SECTION III QUALITÉ DU

SPÉCIMEN

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INDEX SECTION III

Pages Qualité du spécimen III-2 Avant de prélever III-2 Conditions optimales de prélèvement sanguin III-3

• Quantité requise III-4 • Prélèvement de coagulation III-4 • Hémoconcentration III-5 • Présence de caillot III-5 • Qu’est-ce que l’hémolyse? III-6

o Figure 1 (Hémolyse) III-6 • Pourquoi refuser un tube hémolysé? III-6 • Comment corriger un collapsus? III-7 • Ordre de prélèvement des tubes III-8

o Figure 2 (Ordre de prélèvement des tubes) III-8 • Prélèvement fait dans un contenant inadéquat III-8

o Figure 3 (Ordre de prélèvement des tubes, quantité minimale acceptable) III-9

• Marche à suivre pour effectuer une ponction veineuse III-10 • Marche à suivre pour effectuer une hémoculture III-13 • Test de glycémie (1hre post 50g) III-16

Conditions optimales de prélèvement urinaire III-19

• Analyse d’urine III-19 • Urine de 6, 12 ou 24 heures III-19 • Culture d’urine III-19 • Prélèvement de culture d’urine mi-jet III-20 • Procédure pour tests d’urine III-22 • Urine chlamydia III-24 • Cytologie urinaire III-24

Conditions optimales de prélèvement de selle III-25 Conditions optimales de prélèvement des autres liquides et sécrétions III-26 Conditions optimales de prélèvement de tissus humains III-27

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SECTION III

QUALITÉ DU SPÉCIMEN Dans cette section vous trouverez des critères spécifiques de prélèvement pour chaque nature de spécimen :

• Sanguin • Urinaire • Selle • Autres liquides et sécrétions • Tissus humains

AVANT DE PRÉLEVER:

• Vérifier la liste des analyses devant être faites obligatoirement au CHUS. Si une de ces analyses est à prélever, il faudra que le patient s’y présente ; (Tableau 1 « Analyses à prélever au CHUS »)

• S’assurer que le délai de conservation de tous les spécimens soit respecté ; (Tableau 2

« Regroupement des analyses pour prélèvements sanguins », Tableau 3 « Liquides, sécrétions et tissus »)

• Vérifier la technique de prélèvement selon l’échantillon requis ;

• S’assurer de la qualité du matériel utilisé, date d’expiration, stérilité, intégrité… ;

• S’assurer d’avoir le matériel distribué par le magasin du CHUS ; (Tableau 4 « Produits et

matériels à utiliser »)

• Préparation du patient, voir à la nécessité d’être à jeun ou si une diète spéciale est nécessaire pour certain prélèvement d’urine et de selles. Il est bien important que le patient respecte la diète, car celle-ci peut avoir une incidence importante dans l’interprétation du résultat ; (Voir section « Info patient »)

• Vérifier si les exigences pré ou post-dose de médicament sont respectées… ;

• Précautions : identifier et vérifier la correspondance du nom et prénom entre la requête

et le tube, toujours en présence du patient ;

• Respecter les normes de transport. (Voir section IV « Transport et conservation »)

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CONDITIONS OPTIMALES DE PRÉLÈVEMENT SANGUIN Le prélèvement des échantillons par ponction veineuse recèle de nombreuses sources d’erreurs potentielles. Toutefois, plusieurs d’entre elles peuvent être éliminées grâce à l’adoption de règles de pratique qui définissent les critères de qualité et de sécurité s’appliquant aux prélèvements veineux.

• Faire un bon choix du site de ponction. Ne pas prélever dans :

o Cicatrice o Bras d’une mastectomie o Hématome o Fistule artérioveineuse (patient hémodialysé)

• Faire attention à l’état de la peau. Ne pas prélever si :

o Brûlée o Infectée o Infiltrée o oedème

• Respecter et vérifier l’ordre des tubes pour éviter la contamination des anticoagulants

contenus dans les tubes. (Voir pages III-8 et III-9)

• Respecter la quantité à retirer avant le prélèvement (coagulation).

• Lorsqu’un tube pour la coagulation (bleu) doit être prélevé, il faut rejeter au moins 2 ml de sang au moyen d’un tube à bouchon clair sans additif ou rouge.

• Respecter l’asepsie (accrue) si hémoculture. (Voir « technique de prélèvement

d’hémoculture »).

• Éviter les causes d’hémolyse.

• Tous les tubes doivent être mélangés doucement par inversion de 5 à 10 fois.

• Les tubes destinés à la banque de sang nécessitent une identification particulière. Voir information requise obligatoire sur le prélèvement. (Section II « Section relative au préleveur »)

• D’ordre général, tous les spécimens sanguins doivent être « traités » au laboratoire

dans un délai maximal de 2 hres. Certaines analyses nécessitent un temps plus court. (Tableau 2 « Regroupement des analyses pour prélèvements sanguins »)

