Mendez Manuel

UNIVERSIDAD VERACRUZANA

FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA

SITUACIÓN ACTUAL DE LA PIROPLASMOSIS EQUINA EN MÉXICO

TRABAJO RECEPCIONAL EN LA MODALIDAD DE:

MONOGRAFÍA

COMO REQUISITO PARCIAL PARA OBTENER EL TÍTULO DE

MÉDICO VETERINARIO ZOOTECNISTA

PRESENTA:

JOSÉ IVÁN MÉNDEZ MANUEL

ASESORES:

M.V.Z. DR. ALEJANDRO TAYLOR ESTRADA COATES

M.V.Z. MC. ARMANDO LÓPEZ GUERRERO

VERACRUZ, VER. ENERO 2012

ii

ÍNDICE GENERAL.

ÍNDICE DE CUADROS.............................................................................................v

ÍNDICE DE FIGURAS..............................................................................................vi

AGRADECIMIENTOS..............................................................................................ix

DEDICATORIAS.......................................................................................................x

RESUMEN...............................................................................................................xi

1. INTRODUCCIÓN..................................................................................................1

2. ANTECEDENTES.................................................................................................2

3. JUSTIFICACIÓN...................................................................................................4

4. OBJETIVOS..........................................................................................................5

4.1. Objetivo General................................................................................................5

4.2. Objetivos Específicos........................................................................................5

5. METODOLOGÍA...................................................................................................6

6. ETIOLOGIA...........................................................................................................7

7. MORFOLOGIA......................................................................................................7

8. CICLO EVOLUTIVO Y TRANSMISIÓN..............................................................10

9. RESPUESTA INMUNE A LA PIROPLASMOSIS EQUINA.................................12

10. PATOGÉNESIS Y SIGNOS CLÍNICOS............................................................13

10.1. ANEMIA: UNO DE LOS PRINCIPALES SIGNOS CLÍNICOS A TRATAR EN

LA PIROPLASMOSIS EQUINA………………………………………………………...17

iii

10.1.1. DIAGNÓSTICO DE ANEMIA.....................................................................18

10.1.2. HEMATOLOGÍA.........................................................................................19

10.1.3. CAUSAS ESPECÍFICAS DE LA ANEMIA..................................................20

10.1.4. TRANSFUSIÓN SANGUÍNEA....................................................................22

11. DISTRIBUCIÓN GEOGRÁFICA.......................................................................25

11.1. DISTRIBUCIÓN EN MÉXICO........................................................................25

11.2. SITUACIÓN ACTUAL DE PIROPLASMOSIS EQUINA EN MÉXICO

(REPORTE DE CASOS EN LOS ÚLTIMOS 10 AÑOS).........................................27

12. ANATOMIA PATOLÓGICA..............................................................................35

12.1. LESIONES MACROSCÓPICAS...................................................................35

12.2. LESIONES MICROSCÓPICAS.....................................................................38

13. DIAGNÓSTICO.................................................................................................38

13.1. DIAGNÓSTICO DIFERENCIAL....................................................................38

13.2. DIAGNÓSTICO DE LABORATORIO.............................................................41

13.3. TÉCNICAS DE DIAGNÓSTICO.....................................................................42

13.3.1. IDENTIFICACIÓN DEL AGENTE...............................................................42

13.3.2. PRUEBAS SEROLÓGICAS.......................................................................44

13.3.2.1. PRUEBA DE INMUNOFLUORESCENCIA INDIRECTA CON

ANTICUERPO (PRUEBA ORDENADA PARA EL MERCADO

INTERNACIONAL)..................................................................................................45

iv

13.3.2.2. ENZIMOINMUNOENSAYO.....................................................................47

13.3.2.3. PROTOCOLO DE C-ELISA.....................................................................49

13.3.2.4. FIJACIÓN DEL COMPLEMENTO (PRUEBA PRESCRITA PARA EL

MERCADO INTERNACIONAL)..............................................................................52

14. TRATAMIENTO................................................................................................55

14.1. TRATAMIENTO CRÓNICO...........................................................................56

15. MEDIDAS DE CONTROL.................................................................................57

15.1. NOTIFICACIONES A LAS AUTORIDADES..................................................57

15.1.1.NOTIFICACIÓN INMEDIATA.......................................................................58

BIBLIOGRAFIA.......................................................................................................62

v

ÍNDICE DE CUADROS.

Cuadro 1. Las causas de la anemia en los caballos deportivos.

Cuadro 2. Las terapias para la recuperación del volumen por vía intravenosa y el

aumento de la capacidad de transportar oxígeno de la sangre.

Cuadro 3. Claves utilizadas por la OIE.

Cuadro 4. Claves y medidas de control utilizadas por la OIE.

Cuadro 5. Situación zoosanitaria y medidas de control período enero 2001-

diciembre 2001.


diciembre 2002.


diciembre 2003.


diciembre 2004.


diciembre 2005.


diciembre 2006.


diciembre 2007.


diciembre 2008.

vi


diciembre 2009.


diciembre 2010.

Cuadro 15. Diagnóstico diferencial de las enfermedades de los caballos

caracterizadas por anemia y edema (Radostits, 2002).

vii

ÍNDICE DE FIGURAS.

Figura 1. Diversas formas eritrocíticas de B. caballi que se encuentran en los

glóbulos rojos.

Figura 2. Trofozoíto y merozoíto intraeritrocitario etapas de T. equi.

Figura 3. Diversas formas eritrocíticas de T.equi se encuentra en los glóbulos

rojos. La Cruz de Malta es típica de la especie, pero no siempre se ve en el

examen de un frotis de sangre.

Figura 4. Forma de un merozoíto intraeritrocitario de B caballi.

Figura 5. Hemoglobinuria, uno de los signos agudos en piroplasmosis equina.

Figura 6. Edema de las extremidades posteriores en un caballo afectado por T.

equi.

Figura 7. Ictericia en un caballo afectado por T. equi.

Figura 8. Distribución mundial de piroplasmosis equina.

Figura 9. Regiones climáticas en México.

Figura 10. Caballo, las cavidades pleural y peritoneal. Existe una marcada ictericia

generalizada. La sangre en la cavidad torácica es delgada y acuosa.

Figura 11. Corazón y pulmones de caballo. La grasa de la tráquea y el pericardio

muestran ictericia. Los pulmones se encuentran congestionados.

Figura 12. Riñón de caballo. La corteza es de color rojo oscuro debido a la

hemoglobinuria. La médula y pelvis muestran ictericia.

Figura 13. Agrandamiento de los nódulos linfáticos submandibulares en un

caballo afectado por T. equi.

Figura 14. Edema de los parpados con un poco de moco purulento en un caballo

afectado por T. equi.

viii

Figura 15. Estado actual de la campaña contra la garrapata Rhipicephalus

microplus.

ix

AGRADECIMIENTOS.

Agradezco a Dios y a mi familia por el apoyo brindado durante mi formación

universitaria, por confiar en mí siempre y sobre todo por brindarme su amor y

cariño.

A mi entrañable amigo y profesor el M.V.Z. Augusto Mancisidor Ahuja por

dedicarme su tiempo, enseñanza y sobre todo por sus consejos de amigo.

Al M.V.Z.Dr. Alejandro Taylor Estrada Coates y al M.V.Z. M.C. Armando López

Guerrero por su tiempo y apoyo en revisar mi trabajo de Experiencia Recepcional,

así como brindarme y compartir sus conocimientos en el área de equinos.

A mi entrañable amigo y tutor de mi carrera el M.V.Z. Rubén Loeza Limón por

estar al pendiente de mí y por enseñarme el buen camino del estudio, al M.V.Z.

José Alberto Méndez Santos por brindarme su amistad y respaldo todo este

tiempo.

A mis amigos: José Manuel Clara Sarmiento ―Clarita‖, Damián García Guevara,

Alejandro Salvador Morales ―Chabelo‖, Jorge Alberto Landa Avalos ―Cochofo‖, Ana

I. Mota Torres, Denisse Saldaña Sandoval ―La Güera‖, Elisa Castro Flores, Sergio

Arroniz Mora ―El nalgón‖, Jonathan Peñaloza Tadeo ―El compa Johnny‖, Pedro

Álvarez Rincón ―El Pedrón Ántrax‖, Alfredo Cabañas acosta ―El loquito‖, Rubén

Álvarez Muñiz ―El becerro¨, José Ángel Álvarez Landa ―El Bobby‖, Pablo Montero

Castro ―El Lechón‖, Francisco Barradas Ruíz ―El compa picho‖, Evelio Aguilar

Figueroa, Gibran D. Farfán Rodríguez ―El piloto‖, Abraham Domínguez De la Mora,

Gamaliel Altamirano Arenas ―El gama‖, Pamela Lártigue Corona, y María José

Muñoz López ―Cheche‖, a ellos por brindarme su amistad y cariño.

Al M.V.Z. Manuel Salgado Vázquez por haber permitido que realizara mi servicio

social en su clínica HVECH, por brindarme su apoyo, amistad y sobre todo por

compartir su conocimiento en el área de equinos.

x

DEDICATORIAS.

A mi padre:

José Luis Méndez Cruz (Ɨ ) por motivarme en mis estudios, por enseñarme a

trabajar el rancho, por ser un ejemplo para mí, por cuidar de mí estos años y sobre

todo por quererme demasiado, gracias papá en donde quiera que estés siempre

estarás en mi mente y corazón… por juguetón y travieso siempre te voy a

recordar.

A mi madre:

Teresa Manuel Norberto por sacarme adelante en mis estudios, por cuidarme, por

darme todo lo que necesité durante mi formación profesional, por el amor y cariño

que siempre me has brindado, siempre estaré en deuda contigo mamá, sabes que

te amo y quiero mucho.

xi

RESUMEN.

MÉNDEZ MANUEL JOSÉ IVÁN. 2012. Situación actual de la piroplasmosis equina

en México. Monografia de Licenciatura. Facultad de Medicina Veterinaria y

Zootecnia, Universidad Veracruzana. Veracruz, Ver. México. Asesores: M.V.Z. Dr.

Alejandro Taylor Estrada Coates y M.V.Z. M.C. Armando López Guerrero.

El incremento global de la industria del caballo representa una fuente potencial

para la diseminación de las enfermedades que aquejan a los equinos. La

piroplasmosis equina es una enfermedad parasitaria transmitida por garrapatas

que afectan a caballos, ponis, burros, mulas, y cebras. Los animales infectados

con piroplasmosis equina pueden presentar fiebre, anemia, membranas

amarillentas en los ojos y la boca, y orina teñida desde café oscuro hasta rojo.

Algunos animales mueren por esta enfermedad, mientras que otros nunca

enferman. Los equinos con infecciones persistentes de PE son portadores de los

parásitos que causan la enfermedad y son fuentes potenciales de infección para

otros equinos. Las personas también pueden diseminar los agentes de la

enfermedad cuando utilizan agujas o jeringas usadas entre equinos infectados y

no infectados, hoy en día éstas prácticas son realizadas en todo el país, dentro de

instalaciones ecuestres, hipódromos, hípicos, lienzos charros donde existe la

"negligencia, la impericia y la irresponsabilidad" por parte del ser humano, quien

llevó una educación superior "no valorada" o bien quien no pudo llevarla y lo

realiza empíricamente

1

1. INTRODUCCIÓN

La babesiosis es producida por cualquiera de las diversas especies de Babesia

que infectan a una gran variedad de hospederos vertebrados, incluyendo animales

domésticos y salvajes, y el hombre. En la naturaleza las babesias son

tradicionalmente transmitidas en forma biológica por garrapatas ixódidas, pero en

otros medios tales como moscas hematófagas y fómites que transfieren sangre

desde un portador infectado hasta un animal susceptible, y pueden estar

involucrados en la transmisión mecánica de estos parásitos intraeritrocitarios

(IICA,2000).

