UNIVERSITÉ CHEIKH ANTA DIOP DE DAKAR · UNIVERSITÉ CHEIKH ANTA DIOP DE DAKAR ECOLE DOCTORALE...

UNIVERSITÉ CHEIKH ANTA DIOP DE DAKAR

ECOLE DOCTORALE PHYSIQUE, CHIMIE, SCIENCES DE LA TERRE, DE

L’UNIVERS ET DE L’INGENIEUR

ECOLE SUPERIEURE POLYTECHNIQUE

Année : 2013 N° d’ordre :

THÈSE DE DOCTORAT

Spécialité : Systèmes Energétiques et Environnement

Présentée par :

Nafissatou DIOP

Ingénieure en Développement Agro-alimentaire et Transfert de Technologie

CARACTÉRISATION DU DITAX (Detarium senegalense J.F.Gmel) ET

ÉTUDE DE SA TRANSFORMATION EN NECTAR.

Laboratoire d’accueil : UMR Qualisud, CIRAD, Département PERSYST

Soutenue le 28 Décembre 2013 devant le jury composé de :

M. Amadou Tidiane GUIRO Professeur Titulaire, FST/UCAD Président

M. Abdoulaye SAMB Professeur Titulaire, FST/UCAD Rapporteur

M. Emmanuel BASSENE Professeur Titulaire, FMPOS/UCAD Rapporteur

Mme Mama SAKHO Maître de Conférences, ESP/UCAD Examinateur

M. Mady CISSE Maître de Conférences, ESP/UCAD Examinateur

M. Oumar SOCK Professeur Titulaire, ESP/UCAD Directeur de Thèse

M. Manuel DORNIER Professeur, Montpellier SupAgro Co-Directeur

i

Je dédie cette thèse à : Mes parents Mamadou et Licka,

Mon époux Baba, Ma fille, Mame-Fatou

ii

Pour la réalisation de ce travail, nous avons bénéficié de :

L’appui financier de l’Institut de Technologie Alimentaire.

L’appui financier du Fonds National de Recherche Agricoles et

Agroalimentaires (FNRAA) à travers le Programme des Services

Agricoles et Organisations de Producteurs Phase II.

L’appui financier et technique du Centre de Coopération Internationale

en Recherche Agronomique pour le Développement (CIRAD).

L’appui financier du Programme de Productivité Agricole en Afrique de

l’Ouest (PPAAO-WAAPP)

iii

REMERCIEMENTS

Ce travail de recherche présenté ici, a été possible grâce au soutien de personnes et

d’institutions que je tiens à remercier.

Tout d’abord, j’adresse mes remerciements au Dr Ababacar Sadikh Ndoye, Directeur

Général de l’Institut de Technologie Alimentaire, pour avoir autorisé la réalisation de ce

travail cumulativement à mes fonctions. Ces remerciements s’adressent aussi au Dr Amadou

Kane, Directeur de la Recherche et du Développement.

J’adresse mes chaleureux remerciements à M. Max Reynes, Ex-Directeur de l’UMR

Qualisud du CIRAD pour m’avoir accueilli au sein de sa structure. Il m’a toujours soutenu et

encouragé pour mener ce travail de recherche dans les meilleures conditions. Ces

remerciements s’adressent également à M. Antoine Collignan, Directeur de l’UMR Qualisud.

Je tiens à remercier solennellement M. Oumar Sock, Professeur Titulaire de classe

exceptionnelle, Directeur Général de l’Enseignement Supérieur pour avoir accepté de diriger

cette thèse. En dépit de ses nombreuses responsabilités, il a fait preuve d’une grande

disponibilité à mon égard et m’a toujours conseillé.

J’exprime toute ma reconnaissance à M. Manuel Dornier, Professeur à Montpellier

SupAgro, Chercheur au CIRAD, pour avoir co-dirigé cette thèse. Je lui adresse mon immense

et profonde gratitude pour sa disponibilité, son encadrement, sa patience et son engagement

pour la réalisation de ce travail.

Je tiens à remercier M. Abdoulaye Samb, Professeur Titulaire à la Faculté des

Sciences et Techniques et M. Emmanuel Bassene, Professeur Titulaire à la Faculté de

Médecine, de Pharmacie et d’Odonto-Stomatologie, d’avoir accepté de rapporter cette thèse.

Je remercie également Mme Mama Sakho, Maître de Conférences et M. Amadou Tidiane

Guiro, Professeur Titulaire, Recteur de l’Université du Sine-Saloum pour leur participation à

l’examen de cette thèse.

J’exprime également toute ma reconnaissance à M. Yves Pélissier, Professeur

des Universités et responsable du Laboratoire de Pharmacognosie à l’Université Montpellier 1,

pour m’avoir accepté dans son laboratoire dans le cadre de l’étude botanique des formes

comestibles et toxiques. Mes remerciements s’adressent également à Mme Sylvie Munier,

Maître de Conférences pour son aide et son assistance dans l’étude chimique des formes

comestibles et toxiques. Je remercie M. Fréderic Boudard, Maître de Conférences à l’UM 1,

pour la réalisation des essais de cytotoxicité. Ces remerciements s’adressent également à M.

Michel Laroque, Professeur des Universités à l’UM 1.

iv

J’exprime mes profonds remerciements et toute ma reconnaissance aux chercheurs de

l’UMR Qualisud ; Alexia Prades, Claudie-Dhuique Mayer, Marc Lebrun et Christian Mertz

pour leur encadrement, leur conseil et leur implication. Ces remerciements s’adressent aussi à

Nawel Achir pour sa contribution dans ce travail. Mes remerciements vont également à

l’endroit du personnel technique de l’UMR en particulier, Adrien, Najat, Julien et Pascaline.

Mes chaleureux remerciements vont à l’endroit de mon sénior et parrain, Dr Mady

Cissé qui n’a ménagé aucun effort et qui m’a accompagné à chaque étape dans ce travail. Je

remercie également Dr Soro Doudjo pour ses conseils et ses encouragements.

Je remercie mes collègues de l’Atelier fruit et légumes de l’ITA, M. Oumar Diémé, M.

Babacar Dieng et M. Noël Diandy pour leur disponibilité et leur soutien. Je remercie

également M. Augustin Ndiaye et Mme Mary Forster pour leurs encouragements et leurs

prières. Je remercie tout le personnel de l’ITA, en particulier Adjaratou Basse Dieng,

Seynabou Momar Fall Kane, Aicha Sarr, Anta Faye Diallo, Pape Demba Camara, Mamadou

Dioum, Penda Tall Diop, Djibril Traoré, Djiby Oumar sy, Aïcha Diedhiou et Ndéye Séye

Doumouya.

Je remercie chaleureusement les assistantes de l’UMR Qualisud du CIRAD en

particulier Nadine Lopez, Jocelyne Renda, Marie Pierre Obede et Chantal Canales ainsi que

les secrétaires de l’ITA.

v

PUBLICATIONS ET COMMUNICATIONS

Diop N., Dornier M., Dhuique-Mayer C., Prades A., Munier-Pantel S., Pélissier Y., Laroque

M., Sock O. Caractérisation d’un fruit sauvage du Sénégal : le Ditax (Detarium senegalense

J.F. Gmel), in : Boëtsch G., Guerci A., Gueye L., Guisse A., Les plantes du Sahel, Usages et

Enjeux sociaux, CNRS EDITIONS, 2012, Paris, pp99-108.

Diop Ndiaye, N., Dhuique-Mayer, C., Cisse M, and Dornier M. (2011). Identification and

thermal degradation kinetics of chlorophyll pigments and ascorbic acid from ditax nectar

(Detarium senegalense J.F.Gmel), J. Agric. Food Chem., 59 (22), pp 12018–12027.

Diop N., Ndiaye A., Cisse M., Diémé O., Dornier M., Sock O. (2010). Le ditax (Detarium

senegalense J. F. Gmel.) : principales caractéristiques et utilisations au Sénégal. Fruits, 65,

293-306.

Diop N., Dornier M., Dhuique-Mayer C; Prades A., Munier-Pantel S., Pélissier Y., Laroque

M., Sock O. Caractérisation d’un fruit sauvage du Sénégal: le Ditax (Detarium senegalense

J.F. Gmel). Colloque international et interdisciplinaire sur les plantes alimentaires,

médicinales et cosmétiques en zone sahélienne, 20-22 oct. 2010 – Dakar.

Diop N., Munier S., Sock O., Reynes M., Larroque M., Dornier M., Pelissier Y. Etude

comparative des formes comestibles et toxiques de Detarium senegalense J.F. Gmel,

Symposium d’aromathérapie, Grasse, Poster présenté par Bellon L., Caravaca M, Nowacki L.,

mars 2010, France.

Diop Ndiaye N., Ndiaye A., Diémé O., Dieng B, Forster M., Fall Kane S.M. Nectar de ditax.

Institut de Technologie Alimentaire (ITA), Fonds National de Recherche Agricole et Agro

Alimentaire (FNRAA), Fiche technique de fabrication, Février 2011, Dakar.

vi

LISTE DES FIGURES

Figure 1 : Detarium senegalense J. F. Gmel dans son habitat naturel (île de Falia). ................ 4

Figure 2 : Ecorce (a), folioles (b) et fleurs (c) de Detarium senegalense J. F. Gmel. 16 ....... 4

Figure 3 : Structure du Composé G : 6’-O-galloyl-(R)-épihétérodendrine 17 ....................... 6

Figure 4 : Principales zones de cueillette du Ditax dans les Régions de Fatick et de

Ziguinchor au Sénégal [33] ........................................................................................................ 8

Figure 5 : Evolution de la production enregistrée de ditax de 1997 à 2011 37. ................... 10

Figure 6 : Fruits (a), épicarpe (coques) (b) et noyau dépulpé (c) de Detarium senegalense J.F.

Gmel 33. ................................................................................................................................ 13

Figure 7 : Différentes étapes de la transformation artisanale du Ditax : décorticage et

extraction de la pulpe au mortier (a), tamisage manuel (b) et purée diluée (c). ....................... 17

Figure 8 : Extracteur mécanique adapté à l’extraction de la pulpe de ditax. .......................... 18

Figure 9 : Diagramme de fabrication du nectar de ditax standardisé par l’Institut de

Technologie Alimentaire (ITA) de Dakar. ............................................................................... 19

Figure 10 : Principales voies de dégradation de la chlorophylle a chez les plantes supérieures

47, 49, 51-57. ......................................................................................................................... 22

Figure 11 : Principales voies de dégradation de la chlorophylle a et de ses molécules dérivées

au cours des différents procédés de transformation 50, 68-69, 76, 78, 80, 82, 86-87. .......... 26

Figure 12 : Structure chimique (a) des composés chlorophylliens et de la phéophytine a et (b)

de ses molécules dérivées. ........................................................................................................ 27

Figure 13 : Dispositif mis en place pour l’extraction des composés volatils à froid sous azote.

.................................................................................................................................................. 52

Figure 14 : Dispositif SAFE. .................................................................................................. 52

Figure 15 : Système Kuderna-Danish. .................................................................................... 53

Figure 16 : Extraction des composés volatils des fruits toxiques et comestibles sur l’arbre (a)

et juste après cueillette (b) ........................................................................................................ 61

Figure 17 : Masses moyennes des différents constituants de fruits de D. senegalense collectés

dans 6 localités du Sénégal (Moyenne et écart-type mesurés sur 30 mesures). ....................... 66

Figure 18 : Profils chromatographiques des pigments de la pulpe de ditax à 450 nm (a) et

400 nm (b). Pics : chlorophylle b, 1; lutéine, 2; chlorophylle b’, 3; zéaxanthine, 4;

chlorophylle a, 5; chlorophylle a’, 6; hydroxyphéophytine b’, 7; phéophytine b, 8;

hydroxyphéophytine a’, 9; phéophytine a, 10; β-carotène, 11 et 9-cis β-carotène, 12. ........... 73

Figure 19 : Procédés traditionnel et mécanisé d’extraction de la pulpe et de préparation du

nectar (moyennes et écart-types sur 3 mesures). ...................................................................... 82

Figure 20 : Hauteur de sédimentation de la pulpe en fonction du temps dans les nectars de

ditax préparés suivant les procédés traditionnel et mécanisé. .................................................. 84

vii

Figure 21 : Observation au microscope optique des nectars élaborés suivant les procédés

traditionnel (a) et mécanisé (b). ................................................................................................ 85

Figure 22 : Comparaison des principaux composés volatils des nectars de ditax préparés

selon les procédés traditionnel et mécanisé. ............................................................................. 86

Figure 23 : Evolution de l’écart de couleur (ΔE) du nectar de ditax au cours du stockage à

4°C (a) et à 30°C (b) conditionné dans différents types d’emballages. ................................... 87

Figure 24 : Stabilité du nectar de ditax pasteurisé après 54 jours de stockage à 4°C sans

homogénéisation (a) et après homogénéisation (b à f) à 50, 80, 120, 130 et 140 bar. ............. 88

Figure 25: Nectar de ditax pasteurisé après stockage 34 jours à température ambiante (a) et à

4°C (b); et stockage 190 jours à 4°C (c) dans des sachets opaques 12PET/90PE .................. 89

Figure 26 : Chromatogrammes à 400 nm du nectar de ditax avant (A) et après un traitement

thermique de 2h à 95°C (B). Pics 1-6 identifiés dans le nectar non chauffé ; pics a – e

identifiés dans le nectar chauffé : lutéine, 1; hydroxyphéophytine b’, 2; phéophytine b, 3;

hydroxyphéophytine a’, 4; phéophytine a, 5 ; β-carotène, 6 ; composé chlorophyllien non

identifié, a; composé chlorophyllien non identifié, b; pyrophéophytine b, c; pyrophéophytine a,

d; composé chlorophyllien non identifié, e. ............................................................................. 90

Figure 27 : Evolution de la concentration (mg.L-1

) des principaux pigments identifiés dans le

nectar de ditax après chauffage pendant 120 min à 80 et 95°C. .............................................. 92

Figure 28 : Cinétiques de dégradation thermique de la phéophytine a (a) et de

l’hydroxyphéophytine a’ (b) (moyennes de 2 traitements thermiques en double 2 x 2n). ....... 93

Figure 29 : Droites d’Arrhenius (a) pour la constante de vitesse de réaction suivant la

température, le logarithme décimal D en fonction de la température (b) et les droites suivant le

modèle d’Eyring (c) pour la phéophytine a et l’hydroxyphéophytine a’. ................................ 95

Figure 30 : Cinétiques de dégradation thermique de l’acide ascorbique (moyenne de trois

traitements en triple 3 x 3n). ..................................................................................................... 97


température, le logarithme décimal D en fonction de la température (b) et la droite suivant le

modèle d’Eyring (c) pour l’acide ascorbique. .......................................................................... 99

Figure 32 : Exemples de pertes estimées en phéophytine a (a), hydroxyphéophytine a’ (b) et

acide ascorbique (c) à différentes température suivant le modèle d’Eyring. ......................... 100

Figure 33 : Traitements non isothermes du nectar de ditax : traitement 1, 70°C/100 min,

VP=105,1 min ; Traitement 2, 80°C / 10 min, VP=126,1 min ; traitement 3, 85°C / 3 min,

VP=187,4 min. ....................................................................................................................... 101

Figure 34 : Schéma réactionnel observable de la dégradation de la phéophytine dans le nectar

de ditax. .................................................................................................................................. 102

Figure 35 : Evolution des formes a de la phéophytine, de l’hydroxyphéophytine et de la

pyrophéophytine au cours des traitements thermique du nectar de ditax à 70°C, 80, 90 et

95°C. (Valeurs simulées du modèle en traits, données expérimentales en points). ............ 104

viii

Figure 36 : Evolution des formes b de la phéophytine, de l’hydroxyphéophytine et de la


95°C. (Valeurs simulées du modèle en traits, données expérimentales en points). ............ 104

Figure 37 : Evolution des constantes de vitesse des formes a en fonction de la température.

................................................................................................................................................ 106

Figure 38 : Evolution des constantes de vitesse des formes b en fonction de la température.

................................................................................................................................................ 106

Figure 39 : Feuille d’une jeune plante comestible de Detarium senegalense face supérieure

(a), face inférieure (b), poches jaunes au niveau du limbe (c) ; apex (d) ; pétiole (e) ; pétiole

velu (f). ................................................................................................................................... 108

Figure 40 : Observation macroscopique de feuilles d’arbre adulte de D. senegalense forme

comestible : folioles (a) ; face inférieure (b) ; face supérieure (c) ; limbe (d) ; apex face

supérieure (e) ; apex face inférieure (f) ; pétiole (g). ............................................................. 108

Figure 41 : Observation macroscopique de feuilles d’arbre adulte de D. Senegalense forme

toxique : folioles (a) ; face inférieure (b) ; face supérieure (c) ; apex face supérieure (d) ; apex

face inférieure (e) ; pétiole (f). ............................................................................................... 109

Figure 42 : Observation au microscope optique de feuille d’une jeune plante de la forme

comestible de D. senegalense : épiderme supérieur (a) ; tissu palissadique (b) ; épiderme

inférieur (c) ; épiderme inférieur à soulèvement et poils tecteurs (d) ; stomates (e) ; nervure

primaire avec poils tecteurs (f). .............................................................................................. 110

Figure 43 : Observation au microscope optique de feuille d’un arbre adulte de D. senegalense

forme comestible : épiderme supérieur (a) ; tissu palissadique (b) ; vaisseaux de bois et

prismes d’oxalate de calcium (c) ; épiderme inférieur (d) ; stomates (e, f) ; poils tecteurs (g).

................................................................................................................................................ 111


forme toxique : épiderme supérieur (a) ; tissu palissadique (b) ; vaisseaux de bois (c) ;

épiderme inférieur (d) ; soulèvement de l’épiderme inférieur (e) ; poils tecteurs (g). ........... 112

Figure 45 : Observation macroscopique du fruit comestible ; fruit entier (a) ; fruit décortiqué

recouvert de pulpe (b) ; coupe du fruit (c) ; noyau dépulpé (d) ; coupe du noyau (e), amande

de la graine (g). ....................................................................................................................... 113

Figure 46 : Observation microscopique du fruit comestible : épicarpe (a) ; mésocarpe (b) ;

endocarpe (c) ; tégument de la graine (d) ; pédoncule du fruit (e). ........................................ 113

Figure 47 : Observation macroscopique du fruit toxique : fruit entier (a) ; fruit décortiqué

recouvert de pulpe (b) ............................................................................................................ 114

Figure 48 : Observation microscopique du fruit toxique : épicarpe (a) ; mésocarpe (b) ;

endocarpe (c) ; tégument de la graine (d) ; albumen (e) ; pédoncule du fruit (f) ................... 114

Figure 49 : Plaques CCM des extraits de pulpes et de feuilles comestibles et toxiques : dépôts

des extraits sur la plaque (a) ; plaque après migration dans le solvant toluène acétate d’éthyle

97:3 (b) ; détection UV-254 nm (c) ; détection UV-365 nm (d) ; révélation avec l’acide

phosphomolybdique (e) ; révélation avec l’anisaldéhyde (f). Légende : pulpe comestible (1),

pulpe toxique (2), feuille jeune plante comestible (3), feuille arbre adulte comestible (4),

feuille arbre adulte toxique (5). .............................................................................................. 115

ix

Figure 50 : Chromatogramme des extraits au dichlorométhane de feuilles (a) et d’écorce (b)

d’une jeune plante comestible de Detarium senegalense. ...................................................... 117

Figure 51 : Chromatogramme des extraits au dichlorométhane de feuilles d’arbre adulte

comestible (a) et toxique (b) ; d’écorce d’arbre adulte comestible (c) et toxique (d) de

Detarium senegalense. Colonne capillaire RTX 5. ................................................................ 118

Figure 52 : Chromatogramme des extraits au dichlorométhane de pulpe comestible (a), pulpe

toxique (b), coque comestible (c) et coque toxique (d) de Detarium senegalense. Colonne

capillaire RTX 5. .................................................................................................................... 119

Figure 53 : Chromatogramme du mélange des étalons de lupénone (tr 56,54 min) et de lupéol

(tr 57,02 min)……………………………………………………………………………….120

Figure 54 : Zone d’intérêt de tr 56 à 58 min des chromatogrammes des différents extraits de

feuilles de Detarium senegalense : extrait dichlorométhane de feuille comestible (a) ; extrait

dichlorométhane de feuille comestible avec solution de référence contenant lupénone et

lupéol (b) ; extrait de feuille toxique (c) ; extrait de feuille toxique avec solution de référence

contenant lupénone et lupéol (d) ; extrait éther de feuille (mélange de 5 arbres toxiques

différents concentrés et repris dans du dichlorométhane (e) ; extrait éther de feuille (mélange

de 5 arbres toxiques différents concentrés et repris dans du dichlorométhane) avec solution de

référence contenant lupénone et lupéol (f) ; extrait acétone de feuille (mélange de 5 arbres

toxiques différents concentrés et repris dans du dichlorométhane) (g) ; extrait acétone de

feuille (mélange de 5 arbres toxiques différents concentrés et repris dans du dichlorométhane)

avec solution de référence contenant lupénone et lupéol (f). ................................................. 121

Figure 55 : Structure chimique du lupéol (a) et de la lupénone (b) ....................................... 122

Figure 56 : Test de détection de l’acide cyanhydrique dans les échantillons de ditax par le test

du papier picrosodé. ............................................................................................................... 122

Figure 57 : Chromatogrammes HPLC des composés phénoliques (détection à 280 nm) des

extraits de pulpe comestible (a) et toxique (b) de D. senegalense. ........................................ 124

Figure 58 : Spectre UV et spectre de masse du composé (36,74 min) dans l’extrait de pulpe

toxique. ................................................................................................................................... 126

Figure 59 : Comparaison du profil des composés volatils (a) piégés par SPME sur des fruits

entiers toxiques (tracé noir) et comestibles (tracé rose) ; chromatogrammes entre 6,8 et 7,3

min avec le spectre de masse de l’isovaléronitrile (3 méthyle, butane nitrile) identifié dans les

fruits entiers toxiques de D. senegalense (b). ......................................................................... 128

Figure 60 : Evaluation de la toxicité cellulaire des extraits comestibles et toxiques de ditax

après 6h de traitement sur des cellules J774A1 (moyennes et écart-type sur 6 mesures). ..... 129

Figure 61 : Evaluation de la toxicité cellulaire des lyophilisats après 6h de traitement sur les

cellules J774A1 (moyennes et écart-type sur 6 mesures). ..................................................... 130

Figure 62 : Evaluation de la toxicité cellulaire de l’isovaléronitrile après 6h de traitement sur

les cellules J774A1 (moyennes et écart-type sur 6 mesures). ................................................ 130

x

LISTE DES TABLEAUX

Tableau I : Symptômes observés suite à l’ingestion du fruit toxique de Detarium senegalense

J.F. Gmel. --------------------------------------------------------------------------------------------------- 7

Tableau II : Appellations vernaculaires de Detarium senegalense J.F. Gmel au Sénégal 1-2,

15, 19, 26, 30, 32, 35, 36. -------------------------------------------------------------------------------- 9

Tableau III : Composition chimique (constituants pour 100 g de pulpe fraîche) de la pulpe de

ditax. -------------------------------------------------------------------------------------------------------- 15

Tableau IV : Spectres d’absorption des principaux composés chlorophylliens. ---------------- 28

Tableau V : Paramètres des cinétiques de dégradation thermique de la chlorophylle a et de

ses molécules dérivées dans divers produits. --------------------------------------------------------- 30

Tableau VI : Composition nutritionnelle de quelques nectars et boissons à base de fruits

locaux au Sénégal 115. --------------------------------------------------------------------------------- 34

Tableau VII : Analyses physico-chimiques classiques effectuées sur les différents

échantillons de ditax étudiés. --------------------------------------------------------------------------- 39

Tableau VIII : Composition du standard externe utilisé en HPLC-DAP pour le dosage des

sucres. ------------------------------------------------------------------------------------------------------ 40

Tableau IX : Gradient utilisé pour la séparation des pigments en HPLC. ----------------------- 42

Tableau X : Prise d’essai (g) utilisée dans la préparation des solutions. ------------------------- 64

Tableau XI : Masse et diamètre des fruits de D. senegalense récoltés dans différentes

localités du Sénégal (moyennes et écart- type sur 30 mesures, les moyennes suivies d’une

lettre différente sont significativement différentes au seuil P < 0,05 (méthode de Newman et

Keuls). ------------------------------------------------------------------------------------------------------ 65

Tableau XII : Principales caractéristiques de la pulpe du fruit de Detarium senegalense à

partir d’échantillons collectés dans différentes zones géographiques au Sénégal. (Moyennes et

écart-types sur 3 mesures). ------------------------------------------------------------------------------ 68

Tableau XIII : Quelques caractéristiques de la graine de Detarium senegalense J.F.Gmel

(Moyennes et écart-type sur 3 mesures). -------------------------------------------------------------- 71

Tableau XIV : Données spectrales des pigments détectés dans la pulpe de ditax. ------------- 72

Tableau XV : Concentration des pigments dans la pulpe de ditax (Pulpe 1, pigments analysés

dans la pulpe fraîche ; Pulpe 2, pigments analysés dans la pulpe après 1 an de stockage à -

20°C) (Moyennes et Écart-type sur 3 déterminations). --------------------------------------------- 74

Tableau XVI : Teneur en principaux pigments des différentes pulpes étudiées (Moyennes et

écart-types sur 3 déterminations). ---------------------------------------------------------------------- 76

Tableau XVII : Composés d’arômes identifiés dans la pulpe de ditax après extraction par la

technique SAFE et séparation sur colonne polaire et apolaire. ------------------------------------ 78

Tableau XVIII : Concentration des pigments dans la pulpe de ditax et dans le nectar de ditax

avant et après chauffage à 95°C pendant 2h (Moyennes et Écart-type sur 3 déterminations). 91

xi

Tableau XIX : Paramètres k et D des cinétiques de dégradation thermique de la phéophytine

a et de l’hydroxyphéophytine a’ en fonction de la température (Moyenne de deux traitements

thermiques). ----------------------------------------------------------------------------------------------- 94

Tableau XX : Paramètres cinétiques de la dégradation thermique de la phéophytine a et de

l’hydroxyphéophytine a’ suivant différents modèles. ----------------------------------------------- 96

Tableau XXI : Paramètres k et D des cinétiques de dégradation thermique de l’acide

ascorbique en fonction de la température (Moyenne de 3 traitements). -------------------------- 97

Tableau XXII : Paramètres cinétiques de la dégradation thermique de l’acide ascorbique

suivant différents modèles. ------------------------------------------------------------------------------ 98

Tableau XXIII : Pertes (%) expérimentales et calculées en phéophytine a,

hydroxyphéophytine a’ et acide ascorbique durant différents traitements thermiques non

isotherme du nectar de ditax. -------------------------------------------------------------------------- 102

Tableau XXIV : Paramètres cinétiques obtenus suivant l’approche multi réponse pour les

formes a. ------------------------------------------------------------------------------------------------- 105

Tableau XXV : Paramètres cinétiques obtenus suivant l’approche multi réponse pour les

formes b. ------------------------------------------------------------------------------------------------- 105

Tableau XXVI : Caractéristiques physico-chimiques des nectars de ditax obtenus suivant les

procédés traditionnel et mécanisé. --------------------------------------------------------------------- 83

Tableau XXVII : Caractéristiques biochimiques des nectars issus des procédés traditionnel et

mécanisé. --------------------------------------------------------------------------------------------------- 85

Tableau XXVIII : Evolution de la teneur en acide ascorbique (mg.100mL-1

de nectar) au

cours du stockage à 4°C et 30°C du nectar de ditax conditionné dans différents types

d’emballages. ---------------------------------------------------------------------------------------------- 88

Tableau XXIX : Evolution de la flore microbiologique du nectar de ditax pasteurisé au cours

du stockage à 4°C et à 30°C. ---------------------------------------------------------------------------- 89

Tableau XXX : Composés phénoliques identifiés dans les pulpes des fruits comestibles et

toxiques de D.senegalense. ---------------------------------------------------------------------------- 125

xii

SOMMAIRE

INTRODUCTION .................................................................................................................... 1

SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE ....................................................................................... 3

1. PRESENTATION DU FRUIT DU DETARIUM SENEGALENSE J.F.GMEL : LE DITAX 3

1.1. Botanique ................................................................................................................................. 3

1.2. Forme toxique du ditax ............................................................................................................ 5

1.3. Aires de répartition et noms vernaculaires .............................................................................. 7

1.4. Aspects socio-économiques et statistiques de production au Sénégal ................................... 10

1.5. Circuits de collecte et de distribution du ditax ...................................................................... 11

1.6. Description, composition chimique et utilisation du fruit ..................................................... 12

1.6.1. Généralités .................................................................................................................................... 12

1.6.2. Stade de récolte optimal et durée de conservation ........................................................................ 13

1.6.3. Composition chimique et utilisation ............................................................................................. 14

1.7. Transformation du fruit .......................................................................................................... 16

1.7.1. Aptitudes des fruits à la transformation ........................................................................................ 16

1.7.2. Transformation primaire du ditax ................................................................................................. 16

1.7.2.1. Transformation artisanale ...................................................................................................... 16

1.6.2.2. Décorticage et extraction mécaniques de la purée de ditax ................................................... 17

1.6.2.3. Fabrication des produits à base de ditax ................................................................................ 18

2. DÉGRADATION DES PIGMENTS CHLOROPHYLLIENS VERTS ................................. 20

2.1. Dégradation durant la sénescence des feuilles et la maturation des fruits ............................. 20

2.2. Dégradation lors des transformations industrielles ................................................................ 23

2.3. Aspects cinétiques et paramètres thermodynamiques............................................................ 29

2.4. Extraction et analyse des pigments chlorophylliens par HPLC ............................................. 32

2.4.1. Extraction des pigments ................................................................................................................ 32

2.4.2. Analyse des pigments par HPLC .................................................................................................. 32

3. LES BOISSONS À BASE DE FRUITS LOCAUX AU SÉNÉGAL........................................ 33

MATERIELS ET METHODES ........................................................................................... 37

1. MATERIEL VEGETAL ............................................................................................................ 37

2. METHODES ANALYTIQUES ................................................................................................. 38

2.1. Détermination de la teneur en sucres simples ........................................................................ 38

2.2. Quantification de la vitamine C ............................................................................................. 40

2.2.1. Extraction ...................................................................................................................................... 40

2.2.2. Dosage par HPLC ......................................................................................................................... 40

xiii

2.3. Détermination des acides organiques .................................................................................... 41

2.4. Caractérisation des pigments (caroténoïdes et composés chlorophylliens) du ditax ............. 41

2.4.1. Extraction des pigments à partir des différentes pulpes de ditax .................................................. 41

2.4.2. Analyse des pigments par HPLC .................................................................................................. 42

2.4.3. Identification des pigments (préparation des étalons) ................................................................... 42

2.4.4. Quantification des pigments ......................................................................................................... 43

2.4.4.1. Phéophytine a ........................................................................................................................ 43

2.4.4.2. Phéophytine b ........................................................................................................................ 45

2.4.5. Dosage des chlorophylles a et b .................................................................................................... 46

2.4.6. Dosage des formes « hydroxy » et « pyro » des phéophytines a et b ............................................ 46

2.4.7. Dosage de la lutéine et du - carotène ......................................................................................... 47

2.5. Cinétiques de dégradation thermique des micro-constituants de la pulpe ............................. 48

2.5.1. Traitement thermique des nectars de ditax .................................................................................... 48

2.5.2. Analyses biochimiques des nectars chauffés ................................................................................ 48

2.5.3. Modélisation de la cinétique de dégradation des micro-constituants du nectar ............................ 48

2.5.2.1. Modélisation uni-réponse ...................................................................................................... 48

2.5.2.2. Modélisation multi-réponse................................................................................................... 49

2.5.2.3. Influence de la température sur les constantes cinétiques ..................................................... 49

2.6. Caractérisation des composés d’arômes de la pulpe de ditax ................................................ 51

2.6.1. Extraction ...................................................................................................................................... 51

2.6.2. Analyse GC-MS ............................................................................................................................ 53

2.6.3. Identification des composés volatils ............................................................................................. 53

2.6.4. Quantification des composés volatils ............................................................................................ 54

2.7. Caractérisation des procédés traditionnel et mécanisé d’extraction de la pulpe de ditax ...... 54

2.7.1. Description des procédés d’extraction de la pulpe et d’élaboration du nectar .............................. 54

2.7.1.1. Procédé traditionnel .............................................................................................................. 54

2.7.1.2. Procédé mécanisé .................................................................................................................. 55

2.7.1.3. Elaboration du nectar ............................................................................................................ 55

2.7.2. Caractérisation des nectars obtenus avec les deux procédés ......................................................... 55

2.8. Comportement des nectars au cours du stockage .................................................................. 55

2.8.1. Impact de l’emballage ................................................................................................................... 55

2.8.2. Impact de l’homogénéisation ........................................................................................................ 56

2.8.3. Qualité microbiologique ............................................................................................................... 56

2.9. Différenciation des formes comestibles et toxiques de Detarium senegalense ..................... 56

2.9.1. Etude botanique des formes comestibles et toxiques .................................................................... 56

2.9.2. Etude chimique des formes comestibles et toxiques ..................................................................... 57

2.9.2.1. Préparation des extraits bruts ................................................................................................ 57

2.9.2. 2. Analyse des extraits bruts de dichlorométhane par chromatographie sur couche mince ..... 57

xiv

2.9.2.3. Analyse des extraits bruts par chromatographie en phase gazeuse ....................................... 58

2.9.2.4. Essai de mise en évidence des glycosides cyanogènes dans les pulpes comestibles et

toxiques .............................................................................................................................................. 58

2.9.2.5. Comparaison du profil des composés phénoliques ............................................................... 59

2.9.2.6. Comparaison des composés volatils des fruits toxiques et comestibles ................................ 60

2.9.3. Tests de toxicité cellulaire ............................................................................................................ 62

2.9.3.1. Test à partir des extraits méthanoliques ................................................................................ 62

2.9.3.2. Test à partir des extraits de fruits (coques et pulpes) lyophilisés .......................................... 64

2.9.3.3. Test de cytotoxicité de l’isovaléronitrile ............................................................................... 64

RESULTATS ET DISCUSSION .......................................................................................... 65

1. CARACTERISATION DES FRUITS COMESTIBLES ......................................................... 65

1.1. Pomologie .............................................................................................................................. 65

1.2. Composition de la pulpe ........................................................................................................ 67

1.3. Composition de la farine de la graine .................................................................................... 70

1.4. Pigments chlorophylliens de la pulpe .................................................................................... 72

1.5. Profil aromatique de la pulpe ................................................................................................. 76

2. TRANSFORMATION DES FRUITS EN NECTAR ............................................................... 81

2.1. Procédé artisanal et procédé mécanisé d’extraction de la pulpe ............................................ 81

2.2. Comparaison des nectars obtenus .......................................................................................... 83

2.3. Comportements des nectars au cours du stockage ................................................................. 87

2.3.1. Impact de l’emballage ................................................................................................................... 87

3.3.2. Impact de l’homogénéisation ........................................................................................................ 88

2.3.3. Qualité microbiologique ............................................................................................................... 89

3. ETUDE DE LA DEGRADATION THERMIQUE DES MICROCONSTITUANTS DE LA

PULPE ............................................................................................................................................. 90

3.1. Evolution du profil chlorophyllien au cours du chauffage .................................................... 90

3.2. Influence de la température sur les constantes cinétiques ..................................................... 93

3.2.1. Cinétique de dégradation de la phéophytine a et de l’hydroxyphéophytine a’ ............................. 93

3.2.2. Cinétique de dégradation de l’acide ascorbique ............................................................................ 97

3.2.3. Validation des modèles cinétiques et prédictions ....................................................................... 100

3.3. Tentative de modélisation réactionnelle de la cinétique de dégradation des pigments dans le

nectar de ditax ............................................................................................................................. 102

4. DIFFÉRENCIATION DES FORMES COMESTIBLES ET TOXIQUES DE Detarium

senegalense J.F. Gmel ................................................................................................................... 107

4.1. Etude botanique ................................................................................................................... 107

4.1.1. Description des feuilles ............................................................................................................... 107

4.1.2. Description des fruits .................................................................................................................. 112

xv

4.2. Etude chimique .................................................................................................................... 115

4.2.1. Comparaison des extraits par chromatographie sur couche mince ............................................. 115

4.2.2. Comparaison des extraits par chromatographie en phase gazeuse .............................................. 116

4.2.2.1. Etudes préliminaires ............................................................................................................ 116

4.2.2.2. Mise en évidence du lupéol et de la lupénone dans les extraits de feuilles toxiques ........... 120

4.2.3. Tentative de détection des glycosides cyanogènes ..................................................................... 122

4.2.4. Comparaison du profil des composés phénoliques ..................................................................... 123

4.2.5. Comparaison du profil des composés volatils ............................................................................. 127

4.3. Evaluation de la toxicité cellulaire des fruits et de l’isovaléronitrile ................................... 129

4.4. Autres caractéristiques de la pulpe toxique ......................................................................... 131

CONCLUSION GENERALE ............................................................................................. 132

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ........................................................................... 136

Introduction

1

INTRODUCTION

En Afrique, notamment au Sénégal, les fruitiers forestiers jouent un rôle crucial dans

la sécurité alimentaire des populations. La baisse des productions agricoles et le durcissement

des conditions de vie, orientent de plus en plus les populations vers l'exploitation et la

commercialisation des produits de la forêt tels que les fruits, gommes, huiles, etc. Ainsi, ces

produits contribuent directement au bien être nutritionnel des populations, mais constituent

également une source importante de revenus servant à l’achat de denrées de première

nécessité. Cependant, la plupart des fruits forestiers restent grandement sous exploités, malgré

leur énorme potentiel. Il apparaît donc urgent d'améliorer les connaissances actuelles sur ces

fruits et d’explorer toutes les voies de valorisation pour augmenter la production et la

productivité des principales espèces forestières fruitières.

Au Sénégal, le Detarium senegalense J. F. Gmel fait partie des espèces fruitières

forestières les plus importantes dans l’économie d’exploitation. Il pousse de façon sauvage en

Casamance et dans les Iles du Sine-Saloum. Dans la sous-région, on le retrouve en Gambie,

dans les deux Guinée, au Nigéria, au Mali etc. 1. Le fruit du Detarium senegalense, appelé

« Ditax » ou « Ditakh » en Wolof est très populaire et largement consommé au Sénégal

principalement sous forme de nectars, de marmelades, de sirops, de sorbets et à l’état frais. Le

ditax est incontestablement le fruit de cueillette le plus riche en vitamine C au Sénégal avec

une pulpe titrant plus de 1000 mg / 100g ; l’acidité titrable (0,16 mEq /100g de pulpe)

relativement faible et la présence des sucres donnent un goût agréable au nectar 1-5.

Cependant, le nectar pose des problèmes de stabilité au stockage notamment la dégradation de

la couleur et la sédimentation de la pulpe. La farine de la graine de ditax est riche en

polyosides hydrosolubles non amylacés (59,8 g/100g) principalement du xyloglucane qui

présente un intérêt nutritionnel et thérapeutique intéressant, notamment dans le traitement des

désordres métaboliques tels que le diabète et les hyperlipidémies 1, 6-9. La farine de la

graine présente également des intérêts pour l’industrie alimentaire, car elle est

traditionnellement utilisée comme agent épaississant au Nigéria 1. Cependant, la

caractérisation biochimique du fruit est incomplète malgré les travaux antérieurs effectués sur

ce fruit 10-11. En effet, les données sur la composition en sucres simples, les pigments, en

particulier ceux responsables de la couleur verte sont absentes. Quant aux composés d’arômes,

des travaux d’identification et de quantification complets n’ont pas été réalisés. Il en est de

même pour la caractérisation des procédés actuels d’extraction de la pulpe de ditax et leur

Introduction

2

impact sur la qualité du nectar. De plus, dans les zones où les deux variétés toxique et

comestible existent, la cueillette des fruits comestibles est basée sur des connaissances

empiriques. En effet, les populations locales distinguent les deux formes sur la base unique de

l’amertume et de l’odeur caractéristique des fruits toxiques, et effectuent leur récolte à partir

d’arbres dont les fruits sont consommés ordinairement par les troupes de singes. Si cette

précaution limite les risques d’intoxications, elle n’est pas fiable pour autant à 100%.

Dans ce contexte, notre étude a pour objectif, en premier lieu, d’améliorer et

d’approfondir les connaissances actuelles sur le fruit du D. senegalense forme comestible à

travers une caractérisation biochimique aussi complète que possible du fruit ainsi que des

procédés de fabrication du nectar. En second lieu, nous essaierons de mener une étude

comparative des formes comestibles et toxiques de D. senegalense dans le but de mettre en

évidence des critères objectifs de différenciation.

La première partie de ce document propose une synthèse bibliographique qui présente

le fruit du D. senegalense en abordant les aspects liés à la botanique, à l’existence de fruits

toxiques dans la nature, à la composition et à la transformation du fruit. La dégradation des

principaux pigments chlorophylliens verts est présentée dans la deuxième partie de la

synthèse bibliographique en mettant l’accent sur les dégradations qui surviennent durant la

sénescence des feuilles, la maturation des fruits et durant les transformations industrielles. Les

aspects cinétiques et les principales méthodes d’extraction et d’analyses des pigments par

HPLC ont également été abordés. La composition nutritionnelle des principales boissons à

base de fruits locaux préparées au Sénégal ainsi que les définitions normalisées des boissons

sont présentées dans la dernière partie de la synthèse bibliographique.

La matière végétale et les méthodes d’analyses utilisées sont décrites dans la deuxième

partie de ce document.

La troisième partie présente les résultats de nos travaux ainsi que leur interprétation.

La caractérisation des fruits comestibles notamment la composition de la pulpe, les pigments

chlorophylliens et le profil aromatique sont traités. La caractérisation des procédés

d’extraction de la pulpe, la comparaison des nectars obtenus et les cinétiques de dégradation

thermique des microconstituants de la pulpe sont ensuite abordées. Les tentatives de

différenciation des formes comestibles et toxiques de Detarium senegalense constituent le

dernier aspect traité.

La conclusion générale et les perspectives sont présentées dans la dernière partie de ce

document.

Synthèse bibliographique

3

SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE

Originaire d’Afrique tropicale, Detarium senegalense J.F. Gmel. appartient au genre

Detarium qui a été décrit pour la première fois en 1789, sous le nom de « Detar » du Sénégal

par De Jussieu dans le Genera Plantarum 12. Cependant, c'est à Guillemin auteur de

l'édition XIII du Systema Naturea (1788-1793) qu'on doit la nomenclature binaire du "detah":

Detarium senegalense J. F. Gmel., ce nom provenant de « Ditah » dont Adanson a fait

emprunt aux Sénégalais dans son manuscrit 13-15. En effet, le premier échantillon de

Detarium a été récolté au Sénégal par Adanson entre 1749 et 1753 14. Plusieurs auteurs se

sont par la suite intéressés au genre Detarium à cause de la mise en évidence de deux variétés

qui présentent des morphotypes difficiles à différencier et dont l’une produisait des fruits

toxiques. Ce fait rare également observé chez l’espèce Amygdalus communis L. dont deux

variétés contiennent à des doses différentes des hétérosides cyanogènes, est à l’origine de la

confusion dans l’identification des espèces de Detarium 15.

1. PRESENTATION DU FRUIT DU Detarium senegalense J.F.Gmel : LE

DITAX

1.1. Botanique

Detarium senegalense J.F. Gmel appartient à l'embranchement des Spermaphytes, au

Sous-embranchement des Angiospermes, à la classe des Dicotylédones, à la sous-classe des

Dialypétales, à la série des Caliciflores, à l'ordre des Rosales, au sous-ordre des Fabaceae

(anciennement Légumineuses), à la Famille des Caesalpiniaceae et au Genre Detarium Juss.

15. Detarium senegalense est un grand arbre multicaule de 15 à 30 m de haut pouvant

atteindre parfois 40 m dans les galeries forestières. Sa cime est dense et hémisphérique, ses

branches sont trapues et étalées (figure 1). Le fût est droit. L'écorce (figure 2a) est épaisse,

grisâtre parfois bleutée, légèrement fissurée et écailleuse chez les gros arbres. Les feuilles

(figure 2b) sont composées paripennées avec 5 à 6 paires de folioles opposées disposées de

manière alterne. Les folioles sont longues de 4 à 6 cm et larges de 3 à 4 cm, ovales à

elliptiques, arrondies aux extrémités et émarginées au sommet. Le limbe est mince, souple,

finement coriace, à nervation pennée et verte sur le dessous. L'inflorescence est en panicule

axillaire plus ou moins ramifiée et longue de 5 à 8 cm (figure 2c). Les fleurs blanc-crème, en

racème, ont un calice glabre ou glabrescent. Elles présentent quatre sépales elliptiques avec

un ovaire ovoïde et pubescent, et dix étamines blanches biloculaires 1-2, 4, 15, 16-20.