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Quantité requise Dans la majorité des cas, une variation de ± 10% du volume total des tubes avec anticoagulants est acceptée. Si la quantité est moindre, il peut y avoir une dilution du spécimen avec l’anticoagulant ou changements morphologiques dans les cellules sanguines, ce qui amène des résultats erronés. Dans certains cas, une quantité moindre peut être acceptée mais cela est impossible dans le cas des tubes destinés à la coagulation (bleu) et à la sédimentation (noir). Ceci cause une augmentation de la concentration de l’anticoagulant, ce qui fausse les résultats. Pour les tubes secs ou avec activateur de caillot, cela dépend des appareils utilisés ou des quantités requises pour les analyses. Pour les tubes lavande, un volume de ≥ 80% est exigé pour l’analyse des formules sanguines (FSC). La qualité et la stabilité du spécimen sont directement liées au respect du ratio adéquat de sang/anticoagulant dans le tube de prélèvement. Idéalement, ce ratio doit être optimal. Le non-respect du volume minimal acceptable fait partie de la directive des critères de rejet des spécimens. (Voir page III-9) Prélèvement de coagulation Au moment d’une ponction veineuse, il y a libération de thromboplastine tissulaire et activation du processus de coagulation. Il est nécessaire d’éliminer les deux premiers ml de sang au moyen d’un tube à bouchon rouge ou clair (sans additif) avant de prélever un tube destiné à des analyses de coagulation (tube à bouchon bleu.) Le prélèvement à partir d’une canule héparinée est à éviter, et dans l’impossibilité de faire autrement il faut rejeter 10ml de sang au lieu de 2ml. L’utilisation de tube doré est à proscrire pour le rejet, car celui-ci contient un activateur de coagulation qui pourrait interférer lors de l’analyse. Attention : Certains tubes rouges contiennent aussi un activateur de caillot. Bien vérifier l’étiquette du fabriquant. Ne pas utiliser un tube avec un autre anticoagulant ou activateur de caillot pour le rejet. Si le prélèvement est difficile, que la veine collapse ou que l’écoulement est lent, il est préférable de ne pas conserver le prélèvement pour la coagulation. Ces situations occasionnent de forts risques d’hémolyse. De plus, certains éléments internes de la cascade de coagulation peuvent avoir été activés et leur mesure au laboratoire devient impossible. Essayer un deuxième tube bleu qui ne pourra être accepté que si l’écoulement devient constant et a un débit acceptable. En coagulation, la ponction doit être franche, le garrot doit être relâché pendant l’écoulement du tube de rejet. L’écoulement doit être régulier. Le calibre d’aiguille idéal est 21G. Ne jamais utiliser des aiguilles plus petites que 23G pour la coagulation. Le volume requis est strict. Le tube doit être plein pour être accepté au laboratoire. Un trait sur le tube indique le volume minimal du niveau de sang. Vérifier et respecter la date d’expiration des tubes. Les tubes bleus en particulier sont parfois inefficaces 1 mois avant la date d’expiration. Au fil du temps, le tube perd la qualité de son aspiration.

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Les spécimens de coagulation (INR) doivent être stabilisés en moins de 4-6 heures après le prélèvement c’est-à-dire que le tube doit être rendu au laboratoire, centrifugé et décanté. Le transport doit se faire à la T° pièce. N.B. : Spécifier sur la requête d’ordonnance si le patient est sous anticoagulothérapie. Hémoconcentration (application prolongée du garrot) L’application prolongée du garrot ainsi que le mouvement répétitif d’ouverture et de fermeture de la main peuvent causer l’hémoconcentration du prélèvement et affecter certaines analyses. (Ex : K, ALT, CK, bilirubine, LDH, GGT on retrouve une variation de +/- 8 à 10 %). Le garrot ne doit pas rester en place plus d’une minute afin d’éviter l’hémoconcentration. N.B. : Le garrot ne doit pas être utilisé pour les tests suivants : Lactate, ammoniac, pyruvate, car les résultats sont faussement augmentés. Présence de caillot Dans un tube sans anticoagulant (rouge) ou avec activateur de caillot (doré) la présence d’un caillot est nécessaire. Dans un tube avec anticoagulant (lavande, vert, bleu, noir…) la présence d’un caillot entraîne le rejet du spécimen.

Le caillot formé renferme des éléments cellulaires et leur décompte est faussement abaissé (Ex. abaissement très significatif des plaquettes lors du décompte de la FSC). La formation du caillot consomme les éléments nécessaires aux analyses de coagulation et autres analyses.

Pour éviter la formation de caillots dans les tubes contenant un anticoagulant, les tubes doivent être mélangés immédiatement après le prélèvement, délicatement, par retournements successifs complets effectués de 5 à 10 fois. Une ponction non franche ou un écoulement trop lent peut aussi entraîner la formation de micro caillots dans le tube. N.B. : Ne jamais enlever un caillot dans aucun tube. Il faut se rappeler que la qualité du spécimen est la responsabilité de la personne qui fait le prélèvement.

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Qu’est-ce que l’hémolyse ? L’hémolyse se caractérise par le bris d’une certaine quantité de globules rouges et par le déversement de son contenu dans le sérum. Celui-ci prend alors une teinte rosée à rouge, dépendamment du degré d’hémolyse. L’hémolyse se voit principalement sur le plasma ou le sérum suite à la centrifugation du tube. Lors d’une analyse sur sang total comme par exemple la FSC, on ne peut pas voir l’hémolyse.

Figure 1

Pourquoi refuser un tube hémolysé ? Plusieurs des dosages en biochimie mesurent la quantité d’une substance contenue dans le sérum. Certaines substances comme le K, le LDH et l’AST sont en quantité beaucoup plus importante dans le globule rouge que dans le sérum (jusqu’à 180 fois plus dans certains cas.) Le bris des globules rouges lors de l’hémolyse entraîne le déversement d’une très grande quantité de la substance dans le sérum, d’où un résultat faussement élevé. D’autres analyses comme la CRP, la Troponine etc… ne peuvent être dosées suite à une hémolyse et ceci entraîne le rejet du spécimen. La plupart des spécimens ne seront pas analysés avec un degré d’hémolyse de >2+. La présence d’hémolyse dans le sérum ou plasma peut être apparue suite à un prélèvement difficile ayant causé la rupture des globules rouges. Un prélèvement difficile occasionne aussi l’activation des facteurs de coagulation, ainsi leur mesure exacte au laboratoire devient impossible.

