TESIS - ESTACAS JUVENILES DE CORDIA IGUAGUANA MELCHIOR utilizando propagadores sub-irrigación -...
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UNIVERSIDAD NACIONAL DE CAJAMARCA (Sede Jaén)
Facultad de Ciencias Agrarias Escuela Académico Profesional de Ingeniería Forestal
TESIS
“PROPAGACIÓN POR ESTACAS JUVENILES DE
IGUAGUANA (Cordia iguaguana Melchior) UTILIZANDO
PROPAGADORES DE SUB - IRRIGACIÓN”
TESIS PARA OPTAR EL TÍTULO DE:
INGENIERO FORESTAL
PRENSENTADO POR EL BACHILLER
VILLALOBOS DÁVILA, NEYSER JOEL
Jaén – Perú 2010
DEDICATORIA
A mis padres: Segundo Villalobos Alarcón y
Yolanda Dávila Huamán
Por su amor, paciencia y
comprensión brindada durante mi
formación profesional.
A mis hermanos: Fernando y Magda
Por su apoyo y estímulo.
A los que pretenden con sus investigaciones hacer de
éste mundo, un mundo mejor.
AGRADECIMIENTOS
Deseo expresar mi profundo agradecimiento a las siguientes personas e
instituciones:
A Dios, hacedor y dueño de la sabiduría universal.
A mis asesores M.Sc. Marcela Arteaga Cuba e Ing. Vitoly Becerra
Montalvo, por sus oportunos consejos, enseñanzas y apoyo durante la
realización y revisión del presente trabajo de investigación.
Al M.Sc. Manuel Soudre Sambrano, mi mentor en la pre-fase y en la fase
inicial de mi Investigación y promotor para que el IIAP- Pucallpa, el FINCyT y el
INCAGRO me otorguen una Beca para asistir al Curso Internacional “Bases
Técnicas para la Propagación Vegetativa de Árboles Tropicales mediante
Enraizamiento de Estaquillas”, realizada en la ciudad de Pucallpa.
Al Ph.D. Francisco Mesén Sequeira, por ser el ponente y guía principal en
todas las bases técnicas aplicadas en el referido curso; enseñanzas que fueron
retribuidas en esta tesis.
A las instituciones: IIAP- Pucallpa, FINCyT e INCAGRO por haber
permitido capacitarme en las técnicas que me favorecieron lograr la destreza
necesaria para que este estudio sea lo más exitoso posible.
Al Vivero Municipal “Manuela Díaz Estela” – Jaén por haberme permitido
disponer de sus instalaciones y herramientas para realizar ésta Tesis.
A la Universidad Nacional de Cajamarca – Sección Jaén y a sus docentes
que me instruyeron profesionalmente en la ciencia forestal, durante los años de
permanencia dentro de esta casa de estudio.
ÍNDICE GENERAL
Página
DEDICATORIA
AGRADECIMIENTOS
RESÚMEN
ABSTRACT
ÍNDICE DE CUADROS
ÍNDICE DE FIGURAS
1. INTRODUCCIÓN 9
2. REVISIÓN DE LITERATURA 13
2.1. Descripción de la especie Cordia iguaguana
Melchior (iguaguana)
2.1.1. Taxonomía
2.1.2. Dendrología
2.1.3. Importancia de la especie 14
2.1.4. Ecología 15
2.2. Propagación asexual o vegetativa
2.3. El propagador de sub – irrigación 17
3. MATERIALES Y MÉTODOS 24
3.1. Ubicación del experimento
3.2. Materiales
3.3. Metodología 26
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 34
4.1. Análisis de la variable porcentaje de enraizamiento
4.2. Análisis de la variable número promedio de raíces
por estaca 46
4.3. Análisis de la variable longitud promedio de raíces
por estaca 52
5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES 58
5.1. Conclusiones
5.2. Recomendaciones
6. LITERATURA CITADA 61
ANEXOS 69
RESUMEN
El árbol de Cordia iguaguana Melchior (iguaguana), es una especie leñosa de la Familia de las
Boragináceas, cuya madera es importante desde el punto de vista económico y ecológico en los bosques
secos de la Provincia de Jaén - Perú. Se determinó la eficacia del método de enraizamiento de estacas
juveniles de Cordia iguaguana Melchior (iguaguana) utilizando propagadores de sub-irrigación. Se
probaron cinco concentraciones de la auxina ácido indol-3-butírico (0.0%, 0.2%, 0.4%, 0.8% y 1.6%) y tres
áreas foliares (20, 30 y 40 cm2). Se obtuvieron los más altos porcentajes de enraizamiento (91.67%) al
utilizar concentraciones de AIB al 1.6% y áreas foliares de 20 y 30 cm2; para la variable número promedio
de raíces por estaca, se demostró que, aunque se utilizó dosis de AIB al 1.6%, se tuvo que incrementar el
tamaño de las áreas foliares a 40 cm2 para obtener el mayor número promedio de raíces por estaca (8.59
raíces); las mejores longitudes promedio de raíces por estaca se obtuvieron considerando dosis de AIB al
0.8% y áreas foliares de 40 cm2 (9.91 cm) y considerando dosis de AIB al 0.4% y áreas foliares de 20 cm
2
(9.65 cm). El propagador de sub-irrigación, demostró su eficiencia para el enraizamiento de estacas
juveniles de C. iguaguana Melchior, ya que al controlar el efecto negativo de la humedad relativa,
radiación solar y la temperatura en la cámara de propagación, se evitó la pérdida de agua de las hojas,
obteniéndose un buen enraizamiento.
Palabras claves: Cordia iguaguana Melchior (iguaguana), estacas juveniles, propagadores de sub-
irrigación.
ABSTRACT
The tree of Cordia iguaguana Melchior (iguaguana) is a woody species of the Boraginaceous
Family, whose wood is important from the standpoint economic and ecological in the dry forests of the
Province of Jaen – Peru. It was determined the efficacy of the method of rooting of juvenile cuttings of
Cordia iguaguana Melchior (iguaguana) using non-mist propagators. In the experiment, the following
treatments were applied: five doses of indole-3-butyric acid (0.0%, 0.2%, 0.4%, 0.8% and 1.6%) and three
leaf areas (20, 30 and 40 cm2). The highest percentages of rooting (91.67%) were obtained using
concentrations of IBA to 1.6% and leaf areas of 20 and 30 cm2; for the variable average number of roots for
cutting was demonstrated that although IBA was used at doses of 1.6%, had to increase the size of the leaf
areas of 40 cm2 for the highest average number of roots per cutting (8.59 roots); the best average lengths of
roots for cutting were obtained considering dose of IBA at 0.8% and leaf areas of 40 cm2 (9.91 cm) and
considering dose of IBA at 0.4% and leaf areas of 20 cm2 (9.65 cm). The non-mist propagators,
demonstrated its efficiency for the rooting of juvenile cutting of C iguaguana, right now than controlling
the negative effect of the relative humidity, solar radiation and the temperature in the chamber of
propagation, it avoided the loss of water for transpiration of the leaves, stimulated photosynthesis and
produced acceptable rooting percentages for this species.
Key words: Cordia iguaguana Melchior (iguaguana), juvenile cuttings, non-mist propagators.
ÍNDICE DE CUADROS
Cuadro Página
1. Tabla de análisis de varianza 29
2. Número de estacas enraizadas según la distribución de
tratamientos para la variable porcentaje de enraizamiento 34
3. Promedio de raíces por estaca según la distribución de
tratamientos para la variable número promedio de raíces
por estaca 46
4. Longitud promedio de raíces por estaca según la distribución
de tratamientos para la variable longitud promedio de raíces
por estaca 52
5. Análisis de varianza (ANVA) para el porcentaje de
enraizamiento, número promedio de raíces por estaca y
longitud promedio de raíces por estaca al 5% de probabilidad 85
6. Análisis de varianza (ANVA) para el estudio de los efectos
simples de los factores, para los porcentajes de enraizamientos
al 5% de probabilidad 85
7. Pruebas de rango múltiple (Tukey y Duncan), para el estudio
de los efectos simples de los factores, para los porcentajes de
enraizamientos al 5% de probabilidad 87
8. Análisis de varianza (ANVA) para el estudio de los efectos
simples de los factores, para el número promedio de raíces
por estaca al 5% de probabilidad 88
9. Pruebas de rango múltiple (Tukey y Duncan), para el estudio
de los efectos simples de los factores, para el número
promedio de raíces por estaca al 5% de probabilidad 89
10. Análisis de varianza (ANVA) para el estudio de los efectos
simples de los factores, para la longitud promedio de raíces
por estaca al 5% de probabilidad 90
11. Pruebas de rango múltiple (Tukey y Duncan), para el estudio
de los efectos simples de los factores, para la longitud
promedio de raíces por estaca al 5% de probabilidad 91
12. Compendio de los mejores resultados obtenidos con diversas
especies forestales para el enraizamiento de estacas juveniles
utilizando propagadores de sub-irrigación 95
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura Página
1. Propagador de sub - irrigación (Longman, 1993) 18
2. Porcentajes de enraizamiento para la interacción área
foliar - dosis de AIB 35
3. Número promedio de raíces por estaca para la interacción
área foliar - dosis de AIB 47
4. Longitud promedio (cm) de raíces por estaca para la
interacción área foliar - dosis de AIB 53
5. Desigual comportamiento de las cinco dosis de AIB según
el tamaño de las áreas foliares, para los porcentajes
de enraizamientos (Anexo Nº 1, promedio de las combinaciones) 86
6. Desigual comportamiento de las cinco dosis de AIB según
el tamaño de las áreas foliares, para el número promedio
de raíces por estaca (Anexo Nº 2, promedio de las combinaciones) 88
7. Desigual comportamiento de las cinco dosis de AIB según
el tamaño de las áreas foliares, para la longitud promedio
de raíces por estaca (Anexo Nº 3, promedio de las combinaciones) 90
8. Proceso de selección del árbol, selección y extracción de
rebrotes ortotrópicos de tocones para el estaquillado en
propagadores de sub - irrigación 92
9. Preparación de las estaquillas, elección de estaquillas
con nudos 93
10. Rotulado y establecimiento de las estaquillas; evaluación
y control de factores ambientales, fisiológicos, plagas y
enfermedades en propagadores de sub - irrigación 94
10
I. INTRODUCCIÓN
Las plantaciones tropicales pueden brindar madera, leña y otros
productos, contribuir a la restauración del sitio y reducir la conversión de las
tierras forestales en usos alternativos. No obstante, las especies y procedencias
utilizadas deben ser apropiadas para las condiciones y objetivos del sitio a fin de
que las funciones de la plantación y los procesos del ecosistema sean
complementarios. Si se cuenta con suficiente información como guía para la
selección del sitio, el establecimiento y manejo de la plantación, las especies
nativas pueden ofrecer ventajas tanto ecológicas como económicas sobre las
especies no nativas o „que no son del sitio‟.
El árbol de Cordia iguaguana Melchior (iguaguana), es una especie
leñosa de la Familia de las Boraginaceae, de unos 20 m de alto y de 10 a 20 cm
de diámetro que generalmente se lo encuentra en las Provincias de Jaén y San
Ignacio (Cajamarca) entre los 600 – 850 msnm. La madera de Cordia iguaguana
juega un papel muy importante desde el punto de vista económico, en especial
para los pobladores rurales; es usado para la obtención de postes, cercos,
puntales, vigas y leña, por sus características tecnológicas se lo considera con
potencial para ser usado en la fabricación del parquet. El árbol de C. iguaguana
es importante ecológicamente pues este provee sombra y abrigo a los animales
y al hombre que habita en su cercanía; debemos destacar su utilidad como
barrera rompevientos o cercos vivos, estos sistemas de uso regulan y mantienen
el microclima de la zona permitiendo así mantener el equilibrio de los
ecosistemas frágiles (algunos de ellos endémicos) de los Bosques Secos de los
trópicos.
11
Hoy el árbol de Cordia iguaguana Melchior (iguaguana) está siendo
amenazado por la tala indiscriminada de los pobladores rurales, especialmente
por los que han hecho de él una forma de sustento diario; además, no existe un
plan de manejo apropiado para su aprovechamiento y la madera que se vende
en el mercado local y en otras regiones lo hacen de manera ilegal.
Es necesario realizar estudios de investigación sobre las características
dendrológicas, tecnológicas y los medios de propagación de C. iguaguana, por
ser una especie poco estudiada y de valor socioeconómico importante para el
Departamento de Cajamarca.
En la Provincia de Jaén, es necesario el desarrollo de una metodología
eficiente, que permita al agricultor optimizar su productividad agroforestal y
mejorar la calidad genética de C. iguaguana; es por eso que el enraizamiento de
estacas juveniles en los propagadores de sub - irrigación, podría jugar un papel
muy importante, ya que es considerada como un sistema de propagación que
hace uso de una tecnología sencilla, eficiente y de bajo costo.
El obtener estaquillas con características fenotípicas superiores, ofrecería
mejores beneficios para los interesados en propagar la especie C. iguaguana,
como por ejemplo, mediante el establecimiento de plantaciones clonales
producto de una silvicultura clonal; puesto que la obtención de especímenes con
características uniformes mejoraría la calidad tecnológica de la madera,
permitiría el incremento de la productividad, la posibilidad de expansión de las
ventas de los productos maderables en el mercado nacional o en el extranjero,
ya sea como producto primario o transformado.
La técnica de propagación por estacas juveniles de C. iguaguana
utilizando propagadores de sub – irrigación, permitiría la conservación de
germoplasma valioso que está amenazado en desaparecer, mediante el
establecimiento de huertos semilleros clonales y jardines de multiplicación. La
generación de material de alto valor genético de especies nativas resultará
12
además en estímulos a la reforestación, afectada por el uso de material de
propagación inapropiado y de calidad genética desconocida.
El presente trabajo de investigación, exhortará sobre la importancia de
establecer proyectos agroforestales que contemplen la incorporación de la
silvicultura clonal, desarrollada bajo la incorporación de los propagadores de sub
– irrigación, ya que esta técnica permitiría disminuir las dificultades para la
obtención de semillas de calidad y cantidad deseada, como es el caso de
muchas especies forestales; contribuiría así mismo, con la disminución del
impacto negativo del hombre sobre el bosque tropical, fruto de la reducción de la
superficie forestal dedicada a la producción; en conjunción se incrementaría la
producción en la misma superficie forestal antes usada en dependencia a la
ganancia genética conseguida.
La presente investigación está orientada a aunar esfuerzos para el desarrollo de
técnicas nuevas de enraizamiento de estacas juveniles, que permitan producir
un gran número de estacas de fácil enraizamiento de manera periódica y con un
adecuado sistema radical, manifestar la importancia de un uso adecuado de las
sustancias promotoras del enraizamiento como el ácido indol-3-butírico (AIB) y
que la técnica sea accesible al pequeño agricultor o a grupos rurales.
Los objetivos que se plantearon son los siguientes:
OBJETIVO GENERAL
Determinar la eficacia del método de enraizamiento de estacas juveniles
de Cordia iguaguana Melchior (iguaguana) utilizando propagadores de sub –
irrigación.
13
OBJETIVOS ESPECÍFICOS
Construcción del propagador de sub-irrigación para determinar la
eficiencia del método de enraizamiento de estacas juveniles de Cordia
iguaguana Melchior (iguaguana).
Determinar la concentración más apropiada de ácido indol-3-butírico (AIB)
para el enraizamiento de estacas juveniles de Cordia iguaguana Melchior
(iguaguana), utilizando propagadores de sub-irrigación.
Determinar el área foliar más apropiada para el enraizamiento de estacas
juveniles de Cordia iguaguana Melchior (iguaguana) usando propagadores de
sub – irrigación.
14
II. REVISION DE LITERATURA
2.1. DESCRIPCIÓN DE LA ESPECIE Cordia iguaguana Melchior
(iguaguana)
2.1.1. Taxonomía
Según el sistema de clasificación de Arthur Cronquist 1981, la taxonomía
de la especie Cordia iguaguana Melchior (iguaguana) se clasifica de la siguiente
manera:
División : Magnoliophyta
Clase : Magnoliopsida
Sub clase : Asteridae
Orden : Lamiales
Familia : Boraginaceae
Género : Cordia
Especie : Cordia iguaguana Melchior
Sinonimia : Cordia haenkeana Mez
Nombre vulgar : Iguaguana (Brako, 1993) Toclo.
