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Reporte Final de Servicio Social | Joel Ricci

Universidad del Mar-Campus Pto. Escondido: Licenciatura en Biología 1

ÍNDICE

OBJETIVOS ...................................................................................................................................... 2

Objetivo General ............................................................................................................................ 2

Objetivos Particulares .................................................................................................................... 2

ACTIVIDADES ................................................................................................................................ 3

Actividades: Caracterización de Cepas .......................................................................................... 3

Actividades: Protocolo de Extracción de DNA ............................................................................... 6

RESULTADOS ................................................................................................................................. 8

Resultados: Caracterización de Cepas ........................................................................................... 8

Resultados: Estandarización del Protocolo de Extracción de DNA genómico ............................ 10

Protocolo de Extracción de DNA genómico ................................................................................. 10

CONCLUSIONES .......................................................................................................................... 12

SUGERENCIAS ............................................................................................................................. 13

BIBLIOGRAFÍA ............................................................................................................................. 13



OBJETIVOS

Objetivo General Contribuir con el conocimiento sobre la diversidad y la incidencia de hongos

fitopatógenos de la papaya en la región costa de Oaxaca para sentar las bases en el

desarrollo de estrategias y soluciones que permitan combatir esta problemática en

la producción de este fruto dentro de la región.

Objetivos Particulares

Obtener cultivos axénicos de hongos asociados a cultivos de papaya a

partir de cepas derivadas de colectas realizadas en cultivares de

papaya en la región Costa de Oaxaca.

Obtener un registro fotográfico macroscópico y microscópico de las cepas

asignadas, describiendo sus características en cada caso.

Caracterizar fenotípicamente los cultivos obtenidos y determinar los taxa

(a nivel de género) a los que cada cepa corresponde mediante el

empleo de guías de identificación.

Evaluar los protocolos de extracción de DNA más empleados para

determinar los pasos clave en el proceso de aislamiento de

purificación y aislamiento de DNA genómico en hongos filamentosos.

Estandarizar un protocolo de extracción de DNA genómico para hongos

filamentosos que sea eficiente, rápido, de calidad y que prescinda de

reactivos o equipo de alto costo.



ACTIVIDADES

Las actividades llevadas a cabo durante el desarrollo de mi servicio social se agrupan

en dos etapas. La primera de ellas corresponde al aislamiento y caracterización morfológica

de cepas de hongos que me fueron asignadas por el M. C. Francisco Ruíz Ruíz. La segunda

etapa, que abarca los dos últimos objetivos específicos mencionados más arriba, consistió

en la extracción de DNA de diferentes cepas seleccionadas empleando diferentes

protocolos para determinar qué pasos eran determinantes en la calidad y cantidad de DNA

con el fin de estandarizar un protocolo propio que resultase eficiente para el proyecto al

que pertenece mi servicio.

Todas las actividades de ambas etapas fueron llevadas a cabo en el Laboratorio de

Genética de la Universidad del Mar Campus Puerto Escondido, bajo la guía y supervisión del

M. C. Francisco Ruíz Ruíz y la M.C. Julieta Karina Cruz Vázquez. Contando además con el

apoyo de la técnico del proyecto, la Bióloga Yanife Coral Tovilla Lucero.

Actividades: Caracterización de Cepas

Revisión bibliográfica: Previo al trabajo de laboratorio se inició el servicio con una

correspondiente investigación bibliográfica que abarcase los temas y técnicas a abordar

durante mi servicio social. Esta revisión de literatura incluyó el estudio de las características

biológicas y taxonómicas de la papaya (Carica papaya), información sobre su distribución

geográfica y datos sobre su importancia económica a nivel país, estado y región. También

se incluyó la revisión correspondiente a los diversos patógenos fúngicos que afectan a esta

especie y a su producción, haciendo énfasis en los datos existentes para la región o que

podrían ser aplicables a la misma debido a condiciones ambientales similares.

Así, se identificaron las enfermedades más comunes causadas por fungoides o fungales

que afectan a la papaya y los agentes causales de dichas enfermedades; generalmente

señalando el género o la especie e incluyendo las características biológicas de cada una.