4

Figure 1 : Detarium senegalense J. F. Gmel dans son habitat naturel (île de Falia).

Figure 2 : Ecorce (a), folioles (b) et fleurs (c) de Detarium senegalense J. F. Gmel. 16

(c)

(a)

(b)


5

1.2. Forme toxique du ditax

En décrivant l’espèce Detarium senegalense, Guillemin et al. (1830-1833) ont observé

que cet arbre pouvait produire des fruits comestibles ou toxiques 21. Les cas d'intoxication,

avec parfois des décès enregistrés à la suite de l'ingestion des fruits de certains arbres de cette

espèce, ont conduit plusieurs auteurs à reconnaître l'existence de deux variétés : la variété à

fruits comestibles et la variété à fruits toxiques 15, 22. Ainsi, Baillon décrivit entre 1865-

1866, l’arbre produisant des fruits toxiques en tant qu’espèce distincte qu’il nomma Detarium

heudelotianum BAILL 23. Pour désigner le fruit toxique, certains auteurs parlent de

« variété toxique de ‘Ditakh’ » 24, 25, de « faux ‘Detah’ » 26, de « fruit toxique du

Detarium » 27 ou alors de « variété à fruits amers de Detarium senegalense » 28, 29.

D'autres auteurs parlent de « variété à fruits toxiques de Detarium senegalense » 30, 31.

Cependant, la question du rang taxonomique de la forme toxique est encore d’actualité

avec beaucoup de controverses dans l’identification des formes toxiques et comestibles. En

effet, certains auteurs considèrent qu’il s’agit de deux variétés différentes, tandis que d’autres

estiment qu’il s’agit simplement de formes différentes.

Sambuc (1887) de même qu’Heckel et Schlagdenhauffen (1889) étudièrent les fruits

réputés toxiques sans mettre en évidence de principe vénéneux 27, 28. Par la suite,

Aubreville et Trochain (1937) considérèrent quant à eux que Detarium heudelotianum était le

synonyme de Detarium senegalense, ce dernier comportant deux variétés : l’une à fruits

comestibles, l’autre à fruits amers 32. Pour Paris et Moyse-Mignon (1947), les fruits

toxiques appartiendraient à l’espèce Detarium heudelotianum alors que les fruits comestibles

correspondraient à l’espèce Detarium senegalense 26. Cependant, des études récentes

menées par Cavin (2007) apportent des clarifications intéressantes sur la question du rang

taxonomique 17. En effet, suite à ses travaux, l’auteur considèrerait l’existence d’une espèce

de Detarium senegalense avec deux variétés, l’une produisant des fruits toxiques et l’autre des

fruits comestibles. Dans ces mêmes travaux, l’auteur a mis en évidence un dérivé

glycosidique cyanogène, le 6’-O-galloyl-(R)-épihétérodendrine (figure 3), qui ne serait

présente que dans la variété à fruits toxiques ; cela le conduit à conclure qu’il s’agirait du, ou

d’un (des) composé (s) responsable (s) de la toxicité. La forme toxique se différencierait par

des folioles souples, vert vif dessus et vertes dessous, et par une pulpe légèrement plus

fibreuse 17.


6

HO

OH

H

HO

H

O

OHH

H

O

HC

N

O

OH

HO

OH

R*

1'2'

3'

4'

6'5'

Figure 3 : Structure du Composé G : 6’-O-galloyl-(R)-épihétérodendrine 17.

Actuellement, au Sénégal, l’innocuité des fruits commercialisés repose uniquement sur

la connaissance des populations locales qui distinguent les deux formes sur la base de

l’amertume et de l’odeur caractéristique des fruits toxiques, ainsi que par la présence de

nombreux fruits intacts tombés au pied des arbres et non consommés par les animaux,

notamment les singes et les oiseaux 22, 29. Par cette technique, les fruits toxiques ne sont

pas récoltés ; de ce fait, les produits dérivés et en particulier le nectar de ditax ne sont pas

concernés. Les cas d’intoxication sont dus à la consommation, au niveau des sites de récolte,

de fruits toxiques seuls. Ce serait l’explication de huit cas d’intoxication qui ont été

enregistrés au service de pédiatrie de l’hôpital Principal de Dakar durant les années 1983 et

1984 22. Les symptômes observés au cours de ces intoxications sont variables (tableau I).

Ils apparaissent brutalement 1 à 6 h après l’ingestion. Ils ne sont pas spécifiques et varient en

fonction des patients.

De plus, des enquêtes effectuées dans les deux principales zones de production du

ditax au Sénégal que sont les régions de Fatick et de Ziguinchor, ont montré que la variété

toxique ne se trouvait que dans la région de Ziguinchor, et ce dans des sites bien précis 33. Il

semblerait aussi que les arbres à fruits toxiques soient de moins en moins présents car

éliminés par les populations locales.


7

Tableau I : Symptômes observés suite à l’ingestion du fruit toxique de Detarium

senegalense J.F. Gmel.

Symptômes observés

Personnes cibles Tout âge et des deux sexes avec une fréquence plus élevée chez les

enfants

Système

cardiovasculaire

Accélération du pouls

Hypothermie

Hypotension

Système digestif Diarrhées

Vomissement

Douleurs abdominales

Système respiratoire Œdème aigü du poumon

Système nerveux

central

Somnolence

Convulsions associées à une mydriase bilatérale

Examen de laboratoire

Hyperglycémie

Hypoglycémie

Vitesse de sédimentation accélérée

1.3. Aires de répartition et noms vernaculaires

En Afrique, Detarium senegalense se distribue sur les lisières de la forêt dense

humide, dans les régions côtières et dans les régions septentrionales de Côte d'Ivoire et

pénètre ainsi dans la zone soudano-guinéenne, depuis le Soudan, la Guinée Conakry, et ce,

jusqu'en Afrique Centrale 34. L’arbre pousse sur les bas-fonds humides et les sols frais ; il

est présent en Gambie, Guinée, Sierra Leone, Liberia, Côte d'ivoire, Ghana, Nigeria,

Cameroun, République Centrafricaine et Mozambique 16, 35. L’espèce D. senegalense est

de plus en plus retrouvée dans la forêt tropicale humide guinéo-congolaise où la pluviométrie

est plus élevée que dans la zone soudano-guinéenne 17.

Au Sénégal, ce sont particulièrement les régions de Ziguinchor et de Fatick (îles du

Sine et du Saloum) qui constituent actuellement les principales zones de production (figure 4)

du D. senegalense 4, 33. Dans la région de Fatick, les principales zones de production sont

localisées dans les départements de Fatick et de Foundiougne. La floraison y commence entre

mars et avril et les fruits mûrissent d’août à novembre.


8

Figure 4 : Principales zones de cueillette du Ditax dans les Régions de Fatick et de

Ziguinchor au Sénégal [33].

Le ditax est retrouvé dans la zone en groupe ou éparpillé dans les champs. Dans la

région de Ziguinchor, D. senegalense est observé principalement dans les départements de

Ziguinchor et de Bignona. L’espèce est également présente en individus très dispersés dans

les environs de Dakar, à proximité des Niayes et remonte le littoral vers le nord dans le sahel

côtier.

Detarium senegalense préfère les lieux frais des savanes humides et les galeries

forestières. Il est présent dans la partie ouest du climat sahélo-soudanien caractérisé par un

climat d'alizés maritimes avec une température moyenne annuelle de 26-31°C. C'est un climat

sec avec des variations considérables d'humidité. La saison des pluies dure 2 à 4 mois avec un

maximum de précipitations durant le mois d'août pour une moyenne annuelle de 400 à


9

1200 mm. Ce climat est caractéristique du littoral du Sénégal, de la Gambie, de la Basse

Casamance et de la Guinée-Bissau. On retrouve l’espèce dans la partie ouest du climat

soudano-guinéen avec une température moyenne annuelle de 24-28°C et une pluviométrie

moyenne annuelle de 950 à 1750 mm 4.

Au Sénégal, les fruits comestibles et toxiques de D. senegalense portent des noms

vernaculaires qui varient selon le dialecte parlé par les populations locales (tableau II).

Tableau II : Appellations vernaculaires de Detarium senegalense J.F. Gmel au Sénégal 1-

2, 15, 19, 26, 30, 32, 35, 36.

Dialectes Variété à fruits comestibles Variété à fruits toxiques

Baïnouk si moukat, sou moukat, si onni, ki

bodé, boupokoten

Balante blanti, blundi, blundi pok

Bambara tamba, tambacounda

Bassari atiackechs

Diola bou gnagnoud, bou bounkout bou foulounkat

Diola fogny boubounkoutabou, bougoungout,

bounoun

Foula kérèndouta

Français grand detar faux detar

Malinké tamba, talo, sankosémou bodo

Mandingue mamboda, mambodo, saroko, tali

dima

Peul Mbodéy, mobodéy, bodo, datékéi,

dolé

Sérère ndoy, ndogoy, ndoroy ndali

Sérère none tangalang

Sérère safène xoum

Socé tali, talo talèm baro, tali kougna

Wolof ditax, xoul, xoli, ditah u ney, niey datah


10

1.4. Aspects socio-économiques et statistiques de production au Sénégal

Dans les zones de production du Sénégal, principalement dans la région de Fatick, le

ditax constitue un produit très important dans l’économie d’exploitation. Dans certaines zones,

il constitue la principale source de revenus des populations. Dans les îles du Saloum par

exemple, la totalité des frais de scolarité des enfants est couverte par la vente directe des fruits

33. De même, le ditax constitue la seconde source de recette des Eaux et Forêts après celle

provenant de l’octroi des permis de chasse dans cette zone. La taxe est fixée par décret à

15 FCFA.kg-1

. Le poids homologué du panier est de 50 kg pour lequel, à Dakar, le prix de

vente est compris entre 8 800 et 20 000 FCFA, soit entre 160 et 400 FCFA.kg-1

. Les prix au

détail varient entre 500 et 800 FCFA.kg-1

.

L’évolution de la production de ditax enregistrée au Sénégal a été globalement

croissante de 1997 à 2006 (figure 5). Estimée à moins de 10 t en 1997, cette production est

passée à près de 840 t en 2006 37. Cette augmentation serait liée au développement des

infrastructures routières facilitant l’accès aux zones les plus reculées, mais elle serait aussi

due à l’arrêt des conflits en Casamance.

Figure 5 : Evolution de la production enregistrée de ditax de 1997 à 2011 37.

0

100

200

300

400

500

600

700

800

900

Pro

du

ctio

n (

t)

Année


11

Cependant, la production enregistrée diminue progressivement entre 2006 et 2011.

Etant donné que les peuplements n’ont pas varié, cette baisse pourrait s’expliquer en partie

par des difficultés notées dans le dispositif institutionnel de relevé des statistiques de

production. Le vieillissement des peuplements non combiné à leur régénération (naturelle ou

plantation) peut aussi avoir un effet sur la production. De plus, la reprise du conflit en

Casamance qui a instauré un climat d’insécurité et la pluviométrie abondante notée ces

dernières années, avec comme conséquence la difficulté des populations à accéder aux zones

de production, seraient également responsables de cette baisse.

Néanmoins, cette production officielle est largement inférieure à la production totale.

En effet, ces données sont basées sur les quantités déclarées par les exploitants et enregistrées

par les services d’inspections régionales des Eaux et Forêts. Elles ne considèrent pas les fruits

autoconsommés et ne tiennent pas compte de la difficulté à distinguer les fruits provenant du

Sénégal et ceux produits par les pays frontaliers voisins (Gambie et les deux Guinées). La

pluviométrie dans les différentes zones de production, l’accessibilité des zones et/ou une

variabilité entre les sujets selon les saisons expliqueraient également les fluctuations

observées au niveau de cette production.

L’exploitation de Detarium senegalense comme ressource forestière limite le potentiel

économique. Des essais de domestication sont en cours de réalisation ce qui permettra à long

terme d’une part d’augmenter la productivité, et d’autre part d’envisager une valorisation

industrielle. Le centre national de recherche forestière a obtenu des résultats intéressants. Pour

la mise en place de vergers de production de Detarium senegalense, les graines subissent un

prétraitement par trempage dans l’eau froide pendant 24h avant d’être semées en pépinière

dans des sachets en polyéthylène à raison d’une graine par sachet. Le greffage (greffe anglaise

simple préconisée) est réalisé en fin de saison sèche (mois de mai) avec un taux de reprise de

36% lorsque les greffons sont juvéniles et 22% pour le matériel mature 38.

1.5. Circuits de collecte et de distribution du ditax

Lorsque les fruits de ditax arrivent à maturité, les commerçants ambulants appelés

« bana-banas » convergent vers les zones de production pour acheter directement aux

populations rurales, des bassines ou des paniers de ditax. Dans la région de Fatick, la

cueillette est réservée en priorité aux populations locales. Dans cette zone, des « Commissions

Rurales Forêts » (commissions formées par les populations locales avec l’appui des services


12

forestiers) sont chargées de la surveillance et de l’exploitation des produits de la forêt. Ce sont

ces commissions qui fixent la date de démarrage de la cueillette des fruits. Elles sensibilisent

les populations sur les modes d’exploitation du ditax en interdisant par exemple l’élagage

comme mode de récolte des fruits car cette pratique affaiblit l’arbre 4. Une fois la cueillette

terminée, les populations, déclarent les quantités de fruits auprès du service forestier. Les

fruits sont ensuite acheminés vers Dakar, Pikine et vers d’autres centres urbains ou zones

touristiques. Le transport des fruits vers les zones de consommation est très difficile et très

coûteux. En effet, à partir des îles du Sine-Saloum, le ditax est transporté par voie maritime

puis par route. A partir de la Casamance, le transport est assuré par des camions qui peuvent

mettre une semaine avant de rejoindre, par la route, les grands marchés urbains entrainant

ainsi d’énormes pertes post-récoltes. Les « bana-banas » en provenance des zones de

production revendent leurs produits aux grossistes installés aux marchés « syndicat » de

Pikine, Tilène, Sandaga et au marché du port de Dakar. Les demi-grossistes et les petits

commerçants viennent s’approvisionner chez les grossistes pour ensuite écouler les fruits sur

les marchés de quartier. Les transformateurs de fruits locaux viennent également se ravitailler

auprès des grossistes. La mise en place d’une filière de production devrait permettre de définir

les modalités de commercialisation.

1.6. Description, composition chimique et utilisation du fruit

1.6.1. Généralités

Sur le plan botanique 1, 2, 4, 16, le ditax est une drupe globuleuse ou subglobuleuse,

aplatie, de 3 à 8 cm de diamètre (figure 6a). Le fruit est constitué de trois parties principales :

1/ l’épicarpe vert foncé, dur pour les fruits immatures, vert clair tirant sur le marron et

cassant pour les fruits mûrs (figure 6b) ;

2/ le mésocarpe verdâtre (pulpe) entremêlé de fibres insérées sur le noyau

correspondant à la portion comestible du fruit, elle représente environ 45% de sa masse ;

3/ le noyau (figure 6c) volumineux, ligneux recouvert de mailles fibreuses renfermant

une seule graine ovoïde et aplatie de couleur marron foncé, il représente également 45% de la

masse du fruit 1, 4, 11, 16, 20, 39-40.

Entre deux phases de fructification, l’arbre subit généralement une défeuillaison totale

qui intervient fin février début mars. La nouvelle feuillaison suivie de la floraison s’étale de

mars à juin selon que la variété est précoce ou tardive et en fonction des zones. Les fruits


13

arrivent à maturité entre août et septembre pour les régions de Fatick et de Kaolack ; entre

novembre et décembre pour les régions de Ziguinchor et de Kolda 1, 4, 20, 33.

Figure 6 : Fruits (a), épicarpe (coques) (b) et noyau dépulpé (c) de Detarium senegalense J.F.

Gmel 33.

1.6.2. Stade de récolte optimal et durée de conservation

Des travaux préliminaires menés sur deux sites de production dans la région de Fatick

(îles de Djilor et de Mar Fafaco) ont montré que le ditax pouvait mûrir sur l’arbre entre 170 et

200 j après la nouaison, soit entre 6 et 7 mois 11, 39. Les fruits récoltés au bon stade de

développement peuvent subir aussi une maturation complémentaire en utilisant du carbure de

calcium ou de l’azéthyl. A ce stade, le calibre des fruits peut varier entre 4 et 4,5 cm de

longueur et 3 à 5 cm de diamètre 1, 2, 11, 39. Au cours du développement, l’acidité

diminuerait alors que les sucres et la vitamine C augmenteraient. Les fruits qui n’ont pas un

développement suffisant ne mûrissent pas quelle que soit la méthode de récolte utilisée. La

récolte précoce des fruits immatures entraine des pertes post-récolte importantes, car les fruits

sont totalement déformés et doivent être jetés. Les fruits récoltés au bon stade de maturité se

détériorent si certaines précautions ne sont pas prises 11, 39. Pour la conservation, la

méthode traditionnelle consiste à sécher les fruits mûrs, puis à les décortiquer. Ils sont ensuite

conditionnés dans des paniers en feuilles de rônier qui permettent une aération partielle 11.

L’entreposage des fruits frais à 4°C permet de conserver le ditax entre 45 et 60 j avec des

pertes en vitamine C de l’ordre de 6%, une perte de masse de 5% et un taux d’altérations

fongiques de 7%. Lorsque l’intégrité de la coque est altérée, des phénomènes d’oxydations

apparaissent très rapidement et la couleur verte caractéristique de la pulpe change vers le brun

jaunâtre 11, 39.


14

1.6.3. Composition chimique et utilisation

La première étude biochimique des fruits du D. senegalense a été effectuée en 1887

par Sambuc 27. En 1948, Auffret notait une teneur en vitamine C de 2 g.100 g-1

de pulpe, ce

qui classerait le ditax parmi les fruits de cueillette le plus riche en vitamine C 41. En 1967,

Toury et al. avaient également trouvé une en vitamine C de 1 290 mg.100 g-1

de pulpe 42.

Globalement, la pulpe de ditax se caractériserait par une teneur en vitamine C supérieure à

1000 mg.100 g-1

de pulpe fraîche 2-3, 15, 40, 43 (tableau III). L’acidité du fruit (0,16

mEq.100 g-1

) est relativement faible 5. La pulpe renfermerait également des polyphénols,

notamment de l’acide gallique 1 et présenterait des traces d’alcaloïdes, de saponines et de

tanins dont la structure n’a cependant pas été déterminée 31. L’identification des composés

d’arômes de la pulpe de ditax a révélé la présence d’alcools (méthyl-buténol, penténol,

hexanol) et de dérivés en C6 (aldéhydes et alcools issus du catabolisme des lipides via la

lipoxygénase) dont les caractéristiques olfactives présentent des notes herbacées prononcées.

Une forte présence d’arômes de melon/concombre a été notée de même que la présence

d’alcools et d’aldéhydes en C7 responsables de l’arôme du ditax 11.

Le fruit est consommé à l’état frais, surtout par les enfants. La pulpe de ditax (verte et

farineuse) est utilisée pour préparer des nectars, des marmelades et des sirops très appréciés

par le consommateur. La pulpe est également utilisée pour apaiser la toux au Sénégal et en

Guinée 36. Au Nigéria, les fruits sont consommés comme tonique et stimulant pour les

voyages 44. En Côte d’Ivoire, ils sont utilisés en friction locale contre les maux de reins

chroniques 45.


15

Tableau III : Composition chimique de la pulpe de ditax.

Constituants pour 100g de pulpe

fraîche

Favier et al. (1993)

38

Kerharo et Adam (1974)

2

Fraction comestible (%) 47 -

Eau (g) 66,9 73,8

Protéines (g) 1,9 2

Lipides totaux (g) 0,4 0,4

Glucides disponibles (g) 27,3 29,7

Fibres brutes (g) 2,3 -

Calcium (mg) 27 -

Fer (mg) 2,8 3,0

Phosphore (mg) 48 49

Equivalent carotène (g) 165 132

Vitamine C (mg) 1 130 1 290

Thiamine (mg) 0,13 0,3

Riboflavine (mg) 0,05 -

Niacine (mg) 0,6 -

L’amande de la graine présente également des caractéristiques très intéressantes de par sa

composition. Elle est riche en polyosides hydrosolubles non amylacés (59,8 g.100 g-1

)

principalement des xyloglucanes 1, 6-9. Ainsi, les graines sont utilisées dans l’alimentation

et en médecine traditionnelle. Au Nigéria, la farine de la graine est traditionnellement utilisée

comme agent épaississant dans les préparations culinaires 1. En Côte d’Ivoire et au Burkina

Faso, les graines sont utilisées dans la fermentation de la bière de millet 17. Au Sénégal, en

Guinée, au Libéria et au Nigéria, les téguments de la graine sont utilisés en tant qu’aliment

lors des famines 1, 16. Dans le Nord du Nigéria, dans la médecine traditionnelle, les

téguments de la graine sont utilisés pour traiter les cas d’empoisonnement aux flèches. Au

Sénégal, les graines brûlées ont utilisées comme anti-moustique 17. L’amande le la graine

de Detarium senegalense peut également être utilisée potentiellement comme supplément


16

diététique pour accroître le contrôle de la glycémie 6-9. C’est ainsi que, dans les zones

urbaines du Nigéria, elles sont utilisées dans le traitement du diabète 1.

1.7. Transformation du fruit

1.7.1. Aptitudes des fruits à la transformation

La qualité de la pulpe de ditax obtenue dépend de l’état de maturité des fruits à la

récolte, du mode de transformation primaire, mais aussi, en grande partie, de la provenance

des fruits. Les fruits immatures ne sont pas transformables même avec des moyens

mécaniques, car la séparation de l’épicarpe et du mésocarpe est impossible. Pour les fruits

mûrs, l’épicarpe se craquèle sous simple pression digitale. Les fruits bien mûrs sont faciles à

triturer. Ils sont plus petits et très sucrés, surtout quand ils mûrissent sur l’arbre. Les fruits

arrivent dans les marchés de Dakar encore immatures, mais à un stade de récolte convenable,

et subissent une maturation complémentaire (naturelle ou provoquée). Après trituration des

fruits, la couleur verte de la pulpe obtenue s’altère rapidement. Cette dégradation de la

coloration verte est également observée dans les produits élaborés à partir de ditax surtout

pour ceux ayant subi un traitement thermique. Le nectar présente également une séparation de

phase au cours du stockage suite à la sédimentation de la pulpe qui modifie fortement l’aspect

des produits 39.

1.7.2. Transformation primaire du ditax

La transformation primaire du ditax permet d’obtenir une purée raffinée qui après une

transformation secondaire donne différents produits comme les nectars, les bases concentrées,

les marmelades, les purées raffinées ou les pâtes séchées 11, 39.

1.7.2.1. Transformation artisanale

Dans les concessions familiales et dans la plupart des unités de transformation, le

décorticage et l’extraction de la pulpe se font manuellement à l’aide d’un pilon et d’un

mortier. La plupart du temps, les fruits sont pilés avec l’épicarpe, mais parfois afin d’obtenir

une purée de meilleure qualité, ils peuvent être décortiqués manuellement. Cependant, le

décorticage manuel est très fastidieux, surtout si la quantité de fruits est importante.

Après nettoyage, les fruits sont pilés au mortier (figure 7) donnant alors un mélange

très pâteux et compact constitué de pulpe, de débris de coques et de noyaux. Du fait de la


17

nature pulvérulente de la chair et du réseau fibreux insérant la pulpe, il est nécessaire

d’ajouter de l’eau à la pulpe pâteuse, afin de la délayer. La quantité d’eau à ajouter dépend du

produit final à fabriquer. Par exemple, il faut ajouter 3 à 4 L d’eau par kg de mélange pour la

préparation d’un nectar, alors qu’il faut 1 L d’eau pour 4 kg de mélange pour la fabrication

des bases concentrées. Les noyaux sont ensuite malaxés pour enlever totalement la pulpe

résiduelle encore retenue dans le réseau fibreux. La pulpe obtenue est alors tamisée

grossièrement (2 mm) afin d’enlever les noyaux, puis raffinée avec un tamis fin (1 mm) pour

éliminer les différents débris (coques, fibres fines, etc.).

Figure 7 : Différentes étapes de la transformation artisanale du Ditax : décorticage et

extraction de la pulpe au mortier (a), tamisage manuel (b) et purée diluée (c).

1.6.2.2. Décorticage et extraction mécaniques de la purée de ditax

Pour le décorticage et l’extraction mécanique du ditax, les fruits, à raison de 9 à 10 kg

par charge, sont triturés dans une parmentière munie d’un plateau et de parois abrasives

(figure 8). Le plateau en tournant projette les fruits sur les parois rugueuses qui les


18

décortiquent par abrasion. Une petite quantité d’eau est ajoutée pour permettre l’écoulement

de la pulpe. La purée grossière composée de pulpe, de débris de coques cassées et de fibres

est entraînée par l’eau introduite et recueillie dans une bassine au niveau de la partie

inférieure de la parmentière tandis que les noyaux dépulpés sont retenus à l’intérieur. La

pulpe est ensuite raffinée dans une passoire munie de plusieurs jeux de tamis. Après, elle est

transformée en nectars, en bases concentrées, en marmelades ou en pâtes de fruits 11, 39.

Figure 8 : Extracteur mécanique adapté à l’extraction de la pulpe de ditax.

1.6.2.3. Fabrication des produits à base de ditax

La formulation de nectar consiste à ajouter 13 % de sucre et 0,3 % d’acide citrique à la

purée raffinée diluée à 3 °Brix (figure 9). Pour la fabrication de la marmelade, il faut ajouter

Plateau tournant

Sortie noyau dépulpé

Sortie purée brute

Entrée alimentation

en fruit


19

45 % de sucre et 0,3 % d’acide citrique à la purée (55 %) diluée entre 10 °Brix et 12 °Brix. Le

sirop est élaboré en ajoutant 1,25 kg de sucre et 15,75 g d’acide citrique à chaque litre de

purée diluée à 10-12°Brix 15, 39.

Figure 9 : Diagramme de fabrication du nectar de ditax standardisé par l’Institut de

Technologie Alimentaire (ITA) de Dakar.

Acide citrique

(602 g)

Sucre

(26,3 kg)

Nectar de ditax

(220 L)

Pulpe diluée

(Brix 3 % - 201 L)

Formulation

Eau

(75 L)

Purée de ditax raffinée

(Brix 5 % - 126 kg)

Fruit

(100 kg)

Séparation mécanique

capacité entre 5 kg et 15 kg

(122,4 kg.h

-1)

Purée brute avec débris

de coques et fibres

(134 kg)

Raffinage

(tamis 0,5 mm)

Débris de

coques et

fibres

(10,9 kg)

Noyaux

(56 kg) Eau

(90 L)


20

Cependant, la couleur verte caractéristique de la pulpe de ditax s’altère rapidement au

cours de la fabrication et du stockage des différents produits notamment à cause de la nature

instable des pigments chlorophylliens verts de la pulpe. Une étude bibliographique sur la

dégradation des composés chlorophylliens verts a donc été réalisée pour mieux comprendre

les mécanismes de dégradation de ces composés.

2. DÉGRADATION DES PIGMENTS CHLOROPHYLLIENS VERTS

Les chlorophylles sont des pigments naturels qu’on retrouve chez tous les organismes

capables d’effectuer la photosynthèse. Chez les plantes supérieures, les chlorophylles sont

toujours liées aux protéines par des liaisons non covalentes et accompagnées par les

caroténoïdes. Ces complexes chlorophylles-caroténoïdes-protéines sont localisés dans les

chloroplastes qui interviennent dans la photosynthèse. Du fait de la présence de doubles

liaisons conjuguées (10), les chlorophylles absorbent fortement dans les régions bleues (420 à

495 nm) et rouges (640 à 700) du spectre, d’où leur couleur verte caractéristique. D’un point

de vue chimique, les chlorophylles sont des porphyrines comme l’hémoglobine et la

myoglobine. Le macrocycle tétra-pyrrolique est constitué de 4 noyaux pyrroles reliés entre

eux par des ponts méthènyles (-CH-) et de 4 atomes d’azote reliés par un atome de

magnésium central, quelques substitutions à la périphérie et une fonction acide propionique

en position C-17 estérifiée par une longue chaîne d’alcool en C20, le phytol.

Chez les végétaux, la dégradation des pigments chlorophylliens se produit

naturellement à différents stades du cycle de vie : sénescence des feuilles, maturation des

fruits et légumes, turn-over du pool chlorophyllien, mort cellulaire sous l’attaque d’agents

pathogènes et/ou d’un stress physique. Au cours de la transformation des fruits et légumes ou

suite à la déstructuration du matériel végétal, les pigments peuvent également subir des

réactions de dégradations de plusieurs natures conduisant à la formation de nouveaux

catabolites 46. Ces différentes modifications entraînent un changement de la couleur verte

initiale des fruits et légumes verts ou encore l’apparition d’une large gamme de coloris des

feuilles (jaune, brune, orange, etc.) à l’automne suite au démasquage des caroténoïdes 47.

2.1. Dégradation durant la sénescence des feuilles et la maturation des fruits

La dégradation de la chlorophylle durant la sénescence des feuilles et la maturation

des fruits a fait l’objet de nombreux travaux 47-56. Les réactions de dégradation de la

chlorophylle a chez les plantes supérieures (figure 10) peuvent être regroupées en deux types


21

de réactions : des réactions précoces (a) avec comme substrats, des pigments colorés, se

terminant par la synthèse des premiers produits de dégradation incolores et fluorescents

appelés « primary Fluorescent Chlorophyll Catabolite (pFCC)» et des réactions tardives (b)

qui se terminent par l’isomérisation non-enzymatique des catabolites fluorescents modifiés en

catabolites non fluorescents (NCCs) à l’intérieur de la vacuole 56. D’une manière générale,

la chlorophylle a est le point d’entrée des réactions de dégradation, étant donné que la

chlorophylle b est convertie en chlorophylle a via la chlorophylle b réductase et la 7-

hydroxyméthyle chlorophylle réductase 51, 58. Sous l’action de la chlorophyllase, la

chlorophylle a perd son phytol pour donner la chlorophyllide a (bleu vert). A partir de la

chlorophyllide, la magnésium déchélatase catalyse la formation du phéophorbide (vert olive

brun) par l’expulsion du magnésium central au profit de 2H+. La magnésium déchélatase peut

également agir directement sur la chlorophylle a pour former la phéophytine (vert olive brun)

qui elle-même conduit à la formation du phéophorbide sous l’action de la chlorophyllase.

La chlorophyllase agit préférentiellement sur la chlorophylle a mais elle accepte

également comme substrat, la chlorophylle b et les phéophytines 56. La phéophytinase ou

phéophytine phéophorbide hydrolase peut également catalyser l’hydrolyse du phytol avec

comme substrat spécifique les phéophytines 59.


22

Figure 10 : Principales voies de dégradation de la chlorophylle a chez les plantes supérieures

47, 49, 51-57.

Mg Déchélatase

FCCs : Fluorescent Chlorophyll

catabolite modified/conjugated

NCCs : Non Fluorescent

Chlorophyll catabolite

Red Chlorophyll catabolite réductase

(RCCR)

Chlorophylle a

Chlorophyllide a

Phéophorbide a

Phéophytine a

RCC : Red Chlorophyll catabolites

pFCC : Primary Fluorescent

Chlorophyll catabolites

Chlorophyllase

(CLH)

- Phytol - Mg2+

Phéophorbide A Oxygénase

(PAO)

Mg Déchélatase

- Phytol

- Mg2+

Tautomérisation non enzymatique

82 Hydroxylation

132 Déméthylation

Conjuguaisons

Chlorophylle b

7-Hydroxyméthyle Chlorophylle a

Chlorophylle b

réductase

Hydroxyméthyle

Chlorophylle a réductase

Pyro phéophorbide a

C-132 – carboxyle pyrophéophorbide a

Décarboxylation

spontanée

Phéophorbidase

Ouverture oxydative du

noyau tétra pyrrolique

Perte de la couleur verte

Conservation du noyau tétra

pyrrolique et de la couleur verte

Phéophytinase (PPH)

Chlorophyllase (CHL)


23

Pour la plupart des auteurs, l’hydrolyse du phytol sous l’action de la chlorophyllase

précède l’extrusion du magnésium avec la chlorophyllide comme intermédiaire 60-61 même

si quelques auteurs ont suggéré l’ordre inverse c’est à dire l’expulsion du magnésium central

avant l’hydrolyse du phytol avec la phéophytine comme intermédiaire 50, 62. Néanmoins,

chez les feuilles en sénescence, la libération du magnésium se produirait avant l’hydrolyse du

phytol alors que durant la maturation des fruits, c’est la chlorophyllase qui agirait en premier

56.

Le phéophorbide a est converti en pyrophéophorbide via la formation d’un

intermédiaire réactionnel instable, le C-132-Carboxyl-pyrophéophorbide sous l’action de la

phéophorbidase suivie d’une décarboxylation spontanée 54. Le phéophorbide est le dernier

catabolite intermédiaire coloré (vert) de cette voie de dégradation 51. Le noyau

tétra-pyrrolique reste intact.

La deuxième série de réaction est caractérisée par la perte de la coloration verte suite à

l’ouverture oxydative du noyau tétra pyrrolique. En effet, sous l’action de la phéophorbide a

oxygénase (PAO) et de la Red Chlorophyll Catabolite Reductase (RCC réductase), le

phéophorbide est clivé au niveau du carbone 5 du macrocycle avec l’introduction de 2 atomes

d’oxygène et 2 atomes d’hydrogène. Ce clivage aboutit à la formation de catabolites

fluorescents (pFCCS : «primary Fluorescent Chlorophyll Catabolite ») via un composé

intermédiaire instable, la RCC (« Red Chlorophyll Catabolite »). Par la suite, les pFCCs

subissent diverses modifications plus ou moins spécifiques de l’espèce végétale avant d’être

tautomérisés pour former les catabolites non fluorescents (NCCs : « Non Fluorescent

Chlorophyll Catabolite ») 47, 51, 54, 63, 64.

2.2. Dégradation lors des transformations industrielles

La dégradation des pigments chlorophylliens au cours des opérations de

transformation des fruits et légumes verts a été très largement étudiée et a fait l’objet de

plusieurs articles 46, 50, 65-69. Au cours du procédé industriel, les pigments peuvent subir

de nombreuses réactions enzymatiques ou biochimiques suite à la déstructuration du matériel

végétal, avec comme conséquence la formation de produits de dégradation. Ces réactions

s’accompagnent d’une modification de la couleur verte du produit perçue par le

consommateur comme un défaut de qualité. Au cours des procédés industriels, l’altération la

plus fréquemment rencontrée chez les fruits et légumes verts est la transformation des


24

chlorophylles en phéophytines avec une forte modification de la couleur qui passe du vert

brillant au marron olive 66, 69-71. Lors de cette conversion, l’atome de magnésium central

des chlorophylles est remplacé par 2 atomes d’hydrogène dans les phéophytines. Cette

altération a lieu au cours du procédé notamment lors des traitements thermiques ou durant la

conservation. Les phéophytines se forment également en milieu acide suivant la teneur initiale

d’acides organiques dans le végétal 72-73. La présence d’une magnésium déchélatase

endogène peut également conduire à la formation des phéophytines 67. De nombreux

travaux font référence à la présence de phéophytines comme étant des produits de dégradation

des chlorophylles notamment dans le brocoli 74-75 ainsi que dans les légumes verts en

conserve ou encore dans l’huile d’olive vierge. Lorsque le traitement thermique est plus

sévère, par exemple lors de la fabrication des conserves, les pyrophéophytines se forment à

partir des phéophytines suite à la perte d’un groupement COOCH3 en C-132 sur le noyau

isocyclique V 46, 67-69, 76-78.

Les traitements plus modérés entraînent également des altérations au niveau des

chlorophylles. En effet, lors de la congélation, du séchage et d’un chauffage modéré comme

le blanchiment ou lors de l’extraction des pigments dans les solvants organiques, on assiste à

la formation des épimères en C-132 (a, a’, b, b’) 68-70, 78. Alors que les autres conversions

affectent la couleur finale du produit, la formation des épimères ne provoque pas un

changement de couleur car leurs propriétés spectrales restent identiques à celles de leurs

molécules parents 79. La formation de complexes avec le zinc et le cuivre à partir des

phéophytines et des pyrophéophytines, a lieu rapidement lors de l’ajout de sels de cuivre ou

de zinc au cours du blanchiment avant la stérilisation des boîtes de conserves 66. Ce procédé

permet de préserver la couleur verte initiale des produits mis en conserves.

Les chlorophyllides se forment en milieu basique et/ou suite à l’hydrolyse

enzymatique de la chaîne phytol des chlorophylles, sous l’action de la chlorophyllase qui est

activée lors du blanchiment ou pendant la fermentation et le stockage 50, 76, 80-81. Un

traitement thermique plus sévère ou une acidification conduit à la formation des

phéophorbides, pyrophéophorbides et pyrochlorophyllides 66, 67, 79.

Les conditions de transformation peuvent également favoriser l’activité d’enzymes

oxydases telles que la chlorophylle oxydase, la lipoxygénase et la peroxydase qui peuvent

oxyder les chlorophylles pour donner des produits comme la 132-OH-chlorophylle ou

132-OH-phéophytine et 15

1-OH-lactone phéophytine 82-85.


25

La figure 11 synthétise les principales voies de dégradation des chlorophylles

rencontrées au cours des opérations de transformation, les structures correspondantes des

molécules sont présentées à la figure 12. Le tableau IV en présente les spectres d’absorption.

Les produits et les voies de dégradation dépendent de la nature et de l’intensité du traitement

appliqué. Dans le nectar de ditax, un traitement thermique à 95°C/15 min entraîne la

formation de la pyrophéophytine à partir de la phéophytine a 77. Dans l’huile d’olive vierge,

deux types de voies réactionnelles ont été mis en évidence sous l’effet du traitement

thermique. Tout d’abord, la phéophytine a est dégradée en pyrophéophytine a, en 132

–

OH-phéophytine a et en 151-OH-lactone phéophytine a, ensuite des produits de dégradation

incolores sont formés à partir de la phéophytine a et de ces produits de dégradation 82. Dans

la purée d’épinard, la chlorophylle est dégradée en pyrochlorophylle puis en pyrophéophytine

lors de la cuisson à la vapeur ou d’un chauffage par microondes 68. Dans la purée d’épinard,

un traitement thermique à 100°C pendant 3 min et 145°C pendant 2 min entraîne la

dégradation de la chlorophylle en phéophytine et pyrophéophytine et celle de la

chlorophyllide en phéophorbide et pyrophéophorbide 80.


26

Figure 11 : Principales voies de dégradation de la chlorophylle a et de ses molécules dérivées au cours des différents procédés de transformation

50, 68-69, 76, 78, 80, 82, 86-87.

Composé incolore

Mg Déchélatase Chauffage pH acide

Phéophytine a’

- Mg2+

Chlorophylle a Chlorophyllide a

Pyro chlorophylle a

Phéophorbide a 151-OH Lactone Phéophytine a

Phéophytine a

132-OH Phéophytine a Pyrophéophytine a

Chlorophyllase

- Phytol - COOCH3

Chauffage sévère

- Mg2+

Ch

auffage sévère

- C

OO

CH

3

- Mg2+

Chauffage très sévère

Chauffage

- Phytol

Chlorophyllase

Chlorophylle a’

Chauffage modéré

C-132 – OH Chlorophylle a

Oxydation

pH basique

pH basique

Autres réactions de dérivation et de dégradation

ZnCl2 pH ajusté

Mg Déchélatase Chauffage

pH acide

Pyro phéophorbide a Pyro chlorophyllide a

- Mg2+

Chlorophyllase

Zn-Phéophytine a Zn-Pyrophéophytine a

- Phytol

Mg Déchélatase Chauffage

pH acide

Mg Déchélatase Chauffage pH acide


27

Composé incolore

Ouverture oxydative du macrocycle de la

phéophytine a au niveau du carbone 5

Phéophytine a’ Pyrophéophytine a 132-OH Phéophytine a

151-OH Lactone

Phéophytine a

Phéophorbide a

RCC ou « Red Chlorophyll

Catabolite »

pFCC ou « primary Fluorescent Chlorophyll

Catabolite »

FCCs : Fluorescent Chlorophyll

catabolite modified/conjugated NCCs : Non Fluorescent

Chlorophyll catabolite

C-132 – carboxyl

pyrophéophorbide a Pyro phéophorbide a

Chlorophyllide a Pyro chlorophyllide

a

Chlorophylle a Pyro Chlorophylle a Chlorophylle b

(a)

(b)

Figure 12 : Structure chimique (a) des

composés chlorophylliens et de la

phéophytine a et (b) de ses molécules

dérivées.


28

Tableau IV : Spectres d’absorption des principaux composés chlorophylliens.

Composés λmax (nm)

Chlorophylle a [432,618, 664]88

; [430,618, 664]89

; [432, 620, 667]67

; [428,663]90

Chlorophylle a’ [432,620, 666]88

; [430,618, 664]89

; [432, 620, 667]67

; [430,663]90

Chlorophylle b [466, 600,650] 88

; [462, 600, 648]89

; [469, 605, 651]67

; [462,651]91

Chlorophylle b’ [466, 602, 652]88

; [462, 600,648]89

; [469, 605, 651]67

; [458, 648]92

132-Hydroxy chlorophylle a [422, 614, 660]

89

132-Hydroxy chlorophylle b [460, 598, 646]

89 ; [451, 641]

89, [451, 593, 641]

93

Chlorophyllide a [473, 610, 655]67

Chlorophyllide b [471, 607, 655] 67

Phéophorbide a [412, 509, 541, 610, 669]67

Phéophorbide b [440, 537, 603, 657]67

Phéophytine a [408,610, 666]

88 ; [408, 506, 536, 608, 666]

88 ; [408, 503, 535, 610,

667]67

; [410, 669]91

Phéophytine a’ [408, 506, 536, 610, 666]89

; [408, 503, 535, 610, 667]

67

Phéophytine b [436,598, 652]

88 ; [436, 528, 598, 652]

89 ; [436, 529, 555, 601,

657]67

; [432, 654]91

Phéophytine b’ [436,598, 652]89

; [436, 524, 600, 656]90

; [436, 529, 555, 601, 657]67

132-Hydroxy phéophytine a [406, 502, 532, 610, 666]

89

132-Hydroxy phéophytine a’ [408, 504, 534, 610, 666]

89

132-Hydroxy phéophytine b [434, 522, 598, 652]

89

132-Hydroxy phéophytine b’ [436, 528, 600, 654]

89

Pyrochlorophylle a [436, 620, 667] 67

Pyrochlorophylle b [466, 600, 648]88

; [469, 605, 651]67

Pyrophéophytine a [410,610, 666]

88 ; [410, 508, 538, 610, 666]

89 ; [408, 503, 535, 610,

669]67

; [410, 506, 536, 608, 666]92

Pyrophéophytine b [436, 600, 654]88

; [436, 529, 555, 601, 657]67

Pyrochlorophyllide a [430, 622, 669]67

Pyrochlorophyllide b [471, 607, 655]67

Pyrophéophorbide a [412, 509, 541, 610, 669]67

Pyrophéophorbide b [440, 537, 603, 657]67


29

2.3. Aspects cinétiques et paramètres thermodynamiques

Les cinétiques de dégradation des chlorophylles ont fait l’objet de nombreuses études.

Le tableau V présente les paramètres cinétiques obtenus lors de la dégradation thermique des

composés chlorophylliens dans quelques produits. Les études effectuées à différentes

températures ont montré que la cinétique de dégradation suit une réaction de premier ordre.