2.1.2. Dendrología
Sus características dendrológicas son:
Árbol mimercofítico de hasta 20 m de alto, con ramas tormentosas de 10
– 20 cm de diámetro; copa redonda oblonga, larga. Corteza externa de color
gris claro, semifisurada. La corteza interna de color crema claro, con un olor a
15
papa cocida, y un sabor insípido, se oxida rápidamente al contacto con el aire y
presenta una textura fibrosa. Las hojas son simples, alternas, elíptico-aobadas
o elípticas-oblongolanceoladas; enteras o semi-sinuadas, ápice agudo-
acuminado ligeramente falcado, base aguada, raramente asimétrica,
pinnatinervia curva, haz lustroso y ligeramente pubescente, apreso en el envés,
pecíolo con canal que se desplaza desde el nervio central de 1 a 2 cm de
longitud, 7 – 15 cm de longitud y 3.5 – 6 cm de ancho. Ramita terminal sección
circular, con lenticelas blancas ordenadas a lo largo, glabro (Zevallos, 1988).
Las flores son en panículas laterales, abundantes; bisexuales,
actinomorfas; cáliz verde oscuro, tubular constricto de 0.8 – 1.0 cm de longitud,
de 5 lóbulos soldados, persistentes con un promedio de 10 líneas prominentes;
corola blanca de 5 lóbulos crateriforme, unidos hacia la base, persistente,
venación conspicua, pelos en la base interior, estambres filiformes, desiguales
fundidos al tubo de la corola, antera basifijada con dehiscencia longitudinal;
pistilo verde, estilo bipartido; ovario súpero, baciforme, 4 carpelar, 4 locular
placentación parietal. El fruto es aquenio globoso-aovado con apículo, con
exocarpio duro 0.3 – 0.6 cm de ancho x 0.6 – 1.0 cm de largo (Zevallos, 1988).
2.1.3. Importancia de la especie
C. iguaguana Melch. ex I.M. Johnst. “iguaguana”, especie arbórea
endémica, de unos 20 m de alto y 10 a 20 cm de diámetro, cuya madera se usa
para postes, cercos, puntales y vigas (Mostacero, 1993).
La Cordia iguaguana Melchior es un especie importante
económicamente ya que en el Departamento de Cajamarca representa
estadísticamente en el volumen de aprovechamiento un 20% de la madera
aserrada, según boletín informativo de (INRENA, 1996).
C. iguaguana, es un árbol conocido de las cuencas de los ríos Marañón
y Huallaga, en un área que alcanza 7000 km², cuyas poblaciones en ambientes
boscosos están afectas a procesos de fragmentación del hábitat; sin embargo,
16
poblaciones pequeñas persisten en bordes de ambientes modificados por el
hombre. La especie se emplea para madera y leña y tal vez estos usos
constituyan una amenaza a sus poblaciones (Blanca y Sánchez, 2006).
2.1.4. Ecología
De acuerdo a la clasificación de Holdrige, la Cordia iguaguana Melchior
se encuentra ubicada en el bosque seco Tropical (bs-T) y su distribución solo
se circunscribe a las Provincias de Jaén y San Ignacio entre los 600 y 850
msnm en el departamento de Cajamarca (Zevallos, 1988).
La C. iguaguana prospera en suelos con topografía principalmente de
colinas medias y bajas, con pendientes que van entre 4 y 15 %, con suelos
aluviales, transportados entre francos, francos- arenosos y francos – arcillosos,
profundos. Suelos que no tienen problemas de drenaje (INRENA, 1988).
La especie Cordia iguaguana Melchior se encuentra en climas con
temperaturas cercanas a los 33° C como máxima y 15° C como mínima y bajo
precipitaciones promedio de 700 mm anuales. Se encuentra asociada con
zapote de perro (Capparis angulata), palo verde (Cercidium preacox), tunsho
(Eritheca discolor), espino (Acacia sp.), acerillo (Aspidorperma sp.); entre otras
especies (INRENA, 1988).
2.2. PROPAGACIÓN ASEXUAL O VEGETATIVA
La propagación asexual es la reproducción por medio de partes
vegetativas de las plantas tales como raíces, ramas u hojas (Hartmann, 1992) y
tallos, originando plantas genéticamente iguales a la planta original. Existe,
además, fundamentalmente tres métodos de propagación vegetativa de uso
corriente: las estacas, los injertos y los acodos (Trujillo, 1984).
17
La propagación vegetativa o asexual se utiliza para producir una planta
que posea el mismo genotipo que la planta madre (planta donadora) y esto es
posible porque todas las células de una planta poseen la información necesaria
y/o suficiente para reproducir la planta entera (Hartmann et al., 1992).
Utilización de la propagación vegetativa en el mejoramiento
genético forestal
Tradicionalmente se han utilizado varias formas de propagación
vegetativa en el mejoramiento genético; de ellas las más conocidas son los
injertos y estocones lignificados para el establecimiento de huertos semilleros
clonales (HSC), y el enraizamiento de estacas fisiológicamente juveniles, para
el establecimiento de plantaciones clonales (Leakey et al., 1990).
Silvicultura clonal
El interés por la silvicultura clonal (uso de propágulos vegetativos para el
establecimiento de plantaciones clonales) ha venido cobrando importancia,
debido al aumento en el conocimiento del tema, al gran número de especies
que pueden ser propagadas vegetativamente, así como por el aumento en la
concientización acerca de las oportunidades que ofrece la clonación en la
utilización y explotación directa de la variabilidad genética (Leakey et al., 1990).
La silvicultura clonal, según Gutiérrez y Chung (1994), se define como la
utilización masiva de genotipos sobresalientes, a través de plantas obtenidas
por enraizamiento de esquejes (estaquillas, estacas), de plantas obtenidas
mediante técnicas de cultivos in vitro, por medio de cultivo de órganos o de
callos o bien, mediante plantas derivadas de embriones encapsulados.
En muchos programas de mejoramiento genético forestal, se ha
adoptado el uso de clones directamente en plantaciones operacionales, con
material generado de aquellos árboles que provienen de las mejores
18
procedencias y que han sido seleccionados por sus buenas características
fenotípicas (Mesén, 1995).
A diferencia de los HSC, si la propagación vegetativa se realiza con el fin
de establecer plantaciones, se requiere del uso de material fisiológicamente
juvenil, el cual dará origen a árboles en crecimiento ortotrópico normal,
adecuados para la producción maderera; para ello, el uso de estacas
originados de rebrotes de tocones, rebrotes de árboles basales en pie o
plántulas jóvenes, es lo recomendado (Mesén et al., 1992). Con este material
se establecen ensayos clonales en el campo con todos los clones, para
seleccionar los 30-50 mejores y propagarlos masivamente para su uso en
plantaciones (Mesén, 1995).
2.3. EL PROPAGADOR DE SUB - IRRIGACIÓN
Debido a los altos costos de implementación y operación de los sistemas
de propagación vegetativa; los mayores progresos en este campo lo han
logrado grandes empresas mediante sistemas caros y relativamente
sofisticados de nebulización automática. Si se quiere transferir los beneficios de
la propagación vegetativa al pequeño y mediano finquero de la región, se hace
necesario adaptar o desarrollar nuevas tecnologías de propagación, eficientes
pero económicas y simples (Leakey et al., 1990).
Los propagadores de sub-irrigación demostraron ser efectivos para la
propagación de gran cantidad de especies tropicales, con las ventajas
adicionales de que son baratos y fáciles de utilizar y no requieren de
electricidad ni agua de cañería, lo cual los hacen apropiados para condiciones
rurales y programas con bajo capital (Mesén, 1998).
Los propagadores de sub-irrigación son un invernadero en miniatura, los
cuales tienen la función de proveer de agua por capilaridad a los diferentes
sustratos y evitar su evaporación; para ello se forma un filtro, éste consiste en
19
una capa de 20-25 cm de espesor formada con piedras (de 6 a 15 cm de
diámetro), cubiertas con gravilla y una capa de 5 a 10 cm de sustrato
desinfectado (Mesén, 1998).
Figura 1. Propagador de sub-irrigación (Longman, 1993)
Los propagadores de sub-irrigación son utilizados principalmente para
operaciones a pequeña y mediana escala; y su efectividad es semejante a los
sistemas de irrigación. Mantiene una humedad relativa (HR) cercana al 100%.
El nombre del sistema de “sub-irrigación”, radica en que no se utiliza
irrigación aérea, sino que se mantiene una reserva de agua en el fondo del
propagador, y esta humedece el sustrato por efecto capilar.
El ciclo del agua dentro del propagador de sub-irrigación, al evaporase y
condensarse en la tapa y las paredes, ayuda a mantener una HR cercana al
100%. Se recomiendan niveles de sombra de 75-85% (IIAP- Pucallpa, 2008).
20
Preparación de las Estaquillas
Para la preparación de las estaquillas, se debe contar con un área
cómoda y debidamente acondicionada, sombreada y fresca.
Los rebrotes deben mantenerse siempre húmedos, preferiblemente
dentro de recipientes con agua. Puede ser necesario utilizar algún producto en
el agua, para la desinfección del material.
Se debe trabajar solo con un clon, para evitar confusiones (IIAP-
Pucallpa, 2008).
Las estacas deben ser cosechadas de brotes ortotrópicos, sanos y
vigorosos, de 30-50 cm de longitud; sin embargo con algunas especies (ej. E.
grandis), es posible también utilizar brotes plagiotrópicos sin problema; aun
cuando en Araucaria hunsteinii ha sido observado un plagiotropismo marcado y
las estacas tomadas de ramas, mantienen la tendencia horizontal de
crecimiento, sin desarrollar un eje vertical normal (Mesén, 1988).
En la preparación de las estacas, el entrenudo terminal se elimina, ya
que este normalmente es demasiado suave y propenso al marchitamiento, lo
mismo que los entrenudos basales que estén demasiado lignificados. Cada
brote genera alrededor de 6 a 10 estaquitas, las que se producen haciendo un
corte inclinado justo sobre cada hoja, de manera que cada una consiste de una
sección de entrenudo, una hoja y al menos una yema, la cual dará origen al
nuevo tallo (Mesén, 1993).
Longitud de la estaquilla
Generalmente se utilizan estaquitas de 4-6 cm de longitud, con
diámetros centrales de 3-6 mm. Contrario a una creencia muy generalizada,
normalmente no es necesario dejar un nudo en la base de la estaca, excepto
21
en casos muy particulares (ej. algunas estacas de cítricos) donde la presencia
de un nudo basal aumenta las posibilidades enraizamiento.
El uso de estacas uninodales maximiza el número de las que pueden
obtenerse de un brote en particular; sin embargo, cuando los entrenudos son
demasiados cortos como para obtener estacas uninodales de la longitud
deseada, pueden utilizar estacas de dos o más nudos, y se eliminan las hojas
inferiores para dejar únicamente la hoja superior.
No se recomienda utilizar estacas demasiado cortas (menos de 4 cm de
longitud) porque entonces la hoja queda en contacto permanente con el
sustrato, lo cual puede favorecer la pudrición de la hoja (Mesén, 1993).
Corte de la estaquilla
El corte debe hacerse justo arriba de un nudo.
El tipo de corte (recto o inclinado) no tiene mayor influencia en el
enraizamiento, excepto en unas pocas especies.
Para lograr la longitud adecuada, se pueden usar estacas con uno o
más entrenudos, pero en cualquier caso, normalmente se le deja solo
la hoja superior (IIAP-Pucallpa, 2008).
Poda de la hoja
La poda de la hoja busca lograr un equilibrio entre los efectos
positivos de la fotosíntesis y el efecto negativo de la transpiración.
La cantidad que se le deje depende de varios factores (especie,
ambiente| de propagación), y deberá determinarse mediante
22
ensayos. Por lo general se deja entre 30-50% de la hoja (IIAP-
Pucallpa, 2008).
La estaquita debe conservar parte de la hoja, por ser esta la fuente
de asimilados, auxinas y otras sustancias, vitales para el
enraizamiento; sin embargo, la hoja también proporciona una amplia
superficie para la perdida de agua por transpiración. Para la mayoría
de las especies evaluadas se obtuvieron buenos resultados con
áreas foliares de 10 a 50 cm, aunque algunas, como Swietenia
macrophylla, podría requerir áreas mayores (Mesén, 1993).
Ventajas de la propagación vegetativa mediante el enraizamiento
por estaquillas
Mayor ganancia genética, al capturar tanto los componentes aditivos
como no aditivos de la variación genética total.
Mayor productividad y mejor calidad del producto.
Mayor homogeneidad en plantaciones.
Mayor facilidad de manejo.
Posibilidad de replicar individuos con combinaciones genéticas
únicas, lo cual no es posible mediante el uso de semillas.
Posibilidad de iniciar la propagación mucho antes de que el árbol
alcance su edad reproductiva.
Se evita la dependencia hacia el uso de semillas y los problemas
asociados con algunas especies:
► Fructificación a edades adultas.
► Producción baja e irregular, solo en ciertas épocas del año.
23
► Depredación de frutos y semillas.
► Baja germinación.
► Dificultades de almacenamiento.
Es posible lograr un control preciso del parentesco, contrario a
cuando se usa semilla de polinización abierta.
Es una herramienta valiosa para la conservación de genotipos en
peligro de extinción (IIAP-Pucallpa, 2008).
Desventajas de la propagación vegetativa mediante el
enraizamiento por estaquillas
Es un proceso más elaborado que el uso de semillas.
El costo final de cada planta es ligeramente mayor (pero se justifica
plenamente).
La tala del árbol seleccionado puede ser problemática en ciertas
circunstancias (aunque existen medidas alternativas).
Algunas especies no producen rebrotes (afortunadamente son la
excepción) (IIAP-Pucallpa, 2008).
Posibles desventajas del método
1. ¿Es caro y complicado?
Ciertamente es más caro que la producción tradicional de plántulas por
semilla, pero los costos disminuyen conforme se establece una línea de
producción. Existen sistemas de bajo costo.
24
Las enormes ventajas compensan plenamente el mayor costo inicial.
Es más complicado inicialmente, mientras se logra familiaridad con la
especie y el proceso de propagación; luego, se vuelve rutinario.
2. ¿Es el sistema radical deficiente?
No. Al igual que en el sistema tradicional, depende del manejo y las
técnicas empleadas. Un árbol desarrollado de una estaca bien enraizada, no
tendrá ningún problema de estabilidad; además, contrario a la creencia popular,
las estacas sí producen raíces pivotantes y “sinkers”, la misma que, no es
indispensable para la estabilidad y desarrollo del árbol. La misma que
3. ¿Son los árboles más susceptibles al volcamiento?
A lo largo de más de 100 años de uso de la técnica, no existe evidencia
de que los árboles originados de estacas adecuadamente enraizadas sean más
susceptibles al volcamiento que los originados por semillas.
4. ¿Son las plantaciones clonales más susceptibles a epidemias?
No, en tanto se maneje un número seguro de clones (>15) con una
distribución apropiada. Es mejor la plantación en bloques monoclonales que en
mezcla, ya que si aparece un problema en un clon, se puede cosechar y
reemplazar, sin causar daño al resto de la plantación; por otra parte, la
heterogeneidad genética en plantas no clonales no parece ser una defensa
efectiva contra la mayoría de las plagas (ej. Meliáceas) (IIAP-Pucallpa, 2008).
25
III. MATERIALES Y MÉTODOS
3.1. UBICACIÓN DEL EXPERIMENTO
Las pruebas de enraizamiento para esta especie fueron realizadas en el
Vivero Municipal “Manuela Díaz Estela” de la Provincia y ciudad de Jaén,
Departamento de Cajamarca, Perú.
El Vivero Municipal está ubicado a una altura de 733 msnm y sus
coordenadas UTM son: 0743387 E y 9369422 N. La ciudad de Jaén presenta
una temperatura media anual de 24 ⁰C, una humedad relativa del 56% y una
precipitación anual de 710 mm.
3.2. MATERIALES
a. Material Experimental
a.1. Material biológico
Constituido por estacas juveniles (estaquillas) de la especie
Cordia iguaguana Melchior.
a.2. Material de laboratorio a.2.1. Reactivos
Regulador del Crecimiento: Ácido Indol - 3- Butírico
(AIB).