La piroplasmosis equina o babesiosis equina, causada por los

protozoarios Theileria equi (antes Babesia) y Babesia caballi, se transmite

mediante la picadura de garrapatas y otros vectores que afectan a los equinos,

prácticas de inyectología empírica de entrenadores e inclusive de médicos

veterinarios no profesionales que utilizan agujas, jeringas y aparatos de venoclisis

usados, contaminados con sangre de caballos enfermos de piroplamosis para

inyecciones de soluciones endovenosas, son las principales causas de la

diseminación de la piroplasmosis equina en áreas tropicales y subtropicales

cercanas a las costas mexicanas y actualmente en mayores áreas geográficas por

el cambio climático mundial y las condiciones climáticas más calurosas favorables

a la prevalencia de las garrapatas y vectores en la mayor parte del territorio

nacional mexicano (Murga, 2010).

Esta revisión tratará primordialmente de aquellas babesias que afectan al

ganado equino. Se cree que estos animales son, desde el punto de vista

económico, los más severamente afectados por las infecciones de Theileria equi y

Babesia caballi (IICA, 2000).

2

2. ANTECEDENTES.

Antes de 1901, la piroplasmosis equina no fue reconocida como una enfermedad

y a menudo era confundida con otras enfermedades, la llamaron fiebre de ántrax,

la fiebre irritable, la fiebre biliar, y malaria equina (Roberts et al., 1962). La

piroplasmosis equina se mencionó como malaria equina porque los signos clínicos

observados en équidos en Pretoria, Sudáfrica, eran similares a la infección por

malaria (Plasmodium) encontrado en personas (Theiler, 1903). Basado sobre la

morfología, el hemoparásito era clasificado con otro protozoo periforme dentro del

grupo de los piroplasmas, y fue llamado Piroplasma equi (USDA-APHIS, 2008).

A principios del siglo XX, el veterinario sudafricano Sir Arnold Theiler intentó

transmitir el agente infeccioso de los caballos infectados a aquellos que no lo

estaban vía transfusión sanguínea, desafortunadamente sin éxito alguno. Theiler

especuló que no fue posible desarrollar la enfermedad porque la problemática en

la transmisión del agente infeccioso giraba en torno a la inmunidad, de este modo,

los caballos nativos no fueron capaces de generarla debido a que ya eran inmunes

a ésta, o quizás porque el agente infeccioso requería la presencia de un vector

para su efecto adverso. Asimismo, Theiler reportó que la enfermedad no parecía

ser contagiosa de manera directa ya que la mayor parte de los caballos eran

importados y provenían de Nueva Zelanda, Inglaterra, Australia y Argentina. A

pesar de que la enfermedad no parecía contagiarse o expandirse de forma directa,

Theiler indicó que la susceptibilidad al contagio era directamente proporcional al

número de animales que se encontraban presentes, tomando en cuenta los

factores epidemiológicos de la malaria equina, ligada como se menciona

anteriormente, al número de animales susceptibles. Se encontró también que la

malaria era más frecuente durante el verano, especialmente durante la temporada

de lluvias. Theiler indicó que la incidencia de dicha enfermedad fue encontrada en

más de una ocasión de forma clínica (Theiler, 1902). En 1912, Nutall y Strickland

descubrieron que la piroplasmosis equina puede ser causada por dos agentes

distintos: B.equi y B.caballi (Nuttall, 1912).

3

En México Osorno y Solana encontraron en 1972 T. equi y B. caballi en el

estado de Veracruz, posteriormente, Osorno y Vega muestrearon 120 caballos en

los estados de Puebla y México, encontrando 10 positivos (Guzmán, 2004).

Rodríguez et al., reportan que T. equi y B. caballi se encuentran presentes

en equinos del estado de Yucatán, México, y hoy en día la babesiosis equina

representa un problema importante (Rodríguez et al., 1997). En el estado, existe

una gran variedad de garrapatas potencialmente vectores de estos agentes tales

como Anocentor nitens y Riphicephalus sanguineus; sin embargo, hasta la fecha

no se ha realizado algún estudio sobre los vectores y su relación con la babesiosis

equina (Rodríguez y Domínguez, 1998).

Posteriormente en el año 2000, Rodríguez et al., revisaron los archivos del

Laboratorio de Parasitología de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de

la Universidad Autónoma de Yucatán, con datos de marzo de 1984 a diciembre de

1999. Obtuvieron la información de 79 muestras sanguíneas que fueron remetidas

y procesadas mediante las técnicas de Knott y frotis sanguíneos teñidos con

Giemsa al 10% de caballos procedentes del estado de Yucatán, los hemoparasitos

encontrados fueron 3.79% de T. equi y 2.53% de B. caballi (Rodríguez et al.,

2000).

4

3. JUSTIFICACIÓN.

La realización de esta monografía surge de la necesidad de crear una recopilación

de información actual para el MVZ dedicado a la clínica veterinaria, y estudiantes

de Medicina Veterinaria con interés en las grandes especies, ya que actualmente

es una enfermedad recurrente en la práctica privada y hospitales veterinarios

además de ser una enfermedad de reporte obligatorio inmediato ante las

autoridades de sanidad animal (SENASICA).

En muchos casos, el médico veterinario no está familiarizado con el cuadro

clínico, o este puede ser poco especifico, por lo tanto suele ser fácilmente

confundida con otras patologías y al no ser identificada y tratada debidamente

puede complicarse al grado de poner en riesgo la vida del paciente o progresar a

una fase crónica.

De esta forma, no sólo estudiantes sino médicos veterinarios han tenido la

creciente necesidad de contar con trabajos de tipo monográfico, para poder así

disponer de información descrita de forma veraz, clara, breve y actualizada, lo cual

es finalmente el objetivo del presente trabajo.

5

4. OBJETIVOS.

4.1. Objetivo general.

Compilar información sobre la piroplasmosis equina en un solo

documento para que sea una fuente de información actualizada para el

clínico veterinario y los estudiantes de medicina veterinaria.

4.2. Objetivos específicos.

Describir los aspectos importantes de este padecimiento como etiología,

inmunología, epidemiología, semiología, y otros factores que servirán de

fuente de consulta al médico veterinario y estudiantes de medicina

veterinaria.

Explicar las bases diagnósticas para poder utilizar los elementos que

están a nuestro alcance y llegar a un diagnostico temprano.

Informar sobre las medidas de prevención y control que existen en

nuestro país.

6

5. METODOLOGÍA.

Se llevó a cabo la selección de información documental en libros e Internet, con un

motor de búsqueda para las siguientes palabras: piroplamosis, babesiosis,

Theileria equi, Babesia caballi; también el uso principalmente de libros

especializados, manuales clínicos, journals indexados de la biblioteca de la

Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la Universidad Veracruzana en el

periodo agosto – diciembre del año 2011.

7

6. ETIOLOGíA.

La piroplasmosis equina es una infección parasitaria en los caballos producida por

protozoarios del género Babesia y transmitida por garrapatas del género

Anocentor, Dermacentor, Rhipicephalus y Hyaloma (Quiroz, 2006). La garrapata

Cayenne (Amblyomma cajennense) actualmente ha sido identificada como uno de

los vectores de la piroplasmosis equina por los científicos del Servicio de

Investigación Agrícola (ARS por sus siglas en ingles) de Estados Unidos,

basándose en la investigación epidemiológica de un brote que ocurrió en Texas en

el 2009 y que afectó a casi 300 animales (Scoles et al., 2011). Es posible que sea

difícil diagnosticar la piroplasmosis, ya que puede causar signos clínicos variables

y no específicos. La piroplasmosis es la principal restricción para el movimiento

internacional de equinos (Rovid et al., 2010).

La babesiosis equina es causada por Theileria (antiguamente Babesia) equi

o B. caballi. Theileria equi es un parasito pequeño y es más virulento que B.

caballi. Theileria equi se reclasificó como Theileria en 1998 (Maynard et al., 2007).

En raras ocasiones, se han informado casos en caballos por otros protozoos

relacionados, como Babesia bovis (Rovid et al., 2010).

7. MORFOLOGÍA.

Theileria equi es pequeña, de 2 micras. Los trofozoítos en los eritrocitos tienen

forma redondeada, amiboide y otras de pera (figura 1); por lo general estas formas

se encuentran en número de cuatro, con aspecto de cruz de Malta (figura 2)

(Quiroz, 2006).

8

Figura 1. Diversas formas eritrocíticas de T.equi se encuentra en los glóbulos

rojos. La Cruz de Malta es típica de la especie, pero no siempre se ve en el

examen de un frotis de sangre (Tomado de Kaufmann, 1996).

Figura 2. Trofozoíto y merozoíto intraeritrocitario etapas

de Theileria equi (Tomado de Traub-Dargatz et al., 2010).

9

Babesia caballi es una especie en forma de pera parecida a B. bigemina,

los trofozoítos son piriformes y miden de 2.5-4 micras (figura 3) (Kaufmann, 1996).

Se encuentran en los eritrocitos de caballos, burros, mulas y cebras y las formas

de pera integran pares, dando lugar a un ángulo recto (figura 4) (Quiroz, 2006).

Figura 3. Diversas formas eritrocíticas de B. caballi que se encuentran en los

glóbulos rojos (Tomado de Kaufmann, 1996).

Figura 4. Forma de un merozoíto intraeritrocitario de Babesia caballi (Tomado de

Traub-Dargatz et al., 2010.

10

8. CICLO EVOLUTIVO Y TRANSMISIÓN.

Babesia caballi y T. equi son transmitidas por garrapatas que se infectan al ingerir

parásitos que se encuentran en la sangre de los équidos infectados (Uilenberg,

2006). Aproximadamente 14 especies de garrapatas del género Dermacentor,

Hyalomma, Amblyomma y Rhipicephalus pueden ser vectores para estos

organismos; sin embargo, se desconoce la importancia epidemiológica de algunas

especies (Rovid et al., 2010).

Aunque las garrapatas son vectores biológicos para T. equi y B. caballi, las

diferencias en los ciclos de multiplicación de estos parásitos pueden afectar su

método de transmisión. Dentro de la garrapata, los cigotos de Babesia se

multiplican como ¨vermículos¨ que invaden muchos de los órganos de la

garrapata, incluidos los ovarios, y la especie Babesia pasa fácilmente a la

siguiente generación de garrapatas en el huevo (transmisión transovárica)

(Friedhoff et al., 1996). Cuando una garrapata en estado de larva, ninfa o adulta

de la generación siguiente se adhiere a un nuevo hospedero, el parásito es

estimulado para que llegue a su maduración final, lo que le permite infectar al

hospedero. En contraste, los cigotos de Theileria no se multiplican en la garrapata

y la transmisión transovárica de T. equi es incierta o está ausente (Uilenberg,

2006).

Las garrapatas que transmiten este organismo pueden infectarse como

larvas y transmitir la infección como ninfas, o pueden infectarse como ninfas y

transmitir la infección como adultas (transmisión transestadial). En algunas

especies de garrapatas, como Rhipicephalus microplus (anteriormente Boophilus

microplus), T. equi también puede transmitirse por el mismo estadio en que la

garrapata adquirió el parásito (transmisión intraestadial); se desconoce si esto

ocurre en otras especies de garrapatas. Las garrapatas infectadas con Theileria

pierden esos parásitos después de la transmisión. Al igual que en el caso de B.

caballi, los parásitos T. equi sólo son estimulados para completar su maduración

después de que la garrapata se adhiere para alimentarse. Por ese motivo, una

11

garrapata infectada con cualquiera de los organismos debe permanecer adherida

al hospedero durante cierto tiempo antes de convertirse en infecciosa; con

frecuencia, B. caballi y T. equi son transmitidos después de que la garrapata ha

estado adherida durante algunos días (Rovid et al., 2010).

Después de la recuperación, los caballos pueden convertirse en portadores

durante un período prolongado. Los animales infectados con B. caballi pueden ser

portadores durante un período de hasta cuatro años, aunque es posible que

finalmente queden libres del organismo. Los équidos infectados con T. equi

parecen quedar infectados en forma permanente. Con frecuencia, la parasitemia

no se encuentra en los portadores, pero puede volver a presentarse en estos

animales después de padecer inmunodepresión o de realizar ejercicio intenso. T.

equi puede pasar al potro in utero, y algunos de ellos pueden ser portadores sanos

(Rovid et al., 2010). El primer informe clínico agudo y fatal de la transmisión

transplacentaria de T. equi de madres portadoras a potros fue en Punjab, India.