Para complementar este último punto y proceder al trabajo en laboratorio se realizó una

búsqueda de imágenes, tanto de colonias como de preparaciones microscópicas, de las

especies fitopatógenas más importantes. Esto permitió familiarizarnos mejor con las

características de este grupo taxonómico y reforzar los procesos de identificación de las

cepas al momento de utilizar las claves de identificación de los taxa.

Obtención de Cepas de Hongos fitopatógenos de la Papaya: Para cubrir los tres

primeros objetivos específicos planteados al inicio del presente documento, se me otorgó

a partir del mes de Abril del 2013 una colección de cepas en cajas Petri que exigían la

evaluación de la viabilidad de las mismas, su recuperación mediante resiembras, su



aislamiento y finalmente su caracterización morfológica. El 31 de mayo del 2013, recibí por

parte de la M. C. Karina Cruz Vásquez diez cepas listas para trabajar con ellas. Comencé

resembrándolas en medio PDA y llevando un registro del crecimiento micelial tomando

medidas del diámetro del mismo y características morfológicas de cada una. Las cepas

fueron nombradas de acuerdo a la nomenclatura sugerida: C41, C42, C43, C44, C45, C46,

C47, C48, C49 y C50.

Adicionalmente, el día 8 de Julio del 2013, se me otorgaron veinticuatro nuevas cepas.

Los datos de las placas de la mayoría de las cepas reportaban fechas de los meses de

septiembre, octubre y noviembre del año 2012. Las placas fueron elegidas de un conjunto

de cepas que seleccionando las que nos parecieron más viables para trabajar con ellas. Al

final, un total de 34 Cepas me fueron entregadas a lo largo de esta etapa del Servicio Social.

A todas se les dio el seguimiento correspondiente para llevar a cabo su descripción.

Preparación de medio de cultivo sólido: A lo largo del desarrollo de mi servicio, y de

forma constante, se preparó medio de cultivo PDA (potato dextrose agar; agar papa

dextrosa), seleccionado como medio idóneo para el aislamiento de hongos fitopatógenos

(Difco Laboratories, 2003).

Esterilización de material: El trabajo en Microbiología y Biología Molecular exige el uso

de materiales y reactivos completamente limpios y esterilizados, por ello constantemente

se hizo uso del Autoclave para esterilizar el material requerido en cada una de las

actividades llevadas a cabo. Estos materiales y reactivos comprendían incluía puntas para

micropipeta; cajas Petri de vidrio; morteros y pistilos; gasas, sanitas y otros consumibles;

medio de cultivo PDA y PDB (potato dextrose broth; caldo papa dextrosa); ácido láctico; etc.

Resiembras y caracterización morfológica de las cepas: A partir de Julio el total de 30

cepas fue sometido a resiembras constantes para verificar su viabilidad y efectuar su

aislamiento con el objetivo de obtener cultivos axénicos, es decir, un cultivo libre de

contaminantes externos que contiene únicamente una especie de hongo (fungal o

fungoide), que sin embargo no ha sido originado a partir de una sola célula (Stainer, et al.,

1996; Hernández, 2003).

De estas 30 cepas se hizo un registro del crecimiento micelial de cada cepa

(dependiendo del número de resiembras necesarias y el tiempo de crecimiento de cada

una). Se hicieron resiembras cuando fuese necesario y los datos quedaron finalmente

registrados en un documento de Excel titulado: Revisión y Caracterización de Cepas. Junto

con este archivo, en cada revisión se realizó un registro fotográfico que se reportó también

al director del servicio social. Los datos tomados para cada en lo correspondiente a la

caracterización morfológica de la colonia fueron los siguientes: 1) Aspecto del Micelio; 2)

Presencia de crecimiento vegetativo y crecimiento de micelio aéreo; 3) Color de la cepa; 4)



Densidad del micelio; 5) Características del borde (forma y definición); y 6) Diámetro. Para

este último punto, que permite registrar la velocidad del crecimiento micelial, se tomaron

en cuenta los diámetros del crecimiento de la cepa en dos distintos ángulos; ambos

perpendiculares entre sí. Cada revisión se hizo aproximadamente en intervalos de dos a

cuatro días registrando los datos correspondientes a cada una de las seis propiedades

mencionadas.

