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UNIVERSIDAD DE CHILE FACULTAD DE CIENCIAS AGRONÓMICAS DEPARTAMENTO DE SANIDAD VEGETAL

CONTROL BIOLÓGICO DE ENFERMEDADES

DE LAS PLANTAS EN CHILE

BIOLOGICAL CONTROL OF PLANT DISEASES IN CHILE

Jaime R. Montealegre A. - Luz María Pérez R. Editores

Santiago de Chile - 2013

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Editores: Jaime R. Montealegre A. Luz María Pérez R. CONTROL BIOLÓGICO DE ENFERMEDADES DE LAS PLANTAS EN CHILE Para citar: Montealegre, J.R. y Pérez, L.M. (editores) 2013. Control biológico de enfermedades de las plantas en Chile. Santiago, Chile, Facultad de Ciencias Agronómicas, Universidad de Chile. 147 p. Responsable edición: Pedro Calandra B. Diseño de portada: Luz María Pérez R., Jaime R. Montealegre A. y Valeria Arriagada G. Dactilografía: Catalina Núñez V. Compilación: Denisse Espinoza A. ® Derechos Reservados Se autoriza la reproducción parcial de la información aquí contenida, siempre y cuando se cite esta publicación como fuente. Inscripción Nº 233.220 del Registro de Propiedad Intelectual ISBN: 978-956-19-0826-0 Universidad de Chile Facultad de Ciencias Agronómicas Departamento de Sanidad Vegetal Avda. Santa Rosa 11315, La Pintana, Santiago –Chile Versión digital disponible en: http://www.agren.cl/control_biologico_de_enfermedades_de_las_plantas_en_chile Santiago de Chile – 2013

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PRÓLOGO

Para satisfacer la demanda creciente de alimentos de la población mundial, es fundamental el control de plagas y enfermedades que afectan a las plantas cultivadas que se utilizan para tal fin. Una de las herramientas de manejo disponible para lograr este objetivo, es la utilización de biocontroladores, la cual ha contribuido a una producción más ecocompatible y menos contaminante. También existe una demanda de los consumidores por productos de mayor calidad y que contengan cada vez menos residuos de plaguicidas químicos.

El éxito productivo y posicionamiento internacional de la industria agrícola y forestal chilena ha contribuido a tomar las medidas necesarias para optimizar los recursos, que permitan cumplir con las normativas de sustentabilidad y exigencias de los países importadores y con las demandas de los consumidores.

El libro “Control biológico de enfermedades de las plantas en Chile” muestra el desarrollo de la investigación y utilización en Chile de agentes de biocontrol. Los capítulos que forman parte de este libro constituyen un compendio de los hallazgos de líneas de investigación aún en desarrollo, las que se encuentran centradas principalmente en aquellos patógenos más importantes en cultivos de relevancia económica para el país. Abarca experiencias tanto a nivel de laboratorio como ensayos y aplicaciones a nivel de campo, incluyendo sus principales regulaciones legales, información sobre los recursos económicos aportados por agencias gubernamentales y privadas que han permitido el desarrollo y la formación de nuevos emprendimientos que han resultado en productos de uso comercial en el país.

Se espera que el contenido presentado, no sólo sea de utilidad en la docencia de pre y postgrado, sino que además esperamos sea un estímulo para investigadores que quieran contribuir a nuevos desarrollos en el ámbito del control biológico de patógenos de plantas.

Los editores agradecen la confianza de los autores que contribuyeron a hacer realidad este libro y a la Facultad de Ciencias Agronómicas de la Universidad de Chile por dar visibilidad a su contenido en esta publicación digital, permitiendo con ello el libre acceso a los potenciales lectores interesados en el Control biológico de enfermedades de las plantas.

Jaime R. Montealegre A. Luz María Pérez R.

Santiago de Chile, Julio de 2013.

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TABLA DE CONTENIDO

Pág.

PRÓLOGO 5 CONTEXTO DE LA SITUACION DEL CONTROL BIOLÓGICO EN CHILE. 13Jaime R. Montealegre A.

Resumen 13Summary 13Antecedentes generales de la agricultura chilena 14Breve historia del uso de biocontroladores de enfermedades de plantas 14Situación actual de los biocontroladores utilizados 15Microorganismos y cultivos evaluados en Chile 15Literatura citada 19

BASES MOLECULARES DEL CONTROL BIOLÓGICO Y SU DESARROLLO EN CHILE 21Luz María Pérez R.

Resumen 21Summary 21Introducción 21Metabolitos secundarios de plantas y su uso potencial para el biocontrol 22La relación entre la respuesta de hipersensibilidad (HR) y los aspectos moleculares del biocontrol 23Capacidad biocontroladora de hongos del género Trichoderma: su relación con la HR y con isoenzimas de quitinasas 25Mutantes: una alternativa para la obtención de mejores biocontroladores 25Literatura citada 27

CONTROL BIOLÓGICO EN FRUTALES 33 CONTROL BIOLÓGICO DE Botrytis cinerea EN ESPECIES FRUTALES EN CHILE 35Bernardo A. Latorre G.

Resumen 35Summary 35Introducción 35Aspectos epidemiológicos 36Control integrado 37Microorganismos antagonistas 37Utilización de estrategias de control biológico 39Literatura citada 40

CONTROL BIOLÓGICO DE ENFERMEDADES DE LA MADERA DE LA VID 45Jaime R. Montealegre A.

Resumen 45Summary 45Introducción 45Biocontrol in vitro de Ilyonectria macrodidyma en Vitis vinifera mediante el uso de bioantagonistas fungosos y bacterianos 46Literatura citada 47

7

Pág.

CONTROL BIOLÓGICO DE PATÓGENOS EN POSTCOSECHA DE FRUTAS 49Marisol Vargas

Resumen 49Summary 49Introducción 49Control de las enfermedades en postcosecha 49Control biológico de patógenos en postcosecha 50Control biológico de patógenos de postcosecha en Chile 51Uso de Trichoderma para el control biológico de patógenos de postcosecha 53Uso de hongos extremófilos para el control biológico de patógenos de postcosecha 53Literatura citada 54

CONTROL BIOLÓGICO EN HORTALIZAS 59 CONTROL BIOLÓGICO DE Rhizoctonia solani (Kühn) EN EL CULTIVO DEL TOMATE 61Jaime R. Montealegre A.

Resumen 61Summary 61Introducción 61Biocontrol de R. solani en tomates mediante el uso de bioantagonistas fungosos silvestres y mutantes 62Biocontrol de R. solani en tomates mediante el uso de bioantagonistas bacterianos 62Biofungicidas comerciales en el mercado chileno para el biocontrol de R. solani en tomate 63Literatura citada 63

CONTROL BIOLÓGICO DE Phytophthora EN TOMATES Y PIMIENTOS DESARROLLADOS BAJO INVERNADERO 65Ximena A. Besoain C.

Resumen 65Summary 65Introducción 65Control biológico en Chile 66Literatura citada 67

CONTROL BIOLÓGICO DE Pyrenochaeta lycopersici EN TOMATES 69Ximena A. Besoain C.

Resumen 69Summary 69Introducción 69Control biológico de la Raíz corchosa 70Desarrollo de mutantes de Trichoderma 70Ensayos bajo condiciones de invernadero 71Literatura citada 71

8

Pág.

CONTROL BIOLÓGICO DE FUSARIOSIS EN TOMATE EN CHILE 73Rodrigo A. Herrera C.

Resumen 73Summary 73Introducción 73Fusariosis que afectan al tomate en Chile 73

Aspectos epidemiológicos de Fusarium en tomate. 74Desarrollo de Bioantagonistas fungosos para el control de Fusarium en tomate en Chile 74Literatura citada 77

CONTROL BIOLÓGICO DE ENFERMEDADES FUNGOSAS EN DIFERENTES HORTALIZAS 79Mauricio Lolas C. y Claudio Sandoval B.

Resumen 79Summary 79Introducción 79Desarrollo de Biocontroladores 80Literatura citada 83

CONTROL BIOLÓGICO EN CEREALES 87 CONTROL BIOLÓGICO DE LA PUDRICIÓN RADICAL, O MAL DEL PIÉ DEL TRIGO, EN LA ZONA SUR DE CHILE 89Orlando Andrade V.

Resumen 89Summary 89Introducción 89Identificación de suelos supresivos a la pudrición radical de trigo en Chile 91Caracterización microbiológica de suelos supresivos y conductivos a la pudrición radical del trigo en el sur de Chile 92Capacidad biocontroladora de aislamientos seleccionados por su alto grado de antagonismo de Ggt bajo condiciones de campo 93Literatura citada 96

CONTROL BIOLÓGICO EN ESPECIES FORESTALES 99 CONTROL BIOLÓGICO EN ESPECIES FORESTALES EN CHILE 101Eugenio Sanfuentes V.S., Gastón González V. y Salomé Zaldúa F.

Resumen 101Summary 101Introducción 101Control biológico en especies forestales 103

Control Biológico (CB) en plantaciones forestales 103CB en viveros forestales 105

a) CB de Macrophomina phaseolina 105b) CB de Botrytis cinerea 106c) CB de Fusarium circinatum 107

Literatura citada 109

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Pág.

CONTROL BIOLÓGICO EN DIFERENTES ESPECIES MEDIANTE EL USO DE BACTERIAS 113 BIOCONTROL DE ENFERMEDADES BACTERIANAS MEDIANTE LA UTILIZACIÓN DE BACTERIAS 115Jaime R. Montealegre A. y Luz María Pérez R.

Resumen 115Summary 115Introducción 115Control mediante Bacillus subtilis 115Control mediante Pseudomonas 115Literatura citada 116

MERCADO, LEGISLACIÓN Y NORMATIVAS 119 SITUACIÓN DEL CONTROL BIOLÓGICO EN CHILE: MERCADO, LEGISLACIÓN Y PERCEPCIÓN DE LOS AGRICULTORES 121Eduardo Donoso C.

Resumen 121Summary 121Introducción 121Demanda mundial 122Control biológico en Chile 124Regulaciones de Plaguicidas en Chile 125Descripción y clasificación de Insumos Ecológicos presentes en Chile 127Estudio comparativo de la legislación 130Registro de productos 131Percepción de Agricultores sobre el uso de bioplaguicidas 132Consideraciones finales 134Literatura citada 136Literatura consultada 137

MARCO NORMATIVO DE REGISTRO DE PLAGUICIDAS DE USO AGRÍCOLA Y FORESTAL EN CHILE 139Ignacio Figueroa C.

Resumen 139Summary 139Introducción 139Cuerpos legales 139Proceso de Registro 143Consideraciones finales 143

INDICE DE MICROORGANISMOS BIOCONTROLADORES 145

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AUTORES QUE CONTRIBUYEN EN ESTE LIBRO

Orlando Andrade V., Ing. Agrónomo, Ph.D. Profesor Adjunto; Escuela de Agronomía, Facultad de Recursos Naturales, Universidad Católica de Temuco. Av. Rudecindo Ortega 02950, Temuco – Chile E-mail: [email protected] Ximena A. Besoain Canales, Ing. Agrónomo, Mg., Dr. Profesor Titular; Facultad de Agronomía, Pontificia Universidad Católica de Valparaíso, San Francisco s/n, La Palma, Quillota – Chile. E-mail: [email protected] Eduardo Donoso C., Ing. Agrónomo, M.Sc. Profesor Asistente; Escuela de Agronomía, Facultad de Ciencias Agrarias y Forestales Universidad Católica del Maule, Campus San Isidro, Km 6 Los Niches, Curicó – Chile. E-mail: [email protected] Ignacio Figueroa Cornejo, Ing. Agrónomo Encargado de Sección Inocuidad, Subdepartamento Viñas y Vinos, Inocuidad y Biotecnología, Servicio Agrícola y Ganadero, División de Protección Agrícola y Forestal, Santiago - Chile E-mail: [email protected] Gastón González Vargas, Ing. Agrónomo, M.Sc. Gerente; Biocaf Ltda. Camino a Coronel, Concepción – Chile E-mail: [email protected] Rodrigo A. Herrera Cid, Ing. Agrónomo Instructor; Departamento de Sanidad Vegetal, Facultad de Ciencias Agronómicas, Universidad de Chile. Santa Rosa 11315, La Pintana. Santiago – Chile. E-mail: [email protected] Bernardo A. Latorre G., Ing. Agrónomo. Ph.D. Profesor Titular; Departamento de Fruticultura y Enología, Facultad de Agronomía e Ingeniería Forestal, Pontificia Universidad Católica de Chile. Vicuña Mackenna 4860, Santiago – Chile. E-mail: [email protected] Mauricio Lolas C., Ing. Agrónomo. M.S., Ph.D. Profesor Asociado; Departamento de Producción Agrícola, Laboratorio de Patología Frutal, Facultad de Ciencias Agrarias, Universidad de Talca 2 Norte 685, 3465548, Talca – Chile. E-mail: [email protected]

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Jaime R. Montealegre Andrade, Ing. Agrónomo Profesor Titular; Departamento de Sanidad Vegetal, Facultad de Ciencias Agronómicas, Universidad de Chile. Santa Rosa 11315, La Pintana. Santiago – Chile. E-mail: [email protected] Luz María Pérez Roepke, Bioquímico, Dr. en Ciencias Asesorías e Inversiones Biostrategy Limitada. Santiago – Chile. E-mail: [email protected] Claudio Sandoval B., Ingeniero Agrónomo, M.S., Dr. Profesor Asociado; Departamento de Producción Agrícola, Laboratorio de Fitopatología, Facultad de Ciencias Agrarias, Universidad de Talca. 2 Norte 685, 3465548, Talca – Chile. E-mail: [email protected] Eugenio Sanfuentes Von Stowasser, Ing. Forestal, Mg., Dr. Profesor Asociado; Laboratorio de Patología Forestal, Departamento de Silvicultura. Facultad de Ciencias Forestales/Centro de Biotecnología, Universidad de Concepción. Concepción – Chile. E-mail: [email protected] Marisol Vargas, Ing. Agrónomo, Dr. Profesor Asistente; Departamento de Producción Vegetal, Facultad de Agronomía, Universidad de Concepción Vicente Méndez 595, Chillán – Chile E-mail: [email protected] Salomé Zaldúa Flores, Ing. Forestal, Dr. Laboratorio de Patología Forestal. Centro de Biotecnología, Universidad de Concepción. Concepción – Chile. E-mail: [email protected]

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CONTEXTO DE LA SITUACIÓN DEL CONTROL BIOLÓGICO EN CHILE

Context of the situation of the biological control in Chile

Jaime R. Montealegre A. Departamento de Sanidad Vegetal, Facultad de Ciencias Agronómicas, Universidad de Chile

Santa Rosa 11315, La Pintana. Santiago-Chile. E-mail: [email protected]

Resumen La investigación en el uso de biocontroladores de enfermedades de plantas en Chile

se ha incrementado significativamente a partir de 1992. Ha estado enfocada fundamentalmente al desarrollo de agentes fungosos de biocontrol, destacándose hongos del género Trichoderma ya sean nativos o mejorados; no obstante lo anterior, también se ha investigado el uso de bacterias dentro de las cuáles destacan aquellas del género Bacillus. Los principales patógenos en donde se ha investigado son de tipo fungoso entre los que se pueden mencionar: Botrytis cinerea, Rhizoctonia solani, Fusarium spp., Erwinia carotovora, Phytophthora spp. y Pyrenochaeta lycopersici entre otros, que afectan a los cultivos agrícolas y también forestales.

Los 17 productos biológicos registrados en el Servicio Agrícola y Ganadero que se comercializan en Chile, aun cuando mayoritariamente no son el resultado de las investigaciones realizadas en el país, muestran el interés en utilizar agentes de biocontrol en los programas de manejo de enfermedades.

Las principales limitantes y desafíos del biocontrol de enfermedades de plantas en Chile se discuten en este capítulo.

Summary The research on the use of biocontrol agents of plant diseases in Chile significantly

increased since 1992. It has been focused on the development of fungal biocontrol agents, being wild or mutant Trichoderma strains the most studied. Also, some bacteria have been tested as those belonging to the genus Bacillus. The main pathogens studied have been fungi such as Botrytis cinerea, Rhizoctonia solani, Fusarium spp., Erwinia carotovora, Phytophthora spp. and Pyrenochaeta lycopersici. Also, some pathogens affecting forestry species have been studied.

The chilean increasing interest for the use of biocontrol agents is reflected in the 17 biological products already registered by SAG, that are commercialized for the control of several plant diseases. However, few of these registered products have been developed in Chile.

The main limitations and challenges for the use of biological control of plant diseases in Chile are discussed.

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Antecedentes generales de la agricultura chilena Según datos del ODEPA (2012a), Chile posee una población de 15.116.435

habitantes, siendo la agricultura un rubro muy importante en la economía nacional, contribuyendo con un 8,8 % del empleo total (ODEPA 2012b). El PIB de Chile en 2010, era de 257.900 millones de dólares americanos, de este total, el silvoagropecuario primario (que no incorpora el valor agregado por la agroindustria u otros eslabones de la cadena) representa menos del cuatro por ciento de la producción (Ministerio de Agricultura de Chile 2012). Según antecedentes del censo agropecuario, en 2007 la superficie dedicada a suelos de cultivo era de 2.053.709,99 ha; de este total, la mayor superficie corresponde a cultivos anuales y permanentes con 1.305.326,67 ha., siendo las frutas frescas y frutos secos que se exportan los rubros más importantes, aportando un valor de US$ FOB: 3.672.589.07 al PIB (ODEPA 2012c).

Breve historia del uso de biocontroladores de enfermedades de plantas El control biológico de enfermedades de las plantas en Chile se inicia con la evaluación

y comercialización en el país de Agrobacterium radiobacter K 84, bacteria que se utiliza para el biocontrol de Rhizobium radiobacter (A. tumefaciens) hasta nuestros días y que actualmente se comercializa con el nombre de Biobacter 84 G. Con posterioridad en la década de los 80, investigadores de la Universidad Austral de Chile e INIA Carillanca (Luigi Ciampi y Carmen Fernández), investigan y publican en el American Journal of Potato Research (5): 315-332 un paper sobre el uso de Pseudomonas fluorescens para el control de Pseudomonas solanacearum en papas (Ciampi et al. 1989). En relación al uso de bioantagonistas como controladores de malezas, con anterioridad a esa fecha, se introdujo a Chile desde Alemania el hongo Phragmidium violaceum (Schulz) Winter (Oehrens y González 1974), siendo este un excelente ejemplo del uso de un biocontrolador exitoso para controlar dos especies de malezas importantes presentes en Chile (Rubus constrictus y R. ulmifolius).

El primer curso de Control biológico de enfermedades de las plantas, dictado en la Universidad de Chile en 1992, donde participaron Profesores de EMBRAPA Sao Paulo y de Bento Goncalves de Brasil, y de la Facultad de Ciencias Agronómicas, Depto. de Sanidad Vegetal de la Universidad de Chile, permitió iniciar el desarrollo de grupos de investigación en biocontrol de enfermedades de las plantas en Chile y la formación de académicos en esta disciplina.

Esto se ha reflejado en un promedio de 1,48% de participación de proyectos de investigación en control biológico de enfermedades de plantas en los US$ 561.107.348 invertidos entre 1990 y 2010 en el área agropecuaria (excluyendo acuicultura), en comparación con la inexistencia de participación antes de ese período (Datos obtenidos por el autor a partir de http://www.odepa.gob.cl/odepaweb/servicios-formacion/Boletines/ BInsumos0611.pdf). Específicamente, entre los años 1990 y 1999 se adjudicaron 796 proyectos en los fondos FDI, FIA, FONDECYT, FONDEF, FONTEC, INNOVA y SAG, dentro de los cuales, 7 fueron del área de control biológico de enfermedades y nemátodos en plantas (US$ 1.766.868 (0,82% del total de recursos invertidos)), lo que significa que el 0,87% de los proyectos aprobados correspondieron a esta línea. Posteriormente, entre los años 2000 y 2009 se financiaron 948 proyectos dentro de los cuales 16 proyectos correspondieron a esta área con un monto de inversión de U$ 6.452.044, lo que significa una participación del 1,69%. Por lo tanto, en una década el número de proyectos aumentó en un 228% y la participación en los fondos asignados, en un 376%.

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Un análisis de la situación del uso de biocontroladores en Chile se había realizado con anterioridad en el contexto de un curso dictado en la Universidad de Chile (Montealegre, 2005).

Situación actual de los biocontroladores utilizados Actualmente en Chile, existen 423 fungicidas registrados en el Servicio Agrícola y

Ganadero, de los cuales el 4,02% corresponden a formulados en base a biocontroladores de enfermedades en plantas. Así se tiene que de 4 productos comercializados en el 2003, hoy se encuentran 17 biofungicidas con autorización SAG vigente al 27 de febrero de 2012 (Binab T Pellet (T. harzianum y T. polysporum), Binab T WP (T. harzianum y T. polysporum), Serenade Dust (Chile) (Bacillus subtillis), Serenade Sulfo Dust (Chile), Serenade Azo, Serenade Max (México), Fruitsan (Lactobacillus acidofillus –Tauern S.A. Chile), Fruit Plus (Cryptococcus albidus - S. Africa), TrichoD WP (T. harzianum ATTCC 20847-T22 – Colombia), Trichonativa, 3 TAC (T. harzianum, T. viride, T. longibrachiatum. Avance Biotechnologies, Chile), 3 TAEX (Chile pinturas Renner), Biobacter 84 G (A. radiobacter - BIOGRAM Chile), Nacillus (B. subtilis, B. licheniformis), Trichoderma Suspension (T. harzianum Cepa T3 Los Robles), Trichoderma Pasta (T. harzianum Cepa T3 Los Robles), Harztop (T. harzianum Cepa 22 - BIOGRAM Chile) (SAG Página web actualizada el 27 de febrero de 2012 y leída el 29 febrero del mismo año). En el Cuadro 1 se presentan las características de los biocontroladores comercializados actualmente en Chile y registrados en el SAG.

Microorganismos y cultivos evaluados en Chile El análisis de las memorias de título de Ingeniero Agrónomo desarrolladas en el

período 2000-2011 en tres universidades chilenas (Universidad de Chile, Universidad Austral de Chile y Universidad de Talca), permiten concluir que los microorganismos más investigados corresponden a Trichoderma spp. y a Bacillus spp. dentro de los biocontroladores, y a Rhizoctonia solani, Botrytis cinerea y Erwinia carotovora dentro de los fitopatógenos, y que los cultivos en que más se ha trabajado corresponden a hortalizas, principalmente el tomate (Cuadro 2).

Al analizar 781 trabajos presentados en los últimos 12 años (período 2000-2011) en los Congresos de la Sociedad Chilena de Fitopatología, se encuentra que el 12% corresponde a investigaciones desarrolladas en biocontrol, siendo los biocontroladores más investigados Trichoderma spp. y Bacillus spp. en el cultivo del tomate, vid y forestales para el control de los fitopatógenos Botrytis cinerea y R. solani (16% y 14%, respectivamente) (Cuadro 2).

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Cuadro 1. Biocontroladores registrados en Chile

Nº Biocontrolador Nombre comercial Cultivo Fitopatógenos a controlar

1 Agrobacterium radiobacter Cepa K84

Biobacter 84 G Almendro, cerezo, duraznero, damasco, ciruelo, nectarin, nogal, frambueso, arándano y rosal

Agrobacterium tumefaciens Biovar 1 y 2

2 B. subtilis, B. licheniformis y B. brevis

Nacillus Cerezo, duraznero, nectarin, damasco, ciruelo, vid, tomate, peral, avellano, arándano y kiwi

Pseudomonas syringae pv. syringae, Xanthomonas campestris pv. vesicatoria, Clavibacter michiganensis subsp. michiganensis, Pseudomonas syringae pv. tomato, Acetobacter sp. y Xanthomonas arboricola

3 Bacillus subtilis / Azufre

Serenade Sulfo Dust

Vid Botrytis sp., oídio, pudrición ácida (conjunto de hongos, bacterias y levaduras)

4 Bacillus subtilis cepa QST713

Serenade Aso Vid, manzano, frutilla, arándano y frambuesa

Botrytis sp., Erysiphe necator, Aspergillus niger, Alternaria sp., Cladosporium herbarum, Rhizopus arrhizus, Penicillium sp., Acetobacter, Venturia inaequalis, V. pyrina y Sphaerotheca macularis


Serenade Dust Vid Botrytis sp., oídio, pudrición ácida (conjunto de hongos, bacterias y levaduras)


Serenade Max Vid, manzano, frutilla, arándano y frambuesa

Botrytis cinerea, Erysiphe necator, Aspergillus niger, Alternaria sp., Cladosporium herbarum, Rhizopus arrhizus, Penicillium sp., Acetobacter, Venturia inaequalis, V. pyrina y Sphaerotheca macularis

7 Cryptococcus albidus

Fruit Plus Peral, manzano Botrytis cinerea y Penicillium expansum

8 Lactobacillus acidofilus

Fruitsan Vid, arándano, fram-buesa, frutilla y tomate

Botrytis spp.

9 T. harzianum y T. polysporum

Binab-T Pellet Almendro, cerezo, ciruelo, damasco, manzanos, perales, durazno, nectarines y vides.

Chondrostereum purpureum, Ver-ticillium sp., Rhizoctonia sp., Fusarium sp., Botrytis sp., Phomopsis sp., Sclerotium sp., Sclerotinia sp., Phytium sp., Armillaria sp., Heterobasidium annosum, Lentinus lepideus, Ceratocystis ulmi e Hymenomycete

10 T. harzianum y T. polysporum

Binab-T WP Duraznero, nectarino, ciruelo, almendro, manzano, peral, vides, melón, sandía, tomate, papa, lechuga, espinaca, arándano, frutilla y frambuesa

Fusarium sp., Botrytis sp., Verticillium sp., Rhizoctonia sp., Phomopsis sp., Sclerotium sp., Sclerotinia sp., Phytium sp., Heterobasidium sp., Chondrostereum purpureum, Hymenomycete, Armillaria mellea, Lentinus sp. y Ceratocystis sp.

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11 T. harzianum, T. virens y T. parce-ramosum

Trichonativa Manzano, peral, cerezo, durazno, nogal, avellano, palto, olivo, naranjo, mandarino, limonero, pomelo, vid, pimentón, ají, brócoli, repollo, coliflor, clavel, arándanos, frambuesa, frutilla, tomate, lechuga, proteáceas, remolacha y pino radiata.

Botrytis cinerea, Alternaria spp., Venturia inaequalis, Phytophthora spp., Phytium spp., Rhizoctonia solani, Sclerotinia sclerotiorum, Armillaria mellea, Fusarium spp., Cladosporium spp. y Sclerotium rolffsi.

12 T. harzianum, T. viride y T. longi-bratum

3 TAC Lechuga, vid, kiwi, tomate, frambueso, frutilla, cerezo, guindo, ciruelo, manzano, peral, cebolla y arándano.

Fusarium sp., Phytium sp., Alternaria sp., Botrytis sp., Erysiphe sp., Botrytis sp., Sclerotinia sp., Bremis sp., Phytophthora sp., Septoria sp. y Cercospora sp.

13 T. harzianum, T. viride y T. longibratum

3 TAEX Manzano, peral, duraznero, guindo, cerezo, olivo, kiwi, arándano, vid y pino

Chondrostereum sp., Fusarium sp., Botrytis sp., Heterobasidium sp., Alternaria sp., Penicillium sp., Fusicocum sp., Fomitiporella sp., Gloephylium sp., Coriolus sp. y Aspergillus sp.

14 Trichoderma harzianum (Cepa T3 Los Robles)

Trichoderma Pasta

Manzano, vid, arándano, peral, cerezo, durazno, ciruelo y kiwi

Phytophthora cactorum. Sellado de heridas y cortes de poda.

15 Trichoderma harzianum (Cepa T3 Los Robles)

Trichoderma Suspensión

Vid, arándano, frutilla, frambuesa, manzano y cerezo.

Botrytis cinerea y Phythopthora cactorum.

16 Trichoderma harzianum Cepa ATTCC 20847-T22

TrichoD WP Vid Botrytis cinerea

17 Trichoderma harzianum Rifai, cepa T-22

Harztop Vid, arándano, frutilla, frambuesa, tomate, lechuga, ají, pimentón, duraznero, nectarino, ciruelo, damasco, almendro, nogal, li-monero, naranjo, olivo, palto, trigo, avena, cebada, maíz y manzano

Botrytis cinerea, Mildew, Verticillium, Esclerotinia, Rhizoctonia solani, Phytium spp., Fusarium spp. y Phytophthora spp.

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Cuadro 2. Antecedentes de memorias de títulos de Ingeniero Agrónomo desarrolladas en tres Universidades y trabajos de investigación presentados en el Congreso Chileno de

Fitopatología en el período 2000-2011.

Memorias de Título/Trabajos

Nº de Trabajos Antagonistas % Participación por

Cultivo % Participación por

Patógeno

Memorias U. de Chile*

17 El antagonista Tricho-derma fue el más estu-diado, con una participa-ción del 76,5% del total.

64,7% de los trabajos ejecutados se han realizados en el cultivo del Tomate.

Rhizoctonia solani es el patógeno más importante, con un 41 % del total, le siguen Botrytis cinerea y Fusarium spp. ambos con un 18% aproximadamente.

Memorias U. de Talca

45 Hay una recopilación de 45 Memorias, de las cuales 30 son estudios sobre Trichoderma sp., repre-sentando un 67% del total. La bacteria bioantagonista Bacillus sp. tiene una par-ticipación del 13% aprox.

Un 64 % de los trabajos ejecutados corresponden a hortalizas, flores y frutilla. Los árboles frutales representan el 29%.

Los hongos tienen una importante participación, que asciende a un 78%.

Memorias U. Austral de Chile

17 Los antagonistas bacteria-nos tienen una gran im-portancia, la que asciende a un 76% de participación en un total de 17 trabajos ejecutados.

Un 47% de los trabajos son en el cultivo de la papa y luego vienen las calas y la frutilla con un 24%.

Erwinia carotovora y Rhizoctonia solani repre-sentan un 65% de los estudios efectuados.

Congresos de Fitopatología**

93 Con respecto a los traba-jos sobre antagonistas, el más estudiado correspon-den al género Tricho-derma sp. (35%) y luego viene Bacillus sp. (23%), con lo cual ambos repre-sentan un 58%.

Un 36% de partici-pación corresponde al cultivo del tomate, luego la vid con un 15% y por último los árboles forestales con 10%, representando un 61% del total.

Botrytis cinerea (16%) y Rhizoctonia solani (14%) son los más importantes, con un 30% de trabajos presentados.

* Información de los últimos 12 años (2000-2011), con un número de 1077 memorias de Ing. Agrónomo reali-zadas. Del total, 17 corresponden a control biológico, que representan menos del 2%. ** En los últimos 12 años (2000-2011) se han presentado un total de 781 trabajos en los Congresos Chilenos de

fitopatología, de estos 93 corresponden a trabajos en control biológico (12%).

En función de los antecedentes presentados se puede concluir que la investigación

sobre el uso de biocontroladores de enfermedades de plantas en Chile se ha incrementado significativamente a partir del Primer Curso de Enfermedades de Plantas realizado en 1992. Ha estado enfocada fundamentalmente al desarrollo de agentes fungosos de biocontrol, destacándose hongos del género Trichoderma ya sean nativos o mejorados; no obstante lo anterior, también se ha investigado el uso de bacterias dentro de las cuáles destacan aquellas del género Bacillus. Los principales patógenos en donde se ha investigado son de tipo fungoso entre los que se pueden mencionar: Botrytis cinerea, Rhizoctonia solani, Fusarium spp., Erwinia carotovora, Phytophthora spp. y Pyrenochaeta lycopersici entre otros, en especies de cultivos agrícolas y forestales. Los proyectos de investigación y desarrollo han sido financiados fundamentalmente por Agencias del Estado de Chile (FONDECYT, FIA, Innova CORFO, entre otras).

Los 17 productos biológicos registrados en el Servicio Agrícola y Ganadero que se comercializan en el país, aun cuando mayoritariamente no son el resultado de las

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investigaciones realizadas en el país, muestran el interés en utilizar agentes de biocontrol en los programas de manejo de enfermedades.