Dans certains cas, il est possible que la coloration rougeâtre interfère dans la lecture colorimétrique de l’appareil.

III-6

En banque de sang, certaines réactions positives se traduisent par de l’hémolyse. Si le plasma utilisé est déjà hémolysé, il sera impossible de voir cette réaction et de détecter des anticorps cliniquement significatifs.

L’hémolyse peut être causée par :

• Garrot laissé plus d’une minute ; • Présence d’alcool au site de ponction ; • Inversion trop brusque des tubes ; • Prélèvement dans une zone hémorragique (hématome) ; • Prélèvement difficile ; • Collapsus prolongé ; • Prélèvement au moyen de cathéter ou canule ; • Aspiration exagérée d’un prélèvement à la seringue ; • Aiguille de trop petit calibre.

Comment corriger un collapsus ? Un collapsus est l’effet qu’a sur la veine la pression négative d’un tube lors du prélèvement. Dans ce cas, la veine s’affaisse, il peut y avoir des vibrations internes et parfois le sang cesse de s’écouler totalement. Un collapsus peut facilement causer de l’hémolyse… Voici quelques conseils pour corriger un collapsus ou un arrêt d’écoulement du sang :

• Relever l’aiguille pour abaisser le biseau afin de permettre à la membrane de la veine de se décoller du biseau ;

• Tirer la peau vers le bas ou vers le haut ; • Remettre le garrot pour augmenter la pression interne de la veine ; • Enlever le garrot (si la peau devient blanche) ; • Changer le tube (matériel défectueux) ; • Retirer et remettre le tube, parfois l’aiguille décolle de la veine ; • Prélever à la seringue pour contrôler la pression exercée sur la veine.

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Ordre de prélèvement des tubes Lorsque l’on prélève plus d’un échantillon lors d’un prélèvement veineux, il est recommandé d’effectuer le prélèvement dans un ordre spécifique. Cette recommandation vise à éviter la possibilité d’un résultat erroné dû à une contamination croisée par les différents additifs contenus dans les tubes de prélèvement.

ORDRE

TUBE

ANTICOAGULANT

OU ADDITIF

USAGE PRINCIPAL

# DU

PRODUIT

# DU

MAGASIN

1 Bouteille pour hémoculture (aéro) Bouteille pour hémoculture (ana)

Microbiologie (septicémie) 259791 259793

0-3-10268 0-3-10271

2 Rouge clair Rouge brique

Sans additif Sans additif

Rejet Divers

BD 366703 BD 366430

0-3-10241 0-3-10238

3 Bleu Citrate de sodium Tube pour épreuve de coagulation

BD 363083 0-3-10214

4 Doré (jaune) Activateur de coagulation Tube pour épreuve de Biochimie, sérologie etc…

0-3-10232

6 Vert pâle Héparine de lithium BHCG

BD 367962 0-3-10256

5 Vert Héparine de sodium Gaz veineux, lactate, ammoniaque

Cytogénétique

BD 367962 0-3-10259

7 Lavande EDTA Tube pour FSC HbA1C

BD367841 2ml BD367861 4ml

0-3-10229

8 Rose EDTA Tube pour épreuve de Banque de sang

BD 367899 0-3-10235

9 Gris Oxalate Fluorure de sodium

Tube pour glycémie Alcool

BD 367925 0-3-10220

10 Noir

Citrate de sodium Tube pour sédimentation BD 366065 0-3-15501

11 Jaune citron (ACD) Acide citrate dextrose

Tube pour HLA-B27 BD 364606 0-3-10223

12 Seringue calcium ionisé (bout orange)

Héparine balancée Calcium ionisé Sarstedt 05-1147-020

0-1-12077

13

Rouge vif Activateur de caillot sans gel

Complément total

BD 367815 0-3-10244

Ref : Normes OPTMQ : Édition 2006 Figure 2

Prélèvement fait dans un contenant inadéquat Les prélèvements effectués dans le mauvais contenant peuvent entraîner des résultats erronés très significatifs : Ex. : FSC sur un tube vert entraîne une diminution des gl. blancs K sur un tube lavande entraîne une augmentation du K Ca++ sur un tube lavande entraîne une diminution du Ca++

Lithium sur un tube avec héparine de lithium entraîne une augmentation de lithium sérique

III-8

Figure 3

Ordre de prélèvement des tubes

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Quantité minimale acceptable

MARCHE À SUIVRE POUR EFFECTUER UNE PONCTION VEINEUSE

1. Accueillir le patient et se présenter ; • Demander sa carte RAMQ • Vérifier la date d’expiration de celle-ci • Vérifier la concordance de la carte avec la requête régionale

2. Identifier sans équivoque le patient ;

• 2 identifications verbales du patient • Ne pas répondre pour lui si possible • Lui faire décliner son nom de façon positive

3. Obtenir le consentement du patient. (Selon le code civil du Québec, « Nul ne peut être soumis sans son consentement à des soins… ». Les articles 17 et 18 du code civil prévoient qu’un patient âgé de 14 ans et plus peut consentir à une ponction veineuse. Lorsque le mineur est âgé de moins de 14 ans et qu’il est inapte à consentir, le consentement doit être donné par le titulaire de l’autorité parentale, le mandataire, le tuteur légal ou le curateur).