Registro fotográfico Macroscópico: Una vez que cada una de las cepas fue

debidamente aislada y alcanzó su crecimiento máximo dentro de la placa Petri como cultivo

axénico se procedió a tomar una fotografía del aspecto macroscópico de la cepa. Para ello

se empleó una cámara fotográfica CANON modelo Power Shot G9 proporcionada por el

laboratorio de genética.

Preparación de Muestras para observación Microscópica: Con el fin de contar con un

registro fotográfico del aspecto microscópico del micelio de cada cepa, y para poder

describir las características del mismo como base para su identificación se realizaron

preparaciones de muestras de micelio obtenidas de las cepas para su observación en

microscopio óptico. Inicialmente las técnicas utilizadas fueron la de toma directa de micelio

con asa de cultivo y preparaciones mediante la captura de micelio empleando cinta scotch

(cinta adhesiva transparente), de acuerdo con la metodología reportada por Olivas (2004).

En ambas técnicas se utilizaron portaobjetos para colocar las muestras y el micelio fue

teñido empleando lactofenol-azul que permite observar la presencia de las estructuras del

hongo (Koneman & Allen, 2008).

Preparación de Microcultivos en portaobjetos: Debido a que tuve poco éxito

empleado estos dos métodos de observación microscópica, pues no distinguía más que

masas de micelio, llevé a cabo la preparación de la técnica de microcultivo en porta objetos.

Tanto Olivas (2004) como Koneman & Allen, (2008) describen los pasos correspondientes

para llevar a cabo los microcultivos de cepas fúngicas en portaobjetos; básicamente se trata

de la preparación de cajas Petri estériles que actúan como cámaras húmedas dentro de las

cuales un portaobjetos es colocado y sobre él, un cubo de medio de cultivo sólido (PDA o

Agar-agar) es colocado (con un tamaño de aproximadamente 0.5cm2). Posteriormente se

inocula el medio con una pequeña muestra de la cepa de interés y un cubreobjetos es

puesto sobre él. Tras incubar durante algunos días el micelio se nutre del medio de cultivo

y crece sobre la superficie del cubreobjetos. Este último, al momento de realizar la

preparación para observar bajo el microscopio, es colocado sobre un portaobjetos con

lactofenol-azul. El resultado es una preparación donde se observa con mayor limpieza el

crecimiento del hongo a nivel microscópico.

Registro fotográfico Microscópico: De las diferentes preparaciones para observación

microscópica obtenidas mediante la técnica de microcultivos se realizaron fotografías con

empleo de la cámara fotográfica CANON modelo Power Shot G9 adaptada al microscopio

óptico.



Conservación de Cepas: Una vez concluido el aislamiento, la caracterización y el

registro fotográfico, se procedió a realizar el método de conservación de hongos

filamentosos. Con el objetivo de mantener y conservar la viabilidad y las características de

las cepas se utilizaron dos técnicas de conservación enfocadas en detener el crecimiento de

las células fúngicas. El primer método, conocido como conservación en pico de flauta en

medio PDA consistió en inocular medio PDA en tubos de ensaye. El segundo método fue la

conservación por suspensión en agua destilada altamente utilizado por su buenos

resultados al preservar la viabilidad de especies pertenecientes a los géneros Phytophthora,

Phytium, y algunos ascomicetos y basidiomicetos (Ángel, 2006). Todas las conservas fueron

almacenadas a 4ºC.

Actividades: Protocolo de Extracción de DNA

Revisión bibliográfica: Diferentes protocolos de extracción de DNA fueron revisados n

la literatura a partir de diferentes fuentes para determinar los pasos fundamentales en el

proceso de adquisición de DNA genómico de hongos filamentosos. Con la visión de abordar

los dos últimos objetivos específicos planteados al inicio del presente reporte, se

consideraron aquellos protocolos que permitían el uso de materiales, equipos y reactivos

con los que el Laboratorio de Genética de la Universidad del Mar contara. Para evaluar la

eficiencia de la extracción (considerando sobre todo la cantidad de DNA extraído y el tiempo

requerido para efectuar el protocolo) los métodos seleccionados se realizaron tal como sus

autores los describían. Sin embargo, algunos de estos protocolos debieron ser modificados

en alguno de sus pasos debido a que no se contaba con alguno de los reactivos necesarios

o a que no era viable su uso (ej. Nitrógeno líquido y proteasa K).