Alcohol al 96%
26
Agua destilada
a.2.2. Material de vidrio
Pipetas de 1,2,5 y 10 ml
Fiolas de 100 ml
Frascos para reactivos
Embudo pequeños
Bagueta
Matraz Erlenmeyer de 100, 250, 500 ml
Probetas de 50, 100 ml
a.2.3. Equipos
Cocina eléctrica
Refrigeradora
PH – metro
Balanza analítica
a.3. Material para la colección de la muestra botánica e
instalación de el propagador de sub – irrigación
Fabricación de un propagador de sub – irrigación, según las
descripciones en detalle hechas por Leakey et al. (1990).
Tijeras de podar
Paja rafia
27
Cinta métrica
Machete
Baldes
Plástico transparente (mica)
Sustrato de enraizamiento (arena fina)
Piedras grandes (6-10 cm de diámetro)
Piedras pequeñas (3-6 cm de diámetro)
Grava
b. Otros Materiales
Papel aluminio
Algodón
Lapiceros marcadores
Libreta de apuntes
Material de escritorio
3.3. METODOLOGÍA
a. Tratamientos en Estudio
Se utilizó cinco (05) dosis de ácido indol-3-butírico (AIB), con tres (03)
áreas foliares en un Experimento Factorial AxB (A= ÁREAS FOLIARES, B=
DOSIS DE AIB). Cada dosis de AIB y área foliar considerada es un nivel (trat.).
28
Se consideró pertinente analizar el efecto de las cinco dosis de la auxina
ácido indol-3-butírico y las tres áreas foliares sobre la respuesta en el
porcentaje de enraizamiento, el efecto sobre la producción promedio de raíces
por estaca y la longitud promedio de las raíces por estaca.
FACTOR A: 03 áreas foliares
I = 20 cm2
II = 30 cm2
III = 40 cm2
FACTOR B: 05 dosis de AIB
1 = 0.00 ppm/l (testigo)
2 = 2,000 ppm/l
3 = 4,000 ppm/l
4 = 8,000 ppm/l
5 = 16,000 ppm/l
Diseño de Bloques, 3 áreas foliares, 5 dosis AIB
Bloque 1 Área foliar II I III Dosis de AIB
4 2 3 1 5
* * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * *
1 5 3 2 4
* * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * *
3 2 5 1 4
* * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * *
29
Bloque 2 Área foliar III II I Dosis de AIB
b. Diseño Experimental
Para el desarrollo del estudio se utilizó un Experimento Factorial 3Ax5B
(A= ÁREAS FOLIARES, B= DOSIS DE AIB) probado en un Diseño de Bloques
Completamente Randomizado (DBCR), con 02 repeticiones (bloques) y
unidades experimentales de 06 estacas por tratamiento. Cada combinación en
el experimento factorial adoptado tuvo el carácter de un tratamiento.
El modelo estadístico para el diseño experimental fue el siguiente:
Yijk = µ + Ai + Bj + ABij + βk + εijk
Donde:
Yijk = Variable de respuesta asociada a la ijk - ésima unidad
experimental.
µ = Efecto de la media general.
Ai = Efecto del i - ésimo nivel del factor "A".
Bj = Efecto del j - ésimo nivel del factor "B".
ABij = Interacción del i - ésimo nivel del factor "A" con el j - ésimo nivel
del factor "B".
βk = Efecto del k - ésimo bloque.
εijk = Error experimental asociado a la ijk – ésima unidad experimental.
3 4 1 5 2
* * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * *
4 2 3 5 1
* * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * *
1 2 4 5 3
* * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * * *
30
Análisis de varianza
Hipótesis:
Ho: Ai = 0 contra; Ha: No todos los Ai = 0
Ho: Bj = 0 contra; Ha: No todos los Bj = 0
Ho: (AB)ij = 0 contra; Ha: No todos los (AB)ij = 0
Cuadro 1. Tabla de Análisis de Varianza
FV GL SC CM FC
Bloques r-1
Tratamientos ab-1
SCtrat/gltrat CMtrat/CMee
A a -1
SCA/glA
CMA/CMee
B b -1
SCB/glB CMB/CMee
AB (a -1)(b -1) SCTOTAL-SCA-SCB
SCAB/glAB CMAB/CMee
Error ab -1(r -1) SCTOTAL-
SCBLOQUES-SCTRAT
SCee/glee
Total abr -1
Fuente: Álvarez, C. y González, R. ___
31
c. Realización del Trabajo
Fase de Información
Fabricación de un propagador de sub – irrigación
El propagador de sub-irrigación (Fig.1) ha sido descrito en detalle por
Leakey et al. (1990). Mesén (1998), afirma que el propagador es básicamente
un marco de madera o de metal rodeado por plástico transparente para hacerlo
impermeable.
Los primeros 20 cm se cubrieron por capas sucesivas de piedras
grandes (6-10 cm de diámetro), piedras pequeñas (3-6 cm) y grava, y los
últimos 5 cm se cubrieron con un sustrato de enraizamiento (arena fina). Los 20
cm basales se llenaron con agua, de manera que el sustrato de enraizamiento
siempre se mantuvo húmedo por capilaridad.
Para introducir el agua u observar su nivel, se utilizó un pedazo de
tubería de PVC, el cual fue insertado verticalmente a través de las diferentes
capas de material. Internamente, en el propagador se hicieron divisiones
equidistantes con un cordel a los dos bloques de tratamientos, a la vez estas se
subdividieron en tres parcelas con una tabla de pines de 6x6 cm2 entre cada
pin, cada pin tuvo una longitud de 2 cm con la finalidad de poder insertar las
estacas en los hoyos de 2 cm de profundidad (la tabla de pines fue presionada
sobre sustrato para dar forma a los hoyos); las estacas se distribuyeron
equidistantemente dentro del propagador para evitar en lo posible el efecto
borde.
La caja se cubrió con una tapa que cerraba herméticamente; el armazón
del propagador fue forrado totalmente con plástico (mica), para mantener alta la
humedad interna.
32
Ubicación y recolección del material vegetal
Se identificó y se tomaron las Coordenadas Geográficas UTM de tres
tocones de árboles apropiados para el estudio, cuyas coordenadas fueron:
0740467 E, 9367674 N; 0740473 E, 9367660 N; 0740458 E, 9367653 N,
localizadas a una altitud de 914 msnm. Se consideró pertinente dar una mayor
importancia al material vegetal que procedía de los rebrotes de tocones por
tener estos una mayor concentración de hormonas y por ser más juveniles que
los rebrotes que proceden de la copa del árbol.
Los rebrotes fueron cosechados en horas de la mañana (6-8 am)
evitando las horas más calientes del día. Luego de colectados, los rebrotes
ortotrópicos sanos y vigorosos de 30-50 cm de longitud fueron colocados
inmediatamente en un recipiente con agua, seguidamente fueron envueltos en
papel húmedo y puestos dentro de bolsas de plástico. Debido a la importancia
de reducir aún más el estrés hídrico en las estacas, se eliminó los entrenudos
apicales, por ser demasiados suaves y propensos al marchitamiento, lo mismo
se hizo con los entrenudos basales muy lignificados.
Preparación del material vegetal y aplicación de los tratamientos
hormonales
Se consideró utilizar estaquitas de 6 cm de longitud, con diámetros
centrales de 3-6 mm.
Como el área foliar óptima varía en cada especie y de acuerdo a la
irradiación solar durante el proceso de enraizamiento. Para este experimento
se consideró dejar estaquitas con áreas foliares de 20, 30 y 40 cm2, que luego
fueron distribuidas en el propagador de acuerdo al diseño experimental
dispuesto.
Para determinar las tres áreas foliares en estudio, se dibujó previamente
el contorno de una hoja entera de la especie C. iguaguana en papel milimétrico,
33
donde se hizo un conteo de las cuadrículas hasta obtener los 20, 30 y 40 cm2
deseados; posteriormente, se crearon moldes de cartón con las medidas
especificadas previamente que luego fueron utilizadas para medir y determinar
las áreas foliares de todas las estacas en tratamiento. Se consideró en este
experimento dejar solo una sola hoja por estaca.
Se utilizó la técnica de inmersión rápida, la cual consiste en introducir la
base de las estacas en una solución concentrada de la auxina (cinco dosis de
AIB de 0, 2, 4, 8, 16 g/l) por pocos segundos (fueron considerados 10‟‟) e
insertadas inmediatamente en el sustrato de propagación. En este experimento
se diluyó la auxina AIB en alcohol al 96%.
Evaluación y monitoreo del estudio
Para un mejor análisis y comprensión del efecto que tuvo las cinco dosis
de la auxina AIB y las tres áreas foliares en estudio, se consideró pertinente
analizar las variables: porcentaje de enraizamiento, número promedio de las
raíces por estaca y longitud promedio de las raíces por estaca. Los resultados
de estas tres variables fueron puestas a evaluación estadística a las ocho
semanas de establecidas las estacas en el propagador.
Una vez de establecidas las estaquillas en el propagador, se asperjaron
bien las hojas de estas con agua, utilizando un aspersor manual. Éste
procedimiento se hizo todos los días (tardes y mañanas) por dos semanas,
luego fueron regadas una vez al día o dejando un día dependiendo de la
humedad superficial de las hojas; se tuvo mucho cuidado al realizar los riegos
después de periodos de alta temperatura, con la finalidad de mantener a las
hojas turgentes y favorecer de esta forma el proceso de enraizamiento.
Las inspecciones se realizaron frecuentemente para detectar y corregir
problemas patológicos, eliminar hojas caídas o estacas con síntomas de
necrosis que pudieran haber sido foco de infección, para observar y mantener
34
el nivel de la tabla de agua y para evaluar el avance en el proceso de
enraizamiento.
Se controló la intensidad lumínica y la temperatura sobre el propagador
con la finalidad de permitir una tasa adecuada de fotosíntesis, al minimizar el
estrés hídrico en las estacas. Para este ensayo se consideraron niveles de
sombra de 75 - 85% (irradiación que oscila entre los 300 - 600 µmol m-2s-1).
Debido a que la temperatura es el factor más crítico para la propagación;
la temperatura del propagador de sub irrigación se mantuvo en un rango de 28
a 33 ºC.
Las estaquillas ya enraizadas fueron cosechadas a las ocho semanas de
sembradas en el propagador; luego fueron trasplantadas en bolsas con una
mezcla adecuada de suelo: tierra agrícola, arena y humus (2:1:1), conforme a
las prácticas normales de vivero. Se hizo una progresiva exposición a la luz
directa del sol con el fin de disminuir el déficit hídrico sobre las estaquillas; para
ello, un ambiente húmedo y de buena sombra inicial, fue determinante en el
vivero.
Fase de Tabulación y Análisis de Información
Los datos fueron evaluados estadísticamente con el programa Statistical
Analysis System - SAS® versión 9.2 (TS1M0), USA; además se utilizaron los
programas Microsoft Office Word 2007, Microsoft Office Excel 2007 y Microsoft
Office PowerPoint 2007 para la tabulación, análisis y presentación pertinente.
35
IV. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
A ocho semanas después del establecimiento de las estaquillas en el
propagador de sub-irrigación (desde el 20/08/09 hasta el 22/10/09), bajo
niveles de sombra de 75 - 85% (irradiación que oscila entre los 300 - 600 µmol
m-2s-1), sujeto a temperaturas de 28 a 33 ºC, con una humedad relativa del
interior del propagador cercana al 100%, utilizando como sustrato de
propagación arena, considerando estaquitas de 6 cm de longitud y con
diámetros centrales de 3-6 mm, utilizando cinco dosis de AIB (0, 0.2, 0.4, 0.8 y
1.6%) y tres áreas foliares (20, 30 y 40 cm2); los resultados bajo el análisis de
las variables porcentaje de enraizamiento, número promedio de raíces por
estaca y longitud promedio de las raíces por estaca, son los siguientes:
4.1. ANÁLISIS DE LA VARIABLE PORCENTAJE DE ENRAIZAMIENTO
Cuadro 2. Número de estacas enraizadas según la distribución de
tratamientos para la variable porcentaje de enraizamiento
Nº DE ESTACAS ENRAIZADAS POR TRATAMIENTO
AF
FITOHORMONA AIB T1 T2 T3 T4 T5
BLOQUE 1
I 3 2 4 4 5
18
II 1 2 2 2 6
13
III 1 3 1 5 3
13
BLOQUE 2
I 1 4 1 4 6
16
II 1 2 4 5 5
17
III 0 1 1 5 4
11
Σ total
7 14 13 25 29
AF I 34
AF II 30
AF III 24
Σ Bloque I+II AF= área foliar
36
Se distribuyeron las estaquillas enraizadas según los tratamientos de las
áreas foliares y las dosis de AIB en sus respectivas repeticiones (bloques),
para los cálculos correspondientes (Anexo Nº 1).
Figura 2. Porcentajes de enraizamiento para la interacción área foliar -
dosis de AIB
La figura 2, muestra que el tratamiento con AIB al 1.6% (T5) y áreas
foliares de 20 y 30 cm2 (AFI y AFII), produjeron un porcentaje similar de
enraizamiento, habiendo alcanzado un 91.67%, que corresponde a la mayor
cifra entre los tratamientos; sin embargo, el porcentaje de enraizamiento
usando la misma dosis de AIB, fue menor (58.33%) cuando se utilizó áreas
foliares de 40 cm2 (AFIII). El menor porcentaje de enraizamiento obtenido
cuando se utilizó un área foliar de 40 cm2, tal vez sea debido a que el
incremento del ácido indol acético (AIA) (producto del metabolismo de una
mayor foliar y/o que se encontraban acumuladas) sumado al efecto del AIB al
1.6%, causaran cierto efecto tóxico en desmedro sobre el enraizamiento; es
posible también, que la disminución del potencial hídrico en las estacas por
periodos cortos, originado por las frecuentes evaluaciones del estado
0.00
10.00
20.00
30.00
40.00
50.00
60.00
70.00
80.00
90.00
100.00
T1 T2 T3 T4 T5
33.33
50.00
41.67
66.67
91.67
16.67
33.33
50.00
58.33
91.67
8.33
33.33
16.67
83.33
58.33
po
rce
nta
je d
e e
nra
iza
mie
nto
AF I
AF II
AF III
37
fisiológico, de salubridad y de las condiciones medioambientales sobre las
estacas, al abrirse la tapa del propagador de sub-irrigación, adicionando
además el estrés provocado en las hojas por incremento de la temperatura y
disminución de la humedad relativa (HR) en horas de mayor radiación solar, es
probable que estos hayan estimulado por periodos breves la síntesis de ácido
abscísico (ABA); aunque se sabe que las concentraciones de ABA en
condiciones de estrés se reduce considerablemente cuando el potencial hídrico
de las células de la planta se normaliza; quizás, el efecto de trazas aculadas de
ABA en estos periodos temporales de estrés, haya disminuido en un 33.34% el
porcentaje de enraizamiento cuando se consideró áreas foliares de 40 cm2. El
ABA, según Bidwell (1983) puede tal vez formarse en 7 minutos de haberse
producido la marchitez en las hojas (es el mismo tiempo que le toma
presumiblemente a la HR atrapada en el propagador de sub-irrigación reducirse
por debajo del 50% cuando se realiza las inspecciones regulares de las
estacas, ver figura 10), para luego producir el cierre de los estomas bajo
condiciones de estrés, inhibir el crecimiento y provocar el letargo, en este caso,
el de las yemas y los brote; este mismo autor también asevera que, cuando se
suministra agua a las hojas marchitas, se detiene de inmediato la síntesis de
ABA, no obstante, aunque no todo el ABA desaparezca inmediatamente, los
estomas se reabren por lo regular, es posible que en estas circunstancias el
ABA pudiera estar confinado o encerrado en un sitio de la célula donde ya no
está activo.