Las principales limitantes y desafíos del biocontrol de enfermedades de plantas en Chile se relacionan con la introducción y uso de productos importados con insuficiente o nula investigación en el país, dudosa calidad y efectividad de las formulaciones, propaganda engañosa sobre forma de control y nivel de efectividad de ciertos productos que se ofrecen en el mercado ya sea como biofungicidas o biobactericidas.

Literatura citada Ciampi-Panno L, Fernández C, Bustamante P, Andrade N, Ojeda S, Contreras A. 1989.

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BASES MOLECULARES DEL CONTROL BIOLÓGICO Y SU DESARROLLO EN CHILE

Molecular basis of the biological control and its development in Chile

Luz María Pérez R. Asesorías e Inversiones Biostrategy Limitada.

E-mail: [email protected]

Resumen Los estudios realizados en Chile, que involucran ensayos a nivel molecular, la

correlación de estos con los mecanismos de biocontrol y su aplicación posterior en ensayos de invernadero y de campo, se analizan en función de los estudios realizados con metabolitos que participan en la relación planta – fitopatógeno, con los sistemas enzimáticos y proteínas que se inducen en la respuesta de hipersensibilidad, con la secreción y número de quitinasas producidas por los biocontroladores, y la obtención de mutantes mejoradas en su capacidad biocontroladora.

Summary Studies run in Chile involving assays at the molecular level of biocontrol mechanisms

and their further application in greenhouse and field trials, are analyzed on the basis of metabolites involved in plant – phytopathogen interaction as well as on the enzyme systems and proteins involved in the hypersensitive response of plants, including secretion and number of chitinases produced by biocontrol agents and obtainment of mutants improved in their biocontrol ability.

Introducción El estudio de las bases del control biológico se inicia en Chile utilizando diferentes

modelos de interacción planta - patógeno, con el objeto de establecer en primer término cuales eran aquellas moléculas o metabolitos que pudieran ejercer una acción disuasiva y/o tóxica para insectos y microorganismos. Más adelante, el análisis de la respuesta de hipersensibilidad (HR) estudiada en algunos modelos Planta-Hospedero, sirven de base para los estudios sobre los mecanismos moleculares y moléculas específicas que participan en el biocontrol, para la selección de biocontroladores y para el mejoramiento de la capacidad antagónica, de aquellos previamente seleccionados.

Los resultados de estos estudios han permitido ir comprendiendo como se desarrollan relaciones de compatibilidad e incompatibilidad en los diferentes modelos estudiados, incluyendo las que favorecen o impiden la infección o infestación de un determinado tejido vegetal, y como algunos de los mecanismos de defensa contra patógenos que utilizan los sistemas vegetales, son análogos a los que utilizan los biocontroladores en su actividad antagónica.

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La aplicación de estos conocimientos al control biológico ha permitido avanzar en nuevas estrategias con relación a proponer una solución a problemas específicos de una especie vegetal en su interacción con determinados patógenos.

Metabolitos secundarios de plantas y su uso potencial para el biocontrol

A fines de la década de los 70 aparece uno de los primeros trabajos chilenos relacionados con los aspectos moleculares involucrados en la interacción planta-hospedero (Corcuera et al. 1978), utilizando como modelo la interacción entre un ácido hidroxámico aislado del maíz y Erwinia carotovora. La participación de los ácidos hidroxámicos entre los que se encuentra el DIMBOA, los que se encuentran presentes en cebada, maíz y trigo, permite explicar la resistencia de estos cultivos a la infestación por áfidos (Argandoña et al. 1980, Argandoña et al. 1981). Usando este modelo de estudios, se obtienen antecedentes sobre el efecto que tiene el contenido de ácidos hidroxámicos en la planta, su distribución y concentración como disuasivo de la infestación por el áfido Schizaphis graminum (Argandoña et al. 1980, Argandoña et al. 1983, Zúñiga et al. 1983, Argandoña y Corcuera 1985). El efecto de alcaloides indólicos como la gramina, y también su rol como disuasivos de áfidos, se establece en la misma época (Corcuera 1984, Zúñiga et al. 1985, Zúñiga y Corcuera 1986, Argandoña et al. 1987).

El efecto de los ácidos hidroxámicos y de los alcaloides indólicos como potenciales controladores de pestes, patógenos y malezas se sugiere en un par de revisiones (Niemeyer y Pérez 1994, Corcuera 1993).

Un intento adicional en la búsqueda de metabolitos con potencial uso en el biocontrol de patógenos, se realiza usando cepas bacterianas mutantes (Bernal et al. 2002), en las que se identifica una molécula termoestable con características semejantes a las descritas para lipopéptidos cíclicos, con actividad antibiótica como las que presentan las iturinas.

No obstante la abundante información existente en torno a los metabolitos mencionados, la investigación en torno a éstos y a su potencial aplicación en el control biológico de diferentes patógenos, no fue continuada por ninguno de los grupos que se había dedicado a su estudio. Estos grupos de investigación derivaron sus estudios hacia la fisiología de plantas y hacia estudios químicos de los metabolitos. Sin embargo, es importante reconocer que estos grupos de investigación fueron pioneros en el uso de modelos vegetales y su interacción con patógenos de diferente naturaleza, incentivando a otros investigadores a incursionar en esta área.

Un resumen de las interacciones estudiadas con sus correspondientes referencias se encuentra en el Cuadro 1.

Cuadro 1. Interacciones planta – patógeno analizadas en el contexto de metabolitos

secundarios. Planta Patógeno y/o insecto Referencia Zea mays Erwinia spp. Corcuera et al., 1978 Zea mays Metopolophium dirhodum Argandoña et al., 1980 Triticum aestivum Schizaphis graminum Argandoña et al., 1981 Zea mays Schizaphis graminum Argandoña et al., 1983

Argandoña y Corcuera, 1985 Hordeum vulgare Rhopalosiphum padi Zúñiga y Corcuera, 1986

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La relación entre la respuesta de hipersensibilidad (HR) y los aspectos moleculares del biocontrol.

La respuesta defensiva de una planta frente a un microorganismo patógeno puede producirse a través de mecanismos moleculares semejantes a los que puede utilizar un microorganismo capaz de antagonizar a un fitopatógeno. En términos generales, las plantas pueden modificar su metabolismo, inducir sistemas enzimáticos para sintetizar metabolitos antimicrobianos como las fitoalexinas, e inducir proteínas relacionadas con patogénesis (PR) para defenderse de un patógeno. A su vez, los microorganismos también pueden inducir sistemas enzimáticos, sintetizar metabolitos secundarios con actividad antibiótica e inducir proteínas con diferentes funcionalidades, para adaptarse a diferentes condiciones ambientales y fuentes de carbono. Estas similitudes metabólicas sugirieron que el estudio en paralelo de la respuesta HR en plantas, y de la inducción y secreción de sistemas enzimáticos en microorganismos con potencial actividad biocontroladora, podría permitir identificar elementos comunes entre ambos sistemas: el tipo y la actividad biológica de moléculas que participan en la defensa de la planta pueden tener un equivalente en los microorganismos biocontroladores, en cuyo caso podrían estar relacionados con su nutrición y desarrollo.

La interacción planta – hospedero ha sido estudiada en Chile usando diferentes modelos que incluyen a insectos, bacterias y hongos como hospederos de diferentes especies vegetales. Entre estas interacciones encontramos:

• Plantas de cebada (Hordeum vulgare) o de maíz (Zea mays) con el áfido Schizaphis graminum, cuyos ensayos realizados a nivel de laboratorio, permitieron establecer que se producía una respuesta de hipersensibilidad en la planta, detectada a nivel molecular a través del incremento de enzimas oxidativas (Cabrera et al. 1994, Cabrera et al. 1995, Argandoña et al. 2001), de la inducción de la vía fenilpropanoide (Chaman et al. 2001), y de la síntesis de inhibidores de proteinasas (Casaretto y Corcuera 1995, Casaretto y Corcuera 1998).

• Plantas de four-o’clock (Mirabilis jalapa) o de tabaco (Nicotiana tabacum) con la bacteria Clavibacter michiganensis subsp. Michiganensis, cuyos estudios también fueron realizados a nivel de laboratorio, mostraron la presencia de lesiones necróticas características de HR en ambas plantas, como consecuencia de la producción de un compuesto extracelular, termoestable, semejante a las producidas por una “harpin” y PopA de bacterias Gram negativas (Alarcón et al. 1998).

Fuera de establecer la presencia de una HR en los sistemas estudiados, estos grupos de trabajo no siguieron profundizando en estas interacciones con miras a analizar la síntesis de otro tipo de moléculas y sus efectos, sobre los patógenos usados.

• Plántulas de Citrus limon con Alternaria alternata o con Trichoderma harzianum, en la que se analiza la respuesta de hipersensibilidad (HR) desarrollada contra estos hongos aislados del consorcio fumagina. Inicialmente se estableció el tipo de enzimas que secretaba Alternaria alternata (Pérez et al. 1991), los fragmentos pécticos que se producían como consecuencia de la hidrólisis de la pared celular de plántulas de limonero por enzimas pectinolíticas del hongo (Fanta et al. 1992), la presencia de receptores para un tamaño bien definido de estos oligosacáridos, y su relación con la activación de los sistemas defensivos (Pérez et al. 1993, Roco et al. 1993). A su vez, T. harzianum era capaz de secretar principalmente celulasas, generando oligosacáridos derivados de la celulosa vegetal. Estos estudios permitieron demostrar

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la síntesis de fitoalexinas como consecuencia de la activación de la vía fenilpropanoide en la planta en respuesta no sólo a A. alternata, sino que también a las enzimas pectinolíticas secretadas por este hongo (Quaas et al. 1988, Pérez et al. 1993, Quaas et al. 1993, Pérez et al. 1994a). La activación de la vía fenilpropanoide y la síntesis de fitoalexinas en plántulas de limonero inoculadas con T. harzianum no era detectable, concordante con la morfología que presentaban las plántulas de cítricos inoculadas con A. alternata o con T. harzianum (Pérez et al. 1994b).

El daño producido en la superficie del tejido vegetal y la generación de elicitores (producto del efecto de sistemas enzimáticos de A. alternata sobre el tejido vegetal y su reconocimiento por receptores de la planta) permitieron establecer la participación de calcio en etapas tempranas de la transducción de señales para generar la HR, y a su vez comprobar su función como elicitor (Castañeda y Pérez 1996). Adicionalmente, se estableció que el metabolismo de fosfoinositidos (Ortega y Pérez 2001), la calmodulina, IP3 y proteínas quinasa (Ortega et al. 2002), participaban en la transducción de señales, no así una proteína G (Ortega et al. 2005), permitiendo proponer un modelo para la vía de transducción de señales. Finalmente, el hallazgo de la síntesis de PR como quitinasas y glucanasas en plántulas de Citrus limón inoculadas con A. alternata, completó los antecedentes sobre la respuesta HR. Las quitinasas y glucanasas sintetizadas en las plántulas de limonero durante la respuesta defensiva fueron capaces de inhibir el desarrollo de A. alternata (Fanta et al. 2003). Los resultados del efecto de estas PR sobre el desarrollo de este fitopatógeno, forman parte de los elementos que sirven de base para el estudio de los sistemas enzimáticos que pueden utilizar microorganismos biocontroladores. De esta forma, mientras quitinasas y glucanasas se inducen durante la HR en la planta para controlar el desarrollo del patógeno, en el biocontrolador se podrían inducir para utilizar al patógeno como fuente de carbono y de otros nutrientes.

• Plantas de Fragaria chiloensis con Botrytis cinerea. En esta interacción, se establece la expresión de genes en esta variedad de frutilla resistente a este patógeno, FcPR5 y FcPRIO, aun cuando todavía no se ha identificado cuales proteínas son codificadas por estos (González et al. 2010).

Un resumen de las interacciones planta-patógeno estudiadas, en el contexto de la respuesta de hipersensibilidad, junto a las referencias correspondientes, se encuentra en el Cuadro 2.

Cuadro 2. Interacciones planta – patógeno analizadas en el contexto de la respuesta de

hipersensibilidad. Planta Patógeno y/o insecto Referencia

Hordeum vulgare Schizaphis graminum Cabrera et al., 1994; 1995 Casaretto y Corcuera, 1995; 1998 Argandoña et al., 2001 Chaman et al., 2001

Mirabilis jalapa Clavibacter michiganensis subsp. michiganensis

Alarcón et al., 1998

Nicotiana tabacum Clavibacter michiganensis subsp. michiganensis

Alarcón et al., 1998

Citrus limon Alternaria alternata Pérez et al., 1993 Ortega et al., 2001

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Ortega et al., 2002 Fanta et al., 2003 Ortega et al., 2005

Citrus limon Alternaria alternata Trichoderma harzianum

Fanta et al., 1992 Pérez et al., 1994a y 1994b

Lycopersicon esculentum

Fusarium solani Trichoderma harzianum

Pérez et al., 2001b

Fragaria chiloensis Botrytis cinerea

Capacidad biocontroladora de hongos del género Trichoderma: su relación con la HR y con isoenzimas de quitinasas

Los estudios a nivel molecular de hongos del género Trichoderma se comenzaron a realizar en paralelo con los estudios moleculares en los sistemas modelo (Gutiérrez et al. 1998, García et al. 2000, Roco y Pérez 2001, Besoaín et al. 2001, Montealegre et al. 2005), junto a la búsqueda de nuevas cepas de hongos y de bacterias biocontroladoras (Montealegre et al. 2002, Montealegre et al. 2003).

Los hallazgos de la inducción de proteínas PR como quitinasas y glucanasas en la HR desarrollada por plántulas de limonero inoculadas con A. alternata y el efecto de estas enzimas sobre el desarrollo de A. alternata (Fanta et al. 2003), sugirieron que este tipo de enzimas podría estar involucrada en el biocontrol. Es así como al desarrollar a T. harzianum en medios de cultivo con paredes de diferentes fitopatógenos, se estableció su capacidad para secretar quitinasas, glucanasas y proteasas. En aquellos casos en que T. harzianum secretaba un mayor número de isoenzimas en presencia de paredes de un determinado fitopatógeno, existía una relación directa entre número de isoenzimas y capacidad para controlar a ese fitopatógeno. Un ejemplo de este hallazgo se encuentra en los resultados de biocontrol realizados contra Pyrenochaeta lycopersici usando diferentes cepas silvestres de T. harzianum, donde la multiplicidad de isoenzimas de quitinasas secretadas por la cepa Th11 se relaciona directamente con su capacidad para controlar a dicho patógeno (Pérez et al. 2001a, Pérez et al. 2002, Pérez 2005).

La inducción de quitinasas y de glucanasas también se evaluó en plántulas de tomate, luego de inocularlas con Fusarium solani, o con Trichoderma harzianum, o con ambos (Pérez et al. 2001b). Se estableció que ambos microrganismos inducían quitinasas en la planta pero a tiempos diferentes. Las quitinasas inducidas luego de la inoculación conjunta, correspondían solamente a las relacionadas con la inoculación con T. harzianum, situación en la que las plántulas de tomate se mantenían sanas. Sin embargo, los ensayos de antagonismo directo de T. harzianum enfrentado a F. solani mostraron una inhibición parcial del desarrollo del patógeno, sugiriendo la necesidad de contar con microorganismos con una mayor capacidad antagónica.

Mutantes: una alternativa para la obtención de mejores biocontroladores La necesidad de contar con cepas con una mejor actividad biocontroladora y con un

mayor espectro de acción, llevó a la generación de mutantes a través de tratamiento de cepas silvestres de Trichoderma con cloruro de guanidinio (Zaldívar et al. 2001, Pérez y Morales 2003, Pérez et al. 2007), o con luz ultravioleta o a través de fusión de protoplastos (Besoaín et al. 2007). Estos mutantes se ensayaron para el control de Rhizoctonia solani y de Phytophthora nicotianae (Arias et al. 2006) y de Pyrenochaeta lycopersici La mutante de

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T. harzianum Th650-NG7 que mostró un incremento en su capacidad para secretar quitinasas, mejoró su mayor capacidad para biocontrolar a R. solani (Pérez et al. 2007), correlacionando nuevamente una mayor capacidad quitinolítica con un mejor efecto biocontrolador, hecho que se ha demostrado no solamente a nivel de laboratorio, sino también a nivel de invernadero y de campo (Montealegre et al. 2007 y 2009a). El análisis del patrón isoenzimático de quitinasas y glucanasas secretadas por otros mutantes obtenidos (Hinojosa et al. 2009), han permitido la selección de aquellos que posteriormente también se ensayaron a nivel de invernadero y de campo para controlar a Rhizoctonia solani, a Phytophthora nicotianae, y a Pyrenochaeta lycopersici (Arias et al. 2006, Montealegre et al. 2007, Pérez et al. 2007, Montealegre et al. 2009a, Montealegre et al. 2010).

Adicionalmente, a algunos de mutantes obtenidos se les analizó su sensibilidad a fungicidas (Herrera et al. 2007) con la finalidad de establecer si podían ser usados en forma conjunta con algunos productos químicos en el control de algunos fitopatógenos, buscando disminuir el uso de productos químicos y manteniendo un alto grado de efectividad. También se les estableció sus condiciones de supervivencia en diferentes tipos de suelo (Montealegre et al. 2009b), y se les confrontó con diferentes bacterias patogénicas de plantas (Peña et al. 2009).

Un resumen de las interacciones biocontrolador (silvestre y/o mutante)-patógeno estudiadas, con sus correspondientes referencias, se encuentra resumido en el Cuadro 3.

Cuadro 3. Interacciones biocontrolador – otros microorganismos analizadas en el contexto

molecular

Biocontrolador Patógeno Referencia

Paenibacillus lentimorbus Rhizoctonia solani Montealegre et al., 2002 Montealegre et al., 2005

Trichoderma harzianum Alternaria alternata Roco y Pérez, 2001 Trichoderma harzianum Fusarium oxysporum Pérez y Morales, 2003 Trichoderma harzianum Phytophthora nicotianae Arias et al., 2006 Trichoderma harzianum Phytophthora parasitica Besoaín et al., 2001 Trichoderma harzianum* Pyrenochaeta lycopersici Pérez et al., 2001a

Pérez et al., 2002 Pérez, 2005 Besoaín et al., 2007

Trichoderma harzianum* Rhizoctonia solani Montealegre et al., 2002 Montealegre et al., 2005 Arias et al., 2006 Pérez et al., 2007 Montealegre et al., 2007 Montealegre et al., 2009a y 2009b Montealegre et al., 2010

Trichoderma spp. Rhizoctonia solani García et al., 2000 Trichoderma spp. Agrobacterium tumefaciens,

Clavibacter michiganensis, Erwinia carotovora, Pseudomonas syringae pv. syringae P. syringae pv. tomato

Peña et al., 2009

*Incluye mutantes

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CONTROL BIOLÓGICO EN FRUTALES

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CONTROL BIOLÓGICO DE Botrytis cinerea EN ESPECIES FRUTALES EN CHILE

Biological control of Botrytis cinerea in fruit crops in chile

Bernardo A. Latorre G. Facultad de Agronomía e Ingeniería Forestal, Pontificia Universidad Católica de Chile


Resumen El control biológico se reconoce como una alternativa de control, amigable con el

ambiente, la salud humana y animal, útil para el manejo de las enfermedades producidas por B. cinerea en especies frutales. Existen numerosos microorganismos posibles de emplear con estos propósitos. No obstante, Bacillus spp. y Trichoderma spp. son los principales agentes antagónicos de B. cinerea actualmente utilizados en Chile. La acción antagónica de estos microorganismos se ha evaluado, tanto en Chile como en otros lugares, obteniéndose resultados consistentes bajo condiciones de laboratorio, invernadero y de campo. Sin embargo, la agresividad de B. cinerea en uva de mesa y otros frutales, que a menudo conduce al desarrollo de severas epifitias en muy breve tiempo, ha limitado su uso. Bajo estas circunstancias, el grado control obtenido con agentes antagónicos suele ser insuficiente para responder a las exigencias del mercado internacional (ej., prevalencia <0,5% de pudrición gris en uva de mesa). Por lo tanto, el control biológico se debe emplear conjuntamente con otras estrategias de control en el manejo de la pudrición gris. A pesar de los numerosos trabajos de investigación sobre control biológico de B. cinerea en Chile, parece necesario continuar e intensificar estas investigaciones con el propósito de mejorar cada vez más su eficacia contra B. cinerea es especies frutales.

Summary Biological control is accepted as an environmental friendly alternative, including human

and animal health, for the control of diseases produced by B. cinerea in fruit crops. Bacillus spp. and Trichoderma spp. are among the microorganisms that may biocontrol this disease, being both used in Chile. Their antagonic activity has been tested both in Chile and other countries, where consistent results have been obtained at the laboratory, greenhouse and field levels. However, agresivity of B. cinerea in tablegrapes and other fruit crops resulting in severe epidemies in short time periods, have limited biocontrol strategies because of unsufficient control degrees to answer the international market requirements (i.e. <0.5% prevalence of gray rot in tablegrapes). Thus, biological control of B. cinerea shoud be used along with other strategies at the present time, being a must to continue and intensify research on this topic to improve management and control of gray rot in fruit species.

Introducción Botrytis cinerea Pers. ex Fr. (teleomorfo Botryotinia fuckeliana (de Bary) Whetzel) es

un hongo polífago, necrótrofo, agente causal de la pudrición gris que afecta numerosos cultivos económicamente importantes en Chile. Presenta un amplio rango de plantas

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hospederas y a menudo coloniza residuos vegetales que persisten en el huerto. Se encuentra ampliamente distribuido, predominando en ambientes templados y húmedos.

Casi sin excepción, la pudrición gris es una enfermedad muy destructiva en árboles frutales (frutales de carozo y pomáceas), en frutales menores (arándano, frambueso y frutilla), vides (uva de mesa y de vino) y otros cultivos en Chile. Por ejemplo, ha limitado la producción y reducido la calidad de la uva de mesa, a menudo con pérdidas totales de la producción (Capellini et al. 1986, Latorre 2007).

Varias estrategias de control se han propuesto para el control de la pudrición gris, las que incluyen medidas culturales y físicas, saneamiento, uso de fungicidas y control biológico. Las estrategias de control químico, basadas en el uso de fungicidas, han tenido gran aceptación, por parte de los agricultores, para el manejo de esta enfermedad en huertos frutales. Sin embargo, el control químico presenta algunas restricciones, entre las cuales se destaca: a) La presencia de razas de B. cinerea resistentes, las que han sido reportadas en Chile, respecto de fungicidas con diferentes modos de acción (Carreño y Álvarez 1990, Latorre et al. 1994, 2002b, Esterio et al. 2007), b) La preocupación manifestada por la opinión pública respecto del efecto que el uso de pesticidas pudiera tener en la contaminación del ambiente y sobre la salud humana y animal (Crane et al. 2006) y c) Las crecientes restricciones impuestas por los mercados de exportación, en algunos casos tolerancia cero de residuos, de la fruta chilena. Esto ha obligado a desarrollar nuevas estrategias de control.

En este contexto, el control biológico es una herramienta importante en el manejo de la pudrición gris. Se considera ambientalmente amigable, reduce el excesivo uso de fungicidas sintéticos y minimiza el riesgo de desarrollo de razas de B. cinerea resistentes a fungicidas. El objetivo de este capítulo es analizar el control biológico en el manejo de enfermedades producidas por B. cinerea en especies frutales, focalizada en el manejo de la pudrición gris de la vid, que corresponde al cultivo frutal con mayor importancia económica en Chile, destinado a uva de mesa, elaboración de vino y pisco (Zoffoli y Latorre 2011).

Aspectos epidemiológicos Botrytis cinerea es un patógeno de alto riesgo epidemiológico, capaz de desarrollar

enfermedades de naturaleza policíclica en numerosos cultivos en zonas templadas y húmedas. Contribuyen al alto riesgo epidemiológico: a) el amplio rango de plantas hospederas que incluye sobre 200 especies cultivadas y malezas, b) la posible presencia de inóculo en restos vegetales senescentes y c) la producción de esclerocios como estructuras de sobrevivencia, los que persisten en restos vegetales infectados. Además, presenta un corto ciclo biológico y una alta capacidad reproductiva por medio de conidias, las que en el huerto, son diseminadas eficientemente por el viento, por el salpicado producido por las lluvias y eventualmente por algunos insectos (Elmer y Michailides 2007). Se asume que el inóculo siempre existe en huertos frutales, lo que a menudo genera altas presiones de inóculo durante los periodos críticos del cultivo en primavera y verano. Botrytis cinerea presenta gran variabilidad genética; sin embargo, se desconoce el estadio sexual en Chile.

En uva de mesa, son críticos para el desarrollo de la pudrición gris los estadios fenológicos de floración y envero a cosecha (Latorre et al. 2001). La presencia de ambientes templados y húmedos en estos periodos genera un alto riesgo de infección, siendo necesario aplicar alguna estrategia de control preventivo. Favorecen el desarrollo de la pudrición gris la presencia de follaje o frutos mojados por más de 6 h a temperaturas entre

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15 y 25ºC, aproximadamente (Broome et al. 1995, Latorre y Rioja 2002a, Latorre et al. 2002a).

Durante la floración, tanto en uva de mesa como otros frutales, es posible el desarrollo de infecciones latentes, las que se reactivan junto con la maduración de la fruta. Al mismo tiempo, se produce una abundante colonización de restos florales senescentes, pudiendo aportar inóculo para infecciones posteriores durante la cosecha y postcosecha (Latorre y Vásquez 1996, Elmer y Michailides 2007).

En resumen, un buen conocimiento de la biología e epidemiología de B. cinerea es necesario para una correcta planificación del manejo de la pudrición gris. Tiene importancia conocer los periodos críticos del cultivo, las épocas de mayor riesgo de infección y estimar la presión de inóculo existente en el huerto. En función de estos antecedentes, se podrá optar por el uso de una estrategia biológica, sola, en conjunto o alternada con otras estrategias de control.

Control integrado Actualmente, el control de las enfermedades causadas por B. cinerea en frutales

requiere de varios tratamientos químicos y se reconoce la importancia de utilizarlos junto con medidas de control cultural y saneamiento del cultivo. Por ejemplo, entre cuatro y seis tratamientos con fungicidas por temporada se aplican en los periodos críticos (floración y envero a cosecha) de la vid en Chile (Latorre et al. 2001). Sin embargo, para obtener un alto nivel de control, se reconoce que el deshoje de la vid es indispensable, ya que, permite evitar microambientes húmedos, muy favorables a la infección, alrededor de los racimos (Broome et al. 1995). Por lo tanto, los tratamientos con fungicidas más las medidas culturales, aplicadas en forma simultánea o alternadas, son las estrategias más efectivas para controlar la pudrición gris, en especial cuando las condiciones ambientales son muy favorables. Sin embargo, cuando las condiciones ambientales son leves o moderadamente favorables, es posible integrar estrategias biológicas, en reemplazo de algunos tratamientos químicos, reduciendo así el uso de fungicidas sintéticos (Shtienberg 2007a,b).

Se han desarrollado modelos predictivos que permiten estimar el riesgo de pudrición gris de la vid, basado en un análisis de la temperatura y humedad alrededor de los racimos (Avilés et al. 1995, Broome et al. 1995). De este modo es posible pronosticar la ocurrencia de pudrición gris. Esta es una herramienta que es aconsejable integrarla en la toma de decisiones sobre el tipo de estrategia de control a emplear en un determinado momento. El control biológico se debería utilizar con un riesgo de infección leve, privilegiando el control químico cuando existan ambientes muy propicios para el desarrollo de pudrición gris. En ambos casos, el control cultural se debe integrar al control químico o biológico.

Microorganismos antagonistas Existe un amplio conocimiento mundial de los antagonistas de B. cinerea, que incluye

ejemplos de hongos filamentosos, levaduriformes y algunas bacterias (Cuadro 1). Estos microrganismos son potencialmente útiles contra B. cinerea. Sin embargo, la mayoría se ha evaluado en laboratorio y muy pocos bajo condiciones de campo. La disponibilidad de productos formulados en Chile es escasa y los productos existentes tienen como antagonista especies de Trichoderma o Bacillus (Cuadro 1).

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Cuadro 1. Microorganismos antagonistas de Botrytis cinerea y productos formulados con registro en Chile para su uso preventivo contra la pudrición gris en frutales y vides.

Microorganismos antagonistas1 Referencias bibliográficas Uso comercial en Chile2

Bacterias Bacillus amyloliquefaciens Mari et al., 1996. Bacillus megaterium Rojas y Wong, 2011. Bacillus licheniformis Rojas y Wong, 2011. Bacillus pumilus Mari et al., 1996. Bacillus subtilis Lisboa, 2003; Vergara, 2003;

Ravello, 2006; Rojas y Wong, 2011. Serenade

Chryseobacterium indologenes (syn Flavobacterium indologenes)

Moline et al., 1999.

Enterobacter cloacae Leonelli, 2006. Klebsiella movilis (syn Enterobacter aerogenes)

Leonelli, 2006.

Lactobacillus acidophilus Fruitsan Pseudomonas putida Moline et al. 1999. Pseudomonas syringae Janisiewicz y Marchi, 1992. Rahnella aquatilis Calvo et al., 2010. Serratia liquefaciens Whiteman y Stewart, 1998; García

et al., 2001.

Stenotrophomonas maltophilia (syn Pseudomonas maltophilia, Xanthomonas maltophilia)

Leonelli, 2006.

Hongos filamentosos Clonostachys rosea (=Gliocladium roseum)

Sutton et al., 1997; Valdebenito-Sanhuenza et al., 1997; Cota et al., 2008; Zaldúa y Sanfuentes, 2010.

Trichoderma atroviridae Card et al., 2009. Trichoderma harzianum Ricard y Ricard, 1997; Harman et

al. 1996; Esterio y Auger, 1997; Latorre et al., 1997; Alvarez, 1998; Lisboa, 2003; Vergara, 2003; Ponce, 2002; Ravello, 2006; Donoso et al., 2007; Guerra, 2007.

Binab-T, Harztop, 3Tac, Tricho-D, Trichodex; Trichonativa Trichoderma Suspension

Trichoderma longibrachiatum Ponce, 2002. 3Tac Trichoderma parceramosum (syn T. atroviride Bissett)

Ponce, 2002; Donoso et al., 2007. Trichonativa

Trichoderma polysporum Binab-T, Trichoderma virens Ponce, 2002; Donoso et al., 2007. Trichonativa Trichoderma viride Ponce, 2002. 3Tac Fusarium semitectum Dal Bello et al. 2011. Ulocladium atrum Castillo y Krausz, 2006.

Hongos levaduriformes Aureobasidium pullulans Raspor et al., 2010; Robiglio et al.,

2011; Sepúlveda et al., 2011a.

Candida oleophila Raspor et al., 2010. Cryptococcus laurentii (syn Rhodotorula laurentti)

Calvo et al., 2010.

Cryptococcus albidus (syn. Rhodotorula albida)

Robiglio et al., 2011. Fruit Plus

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Pichia anomala (syn Hansenula anomala )

Haissam, J.M. 2011.

Pichia guilliermondii Raspor et al., 2010; Sepúlveda et al., 2011a.

Rhodotorula glutinis Calvo et al., 2010. Rhodotorula mucilaginosa Robiglio et al., 2011. Saccharomyces boulardii Serey et al., 2006. Perenteryl3 Saccharomyces cerevisiae Robiglio et al., 2011; Nally et al.,

2012.

Schizosaccharomyces pombe (syn Saccharomyces pombe)

Nally et al., 2012.

1Nombres según se indican en: J.P. Euzéby. 2012. List of Prokaryotic names with standing in nomenclature. www.bacterio.cict.fr; Index Fungorum, www.indexfungorum.org y Mycobank, www.mycobank.org. 2Productos comerciales registrados a marzo de 2012 en el Servicio Agrícola y Ganadero, Ministerio de Agricultura, Gobierno de Chile. 3Probiótico, formulado como Perenteryl (Merck, Alemania) con fines farmacológicos.