Identificación de los pasos críticos para la extracción de DNA: Para estandarizar un

único protocolo de extracción, se realizaron diversos ensayos en donde se identificaron los

procesos o pasos clave que permiten dar como resultado un considerable cantidad de DNA

genómico sin comprometer su calidad y pureza.

Preparación de medios de cultivo líquidos: Con el fin de contar con una generosa

cantidad de micelio para realizar la extracción de DNA se utilizó el medio líquido PDB (potato

dextrose broth; caldo papa dextrosa), el cual contiene los mismos nutrientes que el medio

sólido PDA pero al ser líquido permite un mayor crecimiento micelial.

Pasos clave y reactivos empleados en los protocolos de extracción de ADN: Para

poder extraer DNA del micelio de nuestras cepas (al igual que para cualquier organismo,

tejido u órgano) es necesario el empleo de un procedimiento que comprenda diversas

etapas enfocadas en tratar estructuras celulares clave para aislar debidamente el DNA

genómico (Microbial SL, 2009).



La primera etapa del procedimiento se basa en el rompimiento de tejidos y lisis

celular, permitiendo solubilizar el ADN. En el caso de los protocolos usados primeramente

se llevó a cabo un rompimiento mecánico del micelio utilizando un mortero y un pistilo

estériles. También esta fase tiene un papel importante el empleo del el buffer de extracción

cuyos componentes cumplen una función específica.

El Tris-HCl tiene como función principal alcalinizar el medio en que se encuentra el ADN

manteniendo el pH estable, un requisito importante sobre todo en las extracciones

fenólicas donde la acción del fenol exige una solución amortiguadora para mantener estable

la molécula de DNA (Bartlett & Stirling, 2003). Adicionalmenete el Tris-HCl emulcifica las

grasas y permite separar el ADN de las proteínas por medio de su degradación ya que el pH

básico de este compuesto aumenta la solubilidad del DNA. El EDTA (Ácido

Etilendiaminotetraacético) es un agente quelante cuyo papel es capturar cationes metálicos

polivalentes como el Magnesio (Mg2+), catión que actúa como cofactor de DNAsas, las

cuales si están activas, podrían degradar el DNA y evitar obtener una molécula de calidad

(Rogers & Bendich, 1998). El NaCl brinda estabilidad al ADN y evita la degradación de la

molécula y facilita su precipitación. Finalmente el SDS (Dodecilsulfato sódico) es un

detergente usado para llevar a cabo la desintegración de la membrana celular y permitir la

solubilización de las histonas y otras proteínas estructurales de los cromosomas,

permitiendo liberar el DNA (Rogers & Bendich, 1998).

La siguiente etapa consiste en la separación del componente lipídico y de la fracción

proteica asociada al DNA (Microbial SL, 2009). En esta fase el objetivo es utilizar reactivos

para desnaturalizar y precipitar los componentes no deseados. Una solución con solventes

orgánicos como el fenol-cloroformo-alcohol isoamílico (25:24:1), permite llevar a cabo esta

Figura 1: Algunos de los recativos utilizados en el proceso de extracción de DNA genómico a partir de cepas fúngicas: De izquierda a derecha: Buffer de lisis (extracción); Fenol:Cloroformo:Alcohol-isoamílico; NaCl 4M; Acetato de Amonio; Isopropanol; Buffer TE.



tarea separando lípidos, proteínas y polisacáridos de los ácidos nucleicos (Puerta &

Ureña, 2005). Adicionalmente el uso de sales como el acetato de amonio o el acetato sódico

permiten precipitar mejor el componente proteico (Microbial SL, 2009).

Posteriormente, la siguiente etapa consiste en la purificación del DNA. Esta etapa se

subdivide en tres fases: Purificación del DNA, lavado del pellet y la recuperación o

resuspensión del DNA (Microbial SL, 2009). La primer fase se vale del uso de etanol o

isopropanol frío para precipitar el DNA debido a que este es insoluble en alcohol. EL lavado

del pellet (el DNA precipitado en una pastilla tras centrifugación) utiliza también un alcohol

frío y la centrifugación para retirar los últimos contaminantes y las sales asociadas aun a

nuestra molécula de DNA. Finalmente una vez obtenido el DNA es resuspendido en un

buffer que permita su almacenamiento y conservación. Para este efecto suele utilizarse

agua, aunque el empleo del Buffer TE (Tris-HCL y EDTA) garantiza una mejor preservación

de la molécula (Rogers & Bendich, 1998).