También es probable, que en este periodo de iniciación de las raíces, la
aplicación de dosis de AIB al 1.6% y el efecto producido por el AIA (auxina que
fue sintetizada y/o acumulada naturalmente por las áreas foliares de 40 cm2,
yemas y brotes), hayan favorecido la expresión del efecto negativo del etileno
sobre la iniciación y desarrollo de las raíces. Al respecto Zimmerman y
Hitchcock (1933) y otros investigadores, citados por Hartmann y Kester (1992),
demostraron que el etileno a bajas concentraciones, a 10 ppm, en algunas
especies es posible ocasionar la producción de raíces en tejidos de tallos y de
hojas así como el desarrollo de raíces preexistentes en los tallos; en estudios
sobre la iniciación de raíces en estacas de frijol mungo, mostraron que el
38
etileno, en dosis de 0 a 1000 ppm disminuyó la iniciación de las raíces. Bidwell
(1983), afirma que el AIA continúa teniendo un efecto estimulante sobre las
raíces a concentraciones muy altas por sí mismo, pero el efecto inhibitorio del
etileno, producido como resultado de la acción de la acción del AIA, se
sobrepone a dicha estimulación y eventualmente determina la inhibición
cuando se alcanza un nivel crítico de AIA. Al respecto Salisbury (1991),
también señala que la formación de las raíces adventicias puede ser producto
de factores hormonales como las auxinas, que si bien inducen la formación de
raíces adventicias, también pueden inhibir el crecimiento de estas, debido a
que las auxinas estimulan la producción de etileno, en especial cuando se
agregan cantidades relativamente elevadas.
Al utilizar dosis al 0.8% de AIB (T4) con un área foliar de 40 cm2 se
obtuvo un porcentaje de enraizamiento del 83.33%; resultado aparentemente
contradictorio a lo obtenido con la dosis de AIB al 1.6 % y considerando un
área foliar de 40 cm2; sin embargo, la explicación de este resultado, podría
atribuirse a que, esta mayor área fotosintetizante (40 cm2 de hoja) fue lo
suficiente para haber inducido sustancias reguladoras del crecimiento como las
auxinas, sin inhibir el proceso de iniciación de las raíces, cuando ésta fue
conjugada con una dosis de AIB a la mitad (0.8%). El enraizamiento de estacas
a la dosis de 0.8% de AIB y una área foliar de 20 y 30 cm2 (AFI y AFII), el
porcentaje de enraizamiento fue de 66.67% y 58.33% respectivamente.
A dosis de 0.4%, 0.2% y 0% de AIB (T3, T2 y T1) y considerando las tres
áreas foliares en estudio, el enraizamiento no superó el 50%, hecho que indica
que la concentración de aplicación de AIB, tiene fuerte influencia en el
enraizamiento.
En términos generales, se ha observado que a un incremento de la dosis
de AIB, desde 0% a 1.6%, el porcentaje de estacas con formación de raíces
también se incrementa; estas observaciones son concordantes con lo
determinado por Mesén (1993), trabajando con otras especies de plantas;
indica así, que en Cordia alliodora, un aumento en la concentración de AIB
39
desde 0% hasta 1.6%, aumentó el porcentaje de enraizamiento de estacas de
10% a 70%, en tanto que en el presente trabajo el incremento fue de 8.33% a
91.67%.
Al realizar la prueba de rango múltiple Tukey, para el estudio de los
efectos simples (Anexo 8, cuadro 7); aunque indique que no haya una
diferencia estadística significativa (p>0.05) entre las cinco dosis de AIB en las
áreas foliares de 20 cm2 y 30 cm2, muestra que el efecto sobre el porcentaje de
enraizamiento es elevado, cuando el tratamiento T5 causa efecto en el AF1
(91.67%) y el T5 en AF2 (91.67%); se encontró una diferencia significativa de
efectos (p<0.05) de las cinco dosis de AIB sobre el AF3, siendo el más notable
efecto el que causó el T4 en el AF3 (83.33%); el mismo efecto causan las
áreas foliares en las dosis de AIB cuando los roles se anteponen aún cuando
no se haya presentado una diferencia de efectos significativo.
En la especie C. iguaguana, se pudo constatar que al disminuir las dosis
de AIB por debajo del 1.6% y 0.8%, si las estacas no producían raíces por lo
general formaban callo (Anexo 1); tal vez, la prematura formación de callosidad
antes de la iniciación de las raíces cuando se usó dosis de AIB al 0.4%, 0.2% y
0.0% sea debido a que estas dosis fueron insuficientes para producir un mayor
número de raíces antes de la formación del callo. Al respecto Hartmann y
Kester (1983), describen varios fenómenos que ocurren cuando se utiliza
diferentes dosis hormonales: las estacas generalmente responden a las dosis
de auxina de una manera típica, mostrando un aumento progresivo en el
número y calidad de las raíces formadas con cada aumento en la dosis de
auxina hasta alcanzar un punto máximo, a partir del cual se inicia un descenso
en la respuesta debido a problemas de toxicidad. Con dosis insuficientes las
raíces son escasas, o puede haber formación de callo solamente sin formación
de raíces. En dosis supraóptimas puede ocurrir amarillamiento y caída
prematura de la hoja de la estaca, necrosis de la base de la estaca o necrosis
total. También puede ocurrir una inhibición del crecimiento de los brotes, aun
después de que la estaca haya enraizado.
40
Es posible que la aplicación de altas concentraciones de AIB (1.6% y
0.8%) en las estacas de C. iguaguana, haya inhibido el crecimiento de las
yemas por un corto periodo favoreciendo el transporte de auxinas y
metabolitos, permitiendo obtener un incremento en el porcentaje de
enraizamiento; al respecto Mesén (1993), afirma que dentro del rango normal
de concentraciones de AIB utilizadas para la mayoría de especies (0.1-2.0%),
las concentraciones mayores también tienen un efecto positivo al inhibir el
crecimiento de las yemas en las estacas durante las primeras semanas en el
propagador, al inducir el transporte de asimilados hacia la base de la estaca y
permitir el desarrollo de raíces sin competencia con un brote en crecimiento.
Una vez que se forman las raíces, la recuperación del balance hídrico y las
reacciones fotosintéticas en las plantas restauran el balance de crecimiento
entre el brote y las raíces. Si no se aplican auxinas, el brote empieza a
desarrollarse en las estacas antes de la formación de las raíces. Esto crea un
punto de atracción de asimilados hacia los brotes, en competencia con la base
de la estaca, lo cual reduce el enraizamiento.
Al igual que con trabajos realizados en el CATIE (Díaz et al. 1991 y
1992; Leakey et al. 1990; Mesén et al. 1992 y 1996; Mesén 1993; Mesén y
Trejos 1998; Núñez 1997) con varias especies tales como: Terminalia oblonga
(0.8% de AIB), Cordia alliodora (0.8%-1.6% de AIB) y la especie Hyeronima
alchorneoides (1.6% de AIB); con la especie C. iguaguana los mejores
porcentajes de enraizamientos se obtuvieron cuando se utilizaron dosis al 0.8%
(T4) y 1.6% (T5) de AIB.
En lo concerniente a la iniciación de raíces en Cordia iguaguana
Melchior, se pudo observar que a las tres semanas y media de establecidas las
estacas en el propagador, inició el proceso de formación de las primeras
raíces; estos resultados son similares a los obtenidos por Mesén (1998), quien
afirma que la iniciación de raíces varía ampliamente entre especies; desde
siete días en Eucalyptus deglupta hasta aproximadamente cinco semanas en
Swietenia macrophylla y Vochysia guatemalensis; en Cordia alliodora, se
41
redujo el tiempo de formación de las primeras raíces, de ocho a tres semanas,
al usar dosis de AIB desde 0% hasta 1.6%.
Los factores que limitan a una especie vegetal alcanzar su máximo
porcentaje de enraizamiento pueden ser diversos; es usual encontrar que
algunas especies produzcan exudaciones y generen una rápida cicatrización
de la base de la estaca luego de realizar el corte; tales exudaciones y las
repentinas cicatrizaciones de la base de la estaca pueden dificultar que las
aplicaciones hormonales sean absorbidas rápidamente y luego ser
transportadas hacia las hojas; del mismo modo, Lobato (1998), observó como
en la especie Pouteria sapota (Sapotaceae) la producción de mucílagos y látex
dificultan la capacidad de enraizamiento; al respecto, Longman (1993) y Loach
(1977), afirman que durante la preparación del material de una especie en
particular, no se observó la salida del mucílago en abundancia, sin embargo,
este mucílago y la formación de un gran callo en respuesta al corte, pudieron
haber sido un impedimento para la formación de raíces. En el caso de C.
iguaguana, que corresponde al presente trabajo, no produjo exudados en
abundancia, quizás éste pudo haber tenido un efecto de menor importancia en
el enraizamiento, pero es necesario tomarse en cuenta en experimentos
posteriores, ya que aún no se conoce su real efecto.
Efecto de las hojas
El efecto producido por las áreas foliares en la capacidad de
enraizamiento de estacas juveniles varía de una especie a otra, por lo tanto es
importante considerar este factor cuando se empieza a propagar por estaquillas
especies que no hayan sido estudiadas anteriormente. Las tres áreas foliares
empleadas (20 cm2, 30 cm2 y 40 cm2) favorecieron el enraizamiento,
obteniéndose los mejores resultados cuando fueron puestas a interacción con
concentraciones de AIB al 0.8% (T4) y 1.6% (T5). Es conocido el beneficio que
producen las áreas foliares al proceso fotosintético y a la formación de auxinas
y metabolitos cuando estas son recortadas a un tamaño tal, que permita reducir
y/o controlar el efecto negativo de lo niveles de radiación sobre el propagador
42
de sub-irrigación; al cumplir esta premisa, Mesén (1998) asegura que se
logrará el mejor balance entre las desventajas de la transpiración y las ventajas
de la fotosíntesis. Para Leakey (1985), la práctica común de reducir el área
foliar de la estaca pretende minimizar la pérdida de agua por transpiración,
pero a la vez permitir la fotosíntesis durante el periodo de enraizamiento. En
estacas catalogadas como “difíciles de enraizar”, la obtención de este balance
parece ser crítico y en realidad puede determinar el éxito o el fracaso de la
propagación.
En estacas suculentas es bien conocido el efecto benéfico de las hojas
sobre el enraizamiento, el cual ha sido asociado con la actividad fotosintética y
el suministro de metabolitos a los primordios radicales en desarrollo (Hartmann
y Kester, 1968). Otras sustancias producidas en las hojas, llamadas en
términos genéricos cofactores foliares, también experimentan un transporte
basípeto en las estacas y permiten o estimulan la iniciación y desarrollo de los
primordios radicales (Haissing, 1974; Hartmann y Kester, 1983). Las hojas
presentes en las estacas han sido correlacionadas con la producción de
promotores auxínicos, auxinas sinergistas (co-factores) o de nutrientes (Wilson,
1994).
Tamaño y diámetro de la estaca
El considerarse estaquitas de 6 cm de longitud, con diámetros centrales
de 3-6 mm, fue también importante en la obtención del enraizamiento de la
especie C. iguaguana, debido a que al recolectarse el material vegetal de los
rebrotes de tocones, se pudo aprovechar la juvenilidad fisiológica de los
rebrotes y las altas concentraciones de agua, asimilados y hormonas. El
tamaño pequeño y menores diámetros de las estacas permitieron reducir el
recorrido de las auxinas presentes en las hojas hacia la base del tallo; de igual
forma, los diámetros centrales elegidos fueron suficientes para una apropiada
área de distribución de las raíces en la base de la estaca; también se redujo las
áreas de pérdidas de agua por transpiración de la estaca debido su pequeñez;
las longitudes y diámetros considerados permitieron que las estacas
43
conservaran suficiente carbohidratos de reservas para la iniciación de las
raíces; por lo tanto, el considerar estacas con una longitud de 6 cm con
diámetros centrales de 3-6 mm fueron lo necesario para obtener buenos
resultados sobre el enraizamiento de la especie C. iguaguana, aun cuando no
se haya probado más de una longitud y más de un diámetro central. Al
respecto Mesén (1998), afirma que generalmente se utilizan estaquitas de 4-6
cm de longitud, con diámetros centrales de 3-6 mm; de igual forma Mesén
(1993), asevera que no es recomendable utilizar estacas demasiado cortas
(menos de 4 cm de longitud) porque entonces la hoja queda en contacto
permanente con el sustrato, lo cual puede favorecer su pudrición.
Leakey y Mohammed (1985), afirman que se ha demostrado que el
tamaño de la estaca (longitud y diámetro) tiene influencia en el proceso de
enraizamiento, encontrándose una relación positiva entre longitud y el
porcentaje de enraizamiento, debido a la mayor capacidad de almacenaje de
productos fotosintéticos. Breen y Muraoka (1974), señalan que los
carbohidratos de reserva son importantes como aportadores de energía; y
cantidades insuficientes en las estacas pueden disminuir e incluso inhibir la
formación y el crecimiento de raíces. El almidón cumple un papel nutricional
importante en el desarrollo de las raíces adventicias (Hartmann y Kester, 1988).
Efecto de la luz
Al establecer las estacas juveniles de la especie C. iguaguana en el
propagador de sub-irrigación, se hizo control de la intensidad lumínica y la
temperatura con la finalidad de permitir una tasa adecuada de fotosíntesis, al
minimizar el estrés hídrico en las estacas. Según experiencias y
recomendaciones de investigadores sobre el tema, para este ensayo se
consideraron niveles de sombra de 75 - 85% (irradiación que oscila entre los
300 - 600 µmol m-2s-1), a su vez se mantuvo la temperatura interior del
propagador en un rango de 28 a 33 ºC debido a éste es el factor más crítico
para la propagación; éstas mismas radiaciones que fueron favorables para el
enraizamiento de estacas juveniles de Cordia alliodora (Mesén, 1993), cuando
44
se consideraron áreas foliares de 20 y 30 cm2, también lo fue para la especie
C. iguaguana, obteniéndose los mejores porcentajes de enraizamiento para
ambas especies. Al respecto Mesén et al. (1997), afirma que diferentes
intensidades de luz asociadas con variaciones en el área foliar de las estacas,
tienden a presentar un efecto en la capacidad de enraizamiento. Mesén (1993),
afirma que para la mayoría de las especies evaluadas se obtuvieron buenos
resultados con áreas foliares 10 a 50 cm2, aunque algunas como Swietenia
macrophylla, podría requerir áreas mayores. Con Cordia alliodora, por ejemplo,
el área foliar de 10 cm2 produjo buenos resultados cuando la irradiación fue
mayor de 300 µmol m-2s-1, pero el enraizamiento fue pobre bajo irradiaciones
menores a los 90 µmol m-2s-1, posiblemente causado por la cantidad
insuficiente de reservas y a las tasas reducidas de fotosíntesis. Bajo
condiciones de baja irradiación, las estaquitas con áreas foliares de 20 y 30
cm2 produjeron los mejores resultados. El área foliar óptima varía con el grado
de sombra durante la propagación; áreas foliares de 30 cm2 e irradiaciones de
entre 300 y 400 µmol m-2s-1 fueron apropiadas para maximizar la tasa
fotosintética y la capacidad de enraizamiento de las estacas de la C. alliodora.
Mesén et al. (1992) y Mesén (1993), afirman que la irradiación máxima
necesaria para la mayoría de especies es de 400-600 µmol m-2s-1.
Loach (1988), señala que durante el proceso de enraizamiento se
requiere de una cierta cantidad de luz para permitir una tasa adecuada de
fotosíntesis en las estacas; sin embargo, la irradiación excesiva provoca el
cierre de estomas y la consecuente reducción en el intercambio gaseoso,
pérdida de turgencia e incluso la muerte de la estaca. Grange y Loach (1985), y
Loach (1988), aseveran que la irradiación no debería ser tan alta como para
inhibir el enraizamiento a través de sus efectos sobre la acumulación de
azúcares y pérdida de turgencia, pero debería ser suficiente para permitir la
producción fotosintética y de carbohidratos para la iniciación y crecimiento de
las raíces. Mesén (1996), afirma que las hojas de las estacas normalmente son
podadas para reducir la transpiración, pero permitir al mismo tiempo cierta
actividad fotosintética durante el periodo de enraizamiento.
45
Medio de enraizamiento
El sustrato arena a pesar de que no fue confrontado con otros sustratos,
para poder aseverar con certeza su real efectividad sobre el enraizamiento de
C. iguaguana; por sus características de alta permeabilidad, buen drenaje,
excelente capacidad para absorber el calor de la atmósfera, buena capacidad
de retención de agua, de fácil de desinfección, y porque proporciona un soporte
favorable a las estacas sin impedir el crecimiento del sistema radical, tal vez,
pudo haber influenciado favorablemente en el enraizamiento de las estacas
juveniles de C. iguaguana. En estudios realizados en el CATIE por Díaz et al.