Binab-T, preparado comercial en base a T. harzianum, fue uno de los primeros

productos de origen biológico desarrollado hacia fines de los años 70 (Ricard y Ricard 1977), aun comercializado en Chile. Posteriormente varios productos, siempre formulados con diferentes especies y razas de Trichoderma, se han registrado y recomendado para el control preventivo de B. cinerea en especies frutales en Chile (Cuadro 1).

La efectividad antagónica de Trichoderma spp. contra B. cinerea en especies frutales, especialmente en vid, se ha demostrado en numerosas investigaciones realizadas tanto en condiciones de laboratorio como de campo en Chile (Harman et al. 1996, Esterio y Auger 1997, Latorre et al. 1997, Álvarez 1998, Ponce 2002, Lisboa 2003, Vergara 2003, Henríquez 2006, Ravello 2006, Donoso et al. 2007, Guerra 2007).

Al mismo tiempo, existen antecedentes locales que demuestran la actividad antagónica contra B. cinerea de especies de Bacillus, otras bacterias (Lisboa 2003, Vergara 2003, Leonelli 2006, Riquelme 2010, Rojas y Wong 2011) y algunas levaduras (Aureobasidium, Pichia y Saccharomyces) (Serey et al. 2006; Sepúlveda et al. 2011a,b) (Cuadro 1).

Utilización de estrategias de control biológico El control biológico es una alternativa al control químico de B. cinerea en vides y otros

frutales en Chile. Las recomendaciones sugeridas para el uso de productos biológicos suelen ser similares a las recomendaciones consideradas para los fungicidas sintéticos. Por diversas razones, este criterio de uso puede conducir a resultados variables e insatisfactorios, ya que desconoce que la acción antagónica, contra B. cinerea u otros patógenos, depende de las condiciones ambientales (ej., temperatura, humedad relativa y agua libre) prevalentes en la superficie de la planta, al momento de la aplicación. A su vez, la viabilidad del producto formulado es esencial para garantizar una correcta acción antagónica de los productos biológicos. Estos productos, tienen una corta vida de estantería, perdiendo viabilidad aún bajo las mejores condiciones de almacenamiento, lo que puede afectar la efectividad antagónica del producto formulado (Elad and Stewart 2007, Leggett et al. 2011).

Los productos biológicos carecen de acción instantánea (“knock-down”), cualidad que caracteriza a muchos fungicidas sintéticos. Por este motivo, los biocontroladores se deben

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integrar, preventivamente, a otras estrategias de control y se deben utilizar cuando el ambiente permita el buen establecimiento, multiplicación y colonización del agente biológico en el sitio de acción. Sólo bajo estas condiciones se puede esperar que el biocontrolador ejerza la actividad antagónica esperada.

La efectividad del control biológico se obtiene únicamente al mantener un umbral poblacional mínimo en el sitio de acción. Bajo dicho umbral, el control biológico pierde efectividad. Por este motivo, en huertos frutales, los biocontroladores se emplean en altas concentraciones (ej., 1-2 L/ha de Trichodex, 5-8 kg/ha de Serenade, 3-4 L/ha de Fruitsan) y utilizando altos volúmenes (1500-2000 L/ha) de modo de inundar en forma rápida y total el sitio de acción. De esta manera se logra una acción de pre-infección (preventiva) con resultados muchas veces similares o mejores que los posibles de obtener con un fungicida sintético (Latorre et al. 1997, Latorre 2011). Los productos biológicos no tienen acción de post-infección (curativa), la acción antagónica es localizada antes que sistémica y la persistencia en la planta es limitada. Por ejemplo, la población total de T. harzianum aplicada en uva de mesa disminuyó en forma relativamente rápida en flores y bayas de uvas cv. Thompson Seedless tratadas con un producto formulado y no formulado. La vida media se estimó en alrededor de 20 días, pero aún 19, 28 y 33 días después de la aplicación se detectó presencia de T. harzianum en bayas, hojas y flores, respectivamente (Latorre et al. 1997).

Se puede concluir que el control biológico se reconoce como una alternativa de control, amigable con el ambiente, la salud humana y animal, útil para el manejo de las enfermedades producidas por B. cinerea en especies frutales. Existen numerosos microorganismos posibles de emplear con estos propósitos, entre los que se encuentran Bacillus spp. y Trichoderma spp., los que se usan actualmente en Chile. La acción antagónica de estos microorganismos se ha evaluado, tanto en este pais como en otros lugares, obteniéndose resultados consistentes bajo condiciones de laboratorio, invernadero y de campo. Sin embargo, el uso de estos biocontroladores se ha visto limitado por la agresividad de B. cinerea en uva de mesa y en otros frutales, la que conduce a menudo al desarrollo de epidemias severas en muy breve tiempo. Bajo estas circunstancias, el grado de control obtenido con agentes antagónicos suele ser insuficiente para responder a las exigencias del mercado internacional (ej., prevalencia <0,5% de pudrición gris en uva de mesa), de ahí que actualmente se deba emplear el control biológico conjuntamente con otras estrategias de control en el manejo de la pudrición gris. Por lo tanto, parece necesario continuar e intensificar las investigaciones para mejorar cada vez mas la eficacia del control biológico contra B. cinerea es especies frutales en Chile,

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CONTROL BIOLÓGICO DE ENFERMEDADES DE LA MADERA DE LA VID

Biological control of the vine wood diseases

Jaime R. Montealegre A. Departamento de Sanidad Vegetal, Facultad de Ciencias Agronómicas, Universidad de

Chile. Santa Rosa 11315, La Pintana. Santiago-Chile. E-mail: [email protected]

Resumen Los hongos que producen Enfermedades de la madera de la vid en Chile han adquirido

importancia, lo que se ha reflejado en el inicio de trabajos de investigación tanto in vitro como a nivel de campo evaluando el nivel de control de estos con cepas de Trichoderma harzianum tanto nativas como mejoradas y con un producto comercial. Los ensayos han incluido formulaciones líquidas y sólidas, siendo estas últimas las que muestran el mayor efecto residual en el suelo, lo que se expresa en un mayor rendimiento en parronales que poseen antecedentes de Pie negro de la vid. También se ha evaluado in vitro el efecto de bacterias bioantagonistas nativas obteniéndose buenos resultados en el control de Ilyonectria macrodidyma entre otros hongos asociados a enfermedades de la madera de la vid.

Summary Fungi producing vine wood diseases have become important in Chile triggering the

development of research work both in vitro and at the field level testing wild and mutant Trichoderma harzianum strains as well as commercial products for their biocontrol. Trials have included liquid and solid formulations showing the latter the highest persistence in the soil, which resulted in a higher yield of the vineyard. Wild antagonistic bacteria have been also tested in vitro against Ilyonectria macrodidyma, one of the fungi associated with vine wood diseases, with good preliminary biocontrol results.

Introducción Dentro de los fitopatógenos que producen Enfermedades de la madera de la vid en

Chile, destacan las especies de Ilyonectria macrodidyma (Halleen, Schroers & Crous) P. Chaverri & C. Salgado 2011 (Cylindrocarpon macrodidymum) e Ilyonectria liriodendri (Halleen, Rego & Crous) Chaverri & C. Salgado 2011 (C. liriodendri); siendo más frecuente encontrar la primera especie afectando tanto a plantas como también colonizando suelos cultivados con Vitis vinifera. La enfermedad provocada por estas especies de hongos en la vid se conoce con el nombre vulgar de Pie negro de la vid (Montealegre et al. 2009). El control de estos fitopatógenos que se efectúa en Chile es normalmente de tipo preventivo, haciéndose hincapié en la producción de plantas sanas y aplicación preventiva de fungicidas del grupo de los benzimidazoles principalmente. No obstante lo anterior y considerando que el inóculo se encuentra disponible principalmente en el suelo, también se ha investigado el efecto de algunos biocontroladores fungosos tanto in vitro como en el campo.

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Biocontrol in vitro de Ilyonectria macrodidyma en Vitis vinifera mediante el uso de bioantagonistas fungosos y bacterianos

Los antecedentes de trabajos de investigación in vitro del efecto de cepas de Trichoderma sp. silvestres, de las mutantes de Trichoderma harzianum Th12A10.1 y ThF2-1 y del producto comercial Trichonativa para el control de Rhizoctonia solani se tomaron como base y se aplicaron en el control de Ilyonectria macrodidyma. La metodología de antagonismo directo (Dennis y Webster 1971) y las desarrolladas por el autor y Pinto (2012∗) permitieron establecer que las cepas que controlaron mejor al patógenos correspondieron a T. harzianum 82, 83, 84 y 85, previamente aisladas de suelos cultivados con uva de mesa en la III Región de Chile desde donde también se aisló la cepa de Ilyonectria macrodidyma. Estas cepas tuvieron un efecto inhibitorio superior al 80%, mientras que las cepas mutantes Th12A10.1 y ThF2-1 y Trichonativa inhibieron en un 70%. Estos resultados difieren de los de Riquelme (2006), quien no encontró diferencias estadísticas cuando evaluó el efecto de otras cepas de Trichoderma sp. en el control in vitro de Cylindrocarpon spp. (Ilyonectria spp.).

A su vez, el uso de Bacillus subtilis, permitió obtener hasta un 70% de inhibición de crecimiento de Ilyonectria macrodidyma in vitro. En la actualidad el autor de este capítulo desarrolla un proyecto de investigación para determinar la efectividad in vivo de bacterias endófitas sobre el control de este patógeno en Vitis vinifera.

Considerando los resultados obtenidos in vitro por el autor de este capítulo, se han efectuado ensayos de campo en parronales de uva de mesa que presentaban disminución de rendimiento, y con presencia en el suelo de altas poblaciones de Ilyonectria macrodidyma. Para ello, se utilizaron aplicaciones al suelo de la cepa silvestre de T. harzianum 83, y de la cepa mutante ThF2-1 (Besoain et al. 2007) formuladas como pellets de alginato de sodio (formulación sólida), comparándolas con el producto comercial formulado en forma líquida Trichonativa. Se evaluó incremento del rendimiento respecto al control y rendimiento total por planta durante dos temporadas (Montealegre et al. 2012), determinándose un aumento del rendimiento de frutos en los tratamientos en comparación con el testigo siendo siempre mejor la formulación sólida con T. harzianum 83 o con ThF2-1 que con Trichonativa, probablemente debido a un mejor establecimiento y persistencia del biocontrolador.

Un experimento similar efectuado en otro parronal de uva de mesa del cv. T. Seedless donde se aplicaron 2 tratamientos que incluyeron las cepas Trichoderma harzianum 83 y T. harzianum ThF2-1, también se obtuvo incremento del rendimiento, esta vez siendo mayor para el tratamiento ThF2-1 que para Trichoderma harzianum 83 (Montealegre et al. 2010). Los resultados obtenidos sugieren que la aplicación al suelo de biofungicidas a base de Trichoderma sp., permiten obtener un mayor rendimiento de las plantas.

Considerando la importancia de los hongos que producen Enfermedades de la madera de la vid en Chile, se ha hecho necesario iniciar trabajos de investigación tanto in vitro como a nivel de campo evaluando el nivel de control de estos con cepas de Trichoderma harzianum tanto nativas como mejoradas comparándolas con el producto comercial Trichonativa®. Se han evaluado formulaciones sólidas y líquidas y se ha determinado el efecto residual en el suelo. Los resultados obtenidos permiten concluir que existe una mayor persistencia en el suelo de formulaciones sólidas, lo que se expresa en un mayor

∗ Comunicación personal: Gabriel Pinto V., Licenciado en Agronomía, Fac. de Cs. Agronómicas, Universidad de Chile.

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rendimiento en parronales que poseen antecedentes de Pie negro de la vid. También se ha evaluado in vitro el efecto de bacterias bioantagonistas nativas obteniéndose buenos resultados en el control de Ilyonectria macrodidyma entre otros hongos que producen enfermedades de la madera de la vid.

Literatura citada Besoain XA, Pérez LM, Araya A, Lefever Ll, Sanguinetti M, Montealegre JR. 2007. New

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CONTROL BIOLÓGICO DE PATÓGENOS EN POSTCOSECHA DE FRUTAS

Biological control of post-harvest pathogens in fruits

Marisol Vargas Facultad de Agronomía, Universidad de Concepción, Vicente Méndez 595, Chillán, Chile


Resumen El control biológico de patógenos en postcosecha se encuentra en etapas preliminares

de desarrollo en Chile. Este capítulo entrega la información inicial sobre el uso de levaduras y hongos extremófilos que pueden resistir las temperaturas de almacenamiento de uva y manzana.

Summary Biological control of post-harvest pathogens is at initial development steps in Chile.

This chapter delivers initial information on the use of yeasts and extremophile fungi that could resist grape and apple storage temperatures.

Introducción Chile se ha situado como el principal proveedor de fruta fresca a América del Norte y

Europa durante los meses de contraestación, siendo la uva y manzana las principales frutas exportadas (ODEPA 2011). Estas frutas, por su condición de perecederas, requieren de tecnologías adecuadas para su conservación (frío, atmósfera controlada, etc.), las que permiten preservar sus características organolépticas y calidad, durante el tiempo de almacenaje y durante su transporte a destinos de ultramar, y así satisfacer las demandas de los consumidores en períodos distintos a los de la cosecha de estas frutas.

Las frutas pueden ser afectadas durante la postcosecha por diversos patógenos, siendo los más importantes los hongos por su alta incidencia (Barkai-Golan 2001). Para las principales frutas de exportación en Chile, uva de mesa y manzana, las enfermedades más importantes en postcosecha son la “Pudrición gris” ocasionada por el hongo Botrytis cinerea Pers, siendo este patógeno una limitante para la producción de uva de mesa en el país (Latorre 2007), y la “Pudrición azul” ocasionada por el hongo Penicillium expansum Link. Este último además de ocasionar pérdidas económicas por las pudriciones, es productor de la micotoxina patulina (Wilson y Nuovo 1973, Brause et al. 1996, Bandoh et al. 2009), las que pueden constituir un grave peligro para la salud humana como animal (Ciegler et al. 1971).

Control de las enfermedades en postcosecha Para el control de enfermedades en postcosecha se integran prácticas de manejo,

tales como: evitar la producción de heridas durante la cosecha y embalaje de la fruta, la sanitización de las plantas de embalaje y la aplicación de fungicidas previo al

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almacenamiento. Debido a las fuertes restricciones internacionales en el uso de fungicidas en postcosecha, se ha autorizado a un número limitado de ingredientes activos cuyo uso frecuente y excesivo ha generado resistencia en los patógenos disminuyendo por tanto la eficacia del control (Latorre et al. 1994, Latorre et al. 2002, Esterio et al. 2007, Leroux 2007). Además, la creciente preocupación pública en relación a la presencia de residuos de fungicidas en la fruta (Muri 2009), ha estimulado la búsqueda de nuevas alternativas de control de enfermedades de postcosecha.

En este contexto, el control biológico ha surgido como una alternativa interesante para el control de patógenos en postcosecha de frutos y ha sido motivo de múltiples investigaciones y revisiones durante los últimos 20 años (Wilson y Wisnieswski 1989, Spadaro y Gullino 2004, Droby 2006, Wisniewski et al. 2007, Droby et al. 2009, Sharma et al. 2009).

Control biológico de patógenos en postcosecha

El período de postcosecha presenta características muy favorables para el desarrollo de patógenos, de ahí que la aplicación de métodos de control biológico (Mari y Guizzardi 1998) surge como una alternativa aplicable. El manejo de las condiciones de almacenamiento de las frutas y verduras, como el uso de cámaras de frío y/o atmósfera controlada, en ambientes restringidos, donde se pueden controlar las condiciones ambientales, tales como la temperatura, humedad relativa y la composición del aire, puede hacer más controlable el uso de biocontroladores. Los antagonistas pueden ser aplicados en la fruta utilizando las instalaciones que se emplean para la aplicación de fungicidas, y en estas condiciones de espacios reducidos se puede propiciar un contacto íntimo entre el agente de control biológico y el patógeno, lo que mejora la actividad antagonista (Wilson y Wisniewski 1989). Además, el alto valor que tienen los productos cosechados hace viable el incluir métodos de control, que aún cuando su costo fuese superior a los habituales, resultan económicamente factibles.

Existen dos vías a seguir para el control biológico con microorganismos antagonistas en postcosecha; una de ellas es estimular y manejar a los antagonistas que se encuentran presentes en la superficie de los frutos, y la otra vía, es introducir artificialmente a los antagonistas que deben cumplir con ciertos requisitos (Wilson y Wisniewski, 1989) aplicándolos sobre la fruta. La segunda vía ha sido la más estudiada.

Los principales microorganismos antagonistas usados para el control de patógenos en postcosecha son las levaduras (Droby et al. 2009), dada su habilidad para colonizar rápidamente la superficie de los frutos en forma natural o artificial y persistir en ellos a niveles efectivos compitiendo con el patógeno por espacio y nutrientes, su capacidad de desarrollarse bajo una amplia gama de condiciones ambientales, incluidas las condiciones de cámaras de frío y atmósfera controlada además de mostrar una gran tolerancia a los fungicidas usados en postcosecha.

Las levaduras antagonistas pueden ejercer el control de los patógenos mediante varios mecanismos de acción, en los que destacan: parasitismo (Wisniewski et al. 1991), producción de enzimas hidrolíticas (Masih y Paul 2002, Saligkarias et al. 2002, Bar-Shimon et al. 2004, Chanchaichaovivat et al. 2008), producción de sideróforos (Calvente et al. 1999, Calvente et al. 2001), producción de metabolitos antifúngicos, como las toxinas “killer” (Santos y Marquina 2004), la inducción de resistencia del huésped (Wilson et al. 1994, Ippolito et al. 2000, Droby et al. 2002, El-Ghaouth et al. 2003) y competencia por espacio y nutrientes (El-Ghaouth et al. 1998, Spadaro et al. 2002, Vero et al. 2002), siendo este último

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el mecanismo más importante utilizado para el biocontrol. Recientemente, nuevos mecanismos de acción están siendo investigados con el fin de determinar su importancia en el control biológico de patógenos de postcosecha, estos son: la formación de biopelículas (Ortu et al. 2005) y la resistencia de los antagonistas al estrés oxidativo (Castoria et al. 2003, Liu et al. 2011, Torres et al. 2011).

Algunas alternativas para el control de los patógenos en postcosecha se indican a continuación: BiosaveTM (Ecoscience, EEUU), formulado en base a una cepa de la bacteria Pseudomonas syringae; ShermerTM (Bayer CropScience), formulado en base a la levadura Metschnikowia fructicola; BoniprotectTM (Bioferm GMBH, Austria), formulado en base a la levadura Aureobasidium pullulans y CandifrutTM (Sipcam Inagra S.A., España), formulado en base a la levadura Candida sake. Existen además dos formulaciones que combinan la levadura Candida saitoana con productos naturales: InovaCoatTM, la cual combina la levadura con quitosano e InovaCureTM, la cual contiene lisozima. La combinación de levaduras con productos naturales ha aumentado los niveles de control de los patógenos a niveles similares a los logrados con los tratamientos químicos (Droby et al. 2009).

Control biológico de patógenos de postcosecha en Chile La Facultad de Agronomía, de la Universidad de Concepción, ha iniciado una línea de

investigación sobre el potencial de las levaduras como agentes de biocontrol de B. cinerea en uva de mesa. Para ello se aislaron levaduras epífitas de uva y manzana, estableciendo un cepario de más de 500 levaduras, y se han estudiado y seleccionado aquellas que tienen actividad de control in vitro e in vivo frente a B. cinerea. Vargas et al. (2010) evaluaron la actividad de biocontrol de levaduras en manzana ‘Fuji’ en condiciones de almacenamiento de la fruta (0-1°C) y demostraron que la levadura Aureobasidium pullulans 174b1 es capaz de inhibir la pudrición por B. cinerea en manzanas que han estado almacenadas por 21 días a 0°C y luego han sido expuestas a una temperatura de 20°C (Figura 1). También determinaron que cuando esta levadura se aplicó 24 ó 48 horas antes que el patógeno en las heridas en la fruta la incidencia de B. cinerea se redujo a 4,2%, comparado al 35% de incidencia cuando la aplicación de la levadura se realizó sólo 2 horas antes que el patógeno o con el 100% de incidencia en el tratamiento control sin levadura (Figuras 2 y 3).

Figura 1. Inhibición de la pudrición por B. cinerea en manzanas ‘Fuji’ tratadas con levadura, A: manzana control sin tratar; B: manzana tratada con levadura. La fruta se almacenó a 0ºC

por 21 días y luego a 20ºC por 3 días.

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Figura 2. Efecto del tiempo de colonización del antagonista en la fruta en la incidencia de la pudrición de B. cinerea. La fruta se almacenó a 0ºC por 21 días y luego a 20ºC por 3 días.

Figura 3. Inhibición de la pudrición gris en manzanas Fuji tratadas con levaduras, A: control sin levadura; Aplicación de la levadura; B: 2h; C: 24 h; D: 48 h, previo a la inoculación con

B. cinerea. La fruta se almacenó a 0ºC por 21 días y luego a 20ºC por 3 días.

Este mismo grupo de investigación seleccionó tres aislados de levaduras (m11, me99 y ca80) con actividad antagonista frente a B. cinerea en uva de mesa (Sepúlveda et al. 2010). Los aislados fueron identificados mediante análisis PCR-RFLP de la región ITS del ADN ribosómico, correspondiendo a las especies Aureobasidium pullulans (aislados me99 y ca80) y Pichia guilliermondii (aislado m11) (Sepúlveda et al. 2011a). Además, se estudiaron algunos de los mecanismos de acción utilizados por las levaduras para el biocontrol. Sepúlveda et al. (2011a, b) determinaron que los tres aislados de levaduras seleccionados (m11, me99 y ca80) produjeron metabolitos antifúngicos a pH 4,2, las enzimas hidrolíticas quitinasa y β-1,3-glucanasa en presencia de paredes de B. cinerea como única fuente de carbono (Figura 4) y una baja resistencia al estrés oxidativo; los aislados me99 y ca80 produjeron sideróforos y el aislado m11 mostró la capacidad de formar biopelículas.

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A. B.

Figura 4. Actividad β-1,3-glucanasa (A) y actividad quitinasa (B) de las levaduras (m11, me99, ca80) cultivadas con paredes de B. cinerea, en medio YNB.

Uso de Trichoderma para el control biológico de patógenos de postcosecha

Los hongos del género Trichoderma también se han evaluado para el control de patógenos de postcosecha en frutas. La evaluación del producto comercial Trichonativa®, (Donoso et al. 2011) formulado en base a tres especies de Trichoderma, logró disminuir la incidencia y severidad de la pudrición gris en uva ‘Thompson Seedless’ y ‘Red Globe’, almacenada por 45 días a 0ºC, comparado con fruta que recibió el tratamiento convencional en el huerto, cuando se aplicó la formulación de Trichoderma al final de floración y cinco días previo a la cosecha.

Ravello (2006) evaluó una cepa nativa de Trichoderma harzianum (Queule) aplicada en floración en manzano ‘Fuji’ para el control de Moho azul, Pudrición amarga, Corazón mohoso, Pudrición Ojo de Buey y Botritis calicinal. Sin embargo, tras cinco meses de almacenaje a 0ºC con siete días a temperatura ambiente no tuvo un efecto de control en la prevención de las pudriciones.

Uso de hongos extremófilos para el control biológico de patógenos de postcosecha

Algunas cepas nativas de hongos extremófilos aisladas desde zonas frías de Chile han mostrado eficacia en el biocontrol de patógenos de postcosecha. Radrigán et al. (2009), evaluaron estas cepas para el biocontrol de Colletotrichum sp. y Aspergillus sp., en manzanas y uvas respectivamente, almacenadas a 23ºC por 15 días y 100% de humedad. Determinaron que dos cepas inhibieron la acción de Colletotrichum sp. en manzana y otra cepa controló a Aspergillus spp. en uva. Este grupo de investigación evaluó también la eficacia de estos hongos extremófilos aplicados en postcosecha de manzanas ‘Fuji’, Pink Lady’ y ‘Scarlett’, frente a B. cinerea, P. expansum, Neofabrea alba, Botryosphaeria sp. y Colletotrichum sp. Después de cinco meses de almacenaje en frío determinaron que algunas cepas controlaron a los patógenos al mismo nivel que el tratamiento químico y que otras lo superaban (Radrigán et al. 2010). Lamentablemente, no han descrito a qué especies corresponden estos potenciales agentes de biocontrol.

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En conclusión, el control biológico de patógenos en postcosecha en Chile, se encuentra en etapas preliminares de desarrollo, existiendo solamente información preliminar sobre el uso de levaduras y hongos extremófilos que pueden resistir las temperaturas de almacenamiento de uva y manzana.

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CONTROL BIOLÓGICO EN HORTALIZAS

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CONTROL BIOLÓGICO DE Rhizoctonia solani (Kühn) EN EL CULTIVO DEL TOMATE

Biological control of Rhizoctonia solani (Kühn) in tomato crops

Jaime R. Montealegre A. Departamento de Sanidad Vegetal, Facultad de Ciencias Agronómicas, Universidad de Chile

Santa Rosa 11315, La Pintana. Santiago-Chile. E-mail: [email protected]

Resumen Este capítulo incluye información de la investigación realizada en Chile, que ha

demostrado la factibilidad de controlar Rhizoctonia solani en tomate utilizando cepas nativas y/o mejoradas de Trichoderma harzianum, o bacterias como Paenibacillus lentimorbus y Bacillus subtilis. Adicionalmente, existen bioantagonistas comerciales disponibles en el mercado que han sido recomendados para el control de este patógeno como: Harztop (T. harzianum Cepa 22), Binab T WP (T. harzianum y T. polysporum), Tricho D WP (T. harzianum).

Summary This chapter includes information on the Chilean research that supports the feasibility

for the biological control of Rhizoctonia solani, using wild or mutant Trichoderma harzianum strains, or bacteria such as Paenibacillus lentimorbus and Bacillus subtilis. Also, commercial bioantagonists available in the market, are recommended for the control of this pathogen: Harztop (T. harzianum strain 22), Binab T WP (T. harzianum and T. polysporum), Tricho D WP (T. harzianum).

Introducción Rhizoctonia solani (Kühn) es uno de los fitopatógenos que afecta al tomate en Chile

(Latorre 2004) en el estado fenológico de plántula produciendo caída de almácigos. En plantas jóvenes puede causar cancros en la base del tallo y dependiendo del nivel de ataque, puede producir ocasionalmente la muerte de estas. En caso de ataques previos a la floración, el patógeno sólo produce cancros en la zona del cuello del tallo, los que generalmente causan un daño menor en las plantas.

La información sobre los grupos de anastomosis de cepas de R. solani presentes en el país es reducida y sólo se limitan a datos de la V Región, donde se han detectado los grupos GA-4 y GA-2-1 (Montealegre et al. 2003). Por esta razón, la gran mayoría de los trabajos de investigación sobre control biológico de R. solani desarrollados en Chile, tanto in vitro como in vivo, se han realizado con cepas pertenecientes a estos grupos de anastomosis cuando se ha utilizado inóculo artificial. De los dos grupos de anastomosis presentes en Chile, las cepas del GA 4 son mucho más agresivas en tomates que las del GA 2-1. De acuerdo con Sneh et al. (1991), las cepas del grupo GA 4 son aisladas comúnmente de suelo y plantas infectadas de regiones más calurosas, lo que coincide con las temperaturas óptimas encontradas in vitro para el desarrollo del micelio de las cepas de

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Rhizoctonia solani de los grupos de anastomosis utilizadas en los ensayos, las que fueron de 20 y 22ºC para los GA 2-1 y GA 4, respectivamente (Madrid, 2002).

Los microorganismos que se han utilizado para el control biológico de R. solani en Chile, son fundamentalmente hongos del género Trichoderma, dentro de los cuales destacan cepas silvestres de Trichoderma polysporum (Madrid, 2002) y de T. harzianum tanto silvestres (Escobar et al. 2004) como mutantes obtenidos por luz UVA, UVB, Nitrosoguanidina y fusión de protoplastos (Arias et al. 2006, Montealegre et al. 2010, Besoain et al. 2007) mejorados en su capacidad de producir enzimas (Pérez et al. 2007). La obtención de cepas mutantes ha permitido mejorar la efectividad de cepas silvestres incrementando la capacidad de secreción enzimática involucrada en la degradación de la pared celular de los patógenos, tales como quitinasas y glucanasas (Besoain et al. 2007, Pérez et al. 2007) También se han evaluado bacterias de los géneros Bacillus y Paenibacillus (Montealegre et al. 2003). Los ensayos de efectividad in vitro se han realizado en condiciones de temperatura y pH óptimos (cercanos al neutro) para el desarrollo de la cepa de R. solani utilizada (Madrid, 2002).

En los años recientes, también se han desarrollado en el país algunos biofungicidas comerciales a base de especies de hongos del género Trichoderma y bacterias del género Bacillus para el biocontrol de R. solani en tomates.

Biocontrol de R. solani en tomates mediante el uso de bioantagonistas fungosos silvestres y mutantes

Los trabajos de investigación efectuados en invernadero bajo condiciones semicontroladas y en invernaderos fríos a nivel de campo desarrollados en la zona de Quillota (V Región de Chile), incluyeron la evaluación de la efectividad de mutantes de Trichoderma harzianum con mayor capacidad antagónica para controlar R. solani y otros fitopatógenos del sistema radical en tomate: Th650-NG7, Th11A80.1, Th12A40.1, Th12C40.1, Th12A10.1 y ThF2-1 (Besoaín et al. 2007, Montealegre et al. 2007, Pérez et al. 2007). Adicionalmente, Th650-NG7 mostró un incremento no sólo en la secreción de enzimas hidrolíticas, sino también en el número de isoenzimas (Pérez et al. 2007).

Los resultados de los experimentos realizados usando a los biocontroladores en formulaciones sólidas, muestran que las cepas Th11A80.1, Th12A10.1 y Th650-NG7 previnieron un 100% la mortalidad de las plantas causada por R. solani en el cv. 92.95 del tomate y de un 40% en el cv. Góndola, en los ensayos de invernadero. La reducción de mortalidad también se reflejó en el menor desarrollo de cancros y un mayor desarrollo de raíces, peso fresco y seco de la parte aérea de las plantas.

En ensayos de campo donde se usó el cv. Fortaleza de tomate no mostró mortalidad de plantas producidas por R. solani; mientras que el mutante ThF2-1 (obtenido por fusión de protoplastos) redujo significativamente el nivel de cancros, y el mutante Th12A10.1 indujo a producir una mayor cantidad de frutos de primera calidad cuando se aplicó en dos oportunidades, siendo similar al tratamiento comercial donde se utilizó Trichonativa.

Biocontrol de R. solani en tomates mediante el uso de bioantagonistas bacterianos

El biocontrol de R. solani también se ha evaluado con bioantagonistas bacterianos usando cepas de Bacillus subtilis y Bacillus (Paenibacillus) lentimorbus (Montealegre et al.

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2003, Santander et al. 2003). Ambas bacterias controlaron el desarrollo de R. solani in vitro, y se estableció que su mecanismo de acción no involucraba la utilización de enzimas hidrolíticas que degradan las paredes celulares. También se determinó que estas bacterias poseen una buena capacidad colonizadora de las raíces de plantas de tomate. Otros experimentos realizados donde se comparó la aplicación de estos bioantagonistas pre y post aplicación de bromuro de metilo y/o solarización, demostraron que cuando antes de su aplicación se utiliza bromuro de metilo y/o solarización ellos actúan mejor (Santander et al. 2003).

Biofungicidas comerciales en el mercado chileno para el biocontrol de R. solani en tomate

Dentro de los biofungicidas autorizados por el SAG (consulta efectuada el 29 de febrero de 2012) y que en su etiqueta son recomendados para el control de R. solani, se encuentran: Harztop (T. harzianum Cepa 22), Binab T WP (T harzianum y T. polysporum), Tricho D WP (T. harzianum, recomendado para el control de R. solani en frutillas y berries en general) y Trichonativa (control de caída de almácigos). De este listado el autor de este capítulo ha utilizado como tratamiento control el producto comercial Trichonativa en sus trabajos de investigación obteniendo un buen control, siendo este biofungicida similar o levemente inferior a los bioantagonistas fungosos evaluados ya sea silvestres o mutantes.