Dos casos de equinos con piroplasmosis por T. equi fueron diagnosticados en los

potros recién nacidos de dos yeguas de raza Pura Sangre Inglés. Se observó un

alto grado de parasitemia y en ambos casos la forma de cruz de Malta de los

parásitos en los eritrocitos. Los cambios celulares de la sangre revelaron

leucopenia y neutropenia con leve desviación degenerativa a la izquierda. La

anemia fue de tipo normocrómica macrocítica y una coloración amarillo intenso en

las membranas mucosas, que indica ictericia. En las zonas endémicas para

equinos con piroplasmosis, la ictericia neonatal en el potro puede ser fácilmente

mal diagnosticada como isoeritrolisis neonatal. Los potros con ictericia después

del parto siempre deben ser examinados y hacerles pruebas de piroplasmosis

equina (Chhabra et al., 2011).

En raras ocasiones se han informado casos de transmisión

transplacentaria de B. caballi, y algunas fuentes no consideran que la evidencia

para esta vía sea confiable (Rovid et al., 2010). Las personas también pueden

diseminar los agentes de la enfermedad cuando utilizan agujas o jeringas usadas

entre equinos infectados y no infectados. El equipo para uso dental, de tatuaje y

12

quirúrgico puede también propagar la enfermedad si no está completamente limpio

y estéril. Además, hacer una transfusión de sangre de un equino infectado

(aunque parezca sano) a un equino no infectado probablemente transmitiría el

agente de la enfermedad entre los equinos (USDA-APHIS, 2010).

9. RESPUESTA INMUNE A LA PIROPLASMOSIS EQUINA.

Los datos indican que la respuesta de los equinos al parásito es que éste, no

puede ser eliminado y que los caballos permanecen con la infección durante toda

su vida. La investigación para encontrar un tratamiento eficaz que elimine a T. equi

del caballo infectado está en proceso. Aunque las infecciones por B. caballi se han

descrito como auto limitadas, con una duración de hasta cuatro años después de

la infección, muchos caballos que, aparentemente, se han recuperado de la

infección por B. caballi sufren una recaída, lo que sugiere infección de por vida y

un punto de tiempo en que el patógeno no se pudo detectar, pero todavía está

presente. Además, algunos científicos creen que las observaciones de B. caballi

se hicieron antes de que se desarrollaran métodos más sensibles de diagnóstico,

como la reacción en cadena de la polimerasa anidada (PCR, por sus siglas en

inglés). La investigación adicional se justifica para determinar si las infecciones por

B. caballi y T. equi se puede eliminar y se basan en el desarrollo de un programa

de pruebas que garantiza la detección de cualquier resto de agentes patógenos en

los animales tratados (USDA-APHIS, 2008).

La resistencia a la enfermedad clínica y la re-infección en los animales

expuestos previamente se ha descrito y se cree que es debido a la estimulación

continúa inmune de los parásitos, aunque los mecanismos exactos de resistencia

no han sido aclaradas. Recaídas clínicas en los équidos portadores puede ser

debido a la supresión inmune, enfermedades concurrentes o esplenectomía. No

existe inmunidad cruzada entre B. caballi y T. equi (USDA-APHIS, 2008).

13

La infección persistente de los équidos es muy importante en el

mantenimiento de la piroplasmosis equina en la naturaleza. A pesar de que el

número de patógenos en los eritrocitos de los équidos portadores suele ser baja,

los animales actúan como reservorios de agentes patógenos de piroplasmosis

equina y pueden servir como fuentes para la difusión de los patógenos siempre

cuando y haya vectores como garrapatas u otras formas de transmisión (USDA-

APHIS, 2008).

10. PATOGÉNESIS Y SIGNOS CLÍNICOS.

Theileria equi y Babesia caballi no se pueden distinguir clínicamente, pero la

diferenciación entre las dos infecciones puede ser importante para el éxito del

tratamiento y control (Rothschild y Knowles, 2007).

Theileria equi es más virulenta que B. caballi; ambas tienen acción

traumática en los glóbulos rojos, acción expoliatriz, acción mecánica obstructiva a

nivel capilar y acción tóxica con los productos metabólicos (Quiroz, 2006).

La garrapata transmite los parásitos a través de su saliva, ya que se alimenta

de los caballos.

El parásito entra a la circulación e invade los glóbulos rojos y los linfocitos.

Los glóbulos rojos se rompen, y los signos de hemólisis se presentan.

Después de la ruptura, los parásitos entran a nuevos glóbulos rojos para

seguir replicándose.

El caballo es ahora infeccioso para otras garrapatas.

Dependiendo de la especie, el parásito también puede transmitirse a través

del ciclo de vida de la garrapata (Wilson, 2011).

14

El período de incubación varía de 10 a 30 días para B. caballi y de 12 a 19

días para T. equi (de Waal, 1992). La infección puede presentar varios signos

clínicos. El curso de la enfermedad puede ser hiperaguda, aguda, subaguda o

crónica. Signos clínicos para la fase hiperaguda y aguda pueden incluir fiebre,

ictericia, anemia, hemoglobinuria (muy raro) (figura 5), bilirrubinuria, problemas

digestivos (cólico, estreñimiento o diarrea) o signos respiratorios, y

ocasionalmente la muerte. Los equinos con piroplasmosis subaguda pueden

mostrar anorexia, letargo, pérdida de peso, anemia, edema en las extremidades

(posteriores) (figura 6), frecuencia respiratoria baja y esplenomegalia (Rothschild y

Knowles, 2007). La fiebre puede ser intermitente y haber signos de cólicos leves.

Las membranas mucosas en los casos subagudos pueden ser de color rosa, rosa

pálido o amarillo, y pueden tener petequias o equimosis (figura 7). En los casos

crónicos, los signos comunes incluyen inapetencia leve, baja tolerancia al

ejercicio, pérdida de peso, fiebre transitoria y esplenomegalia (palpable mediante

examen rectal). Algunas yeguas infectadas, incluidas las yeguas portadoras,

pueden abortar o transmitir T. equi a sus crías. Los potrillos infectados in utero

pueden estar débiles al nacer, y desarrollar rápidamente anemia e ictericia grave.

En otros casos, estos potrillos pueden ser portadores sanos. Los portadores

asintomáticos pueden desarrollar signos clínicos después de padecer

inmunodepresión o de realizar ejercicio enérgico (Rovid et al., 2010).

15

Figura 5. Hemoglobinuria, uno de los signos agudos en piroplasmosis equina

(Tomado de Abutarbush, 2009).

La mayoría de los caballos seropositivos para T. equi y B. caballi son los

transmisores que, por definición, son persistentemente infectados con agentes

patógenos de piroplasmosis equina, pero no muestran signos clínicos y pueden

servir como una fuente de infección para otros équidos durante toda su vida

(Rothschild y Knowles, 2007).

16

Figura 6. Edema de las extremidades distales en un caballo afectado por T. equi

(Tomado de Zobba et al., 2008).

Figura 7. Ictericia en un caballo afectado por T. equi (Tomado de Zobba et al.,

2008).

17

10.1. ANEMIA: UNO DE LOS PRINCIPALES SIGNOS CLÍNICOS A TRATAR EN

LA PIROPLASMOSIS EQUINA.

En los caballos, la anemia (recuento bajo de eritrocitos totales, el hematocrito y la

concentración de hemoglobina) es menos común a una condición primaria, y más

a menudo ocurre secundaria a alguna otra condición primaria, por ejemplo, las

infecciones (bacterianas o virales), parasitismo (endo o ectoparasitismo), o

alteración metabólica (por ejemplo, hepatopatía, nefropatía), que requiere un

diagnóstico y tratamiento específicos. La desnutrición es rara vez visto en establos

de caballos de rendimiento, pero los desequilibrios de minerales y vitaminas (que

incluye la deficiencia o exceso) pueden ocurrir (Hinchcliff et al., 2004).

La anemia se define como una disminución en los glóbulos rojos que lleva a

una reducción en la concentración de eritrocitos, la concentración de hemoglobina

y el hematocrito o por debajo del valor de referencia. Como la hemoglobina es el

principal determinante del contenido de oxígeno arterial (CaO2), la anemia es

funcional, caracterizada por la reducción de la capacidad de transportar oxígeno

por sangre (Hinchcliff et al., 2004).

Varios mecanismos compensatorios sirven para aumentar la oxigenación de

los tejidos en presencia de anemia. Una de las adaptaciones a la anemia inicial es

un aumento en el 2,3 - difosfoglicerato (2,3-DPG) en el contenido de los glóbulos

rojos. Esto es probablemente causado por un cambio en el pH intracelular y

conduce a una disminución del oxígeno-afinidad de la hemoglobina, el oxígeno es

por lo tanto, más fácilmente liberado a los tejidos. La viscosidad de la sangre se

reduce notablemente, con una concentración de eritrocitos más bajos, y la hipoxia

tisular activa los mecanismos de la regulación local del flujo sanguíneo y hace que

los vasos periféricos se dilaten. Esto se traduce en una caída espectacular de la

resistencia vascular periférica, un aumento del gasto cardíaco y la mejora en el

suministro de oxígeno a los tejidos. Los cambios individuales en el resultado del

tono vascular en la redistribución de la sangre de áreas no vitales (piel, intestino) a

los tejidos altamente dependientes de oxígeno (corazón, cerebro, músculos). Por

último, el suministro de oxígeno disminuido en los riñones conduce a aumento de

18

la síntesis de eritropoyetina, lo que acelera la eritropoyesis en la médula ósea y

provoca una respuesta regenerativa a la anemia (Hinchcliff et al., 2004).

Estos mecanismos pueden, al menos en parte, compensar la disminución

de la concentración de hemoglobina y atenuar la disminución en el aporte de

oxígeno a los tejidos. Incluso la anemia severa es relativamente bien tolerada en

reposo, siempre y cuando cumpla con los siguientes criterios:

No aparecer de forma aguda

No estar asociada con hemólisis aguda o pérdida de sangre

No haber pérdida de volumen sanguíneo

No haber procesos de enfermedades o condiciones (por ejemplo, infección,

fiebre, lesiones graves, el ejercicio, la agitación o avanzado estado de

gestación) que aumenten la demanda de oxígeno.

La hemoglobina libre debido a la hemólisis intravascular, ejerce fuertes

efectos vasoconstrictores debido a la unión de óxido nítrico, y tiene una mayor

afinidad por el oxígeno debido a una pérdida de 2,3-DPG. La consiguiente

disminución del aporte de oxígeno y la liberación efectiva en los tejidos contribuye

a los efectos fisiopatológicos de la anemia hemolítica. Cuando la demanda de

oxígeno del tejido es mayor, o cuando la anemia se agrava lo suficiente para

superar la capacidad de compensación del organismo, el grado de extracción de

oxígeno de la sangre no puede ser aumentado y el consumo de oxígeno por los

tejidos disminuye a medida que el suministro de oxígeno disminuye (la oferta

depende consumo del oxígeno). El metabolismo anaeróbico resultante conduce a

una condición de acidosis láctica y metabólica. En última instancia, la hipoxia

tisular y la capacidad metabólica limitada del tejido afectado puede conducir a

daño tisular y fallo multiorgánico (Hinchcliff et al., 2004).

19

10.1.1. DIAGNÓSTICO DE ANEMIA.

La disminución de la capacidad de transportar oxígeno de los mecanismos de

compensación relacionados con la sangre son responsables de la mayoría de los

signos clínicos asociados con la anemia. La gravedad y la velocidad de desarrollo

de la anemia determinan la eficacia de los mecanismos fisiológicos

compensatorios (Hinchcliff et al., 2004).