Ainsi, l’effet de la température sur la dégradation des pigments chlorophylliens a été étudié

dans le nectar de ditax 77, l’huile d’olive vierge 82, le coriandre et la menthe 95-96, le

pois 97-98, le brocoli 74 et la purée d’épinard 76, 80. La constante de vitesse k augmente

avec la température et varie significativement suivant la matrice. Pour la chlorophylle a par

exemple, on note qu’à 80°C, k est de 7,5x10-5

s-1

dans le coriandre alors que dans le jus de

brocoli ou la purée d’épinard, k est respectivement de 1,7 s-1

et 2,9x10-4

s-1

. Les formes « a »

sont également plus sensibles à la dégradation que les formes « b ». Les énergies d’activation

sont élevées ce qui implique qu’une faible variation de température est nécessaire pour

dégrader plus rapidement les composés. Il apparaît ainsi, que dans la purée d’épinard par

exemple, la chlorophylle a est plus sensible à la température que la chlorophylle b avec des

énergies d’activation respectivement de 94 et 105,5 kJ.mol-1

. On note cependant une variation

de l’énergie d’activation en fonction du produit. En effet, la phéophytine a est plus sensible à

la dégradation thermique dans l’huile d’olive (83 kJ.mol-1

) que dans le nectar de ditax

(79 kJ.mol-1

). Pour la chlorophylle a, la dégradation est plus intense dans la purée d’épinard

76 et dans le petit pois 98. L’enthalpie d’activation (ΔH*) varie pour la chlorophylle a, de

20,5 à 87,9 kJ.mol-1

; alors que l’entropie d’activation (ΔS*) varie entre -0,48 à -138 J.mol.K-1

.

Pour la phéophytine a, ΔH* est de 76,3 kJ.mol-1

dans le nectar de ditax 77 et 81,04 kJ.mol-1

dans l’huile d’olive vierge 82.


30

Tableau V : Paramètres des cinétiques de dégradation thermique de la chlorophylle a et de ses molécules dérivées dans divers produits.

Echantillons Composés k (s-1) k∞ (s-1

) Ea (kJ.mol

-1)

ΔS* (J.mol

-1.K

-1)

ΔH* (kJ.mol

-1)

Références

Nectar de ditax

(t = 120 min) 60°C 70°C 80°C 90°C 95°C

77 Phéophytine a 7x10-6

10x10-6

20x10-6

60x10-6

100x10-6

1,4x107 79,2 -117,6 76,3

OH-phéophytine a’ 9x10-6

10x10-6

30x10-6

60x10-6

100x10-6

2,6x106 73,9 -131,6 71

Huile d'olive vierge

(t = 744/370/64/42h) 60°C 80°C 100°C 120°C

82 Phéophytine a 0,5 4,9 25,9 49,1 83,1 -119,3 80,9

OH-phéophytine a 0,1 0,3 3,8 5,4 74,1 -150 76,2

Jus de pandanus (t = 30 min) 63°C 70°C 80°C 90°C

Chlorophylle 4,7x10-4

5,6x10-4

6,4x10-4

7,2x10-4

0,0985 14,8 94

Coriandre (pH 4,5)

(t = 180 min) 80°C 85°C 90°C 95°C 100°C

95 Chlorophylle a 7,5x10-5

10x10-5

1,4x10-4

2,3x10-4

2,6x10-4

4x106 72,5

Chlorophylle b 7,4x10-5

1,3x10-4

1,4x10-4

1,7x10-4

4,5x10-4

163x106 83,4

Coriandre (pH 5,5) Chlorophylle a

T°C : 105 -115°C (t = 240 min)

125 -135°C (t = 120 min)

145°C (t = 60 min)

-0,477 87,87

96 Chlorophylle b -0,469 90,688

Menthe (pH 5,5) Chlorophylle a -0,663 20,454

Chlorophylle b -0,609 40,035

Petit pois Chlorophylle a (t = 60 min) T°C : 80 – 90 – 100 °C 73,3

97 Chlorophylle b (t = 120 min) T°C : 80 – 90 – 100 °C 71,2


31

(suite)

Échantillons Composés k (s-1

) k∞ (s-1

) Ea (kJ.mol

-1)

ΔS* (J.mol

-1.K

-1)

ΔH* (kJ.mol

-1)

Références

Jus de brocoli

(t = 180 min) 80°C 90°C 100°C 110°C 120°C

74 Chlorophylle a 1,7 3,11 4,7 10,2 20,4 71,04

Chlorophylle b 0,9 1,4 2,1 4,5 9,4 67,11

Pois

(t = 300 min) 70°C 80°C 90°C

98 Chlorophylle a 1,2x10

-4 2,9x10

-4 6,3x10

-4 81,6


1,4x10-4

2,6x10-4

71,2

"Greenness" 7x10-5

1,4x10-4

3,1x10-4

76,2

Purée d'épinard

80°C 115°C 100°C 145°C

80

Chlorophylle a 2,2 x10-3

19,3 x10-3

62,8 -138,1 59,4

Chlorophylle b 0,4 x10-3

9,8 x10-3

92,2 -77,9 87,5

Chlorophyllide a 0,9x10-3

10,1 x10-3

82,5 -86,7 77

Chlorophyllide b 0,3 x10-3

5 x10-3

95,4 -3,6 92,1

Purée d'épinard

116°C 121°C 126°C

76

Chlorophylle a 1,84x10-3

2,98x10-3

4,52x10-3

105,5


1,41x10-3

1,98x10-3

94,2

Phéophytine a 0,63x10-3

0,93x10-3

1,32x10-3

86,7

Phéophytine b 0,99x10-3

1,30x10-3

1,73x10-3

65,7


32

2.4. Extraction et analyse des pigments chlorophylliens par HPLC

Du fait de leur propriété chimique et de leur localisation cellulaire, l’analyse rapide,

précise et fiable des pigments chlorophylliens nécessite des méthodes spécialement adaptées à

chaque échantillon 86.

2.4.1. Extraction des pigments

L’extraction des pigments chlorophylliens se fait de manière conjointe à celle des

autres pigments (caroténoïdes) et nécessite la rupture des parois cellulaires à cause de leur

localisation (à l’intérieur des chloroplastes). L’extraction complète des pigments requiert le

plus souvent plusieurs étapes et l’utilisation de mélange de plusieurs solvants, notamment si la

matière première contient des pigments de différente polarité ou des pigments présents dans

des matrices complexes 99-100. Pour éviter la dégradation des pigments chlorophylliens

durant l’extraction, celle-ci se fait généralement à froid 46, 101 et à l’abri de la lumière

102 ; en présence de carbonate de calcium, de sodium ou de magnésium pour ajuster le pH à

8-9 et neutraliser ainsi les acides organiques ce qui empêche la conversion des chlorophylles

en phéophytines 72. L’extraction se fait également en présence d’antioxydants tels le 2,6-di-

ter-butyle-4-méthylphénol (BHT) (1%) afin de réduire les attaques acides et l’oxydation des

chlorophylles 103. Une solution de NaCl (10% v/v) peut aussi être ajoutée pour faciliter le

transfert des pigments dans la phase apolaire. A titre d’exemple, un mélange d’acétone et de

méthanol (75 : 25 v/v) en présence de Na2CO3 anhydre a été utilisé pour l’extraction des

pigments contenus dans la pistache 104 . Pour les pigments de la prune de cythère, c’est

l’éther diéthylique qui a été utilisé 71 ; alors que l’acétone a été utilisée dans le cas du

brocoli 105.

2.4.2. Analyse des pigments par HPLC

La Chromatographie Liquide Haute Performance (HPLC) couplée le plus souvent à la

détection dans l’UV visible, permet la séparation, l’identification et la quantification des

pigments chlorophylliens avec un large choix sur le type de colonne et la phase mobile. Ainsi,

plusieurs méthodes d’analyses des pigments par HPLC ont été décrites dans la littérature

101- 102, 104-114. Les pigments chlorophylliens à cause de leur caractère hydrophobe, sont

habituellement séparés sur des colonnes C18 en phase inverse « C18-RP » ; mais la séparation

peut aussi se faire sur des C30-RP notamment pour séparer les caroténoïdes car les interactions


33

entre les pigments et la phase stationnaire sont élevées à cause de leur taille similaire 106.

Les solvants organiques sont utilisés comme phase mobile en gradient linéaire ou non linéaire

ou isocratique. Bellomo et al. 104 ont séparé les pigments de la pistache sur C18-RP avec

une phase mobile constituée d’un mélange méthanol/eau (75 :25 v/v) et d’acétate d’éthyle.

Dans le cas de l’huile d’olive, les pigments ont été analysés sur C30-RP avec un gradient

binaire A méthanol / méthyle ter-butyle éther / eau (90:7:3 ; v/v/v) et B méthanol /

méthyle ter-butyle éther / eau (7:90:3; v/v/v) (à t = 0 ; 5% B ; à t = 30 min; 35% B ; à t =

40 min; 40% B ; à t = 50 min ; 95% B suivi d’un rééquilibrage de la colonne à la

concentration initiale de B) 107. Hojnik et al. 108 ont identifié les pigments de l’ortie

piquante sur C18 avec comme phase mobile A dichlorométhane/méthanol/acétonitrile/eau

(5,0 : 85 : 5,5 : 4,5; v/v/v/v) et B dichlorométhane/méthanol/acétonitrile/eau (25 : 28 : 42,5 :

4,5 ; v/v/v/v) (0% de B pendant 8 min, gradient linéaire de 0 à 100% de B pendant 6 min,

100% de B pendant 54 min 100% de A pour les 2 dernières min).

3. LES BOISSONS À BASE DE FRUITS LOCAUX AU SÉNÉGAL

Consommées par toutes les couches de la population sénégalaise, les boissons à base

de fruits locaux (de culture ou de cueillette) ont été pendant longtemps, fabriquées de façon

traditionnelle et extemporanée au sein des ménages. L’essentiel de la production qui ne

concernait que le bissap (Hibiscus sabdariffa L.) et le gingembre (Zingiber officinale Roscoe)

était destinée à l’autoconsommation notamment lors des cérémonies familiales et des fêtes

religieuses. Depuis une vingtaine d'années, la gamme de produits fabriqués s'est étendue à

d’autres fruits locaux notamment de cueillette. Ainsi, on retrouve sur le marché national, sous

l’appellation jus, les boissons à base de tamarin (Tamarindus indica L.), pain de singe

(Adansonia digitata L.), maad (Saba senegalensis (A.DC). Pichon), mangue (Mangifera

indica L.), ditax (Detarium senegalense J.F.Gmel.), corossol (Annona muricata L.) ainsi que

des cocktails. La consommation de ces fruits qui possèdent des qualités nutritionnelles et des

vertus thérapeutiques intéressantes peut contribuer à l’amélioration du statut nutritionnel des

sénégalais tout en ayant un impact non négligeable sur le plan économique, notamment en

matière de lutte contre la pauvreté 1-2, 38, 115.

La composition des jus de fruits est généralement identique à celle des fruits dont ils

sont issus, mais en quantité moindre à cause des pertes liées à la dilution et /ou au procédé de


34

fabrication. Le tableau VI présente la composition de quelques nectars à base de fruits locaux

au Sénégal.

Tableau VI : Composition nutritionnelle de quelques nectars et boissons à base de fruits

locaux au Sénégal 115.

Composition pour

100 ml de nectar

Nectar de

ditax

Nectar de pain

de singe

Nectar de

maad

Boisson au

tamarin

Energie (kJ) 330,2 342,7 324,4 366,6

Protéines (g) 0,3 0,06 0,05 0,03

Lipides (g) 0,25 0,04 0,1 0,04

Glucides (g) 19,1 20,4 19,1 21,8

Sodium (mg) 13,6 11,6 4,8 2,2

Vitamine C (mg) 151,7 0,26 0,55 0,14

Les définitions normalisées (CODEX STAN 2472005) des produits de type jus de

fruits sont précisées ci-dessous en guise de rappel [116].

Jus de fruits

Le jus de fruits est le liquide non fermenté, mais fermentescible, obtenue à partir de la

partie comestible de fruits sains, parvenus au degré de maturation approprié et frais, ou de

fruits conservés dans de saines conditions par des moyens adaptés et/ou par des traitements de

surface post-récolte appliqués conformément aux dispositions pertinentes de la Commission

du Codex Alimentarius. Le jus est obtenu par des procédés adaptés qui conservent les

caractéristiques physiques, chimiques, organoleptiques et nutritionnelles essentielles des jus

du fruit dont il provient. Un jus simple a pour origine un seul type de fruit. Un jus mélangé

provient du mélange de deux ou plusieurs jus ou jus et purées obtenus à partir de différents

types de fruits.

Le jus de fruits est obtenu comme suit :

o Jus de fruits pressé directement par des procédés d'extraction mécanique.

o Jus de fruits à base de concentré obtenu en reconstituant du jus de fruits

concentré, avec de l'eau potable.


35

Concentré de jus de fruits

Un concentré de jus de fruits est le produit obtenu après élimination physique de l’eau

en quantité suffisante pour porter la valeur Brix à un niveau supérieur de 50 % au moins à la

valeur Brix établie pour le jus reconstitué du même fruit. Pour la production du jus destiné à

être concentré, des procédés adaptés sont utilisés et peuvent être associés à la diffusion

concomitante de cellules ou de pulpe de fruits dans l’eau, à condition que les matières sèches

solubles du fruit dont l’eau a été extraite soient ajoutées au jus d’origine avant concentration.

Les concentrés de jus de fruits peuvent contenir des substances aromatiques et des composés

aromatisants volatils restitués, qui doivent tous être obtenus par des moyens physiques

adaptés et provenir du même type de fruit. De la pulpe et des cellules

obtenues par des

moyens physiques adaptés à partir du même type de fruit peuvent être ajoutées.

Jus de fruits obtenu par extraction hydrique

C’est le produit obtenu par diffusion dans l’eau du fruit à pulpe entier dont le jus ne

peut être extrait par aucun procédé physique ou du fruit entier déshydraté. Ces produits

peuvent être concentrés et reconstitués.

Purée de fruits destinée à la production de jus et de nectars de fruits

La purée de fruits destinée à la production de jus et de nectars de fruits est le produit

non fermenté, mais fermentescible, obtenu par des procédés appropriés, par exemple en

passant au tamis ou en broyant la partie comestible du fruit entier ou pelé sans en prélever le

jus. Le fruit doit être sain, parvenu à un degré de maturation approprié et frais, ou bien

conservé par des moyens physiques ou par un ou plusieurs des traitements appliqués

conformément aux dispositions pertinentes de la Commission du Codex Alimentarius.

Concentré de purée de fruits destiné à la production de jus et de nectars de

fruits

Le concentré de purée de fruits destiné à la production de jus et de nectars de fruits est

obtenu par élimination physique de l’eau de la purée de fruits en quantité suffisante pour

accroître la valeur Brix d’au moins 50% par rapport à la valeur Brix établie pour le jus

reconstitué du même fruit.

Nectar de fruits

Le nectar de fruits est le produit non fermenté, mais fermentescible, obtenu en ajoutant

de l’eau, avec ou sans adjonction de sucres, de miel et/ou de sirops et/ou d’édulcorants parmi


36

ceux énumérés dans la Norme générale pour les additifs alimentaires (NGAA), aux purées de

fruits ou jus de fruits non consommables en l’état en raison de leur caractère naturellement

trop pulpeux ou trop acide. Les pulpes raffinées ou les jus de fruits interviennent dans des

pourcentages minima de 25%. Des substances aromatiques, des composés aromatisants

volatils, de la pulpe et des cellules, qui doivent tous avoir été obtenus à partir du même type

de fruit et par des moyens physiques adaptés, peuvent être ajoutés. Le produit doit en outre

répondre aux critères définis pour les nectars de fruits. Le mélange de nectars de fruits est le

même produit, obtenu à partir de plusieurs types de fruits différents.

Matériels et Méthodes

37

MATERIELS ET METHODES

1. MATERIEL VEGETAL

Pour la caractérisation physico-chimique, nous avons travaillé sur des fruits récoltés

entre septembre et décembre 2008 correspondant à la période de cueillette dans les principales

zones d’exploitation du ditax au Sénégal (figure 4) : Falia, Dionewar et Niodior (îles du Sine-

Saloum); Kabiline 2, Diannah et Thiobon (Casamance). Dans chaque zone, des lots de fruits

ont été cueillis à maturité sur différents arbres avec l’aide des populations locales. Les fruits

ont été transportés par voie maritime et/ou par voie terrestre dans des cageots ouverts jusqu’à

l’ITA (Dakar). Après triage, un échantillon de 30 fruits a été prélevé de manière aléatoire

dans chaque lot. Les mesures physiques ont été effectuées 5 jours après récolte. La pulpe a été

extraite manuellement puis stockée à -18°C (entre 3 et 12 mois) pour les analyses chimiques.

Les noyaux ont été récupérés pour extraire les graines. La farine de la graine a été obtenue

suivant la méthode décrite par Wang et al. 8.

Les pigments ont été étudiés sur les pulpes provenant de six localités. Des fruits frais

achetés au marché de Dakar en 2010 ont servi à valider les pigments identifiés. Les pulpes

extraites des fruits provenant de Kabiline 2 ont servi à l’étude des cinétiques de dégradation

thermique des microconstituants de la pulpe. Le profil des composés volatils a été déterminé

sur les pulpes provenant des six localités, l’identification et la quantification des composés ont

été réalisées sur des fruits frais achetés au marché de Dakar en septembre 2012 et congelés tel

quel à -18°C pendant une semaine.

La caractérisation du procédé d’extraction artisanal et mécanisé de la pulpe de ditax a

été réalisée sur un lot de 60 kg de fruits achetés en octobre 2012 au marché de Dakar. Des

nectars à 14 °Brix final ont été préparés en utilisant un ratio de 3 L d’eau par kg de pulpe.

Pour l’étude comparative des formes comestibles et toxiques, nous avons étudié pour

les analyses préliminaires, différents organes d’arbres adultes de Detarium senegalense

comestible et toxique et d’une jeune plante comestible récoltés en 2009 à Diouloulou dans la

région de Ziguinchor. Une fois collectées, les feuilles et les branches ont été conservées entre

deux feuilles de papier « journal » (pour faciliter le séchage) alors que les fruits ont été

conditionnés dans des sachets en polypropylène et congelés à -18°C avant d’être analysés.


38

Des feuilles récoltées en 2011 et 2012 ont été utilisées pour la mise en évidence des

triterpènes.

2. METHODES ANALYTIQUES

Les analyses physico-chimiques classiques utilisées sont résumées dans le tableau VII.

Seules les méthodes d’analyses spécifiques sont décrites en détail ci-dessous.

2.1. Détermination de la teneur en sucres simples

L’extraction des sucres solubles a été réalisée sur le tourteau délipidé avec une

solution d’éthanol à 80% à 80°C (extracteur ASE

200). Le nombre de cycles est de 3 avec un

static time de 5 min et un flush de 100%. Les extraits de sucres récupérés sont ramenés à 50

mL, dilués au 1/50ème

avec de l’eau ultra pure (résistivité 18,2 Mohm.cm), filtrés à 0,45µm

puis injectés dans un appareil de chromatographie liquide haute performance DX600

(DIONEX Corp., Sunnyvale, USA) équipé d’une colonne Carbopac MA-1. L’éluant est de la

soude 600 mM ou 800 mM à un débit de 0,4 mL.min-1

. Le programme d’élution comprend

10 min de soude 800 mM suivi d’un gradient de 800 à 600 mM pendant 10 min, puis retour à

800 mM pendant 10 min, enfin un pallier de 10 min à 800 mM. Après séparation, les sucres

sont détectés par un système à ampèrométrie pulsée (DAP ou PAD). Un standard externe est

injecté dans la série d’échantillons. Ce standard est composé d’un mélange de différents

sucres et polyols (tableau VIII) préparés à partir de produits purs (Sigma-Aldrich® Corp.,

USA) et d’eau ultra pure.

Les courbes de calibration du standard montrent une réponse linéaire des différents

sucres et polyols dans la plage de concentration de notre étude. L’analyse des

chromatogrammes obtenus est réalisée avec le logiciel Chromeleon version 6.11 (Dionex,

USA). Chaque échantillon est analysé au minimum en double. La teneur en sucres solubles

totaux (SST) est calculée à partir de la somme des teneurs en glycérol, sorbitol, (lorsque ces

polyols sont présents), glucose, fructose et saccharose et est exprimée en g pour 100 g de

matière sèche.


39

Tableau VII : Analyses physico-chimiques classiques effectuées sur les différents échantillons de ditax étudiés.

Analyses Unité Méthode Matériel Précision Produits analysés Taille cm Mesure du diamètre au niveau de l’équateur Pied à coulisse 10

-2 Fruit entier

Masse g Pesée (moyenne sur 30 mesures) Balance Ohaus 0,1 g Fruit entier, épicarpe,

mésocarpe, noyau

Extrait sec total (EST) g.100g-1

Dessication à 105°C pendant 4 h Etuve GENEQ Inc. (Québec) 0,005 pulpe

Extrait sec soluble (ESS) g.100g-1

Réfractométrie Réfractomètre type Abbé Atago

gamme 0-32% 0,2 pulpe

pH Unité pH pH-métrie pH-mètre Oakton pH 5 Acorn series 0,05 Pulpe diluée au 1/10

Acidité titrable (AT)

mEq.100 g-1

mEq.100 mL-1

Titrimétrie

NaOH 0,1 N avec phénophtaléine

comme indicateur coloré

Titroline easy Schott (Sté Legallais,

Montferrier France)

Pulpe

Nectar

Protéines g.100g-1

Kjeldhal

Azote total analysé par le laboratoire

d’analyse US49 CIRAD 117

Appareil de Kjeldhal, petit matériel

de laboratoire 1

Pulpe

Pulpe lyophilisée et amande

de la graine séchée

Lipides g.100g

-1

Extraction de 1 g de pulpe et 5 g de farine

avec l’éther de pétrole à 60°C puis pesée de la

matière grasse extraite

Extracteur automatique ASE 200

(Dionex Corp., Sunnyvale, USA) 1 Pulpe et amande de la graine

Cendres totales g.100g-1

Incinération à 550°C pendant 4 h Four Heraus 0,0005 Pulpe

Minéraux g.100g-1

Laboratoire d’analyse US49 CIRAD 117

Spectrophotométrie d’émission atomique par

plasma à couplage inductif.

Spectrophotomètre Varian Vista

(Victoria, Australie) Détecteur CCD

(Coupled Charged Device)

Pulpe lyophilisée

Acide ascorbique mg.100g-1

2,6-DCPIP après extraction et stabilisation à

l’acide oxalique [118] Petit matériel de laboratoire 0,005 Nectar

Couleur (L*a*b*) Unités L*a*b* Colorimétrie Chromamètre Konica Minolta CR

410 calibré avec plaque blanche Nectar

Solides insolubles en

suspension (SIS) g.100g

-1

Centrifugation de 20 g de nectar à 4 500g

pendant 15 min, rinçage puis pesée du culot

après égouttage et étuvage à 60°C sous vide

pendant 24h

Centrifugeuse SYGMA 2-15 1 Nectar

Profil granulométrique Granulométrie laser 119 Granulomètre Laser Mastersizer

3000 Malvern Nectar

Viscosité (h ) mPa.s-1

Viscosimétrie Rhéomètre Physica Mcr 301 Anton

Paar Nectar

Vitesse de décantation m.s-1

Suivi du niveau de sédimentation de la pulpe

dans une éprouvette graduée (3 mesures) Eprouvette graduée de 10 ml Nectar


40

Tableau VIII : Composition du standard externe utilisé en HPLC-DAP pour le dosage des

sucres.

Composé Concentration dans le

standard (g.L-1

)

Temps de rétention

(min)

Coefficient de variation

(%) pour n-3 analyses*

Glycérol 0,2 9,17 (0,02) 2,5

Sorbitol 15 13,98 (0,04) 0,4

Glucose 10 15,98 (0,04) 0,7

Fructose 12 18,72 (0,06) 0,5

Saccharose 13 25,42 (0,15) 1,6 * standard préparé 3 fois et injecté 3 fois le même jour pour voir la répétabilité

2.2. Quantification de la vitamine C

2.2.1. Extraction

La teneur en vitamine C (acide ascorbique + acide déhydroascorbique) de la pulpe a

été déterminée par HPLC suivant la méthode de Cortes Sanchez-Mata et al. 120 qui repose

sur la réduction de l’acide déhydroascorbique en acide ascorbique en utilisant le DL-

dithiothréitol (DTT) comme agent réducteur. Une quantité d’environ 100 mg de pulpe de

ditax est homogénéisée avec 20 mL d’une solution d’extraction d’acide métaphosphorique à

4,5% dans l’eau. Le mélange est centrifugé puis le surnageant est filtré sur filtre Millipore

0,45 m avant d’être injecté par HPLC. Pour doser la vitamine C, nous avons prélevé en

parallèle 1 mL du surnageant auquel nous avons ajouté 0,2 mL d’une solution de DTT à 20

mg.mL-1

. Le mélange est agité pendant 2h sur un agitateur magnétique avant d’être injecté en

HPLC.

2.2.2. Dosage par HPLC

Les analyses HPLC ont été effectuées avec un système Spectra SCM 1000 Thermo

Scientific équipé d’un détecteur Spectra system UV 3000. La séparation a été effectuée sur

une colonne RP 18e Licrospher 100 (250 x 4,6 mm i.d. 5 m ; Merck KgaA). Une élution

isocratique a été utilisée avec comme phase mobile de l’eau distillée à 0,01% d’acide

sulfurique ajustée à pH 2,5. Le débit est de 1 mL.min-1

et les échantillons ont été injectés via

une vanne Rhéodyne équipée d’une boucle de 20 µL. La détection est réalisée à 254 nm via

un détecteur spectrophotométrique. La quantification a été faite avec une courbe de

calibration externe comportant 5 concentrations en acide ascorbique de 20 à 200 mg.L-1

.

L’équation 1 présente l’équation de la droite de régression obtenue :


41

(Équation 1)

2.3. Détermination des acides organiques

L’extraction des acides organiques est réalisée en agitant pendant 30 min, 100 mg de

pulpe de ditax lyophilisée avec 10 mL d’une solution d’acide sulfurique à 0,01% à

température ambiante. Le surnageant est filtré avec un filtre Millipore 0,45 m avant d’être

injecté en HPLC. Les analyses HPLC ont été effectuées avec un système Agilent 1200 series.

La séparation a été faite sur une colonne HyperRez XP Carbohydrate H+ 8 m (300 x 7,7

mm). La phase mobile est constituée d’une solution d’acide sulfurique (0,05 M). Le débit est

de 0,8 mL.min-1

et les échantillons ont été injectés automatiquement via une vanne Rhéodyne

équipée d’une boucle de 20 µL. L’absorbance est suivie aux longueurs d’ondes de 210 et

245 nm grâce à un détecteur (DAD -UV). Trois extractions ont été réalisées et chaque extrait

a été analysé 2 fois. Vingt-et-un étalons d’acides organiques (acétique, adipique, L-ascorbique,

benzoïque, butyrique, citrique, isobutyrique, formique, fumarique, lactique, isocitrique,

maléique, malonique, malique, oxalique, phytique, propionique, quinique, succinique,

shikimique, tartrique) majoritaires des fruits ont été également préparés et analysés par HPLC

dans les mêmes conditions pour faciliter l’identification et la quantification des acides

organiques du ditax.

2.4. Caractérisation des pigments (caroténoïdes et composés chlorophylliens) du ditax

2.4.1. Extraction des pigments à partir des différentes pulpes de ditax

Les caroténoïdes et les composés chlorophylliens ont été extraits simultanément

suivant la méthode décrite par Dhuique-Mayer et al. 121 adaptée à la pulpe de ditax. 1 g de

pulpe de ditax est homogénéisé sur agitateur magnétique en présence de 2 mL d’eau distillée,

120 mg de MgCO3 (pour neutraliser les acides organiques et éviter la transformation des

chlorophylles en phéophytines) et 15 mL du mélange de solvant éthanol/hexane, 4 : 3 v/v

contenant 0,1% de BHT (pour limiter l’oxydation et les attaques acides des chlorophylles)

pendant 10 min. Le mélange est filtré sur verre fritté de porosité 2 et le résidu est ré-extrait

avec 10 mL du mélange de solvant précédent et 1 mL d’eau distillée sur agitateur magnétique

pendant 5 min. Le résidu est lavé successivement avec 15 mL d’éthanol contenant 0,1% de

BHT et 15 mL d’hexane sur le filtre en verre fritté. La phase liquide est transférée dans une

ampoule à décanter, puis lavée avec 25 mL d’une solution de NaCl (10%) et 20 mL d’eau

distillée. La phase aqueuse est éliminée tandis que la phase organique est séchée avec du


42

sulfate de sodium anhydre avant d’être évaporée à sec à 40°C avec un évaporateur rotatif sous

vide. Les extraits sont repris dans 500 µL de dichlorométhane et 500 µL de mélange (80/20

v/v, MTBE et méthanol). Les solutions ont été diluées 3,5 fois avant d’être analysées par

HPLC.

2.4.2. Analyse des pigments par HPLC

Les composés chlorophylliens et les caroténoïdes sont analysés par chromatographie

liquide haute performance en phase inverse (RP-HPLC) avec un système Agilent 1100

(Massy, France) équipé d’un détecteur à barrette de diodes et d’un passeur d’échantillon. Les

pigments sont séparés sur une colonne C30 YMC (250 x 4,6 mm ; 5 m) (YMC Europe Gmbh,

Allemagne). Les phases mobiles utilisées sont l’eau pour l’éluant A, le méthanol pour l’éluant

B et le MTBE pour l’éluant C. Un gradient ternaire a été utilisé pour la séparation des

pigments (tableau IX).

Tableau IX : Gradient utilisé pour la séparation des pigments en HPLC.

Temps (min) Phase mobile

Méthanol Eau MTBE

0 60% 40%

5 80% 20%

10 81% 4% 15%

60 11% 4% 15%

71 100%

72 60% 40%

Le débit de la phase mobile est de 1mL.min-1

. Le volume de la boucle d’injection est

de 20 µL et la température d’analyse est de 25°C. L’absorbance est suivie aux longueurs

d’ondes de 290, 350, 400, 450 et 470 nm grâce à un détecteur à barrettes de diodes (DAD -

UV) Agilent 1100. Les données chromatographiques et les spectres UV-visible sont collectés,

stockés et intégrés par le logiciel Agilent Chemstation plus.

2.4.3. Identification des pigments (préparation des étalons)

Les standards de chlorophylle a d’algues (Anacystis nidulans, Sigma Aldrich) et de

chlorophylle b d’épinard (Fluka analytical) sont utilisés pour la préparation des épimères,


43

phéophytines, hydroxyphéophytines et pyrophéophytines afin d’identifier les pigments

chlorophylliens. La chlorophylle a’ (épimère de la chlorophylle a) est obtenue suivant la

méthode décrite par Watanabe et al. 70. La chlorophylle a est dissoute dans du chloroforme

et stockée pendant 2 h à 4°C (pour favoriser l’épimérisation). La phéophytine a et la

phéophytine b sont préparées en ajoutant 30 µL d’une solution HCL 0,1 M aux solutions de

chlorophylles a et b dissoutes dans du méthanol 70, 78, 112, 122-123. La pyrophéophytine a

et la pyrophéophytine b sont obtenues à partir de leur phéophytines respectives après

traitement thermique : 200 µL d’une solution de chlorophylle dissoute dans du méthanol avec

30 µL d’une solution HCL 0,1 M sont évaporés à sec et chauffés dans un bain d’huile pendant

1 h à 95°C. L’extrait sec est dilué dans du méthanol et analysé par HPLC.

Pour les caroténoïdes, le β-carotène et la lutéine proviennent du commerce (Extrasynthèse,

Genay, France).

L’identification des composés chlorophylliens est basée sur les temps de rétention des

différents composés, mais surtout sur la comparaison de leur spectre d’absorption UV-visible

avec ceux des étalons que nous avons préparés et les données présentes dans la littérature. Les

caroténoïdes (lutéine et -carotène) ont été identifiés par comparaison de leurs temps de

rétention et leur spectre d’absorption UV-visible aux pics I, II et III avec les données

rencontrées dans la littérature 99.

2.4.4. Quantification des pigments

2.4.4.1. Phéophytine a

Transformation de la chlorophylle a en phéophytine a

Une solution mère de chlorophylle a est préparée en mélangeant 1,5 mL de méthanol

pur à 1 mg de poudre de chlorophylle a. Une aliquote de cette solution est prélevée et diluée

41 fois dans du méthanol pur. La concentration en chlorophylle a exprimée en mg.L-1

est

calculée à partir de l’équation 2 décrite par Lichtenthaler et Buschmann 124 :

[ ] ( ) ( ) (Équation 2)

(A=Absorbance)

Nous avons obtenu dans la solution mère une concentration en chlorophylle a de

369,8 mg.L-1

. Ensuite, nous avons injecté par HPLC, 1 mL de la solution diluée de

chlorophylle a (tr 25,15 min). Puis, 1 mL de la solution de chlorophylle a contenant 30 µL


44

d’HCL 0,1 M est analysé par HPLC. Un pic avec un maximum d’absorption à 400 nm est

obtenu après 35 min d’analyse. Ce test a été reproduit 3 fois pour confirmer la réaction de

transformation. Ce pic obtenu a été comparé avec les données de la littérature pour être sûr

qu’il s’agisse bien de la phéophytine a.

Etalonnage de la phéophytine a

Nous avons préparé une solution de phéophytine en mélangeant 100 µL de la solution

mère de chlorophylle a de concentration connue, avec 900 µL d’une solution acétone/eau

(80:20) et 30 µL d’une solution HCL 0,1M. Une aliquote de cette solution est prélevée et

diluée 10 fois avec de l’acétone 80% (v/v) puis l’absorbance a été lue à 412 nm et à 431 nm.

La concentration en phéophytine a exprimée en mg.L-1

est calculée selon l’équation 3 décrite

par Camiel et Dekker 125 :

[ ] ( ) ( ) ( ) ( )

(A=absorbance) (Équation 3)

La chlorophylle a, la phéophytine a, le -carotène et la chlorophylle b présentent leur

maximum d’absorption respectivement à 431, 412, 460 et 480 nm. Etant donné que nous

avons travaillé avec un standard pur de chlorophylle a sans chlorophylle b, nous n’avons pas

pris en compte dans les calculs, les absorbances à 480 nm et 460 nm. Nous avons ainsi obtenu,

après calcul, une concentration en phéophytine a de 43,3 mg.L-1

. Pour la courbe étalon,

5 dilutions (10 ; 5 ; 3,33 ; 2,5 et 2) ont été effectuées automatiquement au niveau de l’HPLC

grâce à une programmation à partir de cette solution de phéophytine a. Nous avons ensuite

calculé le coefficient de régression linéaire (R2) et l’équation de la droite de régression à partir

de la courbe étalon. L’équation 4 présente celle de la phéophytine a :

(Équation 4)

L’équation 5 permet de calculer la concentration en phéophytine a exprimée en mg.kg-1

de

pulpe fraîche de ditax.

[ ] [( ) ] ( )

( ⁄ ) (

⁄ ) (Équation 5)

Ai : surface de pic de la phéophytine a à 400 nm


45

2.4.4.2. Phéophytine b

Transformation de la chlorophylle b en phéophytine b

Comme pour la chlorophylle a, nous avons préparé une solution mère de chlorophylle

b en mélangeant 1,5 mL de méthanol pur à 1 mg de poudre de chlorophylle a pur (Epinard,

Fluka analytical). Nous avons préparé deux solutions filles en diluant successivement dans

4 mL (d41) et 2 mL (d21) de méthanol pur avec 100 µL de la solution précédente.

L’absorbance de la solution d41 a été mesurée à 652,4 et 665,2 nm pour permettre le calcul de

la concentration en chlorophylle b exprimée en mg.L-1

suivant l’équation 6 décrite par

Lichtenthaler et Buschmann dans le méthanol 124 :

[ ] ( ) ( ) (Équation 6)

(A=absorbance)

Nous avons obtenu donc une concentration en chlorophylle b de 283,5 mg.L-1

dans la

solution mère. Ensuite 1 mL de chacune des solutions d41 et d21 a été injecté par HPLC

(tr=21 min).

Etalonnage de la phéophytine b

Après avoir analysé par HPLC les solutions précédentes d41 et d21, nous avons ajouté

dans chaque flacon 30 µL d’HCL 0,1 M. Les solutions ont été injectées à nouveau et nous

avons obtenu un pic avec un temps de rétention de 33 min à 450 nm. Nous avons mélangé

100 µL de la solution de chlorophylle b à 283,5 mg.L-1

à 2 mL d’acétone 90%. 30 µL d’HCL

0,1 M ont ensuite été ajoutés à 1mL de la solution précédente et laissés 20 min sur la paillasse

à température ambiante. L’absorbance à 657 nm a été mesurée pour permettre le calcul de la

concentration en phéophytine b exprimée en mg.L-1

à partir de l’équation 7 :

[ ] ( ⁄ ) (Équation 7) [126]

ɛ =281 000 L.mol-1

.cm-1

, coefficient d’extinction molaire de la phéophytine b à 657 nm dans l’acétone 90%.

PM = 885,20 g.mol-1

. cm-1

, poids moléculaire de la phéophytine b.

Pour la courbe étalon, 5 dilutions ont été effectuées automatiquement au niveau de

l’HPLC, grâce à une programmation comme pour la phéophytine a (10 ; 5 ; 3,33 ; 2,5 et 2) à

partir de la solution de phéophytine b à 1,4 mg.L-1

. L’équation 8 présente l’équation de la

droite de régression linéaire de la phéophytine b.


46

(Équation 8)

La concentration en phéophytine b exprimée en mg.kg-1

de pulpe fraîche dans les échantillons

de ditax a été calculée avec l’équation 9 :

[ ] [( ) ] ( )

( ⁄ ) (

⁄ )

Ai : surface de pic de la phéophytine b à 450 nm (Équation 9)

2.4.5. Dosage des chlorophylles a et b

Les solutions de calibration de la chlorophylle a et de la chlorophylle b sont obtenues

par dissolution des étalons purs dans du méthanol. Une mesure de l’absorbance est réalisée

pour déterminer la concentration des solutions mères respectives. Les points de calibration ont

ensuite été réalisés par l’HPLC. Pour la chlorophylle a, les concentrations sont comprises

entre 1,4 et 13,9 mg.L-1

alors que pour la chlorophylle b, elles sont comprises entre 1,3 et

26,8 mg.L-1

. Les équations 10 et 11 ont été utilisées pour calculer respectivement les

concentrations des chlorophylles a et b dans les échantillons de ditax. Les concentrations sont

exprimées en mg.kg-1

de pulpe fraîche.

[ ] [( ) ] ( )

( ⁄ ) (

⁄ )

Ai : surface de pic de la chlorophylle a à 400 nm (Équation 10)

[ ] [( ) ] ( )

( ⁄ ) (

⁄ )

Ai : surface de pic de la chlorophylle b à 470 nm (Équation 11)

Puisque les épimères a’ et b’ absorbent à la même longueur d’ondes que les formes a et b, la

concentration des épimères a été calculée avec les équations 10 et 11.

2.4.6. Dosage des formes « hydroxy » et « pyro » des phéophytines a et b

En supposant que les courbes de calibration des dérivés « hydroxy » et « pyro » sont

identiques à celles des phéophytines correspondantes, les concentrations ont été calculées en

utilisant les équations établies pour les phéophytines, en tenant compte de la différence de

masse molaire entre les molécules 76. Les facteurs de corrections représentant le rapport des

masses molaires sont respectivement de 1,0182 et 1,080 pour les hydroxyphéophytines a et b ;


47

0,933 et 0,934 pour les pyrophéophytines a et b. Les concentrations exprimées en mg.kg-1

de

pulpe fraîche sont calculées avec les équations 12, 13, 14 et 15.

[ ] [( ) ]

( ) ( ⁄ ) (

⁄ )

Ai : surface de pic de l’hydroxyphéophytine a à 400 nm (Équation 12)

[ ] [( ) ]

( ) ( ⁄ ) (

⁄ )

Ai : surface de pic de la pyrophéophytine a à 400 nm dans l’échantillon (Équation 13)

[ ] [( ) ]

( ) ( ⁄ ) (

⁄ )

Ai : surface de pic de l’hydroxyphéophytine b à 450 nm dans l’échantillon (Équation 14)

[ ] [( ) ]

( ) ( ⁄ ) (

⁄ )

Ai : surface de pic de la pyrophéophytine b à 450 nm dans l’échantillon (Équation 15)

2.4.7. Dosage de la lutéine et du - carotène

Les courbes d’étalonnage externe du -carotène et de la lutéine sont établies à partir de

la solution dont la concentration est mesurée au spectrophotomètre, et calculée à l’aide des

coefficients d’extinction molaire en utilisant la loi de Beer-Lambert 99. Les équations 16 et

17 permettent d’avoir les concentrations en mg.kg-1

de pulpe fraiche de ditax :

[ ] ( )

( ⁄ ) (

⁄ )

Ai : surface de pic de la lutéine à 450 nm dans l’échantillon (Équation 16)

[ ] ( )

( ⁄ ) (

⁄ )

Ai : surface de pic du β-carotène à 450 nm dans l’échantillon (Équation 17)


48

2.5. Cinétiques de dégradation thermique des micro-constituants de la pulpe

2.5.1. Traitement thermique des nectars de ditax

La dégradation thermique du nectar de ditax est étudiée à des températures de 60°C,

70°C, 80°C, 90°C et 95°C pour les pigments et l’acide ascorbique. Pour les pigments, le

nectar (15 mL) est chauffé dans des tubes en verre borosilicaté avec bouchons à vis (longueur

100 mm, diamètre 16 mm, épaisseur 2 mm). Leur géométrie permet de se rapprocher d’un

chauffage isotherme. Les tubes sont immergés dans un bain d’huile thermostaté (AM 3001K,

Fisher Bioblock Scientific, Illkirch, France). Une sonde de température (Heidolph EKT 3001

± 1°C, Allemagne) reliée au bain est plongée dans un des tubes remplis de nectar afin de

contrôler la température en permanence durant le traitement thermique avec une précision de

± 0,1°C. Lors de l’étude de la dégradation de l’acide ascorbique, le nectar (50 mL) est chauffé

dans des flacons ambrés (60 mL) immergés dans un bain-marie thermostaté (Memmert,

Allemagne). La durée nécessaire à la mise en température des flacons et de leur

refroidissement est inférieure à 4 min. Ces phases transitoires peuvent donc être négligées par

rapport à la durée de chauffe. Par conséquent, le traitement thermique peut être considéré

comme isotherme. Les tubes ou les flacons sont prélevés à intervalles réguliers et refroidis

dans un bain de glace fondante et stockés à -20°C avant d’être analysés. La teneur en oxygène

dissous est mesurée avec un oxymètre (Multi 350i avec un capteur pour l’oxygène dissous

ConOx ; WTW, Allemagne).

2.5.2. Analyses biochimiques des nectars chauffés

Pour chaque couple temps/température, 2 tubes sont analysés pour les pigments

chlorophylliens et 3 flacons pour l’acide ascorbique. Les pigments ont été mesurés par HPLC

suivant la méthode décrite au paragraphe 2.4. La teneur en acide ascorbique est déterminée

par titration au 2,6 DCPIP (cf. tableau VII).

2.5.3. Modélisation de la cinétique de dégradation des micro-constituants du

nectar

2.5.2.1. Modélisation uni-réponse

De nombreuses références montrent que la dégradation des pigments chlorophylliens

et celle de l’acide ascorbique suit une cinétique de premier ordre, c’est-à-dire que la vitesse de

réaction est proportionnelle à la concentration en micronutriments [74, 76, 80, 82, 127-129].


49

L’évolution de la concentration de ces micro-constituants peut donc être modélisée selon

l’équation 18:

[ ]

[ ] (Équation 18)

X = le micro-constituant considéré, k = la constante cinétique en s-1

, et t = le temps en s

Après intégration de 0 à t, l’équation 18 donne l’équation 19 :

(

) (Équation 19)

où k peut être identifiée par régression linéaire.

Cette méthode est largement utilisée et de nombreuses valeurs de k peuvent être trouvées dans

la littérature [74, 94, 95, 98].

2.5.2.2. Modélisation multi-réponse

Au cours des traitements thermiques, les pigments chlorophylliens se dégradent et

génèrent de nouvelles molécules dans le cadre de schémas réactionnels pouvant être très

complexes. Il peut être intéressant de modéliser l’apparition de ces composés néoformés qui

ont des propriétés nutritionnelles et sensorielles spécifiques. La modélisation uni-réponse ne

permet pas d’accéder aux constantes cinétiques d’apparition. C’est pourquoi une tentative de

modélisation numérique de la cinétique de dégradation thermique des pigments dans le nectar

de ditax a été menée suivant une approche multi-réponse. Pour cela, un schéma réactionnel

observable a été construit en fonction des données présentes dans la littérature, puis a été

transcrit en système d’équations différentielles en supposant que toutes les réactions sont

d’ordre 1. Les constantes cinétiques ont été identifiées en ajustant le modèle sur les données

expérimentales par itérations successives selon la procédure de Levenberg-Marquardt avec le

logiciel MatLab (The Math Works, Inc., Natick, MA, USA)

2.5.2.3. Influence de la température sur les constantes cinétiques

Trois modèles ont été choisis pour étudier l’influence de la température sur les

constantes cinétiques 130. Le premier modèle décrivant l’influence de la température sur les

constantes cinétiques est la loi d’Arrhénius (équation 20), avec T = température (K), k∞ =

facteur pré-exponentiel (s-1

) qui représente la valeur de k à T∞, Ea = énergie d’activation

(J.mol-1

), R = constante des gaz parfaits = 8,31 (J.mol-1

.K-1

).