4. Vérifier l’ordonnance d’analyse et préparer les formulaires ;

5. S’assurer que les restrictions alimentaires et les autres exigences d’analyses sont

respectées ;

6. Vérifier les formulaires, les étiquettes et les tubes ;

7. Rassembler le matériel nécessaire à la ponction ;

8. Se laver les mains et selon la règle interne ou normative, enfiler des gants ;

9. Appliquer le garrot de 7.5 à 10 cm au dessus du site de ponction;

10. Choisir la veine : • Utiliser de préférence les veines de la surface antérieure de l’avant bras (céphalique, médiane

cubitale et basilique). • Dans certains cas, utiliser les veines superficielles du dessus de la main. • N.B. les veines du poignet peuvent être utilisées dans les cas d’exception seulement. • Éviter de prélever sur le dessus du pied chez les patients en externe qui marchent ou patients

diabétiques. • Ne jamais prélever dans une artère. Si par accident une artère est touchée, exercer une forte

compression manuelle continue d’environ dix (10) minutes. • Ne pas prélever du même côté qu’une fistule. • Préserver les veines du bras des patients hémodialysés. • Éviter les cicatrices et brûlures. • Éviter de prélever du côté d’une mastectomie.

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• Éviter de prélever dans un hématome, œdème ou veine endommagée.

Veines difficiles (certains trucs sont utiles pour favoriser l’apparition d’une veine trop petite ou non palpable.

• Masser l’avant-bras du poignet au coude avant de mettre le garrot sinon hémoconcentration. • Faire fermer le poing. Ne pas faire ouvrir et fermer la main pendant le prélèvement. • Tapoter à petits coups la surface de la peau dans l’espace ou devrait se trouver la veine. • Préparer un enveloppement chaud et couvrir la région de la veine quelques minutes. • Faire pivoter l’avant-bras sur lui-même afin de rendre la veine accessible.

1. Désinfecter la peau avec un tampon d’alcool en formant un cercle de l’intérieur vers l’extérieur (voir technique spécifique si hémoculture);

• Laisser sécher l’alcool à l’air ambiant seulement (ne pas souffler ou ventiler).

2. Effectuer la ponction veineuse ; • Immobiliser la veine avec le pouce de la main libre (5,0 cm plus bas que le site de la ponction). • Placer la pointe de l’aiguille, biseau vers le haut en gardant un angle de 30° ou moins. • Traverser fermement la peau, pénétrer doucement la veine dans le sens de la circulation. Pousser

le tube dans le barillet. • Dès l’apparition d’un flux régulier de sang, enlever le garrot. Le garrot ne doit pas rester serré plus

d’une minute afin d’éviter l’hémolyse et l’hémoconcentration. • Le flux sanguin doit être constant. Voir à éliminer les risques d’hémolyse et de coagulation durant

le prélèvement. • Si une analyse de coagulation est prélevée par ponction veineuse directe, rejeter les deux (2)

premiers ml de sang pour éliminer toute trace de thromboplastine tissulaire. Si le flux n’est pas constant, ne pas garder le tube prélevé pour la coagulation. Reprendre le prélèvement.

• Respecter l’ordre des tubes selon les normes de l’OPTMQ. (Voir figure 2 p. III-9) • Respecter le rapport anticoagulant/sang et la quantité requise selon les tubes et les analyses à

effectuer. • Inverser délicatement les tubes cinq (5) à dix (10) fois (ne pas mousser). • Retirer l’aiguille lentement, en plaçant un tampon sec à la base de celle-ci. (Jeter l’aiguille dans

un contenant biomédical rigide) • Comprimer le site de prélèvement suffisamment et fixer le tampon à l’aide d’un sparadrap.

13. Identifier le spécimen en présence du patient;

14. Consigner l’heure et la date du prélèvement ;

15. Annuler les restrictions alimentaires ;

16. Enlever les gants et se laver les mains ;

17. Manipuler et traiter les tubes selon les exigences ;

18. Acheminer les prélèvements aux laboratoires du CHUS.

III - 11

ATTENTION :

• Si le prélèvement est effectué par PORT-A-CATH, SOUS-CLAVIÈRE, ou CANULE, retirer dix (10) ml de sang avant de prélever les tubes.

• Ne jamais transférer un spécimen d’un tube à l’autre après le prélèvement.

• Ne jamais enlever un caillot.

• Toujours identifier les spécimens après le prélèvement et en présence du patient.

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MARCHE À SUIVRE POUR EFFECTUER UNE HÉMOCULTURE

Définition Prélèvement de sang pour détecter la présence de bactéries. But Identifier la/les bactérie/s dans le sang et leur susceptibilité aux antibiotiques. Précautions et directives • Les hémocultures se font sur ordonnance médicale. • Une asepsie rigoureuse est requise. (Une seule bactérie dans les contenants de prélèvements

peut impliquer une antibiothérapie.) • Parfois 2 prélèvements à intervalles de 20 ou 30 minutes sont requis. (Dans ce cas, utiliser,

pour le 2e prélèvement, un site de prélèvement différent du premier pour éviter la contamination possible au premier site).

• Les prélèvements doivent être faits idéalement au moment d’une présence de fièvre ou même d’un pic fiévreux.