La anemia sutil es difícil de detectar y tiene leves efectos clínicos. El total de

los glóbulos rojos, del volumen y de la concentración de hemoglobina se

relacionan con la capacidad de ejercicio de un caballo. Durante el ejercicio, la

demanda de oxígeno del tejido es mayor. Las pequeñas disminuciones de los

glóbulos rojos baja el nivel de la intensidad del ejercicio, en el que se produce una

hipoxia tisular, y por lo tanto dar lugar a la intolerancia al ejercicio (Hinchcliff et al.,

2004).

La anemia más severa se caracteriza por depresión, debilidad, taquipnea,

taquicardia, pulso hipercinético e ictericia. La hemoglobinuria o bilirrubinuria

pueden ser vistas en caballos con anemia hemolítica. Las arritmias cardiacas

pueden indicar hipoxia miocárdica. Hay dolor abdominal y signos de íleo intestinal

funcional probablemente relacionados con la isquemia esplácnica, lo que puede

dar lugar a desprendimiento de la mucosa intestinal, endotoxemia y bacteriemia

(Hinchcliff et al., 2004).

10.1.2. HEMATOLOGÍA.

La anemia se diagnostica cuando el hematocrito, la concentración de hemoglobina

y la concentración de eritrocitos en un conteo sanguíneo completo (CSC) están

por debajo del rango de referencia para la raza correspondiente. La definición

clínica de la anemia puede ser problemática, ya que el estado de hidratación y la

contracción del bazo debido al ejercicio, la excitación o el estrés también pueden

influir en los valores hematológicos. Los cambios en el hematocrito y la

concentración de hemoglobina no pueden reflejar el verdadero cambio en la

capacidad de transportar oxígeno a la sangre (Hinchcliff et al., 2004).

20

El enfoque tradicional para determinar la etiología y patogenia de la anemia

consiste en determinar si la anemia es regenerativa o no regenerativa. En los

caballos, la evaluación de una respuesta regenerativa es difícil sobre la base de

un hemograma de rutina, debido a la maduración de reticulocitos se ha

completado en la médula ósea y la liberación de reticulocitos a la sangre es

mínima, incluso en respuesta a una anemia severa. En raras ocasiones,

reticulocitos y glóbulos rojos nucleados se pueden encontrar en los casos de

hemólisis severa. Los eritrocitos jóvenes son generalmente más grandes que los

eritrocitos normales. Por lo tanto, una respuesta regenerativa es en la mayoría de

las especies caracterizada por la liberación de macrocitos en el torrente

sanguíneo, independiente de la reticulocitosis. La macrocitosis y anisocitosis

pueden ser los únicos indicadores de la regeneración en la sangre periférica de los

caballos. Puede ser detectada por la determinación de los índices de eritrocitos

(volumen corpuscular medio y el ancho de distribución de glóbulos rojos),

citogramas células de la sangre e histogramas de volumen de distribución, o la

evaluación de frotis de sangre (Hinchcliff et al., 2004).

10.1.3. CAUSAS ESPECÍFICAS DE LA ANEMIA.

La anemia es consecuencia de una hemorragia (anemia por pérdida de sangre),

lisis de glóbulos rojos en el espacio intravascular o extravascular (anemia

hemolítica), o la falta de producción de eritrocitos (anemia hipo proliferativa)

(cuadro 1). Las anemias por pérdida de sangre y anemias hemolíticas se conocen

como anemias regenerativas, mientras que las anemias hipoproliferativa son no

renovables (Maynard et al., 2007).

21

Cuadro 1. Las causas de la anemia en los caballos deportivos (Hinchcliff et al., 2004).

ANEMIA REGENERATIVA. ANEMIA NO

REGENERATIVA

(HIPOPROLIFERATIVA).

Anemia por pérdida de sangre. Anemia hemolítica.

Agudo.

Trauma

Cirugía.

Micosis de la bolsa

gutural.

Trauma abdominal

interna o grave.

Trastornos de

coagulación.

Crónico.

Gastrointestinales

(ulceración, neoplasia,

parásitos)

Respiratorias

(hematoma etmoidal,

micosis de bolsa

gutural, hemorragia

pulmonar).

Urogenital.

Trastornos de la

coagulación.

Infeccioso.

Anemia infecciosa

equina.

Piroplasmosis

(Babesia caballi y

Theileria equi).

Inmune-mediada por anemia

hemolítica (IMHA).

Secundaria IMHA

(infección clostridial,

penicilina, linfoma de

purpura hemorrágica).

Daño oxidativo (anemia con

cuerpos de Heinz y

metahemoglobinemia).

Toxicidad de las hojas

de arce rojo.

Envenenamiento por

cebolla.

Intoxicación por

fenotiazina.

Otros.

Insuficiencia hepática

terminal.

Administración

intravenosa de

soluciones

concentradas de

dimetil-sulfóxido

(DMSO) o hipotónica.

Anemia de la inflamación

(crónica).

Infección crónica.

Inflamación crónica.

Trauma severo.

Neoplasia.

Deficiencias nutricionales.

Deficiencia de hierro.

Deficiencia de folato.

Inmune- mediada por anemia

hipoproliferativa.

Eritropoyetina humana

recombinante (rhEPO)

inducida por aplasia

pura de células rojas.

Inmune mediada por

anemia hemolítica

que afectan a los

precursores eritroides.

Infeccioso.

Anemia infecciosa

equina.

Otros.

Disfunción orgánica

crónica.

Anemia aplásica

Trastornos mielotísica.

Síndromes

mielodisplásicos.

22

10.1.4. TRANSFUSIÓN SANGUÍNEA.

Después de la sustitución del volumen y de la estabilización del paciente, este

debe ser reevaluado nuevamente para tomar la decisión de realizar la transfusión

de sangre entera. La decisión de transfusión debe basarse en la evaluación clínica

y clínico-patológica. La transfusión está indicada si (Maynard et al., 2007):

El hematocrito desciende rápidamente por debajo del 15% y sigue

disminuyendo

El hematocrito está por debajo del 10%

Hay sangrado incontrolable.

La pérdida de sangre cuantitativa es más del 30% del volumen total de

sangre.

La demanda de oxígeno en los tejidos aumenta debido a la fiebre o

agitación

Hay signos gastrointestinales (cólicos, diarrea) que indican posible isquemia

intestinal o hipoxia

Hay taquicardia, taquipnea, depresión y debilidad persisten después de la

restauración inicial del volumen circulatorio.

Frecuentemente, la necesidad de transfusiones de sangre es grande, como

en la hemólisis o hemorragias intensas; las transfusiones también son apropiadas

en el tratamiento de las anemias agudas o crónicas. Las transfusiones de sangre

deben administrarse con cuidado porque tienen el potencial de afectar aún más al

receptor. La diversidad de grupos sanguíneos en animales y la falta de reactivos

comercialmente disponibles para tipificar la sangre dificultan la hemotipología y el

cruce completos, lo cual no debe impedir el uso clínico de las transfusiones. En los

equinos se conocen bien los antígenos de grupos sanguíneos comúnmente

implicados en incompatibilidades de transfusión; mediante la selección de

animales donantes que carezcan de esos grupos o que sean compatibles con el

receptor se minimiza el riesgo de sensibilización del receptor contra los antígenos

más importantes. Los receptores previamente sensibilizados se pueden detectar

23

por pruebas de compatibilidad, lo cual impedirá la administración de sangre

incompatible (Maynard et al., 2007).

Frecuentemente la sangre total no es el producto ideal que se puede

administrar. Si lo que se necesita es reponer la capacidad de transportar el

oxígeno de la sangre (cuadro 2), los concentrados de hematíes son mas

apropiados; si se requiere reponer volumen circulante, se pueden utilizar

soluciones de cristaloides o coloides, añadiendo hematíes concentrados según se

necesite. El número de plaquetas se eleva rápidamente después de una

hemorragia, de modo que raramente es necesario remplazarlas. Las proteínas

plasmáticas se equilibran desde el espacio intersticial, de modo que no se

necesita plasma, excepto en casos de hemorragia masiva (>1 de un volumen de

sangre en 24h) (Maynard et al., 2007).

Cuadro 2. Las terapias para la recuperación del volumen por vía intravenosa y el

aumento de la capacidad de transportar oxígeno de la sangre (Hinchcliff et al.,

2004).

TRATAMIENTO. DOSIS RECOMENDADA. COMENTARIOS.

Soluciones isotónicas de

cristaloides.

Tres veces el volumen

estimado de

la pérdida de sangre a un ritmo

de

40-80 ml / kg / h

Choque dosis

La solución salina hipertónica

(7,2%)

4-6 ml / kg durante 10-15 min Seguido por 40 mL / kg de un

solución isotónica dentro de las

2 h

Hetastarch 6% 10 mL / kg Solución coloide.

Plasma equino fresco-

congelado

12-16 ml / kg Estimado: 7 L de plasma (70 g

/ l) aumenta la concentración

de proteínas plasmáticas en un

10 g / L en un caballo de 500

kg

Polimerizado ultra purificado 10-30 ml / kg a una velocidad Vida media estimada 40 h.

24

de hemoglobina bovina

(Oxyglobin ®)

de 10 ml / kg/ h Vida útil de dos años

(temperatura ambiente)

Transfusión. 12-16 ml / kg o un 20-40% de

la pérdida estimada de sangre

a una velocidad de 20 ml / kg/

h (velocidad inicial: 0,1 ml / kg

durante 10 minutos)

Puede que se tenga que repetir

la transfusion debido a la

destrucción de los glóbulos

rojos.

La cantidad de eritrocitos que se necesita para tratar la anemia se basa en

el volumen necesario para aumentar el hematocrito o la concentración de

hemoglobina hasta el valor deseado. Todos los animales domésticos tienen

volúmenes sanguíneos aproximados de 7% de su peso corporal, excepto los

gatos, que tienen un volumen sanguíneo aproximado del 4% de su peso corporal.

Determinando el volumen sanguíneo del receptor y conociendo el hematocrito del

animal, puede calcularse el volumen requerido de eritrocitos que deben

remplazarse. (Maynard et al., 2007). Por ejemplo caballos adultos con seguridad

pueden donar 10 a 16 ml / kg (5 a 8 l para un caballo de 500 kg) de sangre entera,

sin reposición de líquidos, y hasta 25 ml / kg (12,5 l para un caballo de 500 kg) de

sangre entera, cuando el volumen extraído es reemplazado con soluciones

isotónicas (Hinchcliff et al., 2004).

25

11. DISTRIBUCIÓN GEOGRÁFICA.

Los parásitos que causan la piroplasmosis equina son endémicos en muchas

regiones tropicales y subtropicales, que incluyen partes de África, Medio Oriente,

Asia, América Central y del Sur, el Caribe y Europa. En áreas templadas pueden

encontrarse en menor cantidad. Se cree que T. equi tiene una distribución más

amplia que B. caballi. Australia, Nueva Zelanda, Canadá, Japón y algunos otros

países están libres de estos parásitos (figura 8) (Rovid et al., 2010).

Figura 8. Distribución mundial de piroplasmosis equina (Tomado de OIE, 2011).

11.1 DISTRIBUCIÓN EN MÉXICO.

En México la piroplasmosis en los équidos se encuentra ampliamente distribuida

en regiones denominadas de tierra caliente. La presencia de Anocentor nitens,

garrapata de las orejas de los équidos en zonas tropicales es muy frecuente

(figura 9) (Quiroz, 2006).

Debido a que la piroplasmosis en los equinos se encuentra en forma

endémica su presencia pasa inadvertida; sin embargo cuando se introducen

caballos del altiplano o de regiones del norte a las zonas costeras, se presentan

26

por lo general casos agudos con elevada mortalidad si no son tratados a tiempo

(Quiroz, 2006).

Figura 9. Regiones climáticas en México (Tomado de www.wikipedia.com).

27

11.2 SITUACIÓN ACTUAL DE PIROPLASMOSIS EQUINA EN MÉXICO

(REPORTES DE CASOS EN LOS ÚLTIMOS 10 AÑOS DE MÉXICO A LA OIE).

Cuadro 3. Claves utilizadas por la OIE.

Claves utilizadas por la OIE. Frecuencia de la Enfermedad.