En conclusión, la investigación realizada en Chile ha demostrado que es factible controlar Rhizoctonia solani en tomate utilizando cepas nativas y/o mejoradas de Trichoderma harzianum. También se han obtenido buenos resultados en ensayos realizados con bacterias como Paenibacillus lentimorbus y Bacillus subtilis. Además existen en el mercado bioantagonistas comerciales recomendados para el control de este patógeno como: Harztop (T. harzianum Cepa 22), Binab T WP (T. harzianum y T. polysporum), Tricho D WP (T. harzianum).

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CONTROL BIOLÓGICO DE Phytophthora EN TOMATES Y PIMIENTOS DESARROLLADOS BAJO INVERNADERO

Biological control of Phytophthora in tomatoes and peppers under greenhouse conditions

Ximena A. Besoaín C.

Facultad de Agronomía, Pontificia Universidad Católica de Valparaíso, Quillota, Chile. E-mail: [email protected]

Resumen Este capítulo muestra la influencia de la temperatura y del pH tanto en el desarrollo de

biocontroladores como de Phytophthora nicotianae y Phytophthora capsici señalando que no existen coincidencias exactas entre las temperaturas y pH de sus desarrollos óptimos y, por lo tanto, a las temperaturas óptimas de desarrollo de P. nicotianae y de P. capsici los índices de control no fueron los esperados. Este hecho impulsó el desarrollo de mutantes con los que se obtuvo un mejor control.

Summary This chapter shows the influence of temperature and pH in the development of

biocontrol agents and of Phytophthora nicotianae and Phytophthora capsici, where no coincidence exist between optimal temperature and pH values for their development, thus explaining the unexpected biocontrol effect. The development of Trichoderma-derived mutants to accomplish better biocontrol results is also included.

Introducción La Pudrición del cuello y raíces del tomate y pimiento es producida por diferentes

especies del género Phytophthora, entre las más frecuentes se encuentran P. nicotianae Breda de Haan (=P. parasitica) y P. capsici Leonian, esta última muy importante para el cultivo del pimiento (Capsicum annuum L.), en donde causa la enfermedad conocida como Tristeza del pimiento (Latorre 2004). En tomate (Lycopersicon esculentum Mill.), lo más frecuente es encontrar una severa pudrición del cuello y pudrición de raíces causada por P. nicotianae, la que Bruna y Tobar (2004) han reportado su presencia en las regiones de Valparaíso, Metropolitana y O’Higgins, alcanzando una mayor relevancia en cultivos de tomate bajo invernaderos fríos en las provincias de Quillota y Limache (Región de Valparaíso).

En los últimos años, debido a una condición de monocultivo, las aplicaciones de bromuro de metilo más cloropicrina no han sido del todo efectivas, debido a una rápida re-colonización del sustrato principalmente por seudohongos del género Phytophthora. Es importante señalar que, a partir del año 2015, el bromuro de metilo no podrá ser empleado en Chile (PNUMA 2006). Si bien estas enfermedades pueden ser controladas mediante el uso de fungicidas sistémicos que ejercen un control curativo, estos no son tan eficientes para el control de enfermedades que presentan un rápido desarrollo como la Tristeza del pimentón. Considerando estos antecedentes, surge la necesidad de contar con

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bioantagonistas como una estrategia de control biológico para enfrentar este tipo de enfermedades. En relación al control biológico empleado en otros países para el control de especies de Phytophthora se encuentra Myrothecium roridum para el control de P. cinnamomi agente causal de la Tristeza del palto (Gees y Coffey 1989), o especies de Penicillium para el control de Pudrición al cuello de azaleas (Fang y Tsao 1995). Trichoderma harzianum controla el daño causado por P. cactorum en plántulas de manzano (Smith et al. 1989) y T. asperellum como alternativa al bromuro de metilo para el control de enfermedades del suelo en pimiento (Czeslaw y Stanislaw 2009). En Chile, existen antecedentes de la acción de T. harzianum sobre el patógeno P. parasitica en plantas de tomate (Besoain et al. 2001), y del efecto in vitro de T. longibrachiatum sobre P. capsici (González et al. 2004).

Control biológico en Chile Los trabajos efectuados en la Facultad de Agronomía de la Pontificia Universidad

Católica de Valparaíso, utilizaron las especies Phytophthora nicotianae (aislado de referencia M2, Nº IMI 382780) y P. capsici (aislado de referencia 630, N° IMI 382782).

Se consideró que el efecto inhibitorio de T. harzianum sobre P. capsici puede variar según la temperatura, el pH y el tipo de medio de cultivo empleado. Los resultados mostraron que tanto los aislados del Phytophthora como de T. harzianum, disminuyeron su crecimiento en forma significativa a temperaturas inferiores a los 15ºC y mostraron un óptimo entre 25 y 30ºC.

El pH para el desarrollo de colonias de Phytophthora nicotianae oscila entre 5,5 y 6, y se ve afectado en la medida que este pH es superior a 6,5 mientras que las cepas de Trichoderma mostraron un crecimiento óptimo alrededor de pH 6,5, existiendo un menor desarrollo de las colonias a pH igual o superior a 7 y a pH igual o menor a 6. Estos resultados, comparados con el hecho de que los suelos en las provincias de Quillota y Limache poseen un pH entre 7 y 8, sugieren que las cepas de nativas de Trichoderma presentan una cierta desventaja en relación a Phytophthora nicotianae que se desea controlar. Esta situación se consideró para el desarrollo de mutantes que pudieran ser màs efectivas en el control del patógeno.

Todos los trabajos de antagonismo directo realizados in vitro (García 2001) consideraron la inhibición miceliar de cepas nativas y mutantes de T. harzianum sobre aislados de P. nicotianae donde las cepas nativas Th34 y Th291 se destacaron sobre el control. De igual forma las cepas mutantes Th291A40.1, Th11A40.1 obtenidas a través de luz cercana a ultravioleta (UV-A (Araya 2005)) inhibieron a Phytophthora capsici, mejorando la actividad inhibitoria de los aislados nativos parentales.

Para establecer el mecanismo por el que se estaba produciendo el antagonismo, se evaluó el nivel de biocontrol a través de metabolitos volátiles de las cepas nativas de Trichoderma, se observó que algunos aislados poseen un buen efecto inhibitorio de Phytophthora nicotianae. Los aislados que presentaron el mejor efecto inhibitorio (ThV, Th291 y Th11) se analizaron en cuanto a su capacidad para secretar metabolitos difusibles, donde todos mostraron un porcentaje de inhibición superior al 80%.

Los ensayos in vitro continuaron con trabajos realizados bajo condiciones controladas de invernadero. La cepa Th291 disminuyó el índice de daño de la enfermedad por Phytophthra nicotianae, y presentó un comportamiento similar a los tratamientos con bromuro de metilo cuando se evaluó altura de planta y diámetro del tallo (Besoain et al.

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2001). Se debe destacar que en este caso se aplicó un alto nivel de inóculo (1*105 propágulos ml-1) de P. nicotianae, situación que raramente ocurre a nivel de campo. El alto nivel de inóculo utilizado en este caso, fue para obtener un alto nivel de daño (Kannwischer y Mitchell 1981, Davis 1989). Otro ensayo realizado con P. capsici para el control biológico de la Tristeza del pimentón, también efectuado con la misma carga de inóculo utilizada para P. nicotianae (Vegas 2007), mostró que la cepa ThF2-1 (Besoaín et al. 2007) fue la que logró un mejor control, siendo superior al bromuro de metilo.

Los ensayos de campo efectuados en invernaderos fríos para evaluar el nivel de control de cepas nativas de T. harzianum sobre P. nicotianae mostraron que la cepa Th291 fue efectiva solamente si el suelo naturalmente infectado con Phytophthora, era esterilizado previamente con bromuro de metilo. Por otra parte, los ensayos que incluyeron cepas mutantes mostraron buenos resultados con las cepas ThF5-8 y Th11C80.3, las que disminuyeron en forma significativa el daño causado por P. nicotianae, obteniéndose resultados similares al Testigo sano.

Los antecedentes presentados muestran que la temperatura y el pH influyen tanto en el desarrollo de los biocontroladores como de Phytophthora nicotianae y Phytophthora capsici, no existiendo coincidencias exactas entre las temperaturas y pH de sus desarrollos óptimos y, por lo tanto, los índices de control no fueron los esperados. Este hecho impulsó el desarrollo de mutantes con los que se obtuvo un mejor control.

Literatura citada Araya 2005. Caracterización biológica y bioquímica de mutantes de Trichoderma harzianum,

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CONTROL BIOLÓGICO DE Pyrenochaeta lycopersici EN TOMATES Biological control of Pyrenochaeta lycopersici in tomatoes

Ximena A. Besoain C.

Facultad de Agronomía, Pontificia Universidad Católica de Valparaíso, Quillota, Chile. E-mail: [email protected]

Resumen Las cepas nativas de Trichoderma harzianum Th11, Th12, Th291 y Th650 pueden

controlar a la Raíz corchosa del tomate causada por Pyrenochaeta lycopersici, y la solarización previa del suelo tiene un efecto potenciador del efecto inhibitorio de estas cepas nativas sobre el patógeno, sugiriendo que el biocontrol de P. lycopersici con cepas nativas se deberá enfrentar a través de una estrategia de manejo integrado. Los mutantes de Trichoderma harzianum obtenidos de estas cepas nativas a través de UV-A y UV-C, mostraron un desarrollo superior a las cepas parentales a 15ºC, al igual que el mutante de fusión de protoplastos ThF4-4. Se discute la evaluación de estos mutantes en condiciones de invernadero y de campo, como el uso combinado de cepas de Trichoderma harzianum, tanto nativos como mejorados, con Bacillus subtilis.

Summary The Trichoderma harzianum wild strains Th11, Th12 and Th650 could control tomato

corky root cause by Pyrenochaeta lycopersici, and that previous soil solarization potentiates the inhibitory effect of wild T. harzianum strains on the pathogen, suggesting that biocontrol of P. lycopersici should consider an integrated management strategy. Mutants of Trichoderma harzianum obtained after UV-A or UV-C irradiation of wild strains as well as the ThF4-4 protoplast fusion mutant, showed a development higher than the corresponding parental strains at 15°C. Evaluation of these mutants at greenhouse and field conditions, and the combined use of wild and mutant Trichoderma strains with Bacillus subtilis, is discussed.

Introducción La Raíz corchosa o Corky root, es una enfermedad importante que afecta al cultivo del

tomate (Lycopersicon esculentum Mill.) a nivel mundial. Su presencia ha sido descrita en diversos países como: Estados Unidos, España, Francia, Inglaterra, Italia, Grecia, Turquía y Chile (Gerlach y Schnieder 1964, Last y Ebben 1966, Olavarría y Besoain 1990, Bourbos y Barbopoulou 2005, Amenduni et al. 2008, Bayraktar y Oksal 2011). El principal agente causal de esta enfermedad corresponde al hongo Pyrenochaeta lycopersici, el que fue determinado en 1991 en Chile (Olavarría y Besoaín 1990), asociado a este patógeno como secundario, se encuentra Colletotrichum coccodes (Araya, 1994). La raíz corchosa se encuentra principalmente en la Región de Valparaíso, provincia de Quillota, donde afecta al cultivo para primor desarrollado en primavera en invernaderos fríos, aun cuando en cultivos al aire libre no tendría importancia (Estay y Bruna 2002). También, se ha detectado en el Valle de Azapa, Región de Arica y Parinacota, donde el tomate es producido a lo largo de todo el año.

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Un aspecto importante es que esta enfermedad se desarrolla bajo una condición de monocultivo y produce pérdidas económicas (Duimovic 1991).

Control biológico de la Raíz corchosa

Considerando la necesidad de reemplazar el uso del bromuro de metilo y el compromiso de Chile de ir reduciendo el consumo de este gas hasta eliminarlo completamente el año 2015, el desarrollo del control biológico constituye una alternativa para el control de esta enfermedad. Se trabajó inicialmente con diferentes aislados nativos de Trichoderma, correspondientes a las especies T. harzianum y T. koningii, y sobre la base de las evaluaciones preliminares, se seleccionaron las cepas de T. harzianum Th11, Th12, Th15, Th16 y Th21 para una segunda evaluación, y finalmente las cepas Th11, Th12 y Th16 para el control de la Raíz corchosa del tomate, bajo condiciones controladas de invernadero (Pardo 1999), usando tanto la metodología de incorporación de Trichoderma descrita por Sivan et al. (1987), como el uso de pellets de alginato de sodio (Montealegre y Larenas 1995). Las cepas Th11 y Th12 contrarrestaron el daño causado por esta enfermedad y permitieron obtener un mayor peso seco de las plantas tratadas (Pérez et al. 2002, Besoain et al. 2003).

Adicionalmente, tanto a las cepas de Trichoderma seleccionadas como a cinco cepas de P. lycopersici se les determinó su temperatura y pH óptimo de desarrollo, junto al efecto de salinidad y producción de metabolitos volátiles y difusibles (Raggi 2001, Pérez et al. 2002, Besoain et al. 2003). Los resultados mostraron que existía coincidencia en la temperatura y pH óptimo de desarrollo tanto para los bioantagonistas y patógeno, entre 25 – 30ºC y pH 5,5 – 6,0, respectivamente. Bajo los 15ºC, temperatura en la que se produce el ataque de P. lycopersici (Shishkoff y Campbell 1990), tanto el patógeno como el biocontrolador disminuyeron significativamente su desarrollo.

Considerando los resultados obtenidos del efecto de las temperaturas sobre las cepas de T. harzianum y P. lycopersici evaluadas, en la principal zona productora de tomates de primor en Chile, provincia de Quillota, las temperaturas del suelo son bajas (10 y 15ºC) a inicio del cultivo (junio-agosto) lo que contribuye a aumentar el problema de Raíz corchosa; por lo mismo en investigaciones posteriores se consideró desarrollar mutantes que tuvieran un mejor comportamiento biocontrolador a estas bajas temperaturas.

En relación al pH, las cepas del género Trichoderma disminuyen su crecimiento a pH mayores de 6,0 lo que constituye una limitante desde el punto de vista de la efectividad ya que los suelos de la principal zona productora de cultivo forzado de tomates en Chile, poseen un pH neutro a básico (7 a 8). Este aspecto también fue considerado para el desarrollo de nuevas cepas mutantes.

Desarrollo de mutantes de Trichoderma Se obtuvieron mutantes de Trichoderma a través del uso de nitrosoguanidina,

exposición de cepas a luz cercana a ultravioleta (UV-A), a luz ultravioleta (UV-C), y de fusión de protoplastos También se investigó el control a través del uso de Bacillus, y la técnica de solarización.

La mayoría de los mutantes generados por la luz UV-A y UV-C se desarrollaron mejor que las cepas nativas, a temperaturas alrededor de 15°C, destacando aquellos provenientes de la cepa parental Th12. Los mutantes obtenidos por fusión de protoplastos (Besoain et al.

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2007) usando las técnicas previamente descritas (Sivan et al. 1990, Stasz et al. 1988, Bae y Knudsen 2000), permitió establecer que la cepa ThF1-2 logró el mejor desarrollo a 15°C, además de lograr una mayor inhibición de cepas de P. lycopersici en relación a otras cepas nativas y mutantes. Por otro lado, la cepa mutante ThF4-4 obtenida mediante la fusión de protoplastos de las cepas nativas ThV y Th12 fue capaz de inhibir en forma significativa el desarrollo de colonias de P. lycopersici mediante la acción de metabolitos volátiles.

Ensayos bajo condiciones de invernadero Los ensayos realizados bajo condiciones controladas de invernadero, para evaluar

tanto cepas nativas como mutantes de Trichoderma empleando suelo naturalmente infectado con P. lycopersici, permitieron observar un efecto inhibitorio tanto de la cepa nativa ThV como de la cepa ThF4-4 obtenida mediante la técnica de fusión de protoplastos (Besoain et al. 2007).

Los ensayos efectuados bajo condiciones de invernadero frío, permitieron demostrar que la cepa nativa Th650 de T. harzianum, logró disminuir la incidencia de la enfermedad. Adicionalmente, si la aplicación de la cepa se combina con solarización, su efecto se potencia. Una situación similar ocurre con tratamientos en base a Bacillus subtilis.

La Raíz corchosa causada por P. lycopersici podría ser controlada en parte por las cepas nativas de T. harzianum Th11, Th12, Th291 y Th650. El uso de solarización potencia el efecto inhibitorio de estas cepas nativas. Por lo mismo, el control con cepas nativas de T. harzianum se deberá enfrentar a través de una estrategia de manejo integrado. Los mutantes UV-A y UV-C, con un desarrollo superior a las cepas parentales a 15ºC, deberán ser evaluados en condiciones de invernadero y de campo, al igual que el mutante de fusión de protoplastos ThF4-4. Adicionalmente, se podrá evaluar a futuro el uso combinado de cepas de Trichoderma harzianum, tanto nativas como mejoradas, con Bacillus subtilis.

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CONTROL BIOLÓGICO DE FUSARIOSIS EN TOMATE EN CHILE Biological control of tomato fusariosis in Chile

Rodrigo A. Herrera C.

Departamento de Sanidad Vegetal, Facultad de Ciencias Agronómicas, Universidad de Chile Santa Rosa 11315, La Pintana. Santiago-Chile.


Resumen Este capítulo entrega información sobre el uso de Trichoderma como controlador

biológico de Fusarium spp., discute su uso dentro de un programa de control preventivo, y considera que este tipo de biocontrolador puede actuar adicionalmente sobre varios otros patógenos. También sugiere su implementación con otras estrategias de control integrado.

Summary This chapter provides information on the use of Trichoderma as a biocontrol agent of

Fusarium spp., discusses its use within a preventing control program and considers that this type of biocontrol agent could also act on several other pathogens. It also suggests its use along with other integrated management strategies.

Introducción El tomate (Lycopersicon esculentum) es una de las hortalizas más cultivadas a nivel

mundial y en Chile es una de las hortalizas de mayor importancia económica, siendo el tercer cultivo hortícola en superficie, con 6.309 Ha en total, 5.357 cultivadas al aire libre y 1.052 Ha bajo invernaderos fríos, destinándose el 67% del total a consumo fresco. La producción total equivale a 300.000 ton y un rendimiento promedio de 71.400 Kg/Ha (INE 2007). Chile tiene el más alto consumo per cápita de Sudamérica con 29 Kg.

El tomate en Chile se cultiva de forma intensiva para la producción de fruto fresco, pasta, semilla, conservas, etc., produciéndose tanto en invernadero como al aire libre (Apablaza 2000). El cultivo es afectado por enfermedades tanto de origen bacteriano como fungoso (Apablaza 2000, Latorre 2004), siendo las de mayor importancia económica a nivel mundial, las producidas por hongos del género Fusarium que invaden los vasos xilemáticos de tallos, raíces y otros órganos, provocando las enfermedades conocidas como Fusariosis (Agrios 2005).

Fusariosis que afectan al tomate en Chile El hongo Fusarium oxysporum, en sus formas especiales (f. sp.) lycopersici (Sacc.)

Snyder & Hans. (Fol) y radicis-lycopersici Jarvis & Shoemaker (Forl), es uno de los patógenos más importantes del cultivo (Carbonel et al. 1994, Katan et al. 1997). La f. sp. lycopersici presenta 3 razas (1, 2 y 3), de las que no se tienen antecedentes de cuáles estarían presentes en Chile.

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En Chile, además de F. oxysporum en tomate, Montealegre et al. (2003) describieron la presencia de Fusarium solani provocando síntomas de marchitez.

Aspectos epidemiológicos de Fusarium en tomate. Fol es una enfermedad de clima cálido, que requiere temperaturas de suelo elevadas (entre 22 a 32°C, con un óptimo de 28°C), preferentemente en suelos ácidos y arenosos. Los días cortos y una reducida intensidad de luz, también contribuyen al desarrollo de la enfermedad (Apablaza 2000). Para Forl, la temperatura óptima de desarrollo es de aproximadamente 18°C (Manzies et al. 1990). Ambas formas especiales pueden presentarse en el cultivo desde la almaciguera. Permanecen viables en el suelo, sin hospedero, durante varios años como clamidosporas. Fusarium oxysporum se disemina a través de semilla infectada, suelo contaminado y plántulas enfermas desde la almaciguera. También por arrastre de suelo por maquinaria y agua de riego (Apablaza 2000). La gravedad de la enfermedad depende de la agresividad de las cepas y por sobre todo cuando las raíces han sufrido algún estrés ya sea hídrico, térmico o por la presencia de nematodos.

El control de enfermedades del suelo se realiza aún en Chile efectuando fumigación con bromuro de metilo y excepcionalmente utilizando prácticas culturales. Las posibilidades de sustituir o disminuir el uso de productos químicos en el control de enfermedades producidas por hongos del suelo abren una ventana a la investigación de técnicas alternativas como el control biológico y el uso de biocontroladores. En Chile, se han desarrollado numerosos estudios de laboratorio e invernadero en los últimos años, con el fin de desarrollar alternativas de manejo en base a control biológico de las enfermedades que tienen como origen el suelo en el cultivo del tomate y en especial de las Fusariosis. Las investigaciones se han basado principalmente en la búsqueda y desarrollo de cepas de hongos bioantagonistas como Trichoderma y bacterias del género Bacillus (Herrera 2005).

Desarrollo de Bioantagonistas fungosos para el control de Fusarium en tomate en Chile

La desinfección del suelo, mediante productos químicos y principalmente utilizando bromuro de metilo, es aún muy usada en la producción intensiva de hortalizas en Chile. El uso de control químico rompe el equilibrio ecológico del suelo contaminando el medio ambiente, genera situaciones de riesgo para la salud humana y animal, es de alto costo y muchas veces no se obtienen los resultados esperados. Debido a lo anterior, constantemente se hacen los esfuerzos para desarrollar nuevas alternativas, orientadas a encontrar estrategias de control para patógenos del suelo.

Tanto en Chile como a nivel mundial, el hongo más usado para biocontrol ha sido Trichoderma spp., ya que muestra diversas ventajas como agente de control biológico, debido a su rápido crecimiento y desarrollo, y la producción de una gran cantidad de enzimas capaces de degradar a otros organismos, cuya secreción se induce con la presencia de hongos fitopatógenos. Puede desarrollarse en una amplia gama de sustratos, lo cual facilita su producción masiva para uso en la agricultura. Su gran tolerancia a condiciones ambientales extremas y hábitats donde otros hongos son causantes de diversas enfermedades, le permiten ser un eficiente agente de control. De igual forma puede sobrevivir en medios con contenidos significativos de pesticidas y otros químicos. Además, su gran variabilidad se constituye en un reservorio de posibilidades de control biológico bajo diferentes sistemas de producción y cultivos (FIA 2008).

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El efecto biocontrolador de este hongo no sólo se reduce a la capacidad de inhibir el crecimiento de patógenos de las plantas, sino que también puede inducir la resistencia sistémica y localizada para una gama de patógenos, y competencia por nutrientes. Además, ciertas cepas tienen influencia sustancial sobre el crecimiento de la planta y el desarrollo de ésta (Roco y Pérez 2001), lo que se observó además, en los trabajos realizados por González et al. (2004), donde si bien el control de patógenos radicales no fue bueno por el bioantagonista, se observaron plantas con un mayor desarrollo radical.

La inexistencia de información sobre la introducción de bioantagonistas en ambientes complejos, como es la rizósfera, requiere de información de parámetros que permitan la sobrevivencia y la capacidad biocontroladora. Dentro de estos parámetros se pueden considerar la textura del suelo, el contenido de agua, el pH, la temperatura, la salinidad, los metales pesados, los pesticidas, otros microorganismos y la historia del cultivo (Hagn et al. 2003, Berg et al. 2005), los que se han estudiado (Antal et al. 2000; Kredics et al. 2000, Kredics et al. 2004, Begoude et al. 2007; Naar y Kecskes 1998, Kredics et al. 2001) debido a que pueden considerarse como factores de estrés que pueden influir en el éxito o fracaso del control biológico por Trichoderma (Paulitz y Belanger 2001).

En Chile, se han llevado a cabo trabajos in vitro e in vivo, para caracterizar las cepas de Trichodermas seleccionadas como buenos bioantagonistas, determinando el patrón isoenzimatico de las enzimas hidrolíticas implicadas en el control biológico (endoquitinasa, β-1,3-glucanasas y proteasas), secretadas por este hongo (Pérez et al. 2002), temperatura de desarrollo óptimo, tipo de suelo, conductividad eléctrica, pH óptimo del medio (Montealegre et al. 2009) y su capacidad de tolerancia o sensibilidad a fungicidas que se usan en la producción de tomate con el objetivo de disminuir las dosis de agroquímicos en este cultivo (Herrera et al. 2012). Además para potenciar el efecto de los bioantagonistas se ha estudiado el uso combinado de técnicas para manejo integrado como el uso de biocontroladores fungosos y solarización (González et al. 2004, Montealegre et al. 2005). Por otro lado, a partir de los aislamientos de cepas nativas de Trichoderma, se han obtenido cepas mutantes, mediante nitroso guanidina, UV y fusión de protoplastos, con el objetivo de incrementar las características bioantagonistas y seleccionarlos por la disminución de su sensibilidad a los fungicidas tradicionales que se aplican en los programas de control para las enfermedades del suelo, por lo mismo podría recomendarse la aplicación de estos bioantagonistas dentro de un programa de control integrado de Fusarium, ya sea aplicados por sí solos o en combinación con solarización (Besoain et al. 2007, Montealegre et al. 2009, Herrera et al. 2012).

La utilización de biofungicidas en Chile, en forma comercial, se inició con la introducción del uso de Trichoderma harzianum y T. polysporum (Binab T, Polvo Mojable) para el control de Chondroestereum purpureum y otros hongos en la década del 80. Con posterioridad se introdujo al mercado T. harzianum (Trichodex 25 WP) utilizado preferentemente para el control de Botrytis cinerea (Montealegre 2005).

En los últimos años se han desarrollado cepas nativas para el control de Fusarium spp, en tomate y para otras enfermedades en una amplia gama de cultivos. Estas cepas nativas combinadas han demostrado un alto nivel de control, logrando un 70% de sobrevivencia de plantas de tomate inoculadas con Fusarium solani en comparación con un 40% de sobrevivencia de plantas aplicadas con productos comerciales con cepas importadas (Cuadra 2001). Actualmente estas cepas nativas se están distribuyendo comercialmente en el mercado en Chile, con los nombres comerciales que se indican en el Cuadro 1.

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Cuadro 1. Formulados comerciales de Trichoderma spp. en el mercado chileno

recomendados para el control biológico de Fusariosis.

Nombre comercial Biocontrolador Cultivo Fitopatógenos a controlar

3 TAC T. harzianum, T. viride y T. longibratum

Lechuga, vid, kiwi, tomate, frambueso, frutilla, cerezo, guindo, ciruelo, manzano, peral, cebolla y arándano.

Fusarium sp., Pythium sp., Alternaria sp., Botrytis sp., Erysiphe sp., Botrytis sp., Sclerotinia sp., Bremia sp., Phytophthora sp., Septoria sp. y Cercospora sp.

Binab-T WP T. harzianum y

T. polysporum Duraznero, nectarino, ciruelo, almendro, manzano, peral, vides, melón, sandía, tomate, papa, lechuga, espinaca, arándano, frutilla y frambuesa.

Fusarium sp., Botrytis sp., Verticillium sp., Rhizoctonia sp., Phomopsis sp., Sclerotium sp., Sclerotinia sp., Phytium sp., Heterobasidium sp., Chondrostereum purpureum, Hymenomycete, Armillaria mellea, Lentinus sp. y Ceratocystis sp.

Harztop Trichoderma

harzianum Rifai, cepa T-22

Vid, arándano, frutilla, frambuesa, tomate, lechuga, ají, pimentón, duraznero, nectarino, ciruelo, damasco, almendro, nogal, limonero, naranjo, olivo, palto, trigo, avena, cebada, maíz y manzano.

Botrytis cinerea, Mildew, Verticillium, Esclerotinia, Rhizoctonia solani, Pythium spp., Fusarium spp. y Phytophthota spp.

Trichonativa T. harzianum,

T. virens y T. parceramosum

Manzano, peral, cerezo, durazno, nogal, avellano, palto, olivo, naranjo, mandarino, limonero, pomelo, vid, pimentón, ají, brócoli, repollo, coliflor, clavel, arándano, frambuesa, frutilla, tomate, lechuga, proteáceas, remolacha y pino radiata.

Botrytis cinerea, Alternaria spp., Venturia inaequalis, Phytophthora spp., Pythium spp., Rhizoctonia solani, Sclerotinia sclerotiorum, Armillaria mellea, Fusarium spp., Cladosporium spp. y Sclerotium rolffsi.

El uso de Trichoderma, como controlador biológico de Fusarium spp. se puede considerar dentro de un programa de control preventivo. El uso de este tipo de biocontrolador puede actuar adicionalmente sobre varios otros patógenos, e implementarse con otras estrategias de control integrado.

No obstante lo anterior, se hace indispensable continuar con los estudios que permitan obtener cepas con mayor efectividad, mayor persistencia y adaptables a distintas condiciones del medio y por otro lado, realizar investigaciones detalladas de las interacciones entre los microorganismos y la planta huésped, para seguir mejorando el control biológico de las enfermedades, reduciendo así el uso de compuestos químicos.

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CONTROL BIOLÓGICO DE ENFERMEDADES FUNGOSAS EN DIFERENTES HORTALIZAS

Biological control of fungal diseases in different vegetables

Mauricio Lolas C. y Claudio Sandoval B. Laboratorio de Fitopatología, Facultad de Ciencias Agrarias, Universidad de Talca, 2 Norte

685, 3465548 Talca, Chile) E-mail: [email protected]

Resumen Este capítulo resume la investigación desarrollada en el laboratorio de Fitopatología de

la Universidad de Talca, lo que ha permitido el desarrollo de biocontroladores para ser utilizados en la prevención de enfermedades causadas por Fusarium solani; F. oxysporum; diferentes especies de Phytophthora, Venturia inaequalis y B. cinérea. Estos biocontroladores actualmente se recomiendan para el manejo de enfermedades que afectan a las hortalizas de la Región del Maule y de Chile, y se comercializan por la empresa Bio Insumos Nativa.

Summary This chapter summarizes the research of the Phytopathology Laboratory of the

Universidad de Talca, that allowed the development of biocontrol agents to be used in the prevention of diseases caused by Fusarium solani; F. oxysporum; different Phytophthora spp., Venturia inaequalis and B. cinerea, which are recommended for the management of vegetable’s diseases in Maule Region and Chile, and commercialized by Bio Insumos Nativa.

Introducción Los hongos fitopatógenos descritos en Chile como agentes causales de enfermedades

de hoja y fruto en hortalizas corresponden principalmente a especies de los géneros Alternaria; Botrytis; Colletotrichum; Phytophthora y Fusarium, así como aquellos que causan Mildiú tales como Peronospora y Bremia (Cuadro 1).

Las pérdidas económicas causadas por estos fitopatógenos no han sido cuantificadas en su totalidad anualmente; sin embargo, se estima que en ciertas localidades alcanza un valor significativo, que perjudica notablemente a sus productores. Tradicionalmente, las recomendaciones técnicas para prevenir y/o combatir las enfermedades en hortalizas de hoja y fruto han incluido uso de variedades resistentes, rotación de cultivos, enmiendas orgánicas y aplicación de fungicidas. Estos últimos han sido privilegiados por sus resultados inmediatos y efectivos, los cuales han desplazado otras medidas de control, lo que ha significado que se utilicen programas fitosanitarios, donde las aplicaciones de fungicidas son realizadas periódicamente en base a un calendario o a los estados fenológicos del cultivo.

Con la implementación de sistemas productivos de mayor sustentabilidad, como lo son la producción orgánica y biodinámica, se han realizado esfuerzos para introducir el uso de biocontroladores los que son utilizados en forma preventiva en el control de algunas

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enfermedades que afectan las hortalizas en Chile. La producción de biocontroladores en el país es una industria emergente que aún necesita desarrollo y aseguramiento de la calidad de sus procesos, para constituirse en una herramienta competitiva frente a los fungicidas y otras alternativas de control. Actualmente, son pocas las compañías que se dedican a este rubro, y son pocos los productos de origen chileno que han sido registrados en el Servicio Agrícola y Ganadero de Chile (SAG), única entidad gubernamental que legalmente puede hacerlo.