50

(

) (Équation 20)

Le deuxième modèle suit l’approche théorique d’Eyring-Polansky basée sur la théorie

d’état de transition où l’enthalpie d’activation (ΔH*) et l’entropie d’activation (ΔS*) sont les

paramètres du modèle (équation 21), avec T = température (K), ΔG*= enthalpie libre

d’activation (J.mol-1

), ΔH* = enthalpie d’activation (J.mol-1

), ΔS*= entropie

d’activation (J.mol-1

.K-1

), kB/h le rapport de la constante de Boltzmann sur la constante de

Planck = 2,084x10-11

(K-1

.s-1

) et R = constante des gaz parfaits = 8,31 J.mol-1

.K-1

.

(

) (Équation 21)

Le troisième modèle utilisé est le modèle de Ball ou de Bigelow fréquemment utilisé

dans le domaine alimentaire pour la destruction des microorganismes. Il définit le temps de

réduction décimale, laquelle est corrélée à la température via le facteur z (équation 22), avec T

la température (°C), D0 (s) la valeur de D à T=0°C, et le facteur z (°C).

⁄ (Équation 22)

Les pertes en pigments et en acide ascorbique au cours du traitement thermique sont

calculées en utilisant le modèle d’Eyring à partir de l’expression générale de la concentration

en pigments et en acide ascorbique en fonction du temps et de la température (équation 23).

[

(

) ∫ (

)

] (Équation 23)

Le modèle d’Eyring est ensuite validé sur des traitements non isothermes (simulant

ainsi les conditions réelles de pasteurisation). Trois barèmes de pasteurisation sont testés. Le

premier (70°C/100 min) simule une pasteurisation à basse température ; le 2nd

barème

(80°C/10 min) simule une pasteurisation standard et le 3ème

barème (85°C/3 min) simule une

pasteurisation à haute température. Les valeurs pasteurisatrice réelles VP et cuisatrice VC sont

calculées respectivement avec les équations 24 et 25. La valeur pasteurisatrice est calculée en

utilisant 70°C comme température de référence et un facteur de thermorésistance des

microorganismes, z de 10°C. Pour le calcul de la valeur cuisatrice, une température de

référence de 100°C a été utilisée et un facteur zc calculé pour chaque composé à partir de

l’équation 22.

∫ ( )

⁄

(Équation 24)

∫ ( )

⁄

(Équation 25)


51

2.6. Caractérisation des composés d’arômes de la pulpe de ditax

Les composés volatils de la pulpe de ditax fraîche ont été extraits par la technique

SAFE (Solvent Assisted Flavor Evaporation) puis analysés par GC-MS sur colonnes apolaire

(DB1-ms) et polaire (DB-WAX).

2.6.1. Extraction

La technique SAFE a été mise en œuvre pour validation de la quantification des

composés volatils du ditax. Elle consiste à évaporer à basse température, les composés

volatils préalablement extraits dans un solvant, sous vide très poussé (10-3

mbar), et les

condenser à basse température en présence d’azote liquide 131.

40 g de pulpe fraîche de ditax et 50 µL de 4-nonanol (étalon interne) sont combinés à

40 mL d’eau et 80 mL de dichlorométhane, puis l’ensemble est placé sous agitation dans un

bain de glace sous azote pendant 1 h (figure 13). Le surnageant est recueilli et le résidu de

pulpe est extrait à nouveau avec 80 mL de dichlorométhane et 40 mL d’eau pendant 30 min

pour assurer le transfert de la totalité des composés volatils présents dans la pulpe. Les phases

organiques sont rassemblées, séchées sur sulfate de sodium anhydre et introduites dans un

ballon de verre placé dans un bain marie chauffé à 30°C (figure 14). Après distillation à sec,

le système est laissé encore pendant 1 h sous vide pour permettre à l’ensemble des composés

de se volatiliser. Ensuite, le distillat est concentré dans un bain marie à 40°C grâce au système

d’appareillage « Kuderna-Danish » constitué d’une colonne de distillation à 3 balles Snyder,

un ballon et un tube concentrateur (figure 15). Le « Kuderna-Danish » est utilisé pour

concentrer des analytes à partir de solvants volatils. Les essais d’extraction préliminaires ont

été effectués en utilisant comme solvant d’extraction un mélange pentane-éther diéthylique

(50/50). Trois étalons internes ont également été testés (4-nonanol, 2-hexen-1-ol et 1-octanol)

(Sigma Aldrich).


52

Figure 13 : Dispositif mis en place pour l’extraction des composés volatils à froid sous azote.

Figure 14 : Dispositif SAFE.

Agitateur magnétique

Bain d’eau glacée Pulpe de ditax en présence du

solvant d’extraction et l’étalon

interne

Tuyau d’alimentation en azote

Bouchon

Piège rempli d’azote liquide

Ballon collecteur des

composés volatils extraits

Ballon contenant les extraits

à distiller


53

Figure 15 : Système Kuderna-Danish.

2.6.2. Analyse GC-MS

Un chromatographe en phase gazeuse 6890 couplé à un spectromètre de masse MSD

5973/ Gerstel Multipurpose Sampler MPS-2 (Agilent Technologies, Palo Alto, USA) a été

utilisé pour l’analyse des composés volatils. L’injection (1 µL) a été réalisée on column en

utilisant une colonne polaire DB-WAX J&W (30 m x 0,25 mm x 0,25µm) et une colonne

apolaire DB-1 ms J&W (0,25 mm x 30 m x 0,25 µm) (Agilent Technologies, Palo Alto, USA).

L’hélium est utilisé comme gaz vecteur à un débit constant de 1 mL.min-1

. L’élution est

réalisée avec la programmation de température suivante : de 40 à 170°C à 3°C.min-1

, puis

10°C.min-1

jusqu’à 240°C, puis isotherme 10 min. Les spectres de masse sont enregistrés en

mode (EI+) à 70eV, avec une amplitude de masse comprise entre 15 et 300 Da. L’analyseur

est de type quadripôle (T=150°C) et la température de la source est de 250°C.

2.6.3. Identification des composés volatils

Les données ont été analysées avec le logiciel d’acquisition et de retraitement de

données MSD Chem revD1. L’identification des pics est réalisée en comparant les spectres de

masses avec ceux de la base de données NIST 2008 (National Institute of Standards and

Technology) [132]. L’injection d’une série d’alcanes homologues de C8 à C20 (Sigma-

Colonne de

distillation à 3 balles

Snyder

Ballon

Tube concentrateur Bain-marie


54

Aldrich) a permis le calcul des indices de rétention de Kovats (KI) et leur comparaison avec

ceux trouvés dans la littérature notamment Pherobase [133] et Flavornet [134].

2.6.4. Quantification des composés volatils

La quantification des échantillons a été réalisée, en introduisant 41 µg de 4-nonanol

(étalon interne) dans 40g de pulpe. Le rapport des coefficients de réponse a été considéré égal

à 1, permettant ainsi une quantification en SAFE (équation 26).

(Équation 26)

mi et me représentant respectivement les masses du composé d’arôme inconnu et de l’étalon interne ;

Ai et Ae les surfaces de pic du composé d’arôme inconnu et de l’étalon interne

La quantité de chaque composé d’arôme exprimée en µg.kg-1

de pulpe fraîche de ditax

est obtenue en utilisant l’équation 27.

[((

)

⁄ )] (Équation 27)

2.7. Caractérisation des procédés traditionnel et mécanisé d’extraction de la pulpe de

ditax

2.7.1. Description des procédés d’extraction de la pulpe et d’élaboration du

nectar

2.7.1.1. Procédé traditionnel

Le procédé d’extraction artisanal de la pulpe de ditax consiste à piler les fruits entiers

dans un mortier (cf. paragraphe 1.5.2.1., figure 6). Le mortier avec lequel nous avons

travaillé a les caractéristiques suivantes : profondeur 28 cm, diamètre externe 26 cm ;

diamètre interne 23,2 cm ; poids 10 kg. Le pilon a une longueur de 1,35 m et pèse 4,2 kg.

Après nettoyage, 3 lots de 10 kg de ditax sont pilés à raison de 4 batchs de 2,5 kg par lot. Les

paramètres du procédé sont relevés : nombre de coups de pilon et durée de pilage. Ensuite les

fruits pilés (mélange de pulpe, noyaux, débris de fibres et coques) obtenus des 4 batchs par lot

sont rassemblés et dilués avec 20 L d’eau. Les noyaux sont ensuite malaxés à la main pour

enlever totalement la pulpe résiduelle encore entremêlée dans le réseau fibreux. La pulpe

obtenue est ensuite tamisée grossièrement (2 mm) pour éliminer les noyaux et les débris de

coques grossiers.


55

2.7.1.2. Procédé mécanisé

Le procédé mécanique d’extraction de la pulpe de ditax a été mis au point par l’ITA

par adaptation d’une éplucheuse de pomme de terre (cf. paragraphe 1.5.2.2, figure 7) 11, 37.

L’éplucheuse utilisée est de type Hobart Potato Peeler 27 1032 151 model 6460. Comme

pour le procédé traditionnel, nous avons travaillé avec 3 lots de 10 kg de ditax. Chaque lot de

10 kg est trituré directement dans l’éplucheuse. 20 L d’eau sont ajoutées par lot. Nous

obtenons une pulpe diluée brute sans les noyaux dépulpés qui sont retenus à l’intérieur de

l’éplucheuse.

2.7.1.3. Elaboration du nectar

A partir de la pulpe diluée, la suite des opérations unitaires (formulation, raffinage,)

pour la préparation du nectar est identique aux deux procédés. Les nectars sont sucrés pour

obtenir un °Brix final de 14 puis raffinés avec un tamis fin (1 mm) pour enlever les débris de

coques, les fibres fines et les impuretés provenant du sucre. Les nectars sont ensuite

conditionnés dans des sachets multicouches et stockés à -18°C avant d’être analysés.

2.7.2. Caractérisation des nectars obtenus avec les deux procédés

Les nectars obtenus à partir des deux procédés ont été caractérisés sur le plan physique

pour déterminer leur teneur en solides insolubles en suspension (SIS), le profil

granulométrique, la vitesse de décantation, la viscosité et la couleur (tableau VII). L’aspect

des nectars a été observé avec un microscope optique Leica DM 2500. Les observations ont

été faites au grossissement 10, condenseur baissé et diaphragme presque fermé.

Sur le plan biochimique, nous avons déterminé l’acidité titrable, les pigments, la

teneur en acide ascorbique et les composés volatils.

2.8. Comportement des nectars au cours du stockage

2.8.1. Impact de l’emballage

Le nectar pasteurisé (95°C pendant 10 min) et conditionné dans quatre types

d’emballages (bouteilles en verre et en polyéthylène téréphtalate (PET), sachets en

polyéthylène basse densité (PEBD) et multicouches a été stocké à température ambiante et à

4°C pendant 60 jours pour suivre l’évolution de la couleur (L*a*b*) et de la teneur en acide

ascorbique. Les sachets multicouches sont constitués de PET (12 µm), d’aluminium (6 µm) et


56

de polyéthylène linéaire basse densité (LLDPE, 90 µm). La couleur a été déterminée avec un

colorimètre Konica minolta CR410 et la teneur en acide ascorbique par la méthode au 2,6-

DCPIP [118].

2.8.2. Impact de l’homogénéisation

Des essais d’homogénéisation ont été effectués sur le nectar de ditax avec un

homogénéisateur ALM2 Pierre Guérin (France) à 50, 80, 120, 130 et 140 bar. Après

homogénéisation, les nectars sont conditionnés dans des flacons en PET de 25 cL et stockés à

4°C pendant 54 j pour voir la stabilité de la suspension.

2.8.3. Qualité microbiologique

La qualité microbiologique du nectar de ditax pasteurisé et conditionné dans des

sachets doubles couches bicolores en PET (12µm) et PE (90µm), a été suivie pendant 6 mois

en mesurant par intervalles de temps réguliers les levures et moisissures, la flore aérobie

mésophile à 30°C et les spores mésophiles. Les analyses microbiologiques ont été réalisées

par le laboratoire de microbiologie de l’ITA. Les Levures et moisissures ont été déterminées

suivant la norme NF V08 novembre 2002 135, la flore aérobie mésophile suivant la norme

NF EN ISO 4833 Mai 2003 136 et les spores mésophiles selon la norme ISO/TS 27265:2009

137.

2.9. Différenciation des formes comestibles et toxiques de Detarium senegalense

2.9.1. Etude botanique des formes comestibles et toxiques

Les différents organes d’arbres toxique et comestible (feuille, écorce, fruit) sont

observés directement à l’œil nu et à la loupe (observation macroscopique). Pour l’observation

microscopique, l’organe à étudier (légèrement broyé ou en poudre) est placé dans une goutte

de solution d’iode (5 mL KI dans 100 mL d’eau bi-distillée) ou de potasse (KOH à 5% dans

l’alcool à 70°C) déposée sur une lame, recouvert par une lamelle puis observé au microscope.

La potasse permet d’observer les différents tissus végétaux et l’iode est utilisé pour mettre en

évidence les réserves d’amidon.


57

2.9.2. Etude chimique des formes comestibles et toxiques

2.9.2.1. Préparation des extraits bruts

Six fruits comestibles et six fruits toxiques sont décortiqués manuellement afin de

séparer la coque (épicarpe) et la pulpe (mésocarpe) pour constituer après mélange, un lot

d’épicarpe comestible, un lot de pulpe comestible, et parallèlement, un lot d’épicarpe toxique

et un lot de pulpe toxique. Dans chaque lot, 1 g est prélevé et mis à macérer dans 10 mL de

dichlorométhane (Merck) sous agitation constante durant 1h dans un bain marie à ultrasons

(Bioblock Scientific, 88154). Les extraits sont ensuite filtrés sur papier filtre, puis les solvants

sont évaporés au moyen d’un évaporateur centrifuge (Centrivap Concentrator Labconco)

10 min à 35°C. Les extraits sont conservés 48 h à 4°C avant d’être analysés. Les feuilles et les

écorces correspondant aux arbres comestibles et toxiques sont broyées séparément. Chaque

lot a été mis à macérer dans 10 mL de dichlorométhane avec des prises d’essais de 1 g à 1,4 g

pour les feuilles et de 27 mg à 355 mg pour les écorces.

2.9.2. 2. Analyse des extraits bruts de dichlorométhane par

chromatographie sur couche mince

Chaque extrait brut est déposé à l’aide d’une pipette capillaire sur une plaque de silice

(prête à l’emploi) Silica gel 60 F254 à support en aluminium (Merck). Les plaques sont

placées dans une cuve en verre conventionnelle (Camag), contenant une phase mobile binaire

toluène-acétate d’éthyle (93:7). Après la migration, les plaques sont chauffées à 250°C avec

un séchoir pour évaporer le solvant. Les plaques sont observées visuellement sous lampes UV

à 254 nm (extinction de la fluorescence) et 365 nm (fluorescence propre). La vaporisation des

réactifs chimiques en solution sur les plaques a permis de compléter les observations faites

visuellement. Pour la révélation des composés recherchés, l’acide phosphomolybdique

(vaporisation) a été utilisé pour la mise en évidence des phénols et des terpènes ;

l’anisaldéhyde sulfurique (vaporisation) pour la mise en évidence des principes amers, des

terpénoïdes et des saponines. Pour les stérols et les triterpènes, le réactif de Liebermann a été

utilisé. Les composés avec des doubles liaisons ont été révélées en utilisant l’iode comme

révélateur (placé dans la cuve puis une fois que la cuve est saturée par les vapeurs d’iode, la

plaque est introduite à l’intérieur de la cuve) 138.


58

2.9.2.3. Analyse des extraits bruts par chromatographie en phase

gazeuse

Analyses préliminaires

Un chromatographe Trace GC Thermo Quest couplé à un détecteur de masse Trace

MS plus est utilisé pour l’analyse des extraits bruts par chromatographie en phase gazeuse. La

séparation est réalisée sur une colonne capillaire RTX 5 (30 m x 0,25 mm I.D., 0,25 µm). Le

programme suivant a été utilisé : température de 50°C pendant 5 min puis une rampe de

5°C.min-1

jusqu’à 270°C et maintien de la température pendant 15 min. La température de

l’injecteur est de 250°C, en mode splitless, avec un flux de 1 mL.min-1

. L’hélium est utilisé

comme gaz vecteur à un flux de 1 mL.min-1

. Les extraits sont repris dans 1 mL de

dichlorométhane avant d’être injectés. Les volumes d’injections sont respectivement de 2,4 ;

3,3 ; 2,5 ; 3,2 et 2,8 l pour la pulpe toxique, la pulpe comestible, les jeunes feuilles

comestibles, les feuilles adultes comestibles et les feuilles adultes toxiques. Un temps

d’analyse de 60 min est programmé afin de permettre la visualisation des pics majoritaires.

Les tentatives d’identifications des spectres ont été réalisées par comparaison à une

bibliothèque NIST.

Essais de mise en évidence des triterpénoïdes (lupéol et lupénone) dans les

échantillons toxiques

Des extraits de dichlorométhane ont été préparés de nouveau à partir des feuilles

d’arbres adultes comestibles et toxiques récoltés en 2012. Les extraits ont été analysés par

CPG d’abord seuls, puis en co-injection avec les étalons de lupénone (Sigma Aldrich) et

lupéol (Fluka Analytical). Des extraits d’éther et d’acétone de feuilles provenant de cinq

arbres adultes toxiques récoltés en 2011 ont été également préparés (0,35 g de feuille dans

25 mL de solvant), concentrés puis repris dans du dichlorométhane (pour avoir le même

solvant) avant d’être analysés par CPG en absence et en présence des étalons. Les conditions

chromatographiques sont les mêmes que celles utilisées pour les analyses préliminaires.

2.9.2.4. Essai de mise en évidence des glycosides cyanogènes dans les

pulpes comestibles et toxiques

Les glycosides cyanogènes sont détectés en utilisant la technique du papier picrosodé

décrite par Harborne 139. Les échantillons de pulpe, d’épicarpe, de feuilles et d’écorces

provenant de 5 arbres toxiques et 5 arbres comestibles sont analysés en triple. Le matériel


59

végétal est placé dans un tube à essai avec 1,5 mL d’eau et 6 gouttes de chloroforme puis

broyé avec une tige en verre. Le tube est ensuite fermé avec un bouchon après avoir

préalablement placé le papier picrosodé sur le col du tube. Les tubes sont incubés 2 h à

température ambiante. Un changement de couleur du jaune au rouge brun au bout des 2 h

signifie qu’il y a eu libération de HCN par la plante (présence de glycoside et des enzymes

endogènes). Si au bout de 2 h, aucun changement de couleur n’est observé, on laisse les tubes

24-48 h. Si après 48 h il n’y a pas de changement de couleur, cela signifie que le test est

négatif pour les glycosides cyanogènes. Si la couleur change durant les 48 h cela signifie qu’il

y a eu libération spontanée d’HCN sans action de l’enzyme. Une feuille de laurier cerise est

utilisée comme référence. Le papier picrosodé est préparé en imprégnant des lamelles de

papier filtre dans une solution d’acide picrique 0,05 M (Prolabo) préalablement neutralisé

avec du bicarbonate de sodium. Le papier est ensuite séché à l’air libre à la température

ambiante.

2.9.2.5. Comparaison du profil des composés phénoliques

Les composés phénoliques sont étudiés sur les pulpes et les coques lyophilisées

provenant des fruits toxiques et comestibles. L’extraction des composés phénoliques est

effectuée en agitant pendant 10 min, 500 mg de pulpe avec 20 mL d’acétone pur. Après

filtration et évaporation, l’extrait est repris dans 2 mL d’un mélange méthanol-eau 50/50 puis

filtré avec un filtre de 0,45µm. Les extraits de pulpe sont ensuite analysés par HPLC/MS sur

une colonne ACE C-18 (250 mm x 4.6 mm, 5 µm (AIT France) thermostatée à 30°C. Les

phases mobiles utilisées sont constituées pour l’éluant A, d’un mélange eau / acide formique

(0,1%) et, pour l’éluant B d’un mélange eau / acétonitrile / acide formique (19,9/80/0,1). Le

gradient binaire suivant a été utilisé à un débit de 0,7 mL.min-1

: T = 0 min : 5 % B ; T = 50

min : 35 % B ; T = 55 min : 50% B; T = 60 min : 80% B ; T = 65 min : 100% B ; T = 70 min :

100% B ; T = 72 min : 5% B ; T = 85 min : 5% B. Le volume d’injection est de 10µL. La

détection est effectuée à 280, 330 et 360 nm.

L’analyse par HPLC/MS est réalisée sur une chaîne CLHP SURVEYOR, équipée

d’un détecteur à barrette de diodes modèle UV6000LP, de pompes quaternaires P4000, d’un

injecteur automatique AS3000 et couplée à un spectromètre de masse LCQ équipé d’une

source d’ionisation électro spray (THERMO FINNIGAN, San José, USA).

L’électro-nébulisation est réalisée en mode négatif. La plage de masses est comprise entre 100

et 2000 Da. La température de désolvatation est de 330°C. La tension du spray est de 5000 V.


60

Les fragmentations de type MSn sont réalisées avec des énergies de collision comprises entre

30 et 50 %.

2.9.2.6. Comparaison des composés volatils des fruits toxiques et

comestibles

Caractérisation des fruits entiers par SPME/GC-MS.

Deux lots de 8 fruits (à l’état congelé) comestibles et toxiques sont placés chacun dans

un bocal en verre étanche muni d’un septum au niveau du couvercle. La micro extraction des

composés volatils a été réalisée pendant 2h à température ambiante avec une fibre rose

PDMS-DVB polydiméthylsiloxane-divinylbenzène 65µm (StableFlexTM

SPME fiber,

Supelco) placée au niveau du septum. Le système chromatographique Agilent 5973 Network

Mass Selective Detector / Gerstel Multipurpose Sampler MPS-2 twister a été utilisé. Après

piégeage, l’injection a été réalisée en mode splitless, avec une température de désorption de

250 °C pendant 180 s. Le temps global de la séquence était de 60,3 min. Les composés ont été

séparés sur une colonne capillaire polaire DB-WAX J&W 122-7032 (température maximale

260 °C) 30 m x 0,25 mm x 0,25µm. La température initiale du four était de 40°C pendant 1

min, puis il a été programmé à 3°C.min-1

de 40°C à 170°C et de 10°C/min jusqu’à 240°C

(isotherme 10 min). L’hélium a été utilisé comme gaz vecteur à un débit constant de

1 mL.min-1. Les spectres de masse sont enregistrés en mode impact électronique (EI) à 70eV,

scannant une gamme de masse allant de 40 à 300Da. La température de la source est de

250°C.

Extraction des composés volatils des fruits avant et juste après cueillette.

Pour les tests avant cueillette, 2 fruits par arbres (comestible et toxique) sont entourés

avec un sachet en cellophane attaché à son extrémité avec une lanière en caoutchouc pour

assurer un environnement hermétique (figure 16a). Après 1 h dans ces conditions, la fibre

SPME PDMS-DVB est dégarnie à l’intérieur du sachet pendant 1 h pour permettre aux

composés volatils de s’adsorber sur la fibre. Pour les tests après cueillette, 2 fruits récoltés

sont immédiatement placés dans un bocal en verre hermétique. Après 1 h d’incubation, la

fibre est placée sur le haut du bocal pendant 1 h (figure 16b). Après la micro extraction, les

fibres sont ensuite rétractées et envoyées à Montpellier pour analyse. Les conditions de la

GC-MS sont les mêmes que celles décrites dans le paragraphe 2.6.2.


61

(a)

(b)

Figure 16 : Extraction des composés volatils des fruits toxiques et comestibles sur l’arbre (a)

et juste après cueillette (b).

Fibre SPME

Fibre SPME

Résultats et Discussion

62

Analyse des composés volatils de la pulpe toxique et dosage spécifique de

l’isovaléronitrile

Les composés volatils de la pulpe de ditax toxique ont été extraits par SPME et par

SAFE puis analysés par GC-MS sur colonne apolaire (DB-1ms) et polaire (DB-WAX) suivant

le même protocole utilisé pour la caractérisation de la pulpe comestible mis à part la pulpe

toxique qui a été homogénéisée à l’ultraturax . L’isovaléronitrile a été quantifiée après

addition d’une quantité connue dans l’échantillon et calcul du coefficient de réponse par

rapport à l’étalon interne suivant la méthode des ajouts dosés [140]. Vingt g de pulpe de ditax

toxique et 40 mL d’eau sont mélangées et réparties en 5 lots de 4 mL dans des flacons de 10

mL. Ensuite, 1,6 µg de 4-nonanol sont ajoutés dans chaque flacon et 1,5 µg d’isovaléronitrile

sont ajoutées dans 3 flacons, les 2 flacons constituent les témoins. Le piégeage est réalisé en

enceinte thermostatée sous agitation à 250 tours.min-1

pendant 1h dans l’espace de tête des

flacons (5 min de stabilisation à 60°C) en utilisant une fibre SPME polydiméthylsiloxane /

divinylbenzène (PDMS/DVB, 65 µm). Les conditions de la GC-MS restent les mêmes que

celles décrites au paragraphe 2.6.2. Le coefficient de réponse R est calculé à partir de

l’équation 28 :

(

) (

) (Équation 28)

Une fois le coefficient de réponse déterminé, il est possible de calculer la concentration de

l’isovaléronitrile (μg.100g-1

de pulpe) dans les échantillons à partir de l’équation 29.

[ ] (

) (

) (Équation 29)

Ai= aire de pic de l’isovaléronitrile dans la pulpe toxique

2.9.3. Tests de toxicité cellulaire

2.9.3.1. Test à partir des extraits méthanoliques

Préparation des extraits

Les extraits méthanoliques (identiques à ceux préparés pour l’analyse des composés

phénoliques décrite au paragraphe 2.9.2.5.) sont préparés à partir des pulpes et coques

comestibles et toxiques lyophilisées. Dix g d’échantillon (pulpe, coque) toxique sont agités

pendant 10 min en présence de 5 mL d’eau et 40 mL de méthanol. La phase liquide est filtrée


63

sur papier filtre puis le résidu extrait à nouveau par 20 mL de méthanol pendant 10 min. La

phase méthanolique est évaporée sous vide avec un évaporateur rotatif. L’extrait brut est

repris dans 2mL puis 10 mL d’éther diéthylique sont ajoutés pour éliminer les chlorophylles.

La phase aqueuse ainsi récupérée constitue notre extrait brut. Les volumes finaux des extraits

sont respectivement de 6,1-6,5-9,6 et 11,6 mL pour la coque toxique, la pulpe toxique, la

pulpe et la coque comestible. Les extraits de fruits comestibles sont préparés à partir de 5 g de

pulpe et 5 g de coque en présence de 2,5 mL d’eau. Ensuite, 40 mL de tampon phosphate

salin (PBS) sont ajoutés aux extraits de pulpe et de coque, comestible et toxique. Les extraits

dilués sont ensuite filtrés sur 0,45µm pour pouvoir les tester sur les cellules, puis dilués dans

le milieu de culture à une concentration de 20 mg.mL-1

. Les concentrations suivantes en

mg.mL-1

sont testées sur les cellules : 10 - 5 – 1 - 0,5 – 0,1 – 0,05 – 0,01 – 0,005 – 0,001 –

0,0005–0,0001. Chaque concentration est répétée 6 fois. Le pH de chaque extrait est

également mesuré surtout aux concentrations élevées, car une diminution significative du pH

peut modifier l’activité mitochondriale des cellules et interférer sur l’interprétation des

résultats.

Préparation des cellules et ajout des extraits dans les plaques

Les essais sont réalisés sur une lignée de cellules J774A1 de macrophages murins

(American Type Culture Collection, ATCC, TIB67 ; Rockville, MD). Le milieu de culture

utilisé est le milieu RPMI 1640 + GlutaMAXTM

(GIBCO) auquel sont ajoutés 10 % de sérum

de veau fœtal décomplémenté (par chauffage 30 min à 56°C) et des antibiotiques (pénicilline

et streptomycine). Ce milieu est utilisé pour la culture des cellules. Dans une plaque de 96

puits, 100 µL de suspension cellulaire (0,5x106.mL

-1) par puits sont incubées pendant 24h

dans une étuve (Heraeus Instruments) à 37°C en atmosphère humide à 5% de CO2. Au bout

de 24h, les cellules forment un tapis confluent au fond du puits et sont utilisées pour les tests

de viabilité avec les extraits. Les extraits sont ensuite ajoutés aux cellules adhérentes à raison

de 100 µL pour chaque concentration d’extrait dilué dans le milieu de culture. Les plaques

sont incubées pendant 2h à 37°C dans une atmosphère humide en présence de 5% de CO2.

Après 2h d’incubation, la viabilité cellulaire est mesurée par une méthode colorimétrique.

Nous avons ajouté dans chaque puits, 20 µL d’une solution de MTS/PMS (100µL de PMS

pour 2 mL de MTS). Les plaques sont incubées à nouveau pendant 4h à 37°C en atmosphère

humide avec 5% de CO2. Après incubation, l’absorbance est mesurée à 490 nm. Cette

méthode est basée sur la réduction du MTS [3-(4,5-diméthylthiazole-2-yl)-5-(3-


64

carboxyméthoxyphenyl)-2-(4-sulfophényl)-2H-tétrazolium] couplé au PMS (phénazine

méthosulfane) en formazan (composé coloré). Cette conversion est assurée par le NADPH ou

NADH produit par les déshydrogénases dans les cellules métaboliquement actives. Le PMS

est utilisé comme coupleur d’électron 141. Après une incubation de 4h en présence de

MTS/PMS, la quantité de formazan produite est mesurée par la lecture de l’absorbance à

490 nm avec un lecteur de plaques. L’absorbance est directement proportionnelle au nombre

de cellules vivantes dans le milieu de culture. Une diminution de l’absorbance correspond à

une mise en évidence d’une cytotoxicité.

2.9.3.2. Test à partir des extraits de fruits (coques et pulpes)

lyophilisés

Les tests de cytotoxicité ont été réalisés à partir des fruits lyophilisés suivant le

principe utilisé pour les extraits méthanoliques. Des solutions à 40 mg.mL-1

sont préparées

directement dans le milieu de culture RPMI (tableau X).

Tableau X : Prise d’essai (g) utilisée dans la préparation des

solutions.

Echantillons Prise d’essai (g) Milieu RPMI (mL)

Coque comestible 1,54 38,23

Pulpe comestible 1,57 39,5

Coque toxique 1,52 37,9

Pulpe toxique 1,59 39,7

Après agitation, les extraits sont placés dans un bain à ultrasons pendant 10 min puis

centrifugés 5 min à 4000 rpm. Les surnageants sont récupérés, filtrés sur 0,45μm puis une

gamme de 9 concentrations est préparée à partir de chaque extrait. Les concentrations

suivantes ont été testées : 10 – 2 – 1 - 0,2 - 0,1 - 0,02 - 0,01 - 0,002 - 0,001 mg.mL-1

. Le pH

des extraits a également été mesuré. La suite des opérations est similaire aux tests effectués

sur les extraits méthanoliques.

2.9.3.3. Test de cytotoxicité de l’isovaléronitrile

La toxicité de l’isovaléronitrile a été également testée aux concentrations (%)

suivantes : 1- 0,5 – 0,1 - 0,05 – 0,01 – 0,05 – 0,001 – 0,0005.


65

RESULTATS ET DISCUSSION

1. CARACTERISATION DES FRUITS COMESTIBLES

La première partie de ce travail de thèse sur la caractérisation du ditax a consisté à

étudier les principales caractéristiques physico-chimiques des fruits suivant les zones de

cueillette du fruit au Sénégal et évaluer leur variabilité. Ainsi, les fruits provenant de six

zones ont été étudiés : Falia, Dionewar, Niodior, Kabiline 2, Diannah et Thiobon.

1.1. Pomologie

Les principaux résultats obtenus sur les caractéristiques biométriques sont présentés

dans le tableau XI et sur la figure 17. En ce qui concerne la dimension des fruits, des

différences significatives ont été mises en évidence suivant la provenance géographique. Le

diamètre moyen des fruits, toutes origines confondues, est de 3,8 cm ± 0,46. De ce fait, les

fruits provenant de Diannah (4,39 cm) et Thiobon (4,05 cm) qui ont un diamètre supérieur au

diamètre moyen sont plus gros, suivis par ceux de Dionewar et Kabiline 2 qui ont des

diamètres proches (3,7 et 3,8 cm) du diamètre moyen. Les fruits provenant de Falia et Niodior

sont les plus petits avec des diamètres inférieurs (3,5 cm) au diamètre moyen. Nos résultats

ont également mis en évidence des différences importantes entre certains lots de même

origine géographique notamment ceux récoltés à Dionewar où le coefficient de variation est

de 14%. Le diamètre observé sur les fruits récoltés à Diannah et à Thiobon se situe dans la

moyenne de celui rapporté par d’autres auteurs (4 à 8 cm) alors que celui mesuré pour les

autres localités et celui observé sur toutes les localités confondues sont légèrement inférieurs

1, 2, 16.

Tableau XI : Masse et diamètre des fruits de D. senegalense récoltés dans différentes

localités du Sénégal (moyennes et écart- type sur 30 mesures, les moyennes suivies d’une

lettre différente sont significativement différentes au seuil P < 0,05 (méthode de Newman et

Keuls).

Zones de collecte Falia Dionewar Niodior Kabiline 2 Diannah Thiobon

Masse (g) 37,33

d

(6,16)

43,74c

(10,32)

39,75cd

(8,87)

49,05b

(5,98)

62,59a

(7,36)

62,96a

(9,08)

Diamètre (cm) 3,50

d

(0,26)

3,70c

(0,52)

3,47d

(0,32)

3,83c

(0,22)

4,39a

(0,28)

4,05b

(0 28)


66

La masse moyenne des fruits a également présenté une variabilité plus ou moins

importante suivant les zones de collectes avec une hétérogénéité au sein d’une même zone

géographique (coefficients de variation compris entre 12 et 24%). La masse moyenne des

fruits (49,24g ± 0,13) toutes localités confondues, étant inférieure à celles observées pour les

localités de Thiobon et Diannah, les fruits provenant de ces localités sont donc plus lourds,

suivis de ceux de Kabiline 2 qui ont une masse voisine de la moyenne. De même, les fruits de

Thiobon sont plus riches en pulpe (24,82g ± 3,82) suivis de ceux de Diannah (19,46 ± 2,29),

leur teneur en pulpe étant largement supérieure à la teneur moyenne en pulpe des fruits, toutes

localités confondues (16,77g ± 5,13). Les localités de Falia, Niodior, et Kabiline 2 ont des

teneurs en pulpe inférieures à la moyenne, toutes localités confondues. La proportion de la

pulpe, toutes origines confondues, est de 34%. Elle est inférieure aux 37 et 47% signalés dans

la littérature 5, 38. Les variabilités observées au niveau des différents constituants du fruit

pourraient être expliquées par divers facteurs, notamment les conditions pédoclimatiques, la

phénologie des arbres ou les modes de conservation post-récolte.

Figure 17 : Masses moyennes des différents constituants de fruits de D. senegalense collectés

dans 6 localités du Sénégal (Moyenne et écart-type mesurés sur 30 mesures).

0

10

20

30

40

50

60

70

Falia Dionewar Niodior Kabiline 2 Diannah Thiobon

Mass

e (g

)

Zones de cueillette (Sénégal)

Epicarpe (g)

Pulpe (g)

Noyaux (g)

d

d

d

c

c

c

cd

d

ab

b

d

c

a

b

b

b

a

a


67

1.2. Composition de la pulpe

Le tableau XII nous montre que la pulpe du ditax renferme une teneur en eau

relativement faible pour un fruit. Quelle que soit la provenance des fruits, la teneur moyenne

toutes localités confondues est de 62,6% avec un coefficient de variation de 4% seulement.

Les fruits provenant de Diannah et Dionewar sont plus riches en eau (65%). Ces résultats sont

proches de ceux trouvés dans la littérature où les teneurs en eau de la pulpe de ditax sont de

66,9 et 73,89 % 2, 38. La teneur en eau de la pulpe de ditax est moins élevée que celles

trouvées dans la plupart des fruits comme la goyave à chair rose ou la grenade, où les teneurs

en eau sont de 80%, ou encore la papaye qui a une teneur en eau comprise entre 85,8 et 88,9%

142.

L’acidité titrable est comprise entre 23,9 et 45,7 mEq.100g-1

avec une moyenne de

31,9 mEq.100g-1

(coefficient de variation de 27%) et est largement supérieure au

0,16 mEq.100g-1

trouvé par Cissé (2007) 5. Cependant, l’acidité titrable de la pulpe de ditax

est faible en comparaison avec celle d’autres fruits locaux comme le pain de singe (97-144

mEq.100g-1

) 143, le maad (Saba senegalensis) avec une acidité de 78,5 mEq.100g-1 143 ou

le bissap (943,64 mEq.100g-1

) 5. Néanmoins, la pulpe de ditax est largement plus acide que

l’eau de la noix de coco verte qui présente une acidité de 1,33 mEq.100mL-1

144. Plus

l’acidité titrable est faible, moins le fruit est acide. L’acide shikimique est l’acide organique

majoritaire (7 839,36 ± 125,95 mg.100 g-1

base sèche) devant l’acide quinique (3 790,79 ±

167,2 mg.100 g-1

base sèche), l’acide oxalique (168,55 ± 13,87 mg.100 g-1

base sèche) et

l’acide fumarique (26,91 ± 167,2 mg.100 g-1

base sèche). Le pH moyen des pulpes toutes

origines confondues est de 3,51 avec un coefficient de variation de 3,9%. Le pH de la pulpe

de ditax est similaire à celle de la goyave à chair rose (3,6), de l’ananas (3,4 à 3,7), de la

carambole (3,3 à 3,5), de l’orange (3,2 à 3,5), de la grenade (3,5 à 4) ou du kiwi (3,8) 142.

Cependant, le pH de la pulpe de ditax est plus faible que celui de la pulpe de mangue (4,5), du

melon (5) ou de la papaye (5 à 5,5) 142 et plus élevé que celui du jus de limette (2,9 à 3,2)

142, du maad (2,19 à 2,44), du pain de singe (2,78 à 3,02) ou du tamarin (1,89 à 1,97) [115,

143].

La teneur en sucres totaux exprimée par rapport à la matière sèche est la même quelle

que soit la provenance des échantillons, la moyenne, toutes localités confondues, étant située

à 22,51 g.100g-1

.


68

Tableau XII : Principales caractéristiques de la pulpe du fruit de Detarium senegalense à partir d’échantillons collectés dans différentes

zones géographiques au Sénégal. (Moyennes et écart-types sur 3 mesures).

Paramètres Unité Falia Dionewar Niodior Kabiline 2 Diannah Thiobon

Humidité g.100g-1

62,25

c

(0,11)

65,07a

(0,09)

63,83b

(0,16)

58,16d

(0,55)

65,58a

(0,50)

61,86c

(0,05)

pH 3,50

a

(0,01)

3,34ab

(0,01)

3,34ab

(0,02)

3,36ab

3,17b

(0,01) 3,22

b

Acidité Titrable mEq.100g-1

23,9d 24

c 23,9

cd

35,8b

(0,08)

45,7a

(0,08) 35,9

b

Acide ascorbique

g.100g-1

M.F

1 222,93e

(21,55)

1 372,85d

(47,40)

1 322,80d

(29,66)

2 228,04a

(62,09)

1 812,56b

(22,31)

1 476,22c

(10,02)

Protéines 1,91

ab

1,91

ab

1,86ab

0,09

2,06a

(0,09)

1,69b

(0,09)

1,59b

Cendres totales 2,34

a

(0,05)

1,40b

(0,01)

1,21b

(0,05)

1,60ab

(0,03)

1,29b

(0,03)

1,25b

(0,01)

Sucres totaux

g.100g-1

M.S

22,93a

(0,74)

22,89a

(0,39)

22,34a

(1,25)

23,08a

(0,87)

22,90a

(0,22)

22,58a

(1,16)

Sucres réducteurs 2,72

c

(0,2)

4,54a

(0,06)

2,65c

(0,19)

3,69b

(0,10)

4,43a

(0,85)

2,75c

(0,17)

Glucose 1,34

c

(0,13)

2,32a

(0,07)

1,34c

(0,12)

1,88b

(0,05)

1,94b

(0,26)

1,45c

(0,07)

Fructose 1,38

c

(0,18)

2,22ab

(0,10)

1,28c

(0,10)

1,82bc

(0,07)

2,48a

(0,69)

1,30c

(0,10)

Saccharose 20,21

a

(0,63)

18,35ab

(0,38)

19,70ab

(1,06)

19,38ab

(0,77)

17,66b

(1,91)

19,83a

(1)

Lipides g.100g-1

M.S 2,01

ab

(0,30)

1,97ab

(0,59)

1,80b

(0,01)

1,99ab

(0,06)

2,46a

(0,10)

1,79b

(0,09)

N

g.100g-1

M.S

0,825 0,921 0,764 0,785 0,850 0,746

P 0,064 0,064 0,075 0,060 0,048 0,072

K 1,479 1,133 1,420 1,568 1,340 1,446

Ca 0,051 0,045 0,053 0,049 0,064 0,062

Mg 0,095 0,094 0,1 0,079 0,083 0,092

Na 0,022 0,055 0,037 0,010 0,015 0,008

Fe mg.kg-1

M.S. 23,8 15,2 19,6 19,2 25,3 18,8


69

Le saccharose est le principal sucre majoritaire, le glucose et le fructose étant présents

en faible quantité (<2%). Kerharo et Adam 2 et Favier et al. 38 ont respectivement trouvé

des teneurs en glucides disponibles de 29,3 et 27,3 g.100g-1

alors que Cissé 5 a trouvé dans

la pulpe de ditax, des teneurs en sucres totaux de 55,42 g.100g-1

. Le ratio sucres solubles

totaux/acidité est souvent utilisé pour déterminer la qualité des fruits, plus ce ratio est élevé,

plus le fruit est sucré 142. Le rapport « sucres/acides » calculé (à partir des teneurs en sucres

en g.100g-1

M.F.) est respectivement de 0,36 ; 0,33 ; 0,34 ; 0,27 ; 0,17 et 0,24 g.mEq-1

pour

les pulpes des fruits provenant de Falia, Dionewar, Niodior, Kabiline 2, Diannah et Thiobon.

Ces valeurs sont nettement inférieures à celles de l’ananas (9 à 5) 142 mais plus élevées que

le rapport « sucres/acides » de la pulpe de maad (entre 0,1 et 0,19) ou de celui du pain de

singe (entre 0,19 et 0,28) 143. La pulpe de ditax est donc naturellement plus sucrée et moins

acide que la pulpe de maad ou du pain de singe. En revanche, elle est beaucoup moins sucrée

que la sapotille qui a un ratio « sucres / acides » de 129,25 145. L’indice de saveur sucrée

(IS) est autour de 8,43 (coefficient de variation 9,5%) pour l’ensemble des pulpes et a été

calculé avec les coefficients de conversion du glucose (0,8) et du fructose (1,2) selon

l’équation 30 :

[ ] ( [ ]) ( [ ]) (Équation 30)

La pulpe de ditax a une saveur plus sucrée que l’eau de coco qui a un indice de saveur

sucrée de 4,9 144. Il apparaît également que les fruits provenant de la région de Ziguinchor

(Kabiline 2, Diannah et Thiobon) sont plus acides que ceux provenant des îles du Saloum

(Falia, Dionewar et Niodior) avec un ratio « sucres/acides » plus faible.

