UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR FACULTAD DE …El Objetivo fue comprobar el efecto antibacteriano de...
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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE ODONTOLOGÍA
CARRERA DE ODONTOLOGÍA
Efectividad de la activación ultrasónica pasiva combinada con
láser de baja potencia en la eliminación del Enterococcus Faecalis.
Trabajo de titulación presentado como requisito previo a la obtención del título
de: Odontóloga.
Quito, Febrero 2020
AUTORA: Andrea Carolina Ordóñez García
TUTOR: Dr. Roberto Xavier Romero Cazares
ii
DERECHOS DE AUTOR
Yo, Andrea Carolina Ordóñez García en calidad de autor y titular de los derechos morales y
patrimoniales del trabajo de titulación EFECTIVIDAD DE LA ACTIVACIÓN
ULTRASÓNICA PASIVA COMBINADA CON LÁSER DE BAJA POTENCIA EN LA
ELIMINACIÓN DEL ENTEROCOCCUS FAECALIS, modalidad Proyecto de
Investigación, de conformidad con el Art. 114 del CÓDIGO ORGÁNICO DE LA ECONOMÍA
SOCIAL DE LOS CONOCIMIENTOS, CREATIVIDAD E INNOVACIÓN, concedo a favor
de la Universidad Central del Ecuador una licencia gratuita, intransferible y no exclusiva para
el uso no comercial de la obra, con fines estrictamente académicos.
Conservo a mi favor todos los derechos de autor sobre la obra, establecidos en la normativa
citada. Así mismo, autorizo a la Universidad Central del Ecuador para que realice la
digitalización y publicación de este trabajo de titulación en el repositorio virtual, de
conformidad a lo dispuesto en el Art. 144 de la Ley Orgánica de Educación Superior.
El autor declara que la obra objeto de la presente autorización es original en su forma de
expresión y no infringe el derecho de autor de terceros, asumiendo la responsabilidad por
cualquier reclamación que pudiera presentarse por esta causa y liberando a la Universidad de
toda responsabilidad.
Firma: __________________________________
Andrea Carolina Ordóñez García
C.C. 172422351-4
Dirección electrónica: [email protected]
iii
APROBACIÓN DEL TUTOR DEL TRABAJO DE TITULACIÓN
Yo, Dr. Roberto Xavier Romero Cazares, en mi calidad de tutor del trabajo de titulación,
modalidad Proyecto de Investigación, elaborado por Andrea Carolina Ordóñez García, cuyo
título es: “EFECTIVIDAD DE LA ACTIVACIÓN ULTRASÓNICA PASIVA
COMBINADA CON LÁSER DE BAJA POTENCIA EN LA ELIMINACIÓN DEL
ENTEROCOCCUS FAECALIS”, previo a la obtención de grado de Odontóloga, considero
que el mismo reúne los requisitos y méritos necesarios en el campo metodológico y
epistemológico, para ser sometido a la evaluación por parte del tribunal examinador que se
designe, por lo que lo APRUEBO, a fin de que el trabajo investigativo sea habilitado para
continuar con el proceso de titulación determinado por la Universidad Central del Ecuador.
En la ciudad de Quito, a los 17 días del mes de febrero del año 2020.
Dr. Roberto Xavier Romero Cazares.
Tutor
1714332382.
iv
APROBACIÓN DE LA PRESENTACIÓN ORAL/TRIBUNAL
El Tribunal constituido por la Dra. Alexie Izquierdo y la Dra. Gabriela Tapia. Luego de receptar
la presentación oral del trabajo de titulación previo a la obtención del título de Odontóloga
presentado por la señorita ORDÓÑEZ GARCÍA ANDREA CAROLINA. Con el título:
“EFECTIVIDAD DE LA ACTIVACIÓN ULTRASÓNICA PASIVA COMBINADA
CON LÁSER DE BAJA POTENCIA EN LA ELIMINACIÓN DEL ENTEROCOCCUS
FAECALIS”.
Emite el siguiente veredicto:
Fecha: 17 de febrero del 2020
Para constancia de lo actuado firman.
Nombre Apellido Calificación Firma
Presidente. Dra. Alexie Izquierdo ______________ _______________
Vocal. Dra. Gabriela Tapia _______________ _______________
v
DEDICATORIA
Este trabajo va dedicado a mis padres, Elza y
Patricio, que con su infinito amor han sabido
guiar mi vida con paciencia y cariño, gracias por
acompañarme en la búsqueda de este sueño; son
y siempre serán mi fuente inagotable de energía
amor y motivación.
A mis tíos Mery y Campos, por siempre estar
presentes en cada etapa de mi vida, gracias por
tener esa justa palabra de aliento y ese anhelado
abrazo fraterno.
Andrea Carolina Ordóñez García
vi
AGRADECIMIENTO
Quiero expresarle mi más sincero agradecimiento
al Dr. Roberto Romero, quien además de ser un
excelente maestro y profesional, como tutor se ha
permitido guiarme con paciencia y empatía
durante este proceso de titulación.
Y a la Dra. Adriana Andrade por su confianza,
gracias por siempre tener esa mano amiga
extendida.
vii
ÍNDICE DE CONTENIDOS DERECHOS DE AUTOR ....................................................................................................................... ii
APROBACIÓN DEL TUTOR DEL TRABAJO DE TITULACIÓN .................................................... iii
APROBACIÓN DE LA PRESENTACIÓN ORAL/TRIBUNAL ......................................................... iv
DEDICATORIA ...................................................................................................................................... v
AGRADECIMIENTO ............................................................................................................................ vi
RESUMEN ........................................................................................................................................... xiv
ABSTRACT .......................................................................................................................................... xv
INTRODUCCIÓN .................................................................................................................................. 1
CAPÍTULO I ........................................................................................................................................... 3
1. PROBLEMA................................................................................................................................... 3
1.1. Planteamiento del problema ............................................................................................... 3
1.2. Justificación ......................................................................................................................... 5
1.3. Objetivos.............................................................................................................................. 6
1.3.1. Objetivo General ......................................................................................................... 6
1.3.2. Objetivos Específicos ................................................................................................... 6
1.4 Hipótesis .............................................................................................................................. 7
1.4.1. Hipótesis alterna.......................................................................................................... 7
1.4.2. Hipótesis nula .............................................................................................................. 7
CAPÍTULO II ......................................................................................................................................... 8
1. MARCO TEÓRICO ......................................................................................................................... 8
1.1. Microbiología en Endodoncia .............................................................................................. 8
1.1.1. Biofilm ......................................................................................................................... 9
2.1.1.2. Definición ................................................................................................................ 9
2.1.1.3. Características del Biofilm ....................................................................................... 9
2.1.1.2.2. Protección de bacterias biológicas contra amenazas ambientales .................. 9
2.1.1.2.2. Tolerancia a los antimicrobianos ...................................................................... 9
2.1.1.2.3. Quorum sensing ............................................................................................. 10
2.1.1.4. Mecanismo de Formación y Adaptación ............................................................... 10
2.1.1.5. Biofilm de los conductos radiculares .................................................................... 11
2.1.2. Vías de contaminación .............................................................................................. 12
2.1.2.2. Comunicación directa con la cavidad oral ............................................................. 12
2.1.2.3. Túbulos Dentinarios .............................................................................................. 12
2.1.2.4. Enfermedad Periodontal ....................................................................................... 13
2.1.2.5. Contaminación por vía Hematógena ..................................................................... 13
2.1.2.6. Contaminación por Contigüidad o extensión ........................................................ 13
viii
2.1.3. Tipos de infecciones endodónticas ........................................................................... 14
2.1.3.2. Intrarradiculares .................................................................................................... 14
2.1.3.2.3. Infección Primaria .......................................................................................... 14
2.1.3.2.4. Infección Secundaria ...................................................................................... 14
2.1.3.2.5. Infección Persistente ...................................................................................... 15
2.1.3.3. Extrarradiculares ................................................................................................... 15
2.1.4. Enterococcus faecalis ................................................................................................ 16
2.1.4.2. Definición .............................................................................................................. 16
2.1.4.3. Características Generales ...................................................................................... 16
2.1.4.4. Virulencia y Patogenicidad .................................................................................... 17
2.1.4.5. Enterococcus Faecalis en Endodoncia ................................................................... 17
2.2. Preparación químico mecánica ......................................................................................... 18
2.2.1. Definición................................................................................................................... 18
2.2.2. Objetivos.................................................................................................................... 18
2.2.3. Instrumentación del conducto radicular ................................................................... 19
2.2.3.2. Características ....................................................................................................... 19
2.2.4. Irrigación .................................................................................................................... 20
2.2.4.2. Definición .............................................................................................................. 20
2.2.4.3. Objetivos ............................................................................................................... 20
2.2.4.4. Características de una solución irrigadora ideal ................................................... 20
2.2.4.5. Clasificación de los soluciones irrigadoras ............................................................ 21
2.2.4.6. Hipoclorito de sodio .............................................................................................. 23
2.2.4.6.3. Definición ....................................................................................................... 23
2.2.4.6.4. Características ................................................................................................ 23
2.2.4.6.5. Mecanismo de Acción .................................................................................... 24
2.3. Métodos complementarios de desinfección endodóntica ............................................... 24
2.3.1. Activación ultrasónica pasiva (PUI) ........................................................................... 25
2.3.1.2. Historia .................................................................................................................. 25
2.3.1.3. Definición .............................................................................................................. 26
2.3.1.4. Características ....................................................................................................... 26
2.3.1.5. Mecanismo de Acción ........................................................................................... 26
2.3.2. Láser .......................................................................................................................... 26
2.3.2.2. Propiedades del láser ............................................................................................ 27
2.3.2.3. Láser en Endodoncia ............................................................................................. 27
2.3.2.4. Terapia fotodinámica (PDT)................................................................................... 27
2.3.2.4.3. Definición ....................................................................................................... 28
ix
2.3.2.4.4. Mecanismo de Acción .................................................................................... 28
CAPÍTULO III ...................................................................................................................................... 29
3. METODOLOGÍA .......................................................................................................................... 29
3.1. Diseño de la investigación ................................................................................................. 29
3.2. Población de estudio y muestra ........................................................................................ 29
3.3. Criterios de inclusión y exclusión ...................................................................................... 29
3.4. Conceptualización de las variables .................................................................................... 30
3.5. Definición operacional de las variables ............................................................................. 31
3.6. Estandarización ................................................................................................................. 32
3.7. Manejo y métodos de recolección de datos ..................................................................... 32
3.8. Eliminación de desechos ................................................................................................... 48
3.9 Aspectos Bioéticos ................................................................................................................. 48
CAPÍTULO IV ...................................................................................................................................... 50
4. Análisis de los Resultados .......................................................................................................... 50
4.1. Discusión ................................................................................................................................ 57
4.2 Conclusiones ...................................................................................................................... 60
4.3. Recomendaciones ............................................................................................................. 61
Bibliografía ............................................................................................................................................ 62