Cuadro 1. Hongos fitopatógenos descritos en Chile como agentes causales de

enfermedades en hortalizas de hoja y de fruto*.

HORTALIZAS HOJA/FLOR FRUTO

Alternaria sp. (Endivia; Espinaca; Radicchio); A. alternata (Acelga; Achicoria; Albahaca); A. brassicae, A. brassicicola (Repollo; Betarraga; Col China; Repollito de Bruselas); A. cinerariae (Alcachofa)

Alternaria alternata (Ají; Berenjena; Melón; Pimentón; Sandía; Tomate; Zapallo de Guarda; Zapallo Italiano); A. brassicae, A. brassicicola (Brócoli; Coliflor); A. cucumerina (Pepino; Sandía; Zapallo de Guarda; Zapallo Italiano)

Botrytis cinerea (Albahaca; Cilantro; Endivia; Espinaca; Lechuga; Perejil; Repollo; Col China; Repollito de Bruselas, Espárrago); B. allii (Cebolla)

Botrytis cinerea (Ají; Berenjena; Coliflor; Melón; Pepino; Pimentón; Sandía; Tomate; Zapallo de Guarda; Zapallo Italiano)

Bremia lactucae (Lechuga) Cercospora beticola (Acelga, Achicoria); C. coriandri (Cilantro)

Colletotrichum coccodes; C. gloeosporioides (Ají; Berenjena; Pimentón; Tomate)

Cladosporium macrocarpum (Espinaca)

Oidium sp. (Acelga; Lechuga; Radicchio)

Fusarium oxysporum f.sp. melonis (Melón); F. spp. (Pepino; Sandía; Zapallo de Guarda; Zapallo Italiano); F. moniliforme (Zapallo de Guarda; Zapallo Italiano; Espárrago) Peronospora schachtii (Acelga); P. spinaciae

(Espinaca); P. parasitica (Repollo; Col China; Repollito de Bruselas)

Macrophomina phaseolina (Pepino; Sandía)

Rhizoctonia solani (Acelga; Apio; Berenjena; Brócoli; Cilantro; Lechuga; Melón)

Phytophthora capsici (Ají; Pepino; Pimentón); P. spp. (Melón; Zapallo de Guarda; Zapallo Italiano); P. infestans (Tomate); P. nicotianae var. parasitica (Tomate) Sclerotinia sclerotiorum (Apio; Brócoli; Cebolla;

Cilantro; Endivia; Espinaca; Lechuga; Melón)

Septoria apiicola (Apio); S. petroselini (Perejil); S. betae (Betarraga) Stemphylium botryosum (Cebolla; Espárrago; Lechuga)

*Acelga (Beta vulgaris var. cycla); Achicoria (Cichorium intybus); Ají (Capsicum annuum); Albahaca (Ocimum basilicum); Alcachofa (Cynara scolymus); Apio (Apium graveolens var. dulce); Berenjena (Solanum melongena); Betarraga (Beta vulgaris var. hortensis); Brócoli (Brassica oleracea var. italica); Cebolla (Allium cepa); Cilantro (Coriandrum sativum); Col China, Coliflor (Brassica oleracea var. botrytis); Endivia (Cichorium endivia); Espárrago (Asparagus officinalis); Espinaca (Spinacea oleracea); Lechuga (Lactuca sativa); Melón (Cucumis melo); Pepino (Cucumis sativus); Perejil (Petroselinum crispum); Pimentón (Capsicum annuum); Radicchio (Cichorium intybus var. foliosum); Repollito de Bruselas (Brassica oleracea var. gemmifera); Repollo (Brassica oleracea var. capitata); Sandía (Citrullus lanatus); Tomate (Lycopersicon esculentum); Zapallo de Guarda (Cucurbita maxima); Zapallo Italiano (Cucurbita pepo). Fuente: Acuña, 2008.

Desarrollo de Biocontroladores

En este contexto, el Laboratorio de Fitopatología de la Facultad de Ciencias Agrarias de la Universidad de Talca, aisló, identificó y determinó la capacidad biocontroladora de

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aislados de distintas especies del género Trichoderma para el control de enfermedades fungosas en espárrago, tomate, pimentón, lechuga y manzano. En este proyecto ejecutado, se recolectaron distintos aislados de Trichoderma en diferentes sectores de la Región del Maule, incluyendo sectores cordilleranos, reservas forestales, secano costero y huertos comerciales. Las especies identificadas, tales como T. harzianum (cepa Queule); T. longibrachiatum (cepa Soto); T. hamatum (cepa Tubo); T. virens (Cepa Sherwood) y T. parceramosum (cepa Trailes) se sometieron a pruebas de eficacia en biocontrol, tanto in vitro como in vivo, en condiciones controladas de invernadero y campo de la Estación Experimental Panguilemo de la Universidad de Talca y en unidades de validación con productores de la Región. Todas las cepas fueron evaluadas para el biocontrol de los hongos fitopatógenos Fusarium oxysporum f. sp. radicis-lycopersici; F. solani; Rhizoctonia solani; Botrytis cinerea y Sclerotinia sclerotiorum, causantes de enfermedades de importancia económica en tomate, brócoli, pimentón, lechuga y espárragos (Cuadro 1).

Uno de los ejemplos más notables sobre control biológico por hongos de enfermedades fungosas foliares en hortalizas, materia de este capítulo, lo constituye la cepa nativa Sherwood de T. virens. Ya comprobada su gran actividad in vitro contra diferentes aislados de distintos huéspedes de B. cinerea, y a modo de ejemplo específico, se presenta a continuación un trabajo sobre su eficacia en ensayos de campo sobre el ‘moho gris’ en lechuga, la cual constituye una enfermedad de importancia económica para agricultores hortaliceros de la Región del Maule. Los resultados de este estudio mostraron la menor incidencia de moho gris en el ensayo realizado con la cepa nativa Sherwood, ya sea actuando sola (40,8%) o en forma conjunta con la mezcla benomilo + captan (43,6%). Sin embargo esta menor incidencia no fue significativamente diferente con los otros tratamientos que se efectuaron a excepción del testigo (85,3%).

En relación a la altura de planta no existieron diferencias significativas (P<0,05) entre los tratamientos, lo que indica que las plantas tratadas tanto por biocontroladores del género Trichoderma sp. como por la mezcla fungicida no tuvieron un efecto sobre esta variable. Con respecto al peso de planta, si hubieron diferencias significativas entre los distintos trata-mientos (P<0,05), siendo las plantas tratadas con benomilo más captan, y los biocontrolado-res Sherwood y Tricodex 25%WP aplicados en conjunto con la mezcla fungicida, las con mayor peso comparadas con el testigo y con Tricodex 25%WP solo (Cuadro 2).

Cuadro 2. Evaluación del efecto de aplicaciones de T. virens cepa Sherwood, Trichodex 25%WP y una mezcla fungicida benomilo más captan para el control de B. cinerea sobre la altura y peso de plantas de lechuga cultivadas en un sistema hidropónico con piscinas con

solución nutritiva.

Tratamientos Altura de planta (cm) Peso de planta (g) T. virens cepa Sherwood 21,5 160,1 ab Trichodex 25%WP 20,5 152,6 b benomilo + captan 20,7 171,5 a T. virens cepa Sherwood + benomilo + captan 21,4 173,4 a Trichodex 25%WP + benomilo + captan 21,1 171,4 a Testigo 18,5 150,3 b Significancia N.S. *

Letras distintas en la columna indica diferencias estadísticamente significativas entre los tratamientos según el test de HSD Tukey (* P< 0,05). N.S. indica No Significativo.

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La Figura 1 muestra que existieron diferencias significativas entre el número de lechugas comercializables procedentes del tratamiento testigo con las del resto de los tratamientos (P<0,001) que consideraron a los biocontroladores. La cepa Sherwood y Trichodex 25%WP solo o aplicado en conjunto con los fungicidas, y los fungicidas comerciales benomilo más captan, presentaron un mayor porcentaje de plantas comercializables, entre un 84 y 90%. Las plantas utilizadas como testigo fueron severamente afectadas por el hongo Botrytis cinerea, obteniéndose sólo un 15% de plantas comercializables.

0

20

40

60

80

100

Tratamientos

Plan

tas

com

erci

aliz

able

s (%

)

Sherw ood

Trichodex

Benomilo

Sherw ood+Benomilo

Trichodex+Benomilo

Testigo

aa

aa

a

b

Figura 1. Calidad de plantas de lechuga inoculadas con B. cinerea y tratadas con T. virens cepa Sherwood, Trichodex 25% WG o una mezcla fungicida, expresada en porcentaje de

plantas comercializables.

Por lo tanto, la cepa nativa Sherwood de T. virens es activa para el control in vitro de B. cinerea, y además controla efectivamente a este hongo fitopatógeno en plantas de lechuga cultivadas en invernadero en un sistema hidropónico.

Los resultados de investigación logrados en el laboratorio de Fitopatología de la Universidad de Talca permitieron: a) demostrar a los agricultores la efectividad de los biocontroladores utilizados, quienes introdujeron su uso en sus planes normales de manejo, b) generar una demanda constante por estos microorganismos evaluados, c) desarrollar un sistema semi-continuo de producción de las distintas cepas de Trichoderma, para satsfacer las demandas tanto de proyectos de investigación como de los agricultores, d) establecer las bases preliminares para una producción comercial local de las cepas de Trichoderma..

Todo lo anterior ha permitido el desarrollo de biocontroladores para ser utilizados en la prevención de enfermedades causadas por Fusarium solani; F. oxysporum; diferentes especies de Phytophthora, Venturia inaequalis y B. cinerea, los que actualmente son comercializadas por la empresa Bio Insumos Nativa, empresa establecida a partir de los proyectos ejecutados por el Laboratorio de Fitopatología de la Universidad de Talca. Los productos biocontroladores actualmente están registrados en el Servicio Agrícola y

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Ganadero (SAG), siendo Trichonativa, el producto que se recomienda para ser usado en el manejo de enfermedades que afectan las hortalizas de la Región del Maule y de Chile.

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CONTROL BIOLÓGICO EN CEREALES

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CONTROL BIOLÓGICO DE LA PUDRICIÓN RADICAL, O MAL DEL PIÉ DEL TRIGO, EN LA ZONA SUR DE CHILE Biological control of wheat Take-all in southern Chile

Orlando Andrade V.

Escuela de Agronomía, Facultad de Recursos Naturales, Universidad Católica de Temuco. Av. Rudecindo Ortega 02950, Temuco, Chile


Resumen Los estudios y resultados presentados en este capítulo concluyeron con la

identificación de suelos supresivos a la pudrición radical del trigo, causado por el hongo ascomycete Gaeumannomyces graminis var. Tritici (Ggt) en suelos agrícolas del sur de Chile. Esta información constituye la primera referencia para el país sobre la existencia de suelos con propiedades de inhibición natural de esta enfermedad. Si bien los diferentes biocontroladores de Ggt evaluados bajo condiciones controladas de invernadero en suelo estéril y natural, demostraron una notable capacidad para inhibir la infección radical llegando incluso hasta un 100% de control, las posteriores evaluaciones en campo resultaron con magnitudes de control variables e inconsistentes. Al seleccionar dentro de estos mismos biocontroladores, aquellos que poseían altos niveles de tolerancia a dos fungicidas comúnmente empleados como desinfectantes de semilla de trigo, triadimenol y triticonazole, para ser empleados como tratamientos complementarios en campo, los resultados fueron de impacto relativo y baja consistencia, no logrando los antagonistas igualar o superar a los tratamientos con fungicida a la semilla, excepto cuando se empleó una mezcla de biocontroladores bacterianos complementariamente al tratamiento con triadimenol a la semilla.

Summary Studies and results shown in this chapter allowed to identify suppresive soils againt

wheat Take all caused by the ascomycete fungus Gaeumannomyces graminis var. tritici (Ggt) in Chilean southern soils. This information is the first reference for the country on the existence of soils with natural inhibitor properties of this disease. Up to 100% inhibition of root infection was achieved using different selected biocontrol agents under controlled greenhouse conditions; however, results at the field level were variable and inconsistent. Biocontrol agents, highly tolerant to triadimenol and triticonazol used for seed disinfection, also showed low biocontrol impact at the field level, except when used with bacterial mixtures in addition to seed disinfection with triadimenol.

Introducción La pudrición radical del trigo (Triticum aestivum L.), causada por el hongo ascomicete

Gaeumannomyces graminis (Sacc.) von Arx & Olivier var. tritici Walker (Ggt), es una de las enfermedades más severas que afectan a este cultivo en la mayoría de las áreas productoras de este cereal en el mundo (Huber y McCay-Buis 1993, McMillan et al. 2011).

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Produce significativas pérdidas de rendimiento y calidad de grano en prácticamente los cinco continentes (Hornby 1998).

En Chile, la pudrición radical o mal del pié del trigo fue descrita por primera vez el año 1940, por el Dr. Alberto Graf, en el sur del país. La enfermedad se presenta con particular severidad en suelos de trumao (andisoles), desde la Región del Bío-Bío (36° 40’ S – 72° O) a la región de Los Lagos (40°40’ S – 72°38’ O) (Andrade 2004). Coincidentemente, en esta área se produce sobre el 90% del trigo del país, cultivo que se encuentra en un alto porcentaje dentro de la rotación. La alta severidad que alcanza la enfermedad en la principal área productiva de trigo en Chile, está explicada en gran parte por un sistema productivo tradicional basado en rotaciones con cultivos anuales y una agricultura mixta. Respecto de los cultivos anuales, un alto porcentaje corresponde a cereales, principalmente trigo y avena además de cebada y triticale y, una alta presencia de gramíneas para alimentación animal en el caso de la agricultura mixta. Junto con lo anterior, las pocas alternativas productivas que impone el clima en gran parte de esta zona, se traduce en que las rotaciones sean más bien cortas lo que, sumado a las temperaturas moderadas a frías que limitan la velocidad de descomposición del rastrojo, al alto contenido de materia orgánica de estos suelos (8- 15%) (Campillo et al. 2001) y a la predominancia de siembras de otoño e invierno, hace que se generen condiciones altamente favorables para la expresión de la enfermedad.

A pesar de haber transcurrido más de 150 años desde la primera descripción de la enfermedad en el sur de Australia, esta patología aún no cuenta con medidas de control efectivas (Hornby 1998, Cook 2003). La rotación de cultivos es, probablemente, la única alternativa que permite reducir en forma significativa el impacto de la enfermedad. Sin embargo, por diversos aspectos técnicos y económicos, no siempre es factible de realizar y su efecto bajo diversas condiciones de suelo y clima es variable (Paulitz et al. 2010).

Hacia mediados de los años 80, junto con el desarrollo de fungicidas sistémicos, el control químico del patógeno surgió como una interesante alternativa. Sin embargo, a pesar de algunos avances reportados en esta área de la investigación, la situación relacionada con el control químico de Ggt es aún insatisfactoria (Hornby 1998). La mayor parte de los trabajos relacionados con el control químico de la pudrición radical han estado dirigidos a los tratamientos de la semilla, aún cuando tratamientos al suelo con esterilizantes (Heim et al., citado por Hornby 1998), tratamientos con fungicida al suelo (Andrade 1995) y tratamientos foliares (Hornby 1998) también han sido reportados con un éxito variable.

La identificación de suelos naturalmente supresivos a la pudrición radical del trigo, en los cuales es posible aislar y transferir factores bióticos inhibitorios de la enfermedad, es considerado de gran relevancia en la búsqueda de organismos con potencial biocontrolador del agente causal, lo cual ha sido empleado como estrategia por numerosos investigadores (Hornby 1998). Esta supresión natural es atribuida principalmente a una microflora antagonista que se desarrolla bajo condiciones de monocultivo de trigo (Cook y Weller 1987). Aún así, las características y probables formas de desarrollo de los diferentes tipos de supresión observados en dichos suelos son variables (Hornby 1998). Existen igualmente otras teorías propuestas como explicación a la inhibición natural de la enfermedad en algunos suelos. Una de ellas se refiere a la mayor disponibilidad de manganeso (Mn) en los suelos, por efecto de bajas poblaciones de bacterias oxidativas de este elemento (Huber y McCay-Buis 1993). En estos casos, los suelos supresivos a la pudrición radical del trigo presentan altos niveles de Mn disponible y elevada actividad biológica, lo cual mantendría a este elemento en forma disponible para la absorción de las plantas permitiéndoles de esta forma, una adecuada función de sus mecanismos de defensa. Como complemento de lo anterior, se señala que la mayor expresión de la enfermedad en otros suelos coincidiría con

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el hecho de ocurrir en suelos alcalinos, de baja fertilidad (Hornby 1998), condiciones bajo las cuales el Mn se encuentra normalmente inmovilizado y por tanto son deficitarios en este elemento. Otros autores señalan sin embargo, que no existe suficiente evidencia que permita aseverar o rechazar esta teoría, a lo menos para el caso de Inglaterra, donde la deficiencia de Mn es común en la mayoría de los suelos cultivados con trigo (Hornby 1998). Contrario a lo anterior, la mayoría de los suelos Andisoles del sur de Chile donde el trigo es ampliamente cultivado, poseen un alto contenido de Mn y aún así, la pudrición radical alcanza un alto nivel. Resultados obtenidos por Campillo y Andrade (2001), demostraron que la variación observada en el contenido de Mn en suelos sometidos a esterilización, no tuvo efecto sobre la expresión de la enfermedad en suelos supresivos como tampoco en suelos conducentes a la pudrición radical del trigo.

Así, las evidencias a favor de una microflora antagonista seleccionada a través del monocultivo de trigo, aparecen bastante más consistentes como la causal de la expresión de supresividad en muchos suelos a través del mundo (Hornby 1998). Bacterias pertenecientes al género Pseudomonas han generado gran interés debido a que varios aislamientos de esta especie han expresado un significativo nivel de antagonismo sobre Ggt in vitro (Borneman and Becker 2007), antagonismo ejercido a través de mecanismos como la antibiosis basada en la producción de compuestos antibióticos como 2,4-diacetylfluoroglucinol y fenazina-1-ácido carboxílico (Weller et al. 2002), el secuestro del hierro en suelos deficientes de este elemento y, la competencia (Cook y Weller 1987). Bacillus sp. es otro género bacteriano en que varios aislamientos obtenidos desde suelos supresivos, han demostrado igualmente una alta eficacia como antagonistas del agente causal de la pudrición radical del trigo. También existen evidencias sobre miembros del género Streptomyces, asociados a suelos naturalmente supresivos a Ggt, con un alto grado de antagonismo sobre este agente fitopatógeno derivado de sus propiedades como productor de compuestos antibióticos (Andrade et al. 1994 a y b). Por otro lado, dentro del grupo de los hongos, miembros de los géneros Didymella, Penicillium, Gliomastix, Paecilomyces, Trichoderma y Phialophora (Mathre et al. 1998), han sido reportados como antagonistas de Ggt.

En el presente capítulo se resumen los estudios realizados en Chile en la identificación, primero, de suelos naturalmente supresivos de la pudrición radical o mal del pié del trigo y, posteriormente, la caracterización microbiana de dichos suelos y el efecto de antagonistas aislados desde esos suelos bajo condiciones controladas de invernadero y en ensayos de campo.

Identificación de suelos supresivos a la pudrición radical de trigo en Chile

Los estudios y análisis realizados permitieron identificar a lo menos cinco suelos, dentro de un total de 20 evaluados, con un alto nivel de supresividad de esta enfermedad. La mayoría de estos suelos se caracterizaba por poseer un largo historial de cultivo de trigo con bajo nivel tecnológico. También se identificaron algunos suelos supresivos en los que cultivo de trigo se había intercalado con praderas, situación que ha sido reportada en trabajos desarrollados en Australia (Wildermuth 1980).

La transferencia de una mínima cantidad de suelo natural al mismo suelo pero previamente esterilizado, ha sido un método ampliamente empleado para identificar este fenómeno de inhibición natural de la pudrición radical del trigo (Andrade et al. 1994 a y b, Hornby 1998, Weller et al. 2002, Borneman y Becker 2007). Esta inhibición ha sido atribuida a la presencia de factores supresivos de microorganismos o grupos de estos presentes en

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esa mínima cantidad de suelo transferido (Weller et al. 2002, Borneman and Becker 2007), la que no producía alteración alguna en las características físico-químicas del mismo y reproducía muy bien la supresión observada en el campo (Rovira y Wildermuth, 1981). Nuestro estudio reprodujo el fenómeno de supresividad en dos pruebas independientes, con dos suelos clasificados como supresivo y conductivo.

Las características fisicoquímicas de los suelos evaluados, no evidenciaron ninguna relación con sus propiedades supresivas o conductivas, excepto en el caso del contenido de Mn donde los dos suelos conductivos evaluados, presentaron contenidos más altos de este micronutriente que los suelos supresivos. Estos resultados son contrarios a la teoría de que la conductividad de ciertos suelos está dada por bajos contenidos de Mn+2, lo cual inhibe los mecanismos de defensa de las plantas (Huber and McCay-Buis 1993). Los suelos del sur de Chile se caracterizan por ser mayoritariamente altos en el contenido de Mn y, aún así, la expresión de la pudrición radical del trigo es muy severa. Trabajos desarrollados por Campillo et al. (2001) en el contexto de estos mismos estudios, determinaron que las variaciones en el contenido de Mn no afectan la expresión de la enfermedad independientemente del carácter supresivo o conductivo del suelo. Estudios relacionados a enfermedades distintas de la pudrición radical del trigo sí han relacionado la supresividad de los suelos con sus propiedades físicoquimicas (Chung et al. 1984, Défago et al. 1990, Tivoli et al. 1990). Específicamente, se ha encontrado una correlación positiva entre Trichoderma koningii y elementos como hierro, nitrógeno como nitrato, boro, cobre, magnesio soluble y el porcentaje de arcilla; y una correlación negativa entre el antagonismo a Ggt y el pH y fósforo disponible en el suelo (Duffy et al. 1997); o bien, una correlación positiva entre el agente biocontrolador de Ggt P. fluorescens cepa 2-79, con el pH del suelo, porcentaje de arena y concentración de nitrógeno amoniacal, sodio, azufre como sulfato y zinc (Ownley et al. 1991).

Caracterización microbiológica de suelos supresivos y conductivos a la pudrición radical del trigo en el sur de Chile Los suelos se analizaron con relación al número y tipo de aislados (bacterianos y fungosos), y para cada aislado se estudió su capacidad antibiótica sobre Ggt, y su capacidad de oxidación de Mn y de producción de sideróforos. Adicionalmente, se identificó cada aislado usando el sistema Biolog Microstation (Biolog Inc., USA).

Nuestros estudios permitieron concluir que desde todos los suelos evaluados, tanto supresivos como conductivos a la pudrición radical del trigo, se obtuvieron aislamientos bacterianos y fungosos con propiedades antibióticas contra Ggt, oxidativos de Mn y productores de sideróforos. Solamente la propiedad antibiótica de los aislamientos presentó variaciones significativas entre los suelos supresivos y conductivos, siendo ésta mayor en cuanto a número, especies y expresión, en los suelos supresivos. No ocurrió lo mismo en el caso de organismos oxidativos de Mn ni de productores de sideróforos.

También se estableció que algunos de ellos mostraban propiedades antagónicas a Ggt en ensayos realizados bajo condiciones de suelo estéril en invernadero. La expresión antagónica de los aislamientos bacterianos en suelo estéril, fue superior en el caso de los organismos provenientes de suelos supresivos, respecto de los conductivos, al disminuir en mayor grado la infección radical y aumentar significativamente el peso de la materia seca. En el caso de los aislamientos fungosos, éstos presentaron propiedades antagónicas significativamente superiores a los organismos bacterianos, y tanto la variedad de especies como el número de éstas fue siempre superior en el caso de los suelos supresivos.

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La identificación de los aislados permitió detectar dos bacterias sin antecedentes previos en la literatura, que mostraban una alta capacidad biocontroladora: G (-) Flavobacterium indologenes y G (+) Rhodococcus erythropolis. Entre los restantes biocontroladores identificados se encuentran principalmente hongos como Trichoderma koningii, Trichoderma spp. y Penicillium, los que coinciden con los mejores biocontroladores descritos a nivel mundial para esta enfermedad. También se identificó a Gliocladium y Verticillium, que presentaron una alta efectividad como biocontroladores en suelo estéril, y que se encuentran descritos como biocontroladores efectivos de otras enfermedades.

Se puede concluir entonces, que los suelos supresivos presentan efectivamente poblaciones antagónicas a Ggt en mayor número y variedad, lo cual coincide con numerosos estudios relacionados con esta temática. Lo anterior reafirma la importancia de detectar suelos con propiedades supresivas a la enfermedad, de tal forma de aumentar las probabilidades de obtener antagonistas efectivos. La presencia de estos suelos en Chile era desconocida hasta antes de los estudios realizados por nuestro grupo de investigación, el que por primera vez aisló y se determinó la presencia de organismos altamente antagónicos contra Ggt en este tipo de suelos del sur de Chile.

Capacidad biocontroladora de aislamientos seleccionados por su alto grado de antagonismo de Ggt bajo condiciones de campo

Los 15 mejores aislamientos seleccionados en función de su capacidad biocontroladora, se evaluaron bajo condiciones de campo. Se consideró 15 ensayos con los aislamientos individuales y en mezcla y, con tratamientos complementarios con desinfectantes de semilla. Todos los ensayos fueron replicados en tres suelos conductivos a la pudrición radical del trigo, de la Región de la Araucanía en la zona sur de Chile (Quino, Lliuco y General López). Estos 15 biocontroladores fueron previamente evaluados por su grado de tolerancia a triadimenol y triticonazole, ambos pertenecientes al grupo de fungicidas inhibidores de esteroles, de tal forma de elegir aquellos que ofrecieran las mejores expectativas para tratamientos complementarios con fungicida y biocontroladores a la semilla o al surco. Estos ingredientes activos habían demostrado grados variables de eficacia y consistencia en disminuir los indicadores de infección radical en trigo, en numerosos estudios de campo realizados en suelos del sur de Chile, razón por la cual se decidió incorporarlos para evaluar la eventual acción adicional en una estrategia de control de la enfermedad. Todos los ensayos fueron inoculados artificialmente con un aislamiento patogénico de Gaeumannomyces graminis var. tritici, obtenido desde raíces de plantas de trigo severamente afectadas por pudrición radical. El inóculo de Ggt fue preparado de acuerdo a lo descrito por Andrade (1994 a y b) y distribuido manualmente en cada surco de siembra.

La mayoría de los hongos antagonistas presentaron un alto grado de tolerancia al ingrediente activo triadimenol. Los aislamientos Trichoderma koningii PDARVS10-6, Penicillium sp. MALTS7-3 y otros dos aislamientos de Trichoderma sp., resultaron con los grados más altos de tolerancia a este fungicida, con valores de EC50 superiores a 6.000 ppm. Respecto del fungicida triticonazole, sólo el antagonista Mucor sp. PDASTS10-4 obtuvo el mayor grado de tolerancia a este ingrediente activo, con un valor superior a 6.000 ppm. A su vez, la mayoría de los antagonistas bacterianos presentó una alta tolerancia a ambos ingredientes activos fungicidas, excepto la especie Flavobacterium indologenes la cual resultó sensible a ambos fungicidas.

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Estos resultados permitieron realizar una segunda selección de los bioantagonistas a ser evaluados en los ensayos de campo:

- Biocontroladores fungosos: Trichoderma koningii PDARVS10-6; Penicillium sp. MS7-3, y Mucor sp. PDASTS10-4.

- Biocontroladores bacterianos: Pseudomonas aurantiaca PDAS7-8 y Pseudomonas fluorescens SACTS16-5.

La evaluación individual de los biocontroladores de Ggt mostró resultados variables:

• En la localidad de Quino, los tres antagonistas fungosos y uno bacteriano, Pseudomonas fluorescens SACTS16-5, lograron aumentar en forma estadísticamente significativa el rendimiento de grano, aún cuando esto no correlacionó con una disminución en la infección radical que en esta localidad fue bajo.

• En el suelo de General López, el aislamiento fungoso Penicillium sp. MALTS7-3, logró un incremento significativo del rendimiento aunque no afectó la expresión de la infección radical.

• En el suelo de Lliuco no se apreció un efecto significativo de los biocontroladores en los parámetros productivos ni de infección.

Los ensayos que incluyeron tratamientos a la semilla con fungicidas y biocontroladores tolerantes a éstos, mostraron un incremento estadísticamente significativo en el rendimiento en comparación al testigo sin desinfección e inoculado, en aquellos tratamientos que consideraban agentes de biocontrol fungosos más uno de los dos fungicidas, triadimenol o triticonazole, a la semilla.

Los tratamientos con biocontroladores bacterianos y fungicidas a la semilla mostraron que Pseudomonas aurantiaca PDAS7-8 y Pseudomonas fluorescens SACTS16-5, lograron aumentar significativamente el rendimiento y disminuir de igual forma la infección radical, cuando se aplicaron junto con triticonazole a la semilla. Al emplear triadimenol a la semilla, sólo Pseudomonas aurantiaca PDAS7-8 logró incrementar el rendimiento. Aún así, ambos disminuyeron la infección radical en forma significativa. No obstante lo anterior, en ninguno de los tres suelos se observó que el empleo de algún biocontrolador junto con fungicida a la semilla, lograra mejorar los indicadores de productividad e infección que obtuvieron esos mismos tratamientos pero sin biocontroladores.

La evaluación de mezclas de antagonistas junto a semilla tratada con alguno de los fungicidas, permitió obtener un aumento significativo de los rendimientos en dos de los tres suelos evaluados:

• En el suelo de la localidad de Quino, la mezcla de ambos biocontroladores bacterianos y de semilla tratada con triadimenol, logró aumentar el rendimiento de grano y disminuir en forma significativa la infección radical. Incluso el incremento fue superior al tratamiento que sólo consideró el mismo fungicida a la semilla.

• En la localidad de Lliuco, todos los tratamientos con mezclas de antagonistas y semilla desinfectada con fungicida, obtuvieron un rendimiento significativamente superior y un indicador de infección significativamente inferior, al testigo inoculado y sin fungicida. Sin embargo, ninguno de esos tratamientos logró un rendimiento superior al obtenido por la sola desinfección de semilla con cualquiera de los dos fungicidas.

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• En el suelo de General López, ninguno de los tratamientos con mezcla de biocontroladores logró aumentar los parámetros productivos o reducir el indicador de infección.

Los resultados obtenidos con biocontroladores fungosos resultaron más efectivos en disminuir el daño por Ggt, en comparación a los aislamientos bacterianos, en dos de las tres localidades, aumentando el rendimiento en un 36-54% en el caso de Quino, y en un 60% en General López, respecto del testigo inoculado y sin biocontroladores. Estos hongos antagonistas disminuyeron el daño causado por la pudrición radical del trigo en tres temporadas de ensayos de campo, aunque en magnitudes y consistencia variables. Resultados obtenidos por otros autores, señalan aumentos de rendimiento de un 65% con T. koningii en USA (Duffy et al. 1996); sobre un 20% con aislamientos hipovirulentos de Ggt en Francia (Lucas et al. 1986, citado por Hornby, 1998); de un 33-45% con un aislamiento de Phialophora sp. en Australia (Wong et al. 1996); y sobre un 70% con otro aislamiento de Phialophora sp. en USA (Mathre et al. 1998).

Los biocontroladores bacterianos por su parte, sólo lograron aumentar significativamente el rendimiento en la localidad de Quino, pero en menor magnitud (15-19%) al logrado por los aislamientos fungosos. Otros estudios en el extranjero señalan aumentos de rendimiento de un 20% con aislamientos de Pseudomonas (Weller y Cook 1983, Pierson y Weller 1994, Wong 1994), y Bacillus (Wong 1994). La inconsistencia de estos resultados en las tres localidades evaluadas, representa una vez más el común denominador en este tipo de ensayos (Hornby 1998).