La teneur en acide ascorbique trouvée (1 200 à 2 200 mg.100g-1

M.F.) est très élevée

et place le ditax parmi les fruits les plus riches en vitamine C. La moyenne, toutes origines

confondues est de 1 575 mg.100g-1

(coefficient de variation de 22%), les fruits provenant de

Kabiline 2 étant plus riches avec une concentration largement supérieure (2 228 mg.100g-1

±

62,09) à la moyenne. Ces valeurs sont voisines et légèrement supérieures à celles signalées

dans la littérature entre 900 et 1 290 mg.100g-1 3, 5, 38-40. Actuellement, les fruits connus

les plus riches en acide ascorbique sont l’acérole (2 000 mg.100g-1

) et le camu-camu (3 000

mg.100g-1

) 146. Le ditax est plus riche en acide ascorbique que le maad (167 à

317 mg.100g-1

), le pain de singe (254 à 315 mg.100g-1

) ou l’orange (50 mg.100g-1

) qui est

généralement cité comme référence 142-143. Dans la pulpe de ditax, l’acide ascorbique


70

représente plus de 96% de la vitamine C totale, ce qui veut dire que l’oxydation de la pulpe

est très faible.

La teneur en lipides est comprise entre 0,6 et 0,8 g.100g-1

M.F., ces valeurs sont

légèrement plus élevées que les 0,4% trouvés par Favier et al. 38. Elle est également

supérieure à celles trouvées dans la cerise (0,5%), la banane (0,3%) ou l’orange (0,2%) 147.

Les teneurs en protéines sont similaires à celles trouvées dans la littérature (1,9%) 38.

Concernant la teneur en minéraux, la pulpe de ditax est riche en potassium (entre 1,1

et 1,5 g.100g-1

M.S.) soit entre 0,4 et 0,7 g.100g-1

M.F. Les fruits ont habituellement des

teneurs moyennes en potassium comprises entre 150 et 300 mg.100g-1

M.F. La teneur en

potassium du ditax est comparable à celles des fruits à amandes (600 mg.100g-1

M.F.) et à la

pomme de terre (500 mg.100g-1

M.F) classés parmi les aliments riches en potassium 147.

Les teneurs en calcium trouvées (entre 16 et 22 mg.100g-1

M.F.) sont voisines de celles

reportées dans la littérature (27 mg.100g-1

M.F.) 38. Le rapport Ca/P moyen est de 0,87

alors que le rapport Ca/P idéal (pour que l’absorption de ces 2 sels minéraux soit optimale) est

voisin de 1,7 147. Cependant, la pulpe provenant de Diannah présente un rapport intéressant

Ca/P de 1,3. La teneur en fer se situe entre 0,56 et 0,93 mg.100g-1

M.F., et est inférieure à

celle reportée par Favier et al. (2,8 mg.100g-1

M.F.) 38. La teneur en fer du ditax est

largement inférieure à l’apport nutritionnel minimal en fer chez les enfants (7-8 mg.j-1

), les

femmes (14-30 mg.j-1

) et les hommes (10-12 mg.j-1

) 147. Le magnésium, oligoélément

fondamental pour la cellule est également présent à des teneurs intéressantes dans la pulpe de

ditax.

1.3. Composition de la farine de la graine

La farine de la graine de ditax contenue dans le noyau du fruit a été également

caractérisée pour déterminer sa composition (tableau XIII) et compléter ainsi l’étude portant

sur la pulpe. Elle est caractérisée par une faible teneur en eau (3,1%), une teneur en lipides de

7,5 g.100g-1

M.S. dont l’acide oléique (29,1%), l’acide béhénique (25,4%), l’acide palmitique

(12,5%) et l’acide lignocérique (11%) sont majoritaires. La teneur en lipides de l’amande est

voisine de celle trouvée par Favier et al. (7,5 g.100g-1

M.S.) 38 et par Wang et al.

(8,2 g.100g-1

M.S.) 8. La teneur en magnésium de l’amande (182 mg.100g-1

M.F) est

sensiblement plus élevée que celle du maïs ou de l’avoine (125 mg.100g-1

M.F.) 147. De

même, la teneur en calcium (195 mg.100g-1

M.F.) est supérieure à celle du lait (125 mg.100g-1

M.F.). Sa teneur en fer est intéressante, 13 mg.100g-1

M.F. si l’on considère les apports


71

nutritionnels minima recommandés 147. Au Nigéria, la farine de la graine de ditax est

traditionnellement utilisée comme agent épaississant 9.

Tableau XIII : Quelques caractéristiques de la graine de Detarium

senegalense J.F.Gmel (Moyennes et écart-type sur 3 mesures).

Paramètres Unité Concentration

Matière sèche g.100g-1

96,9

(0,6)

Sucres totaux

g.100g-1

M.S

0,32

(0)

Glucose 0,025

(0,010)

Fructose 0,08

(0)

Saccharose 0,22

(0,01)

N 2,503

P 0,344

K 0,105

Ca 0,201

Mg 0,188

Na 0,019

Fe 0,013

Lipides 7,5

(0,1)

Acides gras Noms % pondéral des

acides gras totaux

6:0 Acide caproïque 1,5

8:0 Acide caprylique 0,5

15:0 Acide pentadécylique 1,4

15:1 4,4

16:0 Acide palmitique 12,5

16:1 Acide palmitoléïque 0,2

18:0 Acide stéarique 3,4

18:1 (n-9) Acide oléique 29,1

18:1 (n-7) 0,6

18:2(n-6) Acide linoléique 1,1

20:0 Acide arachidique 1,4

20:1 Acide gadoléïque 3,6

20:02 Acide homolinoléïque 2,0

22:0 Acide béhénique 25,4

22:1 Acide érucique 1,0

22:2 0,3

x 0,4

24:0 Acide lignocérique 11,0


72

1.4. Pigments chlorophylliens de la pulpe

Le profil des pigments extraits de la pulpe de ditax est présenté sur la figure 18. Douze

pics correspondant à 8 pigments chlorophylliens et 4 pigments caroténoïdiques ont été

identifiés dans la pulpe de ditax (tableau XIV).

Tableau XIV : Données spectrales des pigments détectés dans la pulpe de ditax.

Pics Tr

(min) Pigments

λmax

mesurées (nm) λmax reportées (nm)

1 20,67 Chlorophylle b

(470 nm) 464, 600, 650

466, 600, 650a; 462,600, 648

b ; 465,

602, 650c; 457, 597, 646

f; 460, 647

g

2 20,84 Lutéine (450nm) 422,444, 472 444, 472

a; 424, 447, 474

f;

425,447,476g

3 21,37 Chlorophylle b’

(470 nm) 462, 600, 650 466, 602, 652

a; 462,600, 648

b

4 23,37 Zéaxanthine (450 nm) 426, 448, 480 425, 450, 479

e; 430, 450, 476

dh;

428,455, 481g

5 23,94 Chlorophylle a

(400 nm) 432, 618, 664

432, 618, 664 a ; 430, 616, 662

f; 431,

661g

6 24,74 Chlorophylle a’

(400 nm) 432,618, 664 432, 620, 666

a; 430, 618, 664

b

7 30,21 Hydroxyphéophytine

b’ (450 nm) 436, 528, 654 436, 528, 600, 652

b

8 31,85 Phéophytine b

(450 nm)

436, 528, 598,

654 436, 598, 652

a; 435, 649

g

9 32,24 Hydroxyphéophytine

a’ (400 nm)

410, 506, 536,

610, 666 408, 504, 534, 610, 666

b

10 33,60 Phéophytine a

(400 nm)

408, 506, 536,

608, 666 408, 506, 536, 608, 666

b; 411, 666

g

11 34,89 β-carotène (450 nm) 452, 476 452, 478dh

; 454, 476f; 455,481

g

12 36,44 9-Cis β-carotène

(450 nm) 425, 448, 472 425, 449, 475

h-

Entre parenthèses, longueur d’ondes de détection a

Kwang Hyun Cha et al. 2010 88 ; b Huang et al. 2008 89 ;

c Giuffrida et al. 2007 107 ;

d Dhuique-Mayer et al. 2007 [121] ;

e Hegazi et al. 1998 102 ;

f Nishiyama et al. 2005

148 ; g Montefiori et al. 2009 149 ;

h Fanciullino et al. 2006 150.


73

Parmi les pigments chlorophylliens, la phéophytine a (figure 18b) est le composé

majoritaire de la pulpe fraiche de ditax (128 mg. kg-1

; 58% des pigments totaux), suivie par

l’hydroxyphéophytine a’ (32,9 mg.kg-1

), la chlorophylle b (23,6 mg.kg-1

) et la chlorophylle a

(20,3 mg.kg-1

).

Figure 18 : Profils chromatographiques des pigments de la pulpe de ditax à 450 nm (a) et

400 nm (b). Pics : chlorophylle b, 1; lutéine, 2; chlorophylle b’, 3; zéaxanthine, 4;

chlorophylle a, 5; chlorophylle a’, 6; hydroxyphéophytine b’, 7; phéophytine b, 8;

hydroxyphéophytine a’, 9; phéophytine a, 10; β-carotène, 11 et 9-cis β-carotène, 12.

Les épimères de la chlorophylle telles que les chlorophylles a’ et b’ présentes dans la

pulpe de ditax fraîche, seraient probablement formés lors de l’extraction de la pulpe et/ou

durant le stockage. En effet, de nombreux travaux ont établis que les chlorophylles et leurs

molécules dérivées pouvaient subir une épimérisation en C-132 pendant la cuisson ou le

stockage des fruits et légumes verts 46, 89, 151. La présence de l’hydroxyphéophytine a’

pourrait être attribuée à l’oxydation de la phéophytine.

La différence de concentration observée (tableau XV) entre la pulpe fraîche (pulpe 1)

et la pulpe analysée après un an de stockage (pulpe 2) pourrait être attribuée à l’effet du

stockage.

(a)

(b)


74

La principale différence entre les deux pulpes est l’absence des chlorophylles a, a’ et

b’ dans la pulpe stockée (pulpe 2). En plus de la faible teneur des chlorophylles et des

caroténoïdes dans la pulpe stockée, la quantité de chlorophylle b diminue drastiquement et

passe de 23,6 à 2,9 mg.kg-1

. Théoriquement, la chlorophylle a et la chlorophylle b sont les

pigments majoritaires dans les plantes vertes. Cependant dans notre étude, c’est la

phéophytine a et l’hydroxyphéophytine a’ qui sont largement majoritaires par rapport aux

autres pigments. Ceci pourrait s’expliquer en partie par une conversion partielle et/ou une

dégradation des chlorophylles dans le ditax durant toutes les étapes depuis la cueillette, le

transport des fruits et l’extraction de la pulpe au laboratoire. Néanmoins, la phéophytine a est

le pigment majoritaire dans l’huile d’olive (9,12 mg.kg-1

123, 19,36-25,04 mg.kg-1 107)

mais en quantité moins importante que dans la pulpe de ditax. En revanche, seules la

chlorophylle a (11,2 mg.kg-1

) et la chlorophylle b (0,53 mg.kg-1

) ont été retrouvées dans le

kiwi (génotype Hayward) 148. De nombreuses études ont également démontré la présence

de dérivés contenant des groupements hydroxyles- chez Gynostemma pentaphyllum (herbe

traditionnelle chinoise), la mandarine, le brocoli, l’olive et la banane avec des teneurs qui

augmentent suivant la maturité 89, 112, 152-154. De plus, le ratio de la chlorophylle a et de

la chlorophylle b que nous avons trouvé pourrait être expliqué par la vitesse de dégradation de

Tableau XV : Concentration des pigments dans la pulpe de ditax (Pulpe 1,

pigments analysés dans la pulpe fraîche ; Pulpe 2, pigments analysés dans la

pulpe après 1 an de stockage à -20°C) (Moyennes et Écart-type sur 3

déterminations).

Pigments Concentration (mg.kg-1

)

Pulpe 1 Pulpe 2

Chlorophylle b 23,64 (1,90) 2,88 (0,16)

Lutéine 4,64 (0,20) 3,47 (0,06)

Chlorophylle b’ 5,19 (0,05) 0

Chlorophylle a 20,28 (6,30) 0

Chlorophylle a’ traces 0

Hydroxyphéophytine b’ 0,48 (0,07) 0,80 (0,05)

Phéophytine b 2,69 (0,03) 3,70 (0,16)

Hydroxyphéophytine a’ 32,95 (0,24) 23,89 (1)

Phéophytine a 128,02 (6,99) 116,5 (5,90)

β-carotène 3,61 (0,3) 2,69 0,23


75

la chlorophylle a qui est beaucoup plus rapide que celle de la chlorophylle b (4-10 fois durant

le stockage de la purée d’épinard) 155.

La lutéine et le β-carotène sont les principaux caroténoïdes même si la zéaxanthine et

le 9-cis-β-carotène sont également présents en traces. Selon la présence ou non d’oxygène, les

caroténoïdes sont répartis en 2 classes à savoir les caroténoïdes hydrocarbures non oxygénés

(α-, β- et γ-carotènes) et les caroténoïdes oxygénés plus connus sous le nom de xanthophylles

(lutéine, zéaxanthine, β-cryptoxanthine) 71. La lutéine est le caroténoïde majoritaire de la

pulpe de ditax avec une teneur moyenne 4,64 mg.kg-1

dans la pulpe fraîche. La lutéine comme

les autres caroténoïdes, n’est pas synthétisée par l’organisme et par conséquent doit être

apportée par l’alimentation 156. La lutéine est connue pour son rôle dans la protection

contre certaines formes de dégénérescence rétinienne, en particulier contre la dégénérescence

maculaire liée à l’âge 71. Avec la zéaxanthine, elles protègent la macula de l’œil contre les

radicaux libres soit en s’associant avec ces radicaux libres et réduisant ainsi le stress

oxydant (effet antioxydant) ; ou alors en absorbant les longueurs d’ondes riches en énergie

dans la gamme bleue du spectre, pour empêcher les dommages photochimiques 71. Les

aliments riches en lutéine sont les légumes en branches vert foncé tels que l’épinard, le

brocoli et la laitue avec des teneurs supérieures à 1 000 μg.100g-1

157. Cependant, le ditax

peut être considéré comme une source importante de lutéine en comparaison avec la teneur en

lutéine des fruits comme la pomme (84 μg.100g-1

), l’abricot (101 μg.100g-1

), la pêche

(78 μg.100g-1

), la mandarine (50 μg.100g-1

) ou l’orange Valencia (64 μg.100g-1

) 157. La

teneur en β-carotène (pro-vitamine A) mesurée dans la pulpe de ditax est au moins deux fois

plus importante que celle indiquée par Favier et al. qui avaient trouvé en moyenne 165 μg.100

g-1

(soit 1,65 mg.kg-1

) Equivalent β-carotène dans la pulpe fraîche 38. La pulpe de ditax est

plus riche en β-carotène que le jus de pomme où il est présent à l’état de traces, le jus

d’orange (42-70 μg.100 g-1

) ou le jus d’ananas (10-20 μg.100 g-1

) 157. Elle est néanmoins

deux fois moins importante comparée à celle du jus d’abricot (6 mg.kg-1

) qui permet de

couvrir 60% des AJR en pro-vitamine A estimés à 3 mg.j-1

158. Cependant, le β-carotène est

relativement stable car il est encore présent à 74,5% dans la pulpe après un an de stockage à -

20°C.

Le tableau XVI présente la comparaison des teneurs en principaux pigments présents

dans les pulpes des différentes zones étudiées. Ainsi, les pulpes provenant de Kabiline 2,

Diannah et Dionewar ont des teneurs en phéophytine a supérieures à la teneur moyenne en


76

phéophytine a toutes localités confondues qui est de 103 mg.kg-1

. Il en est de même pour la

lutéine où les pulpes provenant de Dionewar, Kabiline 2 et Diannah présentent des teneurs

supérieures à la teneur moyenne toute localité confondue (2,8 mg.kg-1

). La teneur moyenne en

β-carotène toutes localités confondues est de 2,39 mg.kg-1

.

1.5. Profil aromatique de la pulpe

La fraction volatile est constituée de 11 alcools aliphatiques, 1 alcool terpénique, 17

aldéhydes, 7 acides gras libres, 2 cétones, 2 esters, 3 hydrocarbures insaturés, 1 hydrocarbure

terpénique, 7 hydrocarbures sesquiterpéniques, 1 phénol et 1 acide organique. A noter que

nous avons utilisé un mélange d’alcanes C8-C20 qui permet le calcul des indices de Kovats.

Ce calcul est réalisé grâce à l’obtention d’une régression linéaire entre temps de rétention et

indice. Celle-ci a légèrement tendance à surévaluer les indices compris entre 800 et 1000 à

cause de la température initiale d’élution. En fonction de la colonne, les composés d’indices

inférieurs à 800 proches du pic de solvant ou co-élués avec celui-ci ne peuvent pas être pris en

compte. Ces raisons expliquent certains décalages notés dans les indices de rétention de

certains composés. Certains composés sont identifiés formellement (spectre de masse et

concordance des deux indices de Kovats avec la littérature) alors que ceux qui ne remplissent

pas tous les critères sont des tentatives d’identification.

Comme le montre le tableau XVII, les aldéhydes connus pour leurs notes « verte » et

« grasse » sont qualitativement et quantitativement les composés majoritaires dans la pulpe de

Tableau XVI : Teneur en principaux pigments des différentes pulpes étudiées (Moyennes et

écart-types sur 3 déterminations).

Paramètres Falia Dionewar Niodior Kabiline 2 Diannah Thiobon

mg.kg-1

M.F

Lutéine 2,77

c

(0,23)

3,63a

(0,19)

1,73e

(0,03)

3,47a

(0,06)

3,19b

(0,18)

1,99d

(0,09)

β-carotène 3,19

a

(0,10)

3,04a

(0,13)

1,48e

(0,01)

2,69b

(0,23)

2,17c

(0,16)

1,80d

(0,23)

Phéophytine a 100,30

c

(1,27)

107,13bc

(5,03)

89,43d

(4,45)

116,50ab

(5,85)

118,45a

(6,77)

89,92d

(8,37)

Phéophytine b 3,39

bc

(0,07)

3,18cd

(0,14)

2,89d

(0,21)

3,70b

(0,16)

4,19a

(0,22)

3,22cd

(0,30)


77

ditax fraîche avec une concentration totale de 6 704,5 µg.kg-1

soit 57% de la fraction volatile

totale de la pulpe. Parmi eux, le trans, cis-2,6-nonadiénal est le composé majoritaire et

représente à lui seul 21% de la fraction volatile totale (2 474 μg.kg-1

, 37% des aldéhydes

totaux).

Le cis-2-hepténal est le second composé le plus important et représente 16,4% de la

fraction volatile totale avec une concentration de 1 929,56 μg.kg-1

(29% des aldéhydes totaux).

Il est suivi du bicyclo [2, 2, 0] hexane-1-carboxaldéhyde (6,8% de la fraction volatile, 12%

des aldéhydes totaux) et du trans-2-nonénal (4% de la fraction volatile totale et 7% des

aldéhydes totaux). Les travaux de Haddad 1 ont montré que les composés majoritaires de

l’huile essentielle des fruits de Detarium senegalense sans épicarpe obtenu par

hydrodistillation avec récupération dans du dichlorométhane, sont le 2,6-nonadiénal (42,3%),

le trans-2-héptanal (13,5%), le cis-6-nonénal (7,5%), le trans-2-nonénal (7,4%), l’oxyde de

caryophyllène (2,5%), l’oxyde d’humulène (1,8%) et le tétradécane (0,7%). Les propriétés

sensorielles attribuées au trans, cis-2,6-nondiénal sont des notes de concombre, vert/cireux ;

gras, pénétrant/cireux pour le trans-2-nonénal ; melon ou melon-vert/agrume pour le cis-6-

nonénal ; vert et pastèque pour le cis, cis-3,6-nonadiénal 161-166. Pour l’hexanal et le trans-

2-hexénal, c’est la note verte qui est attribuée 159. Il a été largement reporté que les

composés volatils en C9 sont le résultat de l’action de la lypoxygénase sur les acides

linoléique et linolénique qui intervient juste après la rupture des tissus 167-168.

Les hydrocarbures sesquiterpéniques représentent la seconde classe de composés

(1 528 µg.kg-1

, 12,9% de la fraction volatile totale) avec le trans-α-bergamoténe qui est le

composé majoritaire avec 1 112 µg.kg-1

soit 73% des hydrocarbures sesquiterpéniques.

L’odeur de feuille de thé est associée à ce composé [133].

Les alcools aliphatiques représentent la troisième classe de composés avec 8,8% de la

fraction volatile totale pour une concentration de 1 040 μg.kg-1

de pulpe. Parmi les alcools

aliphatiques, le 1-hexanol (note florale, verte) est le composé majoritaire avec 332 μg.kg-1

soit

32% des alcools aliphatiques (2,8% de la fraction volatile totale) suivi du cyclopentanol (160

μg.kg-1

, 15,4% des alcools aliphatiques). Cependant, d’autres alcools comme le 1-butanol, le

cis-3-hexén-1-ol et le trans-2-hexén-1-ol ont également été mis en évidence dans la pulpe de

ditax. Certains de ces alcools ont été reportés dans d’autres fruits comme l’abricot 169-172,

le fruit du copoazù 173 ou l’acérole 174. Le 1,8-cinéole (note menthe, douce) est l’unique

alcool terpénique identifié (31,85 μg.kg-1

).


78

Tableau XVII : Composés d’arômes identifiés dans la pulpe de ditax après extraction par la technique SAFE

et séparation sur colonne polaire et apolaire.

Composés Indice de Kovats

sur DB-wax

Indice de Kovats

sur DB-1ms

Concentration

(µg.kg-1

de pulpe fraîche)

Note aromatique

exp. litt.b exp. litt

b

Alcools aliphatiques

1-butanol 1144 1145 - 658 12,34 ± 0,66 médicament, fruit 134, 159

1-pentén-3-ol 1155 1181 - 669 77,87 ± 2,76

1-pentanol 1242 1255 814 730 52,60 ± 3,75 balsamique 134

cis-2-pentén-1-ol nd 1313 814 740 112,12

Cyclopentanol 1314 1323 - 774 159,99 ± 4,43

cis-3-hexén-1-ol 1384 1401 859 844 67,50 ± 5,05 feuillage, herbe grasse 160

1-hexanol 1353 1360 870 858 332,18 ± 10,98 fruitée 160 ; résine, fleur,

vert 134

trans-2-hexén-1-ol 1410 1400 867 870 49,14 ± 0,34 fruitée, feuillage 160

vert 159

1-heptanol 1469 1467 950 945 67,11 ± 0,37 chimique, vert 134

6-heptén-1-ol 1530 - 948 950 35,82 ± 0,16

cis-6-nonén-1-ol 1756 1714 1151 1171 73,64 ± 0,60

Alcools terpéniques

1,8--cinéole (Eucalyptol) 1194 1214 1009 1015 31,85 ± 1,27 menthe, doux 134

Aldéhydes

Pentanal 937 935 - 674 105,79 ± 6,94 amande, malt 134

Hexanal 1096 1093 824 773 199,46 ± 9,40 herbe, grasse, vert 159, 134

trans-2-penténal 1126 1117 804 724 18,08 ± 0,49 fraise, fruit, tomate 134

cis-3-hexénal 1137 1132 823 801 12,13 ± 0,14 feuille, vert 134

Heptanal 1172 1174 887 885 72,97 ± 3,06 gras, agrume, rance 134

cis-2-hexénal, (Z)- 1186 1187 847 815 tr

trans-2-hexénal 1201 1220 851 826 452,18 ± 19,58 vert 159

cis-4-hepténal 1220 1230 878 885 20,31 ± 0,79 biscuit, crème 134

cis-2-hepténal 1310 1319 931 927 1 929,56 ± 21,96 vert 134

Bicyclo [2.2.0] hexane-1-carboxaldehydea 1372 - 916 - 803,85 ± 1,68

Nonanal 1387 1385 1078 1079 29,98 ± 0,11 gras, agrume, vert 134

trans-2-Octenal 1425 1442 1024 1031 16,00 ± 0,84

cis,cis-3,6-Nonadiénal nd 1444 1065 1083 34,17

cis-6-nonénal 1449 1469 nd 1112 27,34 ± 4,58

trans, cis-2,4-heptadiénal 1463 1480 nd 921 37,60 ± 1,08

trans-2-nonénal 1545 1527 1132 1130 470,97 ± 1,96 concombre, gras, vert 134

trans, cis-2,6-nonadiénal 1602 1605 1125 1137 2 474,08 ± 71,11 concombre, cireux, vert

134


79

a tentative d’identification b

Indices de rétention de Kovats tirées des bases de données NIST 2008 [132], the Pherobase (www.pherobase.org) 133 et Flavornet

(www.flavornet.org ) 134. tr, < 5 µg/kg de pulpe

nd : RI exp < 800 et non détecté

Le 1,8-cinéole (eucalyptol) a aussi été identifié dans le melon 175. Il est bien établi

que les alcools et les aldéhydes à six atomes de carbone sont responsables des notes herbacées

de plusieurs fruits et légumes 171, 176.

(suite)

Composés Indice de Kovats

sur DB-wax

Indice de Kovats

sur DB-1ms

Concentration

(µg.kg-1

de pulpe fraîche)

Note aromatique

exp. litt. d exp. litt.

d

Acides gras libres

Acide hexanoïque (caproïque) 1879 1872 1004 890 273,24 ± 0,96 Gras, sueur [134]

Acide heptanoïque 1985 1990 1125 1064 82,96 ± 4,24 Rance [134]

trans-2- acide hexénoïque 1996 1962 nd - 20,02 ± 1,20

Acide nonanoïque 2183 2202 1280 1258 26,73 ± 4,10 Rance

Acide dodécanoïque a 2613 2517 1501 1556 33,17 ± 0,03 Métal 134

Acide n-hexadécanoïque (palmitique) 2936 2940 1955 1950 202,39 ± 13,24

Acide octadécanoïque (stéarique) 3184 3181 2093 2124 200,59 ± 41,76

Cétones

1-Penten-3-one 1063 1 034 nd 673 87,76 ± 2,99 Poisson, piquant [134]

2-Butanone, 3-hydroxy- 1266 1272 nd 678 81,84 ± 5,97

Esters

Hexadécanoate de butyle a 2573 - 2110 1977 367,87 ± 3,11

Octadécanoate de butyle a 2733 - 2257 2374 552,07 ± 6,92

Hydrocarbures insaturés

Toluène 1071 1070 nd 756 39,54 ± 1,62 Peinture 134

Ethylbenzène 1121 1124 864 846 5,63 ± 0,03

Styrène 1234 1 261 882 876 154,47 ± 9,88 Balsamique 134

Hydrocarbures terpéniques

Limonène 1182 1178 1012 1022 5,5 ± 1 Agrumes, menthe 134

Hydrocarbures sesquiterpéniques

α-copaéne 11,21 Boisée, épice [134]

cis-α-bergamoténe 1580 1580 1404 1414 114,07 ± 3,06

α-santaléne 1581 1574 1409 1419 96,30 ± 6,15

trans-α-bergamoténe 1602 [177- 1425 1431 1 112 ± 6,17 Boisée, thé, chaud [133, 134]

trans-β-farnesène a 1692 1674 1441 1448 98,83 ± 7,75 Boisée, agrumes, doux [134]

β-Bisabolénea 1750 1726 1465 1513 35,02 ± 4,31 Balsamique [134]

β-Cadinéne a 1777 1982 1497 1440 60,41 ± 0,94

Phénols

Phénol 2026 1479 958 961 43,52 ± 1,51 Phénol [134]

Autres composés

Acide acétique 1450 1452 nd 287,05 ± 8,65 Aigre 134

http://www.pherobase.org/

http://www.flavornet.org/


80

Les esters sont également présents dans la pulpe de ditax avec deux composés volatils

qui représentent à eux deux 7,8% de la fraction volatile totale. Il s’agirait de l’hexadécanoate

de butyle (367,87 μg.kg-1

) et de l’octadécanoate de butyle (552,07 μg.kg-1

) qui sont des esters

d’acides gras (tentative d’identification car les indices de rétention trouvés sont très différents

de ceux obtenus expérimentalement). Les esters sont généralement responsables des odeurs

fruitées présentes dans la plupart des fruits 177.

Les acides gras libres représentent 7% de la fraction volatile totale (839 μg.kg-1

) parmi

lesquels l’acide hexanoïque (273 μg.kg-1

), l’acide n-hexadécanoïque (202,39 μg.kg-1

) et

l’acide octadécanoïque (200,59 μg.kg-1

) sont les majoritaires.

L’acide acétique représente 2,5% de la fraction volatile avec une concentration de 287

μg.kg-1

) de pulpe fraîche. L’acide acétique est également présent dans le kiwi (variété

« Hort161 ») à une concentration de 12 μg.kg-1

178.

D’autres classes de composés ont également été identifiées dans la pulpe de ditax. Il

s’agit des hydrocarbures insaturés qui représentent 1,7% de la fraction volatile avec le styrène

comme composé majoritaire et des cétones (1,45% de la fraction volatile).

Comparativement, les extraits SAFE présentent les mêmes quantités extraites avec

11 768,8 µg.kg-1

sur DB-WAX et 10 200 µg.kg-1

sur DB1-ms. Cette légère différence pourrait

s’expliquer par le fait que les extraits SAFE ont été stockés à -18°C pendant 17 jours avant

d’être analysés sur la DB-1ms. A noter aussi que sur la colonne polaire, le trans,cis-2,6-

nonadiénal est co-élué avec le trans-α-bergamoténe alors qu’ils sont complètement séparés

sur la colonne apolaire DB-1ms. La quantification (sur la colonne polaire) a donc été faite en

utilisant la surface et le poids de l’ion moléculaire 119 (donnés par la masse) qui n’est pas

présent dans le 2,6 nonadiénal. Ensuite, les surfaces des autres ions du trans bergamoténe sont

calculées en fonction de l’ion 119. La surface du 2,6 nonadiénal est obtenue en faisant la

différence entre la surface totale des deux composés co-élués et celle de la surface totale des

ions moléculaires du α-trans-bergamoténe. A titre de comparaison, grâce à l’utilisation de la

SPME qui est un outil qualitatif plus facile à mettre en œuvre, les extraits des pulpes de ditax

collectées dans les zones de Falia, Dionewar, Niodior, Kabiline 2, Diannah et Thiobon,

présentent des profils aromatiques similaires. Comme vu avec les extraits SAFE, là encore

c’est la classe chimique des aldéhydes qui est la plus importante en termes de % d’aire de pic

où le trans,cis-2,6-nonadiénal et le cis-2-hépténal sont majoritaires. Les arômes majoritaires

trouvés dans la pulpe expliquent pourquoi le ditax est très apprécié notamment pour son

parfum qui rappelle des notes boisée, verte, herbacée, fraîche, un peu aigre.


81

2. TRANSFORMATION DES FRUITS EN NECTAR

La seconde partie de ce travail de thèse consiste à améliorer les connaissances sur la

transformation du ditax en nectar à travers la caractérisation et la comparaison des procédés

traditionnel et mécanisé d’extraction de la pulpe ainsi que des nectars issus de ces procédés.

2.1. Procédé artisanal et procédé mécanisé d’extraction de la pulpe

Comme nous l’avons déjà reporté dans nos précédents travaux 33, la fabrication du

nectar passe d’abord par l’extraction de la pulpe qui se fait soit de manière traditionnelle en

pilant les fruits dans un mortier, soit en utilisant le procédé mis au point par l’ITA et qui

consiste à extraire la pulpe en utilisant une parmentière. Il s’agit ici de comparer ces deux

procédés d’extraction de la pulpe en terme de durée et rendement d’extraction mais aussi en

terme de composition des nectars obtenus. Les deux procédés ont été comparés sur un lot de 3

x 10 kg de fruits pour permettre d’évaluer une moyenne et un écart-type. La figure 19

présente les procédés traditionnel et mécanisé d’élaboration du nectar de ditax. Les résultats

obtenus montrent que le procédé traditionnel compte six opérations unitaires (pilage, dilution,

malaxage manuel, tamisage grossier, formulation et tamisage fin) alors que le procédé

mécanique n’en compte que trois (séparation mécanique, formulation et tamisage fin). Pour

transformer un lot de 10 kg de ditax suivant le procédé traditionnel, les fruits doivent être

répartis en 4 batchs de 2,5 kg. Le pilage s’effectue à une fréquence moyenne de

71 coups. min-1

. Le procédé mécanisé permet quant à lui de traiter en une seule fois les 10 kg

de fruits.

Le procédé traditionnel est donc plus complexe. Il est également plus long avec un

débit de traitement des fruits de 2,4 kg.min-1

contre 3,7 kg.min-1

pour le procédé mécanisé.

Enfin, le procédé mécanisé permet d’extraire davantage de matière soluble (16% en plus). Les

étapes de formulation (ajout de sucre pour avoir un °Brix final de 14) et de tamisage fin sont

communes aux deux procédés. Nous n’avons pas noté de différences au niveau des

rendements d’extraction car les masses de coproduits mesurées sont similaires dans les 2 cas.


82

Ditax

10 kg

Batch 1

2,5 kg

Batch 4

2,5kg

Batch 2

2,5 kg

Batch 3

2,5 kg

Broyat

(mélange de pulpe, coques et noyaux)

Malaxage manuel

Pilage-Désagrégation

71 (5) coups.min-1

Tamisage grossier

(0,3 cm)

Pulpe diluée

22,8 kg - 3°Brix – pH 3,8

Séparation mécanique

Noyaux, coques et fibres

7,37 (0,06) kg

Eau

2 L.kg-1

Formulation (Sucre 2,9– 3 kg)

Tamisage fin (0,1 cm)

Nectar de ditax

25 kg - 14°Brix – pH 3,8

Pulpe brute

22, 2 kg - 3,5 °Brix – pH 3,8

Noyaux, coques et fibres

7,35 (0,15) kg

Étapes spécifiques au procédé traditionnel

Étapes spécifiques au procédé mécanisé

Étapes communes aux 2 procédés

Figure 19 : Procédés traditionnel et mécanisé d’extraction

de la pulpe et de préparation du nectar (moyennes et

écart-types sur 3 mesures).


83

2.2. Comparaison des nectars obtenus

Les principales caractéristiques physiques des nectars issus des deux procédés sont

présentées dans le tableau XVIII. Le nectar élaboré suivant le procédé mécanisé est plus riche

en pulpe que celui élaboré suivant le procédé traditionnel, avec une teneur moyenne en SIS de

1,5 g.100g-1

de nectar. La vitesse moyenne de sédimentation dans le nectar issu du procédé

traditionnel est de 5,15x10-6

m.s-1

. La séparation de phase y est 6 fois plus rapide que dans le

nectar issu du procédé mécanisé (figure 20). Ces résultats sont en accord avec le profil

granulométrique des nectars. En effet le nectar issu du procédé traditionnel contient des

particules plus grosses (qui sédimentent donc plus vite) que le nectar obtenu via le procédé

mécanisé : diamètre moyen en volume de 112,5 µm au lieu de 100,4 µm. Notons que la taille

des particules n’est probablement pas le seul paramètre qui explique cette différence de

comportement. En effet, le rapport des vitesses de sédimentation est beaucoup plus élevé que

le rapport des diamètres de particules au carré comme le suggère la loi de Stokes.

Tableau XVIII : Caractéristiques physico-chimiques des nectars de ditax obtenus suivant les

procédés traditionnel et mécanisé.

Nectar de ditax

Procédé artisanal Procédé mécanisé

SIS (g.100g-1

de nectar) 1,2b (0,12) 1,5

a (0,03)

Couleur

L* 30,9a (1,1) 29,7

b (0,5)

a* -6,97b (0,6) -5,6

a (0,5)

b* 10,09a (0,7) 9

b (1,1)

Vitesse de sédimentation (x10-6

m.s-1

) 5,15a (3,6x10

-7) 0,86

b (1,1x10

-7)

Statistiques de distribution granulométrique

Dv10 (µm) 65,68a (1,08) 56,10

b (1,43)

Dv50 (µm) 104,82a (0,60) 98,59

b (0,94)

Dv90 (µm) 159,09a (5,66) 153,83

b (1,75)

D [4 ; 3] (µm) 107,1a (3) 100,2

b (1,2)

% de particules avec un diamètre entre 0 et 1,7 µm 1,77a (0,06) 2,47

b (0,15)

% de particules avec un diamètre entre 7 et 20 µm 2,67a (0,64) 3,51

b (0,09)


b (0,06)


b (0,28)

Viscosité (mPa.s-1

)

γ (s-1

) 0,39 35,66b (5,22) 52,26

a (6,59)

9,08 10,36b (0,15) 26,43

a (3,38)

86,5 5,4a (0,27) 9,48

a (0,39)

334 4,59b (0,18) 7,14

a (0,12)

n -0,305 (0,015) -0,38 (0,018)

η0 22,01 (1,988) 54,51 (6,21)


84

La viscosité des deux types de nectars a également été mesurée suivant différentes

contraintes de cisaillement. Quel que soit le procédé utilisé, la viscosité du nectar diminue

lorsque le taux de cisaillement augmente. Le nectar de ditax peut donc être assimilé à un

fluide non newtonien avec des caractéristiques rhéofluidifiantes comme la plupart des jus et

purées de fruits. Cependant, la viscosité du nectar issu du procédé mécanisé est plus élevée

que celle du nectar issu du procédé traditionnel, ce qui est logique vu que le nectar issu du

procédé mécanisé est plus riche en pulpe et qu’il contient des particules dont la taille est

inférieure à celle du nectar issu du procédé traditionnel. La viscosité peut être modélisée et

évaluée en utilisant la loi de puissance (Équation 31) à partir des données

expérimentales. Les droites de régression linéaires des courbes Ln (γ) en fonction de Ln (η)

tracées à partir des données expérimentales permettent d’obtenir les paramètres n et η0 pour le

calcul de la viscosité.

Figure 20 : Hauteur de sédimentation de la pulpe en fonction du temps dans les nectars de

ditax préparés suivant les procédés traditionnel et mécanisé.

La figure 21 présente l’aspect des deux nectars au microscope optique. On peut voir

que l’aspect des particules de pulpe et notamment de la coque paraît plus grand dans le nectar

issu du procédé traditionnel. Les particules noires représentent les fragments de coques.

0

10

20

30

40

50

60

70

80

0 10 20 30 40 50 60 75 90 105 120 135 150 165 180 195 210 225

Ha

ute

ur

de

la

pu

lpe

(m

m)

Temps (min) TraditionnelMécanisé


85

(a) (b)

Figure 21 : Observation au microscope optique des nectars élaborés suivant les procédés

traditionnel (a) et mécanisé (b).

Sur le plan analytique, les deux nectars présentent des couleurs vertes avec des

différences significatives au niveau des paramètres L*, a* et b*. Ainsi, le nectar issu du

procédé traditionnel présente une couleur verte plus claire, plus intense que celui issu du

procédé mécanisé comme le montre la variation de L*. En revanche, la couleur verte du

nectar issu du procédé mécanique a une couleur verte plus prononcée et plus terne.

Le tableau XIX présente les principales caractéristiques biochimiques des deux nectars.

Ainsi, le nectar issu du procédé mécanisé est plus acide et plus riche en acide ascorbique que

le nectar issu du procédé traditionnel. Toutefois, les teneurs en acide ascorbique restent quand

même élevées pour les deux nectars. Il en est de même pour la teneur en pigments. La

phéophytine a qui est le pigment majoritaire, présente une teneur plus élevée dans le nectar

issu du procédé traditionnel. Mis à part la chlorophylle a, tous les autres pigments se

retrouvent en quantité plus élevée dans le nectar issu du procédé mécanisé.

Tableau XIX : Caractéristiques biochimiques des nectars issus des procédés traditionnel et

mécanisé.

Nectar de ditax

Procédé traditionnel Procédé mécanisé

pH 3,6a (0,09) 3,7

a (0,03)

Acidité titrable (mEq.100 ml-1

) 4,7b

(0,3) 5,03a (0,06)

Acide ascorbique (mg.100 ml-1

) 160,3b (4,1) 191,9

a (6,2)

Pigments (mg.kg-1

.MS)

Chlorophylle b 21,4b (0,5) 27,2

a (1,7)

Chlorophylle b’ 5,1a (0,5) 5,9

a (0,5)

Chlorophylle a 10,4a (0,6) 7,73

a (1,5)

Hydroxyphéophytine b’ 0,4b (0,02) 0,7

a (0,02)

Phéophytine b 2,1b (0,1) 3,2

a (0,08)

Hydroxyphéophytine a’ 31,3b (2,8) 42,5

a (0,9)

Phéophytine a 137,6b (9,3) 181,9

a (4,5)

β-carotène 2,8b (0,08) 3,7

a (0,3)

9-cis- β-carotène 0,4 b

(0,03) 0,5a (0,03)


86

Les composés volatils majoritaires extraits des nectars issus des deux procédés sont

présentés sur la figure 22.

Figure 22 : Comparaison des principaux composés volatils des nectars de ditax préparés

selon les procédés traditionnel et mécanisé.

La SPME a été utilisée pour faire du qualitatif et permettre la comparaison entre les

deux procédés. En effet, pour avoir une vraie quantification, la SPME tient compte du

coefficient de réponse et du Log p (affinité de la molécule avec le solvant) de chaque

molécule. Néanmoins, la reproductibilité de la méthode a été préalablement testée pour

valider la méthode utilisée avec l’étalon interne. Les coefficients de variation obtenus entre

3,3 et 5% sont une bonne preuve de la répétabilité de la méthode. Ainsi, au vu des indices de

confiance (moyennes sur 6 mesures : 3 nectars par procédé analysés en duplicate), il apparaît

que les composés volatils dosés dans les nectars fabriqués suivant le procédé mécanisé sont

significativement plus importants que dans les nectars élaborés à partir du procédé

traditionnel. Ceci pourrait s’expliquer par le fait qu’on libère plus de composés par le procédé

mécanisé car la pulpe obtenue est plus fine. A noter que le profil des composés dans le nectar

est similaire à celui de la pulpe.

0

2000

4000

6000

8000

10000

12000

14000

Con

cen

trati

on

(μ

g.L

-1)

Composés

traditionnel

mécanique


87

2.3. Comportements des nectars au cours du stockage

2.3.1. Impact de l’emballage

Au Sénégal, les boissons à base de fruits locaux sont généralement commercialisées

dans la rue dans des sachets en PEBD de 25 cL à cause de leur accessibilité pour les

fabricants de boissons. D’autres types d’emballages comme le verre ou le PET sont également

disponibles même si beaucoup plus chers. L’effet de l’utilisation des emballages en verre,

PET, PEBD et d’un complexe PET/Al/LLDPE sur la couleur et la teneur en acide ascorbique

du nectar de ditax pasteurisé a été comparé au cours du stockage à 4°C et à 30°C (température

ambiante) a été comparé. La figure 23 présente l’évolution de l’écart de couleur entre les

différents échantillons. Le profil de couleur est sensiblement le même pour les nectars stockés

à 4°C et à température ambiante quelque que soit le type d’emballage. Cependant on note une

forte évolution de la couleur dans les 15 premiers jours de stockage. L’écart de couleur est

légèrement plus important pour les nectars stockés dans les emballages en PEBD à 4°C, ceux

laissés à la température ambiante n’ont pas dépassé 30j de stockage contrairement aux nectars

conditionnés dans les autres emballages. Au cours du stockage à 4°C, c’est le complexe en

PET/AL/PE90 qui conserve le mieux l’acide ascorbique avec une teneur qui passe de 204 à

195 mg.100 mL-1

de nectar après 61 j de stockage, suivi du PET (193 mg.100 mL-1

), du verre

(178,9 mg.100 mL-1

) et du PEBD (168 mg.100 mL-1

). Le PEBD préserve moins l’acide

ascorbique vu sa perméabilité non nulle à l’O2 et à la lumière. Les résultats sont présentés

dans le tableau XX.

(a) (b)

Figure 23 : Evolution de l’écart de couleur (ΔE) du nectar de ditax au cours du stockage à

4°C (a) et à 30°C (b) conditionné dans différents types d’emballages.

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

0 15 30 45 60

Δ E

* à

4°C

Temps (jours)

verre

PET

PEHD

Sachets0

1

2

3

4

5

6

7

8

0 15 30 45 60

Δ E

* à

2

5°C

Temps (jours)

verre

PET

PEHD

Sachets


88

3.3.2. Impact de l’homogénéisation

Des essais d’homogénéisation ont été effectués sur le nectar de ditax pasteurisé pour

tenter de réduire la séparation de phase qui survient dès les premières heures de stockage du

nectar. La figure 24 illustre la stabilité du nectar de ditax pasteurisé après un stockage de 54

jours à 4°C sans et après homogénéisation à différente pression. L’efficacité de

l’homogénéisation sur la stabilisation des phases est donc mise en évidence. D’après nos

résultats, la pression d’homogénéisation optimale est de 80 bar, des pressions plus élevées

n’apportant pas d’amélioration. Cependant, ces tests devraient être repris avec des analyses

microbiologiques en plus, pour valider les résultats et s’assurer simultanément de la stabilité

microbiologique.