(1991 y 1992); Leakey et al. (1990); Mesén et al. (1992); Mesén (1993); Núñez
(1997) con diversos sustratos fáciles de conseguir, tales como: grava fina,
arena, aserrín descompuesto y mezclas de estos materiales; a pesar de haber
encontrado diferencias considerables en la capacidad de enraizamiento de
diferentes especies con respecto al sustrato utilizado (ya que algunas especies
enraizaban en un sustrato en particular, otras enraizaban bien en una gran
variedad de sustratos), la arena fina, en general dio buenos resultados con un
gran número de especies, tales como: Alnus acuminata, Cedrela odorata,
Cordia alliodora, Gmelina arborea, Hyeronima alchorneoides y Terminalia
oblonga.
Las características de un buen sustrato de enraizamiento descritas
anteriormente, es reafirmado por Hartmann y Kester (1972), quienes indican
que el medio ideal para enraizamiento es aquel que permite buena aireación,
se drene bien y sea fácil de esterilizar, y lo dicho por Davidson (1974), Poggiani
y Suiter Filho (1976), quienes consideran un buen sustrato aquel que además
de lo anterior, proporcione a la estaca un soporte adecuado. También
concuerda con Wright (1964), quien menciona a la arena como el medio de
enraizado más conveniente.
El sustrato de enraizamiento según Mesén (1998), también tiene un
efecto importante en el éxito del enraizamiento, y debe ser considerado como
parte integral de cualquier sistema de propagación. Harmann y Kester (1983),
46
aseveran que, un buen sustrato combina una buena aireación con alta
capacidad de retención de agua, buen drenaje y libre de agentes
contaminantes. Además, el sustrato no debe presentar obstáculos para el
crecimiento de las raíces, debe tener la consistencia suficiente para mantener
las estacas en su posición y ser de fácil adquisición en cualquier momento
(Leakey y Mesén, 1991).
Loach (1988) atribuye la relación directa entre el efecto del sustrato y la
capacidad de enraizamiento a las características físicas del medio (la
proporción relativa de volumen en aire y agua) así como a la composición
química biológica. Grange y Loach (1983), manifiestan que la influencia del
medio de enraizamiento en relación a la toma de agua por parte de las estacas
está relacionada con la resistencia que ejerce el medio a la absorción,
probablemente a causa del contacto incompleto de la base de la estaca con la
película de agua que se encuentra alrededor de las partículas del medio.
El propagador de sub-irrigación
Por último, el uso del propagador de sub-irrigación contribuyó a que los
porcentajes de enraizamiento sean superiores al 90% en la especie C.
iguaguana, cuando se utilizó una dosis de AIB al 1.6% (T5) y áreas foliares de
20 y 30 cm2; esto fue debido a que se imitó la eficiencia de los invernaderos
automatizados, ya que éste sistema de propagación creó un microambiente
beneficioso para la especie en estudio, al permitir controlar las fluctuaciones de
radiación y temperatura dentro del propagador, favoreciendo el control de las
tasas de evapotranspiración minimizando las pérdidas de agua de las estacas y
del sustrato sin afectar la formación de las raíces. Mesén (1998), afirma que, el
microambiente dentro del propagador ejerce una influencia crítica en el
enraizamiento de estacas. A su vez Loach (1988), señala que el microambiente
ideal debe mantener niveles óptimos de irradiación, temperaturas adecuadas
en el aire, el sustrato y las hojas y un buen balance de agua en las estacas.
47
El microclima del propagador tiene una gran influencia sobre el
enraizamiento de las estacas (Loach, 1988; Newton et al., 1992). Puede ocurrir
una tremenda variabilidad en el enraizamiento e incluso el fracaso completo si
las condiciones ambientales no son controladas adecuadamente durante la
propagación (Loach, 1988). Mesén 1997, citado por Boshier y Lamb (1997),
afirman que el microclima ideal del propagador debe mantener un balance
hídrico satisfactorio en las estacas, además de una irradiación correcta y
condiciones óptimas de temperatura del sustrato, foliar y aérea. Todas estas
variables están íntimamente correlacionadas e interactúan entre sí. El
propagador sin aspersión, el cual es económico y simple de construir, ha
probado su efectividad para la propagación de un gran número de especies
forestales tropicales. Para Newton y Jones (1993), las evaluaciones del sistema
de sub-irrigación han demostrado que es al menos tan efectivo como otros
sistemas más sofisticados, e indican su potencial para un rango amplio de
especies. Leakey et al. (1990), afirman que para ciertas especies de zonas
áridas, susceptibles a pudrición bajo nebulización, el sistema de sub-irrigación
parece ser más apropiado.
4.2. ANÁLISIS DE LA VARIABLE NÚMERO PROMEDIO DE RAÍCES POR
ESTACA
Cuadro 3. Promedio de raíces por estaca según la distribución de
..tratamientos para la variable número promedio de raíces por
..estaca
48
Nº (X) DE RAÍCES/ ESTACA/ TRATAMIENTO
AF
FITOHORMONA AIB T1 T2 T3 T4 T5
BLOQUE 1
I 1.33 4.00 2.50 4.25 5.40
3.50
II 2.00 4.00 2.50 4.00 4.67
3.43
III 2.00 1.00 1.00 5.60 8.67
3.65
BLOQUE 2
I 2.00 2.00 2.00 4.50 4.50
3.00
II 2.00 2.00 5.25 3.00 8.20
4.09
III 0.00 1.00 2.00 4.00 8.50
3.10
Σ total
1.87 2.33 2.54 4.23 6.66
AF I 3.25
AF II 3.76
AF III 3.38
Se distribuyeron el número promedio de las raíces por estaca según los
tratamientos de las áreas foliares y las dosis de AIB en sus respectivas
repeticiones (bloques), para los cálculos correspondientes. Ver anexo Nº 2.
Figura 3. Número promedio de raíces por estaca para la interacción área
.foliar - dosis de AIB
0.00
1.00
2.00
3.00
4.00
5.00
6.00
7.00
8.00
9.00
T1 T2 T3 T4 T5
1.6
7
3.0
0
2.2
5
4.3
8 4.9
5
2.0
0
3.0
0 3.8
8
3.5
0
6.4
4
2.0
0
1.0
0 1.5
0
4.8
0
8.5
9
Nú
mero
pro
me
dio
de r
aíc
es
po
r e
sta
ca
AF I
AF II
AF III
49
La figura 3, muestra que el tratamiento de las estacas con AIB al 1.6%
(T5) y áreas foliares de 40 cm2 (AFIII), produjeron el mayor número promedio
de raíces por estaca, 8.59 raíces; sin embargo, el número de raíces tiende a
disminuir cuando se utilizó la misma dosis y áreas foliares de 20 cm2 y 30 cm2
(4.95 y 6.44 raíces respectivamente). Es posible que el efecto negativo que
produjo etileno en ciertos periodos de tiempo sobre la iniciación de las raíces
(figura 2) considerando áreas foliares de 40 cm2 y dosis de AIB al 1.6%, tal vez,
no lo fue para la obtención de un buen sistema radical; al respecto Azcon Bieto
y Talon (1993), señalan que las auxinas aplicadas en forma exógena inducen la
síntesis de etileno, el cual tiene una relación con la formación de raíces
laterales, pelos radicales e inducción de raíces. Es muy probable que cuando
las raíces de C. iguaguana estuvieron ya formadas, la presencia del ABA
causado por el estrés hídrico temporal de las estacas y del sustrato debido a
las continuas inspecciones del propagador y a el efecto de las altas
temperaturas en las horas más luminosas, estimulase el desarrollo de las
raíces al prevenir que el etileno se sintetizara a proporciones inhibitorias; al
respecto Spollen et al., 1993, citado por Reigosa et al. (2004), sugieren que el
desarrollo continuo de raíces de las plantas en suelos desecados puede ser el
resultado de la acumulación de la hormona vegetal ácido abscísico (ABA), la
cual previene la acumulación de etileno liberado cuando los potenciales
hídricos son bajos.
El número de raíces por estaca en la especie C. iguaguana aumentó
conforme se incrementó las dosis de AIB; el mismo comportamiento se ha visto
con otras especies, tales como en estacas de Cordia alliodora (Mesén et al.,
1997), Vochysia guatemalensis (Mesén et al., 1992) y Khaya ivorensis
(Tchoundjeu y Leakey, 1996), entre otras.
Aunque se utilizó sólo una longitud específica de estaca (6 cm) y un
sólo diámetro central que oscilaba entre los 3-6 mm; las dimensiones de las
estacas y los carbohidratos acumulados en ella, al parecer fueron lo suficiente
para producir un aceptable número promedio de raíces por estaca, cuando se
utilizó dosis de AIB al 1.6% y áreas foliares de 40 cm2, a pesar de que se
50
recomienda el uso de una mayor longitud y diámetro de las estacas. Según
Haissing (1986), este incremento en el número de raíces por estaca al
aumentar las dosis de AIB, puede estar relacionado con la función del AIB de
promover la movilización de carbohidratos de hojas del tallo a la base de las
estacas. Según Veierskov et al. (1982), una de las funciones de los
carbohidratos en algunas especies es la de producir un incremento en el
número de raíces por estaca.
Faulds (1986), señala que el diámetro inicial de las estacas puede
determinar el número de raíces que se van a formar, considerando que
mientras mayor sea el diámetro, mayor será la inducción de raíces. Un estudio
realizado con la especie Cordia alliodora (Mesén, 1993), mostró una
correlación positiva entre el diámetro de las estacas juveniles y el número de
raíces producidas por estaca enraizada. Mesén (1993), también asevera que,
desde que ocurre un estimulo inicial para el comienzo de la formación de
raíces, las estacas grandes, con una gran capacidad de almacenar
carbohidratos, son capaces de soportar un gran número de raíces, un factor el
cual puede explicar la fuente de relación entre el diámetro de las estacas y el
número de raíces producidas por las estacas.
Cuando se utilizó dosis de AIB al 0.8% (T4) y un área foliar de 40 cm2 se
produjo un similar número promedio de raíces por estaca (4.80) si se le
compara con la dosis al 1.6% de AIB considerando un área foliar de 20 cm2
(4.95); luego de estas interacciones el número promedio de raíces tiende a
decaer en producción, aleatoriamente. Es necesario recordar que los mismos
factores que incitan la iniciación de las raíces son también las que estimulan la
formación de un buen sistema radical; entonces, la semejanza de resultados
entre la dosis de AIB al 0.8% y áreas foliares de 40 cm2 y entre la dosis de AIB
al 1.6% y áreas foliares de 20 cm2, quizás sea debido, a que con una menor
dosis de AIB (0.8%) se hace necesario incrementar las áreas foliares (40 cm2)
para poder estimular una mayor producción de sustancias reguladoras del
crecimiento como las auxinas, y de esta manera suplir la menor concentración
de la auxina sintética; es posible que el estímulo de dosis de AIB al 0.8% sobre
51
áreas foliares de 40 cm2 para promover la síntesis y transporte de
carbohidratos hacia la base de la estaca, haya sido lo suficiente para que estos
carbohidratos provocasen la producción de un buen número promedio de
raíces por estaca.
Utilizando dosis de AIB al 0.4, 0.2 y 0.0% y áreas foliares de 20, 30 y 40
cm2, se hace evidente la importancia de aplicar una mayor dosis de AIB para
obtener una mejora en la producción de raíces por estacas. Las áreas foliares
al parecer no tiene un efecto importante sobre la obtención de un buen sistema
radical si no va acompañada de una adecuada dosis de AIB; quizás a menor
dosis de AIB se hace muy necesaria la presencia de auxinas naturales de las
hojas antes de iniciar la propagación por estaquillas; Al respecto Hartmann y
Kester (1990), señalan la importancia de un buen contenido endógeno de
auxinas en las estacas en el momento de ser propagadas.
Al realizar la prueba de rango múltiple Tukey, para el estudio de los
efectos simples (Anexo 8, cuadro 9); aunque indique que no haya una
diferencia estadística significativa (p>0.05) entre las cinco dosis de AIB en el
área foliar de 30 cm2 (AF2), muestra que hubo un importante incremento en el
número de raíces por estacas, cuando el tratamiento T5 causó efecto en el
AF2 (6.44 raíces); se presenció una diferencia significativa de efectos (p<0.05)
de las cinco dosis de AIB sobre el AF3, siendo el más notable efecto el que
causó el T5 en el AF3 (8.59 raíces); el mismo efecto causan las áreas foliares
en las dosis de AIB cuando los roles se contraponen aún cuando no se haya
presentado una diferencia de efectos significativo.
Es necesario recordar que, en la propagación vegetativa por estacas
juveniles utilizando propagadores de sub-irrigación, basta obtener un promedio
de tres raíces por estaca y dispuestas alrededor de su eje para ser
consideradas como viables para ser trasplantas y aclimatas en el vivero. Al
respecto Mesén (1998), afirma que las estacas con menos de tres raíces o que
tengan las raíces agrupadas a un solo lado, deben ser eliminadas.
52
Diversos investigadores consideran que si una planta posee un buen
sistema radical, tendrá mayores probabilidades de sobrevivencia y de
adaptación debido a la extensa área de absorción de nutrientes, ya que un
sistema radical bien formado y ramificado permitirá a la planta adherirse
firmemente al suelo y ser menos vulnerable a los efectos negativos del viento u
otros efectos mecánicos, lograr una mayor robustez por la mayor absorción de
agua y nutrientes del suelo y concebir una mejor descendencia. Acerca de esto
Rose, et al. (1998), afirman que el contar con raíces más ramificadas puede
significar un aumento de la estabilidad de las plántulas y una mayor capacidad
de explorar la parte superior del perfil del suelo. Asimismo Thompson y Schultz
(1995), afirman que las raíces laterales primarias constituyen el entramado
básico para la producción de nuevas raíces, siendo importantes en la absorción
de agua y nutrientes minerales y además en la asociación con micorrizas. De lo
mismo Rose, et al. (1990) señalan que un sistema radical desarrollado puede
aumentar el potencial de absorción de agua y nutrientes, lo que se traduce en
un incremento de su potencial de crecimiento y por lo tanto de la sobrevivencia
de la planta; además, puede influir el la tasa de transpiración e intercambio
gaseoso. Duryea (1984), asevera que el sistema radical es el principal factor
involucrado en una supervivencia exitosa y en un buen crecimiento inicial en
terreno.
Una insuficiencia en la superficie del sistema radical, puede reducir la
captación de agua y nutrientes por la planta, esta insuficiencia retrasa el
desarrollo y afecta negativamente su vitalidad, haciéndola vulnerable a las
plagas y enfermedades, y al deterioro de su material genético. Al respecto
Böhm (1979), asevera que se sostiene que la habilidad del sistema radicular
para absorber agua es directamente proporcional a la cantidad de superficie
expuesta, siendo muy importantes las abundantes raicillas y los pelos
radicales. Por su parte Duyea (1984), expresa que una planta ideal es aquella
que logra la más alta tasa de supervivencia y crecimiento inicial en terreno.
La procedencia del material vegetal al iniciar un programa de
propagación por estacas es de vital importancia, debido que la planta donante
53
heredará sus características fenológicas-genéticas, su vitalidad y de adaptación
frente a los efectos negativos del ambiente como de las plagas y
enfermedades. Al respecto Haissing (1986) y Veierskov (1988), afirman que el
estado fisiológico de la planta donante influye en el metabolismo de los
carbohidratos de las estacas, por causar variaciones en la cantidad y tipos de
sustratos disponibles para su metabolismo. Veierskov (1982,1988), aduce que
se ha visto que una reducción en las concentraciones de carbohidratos, así
como de nitrógeno en las plantas donadoras por variaciones ambientales,
reduce el desarrollo y número de raíces producidas por las estacas. Para
Blazich, 1988; Moe y Andersen, 1988; Eliasson, 1978; la nutrición mineral de
las plantas donantes influye en el desarrollo de las raíces adventicias en
estacas, pues se encuentra involucrada con la iniciación, crecimiento y
desarrollo de las raíces.