En relación a los dos fungicidas evaluados, éstos lograron por sí solos, disminuir significativamente la infección en las tres localidades, aumentando el rendimiento en un 55,5% en promedio para el caso de triadimenol, y en un 64,1% para el caso de triticonazole. Ambos productos habían demostrado previamente, en varios ensayos de campo, efectividad en disminuir el daño por la pudrición radical. Triadimenol fue uno de los primeros productos químicos en demostrar un cierto grado de efectividad en disminuir el daño por esta enfermedad (Hornby 1998). En USA se ha demostrado igualmente esta cualidad de este ingrediente activo, aunque se han observado diferencias en su efectividad en USA, Canadá e Inglaterra (Hornby 1998). Son escasos los antecedentes en la literatura acerca de triticonazole y su efecto sobre Ggt. Una referencia de Wong y Worrad (1989) señala un buen efecto del fungicida en ensayos de invernadero y campo, pero en prados.

Respecto de los tratamientos complementarios con fungicida más biocontroladores, solamente uno de los tratamientos que incluyó biocontroladores bacterianos en mezcla, Triadimenol + P. aurantiaca PDAS7-8 + P. fluorescens SACTS16-5, logró aumentar significativamente el rendimiento en una de las localidades (Quino), en comparación al fungicida solo. Los tratamientos con biocontroladores fungosos más fungicida a la semilla, no lograron superar a los que sólo incluyeron fungicida a la semilla. Lo anterior podría deberse a lo menos a dos situaciones: la primera es que el significativo efecto de los desinfectantes de semilla enmascaró la actividad protectora de los biocontroladores. La segunda, es que a pesar de la alta tolerancia de los biocontroladores fungosos a ambos fungicidas, éstos pudieron ser afectados en parte por los productos químicos, no así los organismos bacterianos.

Respecto de los resultados obtenidos con mezclas de biocontroladores bacterianos, es importante considerar que el mejor efecto logrado respecto del obtenido en forma individual por cada uno de ellos, puede deberse en parte a la mayor dosis de biocontroladores totales empleada en la mezcla. Existen pocos antecedentes sobre la actividad complementaria de

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agentes de control biológico y fungicidas. Hornby (1998) señala la baja efectividad del uso combinado de triadimenol+fuberidazole con bacterias antagonistas, en la disminución del daño por la enfermedad en Inglaterra. Wong y Worrad (1989), señalan una moderada efectividad de aplicaciones al suelo de Gaeumannomyces graminis var, graminis (Ggg), un antagonista de Ggt, junto con aplicaciones de triadimenol y triticonazole al suelo, producto probablemente de la alta susceptibilidad de Ggt a ambos fungicidas.

Los estudios y resultados presentados en este capítulo concluyeron con la identificación de suelos supresivos a la pudrición radical del trigo, causado por el hongo ascomycete Gaeumannomyces graminis var. tritici, en suelos agrícolas del sur de Chile. Esta información constituye la primera referencia para el país sobre la existencia de suelos con propiedades de inhibición natural de esta enfermedad. La posterior caracterización microbiológica de suelos con propiedades supresivas y conductivas a la enfermedad, corroboró la naturaleza biológica de este fenómeno y permitió aislar, evaluar y seleccionar microorganismos fungosos y bacterianos con potencial biocontrolador del hongo patógeno. Si bien los diferentes biocontroladores de Ggt evaluados bajo condiciones controladas de invernadero en suelo estéril y natural, demostraron una notable capacidad para inhibir la infección radical llegando incluso hasta un 100% de control, las posteriores evaluaciones en campo resultaron con magnitudes de control variables e inconsistentes. Al seleccionar dentro de estos mismos biocontroladores, aquellos que poseían altos niveles de tolerancia a dos fungicidas comúnmente empleados como desinfectantes de semilla de trigo, triadimenol y triticonazole, para ser empleados como tratamientos complementarios en campo, los resultados fueron de impacto relativo y baja consistencia, no logrando los antagonistas igualar o superar a los tratamientos con fungicida a la semilla, excepto cuando se empleó una mezcla de biocontroladores bacterianos complementariamente al tratamiento con triadimenol a la semilla.

Independiente de lo anterior, este extenso estudio abre nuevas líneas de investigación y expectativas sobre el control biológico de esta severa enfermedad del trigo. Aspectos como la formulación, concentración, distribución y mezcla de agentes de control biológico, deben ser abordados con mayor persistencia y profundidad. Dilucidar el fenómeno de la supresividad biológica natural de los suelos, es otro aspecto que aparece como evidente y prioritario de investigar, para poder desarrollar una estrategia más eficaz que contribuya a disminuir el impacto de la pudrición radical del trigo.

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CONTROL BIOLÓGICO EN ESPECIES FORESTALES

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CONTROL BIOLÓGICO EN ESPECIES FORESTALES EN CHILE Biological control of forest species in Chile

Eugenio Sanfuentes V.S.1, Gastón González V.2, Salomé Zaldúa F.1

1Laboratorio de Patología Forestal, Facultad de Ciencias Forestales, Centro de Biotecnología, Universidad de Concepción. 2Biocaf Ltda.


Resumen La investigación en Control Biológico en la producción forestal en Chile está recién

comenzando y se ha enfocado exclusivamente a patologías que ocurren en viveros forestales. Sin embargo, los primeros resultados experimentales confirman que con la aplicación de agentes de biocontrol se puede lograr alcanzar una eficacia similar a la obtenida con productos químicos, posicionándolos como una alternativa para incluirlos en programas de manejo integrado de enfermedades, con los consecuentes beneficios ambientales.

Summary Research on biological control in forest production in Chile has begun recently, being

mainly focussed to pathologies that occur in forest nurseries. Preliminary experimental results confirm that the use of biocontrol agents could show similar efficacies that those obtained with chemical products, thus providing an alternative for their use in integrated disease management programs with consistent environmental benefits.

Introducción La actividad forestal constituye la tercera fuente de ingresos del país, situada sólo

después de la minería e industria, con exportaciones de US$ 4.955.000 constituidas fundamentalmente por celulosa, tableros y chapas, madera elaborada y madera aserrada (INFOR 2011). Esta gran actividad ha sido sustentada por plantaciones exóticas de rápido crecimiento, con 2,12 millones de hectáreas, correspondiendo aproximadamente al 14% de la superficie de bosques del país. Entre las especies más importantes se encuentran Pinus radiata, Eucalyptus globulus, y E. nitens, en menor extensión Atriplex spp., Populus spp., Pseudotsuga menziesii y Acacia melanoxylon, y entre las especies nativas se destacan algunas plantaciones puras o mixtas con Nothofagus alpina.

Las plantaciones forestales comenzaron a fines del siglo XIX, aunque tuvieron un gran impulso desde el año 1974, con la dictación del D.L 701 de fomento a la forestación. Coincidiendo con el aumento sostenido de las plantaciones forestales, se comenzó a detectar una gran variedad de plagas y enfermedades, principalmente exóticas, causando pérdidas de diferentes magnitudes, despertando el interés entre los profesionales del sector para iniciar estudios referentes a la etiología y alternativas control para los problemas sanitarios detectados. Entre los patógenos de mayor relevancia que han sido descritos en las plantaciones se encuentran Dothistroma septospora (Gibson 1979), Diplodia pinea (González y Jorquera 1997) Fusarium circinatum (Wingfield et al. 2002), Phytophthora

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pinifolia (Duran et al. 2008) y Neonectria fuckeliana (Morales 2009) en pino radiata, Mycosphaerella spp. (actualmente algunas especies clasificadas en Teratosphaeria spp.) (Ahumada 2003) y hongos basidiomicetes causando pudrición central en especies de eucalipto (Opazo 2003) y Melampsora spp., en especies de álamo (Mujica et al. 1980).

El aumento de las plantaciones forestales, consecuentemente ha estado acompañado por el incremento sostenido en la producción de plantas, con la finalidad de abastecer los programas de forestación, alcanzando el año 2010 sobre 193 millones de plantas, en cerca de 200 viveros localizados en todo el país (INFOR 2011). Semejante a los cultivos anuales, la producción de plantas para la mayoría de las especies forestales son afectadas por una diversidad de patógenos, de ocurrencia común, generalmente, necrótrofos y polífagos. Entre estos patógenos se pueden mencionar especies de los géneros Pythium, Phytophthora y Fusarium, Rhizoctonia solani todos agentes causales de damping-off, Macrophomina phaseolina, Phytophthora spp. y Fusarium oxysporum, causando pudriciones de raíces, Botrytis cinera provocando tizón apical y foliar, F. circinatum causando cancros en cuello, además, de otros patógenos causantes de una variedad de manchas foliares, pudriciones de estacas y raíces, aunque de menor impacto en la producción.

Debido a las características del cultivo forestal, con largas rotaciones y abarcando extensas superficies, es que en los últimos años el control de las enfermedades en plantaciones se ha direccionado a resistencia genética y algunas prácticas silvícolas, siendo infrecuente la aplicación de fungicidas. En el caso de los viveros forestales, el control de enfermedades continúa basándose en la aplicación de varios grupos de fungicidas, aunque progresivamente se han ido incorporando medidas culturales y de higiene que visan disminuir la incidencia de enfermedades. En estos dos escenarios, plantaciones y viveros, es donde el control biológico (CB) de enfermedades se vislumbra como una medida de control, especialmente al considerarla dentro de una estrategia de manejo integrado.

Considerando las particularidades de la producción forestal, es factible plantearse la interrogante ¿existen antecedentes que indiquen la posibilidad de éxito del control biológico en especies forestales? Aunque no es posible realizar comparaciones con los sistemas agrícolas, en donde son múltiples los ejemplos, aparecen en la literatura casos de gran éxito en el control de enfermedades forestales. Entre los casos históricos y más destacables, fue el control de Armillaria mellea (sensu lato) en bosque naturales en el Este de África, basado en las observaciones de Wallace en 1935 y luego desarrollado por Leach en 1939. Este método de control consistía en prevenir el ataque del patógeno, en donde previo a la tala de los bosques, los árboles son descortezados un año antes, provocando una muerte rápida de las raíces, favoreciendo la colonización de hongos sapròfitos antes de la llegada de A. mellea (Garret 1956).

Casos más recientes han sido control por el basidiomicete Peniophora gigantea contra Heterobasium annosus (=Fomes annosus), en donde el antagonista es aplicado en tocones de pinos, luego después de la tala, impidiendo la colonización del substrato por el patógeno (Schroth & Hancock 1981). Actualmente, cada año en los en bosques de Europa son tratados tocones con P. gigantea en más de 200.000 hectáreas. El control del patógeno Cryphonectria parasítica en plantaciones de castaño en varios países de Europa, mediante la inoculación de árboles en campo utilizando aislamientos hipovirulentos de la misma especie del patógeno (Heineger y Rigling 1994).

Para las enfermedades que ocurren en viveros forestales es donde se han efectuado la mayor cantidad de estudios en CB, con las primeras referencias a partir de la segunda década del siglo XX y direccionándose a enfermedades del tipo damping-off, moho gris, pudriciones de raíces, tanto en especies de coníferas como latifoliadas y utilizando especies

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de hongos y bacterias (James et al. 1993, Reglinski y Dick 2005, Mousseaux et al. 1998, Zhang et al. 1994, Ocamb et al. 1996, Reddy et al. 1994).

En Chile, la posibilidad del usar el control biológico en los cultivos forestales, se ha ido incrementando paulatinamente en los últimos años, primero por la dificultad de control de los productos químicos para ciertos patógenos, especialmente aquellos que atacan las raíces de la planta; problemas debido a la reducción de la sensibilidad o resistencia de los patógenos a ingredientes activos, en condiciones de aplicaciones repetitivas; y a los conocidos efectos negativos sobre las personas y animales. Sin embargo, el principal impulso que viene a la implementación del CB en el sector forestal son los procesos de certificación de bosques y sistemas productivos, bajo normas técnicas, laborales y especialmente aquellas de carácter ambiental, como la norma FSC-Chile (Forest Stewardship Council-Chile, 2012), que restringe la aplicación de una amplia variedad de pesticidas, usados tradicionalmente en el control de patógenos.

Considerado la relevancia del cultivo forestal en Chile, sumado a la oportunidad que se está presentando para el CB debido a las restricciones ambientales, este trabajo tuvo como objetivo recopilar investigaciones sobre CB y analizar algunas posibles aplicaciones de este tipo de control en plantaciones y viveros forestales.

Control biológico en especies forestales El control biológico puede ser definido como la “reducción de la densidad de inóculo o

de las actividades determinantes de la enfermedad provocada por un patógeno o parásito en sus estados de actividad o dormancia, por uno o más organismos, realizado naturalmente o a través de la manipulación del ambiente, hospedero o antagonista, o por la introducción en masa de uno o más antagonistas” (Baker & Cook 1974). Desde un punto de vista más operacional el control biológico es posible realizarlo mediante dos estrategias. La primera sería a través de prácticas culturales, en donde se incluyen medidas como, rotación y métodos de cultivos, enmiendas orgánicas, irrigación, solarización, entre otras, las que mejoren el estado de la planta o reduzca la severidad de la enfermedad (Homechin 1991). En esta estrategia, son influenciadas comunidades de microorganismos e inclusive a la población del patógeno (Bettiol 1991). La segunda estrategia, más atractiva desde el punto de vista comercial y teóricamente más fácil de manejar, es la introducción de organismos específicos, empleados en forma semejante al pesticida tradicional.

− Control Biológico (CB) en plantaciones forestales

De acuerdo a las estrategias mencionadas, en plantaciones forestales no existen antecedentes documentados sobre la aplicación del CB para patógenos que causan enfermedades. Sin embargo, es posible especular que varias de las medidas de manejo aplicadas en las plantaciones, especialmente en el establecimiento (fertilizaciones, control de malezas, uso de gel en raíces, preparación de suelo, etc.), puedan tener un efecto directo sobre el patógeno (principalmente de suelo) o la biota antagonista, aunque no se han realizado los estudios que lo demuestren.

Aunque el CB en plantaciones va orientado a la aplicación de microorganismos seleccionados presenta varias restricciones, aparecen algunas patologías como “susceptibles” en ser enfrentadas utilizando CB. Así por ejemplo, enfermedades causadas por patógenos que ingresan a los árboles mediante heridas causadas por las podas. En este tipo de patógenos se encuentran N. fuckeliana que causa el “revirado” en P. radiata

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(Morales 2009) y para varias especies de hongos basidiomicetes que provocan pudrición central en E. nitens (Opazo 2003).

En el momento del establecimiento de las plantaciones es donde existe una de las mayores oportunidades para el CB. La estrategia consistiría en la aplicación de microorganismos (hongos o bacterias), que promuevan el crecimiento de las plantas y adicionalmente proporcionen defensa contra el ataque de patógenos, durante el primer o segundo año después de establecidas las plantas. En especies como Pinus sylvestris, P. banksiana, P. contorta, Picea mariana, P. glauca, Pseudotsuga menziesii, Tsuga heterophylla mediante la aplicación de bacterias PGPR (Plant Growth Promoting Rizobacteria) se incrementó la biomasa aérea y de raíces, no solo durante la etapa de viverización sino que el efecto se mantuvo hasta el primer año de la plantación (Reddy et al. 1994; Chanway 1997). Aunque la mayoría de los estudios con PGPR se han enfocado en el efecto en crecimiento de las plantas, el CB de patógenos, especialmente aquellos denominados como patógenos “menores”, se mencionan entre los posibles mecanismos asociados a la promoción de crecimiento (Tyler et al. 2008).

Una vez efectuada la tala de la plantación, el manchado de la madera es uno de los problemas que enfrenta la industria forestal. Aunque no constituye formalmente una patología, causa una descalificación del producto y consecuentemente una pérdida de valor. El manchado es causado principalmente por especies de Ophiostoma, Ceratocystis y D. pinea (Butin y Peredo 1986, Zhou et al. 2004). Tradicionalmente el control del manchado ha está basado en el uso de compuestos químicos, los que están cada vez más cuestionados ambientalmente.

En los últimos años, la investigación de CB en hongos manchadores se orientó a la utilización de cepas albinas de Ophiostoma spp., llegándose a desarrollar un producto comercial, denominado Cartapip TM (AgraSol Inc. Raleigh, North Carolina). El producto biológico, a base de una cepa albina de O. piliferum, es capaz de prevenir las pérdidas ocasionadas por los hongos manchadores, además de mejorar la eficiencia del proceso de pulpaje en P. taeda y P. virginiana (Farrell et al. 1993). Estos resultados, generaron el interés de investigadores en Nueva Zelanda y Chile por utilizar cepas albinas nativas de Ophiostoma spp., para la aplicación en P. radiata (Blanchette et al. 2000). En Chile, cepas albinas de O. piliferum, obtenidas de cruzamientos entre cepas colectadas desde diferentes localidades, alcanzaron protección de al menos 70% durante ocho semanas, en piezas de madera aserrada mantenidas a la intemperie (Navarrete et al. 2008). Estos primeros resultados indican el potencial de uso del CB del manchado de madera mediante aislamientos albinos de Ophiostoma.

En términos generales, las alternativas de CB más viables en esta etapa de la plantación forestal, aparecen aquellas en las que la aplicación del agente o tratamiento (bioestimulador, bioprotector, inductor de resistencia u otros) esté direccionada a la planta y su entorno inmediato, durante el establecimiento y primer año de plantación. Como se ha mencionado anteriormente, es importante la bioprotección de heridas (podas) y madera recién cortada. Aplicaciones de agentes de BC en plantaciones adultas en grandes superficies, para patógenos foliares como P. pinifolia y D. septospora, que causan enfermedades policíclicas, no parecen por el momento recomendables, aunque el descubrimiento del rol de microorganismos endófitos podría proporcionar nuevas alternativas de control en árboles de mayor edad en plantaciones.

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− CB en viveros forestales

Es en este ambiente de viveros donde el CB ofrece las mayores expectativas de éxito, debido a la menor superficie a tratar, y posibilidad de manejo de algunos factores (riego, fertilizaciones, tipos de substratos, etc.), especialmente en producción de plantas en invernadero. La aplicación de los agentes de biocontrol podría estar direccionada al tratamiento de las semillas, órganos de propagación vegetativa, substrato y eventualmente suelo natural. La incorporación de antagonistas seleccionados a un substrato, como es el caso del compost de corteza de pino, permitiría generar substratos supresivos a diferentes patógenos (Hoitink et al. 1999).

En Chile, el estudio del CB para patógenos en especies forestales se ha centrado exclusivamente en viveros forestales. Las investigaciones de CB se iniciaron en la década pasada, para las patologías causadas por Macrophomina phaseolina, B. cinerea y recientemente F. circinatum. En los últimos años, también se están efectuando estudios con la finalidad de promover crecimiento y/o enraizamiento en P. radiata y especies de Eucalyptus, mediante la aplicación de hongos (Donoso et al. 2008) y bacterias (Díaz et al. 2009), los cuales han mostrado resultados promisorios para esas variables, aunque su efecto como agentes de CB es desconocido.

Actualmente, las empresas forestales e instituciones que poseen producción propia de plantas, están progresivamente demostrando un interés en incorporar el CB para los principales problemas patológicos que poseen. Es así que, algunas de las empresas ya aplican operacionalmente productos biológicos disponibles en el mercado, como también algunos microorganismos que han seleccionado en investigación propia. Sin embargo, se desconocen los resultados obtenidos referente a los niveles de control, el efecto de otros patógenos diferentes al objetivo y sobre las plantas.

a) CB de Macrophomina phaseolina

M. phaseolina ha sido detectado en los principales viveros forestales que producen P. radiata a raíz desnuda, ocasionando la enfermedad Pudrición carbonosa de la raíz (Butin y Peredo 1986). El control del patógeno sólo ha sido exitoso mediante el fumigante bromuro de metilo (Barnard 1994); sin embargo, su uso ha sido prohibido de acuerdo a lo establecido en el Protocolo de Montreal (Karliner 1997). La falta de un control eficaz de la enfermedad ha viabilizado la estrategia de CB. Estudios efectuados in vitro, con hongos y bacterias rizosféricas y del suelo, permitieron seleccionar varios aislamientos con capacidad antagónica al patógeno. Luego, ensayos en condiciones de vivero, durante dos temporadas, constataron la eficacia de algunas bacterias en el control de la pudrición carbonosa, logrando niveles de control entre 58-45%. Entre las bacterias con capacidad de CB destacaron aislamientos de Bacillus subtilis, Bacillus sp. y uno no identificado (Valiente et al. 2008, Gacitúa et al. 2009). El resultado positivo alcanzado por especies de Bacillus, estaría relacionado con la capacidad de estas bacterias (poseen esporas de resistencia) para resistir condiciones de altas temperaturas, coincidentes con aquellas que existen en los suelos arenosos de los viveros en que predomina la pudrición carbonosa.

Para esta misma enfermedad en cultivos agrícolas se ha indicado que ciertos tipos de enmiendas orgánicas, aparte de mejorar las características del suelo podrían suprimir patógenos de suelo (Stone et al. 2004). En algunos viveros que producen plantas a raíz desnuda, se ha utilizado la rotación de cultivo de avena, e incorporada al suelo, con la finalidad de aumentar la materia orgánica, sin tener antecedentes de sus efectos en patógenos. En un estudio efectuado en invernadero fueron probados diferentes tipos de

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abono verde (alfalfa, avena y trigo), compost de corteza de pino y estiércol de pollo en un suelo arenoso de un vivero, infestado artificialmente con 250 esclerocios/g del patógeno. Después de tres meses de incorporados los abonos y cinco meses de sembrado P. radiata, la aplicación de estos abonos redujeron la densidad de inóculo de M. phaseolina hasta 140 esclerocios/g en el caso de la aplicación estiércol y entre 170-200 esclerocios/g para avena, trigo y compost de corteza, aunque el mayor nivel de control fue obtenido por la aplicación de trigo, al reducir la mortalidad de plántulas, desde 29% en el control a 7% (Gacitúa et al. 2010). Esta estrategia de CB parece posible incorporarla dentro del manejo general de un vivero forestal, aunque los resultados pueden ser más lentos comparados con otros métodos. Es perfectamente factible perfeccionar este método de control, combinado con otras estrategias como es la aplicación de antagonistas seleccionados a los restos de cultivo antes de su incorporación al suelo, proporcionándoles a los antagonistas una fuente de alimento para mantener su población en el suelo y su actividad supresora.

b) CB de Botrytis cinerea

B. cinera es el agente causal de la enfermedad “moho gris”, siendo el patógeno foliar más importante en la producción de plantas en especies de Eucalyptus (Butin y Peredo 1986, González 1996, Escobar 2007). El moho gris ha sido detectado en la mayoría de los viveros, llegando a ocasionar elevadas pérdidas en plántulas originadas por semillas, y en los últimos años, constituyéndose en un serio problema causando pudrición en macro y miniestacas de eucalipto. Durante los últimos diez años, han sido seleccionados dos aislamientos de Clonostachys rosea eficaces en el control de B. cinerea en plántulas de Pinus radiata y E. globulus (Molina et al. 2006) y en mini-estacas de E. globulus (Zaldúa y Sanfuentes 2010). En ensayos en vivero, los antagonistas redujeron la incidencia de B. cinerea en plantas de E. globulus desde 83,3% a 8,3-12,5%, dependiendo del antagonista utilizado (Molina et al. 2006). En ensayos operacionales con miniestacas de la misma especie, la eficacia de control alcanzó para un aislamiento de Clonostachys de 71% (incidencia del B. cinera de 50% a menos del 15%), siendo semejante 61% de control de los fungicidas. Adicionalmente, con la aplicación de los antagonistas se observó un mayor desarrollo de las raíces, aspecto que merece ser estudiado con mayor profundidad (Zaldúa y Sanfuentes 2010). Estudios posteriores ratificaron esta capacidad biocontroladora para estos dos antagonistas, y demostraron el carácter inocuo de estos agentes (Figura 1), ya que no alteraron algunos procesos fisiológicos de las plantas, como la conductividad electrolítica (CE), contenido de clorofila y eficiencia fotoquímica del FSII (Fv/Fm) (Zaldúa 2012).

Las investigaciones en CB de B. cinerea también han estado direccionadas al uso de extractos de plantas y cepas bacterianas que reduzcan la adhesión (tipo débil y fuerte) a la superficie del hospedero. Los primeros bioensayos fueron efectuados utilizando pétalos de rosa. La adhesión débil fue reducida entre 92-98% por la aplicación de extractos de Boldo, Peumo y Salvia negra, junto con dos aislamientos bacterianos no identificados y con los extractos de Avellano, Boldo, y otros dos aislamientos de bacterias, inhibiendo la adhesión fuerte entre 92-96%. Además, los extractos de Boldo, Canelo, Peumo y Radal, y una bacteria, inhibieron in vitro completamente la germinación de B. cinerea.

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Figura 1. Ensayo control biológico de Botrytis cinerea en miniestacas y plantas de Eucalyptus globulus. Plantas control (A y C) y plantas tratadas con aislamiento de

Clonostachys seleccionado (B y D).

c) CB de Fusarium circinatum

En Chile, se reportó la presencia de F. circinatum por primera vez en el año 2001 en viveros forestales de P. radiata (Wingfield et al. 2002). Hasta la fecha el patógeno sólo se ha detectado atacando plántulas en viveros y no causando el típico síntoma de cancro resinoso en plantaciones. La importancia de este hongo patógeno radica en su carácter de plaga cuarentenaria decretado por el Servicio Agrícola y Ganadero (SAG).

Una de las investigaciones recientes demostró la posibilidad de controlar a F. circinatum en substrato de producción de plantas. Fueron utilizados hongos con actividad antagónica comprobada contra M. phaseolina (Valiente et al. 2006) y luego seleccionados en ensayos in vitro. En un ensayo efectuado en invernadero cuarentenario, bajo condiciones controladas, dos aislamientos de Trichoderma spp. y dos de Clonostachys spp. redujeron la mortalidad post-emergencia de plántulas de P. radiata en 91–100% y 78–91%, respectivamente. El control de la F. circinatum sólo se obtuvo cuando los antagonistas fueron aplicados al substrato antes que el patógeno. Sin embargo, sólo una cepa de Clonostachys incrementó la supervivencia de plántulas (Moraga et al. 2011). Actualmente, se continúa la investigación en CB de este patógeno, a través de un proyecto financiado por el estado (Innova Bío-Bío), en el que participan además las principales empresas forestales. Los resultados parciales demuestran el efecto de supresión de hongos y bacterias, alcanzando niveles de control de 100%, en diferentes tipos de substrato, tanto estéril como natural.

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Figura 2. Ensayo de control biológico de Fusarium circinatum en plántulas de Pinus radiata, mediante la utilización de hongos y bacterias antagonistas, efectuado en invernadero

cuarentenario. Substrato sin patógeno/antagonista (A), substrato con hongo antagonista (B) y substrato solo con F. circinatum (C).

La recopilación de información desde publicaciones científicas y congresos, indica que la investigación en CB en la producción forestal en Chile está recién comenzando y se ha enfocado exclusivamente a patologías que ocurren en viveros forestales. Sin embargo, los primeros resultados experimentales confirman que con la aplicación de agentes de biocontrol se puede lograr alcanzar una eficacia similar a la obtenida con productos químicos, posicionándolos como una alternativa para incluirlos en programas de manejo integrado de enfermedades, con los consecuentes beneficios ambientales.

Las actuales restricciones a la aplicación de varios pesticidas, incluidos en las certificaciones internacionales, generan una importante oportunidad para que la investigación en CB sea incrementada en el corto plazo.

Los pasos siguientes, una vez obtenidos los agentes de biocontrol eficaces, es profundizar en estudios de ecología microbiana y mecanismos de antagonismo, y especialmente sobre aspectos asociados a tecnología de formulación, que permitirán llegar a formular un producto de biocontrol comercial.

EL CB entrega además una importante vía para desarrollar una nueva industria nacional, de carácter tecnológico, que proporcione soluciones eficaces a los principales problemas patológicos del sector, aprobado ambientalmente y que permitiría generar nuevos empleos a la economía. ¿Es factible pensar en esto? Las experiencias internacionales lo avalan, con un importante número de productos biológicos registrados y comercializados, como también la incipiente experiencia nacional, como el ejemplo del desarrollo de Trichonativa® y Nacillus® para el control de enfermedades en cultivos agrícolas.

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CONTROL BIOLÓGICO EN DIFERENTES ESPECIES

MEDIANTE EL USO DE BACTERIAS

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BIOCONTROL DE ENFERMEDADES BACTERIANAS MEDIANTE LA UTILIZACIÓN DE BACTERIAS

Biocontrol of bacterial diseases with bacteria

Jaime R. Montealegre A1., Luz M. Pérez R2. 1Departamento de Sanidad Vegetal, Facultad de Ciencias Agronómicas, Universidad de

Chile. Santa Rosa 11315, La Pintana. Santiago-Chile. E-mail: [email protected] 2Asesorías e Inversiones Biostrategy Ltda.

Resumen Este capítulo entrega información sobre el uso de bacterias como agentes de

biocontrol de bacterias fitopatógenas en Chile.

Summary This chapter provides information on the use of bacteria as biocontrol agents of

pathogenic bacteria in Chile.

Introducción La investigación para el uso de bacterias como biocontroladoras de bacterias

fitopatógenas se inició en Chile a fines de la década de los 70 (D’Angelo y Latorre 1980 a y b) con la introducción de Agrobacterium (Rhizobium) radiobacter K84 para su utilización en el control de Rhizobium radiobacter (Agrobacterium tumefaciens) en frutales de carozo. La introducción de este biocontrolador bajo el nombre comercial de Biobacter 84, ha significado su utilización hasta el día de hoy para el control de las Agallas del cuello o de la corona en frutales de carozo y en otras especies de frutales (D’Angelo y Latorre 1980 a y b, Montealegre 2005). Adicionalmente, estimuló en Chile la investigación sobre el uso de bacterias para el control de otras enfermedades bacterianas.

Control mediante Bacillus subtilis Se ha investigado el uso de Bacillus subtilis (Carrión 2007, Nissen et al. 2008) para

el control de Pectobacterium carotovorum (Erwinia carotovora sbsp. carotovora) en Zantedeschia spp. (Cala), encontrándose un buen efecto biocontrolador. Sin embargo, los resultados obtenidos por estos investigadores difieren de los de Möller-Holtkamp (2009) y de los de Soriano (2011) quienes utilizando B. subtilis en experimentos realizados en invernadero y campo no encontraron diferencias significativas entre los tratamientos.

También existen antecedentes de evaluaciones in vitro de cepas de Bacillus sp. en el biocontrol de Clavibacter michiganensis subsp. michiganensis (Flores 2004).

Control mediante Pseudomonas La investigación sobre el biocontrol de enfermedades bacterianas de la papa y el

tomate se ha circunscrito a la evaluación de bacterias del género Pseudomonas para el

116

control de Ralstonia solanacearum (Ciampi-Panno et al. 1989 y Ciampi-Panno et al. 1996), sin llegar a resultados positivos que permitieran su aplicación a nivel de campo.

Adicionalmente, también existen resultados in vitro y en invernadero para el control de Clavibacter michiganensis subsp. michiganensis con bacterias del género Pseudomonas (Casanova 2002).

Finalmente, el único biocontrolador que se utiliza comercialmente para controlar bacterias fitopatógenas en Chile, corresponde a Rhizobium radiobacter K84 que se aplica para Rhizobium radiobacter que produce las Agallas del cuello en frutales.

Literatura citada Carrión J. 2007. Evaluación de cepas de Bacillus subtilis para biocontrolar Erwinia

carotovora subsp. carotovora en cala (Zantedeschia spp.) Memoria de Titulo Ing. Agrónomo. Universidad Austral de Chile, Facultad de Ciencias Agrarias, Escuela de Agronomía. Valdivia, Chile. 114 p.

Casanova C. 2002. Control biológico in vitro y bajo condiciones controladas de invernadero del cancro bacteriano del tomate (Clavibacter michiganensis subsp. michiganensis (Smith) Davis et al.). Memoria de Titulo Ing. Agrónomo. Pontificia Universidad Católica de Valparaíso, Facultad de Agronomía. Quillota, Chile. 74 p.