x
ÍNDICE DE TABLAS
Tabla 1: Definición operacional de las variables. .................................................................... 31
Tabla 2: Resultados en UFC de cada etapa de desinfección. ................................................... 50
Tabla 3: Estadística descriptiva de los resultados de cada etapa. ............................................. 51
Tabla 4: Resultados de las pruebas de normalidad. ................................................................. 52
Tabla 5: Resultados de la comparación dos a dos. ................................................................... 54
Tabla 6: Eliminación de cada protocolo de desinfección expresado en porcentajes. .............. 54
Tabla 7: Eliminación total de microorganismos en cada etapa. ............................................... 56
xi
ÍNDICE DE GRÁFICOS
Gráfico 1: Cantidad Media de UFC por etapa. ....................................................................... 52
Gráfico 2: Resultados de la Prueba estadística de Friedman. ................................................. 53
Gráfico 3: Porcentajes de desinfección entre etapas. .............................................................. 55
Gráfico 4: Eliminación total de microorganismos. ................................................................. 56
xii
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1. Toma de radiografías periapicales. ....................................................................................... 32
Figura 2: Estandarización de piezas dentales ....................................................................................... 33
Figura 3: Apertura cameral e instrumentación hasta la lima Tipo K#20. ............................................ 34
Figura 4: Colocación de los dientes en bloques de yeso. ..................................................................... 34
Figura 5: Activación de la cepa de Enterococcus faecalis. .................................................................. 35
Figura 6: Elaboración del caldo nutritivo............................................................................................. 36
Figura 7: Turbidez de 0.5 en la escala de McFarland .......................................................................... 36
Figura 8: Inoculación de caldo nutritivo en las piezas dentales. .......................................................... 37
Figura 9: Transporte de la suspensión bacteriana. ............................................................................... 37
Figura 10: Colocación de los dientes en una caja metálica para la incubación. ................................... 38
Figura 11: Colocación de solución estéril. ........................................................................................... 39
Figura 12: Siembra de la muestra S1. .................................................................................................. 39
Figura 13: Contenedor donde se incubaron las muestras. .................................................................... 40
Figura 14: Conteo de UFC etapa S1. ................................................................................................... 40
Figura 15: Instrumental y materiales utilizados en la preparación químico mecánica. ........................ 41
Figura 16: Técnica Protaper universal. ................................................................................................ 42
Figura 17: Materiales y sustancias de irrigación. ................................................................................. 43
Figura 18: Desprendimiento del biofilm con una lima tipo k#15. ....................................................... 43
Figura 19: Toma de la muestra con conos de papel. ............................................................................ 44
Figura 20: Siembra ............................................................................................................................... 44
Figura 21: UFC muestra S2. ................................................................................................................ 45
Figura 22: Aplicación de Activación ultrasónica pasiva. ..................................................................... 45
Figura 23: UFC muestra S3. ................................................................................................................ 46
Figura 24: Aplicación de azul de metileno al 0.005%. ........................................................................ 47
Figura 25: Aplicación del láser. ........................................................................................................... 47
Figura 26: UFC muestra S4. ................................................................................................................ 48
xiii
ÍNDICE DE ANEXOS
Anexo A: Certificado de donación de piezas dentales. ......................................................................... 67
Anexo B: Solicitud para el uso de las instalaciones de la Facultad de Odontología UCE. ................... 68
Anexo C: Oficio de autorización del Centro de Biología UCE. ........................................................... 69
Anexo D: Autorización para el uso de equipos de esterilización, laboratorio de Prótesis y área de
Imagenología. ........................................................................................................................................ 70
Anexo E: Cotización de la cepa de Enterococcus faecalis y agares sangre Mueller Hinton. ............... 71
Anexo F: Certificado de autenticidad de la cepa de Enterococcus faecalis ATCC 29212 ................... 72
Anexo G: Certificado de bioseguridad, manejo de desechos y esterilización del Centro de Biología,
UCE. ...................................................................................................................................................... 74
Anexo H: Protocolo de manejo de desechos del Centro de Biología, UCE. ........................................ 75
Anexo I: Autorización para el manejo de desechos infecciosos de la Facultad de Odontología, UCE. 77
Anexo J: Tabla de resultados. ............................................................................................................... 78
Anexo K: Certificado de haber culminado la etapa experimental en el Centro de Biología, UCE. ..... 79
Anexo L: Certificado de confidencialidad de la investigadora y del tutor............................................ 80
Anexo M: Certificado de idoneidad ética y experticia de la investigadora y del tutor. ........................ 82
Anexo N: Certificado de conflicto de intereses de la investigadora y del tutor. ................................... 84
Anexo O: Certificado de autenticidad del tema, otorgado por la biblioteca. ........................................ 86
Anexo P: Certificado de viabilidad ética, otorgado por el Subcomité de ética en seres humanos de la
UCE. ...................................................................................................................................................... 87
Anexo Q: Renuncia de derechos de autor y propiedad intelectual del trabajo estadístico. .................. 89
Anexo R: Certificado Urkund ............................................................................................................... 90
Anexo S: Certificado de traducción del resumen. ................................................................................. 91
Anexo T: Autorización de publicación en el Repositorio Institucional ................................................ 92
xiv
Autora: Andrea Carolina Ordóñez García
Tutor: Dr. Roberto Xavier Romero Cazares
RESUMEN
El Objetivo fue comprobar el efecto antibacteriano de la irrigación ultrasónica pasiva (PUI)
combinada con terapia fotodinámica (PDT) como coadyuvantes de la preparación químico-
mecánica sobre biofilm maduro de Enterococcus Faecalis ATCC 29212. Metodología se
utilizaron 20 dientes humanos unirradiculares, de un solo conducto, pre-hidratados, pre-
autoclavados, que fueron inoculados con Enterococcus faecalis e incubados por 21 días a 37ºC.
Posteriormente se sometieron a diferentes técnicas de desinfección cuyos resultados fueron
evaluados en cuatro etapas: (S1) antes de la preparación químico mecánica; (S2) después de la
preparación químico mecánica; (S3) después de la activación ultrasónica pasiva (PUI); (S4)
después de la aplicación del láser de baja potencia (PDT). Las muestras de cada etapa fueron
recolectadas con conos de papel estériles #15 y sembradas en Agar sangre Mueller Hinton,
después de 24 horas de incubación se realizó el conteo de unidades formadoras de colonias.
(UFC). Resultados: a los datos obtenidos se les aplicó la prueba de normalidad Kolmogorov-
Smirnov, además se aplicó el test de Friedman para muestras pareadas en donde se obtuvo p<
0.05 lo que indica que existieron diferencias significativas en cada proceso, durante la
preparación químico- mecánica fue eliminado el 93.7% de biofilm de E. Faecalis, con la
aplicación de activación ultrasónica pasiva se eliminó el 99.4% y con la terapia fotodinámica
el 99.9%. Conclusión: la preparación químico mecánica reduce en gran porcentaje la cantidad
de E.faecalis, pero no los elimina por completo, el uso de técnicas complementarias de
desinfección como la activación ultrasónica pasiva y la terapia fotodinámica aumentan de
manera considerable el efecto antibacteriano.
TEMA: Efectividad de la activación ultrasónica pasiva combinada con láser de
baja potencia en la eliminación del Enterococcus faecalis.
PALABRAS CLAVE: ENTEROCOCCUS FAECALIS- PREPARACIÓN QUÍMICO
MECÁNICA- ACTIVACIÓN ULTRASÓNICA PASIVA- TERAPIA FOTODINÁMICA.
xv
TITLE: Effectiveness of passive ultrasonic activation combined with low power laser in
the elimination of Enterococcus faecalis.
Author: Andrea Carolina Ordóñez García
Tutor: Dr. Roberto Xavier Romero Cazares
ABSTRACT
The objective was to verify the antibacterial effect of passive ultrasonic irrigation (PUI)
combined with photodynamic therapy (PDT) as adjuvants of the chemical-mechanical
preparation on mature biofilm of Enterococcus Faecalis. Methodology: 20 unirradicular human
teeth were used, with a single duct, pre-hydrated, pre-autoclaved, which were inoculated with
Enterococcus faecalis and incubated for 21 days at 37 ° C. Subsequently they underwent
different disinfection techniques whose results were evaluated in four stages: (S1): Before
chemical mechanical preparation. (S2): After chemical mechanical preparation. (S3): After
passive ultrasonic activation (PUI). (S4): After the application of the low power laser (PDT).
The samples of each stage were seeded with sterile paper cones # 15 in Agar Mueller Hinton
blood, after 24 hours of incubation the colony forming units were counted. (CFU). Results: The
Kolmogorov-Smirnov normality test was applied to the data obtained, in addition the Friedman
test was applied for paired samples where p <0.05 was obtained indicating that there were
significant differences in each process, during the chemical-mechanical preparation 93.7% of
biofilm of E. Faecalis was eliminated, with the application of passive ultrasonic activation
99.4% was eliminated and with 99.9% photodynamic therapy was eliminated too. According
to the results obtained, it was concluded that the chemical-mechanical preparation greatly
reduces the amount of E.faecalis, but does not completely eliminate them and that the use of
complementary disinfection techniques such as passive ultrasonic activation and Photodynamic
therapy significantly increases the antibacterial effect.
KEYWORDS: ENTEROCOCCUS FAECALIS – CHEMICAL MECHANICAL
PREPARATION - PASSIVE ULTRASONIC ACTIVATION- PHOTODYNAMIC
THERAPY
1
INTRODUCCIÓN
En el tratamiento del sistema de conductos radiculares se tiene como fin fundamental eliminar
la mayor cantidad de microorganismos antes del proceso de obturación, objetivo que no se
cumple en su totalidad y que representa una posibilidad de fracaso en el tratamiento (1)
La supervivencia de los microorganismos en la región apical de los dientes juega un papel
importante debido a que la formación de un biofilm proporciona un ambiente que promueve la
supervivencia y permanencia de las bacterias, las cuales pueden desarrollar características
biológicas desde adaptación a cambios ambientales hasta presentar resistencia a los
antimicrobianos, elevando las probabilidades de reinfección. (1)(2)(3)(4)
La preparación químico mecánica del conducto ha sido y es, la etapa central y clave dentro de
un tratamiento endodóntico, se ha utilizado al hipoclorito de sodio como irrigante de elección
teniendo buenos resultados en la eliminación de microorganismos y desinfección del conducto,
sin embargo su efectividad es susceptible a varios factores como: concentración, temperatura o
tiempo de exposición, añadido a la compleja anatomía radicular.(1)(5)
Dentro de este entorno el Enterococcus faecalis es una bacteria que ha presentado resistencia al
hipoclorito de sodio en varias concentraciones y es considerado como uno de los principales
microorganismos asociados a infecciones persistentes. (6)
Con el avance de la tecnología se han puesto a disposición nuevas técnicas de desinfección
como la activación ultrasónica pasiva, que con su forma de acción permite un mejor
2
esparcimiento de la sustancia irrigadora y el uso de terapia fotodinámica que promueve a la
formación de un oxígeno altamente tóxico que interviene en la eliminación bacteriana. (7)(8)
Dentro de este contexto se realizó el presente estudio con el fin de comprobar la efectividad
antibacteriana de la activación ultrasónica pasiva (PUI), combinada con láser de baja potencia
(PDT), como coadyuvantes de la preparación químico mecánica en la eliminación de biofilm
maduro de Enterococcus faecalis.
3
CAPÍTULO I
1. PROBLEMA
1.1. Planteamiento del problema
El principal objetivo del tratamiento endodóntico es disminuir el número de microorganismos
y desinfectar los conductos radiculares para realizar una correcta obturación final, sin embargo
esto no se logra muchas veces en su totalidad y se coloca en riesgo el éxito del tratamiento. (1)
El Enterococcus Faecalis es un microorganismo que forma parte de la microflora normal del
cuerpo humano, se encuentra en cantidades pequeñas dentro de la cavidad oral, y soporta
condiciones ambientales extremas. (5)
Este microorganismo es considerado como uno de los más resistentes y uno de los principales
causante del fracaso del tratamiento endodóntico. (6)
Puede ser encontrado en lesiones endodónticas primarias y está involucrado en el desarrollo de
lesiones endodónticas secundarias, tiene la capacidad de invadir los túbulos dentinarios y
sobrevivir dentro de los canales radiculares y puede ser muy resistente frente a la
administración de antibióticos o sustancias intracanal, (5)
La preparación químico mecánica juega un papel fundamental en el tratamiento, la
instrumentación de los conductos conjuntamente con el uso de irrigantes como el Hipoclorito
de Sodio que es el más usado comúnmente, pueden ser altamente efectivos en la eliminación
de microorganismos y desinfección de los canales radiculares, sin embargo su eficacia es
susceptible ante ciertos factores como la concentración, temperatura, o tiempo de exposición y
la morfología de los canales radiculares complica la preparación mecánica dejando lugares
inasequibles para los instrumentos endodónticos limitando la penetración de los irrigantes.
(1)(5)
4
Estos factores pueden causar infecciones persistentes e incluso ocasionar resistencia bacteriana,
evidenciándose un fracaso del tratamiento. (1)
Entonces nos formulamos la siguiente interrogante:
¿Será que la activación ultrasónica pasiva (PUI) combinada con terapia fotodinámica (PDT)
aumenta el poder de desinfección al actuar como coadyuvantes del Hipoclorito de Sodio en la
eliminación del Enterococcus Faecalis?