4.3. ANÁLISIS DE LA VARIABLE LONGITUD PROMEDIO DE RAÍCES POR
ESTACA
Cuadro 4. Longitud promedio de raíces por estaca según la distribución
de tratamientos para la variable longitud promedio de raíces
por estaca
LONGITUD (X) DE RAÍCES/ ESTACA/ TRATAMIENTO
AF
FITOHORMONA AIB T1 T2 T3 T4 T5
BLOQUE 1
I 5.83 3.34 9.14 8.55 7.33
6.84
II 4.00 4.76 1.87 5.42 6.13
4.44
III 4.60 4.07 12.50 7.64 7.51
7.26
BLOQUE 2
I 0.70 3.80 10.15 4.64 7.14
5.28
II 5.15 6.90 6.04 8.91 6.31
6.66
III 0.00 9.50 3.10 12.18 7.60
6.48
Σ total
4.06 5.39 7.13 7.89 7.00
AF I 6.06
AF II 5.55
AF III 6.87
54
Se distribuyen las longitudes promedio de las raíces por estaca según
los tratamientos de las áreas foliares y las dosis de AIB en sus respectivas
repeticiones (bloques), para los cálculos correspondientes. Ver anexo Nº 3.
Figura 4. Longitud promedio (cm) de raíces por estaca para la interacción
área foliar – dosis de AIB
La figura 4, muestra que se obtuvo las mejores y similares longitudes
promedios de raíces por estaca cuando se consideró interactuar dosis de AIB
al 0.4% con áreas foliares de 20 cm2 (9.65 cm) y al interactuar dosis de AIB al
0.8% con áreas foliares de 40 cm2 (9.91cm); al parecer no existe un patrón con
tendencia coherente del efecto producido por las dosis de AIB y las áreas
foliares sobre la longitud de las raíces, ya que todas las interacciones de los
niveles de los dos factores en estudio produjeron resultados heterogéneos.
Esta heterogeneidad en los resultados podría deberse tal vez a factores
medioambientales y al efecto diferente que producen las auxinas sobre la
iniciación, desarrollo y crecimiento en longitud de las raíces; es posible que la
presencia del etileno haya alterado en cierta forma el efecto que pudo haber
0.00
1.00
2.00
3.00
4.00
5.00
6.00
7.00
8.00
9.00
10.00
T1 T2 T3 T4 T5
3.2
7
3.5
7
9.6
5
6.5
9 7.2
4
4.5
8
5.8
3
3.9
5
7.1
6
6.2
2
4.6
0
6.7
8
7.8
0
9.9
1
7.5
5
Lo
ng
itu
d p
rom
ed
io d
e la
s r
aíc
es
p
or
es
tac
a (
cm
)
AF I
AF II
AF III
55
realizado el AIB, el AIA, quizás hasta de las citokininas sobre el alargamiento
radicular. Al respecto, Salisbury (1991), señala que el crecimiento de las raíces
puede ser controlado por factores hormonales, entre otros, por las auxinas que,
si bien inducen la formación de raíces adventicias, también pueden inhibir el
crecimiento de estas. Esta inhibición se debe a que las auxinas estimulan la
producción de etileno, en especial cuando se agregan cantidades relativamente
elevadas. En este mismo sentido Azcon Bieto y Talon (1993), afirman que el
etileno produce una reducción de las divisiones celulares y una alteración del
desarrollo en las zonas de elongación, esto último debido a que el depósito de
las microfibrillas de celulosa, que conforman los microtúbulos, se realiza en
forma transversal al eje de crecimiento y que cuando existe producción de
etileno, este produce un cambio en la orientación de estas estructuras,
depositándose longitudinalmente al eje de crecimiento, lo que origina un
incremento del crecimiento radial de la célula y por consiguiente una
disminución del crecimiento longitudinal.
En C. iguaguana, aunque se produjo un menor enraizamiento a medida
que se reducía las dosis de AIB (Figura 2), se sabe que éste factor es
independiente del crecimiento de las raíces debido a procesos morfogenéticos
diferentes y a factores medioambientales (Figura 4); esto explicaría lo
importante que fue controlar el microambiente del propagador para conseguir
evitar alterar la síntesis normales de sustancias reguladoras del crecimiento
como el AIB, AIA, IBA, etileno, giberalinas, citokininas, entre otras. En este
mismo sentido Cámeron (1968) afirma que, la iniciación de raíces y el
crecimiento radicular son procesos morfogenéticos separados y posiblemente,
cada uno requiere diferentes condiciones. Este mismo autor considera que el
crecimiento de las raíces es principalmente afectado por factores
medioambientales, mientras que la iniciación de raíces se encuentra
directamente influenciada por condiciones hormonales, nutricionales y
ontogénicas.
Como ya se sabe que el efecto de factores hormonales no parece ser
única la causa de la heterogeneidad en el crecimiento de las raíces de la
56
especie C. iguaguana; en el propagador de sub-irrigación, los factores
medioambientales más resaltantes que posiblemente contribuyeron en este
proceso de crecimiento aleatorio en las raíces (Figura 4), son, el sustrato y su
humedad sobre el cual las raíces de las estacas se desarrollaron, esto, debido
a que no se conoce a seguridad (mientras no se prueben otros sustratos) si la
textura del sustrato arena fina fue la más apropiada para esta especie,
además, no se podría dilucidar si la tabla de agua disponible en arena por
efecto de la capilaridad producto de la evapotranspiración, haya sido disponible
para cada raicilla en particular. Al respecto, Salisbury (1991) señala que el
crecimiento y morfología de las raíces sigue un control genético, pero también
influye su entorno edáfico; en este mismo sentido Von Guttenberg (1968),
citado por Fitter (1996), señala que existen varios factores asociados al suelo
como la humedad, que modifican el área de la superficie de la raíz, su
sobrevivencia y desarrollo; ya que al parecer tiene un efecto en el alargamiento
de las raíces, pero no en su diferenciación; además Connack, et al. citado por
Fitter (1996), afirma que varios factores como el nivel de oxigeno y textura del
suelo, concentración de dióxido de carbono, luz y reguladores de crecimiento,
también parecen ser importantes. Esto tiene directa relación con el medio en el
cual se enraízan las estacas, ya que como señalan Hartmann y Kester (1997),
el sustrato puede afectar el tipo de sistema radical, así estacas de algunas
especies forman raíces largas, no ramificadas, gruesas y quebradizas, cuando
se hacen enraizar solo en arena, pero cuando lo hacen en arena y musgo
turboso o perlita y musgo turboso, desarrollan raíces más cortas, ramificadas y
flexibles. Por otra parte, Rose et al. (1990), afirman que las raíces largas
pueden ser una característica importante en áreas en que la exploración de las
zonas más profundas del perfil del suelo son necesarias para mantener el
estado hídrico de la plántula.
Al realizar la prueba de rango múltiple Tukey, para el estudio de los
efectos simples (Anexo 8, cuadro 11); aunque indique que no haya una
diferencia estadística significativa (p>0.05) entre las cinco dosis de AIB en las
áreas foliares de 20 cm2, 30 cm2 y 40 cm2, muestra que los dos más
importantes incrementos en la longitud promedio de las raíces fue debido al
57
efecto que causaron el T3 en el AF1 (9.65 cm) y el T4 en el AF3 (9.91 cm); el
mismo efecto causan las áreas foliares en las dosis de AIB cuando los roles se
anteponen aún cuando no se haya presentado una diferencia de efectos
significativo.
Cabe señalar que, cuando se trata de propagación por estacas juveniles,
algunos investigadores consideran que con solo obtener una longitud de 1-2
cm de raíz y en un número de tres raíces por estaca es suficiente para extraer
las estacas enraizadas del propagador y ser trasplantadas en bolsa, ya que se
considera ya aptas para ser adaptadas previamente en el vivero antes de ser
llevadas a campo definitivo; además se sugiere que es más importante la
obtención de un mayor porcentaje de enraizamiento con una mayor cantidad de
raíces distribuidas alrededor del perímetro de la estaca que obtener estacas
con uno u dos raíces largas. De igual forma se dice que el tamaño de las raíces
se puede estimular e incrementar el número de estas cuando son sometidas a
fertilizaciones con estimulantes foliares en el vivero. Al respecto Mesén (1998),
afirma que cuando las raíces tengan 1-2 cm de longitud, se debe extraer la
estaca del propagador y plantarla en un recipiente adecuado, que contenga
una buena mezcla de sustrato de acuerdo a las prácticas normales de vivero
para la especie en particular. Así mismo afirma, que las estacas con menos de
tres raíces o que tengan las raíces agrupadas a un solo lado, deben ser
eliminadas.
En el experimento se consideró estaquillas de 6 cm de longitud, con
diámetros centrales de 3-6 mm, es posible que al no definir un solo diámetro
central por estaca haya producido cierta diferencias no solo en la formación de
la raíces, también en su crecimiento; esto es debido a que se considera que un
mayor diámetro y longitud de la estaca tienen un mayor contenido de
carbohidratos de reserva necesario para la iniciación, formación y crecimiento
de las raíces; ya que como señalan Breen y Muraoka (1974), los carbohidratos
de reserva son importantes como aportadores de energía; y cantidades
insuficientes en las estacas pueden disminuir e incluso inhibir la formación y el
crecimiento de raíces. Hartmann y Kester (1988), afirman que el almidón
58
cumple un papel nutricional importante en el desarrollo de las raíces
adventicias.
59
V. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
5.1. CONCLUSIONES
1. El propagador de sub-irrigación demostró ser eficiente en el enraizamiento
de estacas juveniles de Cordia iguaguana Melchior.
2. El mayor porcentaje de enraizamiento obtenido fue el 91.67%, considerando
dosis de AIB al 1.6% y áreas foliares de 20 y 30 cm2.
3. El mayor número promedio de raíces por estaca (4.95, 6.44 y 8.59 raíces) se
obtuvo al utilizar dosis de AIB al 1.6% con áreas foliares de 20, 30 y 40 cm2
respectivamente.
4. La mayor longitud promedio de raíces por estaca se obtuvo al utilizar dosis
de AIB al 0.4% con áreas foliares de 20 cm2 (9.65 cm) y al utilizar dosis de AIB
al 0.8% con áreas foliares de 40 cm2 (9.91cm).
5.2. RECOMENDACIONES
1. Se recomienda el uso de material proveniente de árboles que fueron
seleccionados cuidadosamente por sus características fenotípicas superiores
(“árboles plus”) para poder garantizar la calidad de las estacas propagadas.
60
2. Se recomienda probar un mayor rango de dosis hormonales y áreas foliares,
a fin de evitar gastos innecesarios de materiales, tiempo y dinero.
3. Se recomienda que la muestra biológica inicial sea recogida de tocones con
brotes suculentos (no lignificados) de tres meses de edad con la finalidad de
aprovechar la gran concentración hormonal y de metabolitos.
4. Para que las estaquillas enraizadas se aclimaten al ambiente exterior
después de haber sido trasplantadas en bolsas y/o tubetes, es recomendable
dejarlas por lo menos durante tres o cuatro semanas en un ambiente húmedo y
fresco, bajo sombra similares o superiores a la utilizada con el propagador de
sub – irrigación; si no se dispone de espacios libres o no haya una producción
masiva de estaquillas, se recomienda que el mismo propagador de sub -
irrigación sea utilizado para aclimatar a las nuevas plantas.
5. Se recomienda que en futuros ensayos se monitoreen las condiciones
ambientales de la cámara durante toda la duración de los ensayos, con la
finalidad de determinar con mayor precisión sus efectos en el proceso de
enraizado de las estacas.
6. Se recomienda que en futuros ensayos se prueben los efectos de diferentes
niveles de iluminación durante la propagación, diámetros de las estacas,
número de nudos, sustratos de propagación, distanciamiento entre las estacas
en la cámara de propagación.
7. Si se desea propagar por primera vez una especie mediante el uso de
estacas juveniles, se puede seguir un protocolo similar al utilizado en el
presente trabajo, donde se consideren los tratamientos descritos, para
determinar las mejores condiciones que conduzcan a aumentar los porcentajes
de enraizamiento y la calidad de sistema radical.
8. Es importante establecer ensayos clonales en el campo con el material
obtenido de la macropropagación mediante estacas juveniles de manera que
61
pueda ser comparado con material proveniente de semillas, a fin de observar
diferencias en características de interés económico tales como: rectitud del
fuste, volumen, hábito de ramificación, densidad de la madera, etc.
62
VI. LITERATURA CITADA
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70
ANEXOS
71
CLAVES
C = estaquillas con callos M = estaquillas muertas S/N = estaquillas que no generaron callosidad pero siguen vivas
R = estaquillas con Raíces (cm.)
BLO
QU
E 2
C R M R R
C C C M R
AF I M R C R R
S/N S/N C C R
R R S/N R R
C R R R R
R R C R R
C R C R R
AF II C C R R R
C C R R R
C C R C R
C M R R C
C C C S/N R
C C C R M
AF III C C C R S/N
C C C R R
M C M R R
M R R R R
ANEXO 1. TABULACIÓN DE DATOS PARA EL ANÁLISIS DE LA
VARIABLE PORCENTAJE DE ENRAIZAMIENTO
Datos obtenidos en la evaluación de resultados para los porcentajes de
enraizamientos:
T1 T2 T3 T4 T5
BLO
QU
E 1
R C R C R
R C R R M
AF I R C R R R
M S/N M R R
S/N R M R R
C R R M R
C C C C R
C C C C R
AF II C C C S/N R
C C C C R
C R R R R
R R R R R
C C C C M
C C C R M
AF III C C C R M
C R C R R
C R C R R
R R R R R
72
De lo anterior, se distribuyen los tratamientos de las áreas foliares y las
dosis de AIB en sus respectivas repeticiones (bloques), para los cálculos
correspondientes.
AF
FITOHORMONA AIB T1 T2 T3 T4 T5
BLOQUE 1
I 3 2 4 4 5
18
II 1 2 2 2 6
13
III 1 3 1 5 3
13
BLOQUE 2
I 1 4 1 4 6
16
II 1 2 4 5 5
17
III 0 1 1 5 4
11
Σ total
7 14 13 25 29
AF I 34
AF II 30
AF III 24
AF1
T1
AF1
T2
AF1
T3
AF1
T4
AF1
T5
AF2
T1
AF2
T2
AF2
T3
AF2
T4
AF2
T5
AF3
T1
AF3
T2
AF3
T3
AF3
T4
AF3
T5
B1 3 2 4 4 5 1 2 2 2 6 1 3 1 5 3
B2 1 4 1 4 6 1 2 4 5 5 0 1 1 5 4
Σ 4 6 5 8 11 2 4 6 7 11 1 4 2 10 7
TOTALES DE LAS COMBINACIONES
T1 T2 T3 T4 T5
AF I 4 6 5 8 11 34
AF II 2 4 6 7 11 30
AF III 1 4 2 10 7 24
Sum.tot. 7 14 13 25 29 88
73
Tratamientos: Repeticiones = 2
AIB = 5 Áreas foliares = 3
PROMEDIO DE LAS COMBINACIONES
T1 T2 T3 T4 T5
AF I 2.00 3.00 2.50 4.00 5.50 3.40 AF II 1.00 2.00 3.00 3.50 5.50 3.00 AF III 0.50 2.00 1.00 5.00 3.50 2.40
Promed.tot. 1.17 2.33 2.17 4.17 4.83 2.93
Porcentaje de enraizamiento para las dosis de AIB
Nº TRAT
DOSIS POR TRAT
Nº ESTACAS/ TRAT
Nº ESTACAS ENRAIZADAS
% DE ENRAIZAMIENTO
T1 0.0 ppm/L 36 7 19.44
T2 2 000 ppm/L 36 14 38.89
T3 4 000 ppm/L 36 13 36.11
T4 8 000 ppm/L 36 25 69.44
T5 16 000 ppm/L 36 29 80.56
Porcentaje de enraizamiento para las áreas foliares
Nº TRAT
ÁREA FOLIAR (cm2)
Nº ESTACAS/ TRAT
Nº ESTACAS ENRAIZADAS
% DE ENRAIZAMIENTO
AF I 20 60 34 56.67
AF II 30 60 30 50.00
AF III 40 60 24 40.00
74
Porcentaje de enraizamiento producto de la interacción entre las áreas
foliares y las dosis de AIB
INTERACCIONES (AXB) Nº estacas por interacción = 12
T1 T2 T3 T4 T5
AF I 4 6 5 8 11
AF II 2 4 6 7 11
AF III 1 4 2 10 7
Nº ESTACAS/ TRAT
AF1T1 4 33.33
AF1T2 6 50.00
AF1T3 5 41.67
AF1T4 8 66.67
AF1T5 11 91.67
AF2T1 2 16.67
AF2T2 4 33.33
AF2T3 6 50.00
AF2T4 7 58.33
AF2T5 11 91.67
AF3T1 1 8.33
AF3T2 4 33.33
AF3T3 2 16.67
AF3T4 10 83.33
AF3T5 7 58.33
Promed. Total= 48.89
PORCENTAJES DE ENRAIZAMIENTO (%)
Promed.