Electroforesis en gel de Agarosa: Una vez llevadas a cabo las diferentes extracciones

de DNA siguiendo los protocolos seleccionados, se almacenaron los pellets obtenidos en 50

uL de Buffer TE a -20ºC. Posteriormente, para evaluar la calidad y cantidad del DNAobtenido

de cada cepa en cada protocolo se llevó a cabo electroforesis del DNA en gel de agarosa al

1%. Por lo tanto se utilizó la cámara de electroforesis y los reactivos correspondientes para

la visualización del DNA: Buffer de carga, para incrementar la densidad de la muestra y darle

color, contiene azul de bromofenol y glicerol). Buffer TAE 1x (que contiene Tris, acetato y

EDTA), permite mantener el pH estable y neutralizar la acción de las nucleasas. Bromuro de

Etidio: Un colorante fluorescente, tóxico y cancerígeno, que se intercala en las bases de

DNA. Emite luminiscencia a una longitud de onda de 590 nm (González & Orlando, 1995).

RESULTADOS

Resultados: Caracterización de Cepas

Un total de 28 cepas lograron ser aisladas en cultivos axénicos, además fueron

caracterizadas y descritas, y finalmente conservadas mediante el método de conservación

en agua destilada (el cual se mostró como el mejor frente al método de pico de flauta en

PDA). Las otras seis sepas, del total de 34 iniciales, no resultaron viables y se descartaron

tras tres intentos de recuperación de las mismas. Adicionalmente se obtuvo un registro

fotográfico de 26 de las 28 cepas a nivel macroscópico y a nivel microscópico se lograron

obtener imágenes correspondientes a 24 cepas.

Dentro de los géneros identificados se encuentran una gran variedad de cepas

pertenecientes al género Fusarium (22), también están presentes cepas pertenecientes al

género Aspergillus, Penicillum y Pestalotia.



Figura 2: Algunas de las cepas caracterizadas y su análisis microscópico. a) Cepa 1; Fusarium- Cepa de crecimiento moderado con micelio vegetativo presente y presencia de radios filamentosos muy marcados. b) Cepa1: en la preparación bajo el microscopio se observa un micelio segmentado con presencia de microconidios características de Fusarium. c): Cepa 12- Fusarium: Cepa con micelio vegetativo denso y ausencia de crecimiento aéreo. d) Cepa 12: Se observan las macroconidias segmentadas propias de Fusarium. e) Cepa 53; Aspergillus: Cepa de crecimiento rápido con micelio vegetativo hialino y crecimiento aéreo con conidioforos que le dan una tonalidad amarillenta. f) Cepa 53: Conidióforo característico de Aspergillus, con numerosas conidias esféricas en la zona apical. g) Cepa 18- Penicillum: Cepa de crecimiento extremadamente lento, muy densa y de coloración verdoso oscuro. h) Cepa 18: se observa un micelio con hifas septadas y la presencia de los conidióforos característicos del género con conidias en la parte apical de las filiades.

g) h)



Resultados: Estandarización del Protocolo de Extracción de DNA genómico

Cinco diferentes protocolos fueron elegidos y llevados a cabo en diferentes sesiones

en las que se identificaron los pasos más relevantes, mencionados en la sección de

actividades. Dentro de los pasos que destacaron estuvo el proceso de Lisis celular que

incluyó la extracción mecánica (maceración con mortero y pistilo) y la lisis con el buffer de

extracción (Tris-HCl, NaCl, EDTA y SDS). Este paso resultó relevante al comparar cepas con

diferentes grados de esporulación en la masa total del cultivo, donde se dedujo que la

ruptura mecánica de las células en combinación con la lisis química es esencial para

suspender el DNA y por tanto para que el resto de los pasos cumplan su función. Otro de

los puntos clave identificados fue la aplicación del fenol, solvente que junto con el

cloroformo permite aislar los componentes celulares del DNA suspendido. Finalmente, fue

importante también la fase de precipitación de DNA empleando isopropanol o etanol en

combinación con Acetato de Amonio para garantizar la mayor pureza de nuestra molécula.