Ciampi-Panno L, Fernández C, Bustamante P, Andrade N, Ojeda S, Contreras A. 1989. Biological control of bacterial wilt of potatoes caused by Pseudomonas solanacearum. American Journal of Potato Research 66(5): 315-332.

Ciampi-Panno L, Burzio E, Bórquez O. 1996. Control biológico de Pseudomonas solanacearum, agente causal de la marchitez bacteriana de la papa. II. Aislamiento de sustancias tipo sideróforos de la cepa antagonista Pseudomonas fluorescens BC8. Agro Sur 24(2): 137-148.

D’Angelo M, Latorre B. 1980a. Control biológico de las agallas del cuello (Agrobacterium tumefaciens). Una nueva alternativa para el tratamiento preventivo de esta enfermedad. Revista Frutícola 1(2): 12-13.

D’Angelo M, Latorre B. 1980b. Control biológico de las agallas de corona en duraznero (Prunus persica). Simiente 50(1-2): 39.

Flores F. 2004. Evaluación in vitro de Bacillus sp. sobre Clavibacter michiganensis subsp. michiganensis. Memoria de Titulo Ing. Agrónomo. Universidad de Talca, Facultad de Ciencias Agrarias, Escuela de Agronomía. Talca, Chile. 35 p.

Möller-Holtkamp E. 2009. Efecto de dos formulaciones biológicas sobre poblaciones de Erwinia carotovora (Dye) Hall en el cultivo de calas (Zantedeschia spp.). Memoria de Titulo Ing. Agrónomo. Universidad Austral de Chile, Facultad de Ciencias Agrarias, Escuela de Agronomía. Valdivia, Chile. 59 p.

Montealegre J. 2005. Utilización de Agrobacterium radiobacter para el control de Agrobacterium tumafaciens en frutales de carozo. Santiago, Chile, Facultad de Ciencias Agronómicas, Universidad de Chile. http://mazinger.sisib.uchile.cl/repositorio/ lb/ciencias_agronomicas/montealegre_j/14.html (Revisado, 15 de Abril 2012).

Nissen J, Carrión J, Ciampi P.L, Collado L, Costa M, Fuentes R, Schöbitz R. 2008. Biocontrol de Erwinia carotovora en cala (Zantedeschia spp.). Agro Sur 36(2):59-70.

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Soriano V. 2011. Frecuencia de aplicación de una cepa de Bacillus subtilis en Zantedeschia spp. para el control biológico de Pectobacterium carotovorum (Wal.). Memoria de Titulo Ing. Agrónomo. Universidad Austral de Chile, Facultad de Ciencias Agrarias, Escuela de Agronomía. Valdivia, Chile. 84 p.

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MERCADO, LEGISLACIÓN Y NORMATIVAS

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SITUACIÓN DEL CONTROL BIOLÓGICO EN CHILE: MERCADO, LEGISLACIÓN Y PERCEPCIÓN DE LOS AGRICULTORES

Biological control situation in Chile: market, legislation and farmer´s perception

Eduardo Donoso C.

Escuela de Agronomía, Facultad de Ciencias Agrarias y Forestales Universidad Católica del Maule, Campus San Isidro Km 6 Los Niches, Curicó - Chile.


Resumen Este capítulo detalla la situación en que se encuentra el control biológico en Chile,

considerando las exigencias internacionales y el mercado, la regulación, la legislación y la percepción de los agricultores en Chile.

Summary This chapter details the situation of biological control in Chile, considering the

international requirements and the market, regulation, legislation and farmer’s perception in Chile.

Introducción Chile, como país exportador que busca transformarse en potencia agroalimentaria,

paulatinamente ha debido transformar su sistema productivo agrícola, incorporando nuevas variedades, nuevas prácticas de manejo y técnicas de producción y procesos de certificación. Esto ha llevado a la utilización de nuevas tecnologías a fin de satisfacer las necesidades de control de plagas y enfermedades, fertilización y otros aspectos de la producción, así como la demanda de los consumidores y muy en especial del retail. Dentro de los requerimientos establecidos, se encuentra la utilización de insumos menos contaminantes, que generen menos residuos, amigables con el medioambiente, que no constituyan un riesgo para la salud de los trabajadores agrícolas y que el producto final producido sea de calidad, lo que junto a niveles de eficacia e información de uso, ha permitido incrementar el uso de controladores biológicos, en especial microbiológicos, en el manejo de enfermedades.

Adicionalmente, el incremento en el uso de estos productos, está relacionado con la demanda de los consumidores, lo que ha resultado en una estrategia de “brand protection” por parte del retail. Lo anterior ha significado que aumenten las exigencias de los consumidores, para reducir los niveles de tolerancia de plaguicidas impuestas por los estados, lo que no siempre se sustenta en datos científicos. En los últimos años la oferta de productos para el control biológico se ha profesionalizado, a través de la creación de empresas dedicadas específicamente al desarrollo y producción de estos organismos. Se han establecido alianzas entre empresas y Universidades y se han generado unidades de negocio biológicas, dentro de las grandes empresas tradicionales de pesticidas. A su vez se ha implementado una investigación de respaldo seria y profunda, en especial después de la

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masificación de técnicas moleculares, mejoras en los sistemas de producción y formulación, y muy especialmente, a la segmentación de problemas a resolver por este tipo de productos. Estos hechos han permitido la migración del uso de controladores microbiológicos desde la agricultura orgánica o biológica a la convencional, permitiendo crecer en varios ordenes de magnitud el mercado potencial, lo que sumado a los menores costos y tiempos de desarrollo, explica el interés de las grandes transnacionales.

Dentro de los aspectos que aun limitan el desarrollo de los biocontroladores, se encuentran legislaciones imperfectas, que generan una barrera de entrada muy alta, con exigencias similares a la de los plaguicidas químicos, e inexistencia de homologaciones en los aspectos ecotoxicológicos. Además, existen vacíos legales que permiten la venta de estos biocontroladores como bioestimulantes, sin necesidad de registro, lo que genera heterogeneidad entre los productos existentes en el mercado, produciéndose una competencia desleal para las empresas que realizan inversiones para obtener los registros como plaguicidas.

Así, este capítulo pretende abordar la situación de mercado, oferta y legislación relacionada al uso de controladores microbiológicos, en base a datos verificables y estudios comparativos entre legislaciones y percepción de los agricultores.

Demanda mundial La evolución del los insumos agrícolas entre el 2007 y 2017 se muestra en la Figura 1.

Es posible observar un crecimiento de los biopesticidas, encontrándose entre 5-10 billones bajo el sector de agroquímicos. El crecimiento de los plaguicidas químicos de bajo riesgo se debe principalmente a demandas de los consumidores, y a la revisión de las regulaciones y alimentos con baja o sin presencia de residuos. Por su parte, el crecimiento de los agroquímicos se debe principalmente al aumento de la población, tierras arables limitadas y escasos recursos hídricos.

Figura 1. La Evolución del los Insumos Agrícolas entre el 2007 y 2017 (billones de US$). (Meadows-Smith, 2009).

El mercado global de biopesticidas se está expandiendo rápidamente, se estima para los próximos 10 años un aumento de 150 a 300% (ver Cuadro 1). Los productos biológicos son más económicos y fáciles de entrar a comercializar en los mercados agrícolas. Los costos de desarrollo de pesticidas sintéticos son de US$ 150-240 millones versus US$ 10-25 millones de los biológicos; mientras que para entrar al mercado de EE.UU, a un pesticida

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sintético le toma de 5 a 7 años, a uno biológico de 2 a 3 años (Meadows-Smith 2009). A esto se suma, los niveles de éxito de ingredientes activos evaluados, versus los que llegan a comercialización, y el bajo nivel de exigencias en cuanto a toxicología y ecotoxicología (Cuadro 1).

Cuadro 1. Comparación de desempeño de control químico y biológico. Control Químico Control Biológico Ingredientes evaluados > 3,5 millones 2,000 Tasa de éxito 1 : 200,000 1 : 10 Costo de desarrollo 150 millones US$ 2 millones US$ Tiempo de Desarrollo 10 años 10 años Razón beneficio/costo 2 : 1 20 : 1 Riesgo de resistencia Alto Bajo Efectos indeseados Muchos Pocos

Fuente: McSpadden B. 2009.

El mercado mundial de plaguicidas, tanto para cultivos como para la salud pública, se aproxima a los US$ 33.000 millones anuales, donde los agentes de control biológico representan menos del 1%. Esto puede explicarse por la concentración del uso de biopesticidas en el control de plagas y patógenos, siendo herbicidas la mitad de los plaguicidas comercializados a nivel mundial.

En 2006, Arysta LifeScience estimó el mercado mundial de biopesticidas en aproximadamente US$ 541 millones. En 2008, Global Industry Analysts, Inc. (GIA) determinó que los biopesticidas representan un 3% del Mercado mundial (US$ 750 millones) y proyectaban US$ 1 billon para 2010, lo mismo fue reportado en 2009 por Frost & Sullivan. Esto basado en el incremento de inversiones en investigación y desarrollo de estos productos y una mayor penetración de manejo integrado de plagas y buenas prácticas en agricultura convencional y un incremento de la superficie bajo certificación orgánica. La estimación de mercado por región se encuentra en el Cuadro 2.

Cuadro 2. Estimaciones de mercado por región (en millones de dólares).

Europa Nafta América Latina África Asia Oceanía Total

Macroorganismos 70 100 15 8 30 20 243 Microorganismos

Bacterias 15 80 10 5 20 30 160 Virus 10 15 10 2 5 10 42 Hongos 25 45 20 3 15 20 128 Total 50 140 40 10 40 60 330

Bioracionales Naturales 30 70 25 10 40 15 180 Semioquímicos 40 80 20 10 30 20 200 Total 70 150 45 20 70 35 390

Total 190 390 100 38 140 115 973 (Donoso et al. 2011)

El uso de los biopesticidas se ha centrado en cultivos de especialidad, estimándose que durante 2006, el 55% de este tipo de productos fue utilizado en huertos frutales. Otros demandantes importantes de biopesticidas son forrajeras, maíz y soya. También son los

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productos priorizados en programas de salud humana y silvicutura (BBC Research Corporation, 2006 citado por (Donoso et al. 2011).

Las empresas que producen biopesticidas son empresas medianas a pequeñas, altamente especializadas, con ventas que van de US$ 500.000 a 100 millones (Figura 2), en muy pocos casos con más de 10 años de existencia, también hay compañías generadas de transnacionales, empresas químicas líderes, que en los últimos años han comprado muchas empresas pequeñas que producen insumos ecológicos o que distribuyen insumos ecológicos, en general el 40-50% de los productos que comercializa una Química, provienen de proveedores externos a la empresa.

Figura 2. Desarrollo global de biopesticidas (Marrone 2008, citado por Donoso et al. 2011).

Control biológico en Chile El esfuerzo realizado por el Estado Chileno se ha focalizado principalmente en la

introducción de enemigos naturales durante el siglo XX, lo que ha significado que en la producción agrícola se ahorren anualmente más de 30 millones de dólares, ya sea por la no aplicación de pesticidas o medidas de control alternativas, o bien, por la reducción de daños causados por los insectos, lo que incrementa la calidad y cantidad de los productos comerciables. Además se ha ganado en aspectos difíciles de evaluar, como son la calidad de vida rural, la protección del medio ambiente, de insectos benéficos y del ecosistema, entre otros (Gerding [s.a]). El Cuadro 4 señala las principales diferencias que existen entre el control químico y el control biológico.

En Chile, se han introducido más de 150 especies de insectos para controlar un número mayor de insectos plagas. El gran ahorro que se ha producido en el sector agrícola demuestra el éxito del control biológico. Sin embargo, falta aún más interés real del sector privado para incrementan su utilización (Gerding [s.a]). A partir de 1990, se han ido financiando iniciativas aisladas de desarrollo de controladores microbiológicos para el manejo de enfermedades.

El año 2006, se presentó a INNOVA Chile-CORFO el proyecto denominado Centro Tecnológico de Control Biológico (CTCB); con este financiamiento el año 2007 se establece el primer centro tecnológico con dedicación exclusiva al control biológico de plagas y

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enfermedades en el país, que forja una alianza macro entre una entidad de investigación como el Instituto de Investigaciones Agropecuarias (INIA) con el sector público y con las empresas demandantes de estas tecnologías. El objetivo del CTCB es fortalecer el desarrollo de tecnologías de producción masiva de agentes de control de plagas, enfermedades y malezas basadas en el uso de organismos vivos, contribuyendo al éxito comercial de las empresas proveedoras de insumos biológicos para la agricultura nacional y poniendo a su disposición procesos productivos industriales validados (Loyola et al. 2007).

Durante el último tiempo, se ha observado un incremento en la demanda del mercado de controladores biológicos, la que actualmente está superando la oferta. En Chile, el INIA, las universidades y empresas privadas han desarrollado tecnologías apropiadas para utilizar un control biológico efectivo de plagas y enfermedades. Empresas como Biogram ubicada en la Región Metropolitana ha instalado infraestructura para atender 7.000 hectáreas de plagas de suelo, Bio Insumos Nativa ubicada en la Región del Maule con cuatro formulaciones comerciales abarca 14.500 hectáreas, Xilema y Biocontrol ubicadas en la Región de Valparaíso tienen una capacidad para cubrir 1.200 hectáreas. Biocaf Ltda ubicada en la Región del Bío Bío llegó a cubrir 6.000 hectáreas de pino con una liberación de Trichogramma en la temporada. En la misma región Biomycota produce Trichoderma (Loyola et al. 2007). Por su parte, INIA dispone de tecnología y protocolos de crianza para Hongos entomopatógenos (HEP), Trichogramma, Chrysopa, Coccinelidos, Nemátodos entomopatógenos, Ácaros depredadores, Parasitoides de pulgones y Parasitoides de larvas (Gerding 2007).

Regulaciones de Plaguicidas en Chile El Decreto Ley N° 3557 de 1980 del Ministerio de Agricultura, define plaguicida como

compuesto químico, orgánico o inorgánico o sustancia natural que se utilice para combatir malezas, enfermedades o plagas, potenciales capaces de causar perjuicios en organismos u objetivos (Correa 2007).

En Chile está permitido fabricar, importar, distribuir, vender o aplicar plaguicidas de uso en agricultura si éstos cuentan previamente con la autorización del Servicio Agrícola y Ganadero (SAG), de acuerdo a la Resolución N°3.670 de 1999, que establece las normas para la evaluación y autorización de plaguicidas. Esta regulación tiene como objetivo que Chile cuente con plaguicidas eficaces para el fin que están destinados y que produzcan el menor efecto posible sobre la salud humana, animal y el medioambiente.

En Chile existe una amplia utilización de plaguicidas en todo el territorio nacional, principalmente en actividades agrícolas, veterinarias, domésticas, salud pública, entre otras. Además, de acuerdo a datos del MINSAL 2007, se presenta una creciente utilización de estas sustancias, duplicándose la importación entre el año 1998 y el 2008, con cifras de 54.980 toneladas para este último año (SAG 2012).

La evaluación de plaguicidas en Chile es realizada por el sistema de identidad, donde cada producto es único. El usuario que tenga la intención de registrar un plaguicida en el país debe presentar información asociada a certificados de composición del ingrediente activo y del producto formulado, toxicidad (aguda, subcrónica, crónica y otras), ecotoxicidad, medioambiental, metodologías analíticas, residualidad, eficacia, entre otras. Una vez finalizada la evaluación, la solicitud del producto podrá ser denegada o autorizada por resolución, donde la etiqueta es parte integral de ésta y la cual debe contener la información más relevante presente en el dossier del producto, para un uso y manejo seguro (Figueroa 2010).

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Una vez obtenida la autorización, se deben realizar una serie de actividades post-registro como: fiscalización de la internación y formulación nacional de plaguicidas; fiscalización del uso y comercio de plaguicidas, de acuerdo a lo establecido por la normativa vigente y para dar cumplimiento a lo indicado en la etiqueta de un plaguicida; renovación de la autorización y modificaciones del registro originalmente autorizado. Adicionalmente, existen actividades asociadas a compromisos adquiridos por Chile ante organismos y convenios internacionales como la FAO, Codex Alimentarius, OCDE, Estocolmo, Montreal y Rótterdam, cuya ejecución es trabajada en mesas interinstitucionales, público-privadas (Figueroa 2010).

A pesar de lo anterior, el uso de plaguicidas en hortalizas y verduras constituye una seria amenaza para los consumidores nacionales. El último análisis de conocimiento público sobre productos frescos, “Estudio de residuos de plaguicidas en alimentos” realizado por el ISP en 2009, y dado a conocer a mediados del 2010, arrojó resultados alarmantes: una de cada tres muestras reveló residuos de plaguicidas y el 16% sobrepasó los límites máximos residuales (LMR), según la última resolución Nº 33 de marzo de 2010. La lechuga, la coliflor y el repollo tuvieron residuos de Fosmet por hasta 0,15 miligramos por kilo, cuando lo autorizado es 0,05; el zapallo italiano y el brócoli también tenían residuos de Malatión y Tetraconazol hasta tres veces superiores a lo autorizado por los estándares nacionales. Por esta razón, varias organizaciones como Rapal-Chile, Olca, Ecocéanos y las organizaciones de consumidores como La Liga Ciudadana y Conadecus han presionado para que se legisle a favor de los chilenos y chilenas y proteger a los trabajadores y a la población de los efectos de los pesticidas. El año 2007 se presenta un proyecto de ley que prohíbe el uso de los plaguicidas más dañinos para la salud humana y el medio ambiente, el que fue aprobado en la Cámara de Diputados. El año 2010 se establece una resolución que actualiza los niveles de residuos de pesticidas máximos permitidos para algunos pesticidas en frutas y verduras, cuyos valores están basados fundamentalmente en los establecidos por el Codex Alimentarius.

No obstante, Correa (2010) señala que aún existen materias pendientes que deben ser abordadas, si el país quiere otorgar mayor protección a las personas, el medioambiente y la forma en el uso de plaguicidas. Dos de ellas, factibles de ser exploradas se relacionan con la complementación del actual sistema de autorización de plaguicidas:

La implementación de una evaluación de riesgo basada en el principio de mínimo riesgo para las personas;

La adopción del riesgo de plaguicidas por equivalencia.

Ambas materias son actualmente parte estructural del proceso de autorización de plaguicidas en los países más avanzados y por lo tanto, un desafío técnico que Chile debe asumir (Correa 2010).

Por su parte, Andrade (2010) señala que algunos de los problemas relacionados con el registro, comercialización y uso de plaguicidas están relacionados con al menos tres aspectos susceptibles de ser revisados y mejorados en nuestra normativa de pesticidas agrícolas:

Requisitos para la ejecución de experimentos y elaboración de informes técnicos sobre la eficacia de los pesticidas comercializados en Chile.

Transparentar la información sobre la eficacia relativa de cada ingrediente activo o productos comercial.

Regular la venta de pesticidas con el apoyo de personal capacitado.

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En el año 2008 se vendieron un total de 1.012 productos comerciales, de ellos la mayoría corresponde a Fungicidas y Bactericidas con un 56%, seguido de Insecticidas, Rodenticidas y Acaricidas con un 20% (SAG 2012).

Descripción y clasificación de Insumos Ecológicos presentes en Chile A nivel nacional ha aumentado el volumen de biocontroladores utilizados en el sector

agrícola, principalmente en agricultura convencional destinada al mercado exportador, considerando que aproximadamente sólo un 5% de la venta se utiliza en agricultura orgánica, lo que hace que la agricultura convencional sea el mayor demandante de este tipo de control. La utilización de estos insumos se debe principalmente por un tema de inocuidad alimentaria por parte del retail, aumento de la superficie certificada con normas de calidad, restricción de uso de plaguicidas tóxicos, efectividad, recomendación de uso por parte de los asesores, entre otros motivos.

A nivel nacional, el SAG dispone en su página web de un listado de insumos autorizados para ser utilizados en agricultura orgánica. La información oficial sobre ventas de plaguicidas en Chile, se genera en función de las declaraciones de venta en cantidad, siendo el dato más actual el del año 2008 (Cuadro 3).

En función de la clase de aptitud de uso tenemos que los insecticidas, rodenticidas, acaricidas (serie 1000) corresponden a un 20%, un 56% a fungicidas y bactericidas; un 14% a herbicidas y un 10% a misceláneos (Figura 3).

Cuadro 3. Volumen de venta de plaguicidas según serie, durante el año 2008.

Serie Tipo de plaguicida Total (kg/l) 1000 Insecticidas, Rodenticidas, Acaricidas 10.736.840,99 2000 Fungicidas, Bactericidas 30.889.679,01 3000 Herbicidas 7.623.451,97 4000 Misceláneos 5.730.149,72

Total general 54.980.121,69 Fuente: Sag, 2012

Figura 3. Distribución porcentual de plaguicidas, fertilizantes y misceláneos autorizados para

su uso en agricultura ecológica en Chile en 2008 (SAG 2012).

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De un total de 1078 nombres comerciales de plaguicidas registrados en el SAG, lista de plaguicidas con autorización vigente a abril de 2012, sólo 25 corresponden a biocontroladores, de los cuales 8 son insecticidas o nematicidas y 17 fungicidas o bactericidas no existiendo ninguno para control de malezas, lo que corresponde a un 2% del total de nombres comerciales presentes en dicha lista. De estos organismos el 62% del volumen vendido corresponde a Bacillus thuringiensis enfocado principalmente en el control de lepidópteros, seguidos de Bacillus subtilis para el control de oidio y Botrytis cinerea. Pese a que los volúmenes son bajos, hay que mencionar que normalmente los valores de venta de estos productos son medios a altos, por lo que al llevar las ventas a dinero, se estima que estarían representando entre un 4 y 5% del mercado total de plaguicidas en Chile (Cuadro 4).

Cuadro 4. Controladores microbiológicos comercializados durante 2008 y su participación en

el mercado total.

Aptitud de uso Agente de control (i.a) Volumen de

venta (KG/L) Porcentaje de la serie

Porcentaje de

biológicos

Porcentaje del total de

plaguicidas comercializados

Bacillus thuringiensis 63.975,000 0,60% 62,5% 33% Paecelomyces lilacinum 16.399,500 0,15% 16,0% 9% Myrothecium verrucaria 15.791,500 0,15% 15,4% 8% Metarhizium anisopliae / Beauveria bassiana / Paecilomyces lilacinus

18,000 < 0.01% < 0.01% 3%

Virus de la granulosis 6.215,000 0,06% 0,01% 0,00%

Serie 1000: Insecticida / Nematicida

Total Serie 102.399,000 0,95% 53% 0,19%

Bacillus subtilis 37.620,600 0,12% 20% 0,07% Bacillus subtilis + S 11.564,000 0,04% 6% 0,02% Agrobacterium radiobacter 20.571,250 0,07% 11% 0,04% Trichoderma spp. 17.286 0,06% 9% 0,03% Bacillus spp. 3.030,000 0,01% 2% 0,01% Lactobacillus acidofilus 219,000 0,00% 0% 0,00%

Serie 2000:

Fungicidas/Bactericidas

Total Serie 90.290,850 0,29% 47% 0,16% Total biológicos 192.689,850 0,35%

Fuente: declaración de SAG, 2012

El uso de biocontroladores en Chile se inserta dentro de un mercado que incluye varios

tipos de productos, en especial aceptados por la agricultura orgánica, de acuerdo a las listas de insumos compatibles con agricultura ecológica de las empresas certificadoras BCS Chile Ltda., IMO Chile S.A. y Ceres Ltda. Del total de 159 nombres comerciales de plaguicidas, sólo 83 tienen registro SAG, los restantes 76 no cuentan con tal registro, y entre éstos están los comercializados como bioestimulantes pero que corresponden a biocontroladores (SAG 2012).

Los principales ingredientes activos de los 159 plaguicidas naturales corresponden a extractos de origen vegetal (extractos de cítricos, de semillas de Neem, etc.), microorganismos (Trichoderma spp., Bacillus spp., Beauveria bassiana, Metarhizium spp. etc.), azufre, cobre (oxicloruro de cobre, hidróxido de cobre, sulfato de cobre, etc.), entre otros (Cuadro 5).

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Cuadro 5. Ingredientes activos de los plaguicidas utilizados en agricultura ecológica (Donoso et al. 2011).

Ingredientes activos Total Microorganismos 45 Extractos de origen vegetal 51 Azufre 17 Cobre 22 Aceite mineral 8 Otros* 6 Jabón potásico 6 s/r 4 Total 159

*Otros: cal, aceite parafínico, etc.

De acuerdo a la información rescatada de las empresas certificadoras, existen más de 41 empresas distribuidoras de plaguicidas ecológicos. Las 17 principales se presentan en el Cuadro 6 y representan la venta y distribución del 64% de los plaguicidas ecológicos en Chile.

Como se puede observar en el Cuadro 6, la empresa Iberfol S.L., de origen español, presenta el mayor número de insumos presentes en las listas de IMO y BCS, pero ninguno de estos insumos tiene registro SAG, del mismo modo la Empresa José Morera S.L., también de origen español, no cuenta con registro SAG en ninguno de sus insumos.

Cuadro 6. Principales empresas distribuidoras/fabricadoras de insumos ecológicos en Chile (Donoso et al. 2011).

Nº Distribuidor/Titular autorizado Nº de insumos Ecológicos

Insumos con registro SAG

1 IBERFOL, SL 15 0 2 QUIMETAL INDUSTRIAL S.A. 14 12 3 AGRICOLA NACIONAL S.A. 10 8 4 SOCIEDAD AGRÍCOLA LOS MAITENES LTDA. 10 1 5 ARYSTA LIFESCIENCE CHILE S.A. 7 6 6 CHEMIE CHILE S.A. 7 5 7 MARKETING ARM INTERNATIONAL 5 3 8 BASF CHILE S.A. 5 5 9 DROPCO S.A. 4 2 10 JOSE MORERA S.L. 4 0 11 BIO INSUMOS NATIVA LTDA. 3 3 12 PRINAL S.A. 3 3 13 BIOMYCOTA 3 0 14 BIOGRAM 3 2 15 AGROSPEC S.A. 3 3 16 VALENT BIOSCIENCES DE CHILE S.A. 3 2 17 AVANCE BIOTECHNOLOGIES, CHILE 2 2 Total 101 57

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Estudio comparativo de la legislación En cuanto a normativas sobre bioplaguicidas, feromonas y reguladores de crecimiento,

se aprecia una tendencia a la generación de normas específicas, según naturaleza del tipo de producto. Así en Europa se presenta una directiva específica para extractos vegetales y otra para microorganismos, y el resto de los productos se regulan con la normativa tradicional para plaguicidas y misceláneos químicos. La directiva CEE 1107/2009 estableció criterios para aceptación de organismos que no posean riesgos inaceptables para la salud humana, estableciendo la definición de productos de bajo riesgo y otorgando “tiempo express” para registro en 120 días, dando prioridad a productos que reemplacen a los químicos de alta toxicidad. En el caso de Italia, la agricultura convencional utiliza entre un 80-90% de bioplaguicidas.

En Estados Unidos, por su parte se generó la división de Biopesticidas de la EPA, la que revisa y registra productos para su uso, siendo la mayoría usados en frutales y hortalizas, aun cuando algunos se aplican en cultivos, para uso forestal y uso doméstico. Desde 1996, más de 250 productos han sido registrados para su uso: 78 pesticidas en base a microorganismos, 160 pesticidas bioquímicos y 22 protectores de plantas. También existen 25 microorganismos registrados y comercializados para el control de patógenos de plantas en los EE.UU.

La Agencia de Protección Ambiental de Estados Unidos (EPA) formó en 1994 la División de Prevención de Contaminación y Biopesticidas (BPPD), generando el listado de pesticidas de mínimo riesgo, que una vez ingresados al país, pueden ir directo al mercado.

Figura 6. Cuadro comparativo de legislaciones sobre insumos agrícolas (Donoso et al. 2011).

La Figura 6 muestra que en Chile existe un vacío en lo que se refiere al tema fertilizantes, lo que sólo ha sido reglamentado por algunas normativas del Ministerio de Defensa, para fertilizantes nitrogenados, por temas de seguridad. Pero en el resto sólo se exige informar los tipos y volúmenes de fertilizantes vendidos. En Chile se cuenta con una norma sobre la producción de compost (NCh 2.880/2004), pero el resto de los

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biofertilizantes no están bajo ninguna norma específica, lo que se presenta como un riesgo, especialmente en la reutilización de residuos y en procesos de fermentación, representando un peligro para la inocuidad de los cultivos en los que se utilizan, dada la naturaleza de los compuestos y procesos, en los que existen riesgos de contaminación con patógenos humanos (Escherichia coli, Salmonella sp., entre otros).

Registro de productos Desde el 2001 existe la “BioPesticide Industry Alliance”, desarrollando estándares de

calidad para los productos de origen biológico. Sirviendo también como foro de debate para la promoción y desarrollo de la industria de bioplaguicidas.

En Chile, además de la norma chilena de producción de compost (NCh 2.880/2004), la Resolución 3670 del año 1999, regula el registro de productos para control de plagas o enfermedades, ajustándose a los estándares internacionales sobre registro de este tipo de productos, siendo este el procedimiento que más han utilizado las empresas internacionales para el registro de bioplaguicidas, para la comercialización de insumos importados. Las empresas formuladoras chilenas lo han utilizado menos debido a su incapacidad financiera y técnica. Frente a esto se han generado variantes de esta resolución, que establece regulaciones específicas para productos basados en microorganismos y otras para extractos vegetales. Estas variantes no han sido utilizadas por las grandes empresas, debido a que no cuentan con la experiencia de manejo de productos biológicos y les resulta más fácil, registrar un bioplaguicida como un plaguicida químico.

Por otra parte, existe una resolución emitida por el SAG en el año 2001 (Resolución 2229), que instaura normas de ingreso de material biológico, y en sus artículos 15 y 16, establece que los organismos que puedan reproducirse por sí mismos en la naturaleza, no requieren ajustarse a la Resolución N° 3.670 y sólo requieren enviar al Servicio la etiqueta del producto. Art. 15 “Los biopesticidas que presenten agentes exóticos de control biológico sin capacidad de multiplicación, se evaluará de acuerdo a las condiciones establecidas en la Resolución N° 3.670 de 1999, del Servicio Agrícola y Ganadero.” Art. 16 “Los agentes de control biológico que sean comercializados en el país, deberán venderse con una etiqueta que señale el nombre científico del agente, plaga objetivo de control, contenido, fase de desarrollo del agente a liberar, cantidad, forma de uso o liberación, condición de almacenamiento y tiempo de viabilidad”.

Las empresas con baja capacidad técnica y que no funcionan con las grandes distribuidoras, se acogen a esta resolución, generando un riesgo para la industria dado que esta normativa no requiere estudio toxicológico, ecotoxicológico ni de ensayos de efectividad. Se generan, entonces, riesgos de inocuidad y de imagen por falta de respaldo técnico produciéndose una competencia asimétrica con las empresas que se ajustan a la Resolución 3670.

Frente a este escenario, entre los desafíos que se presentan están:

Armonización de normas tanto internas del SAG, con ISP y Ministerio de Medio Ambiente.

Generación de base de datos de ingredientes activos y formulados de baja toxicidad.

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Percepción de Agricultores sobre el uso de bioplaguicidas El Ministerio de Agricultura y la Fundación para la Innovación Agraria (FIA) contrataron

los servicios de asesoría del Banco Mundial para apoyar el desarrollo de una estrategia de largo plazo para la innovación agroalimentaria y forestal en el país. Dentro de este contexto se elaboró el documento Desarrollo Tecnológico y Adopción de Insumos Ecológicos: Línea base 2010 y Prospectiva 2030 (Donoso et al. 2011), del que se extrae una encuesta realizada a agricultores y asesores chilenos, sobre el uso de insumos ecológicos, entre los que se consideran a los biocontroladores.

Los productores consultados cultivan: frutales, vides para vino, hortalizas, berries, praderas naturales, y cereales. También se dedican a la ganadería y a la producción de plantas. El 100% de los productores y asesores consultados usa productos ecológicos. Los insumos mas utilizados por los encuestados y sus % se señalan en la Figura 7.

Figura 7. Insumos ecológicos utilizados por productores o asesores consultados (Donoso et al. 2011).

