatographic method for the detection of pyruvyl groups in microbial polymers from sediments // Microbial. Ecol. - 1990. - 19, N 2. - P. 137-147. 149. Southgate G., Goodwin P.M. The regulation of exopolysaccharide production and of enzymes involved in C1-assimilation in Methylophilus methylotrophus // J. Gen. Microbiol. - 1989. - 135. - P. 2859-2867.

150. Stark J.R., Stewart T.B., Priest F.G. Characterization of extracellular - and -amylases from Bacillus megaterium // FEMS Microbiol. Lett. - 1982. - 15, N 4. - P. 295-298.

151. Streeter J.G., Peters N.K., Salminen S.O. et al. Fate of nodule-specific polysaccharide produced by Bradyrhizobium japonicum bacteroides // Plant Physiol. - 1995. - 107, N 3. - P. 857-864.

152. Sund M.L., Linder L.E., Branting C., Floderus E. Water-soluble glucans isolated from Streptococcus mutans as an energy source for bacterial growth // Abstr. 87th Annu. Meet. Amer. Soc.Microbiol. (Atlanta, 1-6 March, 1987). - Washington, D.C., 1987. - P. 174.

34

153. Sutherland I.W. Bacterial exopolysaccharides // Adv. Microbiol. Physiol. - 1972. - 8. - P. 143-213.

154. Sutherland I.W. A lyase enzyme acting on polysaccharides (xanthans) from Xanthomonas spp. // Abstr. Anuu. Meet. Amer. Soc. Microbiol.,1986, 86th Anuu.Meet. (Washington, March 23-28 1986). - Washington (D.C.), 1986. - P. 272. 155. Sutherland I.W. Polysaccharide lyases // FEMS Microbiol. Rev. - 1995. - 16, N 4. - P. 323-347. 156. Sutherland I.W., Kennedy L. Polysaccharide lyases from gellan producing Sphingomonas spp. // Microbiology. - 1996. - 142, N 4. - P. 867-872.

157. Takeshita S., Sato N., Igarashi M., Muramatsu T. A highly denaturant-durable alginate lyase from a marine bacterium: purification and properties // Biosci. Biotechnol. and Biochem. - 1993. - 57, N 7. - P.1125-1128.

158. Thomashow M.F., Karlinsey J.E., Marks J.R., Hurlbert R.E. Identification of a new virulence locus in Agrobacterium tumefaciens that affects polysaccharide composition and plant cell attachment // J. Bacteriol. - 1987. - 169, N 7. - P. 3209-3216.

159. Titus S., Gaonkar S.N., Srivastava R.B., Karande A.A. Exopolymer production by a fouling marine bacterium Pseudomonas alcaligenes // Indian. J. Mar. Sci. - 1995. - 24, N 2. - P.45-48.

160. Tonn S.J., Gander J.E. Biosynthesis of polysaccahrides by prokaryotes // Annu. Rev. Microbiol. - 1979. - 33. - P. 169-199.

161. Utrup L.J., NorrisJ.H. Nodulin gene expression in effective root nodules of white sweetclover (Melilotus alba desr) and in ineffective nodules elicited by mutant strains of Rhizobium meliloti // J. Experiment. Botany. - 1996. - 47, N 295. - P. 195-202.

162. Volesky B. Biosorbents for metal recovery // Trends Biotechnol. - 1987. - 5, N 4. - P. 96-101. 163. Volesky B., Holan Z.R. Biosorption of heavy metals // Biotechnol. Progr. - 1995. - 11, N 3. - P. 236-250. 164. Wang S.D., Wang D.I.C. Cell adsorption and local accumulation of extracellular polysaccharide in an immobilized Acinetobacter calcoaceticus system // Biotechnol. Bioeng. - 1989. - 34, N 10. - P. 1261-1267.

165. Weiner R., Langille S., Quintero E. Structure, function and immunochemistry of bacterial exopolysaccharides // J. Ind. Microbiol. - 1995. - 15, N 4. - P. 339-346. 166. Whitfield C. Bacterial extracellular polysaccharides // Can. J. Microbiol. - 1988. - 34, N 4. - P. 415-420. 167. Williams S.G., Greenwood J.A., Jones C.W. Physiological and biochemical changes accompanying the loss of mucoidy by Pseudomonas aeruginosa // Microbiology. - 1996. - 142, N 4. - P. 881-888.

168. Wingender J., Lange B., Winkler U.K. Isolation and characterization of an alginate lyase from Klebsiella aerogenes // Forum Mikrobiol. - 1989. - 12, N 1-2. - P. 78.

169. Wollersheim R. Adhesion and biofilm development of acetate-, propionate- and butyratedegrading microorganisms on glass surfaces // Biotechnol. Lett. - 1989. - 11, N 10. - P. 749-752.

35

170. Wrangstadh M., Conway P.L., Kjelleberg S. The role of an extracellular polysaccharide produced by the marine Pseudomonas sp. S9 in cellular detachment during starvation // Can. J. Microbiol. - 1989. - 35, N 2. - P. 309-319. 171. Wrangstadh M., Szewzyk U., Kjelleberg S. Functional aspects and regulation of the exopolysaccharide production by the marine Pseudomonas sp. S9 // Forum Mikrobiol. - 1989. - 12, N 1-2. - P. 81.

172. Xu P., Iwata M., Leong S., Sequeira L. Highly virulent strains of Pseudomonas solanacearum that are defective in extracellular polysaccharide production // J. Bacteriol. - 1990. - 172, N 7. - P. 3946-3951.

173. Zhan H., Leigh J.A. Two genes that regulate exopolysaccharide production in Rhizobium meliloti // J. Bacteriol. - 1990. - 172, N 9. - P. 5254-5259.

174. Pat. 4234689 USA IC3 C 12 P 19/04. Production of -emulsans / Gutnick D.L., Rosenberg E., Shabtai Y. - Publ. 18.11.80.

175. Pat. 5281527 USA, IC5, C 12 N 9/44. Process for producing pullulanase / Tachibana Y., Kajima I., Yoshida R. et al. - Publ. 25.01.94.

36 УДК 579.222:577.114

БИОЛОГИЧЕСКИЕ ФУНКЦИИ МИКРОБНЫХ ЭКЗОПОЛИСАХАРИДОВ

(Обзор литературы)

Пирог Т.П. Институт микробиологии и вирусологииї Национальной академии наук Украины, Киев

В обзоре представлены сведения о роли микробных экзополисахаридов

(ЭПС) в защите клеток продуцента от различных неблагоприятных факторов

(высушивания, действия токсичных металлов, антибиотиков, биоцидов и др.),

участии ЭПС в трофическом метаболизме микроорганизмов, а также во

взаимодействии продуцентов с другими микроорганизмами, макроорганизмами,

объектами неживой природы.

____________________

Ключевые слова: микробные экзополисахариды, биологические функции.

37 УДК 579.222:577.114

BIOLOGICAL FUNCTIONS OF MICROBIAL EXOPOLYSACCHARIDES

(Review)

T.P.Pirog Institute of Microbiology and Virology, National Academy of Sciences of Ukraine, Kiev, Ukraine The review represents the data concerning the role of microbial

exopolysaccharides (EPS) in the cells protection from the different unfavorable factors

(desiccation, effect of heavy metal, antibiotics, biocides etc.), the participation of EPS in

the trophic metabolism of microorganisms, the interaction of producers with other

microorganisms, macroorganisms and objects of lifeless nature.

______________________

Key words: microbial exopolysaccharides, biological functions.