Figure 24 : Stabilité du nectar de ditax pasteurisé après 54 jours de stockage à 4°C sans

homogénéisation (a) et après homogénéisation (b à f) à 50, 80, 120, 130 et 140 bar.

Cependant, il faudra envisager d’autres tests notamment la caractérisation des parois

cellulaires et l’application de traitement enzymatique pour stabiliser la suspension du nectar.

Tableau XX : Evolution de la teneur en acide ascorbique (mg.100mL-1

de nectar) au cours

du stockage à 4°C et 30°C du nectar de ditax conditionné dans différents types

d’emballages.

Durée

(jours)

Verre PET PEHD PET / AL / LLDPE

4°C 30°C 4°C 30°C 4°C 30°C 4°C 30°C

0 204,6 (1,6) 204,6 (1,6) 204,6 (1,6) 204,6 (1,6) 204,6 (1,6) 204,6 (1,6) 204,6 (1,6) 204,6 (1,6)

15 212,2 (1,5) 212,2 (4) 218,4 (1,5) 208,6 212,2 (1,5) 191,8 (3,3) 228,2 (1,5) 206,8 (3)

33 205,5 (1,5) 196,1 (1,5) 211,2 (3,2) 201 (2,8) 210 (2,8) 191,7 (1,6) 204,6 (2,6) 184,1

45 208,7 (1,6) 207,8 (2,8) 216,8 (1,6) 197,3 (1,6) 189,8 (2,8) / 215,9 (1,6) 194,5 (4,3)

61 178,9 (1,4) / 193,1 (1,4) / 168,1 (1,4) / 195,6 (1,4) /

f e d c b a


89

2.3.3. Qualité microbiologique

Le tableau XXI présente l’évolution de la flore d’altération au cours du stockage du

nectar de ditax pasteurisé à 4°C et à température ambiante (30°C) dans les emballages en

sachets doubles couches (PET/PE). Le nectar de ditax pasteurisé peut se conserver au moins

6 mois à 4°C et 34 jours à température ambiante sans le développement des levures et

moisissures dans nos conditions d’études. Cependant, malgré l’absence de levures et

moisissures à 190j, l’aspect du nectar change comme le montre la figure 25 avec une

modification importante de la couleur visuelle et le développement d’off-flavor qui se dégage

à l’ouverture des sachets. Ces modifications pourraient être dues à l’oxydation ou au

brunissement non enzymatique. On note également le développement des levures et

moisissures après 62 j de stockage à température ambiante.

Tableau XXI : Evolution de la flore microbiologique du nectar de ditax pasteurisé au cours du

stockage à 4°C et à 30°C.

Durée de stockage (jours)

Paramètres (UFC.mL-1

) 0 34 62 190

4°C

Levures et moisissures 0 0 0 0

Flore aérobie mésophile à 30°C 4-6 0-4 1-3 12-50

Spores mésophiles 0 0 1-3 0

30°C

Levures et moisissures 0 0 70-350 -

Flore aérobie mésophile à 30°C 4-6 5-9 72-360 -

(a) (b) (c)

Figure 25: Nectar de ditax pasteurisé après stockage 34 jours à température ambiante (a) et à

4°C (b); et stockage 190 jours à 4°C (c) dans des sachets opaques 12PET/90PE.


90

3. ETUDE DE LA DEGRADATION THERMIQUE DES MICROCONSTI-

TUANTS DE LA PULPE

Pour améliorer les connaissances sur le comportement des micro-constituants de la

pulpe de ditax au cours des traitements thermiques dans les plages de températures usuelles

(pasteurisation), des cinétiques de dégradation thermique ont été étudiées sur le nectar de

ditax qui constitue la principale forme sous laquelle la pulpe est utilisée. Cette étude permet

également de mieux appréhender les pertes en phéophytine a, hydroxyphéophytine a’ et en

vitamine C et proposer des modèles simples pour prévoir la dégradation de ces molécules.

3.1. Evolution du profil chlorophyllien au cours du chauffage

La figure 26 présente les chromatogrammes des pigments extraits du nectar de ditax

avant et après un chauffage à 95°C pendant 2h.

Figure 26 : Chromatogrammes à 400 nm du nectar de ditax avant (A) et après un traitement

thermique de 2h à 95°C (B). Pics 1-6 identifiés dans le nectar non chauffé ; pics a – e

identifiés dans le nectar chauffé : lutéine, 1; hydroxyphéophytine b’, 2; phéophytine b, 3;

hydroxyphéophytine a’, 4; phéophytine a, 5 ; β-carotène, 6 ; composé chlorophyllien non

identifié, a; composé chlorophyllien non identifié, b; pyrophéophytine b, c; pyrophéophytine

a, d; composé chlorophyllien non identifié, e.


91

Comme pour la pulpe de ditax, la phéophytine a (pic n° 5) est le principal pigment

présent dans le nectar non chauffé. Bien que 5 nouveaux pics correspondant aux dérivés de la

chlorophylle soient détectés, la diminution de la phéophytine a parallèlement à l’apparition de

la pyrophéophytine a (pic d) constitue la principale modification observée après le traitement

thermique. Absente à 60°C, la pyrophéophytine a apparaît dans le nectar après 60 min de

chauffage à 70°C, 30 min à 80°C et 15 min à 90 et 95°C. La concentration de ces produits de

dégradation augmente graduellement au fur et à mesure que la durée de chauffage et la

température augmentent (figure 27). L’identification de la pyrophéophytine a est corrélée à la

diminution de la phéophytine a suite à sa conversion en pyrophéophytine a dans le nectar

chauffé. De nombreuses études ont déjà reporté que les pyrophéophytines pouvaient être

formées à partir des phéophytines suite à la décarboxylation en position C-132 lors du

traitement thermique des fruits et légumes verts 76, 80, 82, 151, 155. Le nectar non chauffé

contient 11,55 mg.L-1

de phéophytine a (80% des pigments chlorophylliens totaux) et 2,3

mg.L-1

d’hydroxyphéophytine a’ (16% des pigments chlorophylliens totaux). Après 2 h de

chauffage à 95°C, la phéophytine a et l’hydroxyphéophytine a’ représentent respectivement,

seulement 42% et 12% des pigments chlorophylliens totaux (tableau XXII). La phéophytine b

représente respectivement 2,9% et 2,6% des pigments chlorophylliens totaux dans le nectar

non chauffé et chauffé même si la concentration a diminué de 62% dans le nectar chauffé.

Tableau XXII : Concentration des pigments dans la pulpe de ditax et dans le

nectar de ditax avant et après chauffage à 95°C pendant 2h (Moyennes et Écart-

type sur 3 déterminations).

Pigments Concentration

(mg.kg-1

M.F.) Concentration (mg.L

-1)

Pulpe Nectar non

chauffé Nectar chauffé

Lutéine 3,47 (0,06) traces traces

Hydroxyphéophytine b’ 0,80 (0,05) 0,088 (0,003) 0,057 (0,001)

Phéophytine b 3,70 (0,16) 0,42 (0,02) 0,26 (0,01)

Hydroxyphéophytine a’ 23,89 (1) 2,30 (0,05) 1,23 (0,07)

Phéophytine a 116,5 (5,90) 11,55 (0,57) 4,30 (0,22)

β-carotène 2,69 (0,23) traces traces

Pyrophéophytine b 0 0 0,22 (0,004)

Pyrophéophytine a 0 0 4,04 (0,31)


92

Figure 27 : Evolution de la concentration (mg.L-1

) des principaux pigments identifiés dans le

nectar de ditax après chauffage pendant 120 min à 80 et 95°C.

0,00

0,05

0,10

0,15

0,20

0,25

0,30

0,35

0,40

0,45

0,50

0

2

4

6

8

10

12

0 30 60 90 120

Hydroxyphéophytine a' Phéophytine a

Pyrophéophytine a Hydroxyphéophytine b'

Phéophytine b Pyrophéophytine b

Co

ncen

tra

tio

n (

mg

/L)

Hy

dro

xy

ph

éo

ph

yti

ne a

'/P

héo

ph

yti

ne a

/Py

ro

ph

éop

hy

tin

e a

80°C

Time (min)

Co

ncen

tra

tion

(mg

/L)

Hy

dro

xy

ph

éo

ph

ytin

e b

'/Ph

éop

hy

tine b

/Py

ro

ph

éo

ph

ytin

e b

0,00

0,05

0,10

0,15

0,20

0,25

0,30

0,35

0,40

0,45

0,50

0

2

4

6

8

10

12

0 30 60 90 120

Hydroxyphéophytine a' Phéophytine aPyrophéophytine a Hydroxyphéophytine b'Phéophytine b Pyrophéophytine b

Co

ncen

tra

tio

n (

mg

/L)

Hy

dro

xy

ph

éo

ph

yti

ne a

'/P

héo

ph

yti

ne a

/Py

ro

ph

éop

hy

tin

e a

95°C

Time (min)

Co

ncen

tra

tion

(mg

/L)

Hy

dro

xy

ph

éo

ph

ytin

e b

'/Ph

éop

hy

tine b

/Py

ro

ph

éo

ph

ytin

e b


93

Comme la phéophytine a et l’hydroxyphéophytine a’ sont les principaux pigments du

nectar de ditax, nous avons choisi d’approfondir l’étude des cinétiques sur ces composés, en

plus de l’acide ascorbique qui est également présent en grande quantité.

3.2. Influence de la température sur les constantes cinétiques

3.2.1. Cinétique de dégradation de la phéophytine a et de

l’hydroxyphéophytine a’

L’analyse des données obtenues montre que les cinétiques de dégradation durant des

traitements isothermes entre 60 et 95°C suivent une réaction d’ordre 1. Le logarithme des

concentrations en fonction de la durée du traitement est présenté sur la figure 28.

(a)

(b)

Figure 28 : Cinétiques de dégradation thermique de la phéophytine a (a) et de

l’hydroxyphéophytine a’ (b) (moyennes de 2 traitements thermiques en double 2 x 2n).

-1,2

-1

-0,8

-0,6

-0,4

-0,2

0

0,2

0 20 40 60 80 100 120

ln (

C/C

0)

Temps (min)

Phéophytine a

95°C

90°C

80°C

70°C

60°C

-1

-0,8

-0,6

-0,4

-0,2

0

0,2

0 20 40 60 80 100 120

95°C

90°C

80°C

70°C

60°C

Temps (min)

Ln

(C

/C0

)

Hydroxyphéophytine a'


94

Les paramètres cinétiques k et D ont été calculés pour chaque température suivant les

modèles d’Arrhenius et de Ball (tableau XXIII).

Les valeurs obtenues pour la phéophytine a et l’hydroxyphéophytine a’ sont similaires.

La constante de la réaction de dégradation de la phéophytine a, augmente avec la température.

En effet les valeurs de k à 60 et 70°C sont approximativement inférieures d’un facteur 2-3,

6-9 et 10-14 à celles obtenues respectivement à 80, 90 et 95°C. L’effet marqué de la

température sur la dégradation des pigments chlorophylliens a déjà été démontré dans l’huile

d’olive vierge 82, la purée de coriandre 95, le jus de brocoli 74, les petits pois verts

surgelés 98 et la purée d’épinard 80 où généralement, les constantes de vitesse de réaction

doublent ou triplent chaque fois que la température augmente de 10°C. La figure 29 présente

les droites d’Arrhenius liant la constante de vitesse de réaction k à la température (a), le

logarithme décimal D en fonction de la température (b) et les droites suivant le modèle

d’Eyring (c) pour la phéophytine a et l’hydroxyphéophytine a’. Les paramètres cinétiques

correspondant aux équations 20, 21, 22 (cf. paragraphe 2.5.2.3.) des trois modèles étudiés sont

présentés dans le tableau XXIV. Les énergies d’activation sont respectivement de 79 et

73 kJ. mol-1

pour la phéophytine a et l’hydroxyphéophytine a’. Les facteurs z sont de 29°C

pour la phéophytine a et 32°C pour l’hydroxyphéophytine a’. Les enthalpies d’activation

(ΔΗ*) sont de 76,3 kJ.mol-1

pour la phéophytine a et 70,9 kJ.mol-1

pour

l’hydroxyphéophytine a’, alors que les entropies d’activation (ΔS*) sont de -117,6 et

131,6 J.mol-1

. K-1

.

Tableau XXIII : Paramètres k et D des cinétiques de dégradation thermique de la

phéophytine a et de l’hydroxyphéophytine a’ en fonction de la température

(Moyenne de deux traitements thermiques).

Composés T°C k x 10-6

(s-1

) D x 105

(s)

Phéophytine a 60 7 3,29

70 10 2,3

80 20 1,15

90 60 0,38

95 100 0,23

Hydroxyphéophytine a’ 60 9 2,56

70 10 2,3

80 30 0,77

90 60 0,38

95 100 0,23


95

(a)

(b)

(c)


température, le logarithme décimal D en fonction de la température (b) et les droites suivant le

modèle d’Eyring (c) pour la phéophytine a et l’hydroxyphéophytine a’.

-13

-12

-11

-10

-9

-8

0,0026 0,0027 0,0028 0,0029 0,003 0,0031

ln (

k)

1/T (K-1)

Phéophytine a


3

3,5

4

4,5

5

5,5

6

6,5

7

50 65 80 95

Lo

g (

D)

Température (°C)

Phéophytine a


-19

-18

-17

-16

-15

-14

0,0026 0,0027 0,0028 0,0029 0,003 0,0031

ln (

k/T

)

1/T (K-1)

Phéophytine a



96

Tableau XXIV : Paramètres cinétiques de la dégradation thermique de la phéophytine a et de

l’hydroxyphéophytine a’ suivant différents modèles.

Arrhenius Eyring Ball

k∞

(s-1

)

Ea

(kJ.mol-1

) R

2 ∆H*

(kJ.mol-1

)

∆S*

(J.mol-1

.K-1

) R

2 D0

x 107(s)

z

(°C) R

2

Phéophytine a 1,43.107 79,19 0,95 76,28 -117,56 0,95 4,53 29 0,96

Hydroxyphéophytine a’ 2,62.106 73,86 0,94 70,95 -131,65 0,94 2,61 32 0,95

L’énergie d’activation de la phéophytine a plus élevée que celle de

l’hydroxyphéophytine a’ indique que la dégradation de la phéophytine a est plus sensible à la

température. Nos résultats concordent avec ceux trouvés par Aparicio-Ruiz et al. 82 et

Schwartz et Von Elbe 76, qui ont obtenu pour la phéophytine a, des énergies d’activation de

83,3 et 86,7 kJ.mol-1

, respectivement dans l’huile d’olive vierge et la purée d’épinard.

Weemaes et al. 74, ont trouvé dans le jus de brocoli, une énergie d’activation de 105,49

kJ.mol-1

pour la phéophytine a.

Pour l’hydroxyphéophytine a’, Aparicio-Ruiz et al. 82 ont trouvé une énergie

d’activation de 74,2 kJ.mol-1

. Concernant le facteur z, nous n’avons pas trouvé de données

dans la littérature pour la phéophytine a et l’hydroxyphéophytine a’. Par conséquent, nous

l’avons calculé à partir des données bibliographiques suivant l’équation 32 :

( )

(Équation 32)

avec R =constante des gaz parfaits = 8,31 (J.mol-1

.K-1

), T = température (K), Ea = énergie d’activation (J.mol-1

).

Dans l’huile d’olive vierge 82, z est estimé respectivement à 30,3 et 34,02°C pour la

phéophytine a et l’hydroxyphéophytine a’ ; ces valeurs sont similaires à nos résultats. Dans le

jus de brocoli 74 et la purée d’épinard 76, nous avons trouvé respectivement, un facteur z

de 24,6 et 33,44°C pour la phéophytine a. Gupte et al. 179, ont trouvé quant à eux, dans la

purée d’épinard, une valeur de z de 33,3°C pour la chlorophylle a.

Les enthalpies d’activation trouvées pour la phéophytine a et l’hydroxyphéophytine a’

sont respectivement de 81 et 76,6 kJ.mol-1

alors que les entropies d’activation sont de -119,5

et -150,2 J.mol-1.K-1

dans l’huile d’olive vierge 82. L’enthalpie et l’entropie d’activation de

la dégradation thermique de la chlorophylle ont également été reportées dans la coriandre

(87,9 kJ.mol-1

et -0,5 J.mol-1

.K-1

) 96, la menthe (20,4 kJ.mol-1

et 0,7 J.mol-1

.K-1

) 96, et la

purée d’épinard (59,4 kJ.mol-1

et -138 J.mol-1

.K-1

) 80.


97

3.2.2. Cinétique de dégradation de l’acide ascorbique

La dégradation thermique de l’acide ascorbique dans le nectar de ditax suit une

réaction d’ordre 1, comme cela a été démontré par de nombreux travaux sur les jus de fruits

(figure 30). Les coefficients de régression linéaire obtenus à partir des courbes logarithmiques

sont voisins de 0,94. Les paramètres k et D sont présentés sur le tableau XXV. Les vitesses de

la réaction de dégradation sont très faibles pour toutes les températures testées. Elles sont

inférieures à celles trouvées dans les jus d’agrumes (k varie de 1,042 x 10-5

à 6,319 x 10-5

. s-1

et D entre 3,644 x 104

et 22,094 x 104 s) 121. Par conséquent, l’acide ascorbique dans le

nectar de ditax n’est pas thermosensible.

Figure 30 : Cinétiques de dégradation thermique de l’acide ascorbique (moyenne de trois

traitements en triple 3 x 3n).

Comme pour la phéophytine a et l’hydroxyphéophytine a’, l’effet de la température

sur les constantes de réaction peut être représenté avec précision en utilisant les 3 modèles

(figure 31). L’énergie d’activation (Ea = 46,4 kJ.mol-1

) et le facteur z (51°C) que nous avons

trouvé (tableau XXVI) sont en concordance avec les données reportées sur la dégradation de

-0,25

-0,2

-0,15

-0,1

-0,05

0

0 50 100 150

ln (

C/C

0)

Temps (min)

Acide ascorbique

95°C90°C80°C70°C60°C

Tableau XXV: Paramètres k et D des cinétiques de dégradation thermique de

l’acide ascorbique en fonction de la température (Moyenne de 3 traitements).

T°C k x 10-6

(s-1

) D x 105

(s)

60 3 7,68

70 7 3,29

80 10 2,3

90 10 2,3

95 20 1,15


98

l’acide ascorbique dans les fruits, particulièrement dans les jus d’agrumes dans les mêmes

plages de température entre 20 et 100°C : 21-51 kJ.mol-1

pour Ea et 36-118°C pour z 107,

127-129.

Tableau XXVI : Paramètres cinétiques de la dégradation thermique de l’acide ascorbique

suivant différents modèles. Arrhenius Eyring Ball

k∞

(s-1

)

Ea

(kJ.mol-1

) R

2

∆H*

(kJ.mol-1

)

∆S*

(J.mol-1

.K-1

) R

2 D0 x 10

7(s) z (°C) R

2

6,63.101 46,41 0,89 43,5 -219,6 0,88 0,98 51 0,96

Au vu des paramètres cinétiques, l’acide ascorbique est moins sensible à la

dégradation thermique que la phéophytine a et l’hydroxyphéophytine a’. ΔΗ* est de

43,5 kJ.mol-1 alors que ΔS* est de -219,6 J.mol-1

.K-1

. Comme l’ont mentionné García-Torres

et al., l’acide ascorbique est l’un des composés affecté par la teneur en oxygène dissous dans

les jus de fruits 180. La concentration en oxygène dissous dans le nectar de ditax, diminue

pour tous les traitements de 2,5-2,1 à 1,3-0,7 mg.L-1

quel que soit le traitement thermique

entre 60 et 95°C et 15-120 min. Cela pourrait traduire une consommation de l’oxygène

dissous dans des réactions d’oxydation. La teneur initiale en oxygène dissous du nectar de

ditax est proche de celle mesurée dans divers jus d’agrumes 121 et inférieure à celle trouvée

dans le jus d’orange (6,5 mg.L-1

dans les conditions opératoires normales) 180. Cependant,

la concentration finale en oxygène dissous après 120 min de traitement est supérieure à celle

du jus d’orange conditionné dans des flacons en PET après 180 jours de stockage (0,4 mg.L-1

)

181.


99

(a)

(b)

(c)


température, le logarithme décimal D en fonction de la température (b) et la droite suivant le

modèle d’Eyring (c) pour l’acide ascorbique.

-13

-12

-11

-10

-9

-8

0,0026 0,0027 0,0028 0,0029 0,003 0,0031

ln (

k)

1/T (K-1)

3

3,5

4

4,5

5

5,5

6

6,5

7

50 65 80 95

Lo

g (

D)

Température (°C)

-19

-18

-17

-16

-15

-14

0,0026 0,0027 0,0028 0,0029 0,003 0,0031

ln (

k/T

)

1/T (K-1)


100

3.2.3. Validation des modèles cinétiques et prédictions

Pour comparer les pertes expérimentales en phéophytine a, hydroxyphéophytine a’ et

en acides ascorbique avec celles calculées durant les traitements thermiques, le modèle

d’Eyring a été choisi. La figure 32 montre les pertes estimées en phéophytine a,

hydroxyphéophytine a’ et en acide ascorbique avec le modèle d’Eyring pour des traitements

isothermes.

Figure 32 : Exemples de pertes estimées en phéophytine a (a), hydroxyphéophytine a’ (b) et

acide ascorbique (c) à différentes température suivant le modèle d’Eyring.

0

10

20

30

0 10 20 30 40 50 60

Per

tes

(%)

Temps (min)

Phéophytine a 95°C

90°C

85°C

80°C

75°C 70°C

0

10

20

30

0 10 20 30 40 50 60

Per

tes

(%)

Temps (min)

Hydroxyphéophytine a' 95°C

90°C

80°C

70°C

0

2

4

6

8

0 10 20 30 40 50 60

Per

tes

(%

)

Temps (min)

Acide ascorbique

95°C

90°C

85°C

80°C 75°C

70°C


101

Les pertes estimées sont proches des pertes expérimentales dans tous les traitements.

La précision du modèle a été vérifiée et l’approche suivie dans cette étude a été validée dans

nos conditions. Pour terminer, la précision du modèle d’Eyring a été vérifiée pour des

traitements non isothermes pour simuler le procédé réel de traitement thermique. Par

conséquent, trois traitements avec des couples temps température différents ont été testés

(figure 33). Le traitement 1 (70°C pendant 100 min) simule une pasteurisation à faible

température, le traitement 2 (10 min à 80°C) simule une pasteurisation standard et le

traitement 3 (85°C pendant 3 min) simule une pasteurisation à haute température. Les

différentes valeurs pasteurisatrice VP et cuisatrice VC ont été calculées et les pertes

expérimentales sont mesurées puis comparées aux pertes estimées (tableau XXVII). Pour des

traitements non isothermes comme la pasteurisation, la précision du modèle d’Eyring n’a été

validée que pour la phéophytine a où les pertes estimées sont proches des pertes

expérimentales. Pour l’acide ascorbique, les pertes estimées sont inférieures aux pertes

expérimentales pour les trois traitements.

Figure 33 : Traitements non isothermes du nectar de ditax : traitement 1, 70°C/100 min,

VP=105,1 min ; Traitement 2, 80°C / 10 min, VP=126,1 min ; traitement 3, 85°C / 3 min,

VP=187,4 min.

Pour l’hydroxyphéophytine a’, les pertes estimées sont supérieures aux pertes

expérimentales pour le traitement 1 et 2, et inférieures pour le traitement 3. Ces différences

pourraient être liées aux procédures d’extraction et de dosage des pigments et de l’acide

ascorbique lors de l’extraction et du dosage des pigments et de l’acide ascorbique. Pour la

phéophytine a et l’hydroxyphéophytine a’, les pertes calculées sont inférieures à 3%, à 80°C

et 85°C et 1% pour l’acide ascorbique. De ce fait, la pasteurisation ne détruit pas de façon

significative ces trois composés.

0

30

60

90

120

0 50 100 150 200

T (

°C)

Temps (min)

Traitement 1

Traitement 2

Traitement 3


102

3.3. Tentative de modélisation réactionnelle de la cinétique de dégradation des pigments

dans le nectar de ditax

En accord avec les résultats quantitatifs et qualitatifs observés sur la dégradation des

pigments dans le nectar de ditax, le schéma réactionnel observable que nous proposons est

présenté sur la figure 34.

Figure 34 : Schéma réactionnel observable de la dégradation de la phéophytine dans le nectar

de ditax.

Le schéma réactionnel propose des voies de dégradation parallèles et consécutives. La

phéophytine est dégradée suivant deux voies : l’une conduisant à la formation de

l’hydroxyphéophytine et l’autre aboutissant à la formation de la pyrophéophytine.

L’hydroxyphéophytine et la pyrophéophytine sont ensuite dégradées, chacune, pour donner

d’autres composés. Ce schéma réactionnel est inspiré de celui proposé par Aparicio Ruiz et al.

Dans l’huile d’olive vierge où la phéophytine est dégradée en pyrophéophytine,

hydroxyphéophytine, 15-hyroxy-lactonephéophytine et en composés incolores [82]. En

Tableau XXVII : Pertes (%) expérimentales et calculées en phéophytine a, hydroxyphéophytine

a’ et acide ascorbique durant différents traitements thermiques non isotherme du nectar de ditax.

T

(°C)

t

(min)

VP

(min)

Phéophytine a Hydroxyphéophytine a’ Acide ascorbique

VC (min)

z=29°C Exp. Calc.

VC (min)

z=32°C Exp. Calc.

VC (min)

z=51°C

Exp. Calc.

70 100 105,1 10,5 8,9 8 13,3 0,3 9,6 31,2 9,7 4,3

80 10 126,9 3,1 3,4 2,4 3,7 -13,7 2,8 7,3 7,1 1

85 3 187,4 1,7 1.3 1,3 2 5,2 1,5 3,9 6 0,5

Phéophytine

Pyrophéophytine Hydroxyphéophytine

Autres composés

k1 k2

k3 k4


103

revanche, notre modèle est différent de celui proposé par Heaton et Marangoni qui proposent

la dégradation de la chlorophylle en phéophytine et en chlorophyllide, puis la formation du

phéophorbide à partir de la phéophytine et de la chlorophyllide dans les tissus verts [50]. Dans

le cas du ditax, étant donné que la couleur verte est conservée durant les cinétiques menées

dans nos conditions d’études, la dégradation de l’hydroxyphéophytine et de la

pyrophéophytine ne conduit pas à la formation de composés incolores.

Les équations 33, 34, 35 et 36 présentent le système d’équation différentielle du

schéma réactionnel proposé.

])[(][

21 ePhéophytinkkdt

ePhéophytind (Équation 33)

][][][

31 ophytineHydroxyphékePhéophytinkdt

ophytineHydroxyphéd (Équation 34)

ytinePyrophéophkePhéophytinkdt

ytinePyrophéophd42 ][

][ (Équation 35)

][][][

43 ytinePyrophéophkophytineHydroxyphékdt

composésAutresd (Équation 36)

k1, k2, k3 et k4 représentent les constantes de vitesse des différentes réactions

présentées sur la figure 34. Les concentrations en phéophytine, hydroxyphéophytine et

pyrophéophytines sont mesurées expérimentalement alors que celle des autres composés issus

de la dégradation est calculée à partir du bilan matière. Les constantes sont ajustées en

utilisant l’algorithme de Levenberg-Marquardt implémenté sous MatLab. Les figures 35et 36

présentent respectivement, les cinétiques de dégradation à 70, 80, 90 et 95°C des formes a et b

de la phéophytine, de l’hydroxyphéophytine et de la pyrophéophytine dans le nectar de ditax.

Les valeurs expérimentales sont représentées par des points et les valeurs modélisées par des

traits. Les données simulées du schéma réactionnel proposé (figure 34) représentent

relativement bien les données expérimentales.


104

Figure 35 : Evolution des formes a de la phéophytine, de l’hydroxyphéophytine et de la


95°C. (Valeurs simulées du modèle en traits, données expérimentales en points).

Figure 36 : Evolution des formes b de la phéophytine, de l’hydroxyphéophytine et de la


95°C. (Valeurs simulées du modèle en traits, données expérimentales en points).


105

Les paramètres cinétiques identifiés, à savoir les constantes de vitesse et les énergies

d’activation, sont présentés dans le tableau XXVIII pour les formes a ; et dans le tableau XXIX

pour les formes b.

Les figures 37 et 38 illustrent l’évolution des constantes de vitesse en fonction de la

température respectivement pour les formes a et b. Sur la figure 37, on peut voir que les

constantes de vitesse k1 et k2 de transformation de la phéophytine a en hydroxyphéophytine a

et en pyrophéophytine a sont similaires. Pour ce qui est de la phéophytine b (figure 38), la

constante k2 est plus élevée que la constante k1. Par conséquent, la vitesse de formation de la

pyrophéophytine b est plus élevée que la vitesse de formation de l’hydroxyphéophytine b.

Pour les deux phéophytines, k3 est la constante la plus élevée. La vitesse de dégradation de

l’hydroxyphéophytine est donc plus importante que celle de la pyrophéophytine a. La

pyrophéophytine a est donc un composé plus stable que l’hydroxyphéophytine qui se dégrade

pus vite qu’elle ne se forme. Ces derniers résultats ouvrent des perspectives intéressantes

quant à l’utilisation de l’approche multi-réponse pour la modélisation des cinétiques de

dégradation thermique des pigments verts du ditax à l’instar de celles effectuées sur la

Tableau XXVIII : Paramètres cinétiques obtenus suivant l’approche multi réponse pour

les formes a.

T (°C)

k (s-1

) 70 80 90 95 Ea (kJ.mol-1

) R²

k1 3,9E-04 9,2E-04 1,1E-03 4,4E-03 133,4 0,97

k2 1,9E-04 4,7E-04 2,5E-03 4,1E-03 86,6 0,84

k3 3,3E-03 7,3E-03 1,0E-02 3,1E-02 84 0,9

k4 0 2,3E-05 4,4E-04 1,1E-03 972,7 0,82

Tableau XXIX : Paramètres cinétiques obtenus suivant l’approche multi réponse pour les

formes b.

T (°C)

k (s-1

) 70 80 90 95 Ea (kJ.mol-1

) R²

k1 2,6E-04 1,1E-04 0,0E+00 8,3E-04 374 0,12

k2 2,6E-04 6,4E-04 2,8E-03 4,8E-03 125,2 0,98

k3 2,2E-03 2,2E-03 2,0E-03 9,6E-03 43,6 0,4

k4 0,0E+00 0,0E+00 7,0E-04 4,3E-03 1 215,9 0,9


106

dégradation des caroténoïdes notamment dans la patate douce, le pomélo et les huiles

[182-184]. Cette approche permettrait d’améliorer la compréhension des voies de dégradation

des pigments verts lors des traitements thermiques et de mieux comprendre l’influence de

paramètres opératoires tels que la température, la teneur en oxygène dissous sur les

trajectoires réactionnelles.

Figure 37 : Evolution des constantes de vitesse des formes a en fonction de la température.

Figure 38 : Evolution des constantes de vitesse des formes b en fonction de la température.

0,000

0,005

0,010

0,015

0,020

0,025

0,030

0,035

0,040

0,045

70 80 90 95

k (

s-1)

Températue (°C)

k4

k3

k2

k1

0,000

0,005

0,010

0,015

0,020

0,025

70 80 90 95

k (

s-1)

Températue (°C)

k4

k3

k2

k1


107

4. DIFFÉRENCIATION DES FORMES COMESTIBLES ET TOXIQUES

DE DETARIUM SENEGALENSE J.F. GMEL

Au Sénégal, la cueillette du ditax comestible est réalisée de façon empirique. Elle est

basée sur l’expérience des populations locales qui n’exploitent que les arbres dont les fruits

sont consommés par les animaux. Les diverses études pharmacologiques effectuées à ce jour

n’ont pas permis l’identification précise du ou des principes actifs responsables de la toxicité.

ADAM et al. avaient suggéré de faire une comparaison de la composition du fruit comestible

et du fruit toxique, de façon à mettre en évidence l’absence ou la présence du composé

toxique 29. Face à la difficulté liée à l’identification des formes comestible et toxique, nous

nous sommes proposés de comparer les formes comestibles et toxiques sur le plan botanique

(macroscopique et microscopique) et biochimique, afin d’essayer de mettre en évidence des

critères de distinction entre les deux formes.

4.1. Etude botanique

4.1.1. Description des feuilles

La figure 39 présente nos observations effectuées sur une feuille d’une jeune plante

comestible. La feuille est lancéolée, atténuée en pointe vers le sommet. L’apex est aigu. Le

pétiole est court, le bord du limbe est légèrement ondulé et présente des poils tecteurs

unisériés et lisses. La face supérieure est légèrement brillante, de couleur vert foncée avec de

rares poils au niveau des nervures. La face inférieure, plus terne, de couleur vert claire,

présente des nervures légèrement proéminentes avec de nombreux poils tecteurs

essentiellement au niveau du pétiole et des nervures (primaires, secondaires et tertiaires).

Nous avons également observé des poches de couleur jaune au niveau de la face inférieure du

limbe. L’observation macroscopique d’une feuille provenant d’un arbre adulte comestible

montre que la feuille est ovale, légèrement ondulée avec des nervures inférieures légèrement

saillantes beaucoup plus claires (figure 40). La feuille est assez rigide, l’apex est émarginé

(terminé par une échancrure) et le pétiole est petit. Le bord du limbe, légèrement enroulé est

dépourvu de poils. La face supérieure de la feuille, de couleur vert foncée, est glabre, argentée

avec des nervures secondaires en relief, lisses et également argentées. Quelques poils tecteurs

sont présents à la base de la feuille et sur le pétiole. Sur la face inférieure de couleur vert

jaune, les nervures sont saillantes avec de nombreux poils tecteurs conférant à ces dernières

un aspect légèrement velouté.


108

(a) (b)

(c) (d) (e) (f)

Figure 39 : Feuille d’une jeune plante comestible de Detarium senegalense face supérieure

(a), face inférieure (b), poches jaunes au niveau du limbe (c) ; apex (d) ; pétiole (e) ; pétiole

velu (f).

(a) (b) (c) (d)

(e) (f) (g)

Figure 40 : Observation macroscopique de feuilles d’arbre adulte de D. senegalense forme

comestible : folioles (a) ; face inférieure (b) ; face supérieure (c) ; limbe (d) ; apex face

supérieure (e) ; apex face inférieure (f) ; pétiole (g).


109

Des petits poils sont présents sur la nervure principale et quelques poils tecteurs sont

également présents au niveau du limbe. Chez l’arbre adulte toxique, la feuille est ovoïde,

légèrement piriforme avec un apex émarginé qui présente une échancrure au sommet (figure

41)

(a) (b) (c)

(d) (e)

(f)

Figure 41 : Observation macroscopique de feuilles d’arbre adulte de D. Senegalense forme

toxique : folioles (a) ; face inférieure (b) ; face supérieure (c) ; apex face supérieure (d) ; apex

face inférieure (e) ; pétiole (f).

Le pétiole est court, écailleux et peu velu. Le bord des feuilles est retourné. La face

supérieure a un aspect identique à celle du sujet adulte comestible, légèrement argenté avec

des nervures en réseau légèrement proéminentes, dépourvues de poils. Un réseau de nervures

plus clair est présent sur la face inférieure. Des poils tecteurs unicellulaires sont présents au

niveau des nervures, mais également sur tout le limbe.

La description des feuilles, faite par la plupart des auteurs concorde avec nos

observations. En effet, les feuilles sont décrites comme étant ovales, oblongues ou elliptiques,

à sommet arrondi et souvent échancré. A l’état jeune, le limbe est pubescent, pourvu de poils

courts, fins et mous sur les deux faces [2, 16, 18, 19, 31]. Comme Paris et Moyse-

Mignon 26 ; nous avons observé la présence de points translucides même si c’est au niveau

des feuilles de la jeune plante comestibles. En revanche, nous n’avons pas mis en évidence


110

ces points dans les feuilles des arbres adultes. D’après Paris et Moyse-Mignon, les feuilles de

la forme toxique auraient peu de points translucides26.

L’étude macroscopique des feuilles ne nous permet pas de faire une différence entre

les formes comestibles et toxiques de Detarium senegalense. D’après nos observations, la

feuille de la forme comestible est identique à celle de la forme toxique même si d’après

Heckel et Schlagdenhauffen 28, les feuilles de la forme comestible sont plus courtes et plus

fines que celles de la forme toxique. Cavin 17 a également observé une différence de

couleur entre les deux formes : la feuille de la forme comestible est vert jaune au-dessus et

jaunâtre en dessous alors que celle de la forme toxique est vert vif au-dessus et verte en

dessous. Les auteurs auraient peut-être travaillé sur des feuilles extemporanément récoltées.

L’observation microscopique d’une feuille de jeune plante comestible (figure 42) a

mis en évidence la présence d’un épiderme supérieur, d’un tissu palissadique, d’un

parenchyme lacuneux, de vaisseaux de bois, de fibres libériennes accompagnées de prismes

d’oxalate de calcium, d’un épiderme inférieur stomatifère et de poils tecteurs bicellulaires,

unisériés.

(a) (b) (c)

(d) (e) (f)

Figure 42 : Observation au microscope optique de feuille d’une jeune plante de la forme

comestible de D. senegalense : épiderme supérieur (a) ; tissu palissadique (b) ; épiderme

inférieur (c) ; épiderme inférieur à soulèvement et poils tecteurs (d) ; stomates (e) ; nervure

primaire avec poils tecteurs (f).

La feuille du sujet adulte comestible (figure 43) fait apparaître la présence de poils

tecteurs, mais en quantité moindre que chez le sujet jeune. L’épiderme supérieur est constitué

de cellules à parois rectilignes, non stomatifère, avec de rares poils bicellulaires unisériés. Les


111

poches jaunes ne sont pas présentes contrairement à la jeune feuille. L’épiderme inférieur est

stomatifère et présente des cellules légèrement bosselées (dite à soulèvement) avec des parois

non sinueuses. Ont également été observés des fibres de soutien, un tissu palissadique, un

parenchyme lacuneux et des prismes d’oxalates de calcium. L’étude au microscope a été

réalisée en utilisant comme liquide de montage, un mélange hydralcoolique de potasse,

comme milieu d’observation, qui permet de colorer certains tissus et d’éliminer la

chlorophylle. Le pétiole, quant à lui, est caractérisé par de nombreuses fibres.

(a) (b) (c)

(d) (e) (f)

(g)


forme comestible : épiderme supérieur (a) ; tissu palissadique (b) ; vaisseaux de bois et

prismes d’oxalate de calcium (c) ; épiderme inférieur (d) ; stomates (e, f) ; poils tecteurs (g).

Quant à la feuille du sujet adulte toxique (figure 44), nous retrouvons les mêmes

observations mises en évidence chez la feuille du sujet adulte comestible à savoir : un

épiderme supérieur à parois rectilignes, un tissu palissadique, des vaisseaux de bois, un

épiderme inférieur stomatifère à soulèvement important et des prismes d’oxalate de calcium.

Les poils tecteurs sont moins nombreux (lien avec l’âge de la plante). Nous n’avons pas


112

trouvé de données dans la littérature sur le plan microscopique, des feuilles d’arbres adultes

comestibles et toxiques de Detarium senegalense.

(a) (b) (c)

(d) (e) (f)


forme toxique : épiderme supérieur (a) ; tissu palissadique (b) ; vaisseaux de bois (c) ;

épiderme inférieur (d) ; soulèvement de l’épiderme inférieur (e) ; poils tecteurs (g).

4.1.2. Description des fruits

La figure 45 présente les observations macroscopiques effectuées sur le fruit

comestible. Le fruit est une drupe ovoïde ou globuleuse, légèrement aplatie. L’épicarpe est

épais, coriace et cassant à maturité. Le mésocarpe est constitué d’une faible épaisseur de

pulpe verte, farineuse, entremêlée de fibres adhérant au gros noyau central. Nos observations

concordent avec les données relatives à la description des fruits présentée dans la littérature [2,

16-17, 19, 31, 36]. L’observation microscopique du fruit comestible (figure 46) a mis en

évidence la présence d’un épicarpe de couleur vert marron constitué d’une sorte de réseau

plus ou moins coloré avec des cellules polygonales régulières (vert-jaune orange). Le

mésocarpe est constitué de grandes cellules renfermant de nombreuses petites granulations,

d’un réseau de nombreuses fibres blanchâtres et de nombreux vaisseaux de bois qui

appartiennent aux faisceaux libéro-ligneux.


113

(a) (b) (c)

(d) (e) (f)

Figure 45 : Observation macroscopique du fruit comestible ; fruit entier (a) ; fruit décortiqué

recouvert de pulpe (b) ; coupe du fruit (c) ; noyau dépulpé (d) ; coupe du noyau (e), amande

de la graine (g).

(a) (b)

(c) (d)

(e)

Figure 46 : Observation microscopique du fruit comestible : épicarpe (a) ; mésocarpe (b) ;

endocarpe (c) ; tégument de la graine (d) ; pédoncule du fruit (e).


114

L’endocarpe dur de couleur jaune orange est formé de cellules sclérifiées. Les

téguments de la graine qui s’oxydent à la coupe (couleur bleu marron gris) sont constitués de

cellules en bâtonnets vers l’extérieur. Les cellules de l’albumen sont polygonales vers

l’extérieur et s’agrandissent en prenant une forme arrondie vers l’intérieur. A noter la

présence de nombreuses gouttelettes lipidiques. Le pédoncule du fruit est constitué d’une

assise subéreuse pavimenteuse, de cellules sclérifiées, d’un parenchyme cortical et de

faisceaux libéro-ligneux.

Aucune différence n’a été observée dans la description du fruit toxique (figures 47-48)

comparativement au fruit comestible.

(a) (b)

Figure 47 : Observation macroscopique du fruit toxique : fruit entier (a) ; fruit décortiqué

recouvert de pulpe (b).

(a) (b) (c)

(d) (e) (f)

Figure 48 : Observation microscopique du fruit toxique : épicarpe (a) ; mésocarpe (b) ;

endocarpe (c) ; tégument de la graine (d) ; albumen (e) ; pédoncule du fruit (f).


115

En effet, on retrouve un épicarpe marron constitué d’un réseau plus ou moins coloré

formé de cellules polygonales à arrondies. Le mésocarpe est formé de cellules arrondies

renfermant de nombreuses granulations et entourées par un réseau de nombreuses fibres

translucides. L’endocarpe est constitué de cellules sclérifiées d’aspect polygonal en coupe

transversale et d’aspect allongé en coupe longitudinale.

L’observation macroscopique et microscopique des feuilles et des fruits ne permet pas

de faire une distinction entre les formes comestibles et toxiques de Detarium senegalense.

Une petite étude chimique a été donc réalisée pour compléter l’étude botanique et tenter de

trouver des critères de différenciation.

4.2. Etude chimique

4.2.1. Comparaison des extraits par chromatographie sur couche mince

Les plaques des extraits au dichlorométhane analysés par chromatographie sur couche

mince (CCM) sont présentées à la figure 49.

Figure 49 : Plaques CCM des extraits de pulpes et de feuilles comestibles et toxiques : dépôts

des extraits sur la plaque (a) ; plaque après migration dans le solvant toluène acétate d’éthyle

97:3 (b) ; détection UV-254 nm (c) ; détection UV-365 nm (d) ; révélation avec l’acide

phosphomolybdique (e) ; révélation avec l’anisaldéhyde (f). Légende : pulpe comestible (1),

pulpe toxique (2), feuille jeune plante comestible (3), feuille arbre adulte comestible (4),

feuille arbre adulte toxique (5).

(c) (b) (a) (d)

(d) (e)

1 2 3 4 5

1 2 3 4 5 1 2 3 4 5


116

Nous n’avons pas détecté de différence entre les différents extraits de pulpe (toxique et

comestible) et de feuilles (jeune plante comestible, arbre adultes toxique et comestible) raison

pour laquelle l’analyse par CCM n’a pas été approfondie pour identifier la nature des

composés.

4.2.2. Comparaison des extraits par chromatographie en phase gazeuse

4.2.2.1. Etudes préliminaires

Les extraits au dichlorométhane (DCM) des feuilles (jeune plante et arbres adultes),

des fruits (épicarpe et pulpe) des formes comestible et toxique ont été analysés par

chromatographie gazeuse afin de mettre en évidence la présence ou l’absence d’un composé

qui pourrait être utilisé comme critère de différenciation des deux formes. Les différents

chromatogrammes sont présentés sur les figures 50, 51, 52, et 53. Les composés ont été

désignés par leur temps de rétention car nous n’avons pas pu faire les identifications des

molécules.