El detalle de los insumos ecológicos más utilizados o conocidos por los productores o asesores, se encuentra en el Cuadro 7.

Cuadro 7. Insumos ecológicos más utilizados o conocidos por aptitud de uso. (Donoso et al. 2011).

Insumo Nombre comercial

Fungicidas/Bactericida Azufre Trichonativa, BC-1000 Nacillus, Polisulfuro de Calcio

Insecticidas Dipel Neem Hongos entomopatógenos

Acaricidas Aceite mineral Acarofin

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Feromonas Isomate Check mate Trampas

Nematicidas Compost, Dazitol, Ditera, QL Agri 35, Guano Inoculante Micorrizas específicas, Microorganismos, Preparados

biodinámicos, Rizofix

La motivación para el uso de insumos ecológicos, en orden decreciente son: tolerancias, carencias y residuos, certificación, calidad, precio, formulación del producto, disponibilidad en el mercado y categoría de uso (Figura 8).

Figura 8. Razones de utilización de insumos ecológicos según nivel de importancia (Donoso

et al. 2011). A su vez, el 38% de las decisiones sobre el insumo a utilizar las realiza el asesor

(Figura 9); un 14% se toma entre el asesor y el agricultor, igual relación se realiza entre el asesor y el administrador del campo; y un 9% señala que la decisión la toma el administrador del campo, y en el mismo % el agricultor. Finalmente, un 5% de los encuestados señala que la decisión la toma el asesor en conjunto con el jefe de producción; el gerente agrícola; el asesor, administrador de campo y el agricultor; asesor y el gerente agrícola.

El cuestionario también incluía una pregunta sobre la certificación: el 18,9% del total de consultados no manifiesta interés por algún tipo de certificación, el 10,8% señala certificación orgánica, el 5,4% señala contar con alguna de las siguientes certificaciones: ARGENCERT, BCS, GLOBAL GAP, DEMETER, TESCO. Un 2,7% señala cumplir con alguna de las siguientes normativas: JAS, NOP, CEE, DS 17, USDA, APL, CERES, EUREPGAP, FORLIFE, ISO 14001, Comercio Justo, BPA.

Los productores y asesores encuestados fueron consultados sobre la percepción sobre los insumos ecológicos, de ellos el 63% tiene una apreciación clasificada como buena, un 23% como muy buena y un 14% como regular.

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Figura 9. Decisión de utilización de insumos ecológicos (Donoso et al. 2011).

Consideraciones finales La tendencia a nivel mundial, impulsada principalmente por los consumidores, es

exigir alimentos sanos, de alta calidad, que su producción no constituya un peligro para la salud humana, para la salud animal ni para el medio ambiente. Una de las maneras de satisfacer estos requerimientos es la utilización de insumos ecológicos en los diversos sistemas productivos, es decir, la utilización de insumos que tienen como característica bajo impacto ambiental, bajas carencias y toxicidad, cuyo uso no se limita a agricultura orgánica.

Por otra parte, los costos de producir agroquímicos han ido en aumento, por lo que grandes empresas químicas están incursionando en el mercado de los biopesticidas, el cual se está expandiendo rápidamente y se estima para los próximos 10 años un aumento de 150 a 300%.

Considerando los resultados obtenidos en las encuestas el 100% de los productores y asesores, están optando por utilizar e incorporar a sus planes de manejo la utilización de insumos ecológicos, principalmente por motivos de certificación; tolerancias, carencias y residuos; precio, calidad de producto; disponibilidad en el mercado y formulación del producto. Dentro de los aspectos que favorecen su utilización se encuentran su eficacia y bajo impacto sobre el medioambiente. También señalaron que el alto precio, desconocimiento, poca disponibilidad, certificación y la falta de apoyo técnico post-aplicación constituyen alguno de los problemas que enfrentan en el uso de insumos ecológicos.

En nuestro país existe investigación en control biológico e insumos ecológicos realizada por Centro Tecnológico de Control Biológico del INIA, Universidad Austral de Chile, Universidad de Chile, Pontificia Universidad Católica de Chile, Universidad Católica de Valparaíso, Universidad de Concepción, Universidad de Talca y Bioinsumos Nativa Ltda., quienes son los que cuentan con productividad científica y tecnológica comprobable. Muchas de las empresas nacionales además de realizar la investigación, distribuyen sus insumos, mientras que otras han entregado la distribución a cadena de comercialización establecidas a través de distribuidores de insumos agrícolas, lo que permite dar a conocer estos productos.

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Sin embargo, existen normativas contradictorias, Resolución 2229 v/s Resolución 3670, Ingreso de material biológico y Registro de productos para el control de plagas o enfermedades, respectivamente que deben ser modificadas, debido a que muchas empresas con baja capacidad técnica se acogen a la Resolución 2290, normativa que no exige estudio toxicológico, eco toxicológico ni ensayos de efectividad, lo que genera riesgos de inocuidad y riesgo de imagen por falta de respaldo técnico, además de generar competencia asimétrica con las empresas que se ajustan a la Resolución 3670.

En cuanto a la estructuración de la agricultura chilena, se puede concluir que en Chile existen dos realidades contrastantes:

• Agricultura extensiva y para mercado interno o Uso basado en mejor desempeño de los insumos ecológicos y problemas no

resueltos químicamente (patógenos de suelo, bacterias, fertilizantes de lenta entrega)

o Incremento de exigencias en retail y agroindustria. o Reducción de insumos disponibles, pero sin diferenciación en la venta y sin

sobreprecio o mejores condiciones de comercialización. o Baja inversión en I+D+i en insumos específicos o Inversión en tecnologías complementarias (principalmente mejoramiento

genético).

• Agricultura de exportación o En total sintonía con tendencias mundiales. o Se suma complejidad por tiempos de almacenaje y post cosecha. o Respuesta de la cadena de comercialización y sobreprecio o mejores

condiciones de comercialización o Inversión en I+D+i en insumos ecológicos. o Inversión en tecnologías complementarias (monitoreo, detección temprana,

desarrollo varietal).

En primer lugar se plantean las acciones que debe realizar en forma obligatoria el estado, siendo uno de las debilidades más sentidas por la industria de insumos ecológicos el tema de legislación. En este aspecto se detectaron como puntos críticos, la existencia de normativas contradictorias, que generan confusión entre los agricultores y permite el ingreso al mercado de productos, sin la necesidad de establecer con base científica, la calidad, inocuidad y eficacia de los insumos. La complejidad de registro de insumos con capacidad de control, al parecer pasa más por un tema de capacidad técnica y financiera de las empresas, para poder generar la información necesaria y efectuar el registro. Aquí se genera una asimetría con empresas internacionales, ya que buena parte de la información que aborda los temas de toxicidad, ecotoxicidad y características físico químicas, así como la determinación de formas de acción, sirven para obtener registro prácticamente en cualquier país, lo que genera una asimetría entre empresas nacionales y transnacionales, ya que las últimas pueden prorratear la inversión en un mercado mucho mayor que las empresas sólo presentes en Chile.

Dentro de este ámbito, se postula equiparar la legislación Chilena, con lo que se utiliza en la Unión Europea y EE.UU, a través de la generación de una resolución, que contenga una lista de insumos de mínimo riesgo, que facilite y acelere el registro de insumos ecológicos. Esto implica la generación de información básica en los temas de ecotoxicidad,

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en la generación de capacidad instalada para la realización de estos análisis y en el fortalecimiento del subdepartamento de plaguicidas y fertilizantes del SAG. Esto también debería considerar la homologación de las normativas chilenas, con las de los países vecinos, de forma que sea fácil la expansión de productos desarrollados en Chile en países como Argentina, Brasil, Perú y Ecuador.

El otro ámbito en que el estado debe intervenir, es la integración de la pequeña agricultura al uso de estos insumos, como manera de incrementar la inocuidad y sustentabilidad de esta forma de producción. Esto se plantea realizar a través de la generación de campañas de diferenciación de los alimentos producidos con el uso de estos insumos, tanto para la exportación como para el mercado interno. También se plantea incluir aspectos de inocuidad, sustentabilidad y participación de la pequeña agricultura en las compras que realice el estado, tanto en alimentos como en insumos. Por último, la pequeña agricultura requiere apoyo tanto en la adopción de estos insumos, como en soporte técnico especializado, lo que debe ir asociado a tecnologías complementarias, como son monitoreo de plagas, uso de mallas, uso de modelos climáticos, sistemas de riego y de aplicación de insumos. Y finalmente apoyar la generación de estrategias, de administración, marketing y comercialización para este tipo de agricultores, de manera de rentabilizar la adopción de las tecnologías ya mencionadas.

Dentro de las debilidades detectadas en los insumos presentes en Chile, están los aspectos de calidad y formulaciones, lo que requiere que los programas I+D+i de estos insumos, deban considerar el desarrollo de líneas de producción, formulación y controles de calidad, que permitan que estos productos respondan a las exigencias del mercado y faciliten la internacionalización de estos insumos. Esto genera la necesidad de incluir estrategias de protección intelectual.

Dentro del desarrollo de insumos, se ve con alto potencial de crecimiento el estudio de los problemas fitosanitarios y de fertilización, que no han sido resueltos por la industria química, de forma que facilitar la inserción de estos productos.

Por último, existen ámbitos que son de directa responsabilidad de la industria, entre los que destacan estandarización de la producción de insumos, obtención de certificaciones de calidad, generación de información de respaldo con peso científico, que aseguren la eficacia y nivel de confiabilidad en el uso de estos insumos.

Logrando superar estos desafíos, es altamente esperable lograr una industria nacional relevante a nivel mundial, en el desarrollo de insumos ecológicos con beneficios como reducción en el costo de uso de insumos por parte de los agricultores, generación de un polo de desarrollo en investigación y tecnología e inversión empresarial semejante al desarrollo farmacéutico y químico que se generó en Suiza durante el siglo pasado, en el que estos rubros pasaron a ser una de las principales fuentes del PIB de ese país. Chile con el nivel de biodiversidad, endemismo y capacidades de recursos humanos y costos de investigación, se presenta con alta potencialidad para generar un desarrollo similar en el aspecto biotecnológico, enfocado en insumos ecológicos. Ya existiendo algunos ejemplos como los de Natural Response con extractos de Quillay y Bio Insumos Nativa, con su línea de productos.

Literatura citada Andrade O. 2010. Algunos Aspectos Susceptibles de Revisar en la Actual Normativa de

Registro y Empleo de pesticidas Agrícolas en Chile. Departamento de Recursos

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Naturales, Escuela de Agronomía. Universidad Católica de Temuco. XIX Congreso Sociedad Chilena de Fitopatología. Pucón, 9-12 de nov. 2010. Libro de resúmenes.

CCO y FIA. 2008. Catálogo de insumos utilizados para la nutrición de cultivos en agricultura orgánica disponibles en Chile. Santiago de Chile.

Correa A. 2007. Plaguicidas en Chile. Maco Normativo. División protección Agrícola. Disponible en internet: http://www.inia.cl/alternativasbromurometilo2/Arica/ACorrea_2.pdf

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Donoso E, Tobar B y Jiménez MA. 2011. Estudio: Desarrollo tecnológico y adopción de insumos ecológicos: línea base 2010 y prospectiva 2030. Fitonova Ltda. Estudio encargado por Fundación para la Innovación Agraria.

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Gerding [s.a]. Control biológico una herramienta en la agricultura nacional. Disponible en internet http://www.faceaucentral.cl/pdf/ecoengen-02/eco-p04-05.pdf. Fecha visita 20 de enero de 2011.

Gerding M. 2007. Tecnologías desarrolladas por INIA Chile para el control biológico de plagas. Seminario Procisur, Chillán-Chile.

Loyola R., Avilés R. y Gerding M. 2007. Centro Tecnológico de Control Biológico. Chile.

Meadows-Smith M. 2009. Perspectives and challenges for the biopesticide industry. AGRAQUEST. ABIM, Lucerne, October 19, 2009.

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Servicio Agrícola y Ganadero (SAG). 2012. División de Protección Agrícola. Subdeparta-mento de Plaguicidas y Fertilizantes. Declaración de venta de plaguicidas año 2012.

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MARCO NORMATIVO DE REGISTRO DE PLAGUICIDAS DE USO AGRÍCOLA Y FORESTAL EN CHILE

Regulatory frameworh for agricultural and forestry plaguicides

Ignacio Figueroa C. Servicio Agrícola y Ganadero, División de Protección Agrícola y Forestal, Santiago - Chile


Resumen Este capítulo contiene un listado de las leyes, decretos, resoluciones y el proceso de

registro de plaguicidas de uso agrícola y forestal en el país.

Summary This chapter contains the list of laws, decretes, resolutions and the process for register

of agricultural and forestry plaguicides.

Introducción La normativa nacional de uso y manejo de plaguicidas de uso agrícola y forestal en el

país está conformada por disposiciones establecidas a través de decretos, leyes y resoluciones exentas emitidas para estos efectos y de esa forma poder realizar los correspondientes seguimientos a los productos fitosanitarios que son autorizados por el Servicio Agrícola y Ganadero (SAG), para la mantención y protección del patrimonio fitosanitario y de los cultivos, bajo condiciones que permitan un uso y manejo seguro de éstos, para la salud de las personas, de los animales y del medio ambiente.

La normativa chilena se basa en las directrices establecidas por FAO en materias de plaguicidas, y en forma particular en lo dispuesto en su Código Internacional de Conducta en la Distribución y Utilización de Plaguicidas.

Cuerpos legales Los siguientes son los cuerpos legales, que entregan al SAG, las facultades para

controlar a los plaguicidas de uso agrícola y forestal:

• Ley Nº 18.755 (7-01-1989) Orgánica del Servicio Agrícola y Ganadero, modificada por Ley Nº 19.283 de 5-01-1994 y Ley Nº 20.161 de 9-03-2007.

La Ley Orgánica del Servicio Agrícola y Ganadero, en su artículo tercero, letras e), m) y q), establece las atribuciones respecto a control obligatorio de plagas y enfermedades (control oficial) que a juicio del Servicio puedan incidir en forma importante en la producción silvoagropecuaria nacional; aplicación y fiscalización de normativa sobre producción y comercio de plaguicidas; y restringir de conformidad a la normativa el uso o aplicación de

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agroquímicos en determinadas áreas de zonas agroecológicas, cuando perjudique la salud animal, vegetal o los recursos naturales renovables.

• Decreto Ley Nº 3.557 (Servicio Agrícola y Ganadero 29-12-1980; D.O. 09-02-1981).

Éste establece disposiciones sobre protección agrícola, en su título III “Fabricación, comercialización y aplicación de plaguicidas y fertilizantes”, párrafo 1º: de los Plaguicidas, artículos trigésimo segundo (32º) a trigésimo sexto (36º), establece las principales condiciones, prohibiciones, plazos para sanciones por perjuicios y las atribuciones del Servicio respecto a los plaguicidas.

• Ley Nº 20.308 (03-12-2008 D.O. 27-12-2008) sobre protección a los trabajadores en el uso de productos fitosanitarios.

Modifica el DL 3.557, aumentando algunos requerimientos en el etiquetado y en las facultades del Servicio Agrícola y Ganadero. Además, modifica el Código Sanitario y modifica el Código del Trabajo, respecto a aspectos de seguridad y resguardos para los trabajadores. Refuerza las indicaciones para la eliminación de los envases vacíos y las precauciones a adoptarse e incorpora el tiempo de reingreso a áreas tratadas para las personas y los animales.

Los siguientes son los cuerpos legales relacionados con la autorización de plaguicidas, ingreso de organismos que puedan dañar las plantas y el medio ambiente, muestras de plaguicidas para experimentación:

• Resolución Nº 3.670 de 1999 y su modificación, la Resolución Nº 5.551 de 2011 (Servicio Agrícola y Ganadero).

Esta resolución exenta, establece normas para la evaluación y autorización de plaguicidas para uso en la agricultura.

El proceso, mediante el mecanismo de adaptabilidad para los requisitos técnicos, solicita un conjunto de estudios, ensayos y entrega de información de identidad, fisicoquímicos, analíticos, de seguridad, toxicológicos, ambientales, ecotoxicológicos, de envasado, y de eficacia extranjera y nacional, que permiten respaldar la información de la etiqueta con la que se expenderá el plaguicida, sea éste sintético, natural, biológico o un coadyuvante.

Para el caso de la sustancia activa, grado técnico con la que se formula el producto, son requisitos ambientales indicar el comportamiento en el suelo, en aguas y en el aire; en el caso de los aspectos ecotoxicológicos, se contemplan toxicidad aguda y en algunos casos toxicidad crónica, efectos en reproducción y en el crecimiento, para aves, organismos acuáticos, artrópodos benéficos, lombrices, microorganismos de suelo y abejas. Para el caso del producto formulado, se contemplan aspectos como la toxicidad aguda para organismos acuáticos, organismos de suelo, aves y abejas. En este último caso, estos aspectos son considerados en la sección de precauciones y advertencias de la etiqueta.

De acuerdo a esta normativa existen dos tipos de autorizaciones:

- Autorización Definitiva, en la que se evalúa previamente la eficacia por estudios nacionales en estaciones experimentales reconocidas por el Servicio, bajo la Resolución Nº 92 de 2002. El proceso consta de dos etapas sucesivas (Verificación Documental y Evaluación Técnica).

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- Autorización de Plaguicidas para Uso en Control Oficial, establecida en el Numeral 8 Inciso 1º de la Resolución Exenta 3.670 de 1999, que faculta para que en caso de emergencia, el Servicio autorice mediante resolución fundada el uso de un plaguicida que no cuente con las autorizaciones y registro correspondientes.

• Resolución Nº 2.229 de 2001 (Servicio Agrícola y Ganadero)

Esta Resolución establece la prohibición de ingreso al país de organismos que puedan dañar a las plantas o el medioambiente y establece las normas de ingreso de material biológico de carácter benéfico, detallando los requisitos que se deben cumplir cuando se desea realizar el ingreso al país de agentes de control biológico, polinizantes (excepto abejas), organismos para uso científico o de ornamentación, con capacidad de multiplicación.

En relación a la comercialización de los controladores biológicos en el país, la resolución Nº 2.229 de 2001, en el numeral 16, indica que todo producto que se comercialice en el país debe tener una etiqueta con información sobre la identidad y fase del agente de control biológico, almacenamiento, viabilidad y uso.

A través de esta normativa el Servicio autoriza, por ejemplo, el ingreso de organismos de control biológico y de otros insectos benéficos para investigación (Ej. Drosophila melanogaster).

En el numeral 15 se establece que los plaguicidas biológicos que presenten agentes exóticos de control biológico sin capacidad de multiplicación, deberán ser evaluados de acuerdo a las condiciones establecidas en la Res. 3.670 de 1999.

• Resolución Nº 92 de 2002 (Servicio Agrícola y Ganadero)

Esta resolución establece normas para las Muestras de Plaguicidas para Experimentación, detallando los requisitos necesarios y la extensión total, que no debe sobrepasar las cuatro hectáreas en cada temporada de investigación, así como lo que se debe hacer con los productos tratados y los remanentes del producto utilizado, para su utilización en ensayos nacionales. Entre los antecedentes requeridos está la información sobre identidad, composición y formulación de plaguicidas, usos, antecedentes toxicológicos, antecedentes ecotoxicológicos, precauciones de uso, informaciones médicas, hoja de seguridad e información sobre detalles del ensayo. Para el caso de la información ecotoxicológica se solicita lo disponible.

Existen otras regulaciones relevantes que se encuentran en las siguientes resoluciones del Servicio Agrícola y Ganadero, las que norman otros aspectos como la internación y fabricación, etiquetado, la venta y la aplicación de plaguicidas de uso agrícola:

- Resolución Nº 6.666 de 2009, que establece disposiciones para autorizar el uso de plaguicidas en cultivos menores.

- Resolución Nº 1.038 de 2003, que aprueba procedimientos de internación y formulación nacional de plaguicidas de uso agrícola, y deroga resolución exenta del Servicio Agrícola y Ganadero Nº 3.671 de 1999.

- Resolución Nº 386 de 1983, que fija tolerancia para la interpretación de los análisis de contenido de plaguicidas.

- Resolución Nº 1.404 de 2003, que establece normas para el ingreso de patrones analíticos de plaguicidas cuya regulación competa al Servicio Agrícola y Ganadero.

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- Resolución Nº 2.195 de 2000, que establece los requisitos que deben cumplir las etiquetas de los envases de los plaguicidas de uso agrícola.

- Resolución Nº 2.196 de 2000, que establece clasificación toxicológica de los plaguicidas de uso agrícola.

- Resolución Nº 5.392 de 2009, que establece denominación y códigos de formulaciones de plaguicidas y deroga Resolución Nº 2.197 de 2000.

- Resolución Nº 2.147 de 2002, que instituye reconocimiento de aplicadores de plaguicidas ante el Servicio Agrícola y Ganadero.

- Resolución Nº 5.846 de 2011, que señala requisitos para reconocer idoneidad de las Estaciones Experimentales destinadas a probar plaguicidas y deroga Resolución Nº 19 de 1985.

- Resolución Nº 2.410 de 1997, que establece obligación de declarar las ventas de plaguicidas de uso agrícola.

- Resolución Nº 1.899 de 1999, que establece la obligación de declarar al Servicio Agrícola y Ganadero la existencia de plaguicidas caducados.

Las resoluciones que prohíben o restringen el uso de plaguicidas corresponden a las siguientes:

- Resolución Nº 1.720 de 1982: prohíbe importación, fabricación y uso del monofluoroacetato de sodio o compuesto 1080.

- Resolución Nº 639 de 1984: prohíbe la importación, fabricación, venta, distribución y uso del plaguicida DDT.

- Resolución Nº 107 de 1985: prohíbe el uso de dibromuro de etileno en fumigación de productos hortofrutícolas.

- Resolución Nº 1.437 de 1986: fija nivel máximo de residuos de plaguicidas clorados en empastadas para efectos sancionatorios.

- Resolución Nº 2.142 de 1987: prohíbe la importación, fabricación, venta, distribución y uso del plaguicida dieldrin, endrin, heptacloro y clordán.

- Resolución Nº 2.003 de 1988: prohíbe la importación, fabricación, venta, distribución y uso del plaguicida aldrin.

- Resolución Nº 1.573 de 1989: prohíbe la importación, venta, distribución y uso del fitorregulador daminozide.

- Resolución Nº 996 de 1993: prohíbe la importación, fabricación, venta, distribución y uso de plaguicidas agrícolas que contengan sales orgánicas o inorgánicas de mercurio.

- Resolución Nº 3.195 de 1994: prohíbe la importación, fabricación, venta, distribución y uso del plaguicida mevinfos.

- Resolución Nº 2.179 de 1998: prohíbe la importación, fabricación, venta, distribución y uso de los plaguicidas 2, 4, 5-T, clordimeform, toxafeno o canceclor.

- Resolución Nº 2.180 de 1998: prohíbe la importación, fabricación, venta, distribución y uso del plaguicida lindano.

- Resolución Nº 312 de 1999: prohíbe la importación, fabricación, venta, distribución y aplicación de plaguicidas de uso agrícola formulados en base a paratión etilo y metilo.

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- Resolución Nº 909 de 2001: restringe el uso y manejo de todas las formulaciones de plaguicidas agrícolas que contengan paraquat como ingrediente activo.

- Resolución Nº 3.191 de 2001: modifica resolución Nº 909 de 2001 que restringe el uso y manejo de plaguicidas que contengan paraquat como ingrediente activo.

- Resolución Nº 90 de 2002: prohíbe la importación, fabricación, venta, distribución y aplicación de plaguicidas de uso agrícola que contengan hexaclorobenceno.

- Resolución Nº 91 de 2002: prohíbe la importación, fabricación, venta, distribución y aplicación de plaguicidas de uso agrícola que contengan mirex.

- Resolución Nº 78 de 2004: prohíbe la importación, fabricación, venta, distribución y aplicación de plaguicidas de uso agrícola que contengan pentaclorofenol y sus sales.

- Resolución Nº 8.231 de 2011: prohíbe la fabricación, importación, exportación, distribución, venta, tenencia y uso de plaguicidas con clordecona, alfa-HCH, beta-HCH, pentaclorobenceno, endosulfán, alacloro y aldicarb.

Proceso de Registro La normativa vigente establece el sistema de evaluación y autorización de plaguicidas

en el país, de acuerdo al Sistema por Identidad, bajo el cual todo producto es evaluado caso a caso. Por lo tanto, la información que debe ser presentada por las empresas y usuarios que quieran registrar un plaguicida en el país, debe corresponder a la totalidad de la documentación tanto para el ingrediente activo como para el producto formulado.

Esta normativa permite evaluar cada uno de los diferentes tipos de productos que pudieran ser presentados para su evaluación, los que podrían corresponder a plaguicidas de origen sintético o a productos naturales. En estos últimos, existe una amplia variedad de tipos de productos entre los cuales se pueden mencionar a los derivados de extractos vegetales, biocontroladores, feromonas y repelentes.

Consideraciones finales El proceso de registro de plaguicidas en Chile está basado en directrices FAO, por lo

que la normativa nacional cuenta con un respaldo reconocido internacionalmente en su elaboración.

La evaluación y análisis de la normativa nacional de plaguicidas corresponde a una labor realizada en forma continua por el Servicio Agrícola y Ganadero, para contar con productos plaguicidas que entreguen al usuario la seguridad en su uso y manejo, y de esta manera proteger la salud de la población, de los animales y del medioambiente. Al tratarse de un tema altamente dinámico, el SAG debe necesariamente realizar esta acción, para apoyar el desarrollo de la agricultura nacional, e implementar procesos que permitan que el país se convierta en una potencia agroalimentaria.

Este sistema ha colaborado en el desarrollo agrícola nacional y en el reconocimiento internacional, como país exportador de productos silvoagropecuarios, trabajados y elaborados con los correspondientes estándares de inocuidad, que entregue la tranquilidad necesaria al consumidor final.

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Índice de Microorganismos Biocontroladores Agrobacterium radiobacter, 14, 15, 16, 128 Agrobacterium radiobacter cepa K84, 14, 16, 115 Aureobasidium, 39 Aureobasidium pullulans, 38, 51 Aureobasidium pullulans aislados ca80 y me99, 52 Aureobasidium pullulans 174b1, 51 Bacillus, 13, 18, 37, 39, 62, 70, 74, 95, 105 Bacillus amyloliquefaciens, 38 Bacillus brevis, 16 Bacillus licheniformis, 15, 16, 38 Bacillus megaterium, 38 Bacillus pumilus, 38 Bacillus sp., 18, 91, 105, 115 Bacillus spp., 15, 35, 40, 128 Bacillus subtilis / Azufre, 16 Bacillus subtilis cepa QST713, 16 Bacillus subtilis, 15, 16, 38, 46, 61, 62, 63, 69, 71, 105, 115, 128 Bacillus thuringiensis, 128 Beauveria bassiana, 128 Candida oleophila, 38 Candida saitoana, 51 Candida sake, 51 Chryseobacterium indologenes (syn Flavobacterium indologenes), 38, 93 Clonostachys rosea (=Gliocladium roseum), 38, 93, 106 Clonostachys sp., 106, 107 Cryptococcus albidus (syn. Rhodotorula albida), 15, 16, 38 Cryptococcus laurentii (syn. Rhodotorula laurentti), 38 Didymella, 91 Enterobacter cloacae, 38 Flavobacterium indologenes, 38, 93 Fusarium semitectum, 38 Gliomastix, 91 Klebsiella movilis (syn. Enterobacter aerogenes), 38 Lactobacillus acidophilus, 15, 16, 38, 128 Metarhizium anisopliae, 128 Metarhizium spp., 128 Metschnikowia fructicola, 51 Mucor sp. PDASTS10-4, 93, 94 Myrothecium roridum, 66 Myrothecium verrucaria, 128 Ophiostoma piliferum cepa albina, 104 Ophiostoma spp. cepas albinas, 104 Paecelomyces lilacinum, 128 Paecilomyces, 81 - 91 Paecilomyces lilacinus, 128 Paenibacillus, 62 Paenibacillus lentimorbus, 26, 61, 62, 63 Penicillium, 66, 91, 93 Penicillium sp. MALTS7-3, 93, 94 Penicillium sp. MS7-3, 94 Peniophora gigantea, 102

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Phialophora, 91 Phialophora sp., 95 Phragmidium violaceum, 14 Pichia, 39 Pichia anomala (syn Hansenula anomala), 39 Pichia guilliermondii aislado m11, 52 Pichia guilliermondii, 39 Pseudômonas, 91, 95, 115, 116 Pseudomonas aurantiaca PDAS7-8, 94, 95 Pseudomonas fluorescens, 14 Pseudomonas fluorescens cepa 2-79, 92 Pseudomonas fluorescens SACTS16-5, 94, 95 Pseudomonas putida, 38 Pseudomonas syringae, 38, 51 Rahnella aquatilis, 38 Rhodococcus erythropolis, 93 Rhodotorula glutinis, 39 Rhodotorula mucilaginosa, 39 Saccharomyces boulardii, 39 Saccharomyces cerevisiae, 39 Saccharomyces, 39 Schizosaccharomyces pombe (syn Saccharomyces pombe), 39 Serratia liquefaciens, 38 Stenotrophomonas maltophilia (syn Pseudomonas maltophilia, Xanthomonas maltophilia), 38 Trichoderma, 13, 18, 25, 37, 39, 53, 62, 66, 70, 71, 73, 74, 75, 76, 80, 81, 82, 91 Trichoderma asperellum, 66 Trichoderma atroviridae, 38 Trichoderma hamatum cepa Tubo, 81 Trichoderma harzianum, 15, 16, 17, 23, 24, 25, 26, 38, 39, 40, 45, 61, 62, 63, 66, 69, 70, 71, 75, 76 Trichoderma harzianum cepa 22, 15, 61, 63 Trichoderma harzianum cepa ATTCC 20847-T22, 15, 17 Trichoderma harzianum cepa mutante Th11A40.1, 66 Trichoderma harzianum cepa mutante Th11A80.1, 62 Trichoderma harzianum cepa mutante Th12A10.1, 46, 62 Trichoderma harzianum cepa mutante Th12A40.1, 62 Trichoderma harzianum cepa mutante Th12C40.1, 62 Trichoderma harzianum cepa mutante Th291A40.1, 66 Trichoderma harzianum cepa mutante ThF2-1, 46, 62, 67, 71 Trichoderma harzianum cepa Queule, 53, 81 Trichoderma harzianum cepa T-22, 17, 76 Trichoderma harzianum cepa T3 Los Robles, 15, 17 Trichoderma harzianum cepa Th11, 25, 66, 69, 70, 71 Trichoderma harzianum cepa Th11C80.3, 67 Trichoderma harzianum cepa Th12, 69, 70, 71 Trichoderma harzianum cepa Th15, 70 Trichoderma harzianum cepa Th16, 70 Trichoderma harzianum cepa Th21, 70 Trichoderma harzianum cepa Th291, 66, 67, 69, 71 Trichoderma harzianum cepa Th34, 66 Trichoderma harzianum cepa Th650, 69, 71 Trichoderma harzianum cepa ThF4-4, 69, 71 Trichoderma harzianum cepa ThF5-8, 67 Trichoderma harzianum cepa ThV, 66, 71 Trichoderma harzianum cepas 82, 83, 84, 85, 46

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Trichoderma harzianum Th650-NG7, 26, 62 Trichoderma koningii, 70, 92, 93, 95 Trichoderma koningii PDARVS10-6, 93, 94 Trichoderma longibrachiatum, 15, 38, 66 Trichoderma longibrachiatum cepa Soto, 81 Trichoderma longibratum, 17, 76 Trichoderma parceramosum, 17, 76 Trichoderma parceramosum (syn T. atroviride Bissett), 38 Trichoderma parceramosum cepa Trailes, 81 Trichoderma polysporum, 15, 16, 38, 61, 62, 63, 75, 76 Trichoderma sp., 18, 46, 62, 81, 93, Trichoderma spp., 15, 26, 35, 39, 40, 74, 76, 93, 107, 128 Trichoderma virens, 17, 38, 76 Trichoderma virens cepa Sherwood, 81, 82 Trichoderma viride, 15, 17, 38, 76 Ulocladium atrum, 38 Verticillium, 93

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