Matériel requis • 1 barillet neuf pour chaque prélèvement d’hémoculture. • 1 adaptateur à tube pour le barillet à hémoculture (s’il y a d’autres prélèvements) • 1 bouteille résine aérobe (bouchon vert) « BioMérieux »ou Pediatrique (jaune). • 1 bouteille résine anaérobe (bouchon orange) « BioMérieux ». • Tampon d’alcool isopropylique 70%. • 3 ou 4 tampons de gluconate de chlorhexidine 2.0% • 1 microperfuseur avec adaptateur 21G ou 23G • 2 gants non stériles (si lésions cutanées aux mains). • 1 gant stérile (si palpation de la veine après désinfection.) • ouate et diachylon. • Étiquettes d’identifications. Préparation Préparation du matériel • Bien vérifier l’intégrité et la date de péremption des bouteilles (Si le fond est orangé, la

bouteille doit être jetée).

III -13

• Marquer au stylo, sur les bouteilles d’hémoculture, le volume total requis en calculant 8 à 10 ml à partir du niveau du bouillon (bouteille à plat). 1-4 ml pour la bouteille pédiatrique.

• Assembler de façon aseptique toute les parties du système de prélèvement (barillet propre, adaptateur et papillon). L’assemblage du barillet avec le bout caoutchouc de l’adaptateur demande une précision particulière afin d’éviter son contact avec le barillet (qui n’est pas stérile). Tous les raccords doivent être fait minutieusement et maintenus en circuit fermé.

• Pour un prélèvement chez un enfant, la seringue peut être utilisée. La quantité prélevée est plus facile à observer. Le transfert du sang de la seringue vers la bouteille doit alors se faire à l’aide d’une aiguille différente de celle qui a perforée la peau.

• Laisser la partie aiguille du papillon dans son emballage jusqu’au moment du prélèvement. • Ouvrir aseptiquement les bouteilles d’hémoculture. • Désinfecter les membranes de caoutchouc des bouteilles avec des tampons d’alcool 70%. • Placer les bouteilles d’hémoculture de façon à débuter par la bouteille aérobe (vert) en raison

de la présence d'air dans la tubulure du microperfuseur et ensuite par la bouteille anaérobe (orange). Pour les enfants, seule la bouteille pédiatrique (jaune) est utilisée.

• Préparer les tubes pour les autres prélèvements à faire à la suite des hémocultures s’il y a. Préparation du patient et prélèvement • Mettre le garrot, choisir une veine et retirer le garrot. • Nettoyer la peau une première fois avec un tampon d’alcool 70% afin de débarrasser la

surface de débris de gras et d’humidité. • Nettoyer la peau une 2e fois avec un tampon de gluconate de chlorhexidine 2.0% alcoolisé

de façon circulaire, du centre vers la périphérie. (Si un patient est allergique à l’alcool, utiliser un tampon de poviodine- iode.)

• Laisser sécher complètement plus de 30 secondes. (Ne pas souffler ou ventiler pour accélérer l’assèchement car, ces manœuvres pourraient contaminer le site de ponction.

• Remettre le garrot (il ne devrait pas rester en place plus de 1 minute). • Mettre un gant stérile ou désinfecter le doigt avec de la cholorexidine pour palper la veine

après la désinfection. • Sortir le microperfuseur (papillon) de son emballage. Saisir les ailettes et ponctionner la veine. • Bien tenir l’aiguille en place tout en introduisant la bouteille aérobe dans le barillet. Pousser

pour introduire l’aiguille à travers la membrane et la tenir en place afin d’éviter qu’elle ne sorte. • Placer la bouteille à la verticale afin de visualiser la quantité de sang requise, c’est-à-dire

jusqu’à la ligne indiquée au stylo. (Ne jamais dépasser le volume maximal requis). • Ne jamais prélever avec la bouteille inversée. • Le garrot peut alors être retiré. • Répéter le même mouvement avec la bouteille anaérobe (orange). • S’il y a lieu, faire les autres prélèvements sanguins selon l’ordre établi. Fixer d’abord

l’adaptateur à tube dans le barillet. Traitement des spécimens • Les bouteilles d’hémocultures doivent être inversées 4 à 5 fois pour mélanger le sang au

milieu de culture.

III-14

• Nettoyer les bouchons avec un tampon d`alcool. • Jeter le barillet après chaque prélèvement, l’adaptateur à tube peut être réutilisé s’il est propre. • Identifier clairement les bouteilles : nom, prénom, # RAMQ, date et heure. Si des étiquettes

sont utilisées, éviter de cacher la partie code à barres des bouteilles. Coller les étiquettes lisibles du haut vers le bas.

• Garder les bouteilles à To pièce. • Faire parvenir les bouteilles au laboratoire par le transport habituel. Indications supplémentaires Volume requis Enfants 0-10 ans environ 1-4 ml par bouteille Pédiatrique aérobe (jaune).

Normalement, seule la bouteille pédiatrique est prélevée pour les enfants. Si ordonnance médicale, 1-4 ml par bouteille anaérobe (orange)

>10 ans et adultes 8-10 ml par bouteille aérobe (vert) 8-10 ml par bouteille anaérobe (orange) Si le patient est très difficile à piquer, ne prélever que 2 ml de sang chez l’adulte et injecter dans la bouteille aérobe pédiatrique (jaune).