5
1.2. Justificación
En la práctica endodóntica la eliminación completa de tejidos patológicos y microorganismos
patógenos del canal radicular durante el tratamiento de conducto antes de realizar la obturación
final corresponden a un ideal que no se ha podido cumplir aún. (7)
No existe un sistema infalible que erradique en su totalidad a los microorganismos causantes
de infecciones endodónticas durante la preparación y limpieza del conducto radicular. (1)
La presencia de infecciones persistentes y reincidentes se ha convertido en un obstáculo para
el éxito del tratamiento endodóntico. (7)
La compleja anatomía del sistema de conductos como la presencia de conductos laterales,
ramificaciones y curvaturas apicales, e incluso la presencia de barrillo dentinario disminuyen
la eficacia del tratamiento. (1)(2)
La preparación químico mecánica tiene como objetivo limpiar, conformar y desinfectar el
conducto radicular, es conocido que no más del 65% de la superficie de las paredes del sistema
de conductos es alcanzado por los instrumentos de preparación, por lo que es fundamental e
imprescindible que se combine la instrumentación con sustancias irrigadoras para tratar de
alcanzar lo más posible el objetivo de desinfección. (2)(9)
Es por todas estas razones que se ha vuelto indispensable buscar métodos complementarios
como coadyuvantes de la preparación químico mecánica para aumentar el nivel de desinfección
de los conductos radiculares.
El presente estudio in vitro se realizó con el objetivo de probar nuevas técnicas de desinfección
buscando un beneficio compartido para el profesional endodoncista así como para el paciente
sometido a terapia endodóntica.
6
1.3. Objetivos
1.3.1. Objetivo General
Comprobar el efecto antibacteriano de la irrigación ultrasónica pasiva (PUI) combinada con
terapia fotodinámica (PDT) como coadyuvantes del hipoclorito de sodio sobre biofilm maduro
de Enterococcus Faecalis.
1.3.2. Objetivos Específicos
Establecer el efecto antibacteriano de la preparación químico mecánica con hipoclorito
de sodio al 2.5% sobre biofilm maduro de Enterococcus Faecalis.
Establecer el efecto antibacteriano de la activación ultrasónica pasiva (PUI) como
coadyuvante de la preparación químico mecánica con hipoclorito de sodio al 2.5% sobre
biofilm maduro de Enterococcus Faecalis.
Determinar el efecto antibacteriano de la terapia fotodinámica (PDT) como coadyuvante
de la preparación químico mecánica con hipoclorito de sodio al 2.5% sobre biofilm
maduro de Enterococcus Faecalis.
Comparar el efecto antibacteriano entre: la preparación químico mecánica, activación
ultrasónica pasiva (PUI) y terapia fotodinámica (PDT), a través del conteo de Unidades
formadoras de colonias.
7
1.4 Hipótesis
1.4.1. Hipótesis alterna
H1: El uso de activación ultrasónica pasiva (PUI) combinado con terapia fotodinámica (PDT)
tiene un efecto antibacteriano mayor o igual que el Hipoclorito de sodio al 2.5% sobre un
biofilm maduro de Enterococcus Faecalis.
1.4.2. Hipótesis nula
H0: El uso de activación ultrasónica pasiva (PUI) combinado con terapia fotodinámica (PDT)
tiene un efecto antibacteriano menor que el Hipoclorito de sodio al 2.5% sobre un biofilm
maduro de Enterococcus Faecalis.
8
CAPÍTULO II
1. MARCO TEÓRICO
1.1. Microbiología en Endodoncia
El órgano pulpar es un área estéril que se puede alterar a través de caries dentales, grietas,
fracturas o vasos sanguíneos provenientes del periodonto. Una vez que las bacterias han
contaminado la pulpa no pueden ser alcanzados fácilmente por los mecanismos de defensa del
huésped, incapacitando al sistema inmune, dando origen a una infección endodóntica.
(1)(7)(10)
Las infecciones del conducto radicular por lo general están formadas por una combinación de
microorganismos. Cuando la infección es incipiente existen más cantidad de microorganismos
Gram positivos, anaerobios facultativos, sacarolíticos como por ejemplo: Lactobacillus y
Actinomyces spp, conforme la infección evoluciona el ambiente del conducto radicular se va
modificando al igual que la microbiota, es por eso que en una necrosis pulpar son comúnmente
aislados microorganismos Gram negativos anaerobios estrictos proteolíticos como Prevotella,
Porphyromonas y Fusobacterium, que inicialmente se ubican en el periápice del conducto
radicular pero después se extienden a lo largo del mismo. (7)(11)(12)
Existen bacterias que son capaces de generar resistencia a medicamentos y agentes
desinfectantes, como es el caso del Enterococcus Faecalis, microorganismo encontrado
generalmente en infecciones persistentes. (1)(5)(13)
Durante la infección estas especies forman comunidades de microorganismos adheridos a una
superficie formando una capa viscosa más conocida como biofilm haciendo hasta 1,000 veces
más difícil su eliminación. (13)(3)
9
1.1.1. Biofilm
2.1.1.2. Definición
El biofilm o biopelícula es una estructura altamente organizada, considerada como una
multicélula, que consiste en una agrupación de bacterias o microorganismo firmemente
adheridos a una superficie, sustrato o interfaz, envuelta en una matriz extracelular de
polisacáridos, además de ADN extracelular y proteínas. (3)(4)
También puede considerarse como una condensación de la microbiota, la disposición varía con
los microorganismos y nutrientes existentes en el ambiente donde se desarrollan. El biofilm
proporciona un entorno listo para que se efectúen mutaciones promoviendo aún más su
supervivencia y permanencia, esta habilidad es un factor a favor para la existencia de los
microorganismos ya que se adaptan de mejor manera a las condiciones del medio, haciendo que
sean hasta 1000 veces más difíciles de eliminar. (4)
2.1.1.3. Características del Biofilm
2.1.1.2.2. Protección de bacterias biológicas contra amenazas
ambientales
Las bacterias son capaces de formar estructuras celulares como una cápsula extracelular, o
secretar sustancias como polisacáridos, que ofrecen protección a todos los microorganismos
que forman parte del biofilm de condiciones ambientales nocivas como cambios en el pH,
radiación UV, o desecación. (4)
2.1.1.2.2. Tolerancia a los antimicrobianos
Es conocido que las bacterias tienen la capacidad de generar resistencia frente a los
antimicrobianos, la capa de polisacáridos extracelulares que secretan retrasa la difusión de las
sustancias antimicrobianas hacia las capas más profundas del biofilm, disminuyendo la eficacia
de su acción. (3)(4)
10
Otro factor que ayuda a la tolerancia de los microorganismos es la ubicación estratégica y
selectiva de los anaeróbios en los nichos más profundos del biofilm, convirtiéndose en
microorganismos persistentes. (4)
2.1.1.2.3. Quorum sensing
El quorum sensing es un sistema de señalización química utilizada por los microorganismos
para comunicarse entre sí, permite a ciertas bacterias monitorear el ambiente para otras
bacterias, logrando una alteración en el comportamiento grupal, debido a que los
microorganismos actúan de manera menos eficaz individualmente que en comunidad. La
combinación o asociación de la actividad de las bacterias aumenta la posibilidad de
superviviencia del biofilm. (4)
2.1.1.4. Mecanismo de Formación y Adaptación
Los microorganismos constituyen formas de vida capaces de soportar una amplia gama de
cambios morfológicos y fisiológicos. La formación de un biofilm es un proceso que sigue
cuidadosamente un conjunto de pasos, inicia con una deposición de una película
acondicionadora, y una adherencia primaria de microorganismos a una superficie de
preferencia rugosa como el esmalte dental, las bacterias Gram negativas utilizan la ayuda de
fimbrias o flagelos para lograr esta etapa inicial, en cambio las Gram positivas que carecen de
motilidad utilizan proteínas de superficie. (3)(14)(15)
Una vez cumplida la etapa de adherencia, inicia el proceso de colonización, crecimiento y
coadhesión de microorganismos planctónicos, las células comienzan a dividirse formando
pequeñas colonias en forma de hongos, con canales para el transporte de agua, elemento que
representa hasta el 97% de la estructura. Las bacterias secretan polisacáridos que constituyen
la matriz de la biopelícula, volviéndose una estructura atractiva para la adhesión y desarrollo
de otros microorganismos. (14)
11
El desprendimiento de microorganismos corresponde a la última etapa, una vez que las bacterias
alcanzan la madurez son liberadas para que puedan colonizar y formar otras biopelículas.
(3)(14)(15)
El proceso de adaptación de la biopelícula incluye una percepción y procesamiento de
información química del ambiente, los microorganismos son capaces de regular sus genes para
adaptarse a una condición de un ambiente en particular. En consecuencia conforme va
avanzando la coadhesión de bacterias al biofilm, los microorganismos difieren fenotípicamente
de sus homólogos planctónicos, es decir deben ajustarse a las condiciones para poder sobrevivir.
(3)
2.1.1.5. Biofilm de los conductos radiculares
Dentro de la cavidad oral, las bacterias transportadas por la saliva constituyen el principal
suministro de microorganismos que forman el biofilm dental, en Endodoncia la biopelícula se
divide en intracanal, de cemento o externa y periapical. (3)
Los conductos radiculares corresponden un microambiente que puede albergar a varias
especies microbianas, la flora bacteriana en el canal radicular va cambiando conforme va
avanzando la infección. (4)
Sundqvist y Fidgor (2003) manifestaron que la infección dentro del canal radicular “no es un
evento aleatorio”, y que avanza, se altera, modifica o potencia de acuerdo a los rasgos
fenotípicos de los microorganismos que la originan, estos deben presentar algunas
características comunes y compartidas que aumentan su potencial infeccioso y permanencia
dentro del canal, como capacidad para penetrar, nivel de crecimiento y resistencia a agentes
antimicrobianos, conjuntamente asociado a las modificaciones que presente el entorno, como
12
aumento de la tensión del oxígeno y cambios en el pH. La principal fuente de nutrición dentro
del conducto radicular corresponde a los restos de tejido pulpar. (4)(16)(17)
El infiltrado bacteriano en el canal radicular cuando inicia la infección es dominada por aerobios
y anaerobios facultativos, por lo general las infecciones endodónticas son polimicrobianas, y se
van modificando de acuerdo a las condiciones antes mencionadas. Los microorganismos
predominantes son Bacteroides, Prophyromonas, Prevotella, Fusobacterium, Especies de
Treponema, Peptostreptococcos, Eubacterium y Camphylobacter. (4)
Existen bacterias que resisten condiciones ambientales extremas así como también se adaptan
a la escases de nutrientes, el Enterococcus Faecalis es un microorganismo capaz de desarrollarse
y sobrevivir en este tipo de condiciones, siendo una bacteria comúnmente encontrada en
reinfecciones pos-tratamiento, considerada como una de las principales causantes de fracasos
endodónticos. (13)(3)(16)
2.1.2. Vías de contaminación
2.1.2.2. Comunicación directa con la cavidad oral
Esta comunicación puede deberse a lesiones de la corona como caries, fracturas dentarias
productos de traumatismos dento alveolares, grietas, fisuras de esmalte, atricción patológica
por bruxismo, oclusión traumática, abrasión, reabsorción interna o externa y por maniobras
operatorias que exponen accidentalmente el tejido, rompiendo la barrera física que protege al
órgano pulpar, poniéndola en contacto directo con el microambiente de la cavidad oral, la pulpa
queda expuesta a las bacterias y a sus toxinas. (11)(16)
2.1.2.3. Túbulos Dentinarios
La pulpa se puede contaminar por la comunicación con dentina cariada a través de los túbulos
dentinarios, la permeabilidad dentinaria aumenta cerca de la pulpa debido al mayor diámetro y
densidad de los túbulos. La invasión bacteriana ocurre con mayor rapidez en dientes no vitales
13
que en dientes vitales debido a que en un diente vital la salida del líquido dentinario y del
contenido tubular altera la permeabilidad dentinaria y retrasan este proceso. En cambio en un
diente no vital, los túbulos dentinarios son completamente permeables. (11)(18)
2.1.2.4. Enfermedad Periodontal
Los microorganismos presentes en enfermedad periodontal podrían alcanzar la pulpa por las
mismas vías que los microorganismos intraconductales llegan al periodonto, pero se ha
comprobado que, aunque puedan producirse cambios degenerativos e inflamatorios de diversa
consideración en la pulpa de los dientes con enfermedad periodontal, solo se produce necrosis
si la bolsa periodontal llega hasta el foramen apical, provocando daños irreversibles en los
principales vasos sanguíneos. (18)
2.1.2.5. Contaminación por vía Hematógena
Este tipo de contaminación se da por el transporte de bacterias a través de la sangre o linfa
mediante un proceso llamado Anacoresis, que corresponde a captar a los microorganismos que
se encuentran presentes en la circulación hacia los tejidos inflamados o necróticos, Sin embargo
esta forma de contaminación pulpar es muy rara y poco frecuente, suele darse cuando existe
una sobre instrumentación de los conductos radiculares y que los tejidos periodontales
periapicales hayan sufrido una lesión durante el proceso de bacteremia. (11)(18)(19)
2.1.2.6. Contaminación por Contigüidad o extensión
Este tipo de contaminación se refiere a que la pulpa puede contaminarse por procesos
infecciosos adyacentes pre existentes como necrosis de dientes contigüos, tumores, quistes
periapicales, procesos necróticos óseos como osteítis u osteomielitis. (11)
14
2.1.3. Tipos de infecciones endodónticas
2.1.3.2. Intrarradiculares
Las infecciones endodónticas intrarradiculares se presentan cuando un grupo de bacterias
logran invadir y contaminar el tejido pulpar, mediante el acceso a través de cualquier vía citada
anteriormente, el conducto radicular puede albergar hasta 50 especies bacterianas. Este tipo de
infecciones se clasifican en tres categorías dependiendo del momento en el que los
microorganismos logran colonizar el conducto radicular. (20)
2.1.3.2.3. Infección Primaria
Los microorganismos que invaden y colonizan inicialmente el tejido pulpar provocan una
infección intrarradicular primaria, inicial o virgen. Los participantes invaden la pulpa y
provocan una inflamación o necrosis pulpar. (18)(20)
Las infecciones endodónticas primarias se caracterizan por acumulación de bacterias
anaerobias Gram positivas y Gram negativas contituídas por 10-30 especies bacterianas y de
103-108 células bacterianas por conducto, entre los géneros más comunes están
Peptostreptococcus, Eubacterium, Actinomyces, y estreptococos facultativos o microaerófilos.