0000 Enfermedad nunca señalada

_ Enfermedad no señalada (se

desconoce la fecha del último

foco)

(mes/año) Fecha en la que la enfermedad se

señalo por última vez en años

anteriores.

? Sospecha de la enfermedad sin

confirmación.

+ Presencia señalada o conocida.

+? Hallazgos serológicos y/o

aislamiento del agente etiológico,

sin manifestación clínica de la

enfermedad

( ) Enfermedad limitada a

determinadas zonas.

... No se dispone de información.

SENASICA (Servicio Nacional de Sanidad, Inocuidad y Calidad

Agroalimentaria)

28

Cuadro 4. Claves y medidas de control utilizadas por la OIE.

Claves utilizadas por la OIE. Medidas de control de la enfermedad.

Cn

Control de vectores invertebrados

(artrópodos)

Cr Control de reservorios en la fauna

salvaje, control de animales silvestres

reservorios de agentes patógenos

M Seguimiento epidemiológico

(monitoreo)

Qf Cuarentena (y otras precauciones) en

la frontera, medidas de control en

puestos fronterizos.

i Restricción de los desplazamientos en

el interior del país

S Sacrificio sanitario

Sp Sacrificio sanitario parcial

GSu Vigilancia de rutina

Te Rastreo

V Vacunación

Vp Vacunación prohibida

Z Zonificación

* Declaración obligatoria

TSu Vigilancia dirigida

Qi Restricción de los movimientos en el

interior del país.

T Tratamiento

Su Vigilancia epidemiológica

29

Cuadro 5. Situación zoosanitaria y medidas de control, período enero 2001-

diciembre 2001(SENASICA, 2001).

Piroplasmosis equina Frecuencia:+( )

Focos. Casos. Muertos. Medidas de control.

36 54 1 */Te/Su/Cn/Qf/Qi

Destruidos sacrificados vacunados.

0 0 0

En el año 2001 se reportaron 36 focos en todo el país con un total de 54 casos

y un equino muerto. Las medidas de control realizadas por la SENASICA

fueron las siguientes: Declaración obligatoria, rastreo, vigilancia

epidemiológica, control de vectores (garrapatas), cuarentena en la frontera y

medidas de control en puestos fronterizos, así como la restricción de

movimientos de equinos en el interior del país.

Cuadro 6. Situación zoosanitaria y medidas de control período, enero 2002-

diciembre 2002 (SENASICA, 2002).

Piroplasmosis equina Frecuencia: +( )


... … … */Te/Su/Cn/Qf/Qi

Destruidos Sacrificados Vacunados

0 0 0

En el año 2002 no hubo reportes de la enfermedad, pero se tomaron las

medidas de control del año 2001 (Véase cuadro 5).

30





100 100 1 */Te/Su/Cn/Qf/Qi


0 0 0

En el año 2003 se reportaron 100 focos en todo el país con un total de 100

casos y un equino muerto. Las medidas de control realizadas por la SENASICA

fueron las siguientes: Declaración obligatoria, rastreo, vigilancia

epidemiológica, control de vectores (garrapatas), cuarentena en la frontera y

medidas de control en puestos fronterizos así como la restricción de

movimientos de equinos en el interior del país.





41 46 … */Te/Su/Cn/Qf/Qi


0 0 0


y no existen datos de si hubo equinos muertos. Las medidas de control

realizadas por la SENASICA fueron las siguientes: Declaración obligatoria,

rastreo, vigilancia epidemiológica, control de vectores (garrapatas), cuarentena

en la frontera y medidas de control en puestos fronterizos, así como la

restricción de movimientos de equinos en el interior del país.

31


diciembre 2005 (OIE, 2009).

Piroplasmosis equina Frecuencia: +?

Focos. Casos. Muertos. Medidas de control

50 72 … */Qf/M/GSu/Qi/Cr/Cn

Destruidos. Sacrificados. Vacunados

… ... ...


y no existen datos de si hubo equinos muertos. Las medidas de control


cuarentena en la frontera y medidas de control en puestos fronterizos,

seguimiento epidemiológico (monitoreo), vigilancia de rutina, restricción de

movimientos de equinos en el interior del país, control de reservorios en la

fauna silvestre, control de animales silvestres reservorios de agentes

patógenos y control de vectores (garrapatas).



Piroplasmosis equina Frecuencia: +?(Presencia de la

infección sin signos clínicos).

Focos. Casos. Muertos. Medidas de control

19 123 … */Qf/M/GSu/Qi/T/Cr/Cn


… … …


casos y no existen datos de si hubo equinos muertos. Las medidas de control


cuarentena en la frontera y medidas de control en puestos fronterizos,

seguimiento epidemiológico (monitoreo), vigilancia de rutina, restricción de

movimientos de equinos en el interior del país, control de reservorios en la

fauna silvestre, control de animales silvestres reservorios de agentes

patógenos, control de vectores (garrapatas) y tratamiento de equinos con la

infección.

32




(Presencia de la

infección sin signos

clínicos).

Focos. Casos. Muertos. Medidas de control. Susceptibles

68 94 0 */Qf/M/Te/GSu/TSu/Qi/Cr/Cn 904

Destruidos 0

Sacrificados 0

Vacunados …

En el año 2007 se reportaron 68 focos en todo el país con un total de 94 casos,

904 equinos susceptibles a la infección y no existen datos de si hubo equinos

muertos. Las medidas de control realizadas por la SENASICA fueron las

siguientes: Declaración obligatoria, cuarentena en la frontera y medidas de

control en puestos fronterizos, seguimiento epidemiológico (monitoreo),

vigilancia de rutina, vigilancia de rutina, restricción de movimientos de equinos

en el interior del país, control de reservorios en la fauna silvestre, control de

animales silvestres reservorios de agentes patógenos, control de vectores

(garrapatas), rastreo y tratamiento de equinos con la infección.




(Presencia de

la infección sin

signos clínicos).

Focos. Casos. Muertos. Medidas de control. Susceptibles.

40 43 0 */Qf/M/Te/GSu/Tsu/Qi/Cr/Cn 285

Destruidos 0

Sacrificados 0

Vacunados …


y 285 equinos susceptibles a la infección y no existen datos de si hubo equinos

muertos. Las medidas de control realizadas por la SENASICA fueron las

33

siguientes: declaración obligatoria, cuarentena en la frontera y medidas de

control en puestos fronterizos, seguimiento epidemiológico (monitoreo),

vigilancia de rutina, restricción de movimientos de equinos en el interior del

país, control de reservorios en la fauna silvestre, control de animales silvestres

reservorios de agentes patógenos, control de vectores (garrapatas), rastreo y

tratamiento de equinos con la infección.




(Presencia de la

infección sin signos

clínicos).

Focos. Casos. Muertos. Medidas de control. Susceptibles.

45 54 10 */Qf/M/Te/TSu/Qi 435

Destruidos 0

Sacrificados 0

Vacunados …

En el año 2009 se reportaron 45 focos en todo el país con un total de 54 casos,

10 equinos muertos y 435 equinos susceptibles a la infección. Las medidas de

control realizadas por la SENASICA fueron las siguientes: Declaración

obligatoria, cuarentena en la frontera y medidas de control en puestos

fronterizos, seguimiento epidemiológico, rastreo, vigilancia dirigida y restricción

para movilizar equinos en el interior del país.

34




(Presencia de la

infección sin

signos clínicos).

Focos. Casos. Muertos. Medidas de control. Susceptibles

10 10 0 */Qf/M/Te/GSu/TSu/Qi/S/T 79

Destruidos …

Sacrificados …

Vacunados …


casos, 79 equinos susceptibles a la infección y no existen datos de si hubo

equinos muertos, las medidas de control realizadas por la SENASICA fueron

las siguientes: declaración obligatoria, cuarentena en la frontera y medidas de

control en puestos fronterizos, seguimiento epidemiológico, rastreo, vigilancia

dirigida, vigilancia de rutina, sacrificio sanitario, restricción para movilizar

equinos en el interior del país y tratamientos de equinos con la infección.

En resumen durante los últimos 10 años solo SENASICA ha reportado 409

focos en todo el país con un total de 596 casos y 12 equinos muertos habiendo

hasta el año 2008 una población de 6, 350,000 equinos en el país (Ortiz,

2010).

35

12. ANATOMÍA PATOLÓGICA.

12.1 LESIONES MACROSCÓPICAS.

Las lesiones observadas son las que a menudo se asocian con una

enfermedad hemolítica intravascular (OIE, 2009).

Membranas mucosas pálidas o ictericia, la sangre puede parecer delgada y

aguada (figura 10).

Inflamación del hígado con una coloración naranja-marrón pálido, oscuro,

friable y bazo palpable en el examen rectal.

Los riñones pueden aparecer más pálido o más oscuros de lo normal, con

posibles hemorragias petequiales (figura 11).

Hemorragias subepicárdicas y subendocárdicas pueden ser visibles en el tejido

cardíaco.

Edema en las extremidades posteriores (a veces se produce en forma

subaguda).

Las infecciones secundarias pueden llevar a varias lesiones no específicas

tales como edema, enfisema o enfermedad pulmonar (figura 12).

Figura 10. Caballo, las cavidades pleural y peritoneal. Existe una marcada

ictericia generalizada. La sangre en la cavidad torácica es delgada y acuosa

(anemia). (Tomado de CFSPH, 2011).

36

Figura 11. Riñón de caballo. La corteza es de color rojo oscuro debido a la

hemoglobinuria. La médula y pelvis muestran ictericia. (Tomado de CFSPH,

2011).

Figura 12. Corazón y pulmones de caballo. La grasa de la tráquea y el

pericardio muestran ictericia. Los pulmones se encuentran congestionados.

(Tomado de CFSPH, 2011).

37

Figura 13. Edema de los parpados con un poco de moco purulento en un

caballo afectado por T. equi. (Tomado de Zobba et al., 2008).

Figura 14. Agrandamiento de los nódulos linfáticos submandibulares en un

caballo afectado por T. equi. (Tomado de Zobba et al., 2008).

12.2 LESIONES MICROSCOPICAS.

El examen histopatológico revela edema pulmonar, necrosis hepática,

degeneración tubular renal y cilindros heritrocitarios, la proliferación de las células

fagocíticas mononucleares en hígado, riñones, los pulmones y linfonódulos

(Hinchcliff et al., 2004).

38

13. DIAGNÓSTICO.

13.1 DIAGNÓSTICO DIFERENCIAL.

Cuadro 15. Diagnóstico diferencial de las enfermedades de los caballos

caracterizadas por anemia y edema (Radostits, 2002).

Enfermedad. Epidemiología. Signos Clínicos. Pruebas Analíticas.

Anemia

infecciosa

equina.

Transmisión por

insectos (especies de

Tabanus y

mosquitos). También

por agujas

hipodérmicas,

instrumentos

quirúrgicos, hisopos,

vacunas, sueros.

Muchos portadores

inadvertidos.

Propagación lenta en

una población.

Enfermedad muy

prolongada, incluso

de años. Fiebre

recurrente,

anemias, petequias

en la mucosa,

edema en labios

inferiores, ictericia.

Periodos de

normalidad (tres

semanas) entre

periodos de

enfermedad (tres

semanas).

Trombocitopenia

periódica.

Leucopenia ligera,

anemia. Prueba

diagnóstica de

inmunodifusión en

gel de agar y otras

pruebas

serológicas.

Púrpura

hemorrágica.

Esporádica.

Normalmente

secuelas de infección

de vías respiratorias.

Inflamación

subcutánea grave,

edema frío.

Principalmente cara

y hocico, también

en áreas ventrales,

no necesariamente

simétrico o en áreas

bajas. Piel normal.

Petequias de la

mucosa siempre

presentes. La

Leucocitosis,

neutrofilia, no

disminución del

recuento.

39

frecuencia cardíaca

es de 100, fiebre

leve y la mayoría de

los animales

mueren en pocos

días.

Arteritis viral

equina

Enzoótica en algunos

países. Animales de

todas las edades.

Propagación por

ingestión/inhalación.

Hipertermia.