III -15

Test de glycémie 1 heure post 50g

Généralités Le test de glycémie 1 heure post 50g est un test de dépistage du diabète de grossesse. L’Association Canadienne du Diabète recommande le dépistage du diabète gestationnel chez les femmes enceintes entre la 24e et la 28e semaine selon différents critères. Toutefois, le comité GARE-diabète du CHUS suggère de faire un dépistage précoce universel dès la première visite prénatale. Principe

Après une dose orale d’au moins 50gr d’une solution dextrose (Glucodex), le dosage du glucose sanguin après 1 heure post ingestion au repos devrait normalement être inférieur à 7,2 mmol/L chez la femme enceinte. Préparation du patient

• Ce test est disponible pour les femmes enceintes seulement. • Le test peut être réalisé à un moment quelconque de la journée. • Il n’est pas nécessaire d’être à jeun pour ce test de dépistage. • Peut être fait dès le début de la grossesse. • L’alimentation dans les trois jours qui précèdent le test ne doit pas être limitée et doit

comporter au moins 150g de glucides par jour. • La patiente doit être assise pendant toute la durée de l’épreuve, sans consommation de

tabac, ni de nourriture, ni de boisson (y compris l’eau). • Le test peut être fait sans rendez-vous dans les centres de prélèvement du CHUS. Il est

important que la patiente arrive au moins 1 heure avant la fermeture. Matériel à utiliser

• Plateau de prélèvement • Glucodex 50g/300ml • Endroit tranquille et sécuritaire pour laisser attendre la patiente durant l’heure.

Spécimen (tube, quantité…) Tube vacutainer à bouchon gris

III-16

Instruction technique de l’analyse

• Il n’y a pas de prélèvement pré-ingestion. Sauf sur demande du médecin. • Aviser la patiente qu’elle devra rester avec nous durant 1 heure, souvent les patientes

n’ont pas été avisées des exigences du test… • S’assurer de l’absence d’allergie aux produits d’oranges ou au colorant. (Dans ce cas, une

solution dextrose 50gr/300ml peut être préparée par la pharmacie). • Donner à boire un verre de 300ml de Glucodex 50gr qu’elle doit boire en moins de 5

minutes. • Calculer le début de l’heure dès le début de l’ingestion du liquide. • Indiquer sur la requête l’heure précise prévue du prélèvement, soit 1 heure après le début

de l’ingestion. • Installer la patient dans un endroit tranquille et sécuritaire en précisant de ne pas manger,

ni boire, ni fumer, ni marcher durant l’heure. S’il y a des tests d’urine, elle peut les faire pendant l`heure.

• Si elle a des symptômes, étourdissement, chaleur…, le signaler aussitôt à une

technicienne afin de l’installer dans de meilleures conditions, allongée, serviette fraiche… • Si elle vomit, le test sera annulé et repris un autre jour. • Après 1 heure, le prélèvement est effectué sur un tube à bouchon gris. (Bien inverser le

tube). • Si d’autres analyses qui ne nécessitent pas d’être à jeun sont demandées, elles peuvent

être prélevées au même moment. Identification des spécimens

• Tube gris (Nom, prénom, #RAMQ) • Requête régionale (Nom, prénom, #RAMQ, date/heure, nom complet du préleveur).

Transport et conservation

• Le tube à bouchon gris est gardé à la To pièce et envoyé avec le transport habituel.

Documentation (Feuille de travail)

• Noter l’heure prévue du prélèvement sur la requête au moment de l’ingestion du liquide. • Noter l’heure réelle au moment du prélèvement.

Interprétation Si le résultat de glycémie est entre 7,2 et 10,2mmol/L après une heure post 50gr de dextrose, un test d’hyperglycémie post 75g standardisé ou plusieurs tests capillaires à jeun seront demandés par le médecin avant de diagnostiquer un diabète de grossesse.

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Divers Il est fréquent qu’un WinRho chez les femmes Rh nég, vers la 28e semaine soit demandé en même temps que le test de glycémie 1 hre.. Si le test est fait à l’extérieur des hôpitaux du CHUS, le tube pour la Banque de sang peut être prélevé mais l’original de la demande du WinRho doit être laissé à la patiente. Celle-ci devra se présenter au laboratoire de Banque de sang CHUS Fleurimont ou Hôtel-Dieu pour recevoir son WinRho. Il est important qu’elle ait au moins 27 semaines de grossesse pour recevoir son WinRho et elle doit se présenter avant 15h00.

Élimination des déchets Les aiguilles sont jetées dans un contenant biomédical rigide. Ce contenant doit être disposé de façon sécuritaire. La bouteille vide de Glucodex peut être mise au recyclage.

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CONDITIONS OPTIMALES DE PRÉLÈVEMENT URINAIRE Afin de s’assurer de respecter les conditions optimales d’un prélèvement urinaire, il est important de vérifier les délais et les températures de conservation de chaque analyse et de respecter les particularités de chacune. Le tableau 3 (Liquides, sécrétions et tissus) vous donnera plus de détails sur la conservation et les particularités des différents prélèvements urinaires.

• Lorsque requis, laisser au patient le feuillet d’information relatif à l’analyse demandée. (Technique de prélèvement, diète, précautions pour agent de conservation… (Voir section « info-patient »).