Tras diversos ensayos y corroboraciones de la calidad del DNA obtenido empleando

electroforesis en gel de agarosa, se determinaron los siguientes pasos como parte del

protocolo de extracción de DNA. Estos paso combinan las fases más recurrentes entre los

protocolos con tiempos establecidos ensayados previamente. Sin embargo la base principal

de este protocolo es método descrito por Borges, et al., (2008), y con modificaciones de los

métodos descritos por Płaza, et al., (2004) y Castellanos, et al. (2009).

Pasos previos; Cultivo de micelio en medio PDB: Previo a la realización de este

protocolo se debe realizar el cultivo del micelio a trabajar en medio PDB esterilizado y

acidificado (3g de PDB en 100mL de agua destilada, con 20 μL de ácido láctico). Para crecer

el micelio de forma adecuada, se debe incubar en agitación en temperaturas de 25 a 27ºC.

Protocolo de Extracción de DNA genómico

1) Colocar aproximadamente 1g de micelio seco en un mortero frío previamente

esterilizado.

2) Macerar con pistilo estéril durante aproximadamente 3 minutos, asegurando

una buena trituración del micelio.

3) Agregar al mortero 4 mL de buffer de lisis (Tris-HCL 1M, pH 8; EDTA 0.02 M; NaCl

0.5 M; SDS 1%; considerar el uso de stocks de cada componente del buffer, los

cuales deben estar previamente esterilizados en autoclave). Valerse de una

micropipeta y puntas estériles.

4) Continuar triturando el micelio durante 3 minutos más o hasta conseguir un

macerado homogéneo.

5) Transferir con ayuda de una micropipeta 700 μL de la solución presente en el

mortero (micelio triturado+buffer de lisis) a tubos eppendorf estériles de 1.5 mL.

Recordar rotular los tubos adecuadamente para evitar cualquier confusión o

inconveniente.

6) Agitar los tubos en vortex por dos minutos.



7) Añadir a cada tubo eppendorf 700 μL de fenol: cloroformo: alcohol isoamílico

(en proporciones respectivas de 25:24:1).

8) Mezclar en vortex por 5 minutos.

9) Centrifugar los tubos a 10 krpm durante diez minutos.

10) Transferir la fase acuosa con ayuda de una micropipeta (aproximadamente 600

μL) a un tubo eppendorf de 1.5 mL nuevo. Tener cuidado de tomar la interface

al momento de retirar la fase acuosa.

11) Añadir a cada uno de los nuevos tubos 500 μL de ispropanol frío (almacenado a

-20ºC) y 50 μL de Acetato de sodio 7.5M. Agitar por inversión suavemente y

observar la formación de hebras de DNA suspendidas en la solución.

12) Incubar los tubos a 4ºC por 20 minutos.

13) Centrifugar los tubos a 12 krpm durante diez minutos.

14) Lavar el pellet de DNA agregando a los tubos 500 μL de etanol al 70% (frío). Agitar

suavemente por inversión de tubo.

15) Centrifugar los tubos a 12 krpm durante cinco minutos.

16) Retirar el etanol y dejar secar los pellets colocando los tubos invertidos sobre

una toallita de papel (sanita).

17) Resuspender el pellet obtenido agregando al tubo 50 μL de buffer TE. Dejar los

tubo a temperatura ambiente, preferentemente a 36ºC, durante 10 a 20 minutos

para permitir que el DNA se suspenda en el buffer TE.

18) Almacenar los tubos a -20ºC.

Figura 3: Separación de estructuras celulares y purificación de DNA durante el protocolo de extracción: a) Fase acuosa (sobrenadante) e interfase formadas tras la adición de fenol:cloroformo:alcohol-isoamílico (paso 7-8-9). b) Se observan hebras de DNA suspendidas en isopropanol frío y Acetato de sodio (paso 10). c) Obtención del pellet de DNA tras la centrifugación de los tubos y la adición de etanol al 70% tras la fase de lavado (paso 14). b) Tubos eppendorf invertidos para dejar secar el etanol aun presente (paso 15).