Enfermedad grave,

secreción nasal

serosa,

ingurgitación y

petequias de las

mucosas. Edema

no extenso en áreas

ventrales,

miembros, prepucio,

escroto. Aborto en

yeguas.

Cultivo viral.

Muchas pruebas

serológicas.

Leucopenia intensa.

Edema

angioneurótico.

Esporádico.

Respuesta a

inyección, por

ejemplo penicilina,

picaduras de insectos

o alergia por contacto

o ingestión.

Inicio agudo,

inquietud, fiebre

moderada. Placas

edematosas y

bullas a menudo

muy grandes,

principalmente

alrededor de la

cabeza, también en

el cuerpo.

Recuperación muy

rápida entre 24 y 48

horas.

Ninguna.

Insuficiencia

cardiaca

congestiva.

Esporádica. Soplo de

insuficiencia mitral o

tricuspídea, u otros

No hay anemia.

40

soplos.

Estrongilosis. Todos los caballos

que pastan se

infectan. La

enfermedad afecta a

caballos en zonas

donde no se lleva

control, sobre todos

en animales jóvenes

descuidados y en

hembras de cría.

Debilidad, poco

peso, anemia.

Algunos casos

muestran

agresividad, edema

ventral. Cólico por

aneurisma

verminoso y cólico

tromboembólico

como secuelas

frecuentes. Buena

respuesta a

antihelmínticos.

Examen fecal en

busca de huevos de

parásitos. Más de

1000 huevos por

gramo es una

cantidad importante.

El diagnóstico diferencial para piroplasmosis incluye: Anemia infecciosa

equina, durina, peste equina africana, púrpura hemorrágica y varias intoxicaciones

por plantas y productos químicos (Rovid et al., 2010).

13.2 DIAGNÓSTICO DE LABORATORIO.

La introducción de los animales portadores en áreas con prevalencia de

garrapatas vectoras puede conducir a una distribución epidémica de la

enfermedad (OIE, 2006).

Identificación del agente: Los caballos infectados se pueden identificar

mediante la demostración de los parásitos en sangre teñida o en frotis de órganos.

Los métodos de tinción tipo Romanovsky, como el de Giemsa, dan los mejores

resultados. El bajo nivel de parasitemia en los animales portadores hace muy

difícil la detección de los parásitos, especialmente en el caso de las infecciones

por B. caballi, aunque, a veces, se pueda demostrar su presencia utilizando una

técnica de frotis de sangre (OIE, 2006).

41

Se han elaborado y se continúa extendiendo el uso de técnicas moleculares

para la detección de T. equi y B. caballi basadas en pruebas de PCR, orientadas

al gen 18S rARN. Se examinan los eritrocitos para investigar la presencia de los

parásitos. Se ha demostrado que estas pruebas son muy sensibles y específicas y

prometen desempeñar un papel muy importante en el diagnóstico de las

infecciones (OIE, 2006).

Pruebas serológicas: La mejor manera de demostrar la infección en los

animales portadores es estudiar sus sueros para analizar la presencia de

anticuerpos específicos (OIE, 2006).

En la actualidad, las pruebas de FC, inmunofluorescencia indirecta (IFI) y

enzimoinmunoensayo de competición (C-ELISA) son las más utilizadas para

diagnosticar caballos de importación. La prueba de FC, utilizada durante muchos

años como la prueba fundamental, ha sido remplazada por las pruebas de IFI y C-

ELISA. Se ha demostrado que estas pruebas son más efectivas para la detección

de los animales con una infección duradera y los animales tratados con

medicamentos antiparasitarios. Dichos animales puede ser negativos a la FC y,

aún así, estar infectados. Se ha demostrado que las pruebas IFI y C-ELISA son

muy específicas para cada una de las dos especies de agentes causantes de la

piroplasmosis. Las técnicas de C-ELISA indirectas también se pueden utilizar para

la detección de las mencionadas especies en caballos infectados, aunque se da

reacción cruzada entre T. equi y B. caballi. La aplicación de proteínas

recombinantes de los merozoítos de T. equi y B. caballi en pruebas de diagnóstico

parece ser muy prometedora para determinar con precisión la infección por

piroplasmosis (OIE, 2006).

42

13.3 TÉCNICAS DE DIAGNÓSTICO.

13.3.1. IDENTIFICACIÓN DEL AGENTE.

Los caballos infectados pueden identificarse demostrando los parásitos en frotis

teñidos de sangre o de órganos, obteniéndose la primera preferiblemente de

capilares cutáneos durante la fase aguda de la enfermedad. Los métodos de

tinción de tipo Romanovsky, como el de Giemsa, normalmente proporcionan los

mejores resultados. Sin embargo, en los casos de infección por B. caballi, la

parasitemia es muy baja y difícil de detectar. Los analistas con experiencia pueden

a veces detectar una parasitemia muy baja utilizando una técnica de frotis gruesos

de sangre. Se preparan extensiones densas colocando una pequeña gota de

sangre (aproximadamente 50 μl) sobre un porta de vidrio limpio. Esta gota se seca

al aire, se fija a 80°C durante 5 minutos, y se tiñe con Giemsa al 5% por 20–30

minutos (OIE, 2006).

A veces es deseable una identificación precisa de la especie, ya que con

frecuencia se presentan infecciones mixtas de T. equi y de B. caballi. (OIE, 2006).

La identificación mediante el examen de frotis sanguíneos no solo es difícil

sino también imprecisa, por lo que son preferibles los métodos serológicos. Sin

embargo, se pueden encontrar falsos negativos y falsos positivos con las pruebas

serológicas. En tales casos, aunque constituye un ejercicio incómodo y costoso, la

transfusión de sangre completa es una técnica muy útil para determinar la

verdadera situación. Se transfieren a un caballo susceptible, preferiblemente

esplenectomizado, grandes cantidades de sangre completa (500 ml). Este animal

se mantiene luego bajo una observación estrecha para detectar signos clínicos de

la enfermedad. El diagnóstico se confirma por la presencia de parásitos en sus

eritrocitos (OIE, 2006).

43

En una técnica adicional, se deja que una garrapata específica no infectada

se alimente sobre un animal sospechoso, y la presencia del microorganismo

puede identificarse en la garrapata misma, o mediante la transmisión del

microorganismo a otro animal susceptible por medio de la garrapata vector (OIE,

2006).

Para identificar a los portadores de los parásitos, una alternativa que

complementa los métodos anteriores puede ser el lograr establecer cultivos in vitro

de T. equi y de B. caballi. Se han logrado cultivar parásitos de B. caballi de la

sangre de dos caballos que dieron negativo a la prueba de FC. De modo análogo,

se ha podido cultivar T. equi a partir de caballos que no mostraban ninguna

parasitemia patente al tiempo de iniciación de los cultivos (OIE, 2006).

Se han descrito técnicas moleculares para la detección de T. equi y B.

caballi. Estas técnicas son PCR específica para especie, orientada sobre todo al

gen 18S rARN. Versiones más refinadas de esa técnica incluyen PCR anidada, la

amplificación isotérmica mediante bucles (LAMP), a la que se atribuye una mayor

sensibilidad; la muy sensible prueba de transferencia lineal inversa (RLB) y la PCR

múltiple para la detección e identificación simultáneas de las especies Theileria y

Babesia en los caballos (OIE, 2006).

13.3.2. PRUEBAS SEROLÓGICAS.

Resulta muy difícil diagnosticar la presencia de los microorganismos en animales

portadores mediante un examen microscópico de los frotis de sangre. Además,

este sistema no es práctico a gran escala. Por consiguiente, se recomienda el

análisis serológico de los animales como el método preferido de diagnóstico, en

especial cuando los caballos se destinan a la importación a países donde no se

presenta la enfermedad, pero en los que está presente el vector (OIE, 2006).

44

Los sueros se deben recoger y enviar a los laboratorios de diagnóstico

siguiendo las especificaciones de dichos laboratorios. Los caballos para la

exportación que hayan sido sometidos a pruebas serológicas y que estén libres de

la infección deben ser mantenidos en ausencia de garrapatas para evitar

infecciones accidentales (OIE, 2006).

En el diagnóstico de la piroplasmosis se han utilizado varias técnicas

serológicas, como la prueba de FC, la prueba IFI, y ELISA. Además,

recientemente se ha descrito una prueba sencilla y rápida de inmunocromatografía

para T. equi, que podría resultar muy útil para el análisis masivo de muestras de

suero (OIE, 2006).

13.3.2.1 Prueba de inmunofluorescencia indirecta con anticuerpo (prueba

ordenada para el mercado internacional).

La prueba de IFI se ha aplicado con éxito en el diagnóstico diferencial de

infecciones por T. equi y B. caballi. El reconocimiento de una reacción fuertemente

positiva es relativamente sencillo, pero, para cualquier diferenciación entre una

reacción positiva débil y una negativa débil, se requiere una experiencia

considerable de cara a su interpretación. Se ha ofrecido una descripción detallada

del protocolo de la prueba IFI (OIE, 2006).

Producción de antígeno.

Se recoge sangre para antígeno de caballos con parasitemia creciente; lo ideal es

2–5. Los animales portadores que ya han producido anticuerpos no son

adecuados para la producción de antígeno. Se recoge sangre (unos 15 ml) en 235

ml de solución salina tamponada con fosfato (PBS), pH 7,2. Los eritrocitos se

lavan tres veces con PBS frío (1.000 g durante 10 minutos a 4°C). El

sobrenadante y la capa celular blanca de leucocitos se eliminan después de cada

45

lavado. Después del último lavado, los eritrocitos empaquetados en el precipitado

después de la centrifugación se reconstituyen al volumen normal inicial con una

solución al 4% de la fracción V de seroalbúmina bovina preparada en PBS, es

decir, el volumen de células empaquetadas se considera un 30% del original, de

modo que alrededor de un tercio sean eritrocitos. Si el volumen original era 15 ml,

entonces 5 ml de eritrocitos empaquetados + 10 ml de seroalbúmina bovina al 4%

en PBS constituyen el antígeno. Después de mezclar bien, se coloca el antígeno

en pocillos preparados sobre un porta excavado mediante un sacabocados o una

jeringa. Alternativamente, se pueden extender cuidadosamente las células sobre

portas para microscopio, cubriendo por completo el porta con una capa uniforme y

moderadamente gruesa. Estos portas se dejan secar, se envuelven en papel

suave y se sellan en bolsas de plástico o se envuelven en papel de aluminio,

guardándose a –20 °C hasta por un año (OIE, 2006).

Procedimiento de la prueba.

i) Se ensaya cada muestra de suero frente a antígeno de B. caballi y de T. equi.

ii) Antes de su uso, se retiran los portas congelados de su lugar de mantenimiento

a –20 °C y se incuban a 37 °C durante 10 minutos.

iii) Los frotis de antígeno se sacan luego de su cubierta protectora y se fijan en

acetona con hielo seco (–20 °C) durante 1 minuto. Existen portas comerciales

disponibles que están prefijados.

iv) Si se trata de frotis sobre la superficie completa del porta, se forman

cuadrículas sobre el frotis de antígeno con esmalte para uñas o un medio de

montaje de secado rápido (como Cytoseal) (se dibujan 14–21 cuadrículas en total,

es decir 2–3 filas de 7 en cada una).

v) Se diluyen de 1/80 a 1/1280 con PBS los sueros a ensayar y los sueros de

control positivo y negativo. Se incluyen los sueros de control negativo y positivo en

cada prueba.

46

vi) Se aplican los sueros (10 μl de cada uno) a las diluciones apropiadas en los

diferentes pocillos o cuadrículas sobre el frotis de antígeno, se incuba 30 minutos

a 37°C, y se lava varias veces con PBS y una vez con agua.

vii) Se diluye en PBS una inmunoglobulina anti-caballo preparada en conejos y

conjugada con isotiocianato de fluoresceína (este conjugado está disponible

comercialmente) y se aplica al frotis, que se incuba y se lava luego como antes.

viii) Después del lavado final, se colocan en cada frotis dos gotas de una solución

que contenga glicerina y PBS a partes iguales, y se monta con un cubre para la

observación microscópica.

ix) Luego se examinan los frotis al microscopio para observar parásitos

fluorescentes. Por lo general, los sueros diluidos 1/80 o más, que den

fluorescencia fuerte, se consideran positivos, aunque hay que tener también en

cuenta el tipo de fluorescencia que presentan los controles positivos y negativos

(OIE, 2006).