• Prendre soins de prélever un contenant différent pour chaque département. (biochimie,

microbiologie, médecine génétique…) Analyse d’urine (macroscopique et microscopique) et miction Une urine fraîche ou du matin est préférable. Les spécimens doivent être conservés à la température de la pièce (22° à 25°C), protégés d’une forte exposition à la lumière et être acheminés au laboratoire à l’intérieur du délai maximal de 2 heures. Si ce délai ne peut être respecté, les spécimens doivent être réfrigérés immédiatement après la collecte et acheminés dans un délai maximal de 24 heures. Dans ces conditions, seul l’examen chimique (macroscopie) est valable. Urine de 6, 12 ou 24 heures Les collectes urinaires de 6, 12 ou 24 heures doivent parvenir en entier au laboratoire dans le contenant original déterminé par le laboratoire, selon la procédure d’analyse. Les collectes urinaires doivent être transportées entre 2° à 8°C. Attention : il arrive qu’une collecte soit demandée pour 48 heures (2 X 24 heures). Dans ce cas, donner 2 contenants afin que la collecte soit faite 2 X 24 heures dans chaque contenant. Certaines analyses nécessitent un agent de conservation pour préserver l’intégrité de l’élément mesuré. Dans certains cas, il est obligatoire de suivre une diète avant et pendant la collecte urinaire pour s’empêcher que la présence de certaines substances alimentaires n’interfèrent avec le test. (Tableau 3 « Liquides, sécrétions et tissus ») Culture d’urine Un prélèvement du matin est préférable. Effectuer le prélèvement mi-jet le plus aseptiquement possible en respectant les procédures établies. Utiliser un contenant stérile. Indiquer les renseignements cliniques pertinents. (Fièvre, post-antibiothérapie…)

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Prélèvement de culture d’urine mi-jet

Prélèvement de culture d’urine miction Une urine est normalement stérile. Pour que le prélèvement soit adéquat il doit être dépourvu des bactéries de l’orifice et de la peau.

Bien se laver les mains. Ouvrir le récipient sans toucher l’intérieur du récipient et du couvercle.

Nettoyage avec Baxedin Nettoyer le méat urinaire avec du Baxedin (Gluconate de chlorhexidine 0.05% en solution aqueuse).

• Écarter les grandes lèvres et laver de l’avant vers l’arrière avec deux tampons stériles de Baxedin chez la femme.

• Laver le bout du pénis avec deux tampons stériles de Baxedin chez l’homme.

Éponger avec un tampon stérile sec pour enlever le surplus d’alcool (facultatif si le premier jet va dans la toilette) ne pas essuyer pour éviter de ramener des bactéries extérieures vers l’orifice Nettoyage à l’eau savonneuse Si le nettoyage doit être fait à la maison, un nettoyage à l’eau savonneuse est adéquat à condition de bien rincer avant d’uriner. Faire un premier jet dans la toilette ou dans un autre récipient destiné à un autre test que la culture d’urine. ex : analyse, chlamydia ou autre… Faire le second jet (mi-jet) dans le pot destiné à la culture d’urine en prenant soins de préserver la stérilité intérieure du pot et du couvercle. Souvent il est plus facile pour les patients de faire le premier jet dans la toilette, continuer dans le pot stérile autant qu’ils peuvent et par la suite transvider environ moitié-moitié dans le pot destiné à l’analyse d’urine ou autre. La culture d’urine requiert au moins 1 ml d’urine. Installer l’affiche d’instructions dans la salle de bain. N.B. Si un prélèvement pour chlamydia urinaire est nécessaire en même temps qu’une culture d’urine, la désinfection au Baxedin peut être faite telle que décrite ci-haut et le contenant de chlamydia servira pour les 10 à 50 premiers ml ainsi qu’au mi-jet nécessaire avant la culture d’urine.

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Noter que la culture d’urine ne doit pas rester plus de 1 heure à la température pièce. Il est préférable de la garder au frigo. Maximum 24 heures. N.B. il est recommandé de ne pas utiliser les tampons en sachet au chloride de benzalconium pour le nettoyage.

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PROCÉDURE POUR TESTS D’URINE

• Se laver les mains avant et après le prélèvement d’urine. • Si vous avez seulement une analyse d’urine, urinez simplement dans le pot sans procédure. (SVP ne pas remplir) • Si vous avez une culture d’urine avec ou sans analyse d’urine, suivez la procédure suivante…

Centre de prélèvement du CHUS Refermer les couvercles FERMEMENT en évitant de toucher l’intérieur et en prenant soin de respecter leur pot d’origine.

Centre de prélèvement du CHUS

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INSTRUCTIONS FOR COLLECTING A URINE SAMPLE

• Wash your hands before and after obtaining the urine sample. • If you only have a simple urinalysis to obtain, just urinate directly into the container, no other measures are necessary. (Please do not fill)

Replace the lids on the containers and close TIGHTLY being careful not to touch the inside of the lid or container.

• If you must obtain a urine culture, as well as a urinalysis, follow the instructions below.