(7)(18)
2.1.3.2.4. Infección Secundaria
Esta infección es causada por microorganismos que no estaban presentes en la infección
primaria pero que han accedido a los conductos radiculares en algún momento tras la
intervención del profesional. Las bacterias pueden penetrar durante el tratamiento, entre una
intervención u otra, o incluso tras la obturación del conducto radicular. (18)(20)
Las principales causas de contaminación son restos de placa dental, cálculo o caries de la
corona, existencia de fugaz en el dique de goma, contaminación de los instrumentos
endodónticos. (18)
15
En infecciones secundarias intrarradiculares, se encuentran géneros como Pseudomonas,
especies de Staphylococcus, Escherichia coli, Candida, y Enterococcus faecalis comúnmente.
(7)(20)
2.1.3.2.5. Infección Persistente
Este tipo de infecciones también llamadas recurrentes, son causadas por microorganismos
capaces de resistir los tratamientos antimicrobianos intrarradiculares y soportar períodos de
privación de nutrientes, los implicados son microorganismos sobrevivientes o restos de
infecciones primarias y secundarias. (18) La microbiota asociada tiene un predominio de
bacterias Gram positivas anaerobias facultativas, también pueden aislarse hongos en una
frecuencia bastante superior en relación a los otros tipos de infecciones, el Enterococcus
Faecalis es un microorganismo aislado comúnmente. (7)(20)
2.1.3.3. Extrarradiculares
Las lesiones extrarradiculares por lo general son producto de la diseminación de las bacterias y
toxinas de la necrosis pulpar o de una pulpitis irreversible, causando respuestas inflamatorias
en los tejidos perirradiculares y óseos adyacentes. Sin embargo también existen causas no
microbiológicas que pueden desencadenar este tipo de lesiones como por ejemplo reacciones
adversas a un cuerpo extraño, o materiales de obturación extravasados. (20)(21)
El absceso apical agudo es la forma más habitual en la que se presenta una infección
extrarradicular dependiente de un proceso infeccioso de la pulpa, se presenta como una
inflamación que secreta contenido purulento acompañado de sintomatología como dolor, fiebre,
linfoadenopatías, sensación de extrusión dental y alta reactividad a pruebas de palpación y
percusión. Sin embargo también existen formas de infecciones extrarradiculares que no se
encuentran vinculadas a procesos pulpares como es el caso de la Actinomicosis apical, que
corresponde a la forma más común de infecciones independientes, es una inflamación que por
16
lo general no va acompañada de sintomatología, corresponde a la formación de una biopelícula
en la región apical del cemento, las bacterias comúnmente aisladas en este tipo de infección
incluyen especies de Actinomyces siendo los más habituales A. israelii, A. naeslundii, A.
odontolyticus, A. viscosus, también se han encontrado Propionibacterium propionicum,
Porphyronoma gingivalis, Prevotella intermedia, y Fusobacterium nucleatum. (18)(20)
2.1.4. Enterococcus faecalis
2.1.4.2. Definición
El Enterococcus Faecalis es una bacteria cocácea, Gram positiva, anaerobia facultativa, que
forma parte de la microflora del tracto gastrointestinal y genitourinario del ser humano, también
se lo puede encontrar en cantidades muy bajas formando parte de la flora bucal, es capaz de
adaptarse a condiciones extremas por lo que es causante de infecciones persistentes. (5)(22)
2.1.4.3. Características Generales
El Enterococcus Faecalis en la antigüedad era clasificado dentro de los Streptococccus
pertenecientes al grupo D de Lancefield, a partir del año 1970 fue considerado como un género
independiente. (22)(23)
Constituyen células esféricas u ovoides de un diámetro que va entre 0,6-2,0 x 0,6- 2.5µm, se
suelen presentar en pares o cadenas cortas y no son formadores de endosporas. (22)
Son cocos Gram positivos, anaerobios facultativos, disponen de un metabolismo que es capaz
de fermentar a una gran variedad de carbohidratos en especial el ácido láctico, se desarrollan a
temperaturas que varían entre los 10°C y los 45°C, siendo la temperatura ideal para su
crecimiento 37°C, sobreviven a la exposición de temperaturas de hasta 60°C en un tiempo de
30 minutos. Son productores de ambientes ácidos con un pH que varía entre 4,2 - 4,6 pero
pueden desarrollarse en ambientes con pH de hasta 9,6. (22)
17
Las colonias en los agares se presentan con un aspecto incoloro o gris con un diámetro que va
entre los 2-3 mm. (22)
Forman parte comúnmente de la microflora del ser humano y de otros animales, encontrándose
particularmente a nivel del tracto gastrointestinal, genitourinario y en niveles más bajos a nivel
bucal, además de resistir condiciones ambientales extremas, estos microorganismos presentan
una alta resistencia a los antimicrobianos de uso frecuente como la ampicilina convirtiéndose
en una amenaza terapéutica. (22)(23)(24)
2.1.4.4. Virulencia y Patogenicidad
El Enterococcus Faecalis presenta un bajo potencial patógeno, pero existen ciertas condiciones
que en las que actúa como patógeno oportunista, por ejemplo, en pacientes de la tercera edad,
pacientes inmunocomprometidos, presencia de co-morbilidad (neoplasias, hemopatías
malignas, VIH-Sida), pacientes con trasplantes, pacientes sometidos a procesos invasivos
(quimioterapia, radioterapia, diálisis), o pacientes con dispositivos invasivos (marcapasos).
(22)(23)
También se lo considera un microorganismo de baja virulencia, como posibles factores de
virulencia de esta bacteria se encuentran la presencia de hemolisinas, sustancias de agregación,
proteasas y aglutininas, además la presencia de carbohidratos a nivel de la pared celular facilitan
la unión a los tejidos del huésped. (22)(23)(24)
2.1.4.5. Enterococcus Faecalis en Endodoncia
A nivel bucal existen ciertas bacterias que son capaces de adaptarse a condiciones ambientales
extremas, como niveles de pH muy alcalinos o muy ácidos, a concentraciones elevadas de sales
o metales pesados, a variaciones en el nivel de oxígeno, e incluso a niveles muy bajos de
nutrientes, causando infecciones persistentes. (5)
18
El Enterococcus Faecalis es una bacteria con una alta respuesta adaptativa, se encuentra
comúnmente en las infecciones endodónticas persistentes, forma biopelículas intracanal, invade
los túbulos dentinarios y las fibras de colágeno, tiene la capacidad de sobrevivir dentro del
conducto radicular sin el soporte de otra bacteria, presenta resistencia a ciertos antibióticos,
sustancias de irrigación y también a medicamentos intracanal como el Hidróxido de Calcio, por
lo que su eliminación se ha convertido en un verdadero desafío para el profesional
endodoncista. (1)(7)(5)(2)
2.2. Preparación químico mecánica
2.2.1. Definición
En Endodoncia se define a la preparación químico mecánica como el uso de sustancias
químicas combinadas con técnicas de instrumentación, en el proceso de limpieza y
conformación de los conductos radiculares previos a la obturación final. (9)(25)
2.2.2. Objetivos
Biológico: La preparación químico- mecánica biológicamente tiene como objetivo remover los
residuos de pulpa vital y necrótica así como también eliminar a las bacterias y sus toxinas que
se encuentren dentro del canal radicular, además de conservar la integridad y anatomía de los
conductos radiculares preservando una correcta densidad de dentina. (9)(26)
Funcional: El objetivo funcional de la preparación químico mecánica es la de desinfectar, y
crear un espacio dentro de los conductos radiculares para favorecer a una correcta obturación
final y evitar que se desarrolle un nuevo proceso infeccioso que pueda comprometer a los tejidos
adyacentes, asegurando la continuidad de la vida útil del órgano dental dentro de la cavidad
bucal. (9)(26)
19
2.2.3. Instrumentación del conducto radicular
Dentro del acondicionamiento químico mecánico, es necesaria y fundamental una correcta
conformación del conducto radicular para cumplir en gran parte la finalidad del tratamiento,
definiendo así a la instrumentación o preparación endodóntica como la utilización de
instrumentos ya sean manuales o rotatorios para dar una forma apropiada al conducto radicular,
respetando su longitud, posición y curvatura individual, durante el proceso de preparación de
un órgano dentario para su posterior obturación final en el tratamiento endodóntico. (9)(25)(26)
2.2.3.2. Características
El conducto debe obtener una conicidad progresiva de abajo hacia arriba. (9)
Debe limitarse a la longitud del conducto radicular, ya que las extensiones pueden
provocar inflamación en los tejidos periapicales. Sin embargo se realiza una excepción
cuando hay la existencia de un absceso apical para drenar el contenido purulento. (9)(25)
Debe formarse el espacio suficiente para que ingresen con facilidad las soluciones
irrigadoras, medicamentos intra-conducto y materiales de obturación. (9)
Se tiene que respetar la posición y curvatura del órgano dental, utilizando instrumentos
que se acoplen a la anatomía del diente. (9)
Mantener el foramen apical lo más pequeño posible para evitar el paso de irrigantes a
los tejidos adyacentes y sobre obturaciones. (9)
Para esta etapa se han propuesto varias técnicas de instrumentación, entre las más populares se
encuentran: la técnica Crown Down o corono apical, La técnica Step Back o apico coronal, y
la técnica híbrida que combina a las dos anteriores. Es importante que durante este proceso se
implemente el uso de sustancias irrigadoras para elevar el grado de desinfección, lubricación y
reducir la tensión que se ejerce entre las paredes del canal radicular y el instrumento. (9)(25)
20
2.2.4. Irrigación
El fin del tratamiento endodóntico es lograr eliminar restos de tejido pulpar, bacterias y sus
productos del conducto radicular, y sobre todo evitar la reinfección del mismo. Para que este
proceso se pueda efectuar con éxito es necesario combinar métodos que logren cumplir con
eficacia el objetivo del tratamiento. (27)
La preparación mecánica ya sea manual o rotatoria es eficaz en el momento de eliminar restos
de tejido, en la conformación y preparación del conducto radicular, más no es suficiente en el
proceso de desinfección debido a la compleja anatomía de los conductos radiculares, por lo que
es necesario la incorporación de la preparación química al proceso. (27)(28)
2.2.4.2. Definición
Haapasalo & col (2010) se refieren a la irrigación como el proceso en el que se deposita una o
más sustancias en el espacio del canal radicular a través de jeringas o puntas de metal. (27)
2.2.4.3. Objetivos
Limpieza: Contribuir en la remoción, disolución y eliminación de restos de tejido pulpar
y barrillo dentinario. (29)
Desinfección: Eliminar todo tipo de bacterias existentes en el canal radicular y sus
toxinas. (27)(29)
Lubricación: Facilitar la acción mecánica de conformación y preparación del conducto
radicular a los instrumentos mecánicos. (29)
2.2.4.4. Características de una solución irrigadora ideal
Es de vital importancia que el medio químico presente una gran eficacia en el momento de la
limpieza y desinfección dentro de los conductos radiculares, cabe recalcar que no existe una
solución irrigadora ideal que cumpla al 100% con los requerimientos durante el tratamiento
21
endodóntico, por lo que la mayoría de las veces es necesario combinar dos sustancias
irrigadoras, o utilizar medios complementarios de desinfección. (27)(29)
Una solución irrigadora ideal debe cumplir con las siguientes características:
Bajo costo
Reducción de la fricción.