13.3.2.2 Enzimoinmunoensayo.

En los últimos años se ha descrito la producción de varios antígenos

recombinantes para su uso en técnicas de ELISA. Se han producido proteínas

recombinantes de T. equi (EMA-2, Be82, B158) y B. caballi (RAP-1, Bc48, Bc134)

en Escherichia coli en células de insectos mediante baculovirus. Los antígenos

recombinantes producidos en E. coli o por baculovirus presentan la ventaja obvia

de evitar la necesidad de infectar caballos para la producción de antígenos y de

eliminar las reacciones cruzadas que se han experimentado con los antígenos

crudos de la prueba ELISA. También suponen una fuente lógica de antígeno para

su distribución y estandarización a nivel internacional (OIE, 2006).

Los ELISA indirectos en los que se utiliza EMA-2 y Bc48 han mostrado una

gran especificidad y sensibilidad en la detección de anticuerpos en caballos

47

infectados. Los resultados iniciales de estas pruebas son prometedores y está en

curso la validación adicional de las pruebas (OIE, 2006).

La proteína EMA-1, y un anticuerpo monoclonal específico (MAb) que

define el epítopo de esta proteína superficial del merozoíto, se han utilizado en

ensayos C-ELISA para T. equi. Con este método se evita el problema de la pureza

del antígeno, ya que la especificidad de esta prueba depende solo de la

especificidad definida por el epítopo de T. equi para el MAb. En la detección de

anticuerpos frente a T. equi, se observó una correlación del 94% entre las pruebas

C-ELISA y FC. En los sueros que dieron resultados discrepantes se comprobó su

capacidad para inmunoprecipitar los productos de la traducción in vitro del ARN

mensajero del merozoíto de T. equi marcados radiactivamente con 35S-metionina.

Sin embargo, los resultados de la inmunoprecipitación con las muestras de suero

que fueron negativos en el C-ELISA y positivos en la FC no fueron concluyentes.

Los datos limitados hasta la fecha parecen sugerir que la prueba C-ELISA es

específica para T. equi. Esta prueba C-ELISA fue también recientemente validada

para T. equi en Marruecos y en Israel, presentando una similitud del 91% y del

95,7%, respectivamente, con la prueba IFI. Se ha elaborado un método C-ELISA

similar utilizando la proteína1 recombinante (RAP-1) de B. caballi, que es un

componente asociado al orgánulo secretor (rhoptry), y un MAb que reacciona con

un péptido del epítopo del antígeno de 60 kDa de B. caballi. Los resultados de 302

muestras de suero ensayados por C-ELISA y FC mostraron un 73% de

concordancia. De las 72 muestras que fueron negativas a la FC y positivas al C-

ELISA, 49 (el 67%) fueron positivas a la IFI, mientras que cuatro de las cinco

muestras que fueron positivas a la FC y negativas al C-ELISA fueron positivas en

la prueba IFI (OIE, 2006).

Se ha descrito un procedimiento para C-ELISA en la piroplasmosis equina y

se ha utilizado en estudios adicionales de validación. La aparente especificidad de

los ensayos C-ELISA para T. equi y B. caballi cae dentro del 92,2%–99,5%

cuando se utilizan sueros de 1.000 caballos que se suponen libres de

48

piroplasmosis. La sensibilidad diagnóstica aparente de ambas pruebas aplicadas a

más de 1.000 caballos de origen extranjero y de estado infeccioso desconocido

originó la detección neta de un 1,1% (T. equi) y un 1,3% (B. caballi) más de

animales seropositivos que por la prueba de la FC, según lo confirmado mediante

la prueba de la IFI por dos observadores independientes. En un estudio similar con

645 caballos de origen extranjero que se ensayaron con fines de importación y

preimportación se usaron sueros tratados con calor (a 58 °C durante 30 minutos

dio como resultado un 3.6% (T. equi) y un 2–1% (B. caballi) más de animales

seropositivos detectados mediante el C-ELISA que mediante la FC; ambas

pruebas de C-ELISA fueron muy reproducibles pocillo a pocillo, placa a placa y día

a día, con variaciones globales de ± 1,2% y ± 1,6%, para las pruebas de T. equi y

B. caballi, respectivamente (OIE, 2006).

13.3.2.3 Protocolo de C-ELISA.

Los National Veterinary Services Laboratories del Departamento de Agricultura de

los Estados Unidos (USDA) han ofrecido una descripción detallada de la

producción de antígeno y el protocolo de la prueba. Existe un kit comercial

disponible que se basa en los mismos antígenos y anticuerpos monoclonales

(VMRD, Inc. Pullman, Washington USA, http://www.vmrd.com/).

Soluciones

Tampón de revestimiento de antígeno: se prepara el volumen necesario de

tampón de revestimiento de antígeno usando las siguientes cantidades de

reactivos para cada litro: 2,93 g de bicarbonato sódico; 1,59 g de carbonato

sódico; suficiente agua bidestilada para disolver lo anterior, y se lleva a un

volumen de 1 litro con agua bidestilada. Se ajusta el pH a 9,6.

49

Solución de lavado para C-ELISA (diluyente de alta salinidad): se prepara el

volumen necesario de solución de lavado para C-ELISA usando las siguientes

cantidades de reactivos para cada litro: 29,5 g de cloruro sódico; 0,22 g de fosfato

sódico monobásico; 1,19 g de fosfato sódico dibásico; 2 ml de Tween 20;

suficiente agua bidestilada para disolver lo anterior, y se lleva a un volumen de 1

litro con agua bidestilada. Se mezcla bien. Se ajustar el pH a 7,4. Se esteriliza en

autoclave a 121°C (OIE, 2006).

Producción de antígeno

Un cultivo congelado de células transformadas de E. coli se inocula a una dilución

1/10,000 en cualquier medio líquido no selectivo estándar para permitir el

crecimiento bacteriano (por ejemplo, caldo de Luria) y que contenga carbenicilina

(100 μg/ml) e isopropil-tiogalactósido (IPTG, 1 mM). Los cultivos se incuban en un

agitador orbital a 200 rpm a 37°C toda la noche. Las células crecidas después de

ese período se recogen por centrifugación (5.000 g durante 10 minutos), se lavan

con tampón Tris-HCl 50 mM y ácido etiléndiamino tetra acético (EDTA), pH 8,0, y

se colectan de nuevo como antes. (El antígeno está disponible en los National

Veterinary Services Laboratories, P.O. Box 844, Ames, Iowa 50010, USA).

Las células se resuspenden al 10% de su volumen original en el tampón

Tris-ClH, al que se añade 1 mg/ml de lisozima, y se mantienen en hielo 20

minutos. Luego se añade el detergente Nonidet P-40 (NP-40) a una concentración

final del 1% (v/v), se agita con un vórtex, y se deja la muestra en hielo 10 minutos.

El material se sonica a continuación con cuatro ciclos de 4 segundos a 100 vatios,

en hielo, con intervalos de 2 minutos entre cada ciclo de sonicación para evitar el

calentamiento de la muestra. El sonicado se centrifuga a 10,000 g durante 20

minutos. El sobrenadante resultante se distribuye en tubos de microcentrífuga en

alícuotas de 0,5 ml y puede conservarse durante años a –70°C. La presencia de

los antígenos bacterianos heterólogos en el hospedador no interfiere en la unión

con los anticuerpos específicos equinos antipiroplasma o la unión de los pares de

50

MAb a los epitopos de los antígenos recombinantes expresados mediante los

procedimientos siguientes. Se controla la calidad de los sobrenadantes que

contienen el antígeno titulándoles con sus anticuerpos emparejados y con

antisueros equinos monoespecíficos de referencia para verificar un nivel de

expresión adecuado y una especificidad completa para la especie homóloga del

agente de la piroplasmosis. Los controles normales de suero (suero negativo) no

deben interferir con la unión de los MAb, o sueros equinos de referencia, con la

preparación de antígeno expresada (OIE, 2006).


i) Se preparan las placas de microtitulación revistiendo los pocillos con 50 μl de

antígeno de T. equi o de B. caballi diluido en tampón de revestimiento de antígeno,

Se determina la dilución usada por técnicas estándar de titulación serológica. La

placa se sella con su tapadera, se guarda durante la noche a 4°C y se congela a –

70°C. Las placas se pueden guardar a –70°C hasta 6 meses.

ii) Los MAb de T. equi o anti-B. caballi y el conjugado de peroxidasa y anticuerpos

secundarios se diluyen, según las instrucciones del fabricante, en el momento en

que vayan a utilizarse en un CELISA, con el tampón de dilución de los anticuerpos

(proporcionados con el kit de la prueba).

iv) Los sueros control y las muestras del suero de prueba se diluyen a un 1/2 con

tampón para dilución de suero antes de añadir 50 μl de sueros a los pocillos. Se

ensaya cada muestra de suero desconocida en pocillos individuales o duplicados.

Los sueros de control positivo y los pocillos vacíos se ensayan por duplicado,

mientras que los sueros control negativos se ensayan por triplicado o en diferentes

partes de la placa. Las placas se cubren e incuban a temperatura ambiente (21–

25°C) durante 30 minutos en una cámara húmeda y luego se lavan tres veces con

solución de lavado para C-ELISA

v) Se añade a cada pocillo una dilución de peroxidasa secundaria conjugada con

IgG anti-ratón marcada con biotina (50 μl/pocillo). Las placas se cubren e incuban

51

30 minutos a temperatura ambiente en una cámara húmeda y luego se lavan tres

veces con solución de lavado para C-ELISA.

vi) Se añade a cada pocillo una dilución de peroxidasa secundaria conjugada con

IgG anti-ratón (50 μl/pocillo). Las placas se cubren e incuban 30 minutos a

temperatura ambiente en una cámara húmeda y luego se lavan tres veces con

solución de lavado para C-ELISA.

vi) Se añade a cada pocillo una dilución de peroxidasa secundaria conjugada con

IgG anti-ratón (50 μl/pocillo). Las placas se cubren e incuban 30 minutos a

temperatura ambiente en una cámara húmeda y luego se lavan tres veces con

solución de lavado para C-ELISA.

vii) A todos los pocillos se añade un substrato cromógeno para el enzima

(50μl/pocillo). Las placas se incuban cubiertas durante 15 minutos a temperatura

ambiente (21–25°C) durante el revelado del color.

viii) El desarrollo del color se detiene añadiendo a todos los pocillos 50μl de

solución de parada y se leen las placas de forma inmediata mediante un lector de

placas.

ix) Las placas se leen a 620, 630 o 650 nm de longitud de onda (OD). Se calcula la

OD590 media del par de pocillos para cada uno de todos los sueros control y los

pocillos vacíos. Para que un ensayo sea válido, la media de los controles debe

producir un OD > 0.300y < 2.000. La media del control positivo debe producir una

inhibición de ≥40%.

x) El porcentaje de inhibición [%I] se calcula del modo siguiente: %I = 100 – [(OD

de la muestra × 100) ÷ (OD de la media del control negativo)].

xi) Si la muestra de prueba produce una inhibición ≥40%, se considera positiva; si

produce una inhibición <40%, se considera negativa (OIE, 2006).

13.3.2.4. Fijación del complemento (prueba prescrita para el mercado

internacional).

La prueba de FC se ha utilizado en el pasado en algunos países para certificar

caballos de importación. Se dispone de una descripción detallada de la producción

52

del antígeno y del procedimiento de la prueba, como la ofrecida por el

Departamento de Agricultura de los Estados Unidos (USDA). La prueba de FC no

identifica a todos los animales infectados, especialmente si han sido tratados, y

debido a las reacciones anti-complementarias de algunos sueros, y a la

incapacidad de la IgG (T) (el principal isotipo de las inmunoglobulinas de los

équidos) para fijar complemento de cobaya. De ahí que también se acepte el uso

de la IFI y de C-ELISA, en lugar de la de FC como las prescritas para el mercado

internacional (OIE, 2006).