T1 T2 T3 T4 T5
AF I 33.33 50.00 41.67 66.67 91.67
56.67
AF II 16.67 33.33 50.00 58.33 91.67
50.00
AF III 8.33 33.33 16.67 83.33 58.33
40.00
Promed. 19.44 3 38.89 3 36.11 69.44 80.56
% de enraizamiento
75
BLO
QU
E 2
0 4 0 4 8
0 0 0 0 2
AF I 0 1 0 7 5
0 0 0 0 8
2 1 0 6 1
0 2 2 1 3
2 2 0 5 14
0 2 0 2 9
AF II 0 0 7 5 8
0 0 5 2 7
0 0 5 0 3
0 0 4 1 0
0 0 0 0 8
0 0 0 1 0
AF III 0 0 0 1 0
0 0 0 6 7
0 0 0 10 5
0 1 2 2 14
ANEXO Nº 2. TABULACIÓN DE DATOS PARA EL ANÁLISIS DE LA
VARIABLE NÚMERO PROMEDIO DE RAÍCES POR
ESTACA
Datos obtenidos en la evaluación de resultados para el número promedio
de raíces por estaca:
T1 T2 T3 T4 T5
BLO
QU
E 1
1 0 1 0 2
1 0 5 1 0
AF I 2 0 3 7 6
0 0 0 4 11
0 1 0 5 5
0 7 1 0 3
0 0 0 0 11
0 0 0 0 3
AF II 0 0 0 0 1
0 0 0 0 5
0 2 1 3 6
2 6 4 5 2
0 0 0 0 0
0 0 0 8 0
AF III 0 0 0 8 0
0 1 0 5 6
0 1 0 4 6
2 1 1 3 14
76
De lo anterior, se distribuyen los tratamientos de las áreas foliares y las
dosis de AIB en sus respectivas repeticiones (bloques), para los cálculos
correspondientes.
AF
FITOHORMONA AIB T1 T2 T3 T4 T5
BLOQUE 1
I 1.33 4.00 2.50 4.25 5.40
3.50
II 2.00 4.00 2.50 4.00 4.67
3.43
III 2.00 1.00 1.00 5.60 8.67
3.65
BLOQUE 2
I 2.00 2.00 2.00 4.50 4.50
3.00
II 2.00 2.00 5.25 3.00 8.20
4.09
III 0.00 1.00 2.00 4.00 8.50
3.10
Σ total
1.87 2.33 2.54 4.23 6.66
AF I 3.25
AF II 3.76
AF III 3.38
AF1
T1
AF1
T2
AF1
T3
AF1
T4
AF1
T5
AF2
T1
AF2
T2
AF2
T3
AF2
T4
AF2
T5
AF3
T1
AF3
T2
AF3
T3
AF3
T4
AF3
T5
B1
1.3
3
4.0
0
2.5
0
4.2
5
5.4
0
2.0
0
4.0
0
2.5
0
4.0
0
4.6
7
2.0
0
1.0
0
1.0
0
5.6
0
8.6
7
B2
2.0
0
2.0
0
2.0
0
4.5
0
4.5
0
2.0
0
2.0
0
5.2
5
3.0
0
8.2
0
0.0
0
1.0
0
2.0
0
4.0
0
8.5
0
X
1.6
7
3.0
0
2.2
5
4.3
8
4.9
5
2.0
0
3.0
0
3.8
8
3.5
0
6.4
4
1.0
0
1.0
0
1.5
0
4.8
0
8.5
9
TOTALES DE LAS COMBINACIONES
T1 T2 T3 T4 T5
AF I 1.67 3.00 2.25 4.38 4.95
16.25
AF II 2.00 3.00 3.88 3.50 6.44
18.82
AF III 1.00 1.00 1.50 4.80 8.59
16.89
Σ total 4.67 7.00 7.63 12.68 19.98
51.96
77
Tratamientos: Repeticiones = 2
AIB = 5 Áreas foliares = 3
PROMEDIOS DE LAS COMBINACIONES
T1 T2 T3 T4 T5
AF I 0.84 1.50 1.13 2.19 2.48
1.63
AF II 1.00 1.50 1.94 1.75 3.22
1.88
AF III 0.50 0.50 0.75 2.40 4.30
1.69
Promed.tot. 0.78 1.17 1.27 2.11 3.33
1.73
Número Promedio De Raíces Por Estaca Para Las Dosis De AIB
Nº TRAT DOSIS TRAT Nº ESTACAS ENRAIZADAS
Nº RAÍCES POR ESTACA
T1 0.0 ppm/L 7 1.87 T2 2 000 ppm/L 14 2.33 T3 4 000 ppm/L 13 2.54 T4 8 000 ppm/L 25 4.23 T5 16 000 ppm/L 29 6.66
78
Número Promedio De Raíces Por Estaca Para Las Áreas Foliares
Nº TRAT
ÁREA FOLIAR (cm2)
Nº ESTACAS ENRAIZADAS Nº RAÍCES POR ESTACA
AF I 20 34 3.25 AF II 30 30 3.76 AF III 40 24 3.38
Número promedio de raíces por estaca producto de la interacción entre
las áreas foliares y las dosis de AIB
INTERACCIONES (AXB)
Promed.
T1 T2 T3 T4 T5
AF I 1.67 3.00 2.25 4.38 4.95
3.25
AF II 2.00 3.00 3.88 3.50 6.44
3.76
AF III 2.00 1.00 1.50 4.80 8.59
3.58
Promed. 1.89 2.33 2.54 4.23 6.66
AF1
T1
AF1
T2
AF1
T3
AF1
T4
AF1
T5
AF2
T1
AF2
T2
AF2
T3
AF2
T4
AF2
T5
AF3
T1
AF3
T2
AF3
T3
AF3
T4
AF3
T5
1.6
7
3.0
0
2.2
5
4.3
8
4.9
5
2.0
0
3.0
0
3.8
8
3.5
0
6.4
4
2.0
0
1.0
0
1.5
0
4.8
0
8.5
9
79
ANEXO Nº 3. TABULACIÓN DE DATOS PARA EL ANÁLISIS DE LA
VARIABLE LONGITUD PROMEDIO DE RAÍCES POR
ESTACA
Datos obtenidos en la evaluación de resultados para la longitud promedio
(cm.) de raíces por estaca:
T1 T2 T3 T4 T5
BLO
QU
E 1
2.60 0 14.50 0 7.70
9.00 0 10.16 7.40 0
AF I 5.90 0 7.40 7.40 9.77
0 0 0 9.83 3.90
0 0.40 0 9.58 6.50
0 6.27 4.50 0 8.80
0 0 0 0 7.19
0 0 0 0 5.33
AF II 0 0 0 0 11.20
0 0 0 0 3.06
0 3.95 1.00 4.20 6.50
4.00 5.57 2.73 6.64 3.50
0 0 0 0 0
0 0 0 8.74 0
AF III 0 0 0 11.05 0
0 1.20 0 5.74 6.70
0 4.60 0 5.78 10.90
4.60 6.40 12.5 6.90 4.94
BLO
QU
E 2
0 2.38 0 4.68 4.54
0 0 0 0 14.15
AF I 0 7.00 0 4.61 7.34
0 0 0 0 5.05
0.70 3.00 0 6.45 5.90
0 2.80 10.15 2.80 5.87
5.15 6.15 0 9.26 5.94
0 7.65 0 13.85 7.14
AF II 0 0 6.78 8.18 3.64
0 0 4.60 4.05 8.64
0 0 7.68 0 6.20
0 0 5.08 9.20 0
0 0 0 0 8.30
0 0 0 14.50 0
AF III 0 0 0 12.00 0
0 0 0 14.25 5.59
0 0 0 7.55 9.84
0 9.50 3.10 12.60 6.65
80
De lo anterior, se distribuyen los tratamientos de las áreas foliares y las
dosis de AIB en sus respectivas repeticiones (bloques), para los cálculos
correspondientes.
AF
FITOHORMONA AIB T1 T2 T3 T4 T5
BLOQUE 1
I 5.83 3.34 9.14 8.55 7.33
6.84
II 4.00 4.76 1.87 5.42 6.13
4.44
III 4.60 4.07 12.50 7.64 7.51
7.26
BLOQUE 2
I 0.70 3.80 10.15 4.64 7.14
5.28
II 5.15 6.90 6.04 8.91 6.31
6.66
III 0.00 9.50 3.10 12.18 7.60
6.48
Σ total
4.06 5.39 7.13 7.89 7.00
AF I 6.06
AF II 5.55
AF III 6.87
AF1
T1
AF1
T2
AF1
T3
AF1
T4
AF1
T5
AF2
T1
AF2
T2
AF2
T3
AF2
T4
AF2
T5
AF3
T1
AF3
T2
AF3
T3
AF3
T4
AF3
T5
B1
5.8
3
3.3
4
9.1
4
8.5
5
7.3
3
4.0
0
4.7
6
1.8
7
5.4
2
6.1
3
4.6
0
4.0
7
12
.5
7.6
4
7.5
1
B2
0.7
0
3.8
0
10
.15
4.6
4
7.1
4
5.1
5
6.9
0
6.0
4
8.9
1
6.3
1
0.0
0
9.5
0
3.1
0
12
.18
7.6
0
X
3.2
7
3.5
7
9.6
5
6.6
0
7.2
4
4.5
8
5.8
3
3.9
6
7.1
7
6.2
2
2.3
0
6.7
9
7.8
0
9.9
1
7.5
6
TOTALES DE LAS COMBINACIONES
T1 T2 T3 T4 T5
AF I 3.27 3.57 9.65 6.60 7.24
30.33
AF II 4.58 5.83 3.96 7.17 6.22
27.76
AF III 2.30 6.79 7.80 9.91 7.56
34.36
Σ total 10.15 16.19 21.41 23.68 21.02
92.45
81
Tratamientos: Repeticiones = 2
AIB = 5 Áreas foliares = 3
PROMEDIOS DE LAS COMBINACIONES
T1 T2 T3 T4 T5
AF I 1.64 1.79 4.83 3.30 3.62
3.03
AF II 2.29 2.92 1.98 3.59 3.11
2.78
AF III 1.15 3.40 3.90 4.96 3.78
3.44
Promed.tot. 1.69 2.70 3.57 3.95 3.50
3.08
Longitud promedio (cm) de las raíces por estaca para las dosis de AIB
Nº TRAT DOSIS POR TRAT Nº ESTACAS ENRAIZADAS
LONGITUD RAÍCES POR ESTACA (cm)
Concentración de AIB (%)
T1 0.0 ppm/L 7 4.06
0
T2 2 000 ppm/L 14 5.39
0.2
T3 4 000 ppm/L 13 7.13
0.4
T4 8 000 ppm/L 25 7.89
0.8
T5 16 000 ppm/L 29 7.00
1.6
Longitud promedio (cm) de las raíces por estaca para las áreas foliares
Nº TRAT
ÁREA FOLIAR (cm2)
Nº ESTACAS ENRAIZADAS
LONGITUD RAÍCES POR ESTACA (cm)
Áreas foliares (cm2)
AF I 20 34 6.06
20
AF II 30 30 5.55
30
AF III 40 24 6.87
40
82
Longitud promedio de las raíces por estaca (cm) producto de la
interacción entre las áreas foliares y las dosis de AIB
INTERACCIONES (AXB)
Promed.
T1 T2 T3 T4 T5
AF I 3.27 3.57 9.65 6.59 7.24
6.06
AF II 4.58 5.83 3.95 7.16 6.22
5.55
AF III 4.60 6.78 7.80 9.91 7.55
7.33
Promed. 4.15 5.39 7.13 7.89 7.00
AF1
T1
AF1
T2
AF1
T3
AF1
T4
AF1
T5
AF2
T1
AF2
T2
AF2
T3
AF2
T4
AF2
T5
AF3
T1
AF3
T2
AF3
T3
AF3
T4
AF3
T5
3.2
7
3.5
7
9.6
5
6.5
9
7.2
4
4.5
8
5.8
3
3.9
5
7.1
6
6.2
2
4.6
0
6.7
8
7.8
0
9.9
1
7.5
5
83
Anexo 4. Datos obtenidos en la evaluación de resultados para los
porcentajes de enraizamientos, análisis con el software SAS®
DATA EFDBCR;
INPUT REP AFOLIAR$ AIB$ REND;
CARDS;
1 AF1 T1 3
1 AF1 T2 2
1 AF1 T3 4
1 AF1 T4 4
1 AF1 T5 5
1 AF2 T1 1
1 AF2 T2 2
1 AF2 T3 2
1 AF2 T4 2
1 AF2 T5 6
1 AF3 T1 1
1 AF3 T2 3
1 AF3 T3 1
1 AF3 T4 5
1 AF3 T5 3
2 AF1 T1 1
2 AF1 T2 4
2 AF1 T3 1
2 AF1 T4 4
2 AF1 T5 6
2 AF2 T1 1
2 AF2 T2 2
2 AF2 T3 4
2 AF2 T4 5
2 AF2 T5 5
2 AF3 T1 0
2 AF3 T2 1
2 AF3 T3 1
2 AF3 T4 5
2 AF3 T5 4
;
PROC GLM;
CLASS REP AFOLIAR AIB;
MODEL REND=REP AFOLIAR AIB AFOLIAR*AIB;
MEANS AFOLIAR AIB/TUKEY;
PROC SORT;
BY AFOLIAR;
PROC ANOVA;
BY AFOLIAR;
CLASS REP AFOLIAR AIB;
MODEL REND=AIB;
MEANS AIB/TUKEY DUNCAN;
TITLE "ANALISIS DE EFECTO SIMPLE DE AIB EN AFOLIAR";
PROC SORT;
BY AIB;
PROC ANOVA;
BY AIB;
CLASS REP AFOLIAR AIB;
MODEL REND=AFOLIAR;
MEANS AFOLIAR/TUKEY DUNCAN;
TITLE "ANALISIS DE EFECTO SIMPLE DE AFOLIAR EN AIB";
RUN;
84
Anexo 5. Análisis de Covariancia para los porcentajes de enraizamientos
con el software SAS®
DATA EFDBCR;
INPUT REP AFOLIAR$ AIB$ REND;
CARDS;
1 AF1 T1 3
1 AF1 T2 2
1 AF1 T3 4
.
.
.
2 AF3 T3 1
2 AF3 T4 5
2 AF3 T5 4
;
PROC GLM;
CLASS REP AFOLIAR AIB;
MODEL REND=REP AFOLIAR AIB AFOLIAR*AIB;
LSMEANS AFOLIAR*AIB/PDIFF STDERR;
MEANS REP AFOLIAR AIB;
RUN;
Anexo 6. Datos obtenidos en la evaluación de resultados para el número
promedio de raíces por estaca, análisis con el software SAS®
DATA EFDBCR;
TITLE "Nº PROMEDIO DE RAICES POR ESTACA";
INPUT REP AFOLIAR$ AIB$ REND;
CARDS;
1 AF1 T1 1.33
1 AF1 T2 4.00
1 AF1 T3 2.50
.
.
.
2 AF3 T2 1.00
2 AF3 T3 2.00
2 AF3 T4 4.00
2 AF3 T5 8.50
;
PROC GLM;
CLASS REP AFOLIAR AIB;
MODEL REND=REP AFOLIAR AIB AFOLIAR*AIB;
MEANS AFOLIAR AIB/TUKEY;
PROC SORT;
BY AFOLIAR;
PROC ANOVA;
BY AFOLIAR;
CLASS REP AFOLIAR AIB;
MODEL REND=AIB;
85
MEANS AIB/TUKEY DUNCAN;
TITLE "ANALISIS DE EFECTO SIMPLE DE AIB EN AFOLIAR";
PROC SORT;
BY AIB;
PROC ANOVA;
BY AIB;
CLASS REP AFOLIAR AIB;
MODEL REND=AFOLIAR;
MEANS AFOLIAR/TUKEY DUNCAN;
TITLE "ANALISIS DE EFECTO SIMPLE DE AFOLIAR EN AIB";
RUN;
Anexo 7. Datos obtenidos en la evaluación de resultados para la longitud
promedio de raíces por estaca, análisis con el software SAS®
DATA EFDBCR;
INPUT REP AFOLIAR$ AIB$ REND;
CARDS;
1 AF1 T1 5.83
1 AF1 T2 3.34
1 AF1 T3 9.14
.