Control de la temperatura
Capacidad de disolver tejido ya sea vital o necrótico.
Escasa toxicidad a tejidos vitales circundantes.
Tener la capacidad de mantener humectado el conducto.
Tener capacidad antibacteriana.
Mejorar la instrumentación mecánica.
No tener efectos adversos al combinarse con otros componentes.
No debilitar la dentina
2.2.4.5. Clasificación de los soluciones irrigadoras
Compuestos halogenados Dentro de este grupo se encuentran el Hipoclorito de
sodio en sus diferentes concentraciones y la
Clorhexidina, en la actualidad constituyen los irrigantes
de elección en la práctica endodóntica, debido a que
sumado a su capacidad bactericida entre otras
propiedades son los compuestos que tienen menos
posibilidad de causar reacciones de sensibilidad. (30)
Solución de hipoclorito de sodio al 0.5% (solución de Dakin)
Solución de hipoclorito de sodio al 1% + Ácido bórico (solución de Milton)
Solución de hipoclorito de sodio al 2.5 %(licor de Labarraque)
Solución de hipoclorito de sodio al 4-6,5%(soda clorada doblemente
concentrada)
22
Solución de hipoclorito de sodio al 5.25% (preparación oficial, USP)
Solución de Gluconato de Clorhexidina al 2%
Detergentes sintéticos Son sustancias semejantes al jabón que cumplen de
manera eficiente la función de limpieza ya que se
adaptan a las irregularidades del conducto, debido a que
aumentan el poder humectante del agua, y también
mantienen los residuos en la superficie disminuyendo su
dispersión gracias a que poseen una baja tensión
superficial. (30)
Duponol C al 1 (alquil – sulfato de sodio )
Zefirol cloruro de alquildimetil bencilamonio.
Polisorbato 80
Quelantes Son soluciones que tienen la capacidad de formar una
combinación con iones metálicos para irlos eliminando a
través de un proceso denominado quelación, están
indicados en Endodoncia para facilitar la preparación
biomecánica de conductos atrésicos o calcificados. (30)
Soluciones de ácido etilenodiaminotetracetico EDTA
Largal ultra (agente quelante comercial)
Redta (agente quelante comercial)
Otras sustancias irrigadoras: (30)
Agua destilada esterilizada
Agua de hidróxido de calcio
Peróxido de hidrogeno
Suero fisiológico
Solución de ácido cítrico
23
2.2.4.6. Hipoclorito de sodio
El hipoclorito de sodio es la solución más utilizada como irrigante en la práctica endodóntica,
las concentraciones que por lo general se utilizan varían entre 0.5 y 2.5%, posee un efecto
antibacteriano muy elevado, mata casi de manera inmediata a la mayoría de microorganismos
con tan solo el primer contacto, debido a bloquea algunas actividades celulares. Químicamente
se encuentra formado por la unión de ácido hipocloroso, quien es el responsable de la actividad
antibacteriana y por hidróxido de sodio. (27)(29)
2.2.4.6.3. Definición
Esta solución ha sido definida por la Asociación Americana de Endodoncia, como un líquido
altamente alcalino, claro de color verde amarillento que posee un fuerte olor característico a
cloro, poseedor de un gran efecto antibacteriano y que además tiene la capacidad de disolver
tejido necrótico y restos orgánicos. (31)
2.2.4.6.4. Características
Posee una potente acción antimicrobiana.
Es altamente efectivo en la disolución de tejido orgánico, como restos de tejido pulpar
y fibras colágenas.
No remueve por si solo el barrillo dentinario pero si tiene efecto sobre los componentes
orgánicos de la dentina.
Es una solución muy agresiva con los tejidos.
Es altamente alcalino con un pH de 11,6.
Posee una baja tensión superficial.
Contribuye en la lubricación del conducto radicular durante la preparación biomecánica.
24
2.2.4.6.5. Mecanismo de Acción
El Hipoclorito de sodio opera basado en tres mecanismos:
Saponificación: mecanismo en donde actúa como un solvente orgánico y reduce la
tensión superficial de la solución remanente. (32)
Neutralización: en este mecanismo el hipoclorito de sodio neutraliza aminoácidos
formando sal y agua. (32)
Cloraminación: existe una reacción entre el cloro y el grupo amino dando origen a las
cloraminas, que interrumpen el ciclo celular. (32)
Existen tres factores que pueden alterar la eficacia del hipoclorito de sodio, estos son la
concentración, temperatura y pH, varios autores afirman que las concentraciones más bajas son
menos eficaces que las más elevadas, sin embargo aquí también juega un papel muy importante
la frecuencia y la cantidad con la que se utilice la solución. En cuanto a la temperatura, el
calentamiento del hipoclorito de sodio aumenta su capacidad bactericida y de disolución de
tejidos, además es necesario recordar que es una sustancia altamente alcalina, y que para
mantener en estado óptimo sus propiedades es necesario conservarla y preservar su equilibrio
para evitar que su eficacia y velocidad de acción disminuyan. (27)(29)(32)
2.3. Métodos complementarios de desinfección endodóntica
Es conocido que el objetivo de la terapia endodóntica es reestablecer el estado de asepsia que
originalmente es característico del conducto radicular pero que ha sido alterado por la
intervención de microorganismos durante una infección. (33)
Debido a la variante y compleja anatomía de los conductos radiculares este proceso se ha
convertido día a día en un desafío para el profesional endodoncista, a lo largo del tiempo se ha
utilizado la preparación químico mecánica durante este proceso de desinfección y preparación
del conducto obteniendo resultados favorables, sin embargo la acumulación de barrillo
25
dentinario, la presencia de conductos accesorios, deltas apicales y la resistencia que han
desarrollado ciertas bacterias a los antimicrobianos han hecho que la limpieza completa del
conducto no se realice en su totalidad. (1)(34)
Por todos los motivos antes mencionados y con ayuda de la tecnología se ha vuelto imperativo
desarrollar nuevos métodos de desinfección que complementen el procedimiento tradicional de
limpieza y preparación de los conductos radiculares, aumentando la eficacia del tratamiento,
tratando de evitar un posible riesgo de re-infección. (33)
Dentro de los nuevos métodos complementarios de desinfección en la práctica endodóntica y
de especial interés para este estudio se encuentran, la activación ultrasónica pasiva (PUI), el
uso de láser y la terapia fotodinámica. (PDT).
2.3.1. Activación ultrasónica pasiva (PUI)
2.3.1.2. Historia
La activación ultrasónica pasiva corresponde a un método complementario utilizado en la
desinfección de conductos en la práctica endodóntica. Weller & col (1980) describió este
procedimiento por primera vez, relacionándolo con el adjetivo “pasivo” debido a que no ejerce
ninguna acción de corte, a pesar de eso corresponde a un proceso activo en el que existe una
transmisión de energía, sin embargo la primera aplicación de este método se le confiere a
Richman quien empleó un cavitron y lo acopló al tratamiento endodóntico con muy buenos
resultados y un posoperatorio altamente favorable. (35)(36)
Desde entonces el uso de la activación ultrasónica ha sido considerado como un complemento
de elección en la desinfección del canal radicular. (36)
26
2.3.1.3. Definición
Es un método complementario de desinfección endodóntica que utiliza un inserto activado
ultrasónicamente que energiza al irrigante dentro del canal y produce una mejor dispersión del
mismo, y ayuda a que penetre a lo largo de las paredes de la raíz. (7)(37)
2.3.1.4. Características
Activa de manera eficaz a la sustancias irrigadora.
Contribuye con el proceso de limpieza del canal radicular.
Ayuda con el desbridamiento del barrillo dentinario.
Ayuda a la dispersión del irrigante por las irregularidades del conducto.
Contribuye en la eliminación de microorganismos.
2.3.1.5. Mecanismo de Acción
Este tipo de dispositivos transforman la energía eléctrica en ondas ultrasónicas, cuya frecuencia
en la práctica odontológica es de 30 kHz, presenta un inserto o punta que se activa con esta
energía dentro del canal radicular, formando una burbuja que crece hasta cierto punto y explota
creando una temperatura mayor a los 5.000° C y una presión mayor a las 500 atmósferas, que
agita a la solución irrigadora, ayuda a su activación y facilita su penetración en las
irregularidades del conducto, además ayuda a la eliminación del barrillo dentinario, de bacterias
y de sus productos, potenciando el efecto del irrigante y de la preparación manual. (35)(36)
Cabe recalcar que la activación ultrasónica pasiva, se aplica de manera independiente a la
instrumentación, no de manera simultánea a la misma, después de que la sustancia irrigadora
se encuentre dentro del canal radicular con el propósito de aumentar o potenciar su efecto. (38)
2.3.2. Láser
La palabra láser viene de las siglas que significan amplificación de luz por emisión estimulada
de radiación, esta palabra fue utilizada en sus inicios en 1957 por Gordon Gould, sin certificarla,
27
por lo que Theodore Maiman la patentó fabricando el primer láser de rubí, este láser fue
utilizado por primera vez en 1965 por el físico León Goldman en tejidos dentales, sin éxito
debido a un desmedido daño térmico. (39)
2.3.2.2. Propiedades del láser
Monocromaticidad: esta propiedad se refiere a que la luz emitida por el láser tiene corresponde
a una longitud de onda determinada dentro del espectro electromagnético. (39)
Direccionalidad: la luz láser tiene la capacidad de canalizarse a un punto específico y no
difundirse en el espacio. (39)
Coherencia: esta propiedad corresponde a que los fotones de la luz láser poseen una misma
cantidad de energía y una misma forma de impulsión lo que hace que se comporten y se
movilicen de la misma manera. (39)
2.3.2.3. Láser en Endodoncia
El uso de láser en Endodoncia es una práctica nueva, está dentro de los de las técnicas
complementarias de desinfección, con la finalidad de mejorar los resultados de la práctica
endodóntica tradicional. (36)(39) Se lo utiliza para:
Procedimientos de protección pulpar en dientes deciduos.
Mejorar los procesos de limpieza y desinfección.
Mejora procesos los procedimientos de sellado apical.
Ayuda en la descontaminación del sistema de conductos.