L’extrait de la feuille de la jeune plante comestible (figure 50a) est caractérisé par la

présence du pic qui sort à 40,35 min comme composé majoritaire, suivi des pics à 42,05 et

58,13 min. L’extrait de feuille de l’arbre adulte comestible (figure 51a) présente le même

profil chromatographique que celui de la jeune plante avec en plus quatre nouveaux pics qui

sortent respectivement à 42,55 min ; 47,78 min ; 55,27 min et 61,68 min. En revanche, le pic

à 58,13 min est le composé majoritaire dans l’extrait de feuille de l’arbre adulte comestible.

Le pic à 40,31 min est également présent mais à un taux plus faible (4 à 5 fois moins en

intensité de pics).

L’extrait de feuille de l’arbre adulte toxique (figure 51b) est caractérisé par la présence

de sept nouveaux pics totalement absents des extraits de feuilles comestibles dont les temps

de rétention sont respectivement de 43,06 min ; 46,82 min, 47 min ; 48,29 min ; 48,68 min ;

49,85 min et 53,82 min. De plus, le pic à 37,29 min présent dans les extraits de feuille de la

jeune plante et de l’arbre adulte comestible est absent de l’extrait de feuille de l’arbre adulte

toxique. L’extrait de la pulpe du fruit comestible (figure 52a) est caractérisé par l’absence des

pics à 42,83 min ; 46,83 min ; 48,02 min ; 49,71 min et 54,40 min qui sont présents dans

l’extrait de la pulpe du fruit toxique (figure 52b). Au niveau des extraits de coques (épicarpe

du fruit), l’extrait du fruit comestible (figure 52c) est caractérisé par l’absence du pic à 42,01

min présent dans l’extrait de coque du fruit toxique (figure 52d) mais également par la


117

présence des pics 42,28 min ; 51,01 min et 59,18 min qui sont absents de l’extrait d’épicarpe

du fruit toxique.

Figure 50 : Chromatogramme des extraits au dichlorométhane de feuilles (a) et d’écorce (b)

d’une jeune plante comestible de Detarium senegalense.

Les tentatives d’identification réalisées par comparaison des spectres de masse des

composés avec ceux de la base de données NIST n’ont pas abouties à l’identification fiable

des composés. L’identification formelle des différents composés constituerait une perspective

de ce travail. Les tentatives d’identification ont quand même révélé que certains composés en

particulier ceux qui sortent en fin de chromatogramme entre 55 et 60 min présentaient des

spectres proches de ceux des triterpènes notamment du lupéol et de la lupénone. Nous nous

sommes donc proposé d’orienter la suite des travaux à la recherche de ces deux composés

dans les échantillons de feuilles (plus facile à transporter et à conserver) par co-injection avec

des étalons purs.

!

RT: 24.96 - 64.02

25 30 35 40 45 50 55 60

Time (min)

0

10000000

20000000

30000000

40000000

50000000

60000000

70000000

80000000

Inte

nsity

40.35

42.05

58.13

51.6633.3556.6350.0737.29

34.96

59.0638.87 62.4125.54 53.8248.3543.6533.1430.41

NL:

8.05E7

TIC F: MS

ech1

!

RT: 25.06 - 64.02

30 35 40 45 50 55 60

Time (min)

0

2000000

4000000

6000000

8000000

10000000

12000000

14000000

Inte

nsity

40.31

49.52

36.28 47.7142.05

50.0726.23 46.10 56.5452.0135.00 57.44 60.3238.52 43.7433.2027.93

NL:

1.15E7

TIC F: MS

ech20

(a)

(b)

Inte

nsi

té

Temps (min)

Inte

nsi

té

Temps (min)


118

Figure 51 : Chromatogramme des extraits au dichlorométhane de feuilles d’arbre adulte comestible (a) et toxique (b) ; d’écorce d’arbre adulte comestible (c)

et toxique (d) de Detarium senegalense. Colonne capillaire RTX 5.

!

RT: 24.86 - 64.02

25 30 35 40 45 50 55 60

Time (min)

0

5000000

10000000

15000000

20000000

25000000

Inte

nsity

58.13

40.2933.35

50.06

62.5651.64

42.02

55.2725.54 34.25

38.87 61.6847.7852.6242.5534.97

26.42 32.57

NL:

2.54E7

TIC F: MS

ech2

!

RT: 24.85 - 64.01

25 30 35 40 45 50 55 60

Time (min)

0

5000000

10000000

15000000

20000000

25000000

30000000

Inte

nsity

51.7148.33

56.66

58.13

50.06

47.0033.34

46.8238.8740.29 62.46

53.8243.06

25.54 34.25 59.2245.71

34.9726.42 32.57

NL:

4.42E7

TIC F: MS

ech3

!

RT: 25.03 - 64.03

30 35 40 45 50 55 60

Time (min)

0

1000000

2000000

3000000

4000000

5000000

6000000

7000000

Inte

nsity

55.26

50.7362.37

36.29 48.34 58.0151.62 61.6345.3234.32 40.33 42.0526.22 59.02

38.5233.3426.52 32.05

NL:

7.49E6

TIC F: MS

ech21

!

RT: 24.84 - 64.03

25 30 35 40 45 50 55 60

Time (min)

0

1000000

2000000

3000000

4000000

5000000

6000000

7000000

Inte

nsity

55.26

50.74

62.37

51.6240.31

51.97 56.5349.5761.6648.34 58.0345.3236.31

52.75 58.3734.33 46.0626.22 43.7238.93

33.3726.45

NL:

7.45E6

TIC F: MS

ech22

(a) (b)

(c) (d)

Temps (min) Temps (min)


Inte

nsi

té

Inte

nsi

té In

ten

sité

In

ten

sité


119

Figure 52 : Chromatogramme des extraits au dichlorométhane de pulpe comestible (a), pulpe toxique (b), coque comestible (c) et coque toxique (d) de

Detarium senegalense. Colonne capillaire RTX 5.

!

RT: 24.95 - 64.01

25 30 35 40 45 50 55 60

Time (min)

0

5000000

10000000

15000000

20000000

25000000

30000000

35000000

40000000

45000000

Inte

nsity

40.34

42.05

55.2834.99 62.4250.7537.30 43.73 48.36 51.6434.29 61.6856.5926.24 27.93

NL:

5.65E7

TIC F: MS

ech5

!

RT: 24.96 - 64.03

25 30 35 40 45 50 55 60

Time (min)

0

2000000

4000000

6000000

8000000

10000000

12000000

14000000

16000000

18000000

20000000

22000000

Inte

nsity

40.31

48.02

42.03

46.83

49.7155.25

50.73 54.4042.83 62.3536.26

34.97 58.7726.2227.92

NL:

2.99E7

TIC F: MS

ech4

!

RT: 29.99 - 63.90

30 35 40 45 50 55 60

Time (m in)

0

5000000

10000000

15000000

20000000

25000000

30000000

Inte

nsity

55.3251.01

50.7462.4559.18

34.96 40.29 42.28 48.34

51.6045.3158.35

62.0238.59 43.6634.3230.93

NL:

3.02E7

TIC F: MS

ech11_091

113143235

!

RT: 29.91 - 63.94

30 35 40 45 50 55 60

Time (min)

0

5000000

10000000

15000000

20000000

25000000

30000000

35000000

40000000

45000000

50000000

55000000

Inte

nsity

55.46

50.77

62.66

51.6440.29

48.34

51.9545.31

42.01 52.74 58.3846.81

61.9243.6536.27 37.2934.9733.34

NL:

6.09E7

TIC F: MS

ech10

(a) (b)

(c) (d)



Inte

nsi

té

Inte

nsi

té

Inte

nsi

té

Inte

nsi

té


120

4.2.2.2. Mise en évidence du lupéol et de la lupénone dans les extraits

de feuilles toxiques

La figure 53 présente le chromatogramme obtenu après co-injection des étalons purs

de lupéol et de lupénone par CPG.

Figure 53 : Chromatogramme du mélange des étalons de lupénone (tr 56,54 min) et de lupéol

(tr 57,02 min).

Les temps de rétention de la lupénone et du lupéol étant respectivement de 56,54 min

et 57,02 min, nous nous sommes focalisés dans la zone d’intérêt comprise entre 56 à 58 min

(figure 54). La lupénone et le lupéol sont présents uniquement dans les extraits de feuilles

toxiques comme nous pouvons le voir sur les figures 54b-f. C’est la première fois que la

lupénone et le lupéol (figure 55) sont signalés dans le Detarium senegalense. Le lupéol est un

alcool tri terpénique présent dans diverses familles de plantes. Il fait partie des principaux

composés actifs de plusieurs plantes médicinales. On le retrouve dans le raisin, la noisette,

l’huile d’olive, le beurre de cacao, le chou blanc [185]. La pulpe de mangue constitue une

excellente source de lupéol [186]. Il a aussi été mis en évidence dans le tamarin [187]. Le

lupéol possède de nombreuses activités pharmacologiques notamment anti-protozoaire

[188-190], anti-inflammatoire [191-193] et anti-tumorale [194-197]. En revanche, la toxicité

du lupéol n’est pas bien établie [187-189].

Inte

nsi

té

Temps (min)


121

Figure 54 : Zone d’intérêt de tr 56 à 58 min des chromatogrammes des différents extraits de

feuilles de Detarium senegalense : extrait dichlorométhane de feuille comestible (a) ; extrait

dichlorométhane de feuille comestible avec solution de référence contenant lupénone et

lupéol (b) ; extrait de feuille toxique (c) ; extrait de feuille toxique avec solution de référence

contenant lupénone et lupéol (d) ; extrait éther de feuille (mélange de 5 arbres toxiques

différents concentrés et repris dans du dichlorométhane (e) ; extrait éther de feuille (mélange

de 5 arbres toxiques différents concentrés et repris dans du dichlorométhane) avec solution de

référence contenant lupénone et lupéol (f) ; extrait acétone de feuille (mélange de 5 arbres

toxiques différents concentrés et repris dans du dichlorométhane) (g) ; extrait acétone de

feuille (mélange de 5 arbres toxiques différents concentrés et repris dans du dichlorométhane)

avec solution de référence contenant lupénone et lupéol (f).

RT: 56.31 - 57.20

56.4 56.5 56.6 56.7 56.8 56.9 57.0 57.1 57.2

Time (min)

0

100

200

0

100

200

0

100

200

0

100

200

0

100

200

Inte

nsity

0

100

200

0

100

200

0

100

200

56.6457.1156.79 57.1556.43 56.8356.41 56.4656.32 56.56 57.0656.85 56.91 56.95 57.00

56.5657.02

56.35 56.7056.39 56.47 57.1456.78 56.80 56.9356.85

56.5657.0556.69 57.0356.34 56.7156.36 56.41 56.74 57.1156.49 56.9956.79 57.1556.8956.85

56.5657.04 57.0656.68 57.0056.35 56.66 56.7156.37 57.1156.7356.41 57.1456.9056.81 56.9656.84

56.55

57.0256.6856.32 56.4456.36 56.8956.87 57.1556.76 56.9456.79

56.56

57.03 57.0756.6956.6756.32 56.36 56.45 57.1456.76 57.1656.89 56.9156.79 56.86

56.56

56.70 57.0356.4656.4356.32 56.77 56.96 57.1256.90 57.1456.8856.80

56.56

57.0256.6956.4656.4456.33 56.36 56.78 56.95 57.1356.9156.87 57.1756.80

NL:2.00E8

TIC MS 10

NL:1.14E8

TIC MS 20_130524093229

NL:1.36E8

TIC MS 30

NL:8.94E7

TIC MS 40

NL:1.54E8

TIC MS 50_130524103957

NL:2.07E8

TIC MS 60

NL:1.91E8

TIC MS 70

NL:1.86E8

TIC MS 80

(a)

(b)

(c)

(d)

(e)

(f)

(g)

(h)

Temps (min)

Inte

nsi

té

Lupénone Lupéol


122

Figure 55 : Structure chimique du lupéol (a) et de la lupénone (b).

4.2.3. Tentative de détection des glycosides cyanogènes

D’après les travaux de Cavin 17 qui a isolé un dérivé galloylé de glycoside

cyanogène dans le fruit toxique de ditax, nous avons tenté de détecter la présence de

glycosides cyanogènes dans les échantillons de pulpe, d’épicarpe, de feuilles et d’écorces des

formes comestible et toxique. La méthode simple du papier picrosodé est utilisée en

choisissant comme témoin des feuilles de laurier-cerise, connues pour leur richesse en

glycoside cyanogène. Après 2h d’incubation, le papier placé dans le tube contenant la feuille

de laurier cerise est passé du jaune, au jaune-orangé puis au rouge alors que ceux contenant

les différents extraits des formes comestibles et toxiques n’ont pas changé de couleur après

48h d’incubation (figure 56).

Figure 56 : Test de détection de l’acide cyanhydrique dans les échantillons de ditax par le test

du papier picrosodé.

(a) (b)


123

L’absence de changement de couleur après 48h signifie que le test est négatif pour les

glycosides cyanogènes. Pour autant, ce résultat ne nous permet pas d’affirmer que les

glycosides cyanogènes ne sont pas présents dans les formes toxiques de Detarium

senegalense. La cyanogénèse correspond à la production d’acide cyanhydrique (HCN) suite à

l’hydrolyse enzymatique des glycosides cyanogènes contenus dans les plantes cyanogènes

139. Le plus souvent, l’hydrolyse est assurée par la β-glucosidase produisant ainsi un sucre

et une cyanhydrine qui se décompose spontanément pour libérer du HCN et une cétone ou un

aldéhyde 198. La libération de HCN peut également se produire sous l’action de

l’hydroxynitrile lyase largement répandue dans les plantes cyanogènes 199. Dans la plante

entière, l’enzyme et le glycoside cyanogénétique sont séparés, mais dès que la plante subit un

dommage, ils sont mis en contact et l’acide cyanhydrique est libéré 200-201. L’acide

cyanhydrique est extrêmement toxique chez un grand nombre de microorganismes, grâce à sa

capacité de liaison avec les métaux (Fe2+

, Mn2+

et Cu2+

) qui sont des groupements

fonctionnels de plusieurs enzymes, inhibant ainsi la réduction de l’oxygène dans la chaîne

respiratoire au niveau du cytochrome ; le transport des électrons dans la photosynthèse et les

activités des enzymes comme la catalase ou l’oxydase 202-203. Il est habituel de trouver des

plantes cyanogènes et non cyanogènes au sein d’une même espèce. Cependant, les glycosides

cyanogènes sont difficiles à isoler du fait de l’instabilité des cyanhydrines. Le niveau de

glycosides cyanogénétiques produits dépend de l’âge de la plante mais aussi de la variété et

des facteurs environnementaux. La quantité des enzymes impliquées varie également en

fonction de l’organe. De plus, la quantité d’HCN libéré dépend non seulement de la quantité

de glycoside cyanogénétique, mais aussi de la quantité de β-glucosidase et d’hydroxynitrile

lyase 204. Les glycosides cyanogènes pourraient être présents dans les fruits toxiques de

ditax, mais il se pourrait que les ou l’une des enzymes ne soi(en)t pas présente (s) pour

permettre la libération d’HCN. Ou alors, peut être qu’une faible quantité d’HCN serait libérée,

mais la sensibilité de la méthode utilisée au papier picrosodé ne permet pas sa détection. Une

autre hypothèse serait que les glycosides cyanogénétiques soient carrément absents dans les

formes toxiques.

4.2.4. Comparaison du profil des composés phénoliques

Les profils des composés phénoliques des pulpes de fruits comestibles (provenant des

six zones de cueillette) et toxiques ont été comparés. Les identifications ont été réalisées sur la

base des spectres UV-visible, des masses des ions moléculaires et des ions fragments ainsi


124

que les données de la littérature. Les profils chromatographiques des extraits de fruits

comestibles étant identiques, la figure 57 présente à titre d’exemple les chromatogrammes de

l’extrait de pulpe des fruits comestibles collectés à Diannah et celui de la pulpe toxique

enregistrés à 280 nm.

Figure 57 : Chromatogrammes HPLC des composés phénoliques (détection à 280 nm) des

extraits de pulpe comestible (a) et toxique (b) de D. senegalense.

10 15 20 25 30 35 40 45 50 Temps (min)

0 20000

60000

100000

140000

180000

220000

260000

300000

340000

380000

17 uAU

(b)

Temps (min)

uAU

10 15 20 25 30 35 40 45 50 0 10000

30000

50000

70000

90000

110000

130000

150000

170000

190000

210000

1

3

4 19

18 5 8 15 7 16 6 11 9

2 14 10 12 13

(a)


125

Le tableau XXX présente les composés phénoliques identifiés dans les pulpes de fruits

comestibles et toxiques de D. senegalense. Les composés identifiés sont essentiellement des

flavanols, dimères de catéchine et d’épicatéchine ainsi que des dérivés de catéchine et

catéchine gallate. Des dérivés galloylés de l’acide shikimique ont également été mis en

évidence. L’acide gallique est également présent. Ce résultat concorde avec ceux de Haddad

qui avait trouvé dans la pulpe comestible de ditax 7,05 mg.kg-1

d’acide gallique [1].

Tableau XXX : Composés phénoliques identifiés dans les pulpes des fruits comestibles et toxiques

de D.senegalense.

Pics Tr (min) UV MS MS2 Tentative d'identification

1 10-10,3 271 169

Acide gallique

2 12,2 273 493

n.i.

3 15,1-15,3 275 325 169 Acide shikimique galloylé



6 18,6-18,9 273 487 443, 407, 271 n.i.

7 20,6-20,7 278, 290sh 519 473, 451, 443 n.i.

8 24,3-24,6 270 483 331, 271, 169 Digalloyl glucose

9 24,7-24,8 278 289 245, 205, 179 Catéchine (cat)

10 27,6-27,9 278 577 509, 425, 407 Procyanidine dimère

11 28,5-29,1 256sh, 278 481 437, 313,169 n.i.

12 30,3-30,5 278 289 245, 205, 179 Épicatéchine (épicat)

13 30,8-31,2 274 729 577, 407, 289 Cat-cat gallate

14 32,8-33,2 274 635 591, 483, 331 Trigalloyl glucose

15 33,6-34 278 729 577, 407, 289 Épicat-Cat-gallate

16 34,9-35,6 272 609 565, 457, 271 n..i

17 36,7 274 412 313, 169 6’-O-galloyl-(R)-

épihétérodendrine

18 37,9-38,7 278 881 729, 577, 289 Cat-gallate/cat-gallate

19 40-40,7 278 441 289 Cat-gallate

n.i. : non identifié

Le chromatogramme de l’extrait de pulpe du fruit toxique montre un profil similaire à

celui de l’extrait de pulpe du fruit comestible avec cependant comme principale différence, la

présence d’un composé phénolique (36,74 min) qui représente le composé majoritaire dans

l’extrait de pulpe toxique. Ce composé caractérisé par une longueur d’onde d’absorption

(λmax) à 274 nm et un rapport m/z de 412,11 (figure 58) présente une forte similitude avec le

6’-O-galloyl-(R)-épihétérodendrine qui absorbe à λmax 275 nm et qui a un rapport m/z de 412

mis en évidence par Cavin [17]. Ce composé est constitué par l’isovaléronitrile lié à un β-


126

glucose et à l’acide gallique sous forme estérifiée (cf. paragraphe 1.2., figure 3). Lorsque

l’isovaléronitrile est lié en 1’ par une liaison β à du D-glucose, la molécule est nommée

hétérodendrine ou épihétérodendrine, selon la configuration absolue S ou R, respectivement

de C-2 205-207.

Figure 58 : Spectre UV et spectre de masse du composé (36,74 min) dans l’extrait de pulpe

toxique.

Nos résultats semblent donc confirmer les travaux de Cavin quand à l’implication du

6’-O-galloyl-(R)-épihétérodendrine dans la toxicité des fruits de Detarium senegalense. De

plus, la description d’une odeur d’amande amère qui se dégagerait des fruits toxiques faite par

certains auteurs vont dans le sens de l’implication de ce composé car les glycosides

cyanogènes dégagent généralement une odeur amère [26, 31]. La libération de HCN par ce

composé a également été mise en évidence par la formation du Bleu de Prusse 17. La

formule brute proposée par Cavin est C18H23NO10 et une masse exacte de 413,13 Da 17.

DITOXI3 #11039 RT: 36.79 AV: 1 NL: 3.71E5 microAU

200 250 300 350 400 450 500 550 600

wavelength (nm)

0

20000

40000

60000

80000

100000

120000

140000

160000

180000

200000

220000

240000

260000

280000

300000

320000

340000

360000

uAU

274.00

230.00

379.00 561.00349.00 582.00543.00399.00 515.00498.00412.00 481.00444.00

DITOXI3 #1286 RT: 36.80 AV: 1 NL: 7.34E6F: - c ESI Full ms2 [email protected] [110.00-2000.00]

200 250 300 350 400 450 500 550 600 650 700 750 800 850

m/z

0

500000

1000000

1500000

2000000

2500000

3000000

3500000

4000000

4500000

5000000

5500000

6000000

6500000

Inte

nsity

412.11

313.10

168.98

252.80222.83


127

La toxicité cellulaire de l’extrait contenant le composé phénolique a ensuite été

évaluée pour trouver une corrélation avec le caractère toxique des fruits. Les résultats obtenus

sont présentés au paragraphe 4.3.

4.2.5. Comparaison du profil des composés volatils

Etant donné que les animaux, notamment les singes ne consomment pas les fruits

toxiques à cause de leur odeur, nous avons utilisé la SPME pour rechercher des différences de

composé (s) volatil (s) par comparaison entre les fruits entiers. La comparaison du profil des

composés volatils piégés par SPME sur des fruits entiers toxiques et comestibles est présentée

sur la figure 59. La principale différence que nous avons observée entre les deux profils est la

présence de l’isovaléronitrile ou 3 méthyle, butane nitrile (tr 7,12 min) détecté uniquement

dans le fruit toxique entier. Les fruits toxiques dégageraient effectivement une odeur

d’amande amère liée à la présence de l’isovaléronitrile. La figure 59b présente le

chromatogramme des fruits entiers dans la zone d’intérêt entre 6,8 et 7,3 min ainsi que le

spectre de masse de l’isovaléronitrile.

Par la suite, des extraits de pulpes de fruits toxiques et comestibles ont été préparés par

SPME et par SAFE puis analysés sur colonne polaire (DB-WAX) et apolaire (DB-1ms) en

présence d’un étalon pur d’isovaléronitrile. Les temps de rétention de l’isovaléronitrile sont

respectivement de 6,38 min sur la colonne DB-WAX et 3,4 min sur la DB-1ms.

L’isovaléronitrile est donc bien présent uniquement dans la pulpe toxique mais à l’état de

trace. En effet, la semi-quantification effectuée par SAFE nous a permis de trouver une

concentration de 3,1 ± 0,6 μg.kg-1

de pulpe de fraîche. La détection de l’isovaléronitrile

semble confirmer la présence du 6’-O-galloyl-(R)-épihétérodendrine dans les fruits toxiques

et sa responsabilité dans la toxicité des fruits. De plus, pour Heckel et Schlagdenhauffen

(1889), c’est un composé volatil qui serait responsable de la toxicité [28].


128

Ab

on

da

nce

Temps (min)

(a) (b)

Figure 59 : Comparaison du profil des composés volatils (a) piégés par SPME sur des fruits entiers toxiques (tracé noir) et comestibles (tracé

rose) ; chromatogrammes entre 6,8 et 7,3 min avec le spectre de masse de l’isovaléronitrile (3 méthyle, butane nitrile) identifié dans les fruits

entiers toxiques de D. senegalense (b).


129

De plus, sa présence à l’état de trace, expliquerait en partie pourquoi le test de

détection des glycosides cyanogénétiques était négatif. En effet, si les deux enzymes ne sont

pas présentes, la libération de HCN ne pourra pas se faire. Cependant, nous pouvons présumer

d’une libération spontanée de HCN mais en très faible quantité.

D’autre part, les tests de piégeage effectués sur l’arbre et juste après cueillette n’ont

pas révélé la présence de l’isovaléronitrile dans les échantillons toxiques. Ce qui pourrait

s’expliquer par le temps de piégeage de 1h qui est peut être insuffisant pour permettre

l’extraction et le piégeage de l’isovaléronitrile.

La toxicité cellulaire de l’isovaléronitrile a été évaluée également.

4.3. Evaluation de la toxicité cellulaire des fruits et de l’isovaléronitrile

Comme nous pouvons le voir sur les figures 60 et 61, il y n’a pas de toxicité (pas

d’effet) sur la viabilité des cellules quel que soit les extraits concernés par rapport au témoin

(sans extrait). Les légères augmentations d’absorbance que l’on peut observer aux

concentrations élevées, notamment pour les échantillons lyophilisés (0,5 à 10 mg.mL-1

), sont

dues à un artéfact, c’est à dire qu’il y a une réactivité entre le PMS/MTS et les extraits

probablement due au pH des extraits. Ces résultats ont été confirmés par la suite en faisant les

tests une seconde fois.

Figure 60 : Evaluation de la toxicité cellulaire des extraits comestibles et toxiques de ditax

après 6h de traitement sur des cellules J774A1 (moyennes et écart-type sur 6 mesures).

0,00,20,40,60,81,01,21,41,61,8

Ab

sorb

an

ce à

49

0 n

m

Concentration (mg.mL-1 d'extrait) Extrait de pulpe toxique Extrait de pulpe comestibleExtrait de coque toxique Extrait de coque comestible


130

Figure 61 : Evaluation de la toxicité cellulaire des lyophilisats après 6h de traitement sur les

cellules J774A1 (moyennes et écart-type sur 6 mesures).

L’isovaléronitrile ne présente pas d’effet toxique sur les cellules dans la gamme de

concentration que nous avons testée même si on note une légère baisse de l’absorbance entre

0,1 et 1% (figure 62). Les tests de toxicité cellulaire du 6’-O-galloyl-(R)-épihétérodendrine

réalisés par Cavin sur des neutrophiles péritonéaux de rats, des neutrophiles humains et des

macrophages de souris RAW 264,7 avaient montré une absence d’effet toxique 17 même si

l’auteur a pu mettre en évidence la libération de l’acide cyanhydrique par la formation du

Bleu de Prusse à partir de ce composé.

Figure 62 : Evaluation de la toxicité cellulaire de l’isovaléronitrile après 6h de traitement sur

les cellules J774A1 (moyennes et écart-type sur 6 mesures).

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

1,2

1,4

1,6

1,8

0 0,001 0,002 0,01 0,02 0,1 0,2 1 2 10

Ab

sorb

an

ce à

49

0 n

m

Concentration (mg /mL de lyophilisat) Pulpe toxique lyophilisée Pulpe comestible lyophylisée

Coque toxique lyophilisée Coque comestible lyophilisée

0,0000,2000,4000,6000,8001,0001,2001,4001,600

0 0,0005 0,001 0,005 0,01 0,05 0,1 0,5 1

Ab

sorb

an

ce à

49

0 n

m

Concentration isovaléronitrile (%)


131

4.4. Autres caractéristiques de la pulpe toxique

Contrairement à la pulpe comestible, la teneur en sucres simples est inférieure dans la

pulpe toxique. Les sucres totaux représentent 11,82 ± 0,29 g.100g-1

M.S. et sont

essentiellement constitués par le saccharose (7,99 ± 0,21 g.100g-1

M.S.), suivi du glucose

(2,16 ± 0,2 g.100g-1

M.S.) et du fructose (1,32 ± 0,06 g.100g-1

M.S). Au niveau des acides

organiques, la pulpe toxique est plus riche en acide oxalique (477,37 ± 19,2 mg.100 g-1

M.S.),

les teneurs en acides shikimique (7 596,76 ± 159,69 mg.100 g-1

M.S.) et quinique (3 703,19 ±

350,59 mg.100 g-1

M.S.) sont similaires à celles de la pulpe comestible. Cependant, les

différences observées pourraient provenir d’une différence au niveau du stade de maturité des

fruits u de leur provenance géographique.

Nos résultats ont donc mis en évidence des similitudes et des différences entre les

formes comestibles et toxiques. Au niveau des similitudes, nous pouvons retenir que sur le

plan botanique, les deux formes sont identiques. En revanche, les principales différences

notées sont la présence de l’isovaléronitrile et du 6’-O-galloyl épihétérodendrine dans les

pulpes toxiques. Le lupéol et la lupénone ont également étaient mis en évidence dans les

feuilles toxiques. L’identification des composés ayant un intérêt dans la discrimination des

espèces devrait se poursuivre dans le cadre des perspectives de ce travail. Le dosage du

6’-O-galloyl épihétérodendrine, du lupéol et de la lupénone pourrait être envisagé pour

connaître leur niveau dans les fruits. L’absence de cytotoxicité pourrait présager soit de

l’implication d’autres composés, ou bien alors, l’absence de système enzymatique pour la

libération de HCN à partir du 6’-O-galloyl épihétérodendrine.

Conclusion et perspective

132

CONCLUSION GENERALE

A l’entame de ce travail de recherche, notre principal objectif était d’améliorer et

d’approfondir les connaissances actuelles sur le ditax, fruit du Detarium senegalense J. F.

Gmel. Cet objectif impliquait d’une part, la caractérisation physico-chimique la plus complète

possible du fruit de la forme comestible et des procédés de fabrication du nectar et d’autre

part, de contribuer à la différenciation des formes comestibles et toxiques notamment des

fruits pour faire face à la difficulté liée à leur identification.

A l’issue de cette recherche, nous avons caractérisé le ditax provenant des six

principales zones d’exploitation au Sénégal que sont Kabiline 2, Diannah, Thiobon ainsi que

les îles de Falia, Dionewar et Niodior.

D’une manière générale, le fruit pèse en moyenne 49,24g ± 0,13 avec un diamètre

moyen de 3,83 cm ± 0,46. La partie comestible représentée par la pulpe constitue en moyenne

34% du poids du fruit. La caractérisation biométrique a révélé une variabilité suivant les

zones de collecte. Ainsi, c’est dans la région de Ziguinchor, où se trouvent les localités de

Kabiline 2, Diannah et Thiobon, que l’on trouve les fruits les plus gros, les plus lourds et les

plus riches en pulpe en comparaison avec la région de Fatick où sont localisées les îles de

Falia, Dionewar et Niodior.

Sur le plan biochimique, la pulpe de ditax est caractérisée par une teneur en eau

moyenne de 63%, une acidité titrable moyenne de 31,9 mEq.100g-1

(coefficient de variation

de 27%) et un pH moyen de 3,5.

Les sucres totaux qui ne varient pas suivant la zone de cueillette, représentent en

moyenne 22,51 g.100g-1

M.S. Le saccharose est le principal sucre majoritaire, le glucose et le

fructose étant présents en faible quantité (<2%). Il est également apparu que les fruits

provenant de la région de Ziguinchor (Kabiline 2, Diannah et Thiobon) sont plus acides que

ceux provenant des îles du Saloum (Falia, Dionewar et Niodior) avec un ratio

« sucres/acides » plus faible (entre 1,6 et 2,7 g.mEq-1

).

La pulpe de ditax est également caractérisée par une teneur en acide ascorbique très

élevée avec une valeur moyenne de 1 575 mg.100g-1

M.F. (entre 1 200 et 2 200 mg.100g-1

M.F. suivant la zone de collecte). L’acide ascorbique représente 96% de la vitamine C totale

dans la pulpe.

Les lipides sont présents à l’état de trace (entre 0,6 et 0,8 g.100g-1

M.F.) de même que

les protéines qui représentent entre 1,5 et 2%. La teneur en potassium de la pulpe est comprise


133

entre 1,1 et 1,5 mg.100g-1

M.S. Le rapport Ca/P moyen est de 0,87 où la pulpe provenant de la

localité de Diannah présente un rapport Ca/P de 1,3.

La phéophytine a est le pigment majoritaire de la pulpe de ditax (128 mg.kg-1

de pulpe

fraîche) suivie par l’hydroxyphéophytine a’ (32,9 128 mg.kg-1

de pulpe fraîche). La lutéine

(4,64 mg.kg-1

) et le β-carotène (3,61 mg.kg-1

) sont les principaux caroténoïdes même si la

zéaxanthine et le 9-cis β-carotène sont également présents à l’état de trace. Les pulpes

provenant de Kabiline 2, Diannah et Dionewar ont des teneurs en phéophytine a supérieure à

le teneur moyenne de toutes les localités (103 mg.kg-1

).

Les traitements thermiques réalisées entre 60 et 100°C sur le nectar de ditax ont

montré que les cinétiques de dégradation thermique de la phéophytine a, de

l’hydroxyphéophytine a’ et de l’acide ascorbique suivent une réaction d’ordre 1. La

dégradation de la phéophytine a et la formation de la pyrophéophytine a sont les principales

modifications observées à la suite du traitement thermique, bien que d’autres composés

dérivés de la chlorophylle aient été détectés.

La phéophytine a est dégradée en pyrophéophytine a qui n’apparaît pas à 60°C mais

après 60 min de chauffage à 70°C, 30 min à 80°C et 15 min à 90 et 95°C. Cette dégradation

se traduit par une modification de la couleur. Les trois modèles cinétiques utilisés ont permis

de déterminer les paramètres cinétiques de la dégradation des pigments chlorophylliens

notamment les énergies d’activation, le facteur z ainsi que les enthalpies et les entropies

d’activation. Ces trois modèles en particulier le modèle d’Eyring peuvent ainsi être utilisés

pour prévoir la dégradation de ces molécules lors des traitements classiques de pasteurisation.

Du point de vue la composition aromatique, ce sont les aldéhydes connus pour leur note verte

qui sont les composés majoritaires de la pulpe de ditax (57% de la fraction volatile totale)

avec le trans,cis-2,6-nonadiénal et le cis-2-hepténal comme principaux volatils. Les

hydrocarbures sesquiterpéniques 13,13% de la fraction volatile totale avec le

trans-α-bergamoténe comme composé majoritaire. Les pulpes provenant des fruits collectées

dans les zones de Falia, Dionewar, Niodior, Kabiline 2, Diannah et Thiobon ont présentées le

même profil aromatique.

L’amande du fruit est caractérisée par une faible teneur en eau (3,1%) et 7,5% de

lipides dont l’acide oléique et l’acide béhénique représentent respectivement 29,1 et 25,4%.

La caractérisation des procédés d’extraction de la pulpe et d’élaboration du nectar a

montré que le procédé traditionnel comporte six opérations unitaires (pilage, dilution,

malaxage, tamisage grossier, formulation et tamisage fin) comparé au procédé mécanique qui


134

n’en compte que trois (trituration mécanique, formulation et tamisage fin). Par ailleurs, il n’y

a pas de différence au niveau des rendements d’extraction même si on extrait plus de matière

sèche soluble avec le procédé mécanique. Le nectar élaboré suivant le procédé traditionnel

sédimente six fois plus vite au stockage que le nectar issu du procédé mécanique dont les

particules en suspension sont plus petites. La couleur verte du nectar issu du procédé

traditionnel est plus claire et plus intense. Le nectar issu du procédé mécanique est plus acide,

plus riche en acide ascorbique et en phéophytine a. Les composés d’arômes y sont également

plus concentrés.

Sur le plan microbiologique, le nectar de ditax pasteurisé peut se conserver jusqu’à 6

mois à 4°C sans altération microbiologique malgré les modifications de couleur et de goût qui

peuvent survenir.

L’étude botanique des formes comestibles et toxiques de Detarium senegalense ne

nous a pas permis de différencier les formes comestibles des formes toxiques. Sur le plan

chimique, l’analyse des composés phénoliques a fait apparaître la présence d’un composé

susceptible d’être un glucoside cyanogénétique qui serait un dérivé de l’acide gallique lié au

glucose et à l'isovalérnitrile uniquement dans la forme toxique. Cette forte présomption est

corroborée par la détection de l’isovaléronitrile dans les fruits toxiques après analyse par

SPME et par SAFE. Même si la toxicité n’a pas pu être établie au travers nos différents tests,

nous pouvons considérer la présence de l’isovaléronitrile comme critère de différenciation

entre les deux pulpes. L’étude chimique a également fait ressortir la présence du lupéol et de

la lupénone dans les formes toxiques. De ce fait, ces deux triterpènes pourraient servir de

bio-marqueurs dans la différenciation des deux formes.

La première perspective de ce travail consiste à poursuivre les travaux de

caractérisation de la pulpe comestible notamment pour déterminer la composition des parois

cellulaires et l’utilisation des enzymes commerciales pour la stabilisation de la suspension du

nectar. Il serait également intéressant de déterminer des composés d’impact pour identifier les

composés d’arômes actifs notamment par GC-olfactométrie.

Concernant la distinction entre les formes toxiques et comestibles, l’identification

complète et la quantification des composés phénoliques seraient également une perspective

intéressante dans la mesure où ils constituent un critère de différenciation entre les formes

comestibles et toxiques. De même, les tentatives d’identification des composés ayant un

intérêt dans la discrimination des espèces devraient se poursuivre. La mise en place d’une

méthode de détection rapide de l’isovaléronitrile, du lupéol et de la lupénone pourrait


135

également être envisagée. Il serait également intéressant de travailler sur des arbres d’origine

géographique différente pour valider et contrôler la répétabilité et la reproductibilité des

résultats obtenus surtout au niveau des extraits de pulpe du fruit. D’autres solvants

d’extraction pourraient également être utilisés pour compléter les travaux et mettre en

évidence d’autres types de composés. Les recherches devraient se poursuivre afin d’identifier

le ou les composés responsables de la toxicité des fruits.

Références Bibliographiques

136

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES

1 Haddad C. (2000). Fruitiers sauvages du Sénégal, Université de Montpellier I, Thèse de

Doctorat, 372p.

2 Kerharo J., Adam J.G. (1974). La Pharmacopée Sénégalaise Traditionnelle : Plantes

Médicinales et Toxiques, Editions Vigot Frères, Paris, pp.285-287.

3 Diop P.A., Franck D., Grimm P., Hasselmann C. (1988). High-performance liquid

chromatography determination of vitamin C in fresh fruits from West Africa, J. Food Comp.

Anal. 1, 265-269.

4 Anon. (2000). Etude agroforestière de Detarium senegalense, ISRA/CNRF, Dakar,

Sénégal, 18p.

5 Cisse M. (2007). Caractérisation de quelques fruits du Sénégal, stabilisation et

concentration de jus de fruits tropicaux par des techniques membranaires, Thèse de Doctorat

de l’Université Cheikh Anta Diop de Dakar, spécialité génie des procédés, 210 p.

6 Ellis P.R., Rayment P., Wang Q. (1996). A physico-chemical perspective of plant

polysaccharides in relation to glucose absorption, insulin secretion and the entero-insular axis,

Proceedings of the Nutrition Society 55, 881-898.

7 Wang Q., Ellis P.R., Ross-Murphy S.B., Burchard W. (1997). Solution characteristics of

the xyloglucan extracted from Detarium senegalense Gmelin. Carbohydr. Polym. 33, 115-

124.

8 Wang Q., Ellis P.R., Ross-Murphy S.B., Grant Reid J.S. (1997). A new polysaccharide

from a traditional Nigerian plant food: Detarium senegalense Gmelin, Carbohydrate research,

284: 2, 229 –239.

9 Onyechi U.A., Judd P.A., Ellis P.R. (1998). African plant foods rich in non-starch

polysaccharides reduce postprandial blood glucose and insulin concentrations in healthy

human subjects, Br. J. Nutr. 80, 419-428.

10 Mbengue M. (1999). Valorisation d’un fruit forestier au Sénégal : le Ditakh (Detarium

senegalense J. F. Gmel), Université de Droit d’Economie et des Sciences d’Aix-Marseille,

Faculté des sciences et Techniques de Saint Jérôme, Mémoire de D.E.A., 37p.

11 Anon. (2001). Récolte et conservation du Ditax, in : Valorisation d’un fruitier au

Sénégal : le Ditax, Atelier Prés. Résult. Rech., Inst. Technol. Alim., Proj. SAFGRAD – ITA,

ITA, Dakar, Sénégal, 7 p.

12 De Jussieu A. L. (1789). Genera Plantarum - Secundum Ordines Naturales Disposita,

Ed. Herissant & Barrois, Paris, 365p.

13 Gmelin J.F. (1791). Systema Naturae per Regna Tria Naturae, secundum Classes,

Ordines, Genera, Species, cum. Characteribus, Differentiis, Tomus II, 13ème Ed., Editions

Impensis Georg. Emanuel. Beer., 700p.

14 Lô M. (1988). Contribution à l’étude biosystématique de Detarium senegalense J.F.

Gmel., Université Cheikh Anta Diop de Dakar, Département de Biologie Végétale, Sénégal,

Mémoire de D.E.A., 91 p.


137

15 Diatta W. (1995). Contribution à l’étude pharmacognosique des fruits de deux variétés de

Detarium senegalense J.F. Gmel. récoltés en Basse Casamance, Université Cheikh Anta Diop

de Dakar, Faculté de Médecine et de Pharmacie, Sénégal, Thèse de Doctorat en pharmacie,

124 p.

16 Arbonnier M. (2002). Arbres, Arbustes et Lianes de Zones Sèches d’Afrique de l’Ouest,

2ème

Ed., CIRAD – MNHN, Paris, 541p.

17 Cavin A.L. (2007). Contribution à la connaissance taxonomique et chimique de fruits

africains du genre Detarium (Fabaceae – Caesalpinioideae) : D. microcarpum Guill. Et Perr.

et des formes comestibles et toxiques de D. senegalense J.F. Gmel., Université de Genève,

Faculté des sciences, Thèse Docteur ès sciences, mention sciences pharmaceutiques, 231p.

18 Hutchinson J., Dalziel J.M. and revised by Keay R.W.J. (1958). Flora of West Tropical

Africa, Vol I, part II. 2nd

Ed., The Whitefriars Press, London, 457 p.

19 Berhaut J. (1975). Flore Illustrée du Sénégal, Tome IV. Ed Clairafrique, Dakar, 625p.

20 Anon. (2003). Domestication et valorisation de quelques fruitiers forestiers au Sénégal,

Rapp. Final Proj. FNRAA, ISRA/CNRF, Dakar, Sénégal, 43p.

21 Guillemin J.A., Perrotet S., Richard A. (1830 – 1833). Florae Senegambiae Tentamen,

Tomus primus, Editions APUD, Treuttel et Würtz, Paris, pp.269-271.

22 Imbert P., Teyssier J. (1986). Intoxication aiguë par ingestion de Ditakh. A propos de 8

observations, Med. Trop. 46, 79-83.

23 Baillon H. (1865–1866). Adansonia–Recueil Périodique d’Observations Botaniques,

Tome 6, Editions E. Martinet, Paris, pp.200-202.

24 Burgel P.R., Camara P., Collet Burgel, C., Soko T.O., Hovette P. (1998). L’intoxication

au Ditakh : une intoxication tropicale méconnue, 2 observations, Presse Med. 27, 1528.

25 Berthelot P.G., N'Diaye M., Diatta B., Guerry B., Angel G., Saissy J.M. (2000). Acute

intoxication after Ditakh fruit ingestion, Intensive Care Med. 26, 1587.

26 Paris R., Moyse-Mignon H. (1947). A reputedly toxic Leguminosa of French West

Africa "false detah" D. heudelotianum, Ann. Pharm. Fr. 5, 11-16.

27 Sambuc M.C. (1887). Contribution à la Flore et à la Matière Médicale de la Sénégambie,

Ecole Supérieure de Pharmacie, Montpellier, Thèse de doctorat, pp.84–94.

28 Heckel E., Schlagdenhauffen F. (1889). Sur les deux variétés de Detarium senegalense à

fruits comestibles et à fruits amers au point de vue botanique et chimique, J. Pharm. Chim. 21,

401 – 414, 472 – 478.

29 Adam F., Adam J.C., Hasselot N. (1991). Intoxication par ingestion de Ditakh (Sénégal),

Med. Trop. 51, 455-458.

30 Kerharo J., Adam J.G. (1962). Premier inventaire des plantes médicinales et toxiques de

la Casamance, Ann. Pharm. Fr. 20, 726-727.

31 D'Almeida P.A. (1984). Trente-trois Cas d'Intoxication par les Plantes Observés au

Service de Pédiatrie de l'Hôpital Principal de Dakar, Département de Pharmacie, Hôpital

Principal de Dakar, Thèse de doctorat, Sénégal, pp.124-170.