.
.
2 AF3 T2 9.50
2 AF3 T3 3.10
2 AF3 T4 12.18
2 AF3 T5 7.60
;
PROC GLM;
CLASS REP AFOLIAR AIB;
MODEL REND=REP AFOLIAR AIB AFOLIAR*AIB;
MEANS AFOLIAR AIB/TUKEY;
PROC SORT;
BY AFOLIAR;
PROC ANOVA;
BY AFOLIAR;
CLASS REP AFOLIAR AIB;
MODEL REND=AIB;
MEANS AIB/TUKEY DUNCAN;
TITLE "ANALISIS DE EFECTO SIMPLE DE AIB EN AFOLIAR";
PROC SORT;
BY AIB;
PROC ANOVA;
BY AIB;
CLASS REP AFOLIAR AIB;
MODEL REND=AFOLIAR;
MEANS AFOLIAR/TUKEY DUNCAN;
TITLE "ANALISIS DE EFECTO SIMPLE DE AFOLIAR EN AIB";
RUN;
86
Anexo 8. ANÁLISIS DE LOS EFECTOS SIMPLES
Cuadro 5...Análisis de varianza (ANVA) para el porcentaje de
enraizamiento, número promedio de raíces por estaca y
longitud promedio de raíces por estaca al 5% de probabilidad.
Ver anexos Nº 4, 6, 7.
ANÁLISIS DE LOS EFECTOS SIMPLES PARA LA VARIABLE
PORCENTAJES DE ENRAIZAMIENTO
Cuadro 6. Análisis de varianza (ANVA) para el estudio de los efectos
simples de los factores, para los porcentajes de
enraizamientos al 5% de probabilidad.
Porcentaje de enraizamiento
Promedio de raíces por estaca
Long. promedio raíces por estaca
Fuente Var. GL F-Valor Pr > F F-Valor Pr > F F-Valor Pr > F
REP 1 0.00 1.0000 0.10 0.7618 0.00 0.9720 AFOLIAR 2 1.87 0.1911 0.53 0.6011 0.52 0.6045 AIB 4 10.17 0.0004 18.32 0.0001 2.29 0.1114 AFOLIAR*AIB 8 0.98 0.4919 2.40 0.0731 0.82 0.6012
87
FV GL SC CM F-valor Pr > F
Efectos simples del Factor dosis de AIB Entre AIB en AF1 Error
4 5
15.40 9.00
3.85 1.80
2.14 0.2130
Entre AIB en AF2 Error
4 5
23.00 7.00
5.75 1.40
4.11 0.0767
Entre AIB en AF3 Error
4 5
27.40 3.00
6.85 0.60
11.42 0.0100
Efectos simples del Factor Áreas Foliares Entre AF en T1 Error
2 3
2.33 2.50
1.16 0.83
1.40 0.3720
Entre AF en T2 Error
2 3
1.33 4.00
0.67 1.33
0.50 0.6495
Entre AF en T3 Error
2 3
4.33 6.50
2.17 2.17
1.00 0.4648
Entre AF en T4 Error
2 3
2.33 4.50
1.17 1.50
0.78 0.5344
Entre AF en T5 Error
2 3
5.33 1.50
2.67 0.50
5.33 0.1028
Figura 5. Desigual comportamiento de las cinco dosis de AIB según
el tamaño de las áreas foliares, para los porcentajes de
enraizamientos (Anexo Nº 1, promedio de las combinaciones).
0.00
1.00
2.00
3.00
4.00
5.00
6.00
20 cm2 30 cm2 40 cm2
0%
0.2%
0.4%
0.8%
1.6%
88
Cuadro 7. Pruebas de rango múltiple (Tukey y Duncan), para el estudio de los efectos simples de los factores, para los
porcentajes de enraizamientos al 5% de probabilidad.
ENRAIZAMIENTO (%) TUKEY DUNCAN
EFECTOS SIMPLES DEL FACTOR ÁREAS FOLIARES
Entre AF1 en T1 33.33 a a
AF2 en T1 16.67 a a
AF3 en T1 8.33 a a
Entre AF1 en T2 50.00 a a
AF2 en T2 33.33 a a
AF3 en T2 33.33 a a
Entre AF2 en T3 50.00 a a
AF1 en T3 41.67 a a
AF3 en T3 16.67 a a
Entre AF3 en T4 83.33 a a
AF1 en T4 66.67 a a
AF2 en T4 58.33 a a
Entre AF1 en T5 91.67 a a
AF2 en T5 91.67 a a
AF3 en T5 58.33 a a
ENRAIZAMIENTO (%) TUKEY DUNCAN
EFECTOS SIMPLES DEL FACTOR DOSIS DE AIB
Entre T5 en AF1 91.67 a a
T4 en AF1 66.67 a a
T2 en AF1 50.00 a a
T3 en AF1 41.67 a a
T1 en AF1 33.33 a a
Entre T5 en AF2 91.67 a a
T4 en AF2 58.33 a ab
T3 en AF2 50.00 a ab
T2 en AF2 33.33 a b
T1 en AF2 16.67 a b
Entre T4 en AF3 83.33 a a
T5 en AF3 58.33 ab ab
T2 en AF3 33.33 ab bc
T3 en AF3 16.67 b c
T1 en AF3 8.33 b c
89
ANÁLISIS DE LOS EFECTOS SIMPLES PARA LA VARIABLE NÚMERO
PROMEDIO DE RAÍCES POR ESTACA
Cuadro 8. Análisis de varianza (ANVA) para el estudio de los efectos
simples de los factores, para el número promedio de raíces
por estaca al 5% de probabilidad.
FV GL SC CM F-valor Pr > F
Efectos simples del Factor dosis de AIB Entre AIB en AF1 Error
4 5
15.46 2.79
3.87 0.56
6.94 0.0284
Entre AIB en AF2 Error
4 5
21.82 12.51
5.46 2.50
2.18 0.2075
Entre AIB en AF3 Error
4 5
87.94 3.79
21.99 0.76
28.97 0.0012
Efectos simples del Factor Áreas Foliares Entre AF en T1 Error
2 3
1.04 2.22
0.52 0.74
0.70 0.5635
Entre AF en T2 Error
2 3
5.33 4.00
2.67 1.33
2.00 0.2806
Entre AF en T3 Error
2 3
5.90 4.41
2.95 1.47
2.01 0.2797
Entre AF en T4 Error
2 3
1.76 1.81
0.88 0.60
1.46 0.3616
Entre AF en T5 Error
2 3
13.36 6.65
6.68 2.22
3.01 0.1916
Figura 6. Desigual comportamiento de las cinco dosis de AIB según
el tamaño de las áreas foliares, para el número promedio
de raíces por estaca (Anexo Nº 2, promedio de las combinaciones).
0.00
0.50
1.00
1.50
2.00
2.50
3.00
3.50
4.00
4.50
5.00
20 cm2 30 cm2 40 cm2
0%
0.2%
0.4%
0.8%
1.6%
90
Cuadro 9. Pruebas de rango múltiple (Tukey y Duncan), para el estudio de los efectos simples de los factores, para el
número promedio de raíces por estaca al 5% de probabilidad.
PROMEDIO RAÍCES (Nº) TUKEY DUNCAN
EFECTOS SIMPLES DEL FACTOR DOSIS DE AIB
Entre T5 en AF1 4.95 a a
T4 en AF1 4.38 ab a
T2 en AF1 3.00 ab ab
T3 en AF1 2.25 ab b
T1 en AF1 1.67 b b
Entre T5 en AF2 6.44 a a
T3 en AF2 3.88 a ab
T4 en AF2 3.50 a ab
T2 en AF2 3.00 a ab
T1 en AF2 2.00 a b
Entre T5 en AF3 8.59 a a
T4 en AF3 4.80 b b
T1 en AF3 2.00 bc c
T3 en AF3 1.50 c c
T2 en AF3 1.00 c c
PROMEDIO RAÍCES (Nº) TUKEY DUNCAN
EFECTOS SIMPLES DEL FACTOR ÁREAS FOLIARES
Entre AF3 en T1 2.00 a a
AF2 en T1 2.00 a a
AF1 en T1 1.67 a a
Entre AF1 en T2 3.00 a a
AF2 en T2 3.00 a a
AF3 en T2 1.00 a a
Entre AF2 en T3 3.88 a a
AF1 en T3 2.25 a a
AF3 en T3 1.50 a a
Entre AF3 en T4 4.80 a a
AF1 en T4 4.38 a a
AF2 en T4 3.50 a a
Entre AF3 en T5 8.59 a a
AF2 en T5 6.44 a a
AF1 en T5 4.95 a a
91
ANÁLISIS DE LOS EFECTOS SIMPLES PARA LA VARIABLE LONGITUD
PROMEDIO DE RAÍCES POR ESTACA
Cuadro 10. Análisis de varianza (ANVA) para el estudio de los efectos
simples de los factores, para la longitud promedio de raíces
por estaca al 5% de probabilidad.
FV GL SC CM F-valor Pr > F
Efectos simples del Factor dosis de AIB Entre AIB en AF1 Error
4 5
57.06 21.44
14.27 4.29
3.33 0.1098
Entre AIB en AF2 Error
4 5
13.26 17.75
3.32 3.55
0.93 0.5129
Entre AIB en AF3 Error
4 5
62.94 79.81
15.73 15.96
0.99 0.4914
Efectos simples del Factor Áreas Foliares Entre AF en T1 Error
2 3
5.22 24.40
2.61 8.13
0.32 0.7478
Entre AF en T2 Error
2 3
10.90 17.14
5.45 5.71
0.95 0.4778
Entre AF en T3 Error
2 3
33.71 53.38
16.85 17.79
0.95 0.4799
Entre AF en T4 Error
2 3
12.57 24.04
6.28 8.01
0.78 0.5322
Entre AF en T5 Error
2 3
1.94 0.04
0.97 0.01
76.11 0.0027
Figura 7. Desigual comportamiento de las cinco dosis de AIB según
el tamaño de las áreas foliares, para la longitud promedio
de raíces por estaca (Anexo Nº 3, promedio de las combinaciones).
0.00
1.00
2.00
3.00
4.00
5.00
6.00
20 cm2 30 cm2 40 cm2
0%
0.2%
0.4%
0.8%
1.6%
92
Cuadro 11. Pruebas de rango múltiple (Tukey y Duncan), para el estudio de los efectos simples de los factores, para la
longitud promedio de raíces por estaca al 5% de probabilidad.
LONG. X RAÍCES (cm) TUKEY DUNCAN
EFECTOS SIMPLES DEL FACTOR DOSIS DE AIB
Entre T3 en AF1 9.65 a a
T5 en AF1 7.24 a ab
T4 en AF1 6.59 a ab
T2 en AF1 3.57 a b
T1 en AF1 3.27 a b
Entre T4 en AF2 7.16 a a
T5 en AF2 6.22 a a
T2 en AF2 5.83 a a
T1 en AF2 4.58 a a
T3 en AF2 3.95 a a
Entre T4 en AF3 9.91 a a
T3 en AF3 7.80 a a
T5 en AF3 7.55 a a
T2 en AF3 6.78 a a
T1 en AF3 4.60 a a
LONG. X RAÍCES (cm) TUKEY DUNCAN
EFECTOS SIMPLES DEL FACTOR ÁREAS FOLIARES
Entre AF3 en T1 4.60 a a
AF2 en T1 4.58 a a
AF1 en T1 3.27 a a
Entre AF3 en T2 6.78 a a
AF2 en T2 5.83 a a
AF1 en T2 3.57 a a
Entre AF1 en T3 9.65 a a
AF3 en T3 7.80 a a
AF2 en T3 3.95 a a
Entre AF3 en T4 9.91 a a
AF2 en T4 7.16 a a
AF1 en T4 6.59 a a
Entre AF3 en T5 7.55 a a
AF1 en T5 7.24 a a
AF2 en T5 6.22 b b
93
Figura 8. Proceso de selección del árbol, selección y extracción de rebrotes ortotrópicos de tocones para el estaquillado
en .propagadores de sub-irrigación
Fuente: Rooting Cuttings of Tropical Tree, Longman (1993).
94
Figura 9. Preparación de las estaquillas, elección de estaquillas con nudos
Fuente: Rooting Cuttings of Tropical Tree, Longman (1993).
95
Figura 10. Rotulado y establecimiento de las estaquillas; evaluación y control de factores ambientales, fisiológicos,
plagas .y enfermedades en propagadores de sub-irrigación
Fuente: Rooting Cuttings of Tropical Tree, Longman (1993).
96
Cuadro 12. Compendio de los mejores resultados obtenidos con diversas especies forestales para el enraizamiento de
estacas juveniles utilizando propagadores de sub-irrigación
ESPECIE *
DOSIS DE AIB ÁREA FOLIAR LONG. ESTACA
**
DIÁMETRO ESTACA
**
SUSTRATO LUMINOSIDAD ***
% ENRAIZAMIENTO DURACIÓN ENRAIZAM.
Eucalyptus deglupta 0.2% Arena, grava, mezcla de arena + grava + aserrín
Swietenia macrophylla 0.2% < 50 cm2 Mezcla 3:1 arena y grava 5 semanas
Cordia alliodora
0% a 1.6% 0.8%-1.6% 1.6%
20 y 30 cm
2
10 cm2
30 cm2
Arena Arena (Ar), grava (G), aserrín (As).
300-400 µmol m
-2s
-1
300 µmol m-2
s-1
335 µmol m
-2s
-1
10% a 70% 78-80% 79% 89% (G), 88% (Ar), 76% (As).
8 a 3 sem. 9 semanas
Terminalia oblonga 0.8% Arena 42 µmol m-2
s-1
45%
Hyeronima alchorneoides 1.6% 1.6% 1.6% 1.6% 1.6%
15 cm
2
15 cm2
25 cm2
50 cm2
Arena Arena Arena Arena Arena
42 µmol m-2
s-1
156.37 µmol m-2
s-1
300.99 µmol m
-2s
-1
156.37 µmol m-2
s-1
300.99 µmol m
-2s
-1
32.6% 95.5% 96.7% 100% (16.5raíces/estaca) 100% (28.3raíces/estaca)
Alnus acuminata 0.2% Arena
Cedrela odorata 0.2% 100 cm2 Arena 76%
Gmelina arborea 0.2% 50 cm2 Arena 44%
Bombacopsis quinata 0.2% Arena, aserrín
Platymiscium pinnatum 0.2-0.4% 0.4% 0.4%
30 cm
2
60 cm
2
Grava-arena Arena Arena
42 µmol m-2
s-1
156.37 µmol m-2
s-1
(una capa de sarán). 156.37 µmol m
-2s
-1
82% (G)-80% (Ar) 92% 96.6%
Albizia guachapele 0.05 hasta 0.4% Grava
Vochysia guatemalensis 0% hasta 0.8% Arena, grava, mezcla de arena + grava + aserrín
5 semanas
* La Humedad relativa (HR) siempre debe ser cercana al 100% (Mesén, 1998). ** Generalmente se utiliza estaquitas de 4-6 cm de longitud, con diámetros centrales de 3-6 mm (Mesén, 1998).
*** Mesén et al. (1992) y Mesén (1993); afirman que la irradiación máxima necesaria para la mayoría de especies es de 400-600 µmol m-2
s-1
.
Fuente: elaboración propia
97
ARCHIVO FOTOGRÁFICO
98
Iconografía 1. Instalación del propagador de sub-irrigación, establecimiento de las estacas
juveniles y evaluación del proceso de enraizamiento
99
Iconografía 2. Extracción de las estacas juveniles enraizadas
100
101
Iconografía 3. Estacas juveniles enraizadas
Bloque1-AFII-T5
Bloque1-AFII-T5
Bloque1-AFI-T5
Bloque2-AFIII-T5
Bloque2-AFII-T5
102
Iconografía 4. Adaptación de las nuevas plantas en el propagador