2.3.2.4. Terapia fotodinámica (PDT)
En este tipo de terapia endodóntica también llamada desinfección fotoactivada, o quimioterapia
fotoactivada apareció alrededor del año 1900, consiste en la aplicación de luz láser combinada
con el uso de foto-sensibilizadores antimicrobianos introducidos con anterioridad en el canal
28
radicular, se encuentra formando parte de los métodos complementarios de desinfección en
Endodoncia. (8)(10)
2.3.2.4.3. Definición
Se define a la terapia fotodinámica como la inactivación de células inducidas por luz, en
presencia de sustancias foto- sensibilizadoras. (40)
2.3.2.4.4. Mecanismo de Acción
El mecanismo de acción de la terapia fotodinámica se realiza en dos etapas; la primera
básicamente consiste en la aplicación de una sustancia química no tóxica en los tejidos, que
corresponde a un foto- sensibilizador, entre los más utilizados tenemos, el azul de metileno y el
azul de toluidina, la segunda etapa de desarrolla cuando esta sustancia es expuesta a la luz en
presencia de oxígeno, durante su activación se emiten una serie de reacciones que dan como
resultado la producción de radicales libres y una especie de oxígeno altamente reactivo
denominado singlete, que provocan la oxidación de los órganos celulares de las bacterias como
la membrana celular, ADN, o pueden causar daños irreversibles en el sistema de transporte de
la membrana, detonando en la muerte celular. (8)(39)(10)(40)
29
CAPÍTULO III
3. METODOLOGÍA
3.1. Diseño de la investigación
Experimental in vitro: en la presente investigación se utilizaron piezas dentales fuera de un
organismo vivo, en las cuales se realizó la manipulación y control de las variables tomando en
cuenta criterios de inclusión y exclusión, con el fin de comprobar la efectividad antibacteriana
de la activación ultrasónica pasiva combinada con láser de baja potencia sobre biofilm maduro
de Enterococcus faecalis, como coadyuvantes a la preparación químico mecánica del conducto
radicular, se tomaron cuatro muestras por cada pieza dental después de cada proceso y se
evaluaron los resultados a través del conteo de Unidades formadoras de colonias (UFC). El
procedimiento se llevó a cabo en el Laboratorio de Microbiología del Centro de Biología de la
Universidad Central del Ecuador, bajo un ambiente estrictamente controlado.
Este estudio también es de tipo comparativo, se realizó una comparación intra-etapas de las
muestras.
3.2. Población de estudio y muestra
El muestreo utilizado en este estudio fue no probabilístico por conveniencia: El tamaño de
muestra fue elegido por necesidad propia de la autora (41), basada en la metodología aplicada
por Souza & col. 2010. (8)
Se utilizaron 20 dientes unirradiculares que cumplieron con todos los criterios de inclusión y
fueron sometidos a las cuatro etapas bajo las mismas condiciones. Las piezas dentales fueron
recolectadas, extraídas por motivos ortodónticos o protésicos y donadas por la Clínica Dental
“Rayos X”, cuya propietaria conoce el destino y el uso que recibieron en la Investigación.
(Anexo A)
3.3.Criterios de inclusión y exclusión
3.3.1. Inclusión
Dientes Unirradiculares
Dientes con angulación de Schneider menor a 20°.
Dientes que presenten un solo conducto radicular.
Dientes con ápex totalmente formado.
30
Sin fractura radicular
Sin presencia de caries radicular
3.3.2. Exclusión
Dientes con conductos calcificados
Dientes que sufran fracturas durante la preparación
Dientes con tratamiento endodóntico previo
Dientes con enanismo radicular
3.4. Conceptualización de las variables
3.4.1. Variable Dependiente
Efecto antibacteriano: Término que se confiere a una sustancia que es capaz de inhibir o
eliminar microorganismos. (42)
3.4.2. Variables Independientes
Preparación químico mecánica: Es la combinación de métodos de instrumentación ya sean
manuales o rotatorios con una o más sustancias irrigadoras en el proceso de desinfección y
conformación del conducto radicular durante el tratamiento endodóntico. (1)
Activación ultrasónica pasiva (PUI): Es un método complementario de desinfección
endodóntica que utiliza un inserto activado ultrasónicamente que energiza al irrigante dentro
del canal y produce una mejor dispersión del mismo y ayuda a que penetre a lo largo de las
paredes de la raíz. (7)(37)
Terapia fotodinámica (PDT): La terapia fotodinámica o también conocida como desinfección
fotoactivada utiliza luz a una longitud de onda específica para activar a un tinte fotoactivo
(fotosensibilizador) en presencia de oxígeno, dando lugar a moléculas altamente reactivas
capaces de matar microorganismos o dañar sus células esenciales. (8)(40)
31
3.5.Definición operacional de las variables
Tabla 1: Definición operacional de las variables.
VARIABLE DEFINICIÓN OPERACIONAL TIPO CLASIFICACIÓN INDICADOR
CATEGÓRICO
ESCALAS DE
MEDICIÓN
Efecto
antibacteriano
Capacidad que tiene la preparación químico
mecánica, la activación ultrasónica pasiva y la
terapia fotodinámica de inhibir o eliminar al
Enterococcus faecalis.
Dependiente Cualitativa -Inhibe
-No inhibe
Unidades
formadoras de
colonias.
Preparación
químico-
macánica
S2: Preparación químico- mecánica: técnica
Protaper manual hasta la lima F3, con irrigación
de hipoclorito de sodio al 2.5%
Independiente Cualitativa -Antes de la
preparación.
-Después de la
preparación.
Unidades
formadoras de
colonias
Activación
ultrasónica
pasiva
S3: Aplicación de activación ultrasónica pasiva
como coadyuvante a la preparación químico
mecánica.
Independiente Cualitativa -Antes de la
aplicación
-Después de la
aplicación
Unidades
formadoras de
colonias.
Terapia
fotodinámica
S4: Aplicación de terapia fotodinámica (PDT),
como método complementario de desinfección.
Independiente Cualitativa -Antes de la
aplicación.
-Después de la
aplicación
Unidades
formadoras de
colonias
32
3.6.Estandarización
La estandarización del estudio fue realizada por el Dr. Roberto Romero, docente de la Facultad
de Odontología de la Universidad Central, quien acondicionó y preparó previamente a la
investigadora para la manipulación de muestras y protocolos a seguir en las etapas del proceso
experimental y por la Química Isabel Carrillo encargada del laboratorio de Microbiología del
Centro de Biología de la Universidad Central del Ecuador, lugar en donde se realizó el proceso
microbiológico y la recolección de resultados.
3.7.Manejo y métodos de recolección de datos
Esta investigación se realizó en la Facultad de Odontología y en el Laboratorio de
Microbiología del Centro de Biología de la Universidad Central del Ecuador, para lo cual se
solicitaron los permisos correspondientes. (Anexo B) (Anexo C)
Toma de radiografías
Se eligieron 20 dientes unirradiculares, donados (Anexo A), de un conducto único, que se
verificó mediante la toma de dos radiografías periapicales en angulaciones buco lingual y mesio
distal, procedimiento llevado a cabo en la Clínica de Radiología de la Facultad de Odontología
de la Universidad Central. (Anexo D)
Figura 1. Toma de radiografías periapicales.
Elaborado por: Andrea Ordóñez
33
Preparación de las muestras
La preparación de las muestras se llevó a cabo en el laboratorio de prótesis de la Facultad de
Odontología de la Universidad Central del Ecuador. (Anexo D)
Los dientes seleccionados fueron estandarizados a una única longitud de 15mm, la medición se
realizó con un pie de rey y el corte con un disco de diamante.
Figura 2: Estandarización de piezas dentales
Elaborado por: Andrea Ordóñez
El acceso cameral se realizó con el uso de fresas de diamante redondas #1014 y Endo- Z.
Después se realizó la instrumentación manual de cada diente a 1mm del foramen apical, en
inicio con limas pre- serie #8 y 10, hasta la lima Tipo K #20, bajo irrigación de suero fisiológico,
luego se sellaron los forámenes apicales con resina epóxica y las superficies externas de las
raíces fueron cubiertas con dos capaz de barniz incoloro.
34
Figura 3: Apertura cameral e instrumentación hasta la lima Tipo K#20.
Elaborado por: Andrea Ordóñez
Cada diente se colocó en un bloque de yeso de manera vertical y por último se autoclavaron a
121ºC, durante 1 hora.
Figura 4: Colocación de los dientes en bloques de yeso.
Elaborado por: Andrea Ordóñez
35
Activación, preparación de la suspensión bacteriana e incubación del Enterococcus
faecalis
La etapa microbiológica se realizó en el laboratorio de Microbiología del Centro de Biología
de la UCE, todo dentro de una cámara de flujo laminar. (Anexo C)
La cepa bacteriana de Enterococcus faecalis ATCC 29212 fue adquirida en el laboratorio
MEDIBAC (Anexo E) (Anexo F), la activación se realizó siguiendo las especificaciones del
fabricante, y fue cultivada en Agar Mueller Hinton sangre durante 24 horas a 37ºC.
Figura 5: Activación de la cepa de Enterococcus faecalis.
Elaborado por: Andrea Ordóñez
36
Luego de la incubación, se realizó la suspensión bacteriana colocando el cultivo bacteriano en
caldo nutritivo Nutrient Broth Nº 2 LAB 014, logrando un grado de turbidez de 0.5 en la escala
de McFarland utilizando un testigo visual.
Figura 6: Elaboración del caldo nutritivo.
Elaborado por: Andrea Ordóñez
Figura 7: Turbidez de 0.5 en la escala de McFarland
Elaborado por: Andrea Ordóñez
37
Inoculación de dientes con suspensión de Enterococcus faecalis.
Se colocó suspensión bacteriana dentro de los conductos radiculares con una jeringa de insulina
de 1ml.
Figura 8: Inoculación de caldo nutritivo en las piezas dentales.
Elaborado por: Andrea Ordóñez
Con el uso de limas tipo K#15 estériles se transportó la suspensión bacteriana a toda la longitud
de trabajo del conducto.
Figura 9: Transporte de la suspensión bacteriana.
Elaborado por: Andrea Ordóñez
Se colocaron los dientes en sus bloques de yeso en una caja metálica y fueron incubados a
121ºC por 21 días, después de la inoculación inicial cada tres días se añadió cultivo fresco al
canal.
38
Figura 10: Colocación de los dientes en una caja metálica para la incubación.
Elaborado por: Andrea Ordóñez
Toma de muestras
Al término de los 21 días de incubación los 20 dientes fueron sometidos a tres procesos de
desinfección bajo las mismas condiciones que consistían en: preparación químico mecánica,
activación ultrasónica pasiva y terapia fotodinámica, las muestras fueron tomadas en cuatro
etapas:
S1: Antes de la preparación químico mecánica (CONTROL)
S2: Después de la preparación químico mecánica.
S3: Después de la activación ultrasónica pasiva.
S4: Después de la aplicación de terapia fotodinámica.
Toma de la muestra S1: antes de la preparación químico mecánica
Para la toma de esta muestra se procedió a llenar el conducto con 1ml de solución salina estéril
mediante el uso de una jeringa descartable con punta Navitip sin tocar el diente, con el uso de
una lima Tipo K#15 estandarizada a la longitud de trabajo se facilitó la entrada de la solución
39
salina al conducto, posteriormente con una lima Hedstroëm #15, se instrumentaron ligeramente
las paredes para desprender el biofilm.
Figura 11: Colocación de solución estéril.
Elaborado por: Andrea Ordóñez
Se tomaron cuatro muestras secuenciales con conos de papel estériles #15, las cuales se
sembraron en cada cuadrante del agar Mueller Hinton Sangre.
Figura 12: Siembra de la muestra S1.
Elaborado por: Andrea Ordóñez
40
Las placas de agar se incubaron durante 24 horas a 37ºC, en un contenedor metálico en el cual
se creó una atmósfera anaerobia, similar a una Jarra Gaspak.
Figura 13: Contenedor donde se incubaron las muestras.
Elaborado por: Andrea Ordóñez
Finalmente se contabilizaron las unidades formadoras de colonias (UFC) transcurridas las 24
horas.