Este protocolo propuesto requiere el uso de pocos materiales y es realizado en un

tiempo aproximado de 2:30 horas a 3 horas. Varios de los pasos mencionados en otros

protocolos son aquí acoplados en un solo paso (es el caso de la extracción fenólica o el uso

de acetato de amonio). Adicionalmente se hace mucho énfasis en el proceso de lisis celular,

tomando en cuenta que los hongos poseen una pared celular de quitina (fungales) este paso

resulta fundamental y por ello es esencial llevar a cabo correctamente la ruptura mecánica.

La determinación de la efectividad de este protocolo se basó en el análisis de la

electroforesis en la que se compararon otros protocolos u otras variables del mismo

protocolo. Sin embargo ha hecho falta corroborar la pureza de la extracción mediante el

empleo de un espectofotometro, lo que permitirá obtener resultados cuantitativos sobre la

calidad de DNA obtenido.

CONCLUSIONES El trabajo en el servicio social me ha permitido adentrarme no sólo en la práctica del

manejo de materiales y técnicas de laboratorio. Me ha permitido además conocer parte del

proceso de investigación en aspectos que no conocía como la gestión de los recursos y la

planeación de las actividades adaptada a factores administrativos o económicos que rara

vez se abordan en clase.

Adicionalmente me fue posible presenciar cómo los conocimientos adquiridos son

aplicados en el estudio de problemáticas de importancia en la región y la localidad. Aunque

no estuve directamente inmiscuido, el servicio social me permitió ver la necesidad que

existe de entendernos y comunicarnos con las personas que están relacionadas con

nuestros objetos de estudio; en este caso me sorprendió la visión del proyecto en beneficio

de los productores de papaya quienes siembran esperanzas en los investigadores para

obtener solución a los problemas de plagas y enfermedades más comunes en sus cultivos.

En el aspecto personal el trabajo en el Laboratorio se me presentó como un reto que

requería planeación, organización y entrega de mi parte. Ser autodidacta no era una opción

y aprender de los errores con el tiempo fue una de las mejores formas de enseñanza que

pude haber tenido. Sin embargo, siempre conté con el apoyo de mi tutor y de la M. C. Julieta

Karina Cruz Vázquez, y no dudo que el trabajo realizado en este Servicio Social de frutos en

un futuro próximo. La experiencia fue gratificante y también me dejo mucho sobre el

trabajo en equipo.

Finalmente, en el caso concreto de las actividades realizadas, me queda mencionar

que se cumplió con el objetivo de aislar y caracterizar las cepas otorgadas al inicio del

Servicio, capturando en un registro fotográfico su morfología y conservando las cepas para

su futuro análisis. En el caso del desarrollo de un protocolo de extracción de DNA, debo

admitir que aunque parece una tarea fácil no lo fue para mí pero al final logré identificar

pasos clave dentro del proceso de extracción que dieron como resultado un protocolo

sencillo pero eficiente. Sin embargo, me parece que aún es posible, y muy necesario, pulir



determinadas variables empleadas en este protocolo para maximizar la eficiencia y la

calidad de la extracción de DNA de los hongos filamentosos.

SUGERENCIAS El procesos de realización del servicio social exige un trámite relativamente sencillo y

el registro de las actividades y demás facilita bastante el proceso de desarrollo y conclusión

del mismo. Sin embargo en el caso de Servicios cuyas actividades pueden en ocasiones exigir

más tiempo del planeado debido a que diversos factores determinan el éxito de las mismas.

Sería viable mostrar más flexibilidad al inicio del registro del servicio social para este tipo de

casos en donde el cronograma muestre cierto grado de tolerancia temporal para poder

concluir satisfactoriamente con las actividades estipuladas al comienzo.

Finalmente me gustaría que para las próximas generaciones existiera la posibilidad de

que el Servicio social pudiera comenzarse uno o dos semestres antes de lo permitido

actualmente. Lo anterior debido a que eso facilitaría más el desarrollo de las actividades del

servicio sin la presión de llevarlo a cabo junto con horas de clase. También podría existir la

posibilidad de acumular horas laborando con más de un investigador, esto porque la

biología es un área amplia de la ciencia y en nuestra formación es esencial el experimentar

y practicar en las diversas ramas y campos que posee para poder tener un desarrollo

académico y científico más integral.

BIBLIOGRAFÍA Ángel, A. I. A., 2006. Evaluación de Técnicas de conservación para Hongos Filamentosos y

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