Urine Chlamydia Il est très important d’observer tous les critères du prélèvement pour la recherche de chlamydia, car celui-ci est difficile à détecter. Il se loge habituellement dans le canal près du méat urinaire. C’est dans le premier jet urinaire qu’on en retrouve en plus grande quantité. Afin de s’assurer de la présence de chlamydia dans l’urine recueillie il est important ;

• d’avoir une urine du matin, sinon, attendre un délai d’au moins 2 hres depuis la dernière miction ;

• que le premier jet se retrouve dans le contenant prévu à cette analyse ; • recueillir entre 10 à 50 ml dans ce contenant afin de garder la chlamydia en concentration

suffisante pour sa détection ; Cytologie urinaire Les prélèvements de cytologie urinaire doivent être effectués de façon à préserver l’intégrité cellulaire. La première urine du matin ne doit pas être prélevée car elle est trop concentrée et contient plusieurs cellules en dégénérescence. Un nettoyage préliminaire du méat urinaire est suggéré pour éliminer toute trace de mucus ou autre débris. Il est préférable d’utiliser un contenant stérile avec couvercle étanche. Si trois (3) prélèvements sont demandés, indiquer l’ordre (1, 2, 3) sur les contenants. Faire les prélèvements pendant trois (3) jours consécutifs. Les trois urines peuvent être conservées au frigo et rapportées ensemble le 3e jour avec leur requête respective. La requête de cytologie est obligatoire pour tout spécimen prélevé hors du CHUS.

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CONDITIONS OPTIMALES DE PRÉLÈVEMENT DE SELLES Microbiologie Il est important de se procurer les contenants exigés pour chaque analyse. Vérifier les méthodes, les temps et conditions de conservation. (Tableau 3 « Liquides, sécrétions et tissus » section selles). Les micro-organismes se multiplient et meurent rapidement s’ils ne sont pas conservés et transportés adéquatement. Un délai prolongé entre le prélèvement et l’ensemencement peut affecter la croissance des bactéries fastidieuses et provoquer la surcroissance de certaines autres. Le milieu de transport doit être choisi en fonction des recommandations du laboratoire de microbiologie.

Vous trouverez les détails de ceux-ci dans la feuille « Directives à l’usager pour prélèvement de selles » dans la section « info-patient » de ce manuel. Cette feuille contient les détails de plusieurs analyses différentes. Il est important de bien indiquer sur la feuille donnée au patient, les analyses qui le concernent. Faire porter une attention spéciale au patient sur l’importance de bien identifier son contenant avec le nom, prénom, date de naissance, date et heure du prélèvement. Biochimie Certaines analyses sont effectuées sur des spécimens de selles telles :

• Recherche de sang • Recherche de graisse • Électrolytes et pH • Porphyrine

Le (tableau 3 « Liquides, sécrétions et tissus ») indiquera les conditions et particularités de chacune. Certaines requièrent une diète. Dans ce cas une feuille de directive doit être remise au patient. (Voir section « info-patient »).

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CONDITIONS OPTIMALES DE PRÉLÈVEMENT DES AUTRES LIQUIDES ET SÉCRETIONS Certains spécimens demandent un traitement plus rapide que le délai de 2 hres généralement recommandé, soit parce qu’ils sont expédiés sans milieu de transport, soit parce qu’ils peuvent contenir des germes ou des éléments fragiles. Il faut donc les transporter adéquatement, respecter les milieux de transport et les délais. (Voir section tableau 3 « Liquides, secrétions et tissus ») Microbiologie

• Lorsque possible, faire le prélèvement avant l’administration des antibiotiques. • Le dessèchement des spécimens prélevés sur écouvillon doit être évité. • Ne pas ajouter de fixateur d’alcool au spécimen d’expectoration. • Les spécimens destinés à une étude virologique peuvent être conservés jusqu’à 24 hres

(2° à 8°C) • Prélever une quantité suffisante de spécimen. Une quantité insuffisante peut entraîner de

faux résultats négatifs.

Biochimie Acheminer le liquide, soit dans un pot stérile ou dans un tube 10 ml rouge sans activateur de caillot. Hématologie Pour l’examen hématologique du liquide synovial, le spécimen est prélevé dans un tube lavande et devrait être analysé moins d’une heure après le prélèvement. Le spécimen est mis à 4°C si l’analyse est retardée. L’analyse de cristaux doit être prélevée dans un tube vert héparine de Na. Cytologie Pour une analyse cytologique d’expectoration, un fixateur d’alcool 70% (environ 25ml) est requis dans un contenant de 100ml stérile avec couvercle étanche. Souvent trois (3) spécimens sont demandés (1 par jour) et peuvent être rapportés ensemble. Faire le prélèvement à jeun après s’être mouché et bien rincé la bouche pour éviter les débris d’aliments. Plusieurs autres spécimens sont détaillés dans le tableau 3 « Liquides, sécrétions et tissus ». Génétique médicale Vérifier que les liquides qui sont envoyés en génétique médicale arrivent dans des délais et conditions optimales.

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CONDITIONS OPTIMALES DE PRÉLÈVEMENT DE TISSUS HUMAINS Les spécimens de pathologie et de cytologie consistent principalement en des prélèvements de tissus d’organes complets ou en partie qui doivent généralement être fixés le plus rapidement possible afin de conserver l’intégrité des tissus et de permettre leur examen et leur traitement en laboratoire. Le volume de la pièce versus la quantité de fixateur devrait être de 1 :20. Au CHUS les fixateurs utilisés sont le formol 10% pour la pathologie, l’alcool 70% ou saccomano pour la cytologie.

• Il est important d’éviter le dessèchement des échantillons ; • Il est important d’utiliser des contenants étanches afin de minimiser les risques de fuites ; • Il est important de souligner que tout transporteur de spécimens de cyto/pathologie doit

avoir une trousse de déversement afin d’absorber les fuites possibles de fixateur. NOTE : TOUJOURS SE PRÉOCCUPER DE LA QUALITÉ DU SPÉCIMEN CAR CELLE-CI EST DIRECTEMENT RELIÉE À LA QUALITÉ DU RÉSULTAT.

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