Figura 14: Conteo de UFC etapa S1.
Elaborado por: Andrea Ordóñez
41
Preparación químico mecánica
Los instrumentos y materiales utilizados fueron desinfectados y esterilizados previo a su uso.
(Anexo G)
Figura 15: Instrumental y materiales utilizados en la preparación químico mecánica.
Elaborado por: Andrea Ordóñez
La preparación químico mecánica en todos los dientes se realizó con limas Protaper Universal,
los segmentos coronal y medio se trabajaron con la lima Sx y a longitud de trabajo se utilizaron
secuencialmente las demás limas hasta llegar a la Protaper F3, la instrumentación se realizó de
manera alternada con irrigación de 1ml de hipoclorito de sodio al 2.5% entre cada lima, con el
uso de jeringas descartables y puntas Navitip 30G a 3mm de la longitud de trabajo, después de
la lima F3, se colocaron 5ml de EDTA al 17% durante 3 minutos con el fin de eliminar la capa
de barrillo dentinario; posteriormente el protocolo de irrigación final consistió en la aplicación
de 5ml de hipoclorito de sodio al 2.5%, seguido de 1ml de tiosulfato de sodio al 5% para
neutralizar el efecto del hipoclorito de sodio y 1ml de solución salina estéril.
42
Figura 16: Técnica Protaper universal.
Elaborado por: Andrea Ordóñez
43
Figura 17: Materiales y sustancias de irrigación.
Elaborado por: Andrea Ordóñez
Toma de la muestra S2
Se procedió a llenar el conducto con 1ml de solución salina, con una lima Hedstroëm #15 se
realizó una ligera tracción de las paredes y se tomaron cuatro muestras secuenciales con conos
estériles #15 medidos a longitud de trabajo, cada punta se sembró en un cuadrante del agar
Mueller Hinton Sangre.
Figura 18: Desprendimiento del biofilm con una lima tipo k#15.
Elaborado por: Andrea Ordóñez
44
Figura 19: Toma de la muestra con conos de papel.
Elaborado por: Andrea Ordóñez
Figura 20: Siembra
Elaborado por: Andrea Ordóñez
Posteriormente se incubaron las placas de agar a 37ºC, transcurridas 24 horas se realizó el
conteo de unidades formadoras de colonias, en donde se obtuvieron resultados bastante
heterogéneo.
45
Figura 21: UFC muestra S2.
Elaborado por: Andrea Ordóñez
Aplicación de la activación ultrasónica pasiva (PUI)
La aplicación de la activación ultrasónica pasiva (PUI) se basó en el protocolo utilizado por
Neuhaus & col. 2016. (43). Se usó un equipo NSK en modo 2 indicada para uso endodóntico.
Se colocaron 2ml de hipoclorito de sodio al 2.5% con el uso de una jeringa descartable y una
punta Navitip 30G a 3mm del ápice, y se realizó su activación por acción de la punta ultrasónica
colocada tres veces en el conducto en ciclos de 20 segundos, cada ciclo se intercaló con el
cambio de la sustancia irrigadora y posteriormente se realizó el mismo proceso de irrigación
final aplicado a la etapa anterior.
Figura 22: Aplicación de Activación ultrasónica pasiva.
46
Toma de la muestra S3
Se colocó 1ml de solución salina en el conducto y con una lima Hedstroëm #15 se realizó un
ligero raspado de las paredes para desprender el biofilm, se tomaron cuatro muestras
secuenciales utilizando conos estériles #15 y se sembraron en cada cuadrante de la placa
Mueller Hinton Sangre, se incubaron a 37ºC para finalmente realizar en conteo de UFC al
transcurrir 24 horas.
Figura 23: UFC muestra S3.
Elaborado por: Andrea Ordóñez
Aplicación de la terapia fotodinámica (PDT)
Los canales radiculares se llenaron con Azul de metileno al 0.005% con una jeringa descartable,
la sustancia se agitó con una lima Tipo K #15 y se dejó reposar antes de la aplicación de la
irradiación. Se utilizó un láser de baja potencia (40mW), de luz roja a una longitud de onda de
660nm, la fibra se colocó a longitud de trabajo y se realizon movimientos circulares desde al
ápice hasta la corona y viceversa, la irradiación duró 1 minuto 30 segundos. Finalmente se
realizó un enjuague de los conductos con solución salina estéril.
47
Figura 24: Aplicación de azul de metileno al 0.005%.
Elaborado por: Andrea Ordóñez
Figura 25: Aplicación del láser.
Elaborado por: Andrea Ordóñez
Toma de la muestra S4
Se colocó 1ml de solución salina en el conducto y con una lima Hedstroëm #15 se realizó un
ligero raspado de las paredes para desprender el biofilm, se tomaron cuatro muestras
secuenciales utilizando conos estériles #15 y se sembraron en cada cuadrante de la placa
Mueller Hinton Sangre, se incubaron a 37ºC para finalmente realizar en conteo de UFC al
transcurrir 24 horas.
48
Figura 26: UFC muestra S4.
Elaborado por: Andrea Ordóñez
3.8.Eliminación de desechos
Los desechos infecciosos fueron eliminados según el protocolo de eliminación de desechos del
Laboratorio de Microbiología del Centro de Biología de la UCE (Anexo G) (Anexo H).
Los desechos anatomopatológicos fueron eliminados siguiendo el protocolo correspondiente a
la Clínica Integral de la Facultad de Odontología de la Universidad Central del Ecuador. (Anexo
I).
3.9 Aspectos Bioéticos
A. Respetar la autonomía de la persona que participa en la investigación: No aplica
El presente estudio no se realizará en personas, todos los procedimientos serán in vitro en piezas
dentales que serán donadas por una clínica odontológica cuya propietaria conoce el fin de la
investigación, cada órgano dental será manejado de acuerdo a los protocolos metodológicos
correspondientes, y su desecho se regirá a los protocolos de las Instituciones en donde se llevará
a cabo la investigación, todo será manejado con códigos a los cuales solo tendrá acceso la
investigadora. (Anexo A)(Anexo H)(Anexo I)
49
B. Beneficencia: La presente investigación tiene como fin demostrar la efectividad
antibacteriana que presenta la activación ultrasónica pasiva y la terapia fotodinámica
que están considerados como nuevos métodos complementarios de desinfección, validar
que su uso como coadyuvantes de la terapia química- mecánica tradicional, generando
un beneficio para el paciente y para el profesional Endodoncista, además de ayudar a la
expansión de conocimientos de la investigadora.
C. Autonomía: No aplica
D. Confidencialidad: No aplica
E. Riesgos potenciales del estudio: En esta investigación no existen riesgos debido a que
corresponde un estudio in vitro, la investigadora al momento de estar en contacto con
las piezas dentales utilizará todas las Normas de Bioseguridad y también seguirá el
protocolo de manejo de desechos correspondiente.
F. Beneficios potenciales del estudio
Beneficio directo: Para los profesionales odontólogos y los estudiantes de Odontología
al incrementar el conocimiento en las técnicas de desinfección complementarias de los
conductos radiculares con fines endodónticos, minimizando el riesgo de fracasos o
fallas durante o después de los procedimientos clínicos.
Beneficio indirecto: Dirigido a los pacientes que son atendidos durante la práctica
clínica, debido que incrementará el nivel de éxito de los tratamientos aplicados por parte
del profesional odontólogo, optimizando de esta manera la atención recibida.
G. Selección equitativa de la muestra y protección de población vulnerable. (NO
APLICA)
H. Conflicto de intereses: Anexo N
50
CAPÍTULO IV
4. Análisis de los Resultados
Los resultados obtenidos de la contaminación de los canales radiculares después de cada etapa
fueron reportados en Unidades Formadoras de Colonias (UFC), suministrados por el
Laboratorio de Microbiología del Centro de Biología de la Universidad Central del Ecuador
según consta en el informe, (Anexo J) y puede observarse en la tabla 2.
Tabla 2: Resultados en UFC de cada etapa de desinfección.
Etapa/muestra S1 (Control) Previo a la
preparación químico- mecánica
S2 Después de la preparación
químico- mecánica
S3 Después de la
aplicación de la activación ultrasónica
pasiva.
S4 Después de la
aplicación de la terapia
fotodinámica.
1 >300 50 3 0
2 >300 71 6 0
3 >300 62 3 0
4 >300 90 14 4
5 >300 70 5 0
6 >300 75 4 1
7 >300 40 1 0
8 >300 63 1 0
9 >300 85 12 4
10 >300 88 3 0
11 >300 91 7 2
12 >300 46 5 2
13 >300 51 3 0
14 >300 95 17 6
15 >300 65 9 3
16 >300 40 12 4
17 >300 76 3 1
18 >300 39 2 0
19 >300 20 1 0
20 >300 40 5 1
Fuente: Investigación de campo
Elaboración: Ing. Jaime Molina
En la Etapa S1 (antes de la preparación químico mecánica), el registro de unidades formadoras
de colonias (UFC) sobrepaso el número contable por lo que se estableció un valor de
51
contaminación de >300 a todas las muestras, se procedió a realizar la preparación químico
mecánica obteniendo una notable disminución bacteriana que se evidenció en el número de las
UFC, posteriormente se aplicó activación ultrasónica pasiva (PUI) logrando también una
disminución bacteriana un poco más homogénea que alcanzaba casi la eliminación total, y por
último se aplicó terapia fotodinámica (PDT), alcanzando niveles de desinfección altamente
significativos, evidenciándose en el 60% de las muestras la eliminación total bacteriana.
Con los resultados obtenidos se configuró una base de datos en el programa SPSS 25 IBM®,
para realizar el análisis estadístico respectivo, en la Tabla 3 se observan los resultados
estadísticos descriptivos de cada etapa, entendiendo que se tratan de muestras relacionadas.
Tabla 3: Estadística descriptiva de los resultados de cada etapa.
Descriptivos MEDIDAS
N Media Desv. Desviación
95% del intervalo de confianza para la media
Mínimo Máximo
Límite inferior
Límite superior
S1 Antes de la Preparación químico- mecánica
20 1000,00 0,00 1000,00 1000,00 1000,00 1000,00
S2 Después de la preparación químico- mecánica
20 62,85 21,39 52,84 72,86 20,00 95,00
S3 Después de la activación ultrasónica pasiva
20 5,80 4,64 3,63 7,97 1,00 17,00
S4 Después de la terapia fotodinámica
20 1,50 1,79 0,66 2,34 0,00 6,00
Total 80 267,54 426,39 172,65 362,43 0,00 1000,00
Fuente: Investigación de campo
Elaboración: Ing. Jaime Molina
El valor inicial S1 (Antes de la preparación químico mecánica) se estableció como una
constante el valor de 1000 UFC, después en S2 (Después de la aplicación de la preparación
52
químico mecánica) el valor medio fue de 62, 85 UFC, luego de S3 (activación ultrasónica
pasiva) se obtuvo un promedio de 5.8 UFC, y finalmente después de S4 (Terapia Fotodinámica)
el valor medio fue de 1.5 UFC.
Gráfico 1: Cantidad Media de UFC por etapa.
Fuente: Investigación de campo
Elaboración: Ing. Jaime Molina
Debido a los resultados altamente dispersos se realizó un test de Normalidad Kolmogorov-
Smirnov y Shapiro Wilk, para determinar la distribución de la población.
Tabla 4: Resultados de las pruebas de normalidad.
Fuente: Investigación de campo
Elaboración: Ing. Jaime Molina
Según los resultados de las pruebas de normalidad, los datos obtenidos en las etapas S3 (después
de la activación Ultrasónica pasiva) y S4 (después de la terapia Fotodinámica) no tienen una
distribución normal, es decir los valores son inferiores al nivel de significancia p<0.05, entonces
10
00
,00
62
,85
5,8
0
1,5
0
0,00
200,00
400,00
600,00
800,00
1000,00
1200,00
S1 S2 S3 S4
ETAPAS
Pruebas de normalidad
Kolmogorov-Smirnov Shapiro-Wilk
Estadístico gl Sig. Estadístico gl Sig.