32 Aubreville A., Trochain J. (1937). Les espèces du genre Detarium (Légum.

Césalpiniacées) en A.O.F., Bull. soc. Bot. France, 84, 487- 494.


138

33 Diop N., Ndiaye A., Cisse M., Diémé O., Dornier M., Sock O. (2010). Le ditax

(Detarium senegalense J. F. Gmel.): principales caractéristiques et utilisations au Sénégal,

Fruits, 65 :293-306.

34 Aubreville A. (1950). Flore Forestière Soudano – Guinéenne, A. O. F, Cameroun, A.E.F.

Société d’Editions Géographiques, Maritimes et Coloniales, 523p.

35 Malgras D. (1992). Arbres et Arbustes Guérisseurs des Savanes Maliennes, Edition

Karthala et Agence de Coopération Culturelle et Technique, Paris, 479p.

36 Burkill H.M. (1995). The Useful Plants of West Tropical Africa - Vol. 3 Families J - L.

2nd Ed., Whitefriars Press, London, pp.101-105.

37 Anon. (2012). Statistiques officielles de production du Ditax, DEFCCS, Div. Aménag.

Prod. For., Dakar, Sénégal.

38 Thiam A., Gaye A., Diop N., Ndiaye I. (2011). Mise en place de vergers de production

de Detarium senegalense, Fiche Tech., 1p.

39 Anon. (1999). Valorisation d’un fruitier au Sénégal : le Ditax, Inst. Technol. Alim., Rapp.

Act. Proj. SAFGRAD – ITA, ITA, Dakar, Sénégal, 22p.

40 Favier J.C., Ireland Ripert J., Laussucq C., Feinberg M. (1993). Table de composition

des fruits exotiques, fruits de cueillette d’Afrique, (Répertoire général des aliments), Paris :

ORSTOM, INRA, TEC & DOC Lavoisier, Vol.3, 243p.

41 Auffret C. (1948). Présence de vitamine C dans les fruits de Ditah, Maroc médical, 207,

29.

42 Toury J., Giorgi R., Favier J.C., Savina J.F. (1967). Aliments de l’Ouest Africain, Tables

de composition. Ann. Nutrit. Aliment., 21, 73-127.

43 Pousset J.L. (1989). Plantes médicinales africaines : possibilités de développement,

Ellipses – Agence de Coopération Culturelle et Technique, Tome I, Paris, 156p.

44 Irvine F.R. (1961).Woody plants of Ghana, with special reference to their uses, London,

Oxford University Press., XCV + 868p.

45 Kerharo J., Bouquet A. (1950). Plantes médicinales et toxiques de la Côte d’Ivoire –

Haute Volta, Paris : Vigot frères, 296p.

46 Gauthier-Jaques A., Bortlik K., Hau J., Fay L.B. (2001). Improved method to track

chlorophyll degradation, J. Agri. Food Chem. 49, 1117-1122.

47 Hörtensteiner S. (2006). Chlorophyll degradation during senescence, Annu. Rev. Plant

Biol. 57, 55-77.

48 Hendry G.A.F., Houghton J.D., Brown S.B. (1987). The degradation of chlorophyll-a

biological enigma, New Phytologist. 107, 255-302.

49 Gossauer A., Engel N. (1996). Chlorophyll catabolism-structures, mechanisms,

conversions, Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology 32, 141-151.

50 Heaton J.W., Marangoni A.G. (1996). Chlorophyll degradation in processed foods and

senescent plant tissues, Trends Food Sci. Tech. 7, 8-15.

51 Hörtensteiner S. (1999). Chlorophyll breakdown in higher plants and algae, Cell. Mol.

Life Sci. 56, 330 – 347.


139

52 Harpaz-Saad S., Azoulay T., Arazi T., Ben-Yaakov E., Mett A., Shiboleth Y. M.,

Hörtensteiner S., Gidoni D., Gal-on A., Goldschmidt E.E, Eyal Y. (2007).138 Chlorophyllase

is a rate limiting enzyme in chlorophyll catabolism and is post translationally regulated, The

Plant Cell 19, 1007 – 1022.

53 Kräutler B. (2008). Chlorophyll breakdown and chlorophyll catabolites in leaves and

fruit, Photochem. Photobiol. Sci. 7(10), 1114–1120.

54 Barry C. S. (2009). The stay green revolution: recent progress in deciphering the

mechanisms of chlorophyll degradation in higher plants, Plant Science 176, 325 – 333.

55 Moser S., Müller T., Oberhuber M., Kräutler B. (2009). Chlorophyll catabolites–

chemical and structural footprints of a fascinating biological phenomenon, Eur. J. Org. Chem.

21-31.

56 Hörtensteiner S., Kräutler B. (2011).Chlorophyll breakdown in higher plants, Biochimica

et Biophysica Acta 1807, 977– 988.

57 Kräutler B., Hörtensteiner S. (2006). Chlorophyll catabolites and the biochemistry of

chlorophyll breakdown, in : Grimm, B., Porra, R., Rüdiger, W., Sheer, H., (Eds),

Chlorophylls and Bacteriochlorophylls : Biochemistry, Biophysics, Functions and

Applications, Springer Dordrecht, The Netherlands.

58 Folly P., Engel N. (1999). Chlorophyll b to chlorophyll a conversion precedes

chlorophyll degradation in Hordeum vulgare L., J. Biol. Chem. 274 (31), 21811-21816.

59 Schelbert S., Aubry S., Burla B., Agne B., Kessler F., Krupinska K., Hörtensteiner S.

(2009). Pheophytin pheophorbide hydrolase (pheophytinase) is involved in chlorophyll

breakdown during leaf senescence in Arabidopsis, Plant Cell 21, 767 – 785.

60 Langmeier M., Ginsburg S., Matile P. (1993). Chlorophyll breakdown in senescent

leaves: demonstration of Mg-dechelatase activity, Physiol. Plant. 89, 15259 – 15264.

61 Trebitsh T., Goldschmidt E.E., Riov J. (1993). Ethylene induces de novo synthesis of

chlorophyllase, a chlorophyll degrading enzyme in Citrus fruit peel, Proc. Natl. Acad. Sci.

USA 90, 9441 – 9445.

62 Amir – Shapira D., Goldschmidt E.E., Altman A. (1987). Chlorophyll catabolism in

senescent plant tissues : in vivo breakdown intermediates suggest different degradative

pathways for Citrus fruit and parsley leaves, Proc. Natl. Acad. Sci. USA 84, 1901 – 1905.

63 Oberhuber M., Berghold J., Breuker K., Hörtensteiner S., Kräutler B. (2003). Breakdown

of chlorophyll : a nonenzymatic reaction accounts for the formation of the colorless

« nonfluorescent » chlorophyll catabolites, Proc. Natl Acad. Sci. USA 100, 6910 – 6915.

64 Pružinská A., Anders I., Aubry S., Schenk N., Tapernoux-Lüthi E., Müller T.,

Hörtensteiner S., Kräutler B. (2007). In vivo participation of red chlorophyll catabolite

reductase in chlorophyll breakdown, Plant Cell 19, 369 – 387.

65 Simpson K.L. (1985). Chemical changes in natural food pigment, in Richerson, T.,

Finley, J.W., (Eds.), Chemical changes in food during processing, AVI Publishing, Westport,

Conn.

66 Schwartz S.J. (1990). Lorenzo T.V., Chlorophylls in foods, Crit. Rev. Food Sci. Nutr. 29

(1), 1-17.

67 Mangos T.J., Berger R.G. (1997). Determination of major chlorophyll degradation


140

products, Zeitschrift für Lebensmittel Untersuchung und-Forschung A. Eur. Food Res.

Technol. 204, 345–350.

68 Teng S.S., Chen B.H. (1999). Formation of pyrochlorophylls and their derivatives in

spinach leaves during heating, Food Chem. 65, 367-373.

69 Ferruzzi M.G., Schwartz S. J. (2001). Overview of Chlorophylls in Foods, Curr. Prot.

Food Anal. Chem. F4.1.1-F4.1.9.

70 Watanabe T., Hongu A., Honda K., Nakazato M., Konno M., Saitoh S. (1984).

Preparation of chlorophylls and pheophytins by isocratic liquid chromatography, Anal. Chem.

56, 251-256.

71 Franquin S. (2006). Optimisation de la qualité de la boisson à base de prune de cythère

(Spondias citherea Sonnerat) mature-verte, Thèse de Doctorat de l’Université des Antilles et

de la Guyane, Faculté des Sciences Exactes et Naturelles, 256p.

72 Cano M.P. (1991). HPLC separation of chlorophyll and carotenoid pigments of four

kiwi fruit cultivars, J. Agric. Food Chem. 39, 1786–1791.

73 Daun J. K., Thorsteinson C. T. (1989). Determination of chlorophyll pigments in crude

and degummed canola oils by HPLC and spectrophotometry, J. Am. Oil Chem. Soc. 66, 1124-

1128.

74 Weemaes C. A., Ooms V., Van Loey A. M., and Hendrickx, M. E. (1999). Kinetics of

Chlorophyll Degradation and Color Loss in Heated Broccoli Juice, J. Agric. Food Chem. 47,

2404−2409.

75 Funamoto Y., Yamauchi N., Shigenaga T., Shigyo M. (2002). Effects of heat treatment

on chlorophyll degrading enzymes in stored broccoli (Brassica oleracea L.), Postharvest Biol.

Technol. 24, 163–70.

76 Schwartz S.J., Von Elbe J.H. (1983). Kinetics of chlorophyll degradation to

pyropheophytin in vegetables, J. Food Sci. 48, 1303-1306.

77 Diop Ndiaye N., Dhuique - Mayer C., Cisse M., Dornier M. (2011). Identification and

thermal degradation kinetics of chlorophyll pigments and ascorbic acid from Ditax Nectar

(Detarium senegalense J.F. Gmel), J. Agric. Food Chem. 59, 12018–12027.

78 Schwartz S.J., Woo S.L., Von Elbe J.H. (1981). High performance liquid

chromatography of chlorophylls and their derivatives in fresh and processed spinach, J. Agri.

Food Chem. 29, 533-535.

79 Sheer, H. (1991). The Chlorophylls, CRC Press, Boca Raton, Fla.

80 Canjura F.L., Schwartz S.J., Nunes R.V. (1991). Degradation kinetics of chlorophylls

and chlorphyllide, J. Food Sci. 56, 1639-1643.

81 Minguez-Mosquera M.I., Gandul-Rojas B., Gallardo-Guerero M.L. (1994). Mechanism

and kinetics of the degradation of chlorophylls during processing of green table olives, J. Agri.

Food Chem. 42, 1089-1085.

82 Aparicio-Ruiz R., Minguez-Mosquera M.I., Gandul-Rojas B. (2010). Thermal

degradation kinetics of chlorophyll pigments in virgin olive oils.1. Compounds of series a, J.

Agri. Food Chem. 58, 6200-6208.

83 Gandul-Rojas B., Roca, M., Minguez-Mosquera M. I. (2004). Chlorophyll and


141

carotenoid degradation mediated by thylakoid associated peroxidative activity in olives (Olea

europaea) cv. Hojiblanca, J. Plant Physiol. 161, 499-507.

84 Gandul-Rojas B., Roca-L. Cepero M., Minguez-Mosquera M.I. (2000). Use of

chlorophyll and carotenoid pigment composition to determine authenticity of virgin olive oil,

J. Am. Oil. Chem. Soc. 77, 853-858.

85 Gandul-Rojas B., Minguez-Mosquera M.I. (1996). Chlorophyll and carotenoïd

composition in Virgin oilve oils from various Spanish olive varieties, J. Sci. Food Agric. 72,

31-39.

86 Schoefs B. (2005). Plant pigments: properties, analysis, degradation, Advances in Food

and Nutrition Research, 49, 41-91.

87 Van Boekel M.A.J.S. (1999). Testing of kinetics models: usefulness of the multiresponse

approach as applied to chlorophyll degradation in foods, Food Research International 32,

261-269.

88 Cha K. H., Kang S. W., Kim C.Y., Um B.H., Na Y. R., Pan C.O. (2010). Effect of

pressurized liquids on extraction of antioxidants from Chlorella vulgaris, J. Agric. Food

Chem. 58, 4756–4761.

89 Huang S.C., Hung C.F., Wu W.B., Chen B.H. (2008). Determination of chlorophylls and

their derivatives in Gynostemma pentaphyllum Makino by liquid chromatography–mass

spectrometry, J. Pharm. Biomed. Anal. 48, 105–112.

90 Chen B. H., Chen Y. Y. (1993). Stability of chlorophylls and carotenoids in sweet potato

leaves during microwave cooking, J. Agric. Food Chem. 41, 1315-1320.

91 Lanfer-Marquez U.M., Barros Rosa M.C., Sinnecker P. (2005). Antioxydant activity of

chlorophylls and their derivatives, Food R. Int. 38, 885-891.

92 Hornero-Mendez D., Gandul-Rojas B., Mınguez-Mosquera M. I. (2005). Routine and

sensitive SPE-HPLC method for quantitative determination of pheophytin a and

pyropheophytin a in olive oils, Food Res. Int. 38, 1067–1072.

93 Hyvärinen K., Hynninen P.H. (1999). Liquid chromatographic separation and mass

spectrometric identification of chlorophyll b allomers, J. Chrom. A 837, 107–116.

94 Vongsawasdi P., Nopharatana M., Sasaeng K., Tantek P., Wongphaisitpisan S. (2010).

Kinetics of chlorophyll degradation in pandanus juice during pasteurization, As. J. Food Ag-

Ind. 3(01), 44-51.

95 Gaur Rudra S., Sarkar B.C., Shivhare U.S. (2008). Thermal degradation kinetics of

chlorophyll in pureed coriander leaves, Food Bioprocess Technol. 1, 91-99.

96 Gaur Rudra S., Singh H., Bas S., Shivhare U.S. (2008). Enthalpy entropy compensation

during thermal degradation of chlorophyll in mint and coriander puree, J. Food Eng. 86, 379-

387.

97 Ryan - Stoneham T., Tong C.H. (2000). Degradation Kinetics of Chlorophyll in Peas as a

function of pH, J. Food Sci. 65 (8), 1296 – 1302.

98 Steet J.A., Tong C.H. (1996). Degradation kinetics of green color and chlorophylls in

peas by colorimetry and HPLC, J. Food Sci. 61, 924-927.

99 Britton, G., Liaanen-Jensen, S., & Pfander, H. (1995). Carotenoïds, Vol. 1A and 1B,

Spectroscopy, Birkhäuser, Basel, Switzerland.

http://www.sciencedirect.com/science/journal/00219673


142

100 Taungbodhitham A.K., Jones G.P., Wahqvist M.L., Briggs D.R. (1998). Evaluation of

extraction method for the analysis of carotenoids in fruits and vegetables, Food Chem. 63,

577-584.

101 Garrido J.L., Rodriguez F., Campana E., Zapata M. (2003). Rapid separation of

chlorophylls a and b and their demetallated and dephyttylated dérivatives using a monolithic

silica C18 column and a pyridine - containing mobile phase, J. Chrom. A 994, 85-92.

102 Hegazi M.M., Perez-Ruzafa A., Almela L., Candela M.E. (1998). Separation and

identification of chlorophylls and carotenoids from Caulerpa prolifera, Jania rubens and

Padina pavonica by reversed- phase high perfomance liquid chromatography, J. Chrom. A

829, 153-159.

103 Gokmen V., Bahceci S., Acar J. (2002). Liquid chromatographic method for the

détermination of chlorophylls, carotenoids, and their derivatives in fresh and processed

vegetables, J. Chrom. Rel. Tech. 25, 1201-1213.

104 Bellomo M.G., Fallico B. (2007). Anthocyanins, chlorophylls and xanthophylls in

pistachio nuts (Pistacia vera) of different geographic origin, J. Food Comp. Anal. 20, 352–

359.

105 Gunawan M.I., Barringer S. (2000). Green color degradation of blanched broccoli

(Brassica oleracea) due to acid and microbial growth, J. Food Proce. Preserv. 24, 253-263.

106 Schoefs B. (2004). Determination of pigments in vegetables, J. Chrom. A 1054, 217-

226.

107 Giuffrida D.; Salvo F.; Salvo A.; Pera L.L.; Dugo G. (2007). Pigments composition in

monovarietal virgin olive oils from various Sicilian olive varieties, Food Chem. 101, 833 -

837.

108 Hojnik M., Škerget M., Željko K. (2007). Isolation of chlorophylls from stinging nettle

(Urtica dioica L.), Separation and Purification Technology 57, 37–46.

109 Van Leuwe, M.A., Villerius L.A., Roggeveld J., Visser R.J.W., Stefels J. (2006). An

optimized method for automated analysis of algal pigments by HPLC, Marine Chemistry 102,

267-275.

110 Brotas V., Plante-Cuny M.R. (2003). The use of HPLC pigment analysis to study

microphytobenthos communities, Acta Oecologica 24, 109-115.

111 Amela, L., Fernandez-Lopez, J. Roca, M.R. (2000). High performance liquid

chromatographic screening of chlorophyll derivatives produced during fruit storage, J.

Chrom. A 870, 483-489.

112 Yamauchi N., Akiyama Y., Kako S., Hashinaga F. (1997). Chlorophyll degradation in

Wase satsuma mandarin (Citrus unshiu Marc.) fruit with on-tree maturation and ethylene

treatment, Sci. Hortic. 71, 35-42.

113 Saitoh K., Awaka I., Suzuki N. (1995). Determination of chlorophylls by reversed-

phase hgigh performance liquid chromatography with isocraic elution and the column –

switching technique, J. Chrom. A 693, 176-180.

114 Hornero-Méndez D., Minguez-Mosquera M.I. (1998). Isolation and identification of the

carotenoid capsolutein from Capsicum annuum as cucurbitaxanthin A, J. Agric. Food Chem.

46 (10), 4087-4090.


143

115 Diop N., Thiam A., Ndiaye I. (2011). Amélioration de la compétitivité des boissons et

nectars à base de fruits locaux au Sénégal, Rapp. Final. Proj. FNRAA-ITA, 78p.

116 CODEX STAN 247-2005, Norme générale CODEX pour les jus et les nectars de fruits.

117 CIRAD-AMIS Méthodes de laboratoire pour le dosage des minéraux et de l’azote total.

(2003).

118 Cox H.E. and Pearson D. (1962). Vitamin C analysis in fruits products, Chemicals

analysis of foods, 1st Ed., p211, Chemical Publishing Co, INC.

119 Corredig M., Kerr W., Wicker L. (2001). Particle size distribution of orange juice cloud

after addition of sensitized pectin, J. of Agricultural and Food Chemistry 48, 4918–49.

120 Cortes Sanchez-Mata M., Camara-Hurtando M., Diez-Marques C., Esperanza Torija-

Isasa M. (2000). Comparison of High performance liquid chromatography and

spectrofluorimetry for vitamin C analysis in green beans (Phaseolus vulgaris L.), Eur. Food

Res Tecnhol 210, 220-225.

121 Dhuique-Mayer C., Tbatou M., Carail M., Caris-Veyrat C., Dornier M., Amiot M.J.

(2007). Thermal degradation of antioxydant micronutrients in Citrus juice: kinetics and newly

formed compounds, J. Agric. Food Chem. 55, 4209-4216.

122 Sievers G., Hynninen P. H. (1977).Thin-layer chromatography of chlorophylls and their

derivatives on cellulose layers, J. Chromatogr. A 34, 359-364.

123 Cichelli A., Pertesana G. P. (2004). High-performance liquid chromatographic analysis

of chlorophylls, pheophytins and carotenoids in virgin olive oils: chemometric approach to

variety classification, J. Chromatogr. A 1046, 141–146.

124 Lichtenthaler H. K., Buschmann C. (2001). Chlorophylls and Carotenoids:

Measurement and Characterization by UV-VIS Spectroscopy, Curr. Prot. Food Anal. Chem.

F4.3.1 - F.4.3.8.

125 Camiel E., Dekker J. P. (1997). A routine method to determine the chlorophyll a,

pheophytin a and β-carotene contents of isolated Photosystem II reaction center complexes,

Photosynthesis Res, 52, 69–73.

126 Jeffrey S.W., Mantoura R.F.C., Wright S.W. (1997). Phytoplankton pigments in

oceanography: Guidelines to modern methods, http://epic.awi.de/epic/Main?puid=32225,

consulté le 16 octobre 2009).

127 De Dios Alvarado L., Palacios Viteri N. (1989). Efecto de la temperatura sobre la

degradacion aerobica de vitamina C en jugos de frutas citricas. Arch. Latinoam. Nutr. 39,

601-612.

128 Lima M., Heskitt B.F., Burianek L.L., Nokes S.E., Sastry S.K. (1999). Ascorbic acid

degradation kinetics during conventional and ohmic heating, J. Food Process. Preserv. 23,

421-434.

129 Vikram V.B., Ramesh M.N., Prapulla S.G. (2005). Thermal degradation kinetics of

nutrients in orange juice heated by electromagnetic and conventional methods, J. Food Eng.

69, 31-40.

130 Cisse M., Vaillant F., Acosta O., Dhuique-Mayer C., Dornier M. (2009). Thermal

degradation kinetics of anthocyanins from blood orange, blackberry, and roselle using the

Arrhenius, Eyring, and Ball Models, J. Agric. Food Chem. 57, 6285–6291.

http://epic.awi.de/epic/Main?puid=32225


144

131 Engel W., Bahr W., Schieberle P. (1999). Solvent assisted flavour evaporation a

versatile technique for the carful and direct isolation of aroma compounds from complex food

matrices, Allemagne.

[132] Stein S., Mirokhin Y. Tchekhovskoi D., Mallard G. (2008). The NIST Mass Spectral

Search Program for NIST/EPA/NIH Mass Spectral Library. Distributed Agilent Technologies

for use with the GC/MS and LC/MS Chemstation.

133 El-Sayed A.M. The Pherobase : Database of Pheromones and Semiochemicals,

www.pherobase.com, 2003-2012. The Pherobase

134 Acree T., Arn H. Flavornet and human odor space, Gas chromatography-olfactometry

(GCO) of natural products, Data Inc. 2004, www.flavornet.org.

135 NF V08-059 Novembre 2002: "Microbiologie des aliments - Dénombrement des

levures et moisissures par comptage des colonies à 25° C - Méthode de routine"

136 NF EN ISO 4833 Mai 2003: "Microbiologie des aliments - Méthode horizontale

pour le dénombrement des micro-organismes - Technique de comptage des colonies à 30° C".

137 Méthode interne validée par la norme ISO/TS 27265:2009 (IDF/RM 228: 2009):

"Dénombrement des spores spécialement thermorésistantes des bactéries thermophiles".

138 Wagner H., Bladt S. (1996). Plant Drug analysis, a thin layer chromatography Atlas, 2nd

Edition, 384p.

139 Harborne J. B. (1972). Cyanogenic glycosides and their function. In: Phytochemical

ecology. Academic Press, London, 104-123.

[140] Linden G.(1991).Techniques d’analyses et de contrôle dans les industries Agro-

Alimentaires, Volume 2, Principes des techniques d’analyse, 2nde

édition. Lavoisier Tech et

Doc 520p.

141 Promega Corporation. (2007). CellTiter 96 Aqueous One Solution Cell Proliferation

Assay, Technical Bulletin, 12p.

142 Espiard E. (2002). Introduction à la transformation industrielle des fruits, Lavoisier,

Editions TEC & DOC, Paris, 360 p.

143 Diop N. (2010). Amélioration de la compétitivité des boissons et nectars à base de fruits

locaux au Sénégal, Rapp. Tech. n°2, Proj. FNRAA-ITA, 13p.

144 Diop N. (2005). Caractérisation physico-chimique de l’eau de la noix immatures (Cocos

nucifera L.) et essais de stabilisation par techniques membranaires, Thèse de Master of

Science, ENSIA-SIARC, 142p.

145 Kulkarni A.P, Policegoudra R.S. and Aradhya1 S.M. (2007). Chemical composition and

antioxidant activity of sapota (Achras sapota Linn.) fruit, Journal of Food Biochemistry 31,

399–414.

146 Rodriguez R. B., Menezes H.C., Cabral L. M. C., Dornier M., Rios. G.M. et Reynes M.

(2004). Evaluation of reverse osmosis and osmotic evaporation to concentrate camu–camu

juice (Myrciaria dubia), Journal of Food Engineering 63, 97-102.

147 Alais C., Linden G., Miclo L. (2010). Biochimie alimentaire, 6e édition de l’abrégé.

Dunod, 260p.

http://www.pherobase.com/

http://www.flavornet.org/


145

148 Nishiyama I., Fukuda T., Oota T. (2005). Genotypic differences in chlorophyll, lutein,

and β-carotene contents in the fruits of Actinidia species, J. Agric. Food Chem. 53, 6403-

6407.

149 Montefiori M., McGhie T.K., Hallett I. C., Costa G. (2009). Changes in pigments and

plastid ultrastructure during ripening of green-fleshed and yellow-fleshed kiwifruit, Scientia

Horticulturae 119, 377–387.

150 Fanciullino A.L., Dhuique-Mayer C., Luro F., Casanova J., Morillon R., Ollitrault P.

(2006). Carotenoid diversity in cultivated citrus is highly influenced by genetic factors.

Journal of Agricultural and food chemistry 54, 4397-4406.

151 Khachik F., Beecher G.R., Whittaker N.F. (1986). Separation, identification, and

quantification of the major carotenoid and chlorophyll constituents in extracts of several green

vegetables by liquid chromatography. J. Agric. Food Chem. 34, 603–616.

152 Yamauchi N., Harada K., Watada A.E. (1997). In vitro chlorophyll degradation in

stored broccoli (Brassica oleracea L, var. italica Plen.) florets, Postharvest Biology and

Technology 12, 239-245

153 Roca M., Mínguez-Mosquera M.I. (2003). Involvement of chlorophyllase in

chlorophyll metabolism in olive varieties with high and low chlorophyll content, Physiologia

Plantarum 117, 459-466.

154 Janave M. T. (1997). Enzymatic degradation of chlorophyll in cavendish bananas: in

vitro evidence for two independent degradative pathways, Plant Physiol. Biochem. 35, 837-

846.

155 Schwartz S.J., Lorenzo T.V. (1991). Chlorophyll stability during continuous and aseptic

processing and storage. J. Food Sci. 56, 1059-1062.

156 Semba R.D., Dagnelie G. (2003). Are lutein and zeaxanthin conditionally essential

nutrients for eye health? Medical Hypotheses, 61 (4), pp. 465–472.

157 Hart D.J., Scott K.J. (1995). Development and evaluation of an HPLC method for the

analysis of carotenes in vegetables and fruits in the UK, Food Chemistry, 54 pp. 101–111.

158 Gissinger R. (2003). Les vitamines dans les jus de fruits. In Les vitamines dans les

industries alimentaires, pp 388, (C Bourgeois editor). Paris : TEC & DOC ; Lavoisier.

159 Qiao Y., Xie B. J., Zhang Ya., Zhang Yu., Gang F., Yao X.L., and Pan S.Y. (2008).

Characterization of aroma active compounds in fruit juice and peel oil of Jinchen sweet

orange fruit (Citrus sinensis (L.) Osbeck) by GC-MS and GC-O, Molecules, 1333-1344.

160 Ollé D. (1997). Caractérisation des polysaccharides et des composés aromatiques de

différents cultivars de Mangue (Mangifera indica L.). Devenir de ses constituants lors de la

préparation des concentrés aromatiques pulpeux, Ecole Nationale Supérieure des Industries

Agricoles et Alimentaires (ENSIA), Thèse de doctorat, pp 22-37.

161 Beaulieu J.C. and Lea J.M. (2006). Characterization and semiquantitative analysis of

volatiles in seedless watermelon varieties using solid-phase microextraction, Journal of

Agricultural and food Chemistry, 54, 7789-7793.

162 Hwan Oh S., Seom Lim B., Jin Hong S., and Koo Lee S. (2011). Aroma volatile

changes of netted muskmelon (Cucumis melo L.) fruit during developmental stages,

Horticulture, Environment and Biotechnology, 52 (6), 590-595.

http://www.ingentaconnect.com/content/mksg/ppl

http://www.ingentaconnect.com/content/mksg/ppl


146

163 Yajima I., Sarakibara H., Ide J., Yanai T., and Hayashi K. (1985). Volatile flavor

components of watermelon (Citrillus vulgaris), Agric. Biol. Chem. (Tokyo), 49, 3145-3150.

164 Kim K.S., Lee H.J., Keem S.M. (1999). Volatile flavor components in watermelon

(Citrullus vulgaris S.) and Oriental melon (Cucumis melo L.), Korean J. Food Sci. Technol.,

31, 322-328.

165 Rymal K. S. and Nakayama T. O. M. N. (1974). Identification of some volatile

compounds from cucumber, Journal of Agricultural and Food Chemistry, 22 (4), 717–718.

166 Fross D.A., Dunstone E.A., Ramshaw E.H., and Stark W. (1962). The flavor of

cucumbers, Journal of Food Science, 27(1), 90-93.

167 Grosch W., and Schwarz J. (1971). Linoleic and linolenic acid as precursors of the

cucumber flavor, Lipids, 6, 351–352.

168 Palma-Harris C., McFeeters R. F., and Fleming H. P. (2002). Fresh cucumber flavor in

refrigerated pickles: Comparison of sensory and instrumental analysis, Journal of

Agricultural and Food Chemistry, 50, 4875–4877.

169 Solís-Solís H.M., Calderón-Santoyo M., Schorr-Galindo S., Luna-Solano G., and

Ragazzo-Sánchez J.A. (2007). Characterization of aroma potential of apricot varieties using

different extraction techniques, Food Chemistry, 105, 829-837.

170 Takeoka G., Flath R., Mon T., Teranishi R., and Guentert M. (1990). Volatile

constituents of apricot (Prunus armeniaca L.), Journal of Agricultural and Food Chemistry,

38, 471-477.

171 Gómez E. and Ledbetter C.A. (1997). Development of volatile compounds during fruit

maturation: characterization of apricot and plum x apricot hybrids, Journal of the Science of

Food and Agriculture, 74, 541-546.

172 Guillot S., Peytavi L., Bureau S., Boulanger R., Lepoutre J.P., Crouzet J., Schorr-

Galindo S. (2006). Aroma characterization of various apricot varieties using headspace-solid

phase microextraction combined with gas chromatography-mass spectrometry and gas

chromatography-olfactometry, Food Chemistry, 96, 147-155.

173 Quijano C.E., and Pino J.A. (2007).Volatile compounds of copoazù (Theobroma

grandiflorum Schumann) fruit, Food chemistry, 104, 1123-1126.

174 Boulanger R. and Crouzet J. (2001). Identification of the aroma components of acerola

(Malphigia glabra L.), Food Chemistry, 74, 209-216.

175 Beaulieu J.C., Grimm C.C. (2001). Identification of volatiles compounds in Cantaloupe

at various developmental stages using solid phase microextraction, Journal of Agricultural

and Food Chemistry, 49, 1345-1352.

176 Lõpez-Tamames E., Carro-Mariño N., Ziya-Gunata Y., Sapis C., Baumes R., and

Bayonove C. (1997). Potential aroma in several varieties of Spanish grape, Journal of

Agricultural and Food Chemistry, 45, 1729-1735.

177] Doudjo S. (2012). Couplage des procédés membranaires pour la clarification et la

concentration du jus de pomme de cajou : performances et impacts sur la qualité des produits,

Thèse de Doctorat Montpellier SupAgro, 135p.


147

178 Garcia C., Stevenson R.J., Atkinson R.G., Winz,R.A., and Quek S.Y. (2013). Changes

in the bound aroma profiles of “ Hayward” and “Hort16A” kiwifruit (Actinidia spp.) during

ripening and GC-olfactometry analysis, Food Chemistry, 137, 45-54.

179 Gupte S.M., El-Bisi H.M., Francis F.J. (1964) Kinetics of thermal degradation of

chlorophyll in spinach puree, Journal of Food Science 29, 379-382.

180 García-Torres R.,Ponagandla N.R., Rouseff R.L., Goodrich-Schneider R.M., Reyes-De-

Corcuera J.I. (2009). Effect of dissolved oxygen in fruit juices and methods of removal.

Comprehensive Reviews in Food Science and Food Safety, 8, 409-423.

181 Ros-Chumillas M.,Belissario Y., Iguaz A., López A. (2007). Quality and shelf life of

orange juice aseptically packaged in PET bottles, Journal of Food engineering, 79, 234-242.

[182] Achir N., Pénicaud C., Bechoff A., Dornier M, Dhuique\Mayer C. (2013). Modeling

mechanism of β-carotene degradation in dried orange fleshed sweet potato during storage :

effect of temperature and water activity, submit to Food and Bioprocess Technology.

[183] Achir N., Pénicaud G., Avallone S., Bohuon P. (2011). Insight into β-carotene thermal

degradation in oils with multiresponse modeling, Journal of the American Oil Chemist’s

Society 88, (12), 2035-2045.

[184] Hadjal T. (2013). Cinétique de dégradation thermique des caroténoïdes dans les jus

d’agrumes, Thèse de Doctorat, (en cours).

[185] Gallo M. B. C., Sarachine M. J. (2009). Biological activies of lupeol. International

Journal of Biomedical and Pharmaceutical Sciences, 3 (1): 46-66.

[186] Duke J. A. (1992). Handbook of Phytochemical Constituents of GRAS Herbs and other

Economic Plants, CRC Press, Boca Raton, FL , 688pp.

[187] Imam S., Azhar I., Hasan M.M., Ali M.S., Ahmed S.W. (2007). Two triterpenes

lupanone and luepol isolated and identified from Tamarindus indica Linn. Pak. J. Pharm. Sci.

20 (2): 125-7.

[188] Fotie J., Bohle D. S., Leimanis M. L., Georges E., Rukunga G., Nkengfack A.E. (2006).

Lupeol long-chain fatty acid esters with antimalarial activity from Holarrhena floribunda.

Journal of Natural Products 69: 62-67.

[189] Hoet S., Pieters L., Muccioli G.G., Habib-Jiwan J-L, Opperdoes F.R., Quetin-Leclercq J.

(2007). Antitrypanosomal activity of triterpernoids and sterols from the leaves of Strychnos

spinosa and related compounds. Journal of Natural Products 70: 1360-1363.

[190] Ajaiyeoba E.O., Ashidi J.S., Okpako L.C. Houghton P.J., Wright C.W. (2008).

Antiplasmodial compounds from Cassia siamea stem bark extract, Phytotherapy Research

22: 254-255.

[191] Theophile D., Laure N.E., Benoît N.T., Anatole A.G.B., Emmanuel A.A., Paul T.V.,

Pierre K. (2006). Antinociceptive and anti anti-infammatory effects of the ethyl acetate stem

bark extract of Bridelia scleroneura (Euphorbiaceae), Inflammo-pharmacology 14: 42-47.

[192] Rocha F.F., Neves E.M.N., Costa E.A., Matos L.G., Müller A.H., Guilhon G.M.SP.,

Cortes W.S., Vanderlinde F.A. (2008). Evaluation of antinociceptive and anti inflammatory

effects of Croton pullei var. glabrior Lanj (Euphorbiaceae), Brazilian Journal of

Pharmacognosy 18: 344-349.

[193] Vasconcelos J.F., Teixeira M.M., Barbosa-Filho J.M., Lucio A.S.S.C., Almeida

J.R.G.S., Queiroz L.P., Ribeiro Dos Santos R., Soares M.B.P. (2008) . The triterpenoid lupeol


148

attenuates allergic airway inflammation in a murine model, International Immunopharmacolo

-gy 8: 1216-1221.

[194] Saleem M., Maddodi N., Zaid M.A., Khan N., Hafeez B., Asim M., Suh Y., Yun J.,

Setaluri V., Mukhtar H. (2008). Lupeol inhibits growth of highly agressive human metastatic

melanoma cells in vitro and in vivo by inducing apoptosis, Cancer Therapy : Preclinical, 14:

2119-2127.

[195] Cmoch P., Pakulski Z., Swaczynova J., Strnad M. (2008). Synthesis of lupane-type

saponins bearing mannosyl and 3,6-branched trimannosyl residues and their evaluation as

anticancer agents, Carbohydrate Research 343: 995-1003.

[196] Prasad S., Nigam N., Kalra N., Shukla Y., Regulation of signaling pathways involved in

lupeol induced inhibition of proliferation and induction of apoptosis in human prostate cancer

cells, Molecular Carcinogenesis 47 (2008) 916-924.

[197] Saleem M. (2009). Lupeol, a novel anti-inflammatory and anti cancer dietary triterpene.

Cancer Lett. 285 (2): 109-115.

198 Francisco I.A, Pinotti M.H.P. (2000). Cyanogenic glycosides in plants, Brazilian

Archives of biology and technology 43 (5), 487-492.

199 Harbone J.B. (1993). Plant toxines and their effects on animals. In :Introduction to

Ecological Biochemistry, Academic Press, London, 71-103.

200 Bell E.A. (1981). The biochemistry of plant, Academic Press, New York.

201 Gruhnert C., Biehl B., Selmar D. (1994). Compartimentation of cyanogenic glycosides

and their degrading enzymes, Planta, 195, 36-42.

202 Cheeke P.R. (1995), Endogenous toxins and mycotoxin in forgae grasses and their

effects on livestock, J. Ani. Sci., 73, 909-918.

203 Mc Mahon, J.M., White, W.L.B., Sayre, R.T. (1995). Cyanogenesis in cassava

(Manihot esculenta Crantz), J. Exp. Bot., 46, 731-741.

204 Vetter J. (2000), Plant cyanogenic glycosides, Toxicon 38, 11-16.

205 Jaroszewski J.W. (1986). Intoxication aiguë par ingestion de ditakh. A propos de 8

observations, Med. Trop. 46, 79-39

206 Lechtenberg M., Nahrstedt A., Fronczek F.R. (1996). Leucine-derived nitrile glycosides

in the Rosaceae and their systematic significance, Phytochemistry 41, 779-785.

207 Nielsen K.A., Olsen C.E., Pontoppidan K. and Moller B.L. (2002). Leucine derived-

cyanoglycosides in barley, Plant Physiol. 129, 1066-1075.

Nom et prénom: DIOP Nafissatou

Titre de la Thèse: Caractérisation du ditax (Detarium senegalense J.F.Gmel) et étude de sa transformation en nectar.

Résumé: Originaire d’Afrique Tropicale, Detarium senegalense J.F. Gmel est une plante de la famille des

Caesalpiniaceae qui se distribue sur les lisières de la forêt dense humide, dans les régions côtières, septentrionales et

dans la zone soudano-guinéenne. Au Sénégal, elle pousse de façon spontanée principalement dans les îles du Saloum

et en Casamance. Elle y est présente sous deux formes : comestible et toxique. Désigné par le terme « Ditax » en

Wolof, le fruit comestible, caractérisé par sa pulpe verte et sa teneur élevée en vitamine C, est très populaire et

largement consommé au Sénégal principalement sous forme de nectar. Les fruits comestibles provenant de 6 zones du

Sénégal ont, dans un premier temps été caractérisés. La pomologie varie de façon significative suivant la provenance

géographique des fruits, mais parfois aussi au sein des fruits provenant d’une même origine. La pulpe représente en

moyenne 34% de la masse du fruit. La teneur en eau moyenne de la pulpe est de 62,6%. Le saccharose est le principal

sucre (7,5 g.100g-1

bh). La teneur en acide ascorbique est comprise entre 1 200 et 2 200 mg.100g-1

. Parmi les pigments

chlorophylliens, la phéophytine a est le composé majoritaire de la pulpe fraiche de ditax (128 mg.kg-1

), suivie par

l’hydroxyphéophytine a’ (32,9 mg.kg-1

), la chlorophylle b (23,6 mg.kg-1

) et la chlorophylle a (20,3 mg.kg-1

). La

lutéine et le β-carotène sont également présents mais à des teneurs plus faibles. Cinquante-trois composés d’arômes

ont été identifiés dont les principaux sont le trans, cis-2,6-nonadiénal (2 474 μg.kg-1

), le cis-2-hepténal (929,56 μg.kg-

1) et le trans-α-bergamoténe (1 112 µg.kg

-1). Parmi les micro-constituants de la pulpe, la phéophytine a est la plus

thermosensible. Le chauffage provoque l’apparition de produits de dégradation particulièrement les pyrophéophytines.

Les paramètres cinétiques sont calculés avec les modèles d’Eyring, de Ball et d’Arrhenius. Les énergies d’activation

de la phéophytine a, de l’hydroxyphéophytine a’ et de l’acide ascorbique sont respectivement de 79, 74 et 46 kJ.mol-1

.

Le procédé traditionnel de fabrication du nectar compte 6 opérations unitaires alors que le procédé mécanisé n’en

compte que 3. Le nectar issu du procédé mécanisé est plus riche en pulpe, plus visqueux et contient des particules plus

fines. La couleur verte du nectar traditionnel est plus claire et plus intense. Les teneurs en acide ascorbique, en

pigments chlorophylliens et en composés d’arômes sont plus importantes dans le nectar issu du procédé mécanisé.

L’étude botanique n’a pas permis de différencier les formes comestibles et toxiques de D. senegalense contrairement à

l’étude chimique qui a révélé la présence du 6’-O-galloyl-(R)-épihétérodendrine (glucoside cyanogène), du lupéol et

de la lupénone uniquement dans les formes toxiques. Cependant, les tests de cytotoxicité effectués n’ont révélé aucune

toxicité dans les conditions de l’étude. Un travail complémentaire est nécessaire pour proposer un test rapide de

détection des formes toxiques.

Mots-clés : Detarium senegalense, Ditax, Nectar, Pigments chlorophylliens, Composés d’arômes, Dégradation

thermique, Procédé traditionnel, Procédé mécanisé, Toxicité.

Name and first name: DIOP Nafissatou

Thesis title: Characterization of Ditax (Detarium senegalense J.F.Gmel) and study of its processing into nectar

Abstract: Originated from the tropical African region, Detarium senegalense J.F.Gmel is a tree of the

Caesalpiniaceae family, which grows on the borders of wet and dense forest, in the coastal and septentrional regions

and the Sudano-Guinean zone. In Senegal, this wild fruit is mainly found in the Sine-Saloum islands and in

Casamance, where the toxic and edible forms cohabit. The edible fruit (“ditax” in Wolof), with its green pulp and high

vitamin C content, is very popular and widely consumed in Senegal mainly as nectar. Fruits from 6 areas in Senegal

were characterized firstly. Pomology varied significantly according to geographic origin of fruits, and also, within

fruits from same origin. Average pulp content of the fruit and pulp moisture were 34% and 62.6% respectively.

Sucrose was the main sugar with 7.5 g.100g-1

fw. Ascobic acid content was between 1 200 and 2 200 mg.100g-1

.

Among chlorophyll pigments, pheophytin a, with 128 mg.kg-1

was the main one present in fresh ditax pulp, followed

by hydroxypheophytin a’ (32.9 mg.kg-1

), chlorophyll b (23.6 mg.kg-1

) and chlorophyll a (20.3 mg.kg-1

). For

carotenoids, lutein and β-carotene were present in very little amount. Among the 53 aroma compounds identified,

trans, cis-2,6-nonadienal (2 474 μg.kg-1

), cis-2-heptenal (929.56 μg.kg-1

) and trans-α-bergamotene (1 112 µg.kg-1

)

were the main. Among pulp micro-constituents, pheophytin a, was the most heat sensitive. Heating led to formation of

degradation products such as pyropheophytins. Kinetics parameters were calculated with Eyring, Ball and Arrhenius

models. Activation energies of pheophytin a, hydroxypheophytin a’ and ascorbic acid were 79, 74 and 46 kJ.mol-1

respectively. Traditional nectar processing has 6 operation units while the mechanized one’s has 3. Nectar from

mechanized process was richer in pulp, more viscous and consisted in much more fine particles. Green color of

traditional nectar is clearer and more intense. Ascorbic acid, chlorophyll pigments and aroma compounds were higher

in the nectar from mechanized process. Botanical study did not show any difference between the edible and toxic

forms of D. senegalense as opposed to chemical study that revealed the presence of 6’-O-galloyl-(R)-

épihétérodendrine (cyanogenic glycoside), lupeol and lupenone only in toxic forms. However, no cytotoxic effect was

evidenced in our conditions. Further work is needed to propose a rapid method to detect toxic forms.

Key words: Detarium senegalense, Ditax, Nectar, Chlorophyll Pigments, Aroma Compounds, Thermal

Degradation, Traditional Process, Mechanized Process, Toxicity.

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