S1 (Control) Previo a la Desinfección . 20 . . 20 .
S2 Después de la preparación químico- mecánica
0,110 20 0,200 0,952 20 0,392
S3 Después de la aplicación de la activación ultrasónica pasiva
0,218 20 0,013 0,859 20 0,007
S4 Después de la terapia fotodinámica 0,260 20 0,001 0,810 20 0,001
53
para la comparación intra etapas se optó por la prueba no paramétrica de Friedman que permite
comparar más de dos variables relacionas, para determinar si existen diferencias significativas
entre las medidas (medias, medianas) de las diferentes etapas.
Gráfico 2: Resultados de la Prueba estadística de Friedman.
Fuente: Investigación de campo
Elaboración: Ing. Jaime Molina
De la Prueba de Friedman, el valor del nivel de significación (Sig. asintótica (prueba bilateral))
= 0,000) es inferior a 0,05 (95% de confiabilidad), luego se determina que existen diferencias
respecto a la tendencia central de las poblaciones.
54
Para determinar cuáles son similares o diferentes se hace la prueba dos a dos:
Tabla 5: Resultados de la comparación dos a dos.
En todos los pares correspondientes la significancia fue p< 0.05, lo que indica que existieron
diferencias significativas en el nivel de contaminación de las 20 muestras a lo largo de cada
etapa.
Después de la aplicación de la estadística inferencial, se determinó el total de la capacidad de
desinfección, lo cual se expresó en porcentajes.
Tabla 6: Eliminación de cada protocolo de desinfección expresado en porcentajes.
Fuente: Investigación de campo
Elaboración: Ing. Jaime Molina
El uso del hipoclorito de sodio al 2.5% en la preparación químico mecánica eliminó el 93,7%
de unidades formadoras de colonias de Enterococcus faecalis, al aplicar activación ultrasónica
S1-S2 S1-S3 S1-S4 S2-S3 S2-S4 S3-S4
Promedio 93,7% 99,4% 99,9% 90,9% 97,8% 82,6%
Desviacion 2,1% 0,5% 0,2% 6,8% 2,7% 15,5%
55
pasiva se eliminó un acumulado del 99,4% de unidades formadoras de colonias, y con la
aplicación de la terapia fotodinámica se eliminó un acumulado correspondiente al 99,9%.
Al considerar las eficacias subsecuentes, tomando como referencia el nivel de contaminación
luego de la aplicación de la preparación químico mecánica, se determina que la activación
ultrasónica pasiva eliminó un 90.9% de las colonias restantes y posteriormente al combinarlo
con terapia fotodinámica, se logró un 97,8% de eliminación acumulada.
La capacidad que logró la terapia fotodinámica fue un valor de 82,6%, tomando como referencia
el nivel de contaminación después de la aplicación de la preparación químico- mecánica y la
activación ultrasónica pasiva.
Gráfico 3: Porcentajes de desinfección entre etapas.
Fuente: Investigación de campo
Elaboración: Ing. Jaime Molina
93,7%99,4% 99,9%
90,9%97,8%
82,6%
S1-S2 S1-S3 S1-S4 S2-S3 S2-S4 S3-S4
Porcentaje entre etapas
56
Se procedió a cuantificar la eliminación total de microorganismos en cada etapa y se obtuvieron
los siguientes resultados:
Tabla 7: Eliminación total de microorganismos en cada etapa.
Gráfico 4: Eliminación total de microorganismos.
Fuente: Investigación de campo
Elaboración: Ing. Jaime Molina
Durante la aplicación de las etapas S2 (preparación químico mecánica) y S3 (activación
ultrasónica pasiva), no hubo eliminación total de microorganismos, sin embargo en la etapa S4
(Terapia fotodinámica) se logró en el 60% de las muestras la eliminación total.
100,0% 100,0% 100,0%
40,0%
0% 0,0% 0,0%
60,0%
S1 S2 S3 S4
ELIMINACION TOTAL
PREG S1 S2 S3 S4
NO 100,0% 100,0% 100,0% 40,0%
SI 0% 0,0% 0,0% 60,0%
Fuente: Investigación de campo
Elaboración: Ing. Jaime Molina
57
4.1. Discusión
El Enterococcus Faecalis corresponde a uno de los microorganismos más resistentes en las
infecciones endodónticas, su presencia eleva en gran medida la posibilidad de una infección
persistente o un fracaso del tratamiento, considerando que tiene una gran habilidad de
penetración, que sobrevive a condiciones ambientales extremas y además presenta resistencia
a algunos medicamentos intraconducto.(1)(5)
El objetivo principal del tratamiento endodóntico es reducir en el mayor porcentaje posible el
número de microorganismos y lograr una correcta obturación final. (1) Desde este propósito la
preparación químico mecánica corresponde al proceso más importante, ya que su función es
limpiar, preparar y desinfectar el sistema de conductos. Aunque su nivel de acción es muy alto
existen varios factores como la compleja anatomía radicular, presencia de ramificaciones
apicales o barrillo dentinario que disminuyen su eficacia. (1)(7)(37)
Por esta razón y con el avance de la tecnología en la actualidad existen nuevas alternativas de
desinfección complementaria como la activación ultrasónica pasiva (PUI), que provoca un
patrón de ondas característico y ayuda a un mejor esparcimiento y cavitación del irrigante,
causando una desorganización de la biopelícula y también un debilitamiento temporal de la
membrana, haciendo que las bacterias se vuelvan más permeables y susceptibles a la acción
bactericida de la sustancia irrigadora. (7)
Así también ahora el uso de láseres se ha convertido en una práctica muy popular, dentro de
este contexto tenemos el uso de la terapia fotodinámica (PDT), que a través de la aplicación de
un láser diodo de baja potencia con un fotosensibilizador promueven la formación de oxígeno
singlete que es el responsable de la muerte bacteriana. (8)
En el presente estudio se evaluó la efectividad antibacteriana de la activación ultrasónica pasiva
(PUI) combinada con terapia fotodinámica (PDT) como coadyuvantes de la preparación
58
químico mecánica con hipoclorito de sodio al 2.5% sobre biofilm maduro de Enterococcus
faecalis, hasta la fecha no encontramos estudios análogos realizados en biopelículas maduras
(21 días de incubación), o que hayan combinado los tres procesos de desinfección, sin embargo
existen estudios similares en los que unieron dos procesos indistintamente.
Los resultados obtenidos presentaron datos estadísticamente significativos (p< 0.05) pero
bastante heterogéneos, demostrando que la preparación químico mecánica con Hipoclorito de
sodio al 2.5% logró el mayor porcentaje de descontaminación; concordando con el estudio
realizado por Souza & col en el 2010, en donde también se presentaron diferencias
significativas con respecto al conteo de UFC de Enterococcus Faecalis. (8), pero presentó un
mejor comportamiento antibacteriano comparado con los resultados obtenidos por Pineda 2008,
tomando en cuenta que utilizó gattes glidden con limas tipo K, mientras que en el presente
estudio se prepararon las muestras limas Protaper Universal. (44)
En la etapa S3, se aplicó activación ultrasónica pasiva, como coadyuvante después de la
preparación químico- mecánica, obteniendo el 99.4% de eliminación acumulada, sin embargo
no se logró en ninguna de las muestras una eliminación total.
Harrison & col. 2010, mediante un estudio llegaron a la conclusión de que la irrigación
ultrasónica pasiva en el campo de eliminación bacteriana era tan efectiva como el equivalente
de una semana de medicación intracanal con Hidróxido de calcio y que potenciaba la acción
bactericida del Hipoclorito de Sodio. (45) Resultados similares son citados por Van der Sluis
& col (2007) y Delgado & col (2014), quienes mediante una revisión a la literatura concluyen
que la aplicación de PUI es una manera efectiva de complementar la desinfección endodóntica.
(35)(38)
La etapa S4 consistió en la aplicación de terapia fotodinámica utilizando azul de metileno al
0.05% como foto sensibilizador, en donde se logró una eliminación total en el 60% de los casos,
59
resultados que concuerdan con los del estudio realizado por Tennert & col. 2015 en donde el
PDT actuando solo, tuvo un menor comportamiento; mientras que combinado con Hipoclorito
de Sodio elevó el efecto antibacteriano sobre las colonias de Enterococcus faecalis. (10)
Chiniforush & col. 2016, a través de una revisión de la literatura manifiestan que la mayoría de
estudios concluyen que el uso de PDT en conjunto con Hipoclorito de Sodio aumentan el efecto
antibacteriano y actúan de manera eficaz en la reducción del número de bacterias en una sola
cita (46), concordando con lo expuesto por Santamaría & Col. 2017 y Singh & col. 2014 quienes
mediante la búsqueda de información llegan a la conclusión que la aplicación de PDT es eficaz
sobre las bacterias (una cita), más no lo es en gran medida sobre sus toxinas ( dos citas) y que
funciona muy bien como coadyuvante de la preparación tradicional pero que quedan aún
detalles por discutir y mejorar con respecto al protocolo de aplicación. (47)(48)
60
4.2 Conclusiones
Con la realización del presente estudio se concluyó que:
La preparación químico mecánica con irrigación de hipoclorito de sodio al 2.5%, mostró
una gran eficacia en la eliminación de biofilm maduro de Enterococcus faecalis
logrando el mayor porcentaje de desinfección, sin embargo no elimina el 100% de
microorganismos.
El uso de activación ultrasónica pasiva como coadyuvante de la terapia convencional
aumentó el efecto antibacteriano del hipoclorito de sodio logrando un porcentaje
acumulado mayor de eliminación bacteriana pero sin lograr la eliminación total.
La aplicación de terapia fotodinámica como método complementario de desinfección a
los protocolos anteriores elevó el efecto antibacteriano, logrando la eliminación total en
el 60% de los casos.
61
4.3. Recomendaciones
Realizar estudios réplica en biofilms multiespecies para determinar el efecto
antibacteriano de la terapia fotodinámica y activación ultrasónica como terapias
complementarias de desinfección.
Realizar estudios in vivo para determinar las ventajas en el uso clínico de estas técnicas
de desinfección complementaria, conocer el efecto en tratamientos que involucren más
de una cita, y estandarizar un protocolo de aplicación.
Reproducir el estudio incorporando técnicas de Biología molecular, para conocer el tipo
de bacterias que sobreviven a las diferentes etapas de desinfección.
62
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Anexos
Anexo A: Certificado de donación de piezas dentales.
García
68
Anexo B: Solicitud para el uso de las instalaciones de la Facultad de Odontología UCE.
69
Anexo C: Oficio de autorización del Centro de Biología UCE.
70
Anexo D: Autorización para el uso de equipos de esterilización, laboratorio de Prótesis y área
de Imagenología.
71
Anexo E: Cotización de la cepa de Enterococcus faecalis y agares sangre Mueller Hinton.
72
Anexo F: Certificado de autenticidad de la cepa de Enterococcus faecalis ATCC 29212
73
74
Anexo G: Certificado de bioseguridad, manejo de desechos y esterilización del Centro de
Biología, UCE.
75
Anexo H: Protocolo de manejo de desechos del Centro de Biología, UCE.
76
77
Anexo I: Autorización para el manejo de desechos infecciosos de la Facultad de Odontología,
UCE.
78
Anexo J: Tabla de resultados.
79
Anexo K: Certificado de haber culminado la etapa experimental en el Centro de Biología,
UCE.
80
Anexo L: Certificado de confidencialidad de la investigadora y del tutor.
81
82
Anexo M: Certificado de idoneidad ética y experticia de la investigadora y del tutor.
83
84
Anexo N: Certificado de conflicto de intereses de la investigadora y del tutor.
85
86
Anexo O: Certificado de autenticidad del tema, otorgado por la biblioteca.
87
Anexo P: Certificado de viabilidad ética, otorgado por el Subcomité de ética en seres
humanos de la UCE.
88
89
Anexo Q: Renuncia de derechos de autor y propiedad intelectual del trabajo estadístico.
90
Anexo R: Certificado Urkund
91
Anexo S: Certificado de traducción del resumen.
.
92
Anexo T: Autorización de publicación en el Repositorio Institucional
93