Soluciones.

Solución de Alsever: se prepara 1 litro de solución de Alsever disolviendo 20,5 g

de glucosa; 8,0 g de citrato sódico; y 4,2 g de cloruro sódico en suficiente cantidad

de agua. Se ajusta el pH a 6,1 utilizando ácido cítrico y se ajusta hasta 1 litro con

agua destilada. Se esteriliza por filtración. Stock de tampón veronal (5 ×): se

disuelven los siguientes componentes en 1 litro de agua destilada: 85,0 g de

glucosa; 3,75 g de 5,5 dietil barbiturato sódico; 1,68 g de cloruro magnésico

(MgCl2.6H2O); y 0,28 g de cloruro cálcico. Se disuelven 5,75 g de ácido 5,5 dietil

barbitúrico en 0,5 litros de agua destilada caliente (casi hirviendo). Se enfría esta

solución de ácido y se añade a la anterior solución de sales. Se lleva el volumen a

2 litros con agua destilada y se guarda a 4 °C. Para preparar una solución de

trabajo, se añade una parte de solución stock a cuatro partes de agua destilada. El

pH final debe estar entre 7,4 y 7,6. (OIE, 2006).

Producción de antígeno.

La sangre se obtiene a partir de caballos con alta parasitemia (por ejemplo, 3–7%

para B. caballi y 60–85% para T. equi), y se mezcla con un volumen idéntico de

solución de Alsever como anticoagulante. Cuando los eritrocitos se han decantado

al fondo del recipiente, se retira el sobrenadante que contiene el plasma y la

solución de Alsever, y la capa de leucocitos. Los eritrocitos se lavan varias veces

53

con tampón veronal frío y luego se lisan. El antígeno se recoge del lisado por

centrifugación a 30.900 g durante 30 minutos.

El antígeno recuperado se lava varias veces en tampón veronal frío

mediante centrifugación a 20.000 g por 15 minutos. Se añade como estabilizador

polivinil pirrolidona 40.000 (1–5% [p/v]) y la preparación se mezcla bien en un

agitador magnético durante 30 minutos, se tamiza a través de una capa doble de

gasa estéril, se distribuye en volúmenes de 2 ml y se liofiliza. El antígeno se puede

conservar a continuación por debajo de –50 °C durante varios años (OIE, 2006).


i) Deben comprobarse la especificidad y la potencia de cada lote de antígeno

frente a los antisueros estándar de especificidad y potencia conocidas. Se

determinan también las diluciones óptimas del antígeno en una titulación primaria

por el sistema de tablero de ajedrez o tabla de doble entrada.

ii) Los sueros de ensayo se inactivan 30 minutos a 56 °C (los sueros de asnos y

mulas se inactivan a 62,5 °C durante 35 minutos) y se prueban a diluciones de 1/5

a 1/5120. Para todas las diluciones se utiliza tampón veronal.

iii) El complemento se prepara y se titula espectrofotométricamente para

determinar la dosis hemolítica media (C´H50) (45) y se utiliza en la prueba a

valores de 5 veces C´H50. El sistema hemolítico consta de partes iguales de una

suspensión al 2% de eritrocitos de oveja (RBC) y de tampón veronal con 5 dosis

hemolíticas mínimas (MDH) de hemolisina (amboceptor). Algunos laboratorios

utilizan el 100% de la dosis hemolítica, que da una sensibilidad equivalente.

iv) La prueba se ha adaptado a las placas de microtitulación. El volumen total del

ensayo es 0,125 ml, formado por fracciones iguales (0,025 ml) de antígeno,

complemento (cinco veces C´H50) y suero diluido. La incubación se realiza a 37

°C durante 1 hora.

v) Se añade una fracción doble (0,05 ml) del sistema hemolítico y se incuban las

placas durante otros 45 minutos a 37 °C con agitación después de 20 minutos.

54

vi) Las placas se centrifugan a 200 g durante 1 minuto antes de proceder a la

lectura sobre un espejo.

vii) Se considera como resultado positivo una lisis del 50%, y el título es la dilución

mayor de suero que produce un 50% de lisis. Un título de 1/5 se considera como

suero positivo. En cada ensayo se debe incluir un juego completo de controles

(sueros positivos y negativos) así como un control de antígeno preparado de

eritrocitos (RBC) de un caballo normal (no infectado).

Las muestras que no dan la reacción del complemento se examinan por la

prueba de la IFI. Los sueros de asno son frecuentemente negativos para la

reacción del complemento (OIE, 2006).

14. TRATAMIENTO.

Las opciones de tratamiento y la probabilidad de éxito varía en función con el

tratamiento que se está dando a un caballo, ya sea para resolver los signos

clínicos de la enfermedad o eliminar por completo ―esterilizar‖ al caballo de todos

los parásitos en el cuerpo. El objetivo de la limpieza de la infección es eliminar el

riesgo de transmisión del caballo. (Traub-Dargatz et al., 2010).

Como ya se mencionó anteriormente T. equi es menos susceptible al

tratamiento que B. caballi. La recuperación clínica se alcanza generalmente, pero

las infecciones por T. equi son difíciles de eliminar con los fármacos actualmente

disponibles. Los caballos que se recuperan de la enfermedad clínica suele ser

portadores, probablemente de por vida (Hinchcliff et al., 2004).

Imidocarb es el fármaco de elección para el tratamiento de la piroplasmosis.

Para B. caballi, dos dosis de 2,2 mg / kg I.M. en intervalos de 24 h se recomienda:

T. equi pueden ser tratados con cuatro dosis de 4 mg / kg I.M. con intervalos de

72 horas. Esta dosis, sin embargo, están cerca de los niveles tóxicos y pueden ser

perjudiciales para el propio animal. El medicamento sólo debe ser administrado

55

por vía intramuscular. Los efectos adversos pueden ser tratados con sulfato de

atropina. El tratamiento combinado con buparvaquone (4 mg / kg IV) e imidocarb

(4 mg / kg IM) se ha sugerido para la eliminación de T. equi (Hinchcliff et al.,

2004)

Otras terapias para B. caballi incluyen diminazeno (11 mg / kg IM cada 24

horas) para dos tratamientos y amicarbalida (10 mg / kg) como dosis única. Los

caballos deben ser monitoreados de cerca para detectar signos de toxicidad,

incluyendo las reacciones locales en el sitio de inyección, salivación, cólicos,

alteraciones de la motilidad gastrointestinal, enfermedad hepática, enfermedad

renal y muerte (Wilson, 2011).

Para los potros recién nacidos, la información sobre la seguridad y la

eficacia de estos fármacos es insuficiente (Wilson, 2011). Los burros pueden ser

especialmente sensibles a los efectos adversos de imidocarb (Wilson, 2011).

14.1 TRATAMIENTO CRÓNICO

Caballos con infección crónica por B. caballi se puede eliminar con imidocarb (4

mg / kg/ IM/ cada 72 h) para cuatro dosis (Wilson, 2011). Se ha informado que no

hay tratamiento eficaz para la erradicación del estado de portador de T. equi, pero

la dosis mencionada se encuentra bajo investigación (Wilson, 2011).

56

15. MEDIDAS DE CONTROL.

15.1 NOTIFICACIÓN A LAS AUTORIDADES.

La piroplasmosis debe notificarse ante la Organización Mundial de Sanidad Animal

(OIE, por sus siglas en francés). Los requisitos para la notificación de la

enfermedad a las naciones miembro de la OIE y las pautas de

importación/exportación pueden consultarse en el Código Sanitario para los

Animales Terrestres de la OIE

[http://www.oie.int/esp/normes/mcode/es_sommaire.htm]. Los veterinarios que

detecten un caso de piroplasmosis deben seguir las pautas nacionales y/o locales

para la notificación y las pruebas de diagnóstico correspondientes (Rovid et al.,

2010).

Los desinfectantes y la higiene no son generalmente efectivos contra la

propagación de las infecciones transmitidas por garrapatas. Sin embargo, es

fundamental eliminar el contacto con garrapatas y evitar la transferencia de sangre

de un animal a otro. En áreas endémicas, el uso de acaricidas, junto con la

evaluación frecuente del animal y la remoción de cualquier garrapata (la

transmisión parasitaria no ocurre de inmediato) pueden ayudar a prevenir la

infección (Rovid et al., 2010).

Si se encuentra un animal infectado en una región libre de piroplasmosis, el

animal debe ser puesto bajo cuarentena y debe permanecer lejos del contacto con

garrapatas. Se deben tomar medidas de precaución estrictas para evitar el

contacto entre los caballos y las garrapatas, siempre que ingresen portadores a un

país libre de piroplasmosis para una competencia internacional. Estas medidas

pueden incluir la fumigación de los establecimientos con acaricidas en forma

repetida, la eliminación de la vegetación de estas áreas, y la permanencia de los

caballos infectados en el área de cuarentena, excepto durante la competencia y

demás actividades específicas. Las mascotas, la fauna silvestre y los roedores

57

deben ser excluidos de esas áreas. Los caballos deben ser revisados diariamente

para detectar garrapatas y pueden ser tratados con aspersiones y champús con

acaricidas. Las garrapatas podrían estar escondidas en los desechos de los

animales, que se deben destruir para no permitir que salgan del área de

cuarentena. Se pueden utilizar caballos centinela para controlar la efectividad de

estos controles (Rovid et al., 2010).

El tratamiento puede suprimir los signos clínicos, aunque los tratamientos

disponibles en la actualidad no son efectivos para eliminar T. equi de los

portadores. Algunos estudios han sugerido que el tratamiento podría eliminar al B.

caballi de los caballos infectados; sin embargo, en un estudio reciente, este

organismo persistió en los portadores aún después de recibir un tratamiento con

una alta dosis de imidocarb. Aunque esta droga podría eliminar los parásitos en

forma temporaria y proporcionar resultados negativos transitorios en PCR, se

encontró ADN de B. caballi en caballos después de la finalización del tratamiento.

No existe una vacuna para B. caballi ni para T. equi (Rovid et al., 2010).

15.1.1. NOTIFICACIÓN INMEDIATA.

Este sistema de alerta está dirigido a los Servicios Veterinarios de los países

miembros para que se tomen las medidas protectoras necesarias tan rápidamente

como sea posible para prevenir la introducción de patógenos provenientes de los

países infectados.

La notificación inmediata tiene por objeto alertar a la comunidad

internacional sobre eventos excepcionales desde el punto de vista epidemiológico

en algún o algunos de los países miembros. Para mejorar este Sistema de Alerta

Temprana de la OIE, los eventos de significancia epidemiológica que deben ser

notificados inmediatamente (en un plazo de 24 horas) son los siguientes:

58

La aparición de una enfermedad y/o infección de la lista de la OIE, en un país,

zona o compartimento. (El término compartimento designa una o varias

explotaciones con un mismo sistema de gestión de la bioseguridad, que

contienen una subpoblación animal con un estatus sanitario particular respecto

de una enfermedad o enfermedades determinadas contra las cuales se han

aplicado las medidas de vigilancia, control y bioseguridad requeridas para el

comercio internacional. Ejemplo: granjas de avicultura comercial y aves de

traspatio).

La reaparición de una enfermedad y/o infección de la lista de la OIE en un

país, zona o compartimento, después de haber declarado que se había

extinguido el foco.

La aparición de una nueva cepa del agente etiológico de una enfermedad de

la lista de la OIE en un país, zona o compartimiento.

Un aumento repentino e inesperado en la morbilidad o mortalidad por una

enfermedad de la lista de la OIE prevalente en el país.

Evidencia de un cambio en el comportamiento epidemiológico de una

enfermedad de la lista de la OIE, como nuevos hospederos susceptibles,

aumento de virulencia, mutación del agente etiológico, en particular si hay

impacto zoonótico.

Además de las notificaciones inmediatas, los países proporcionarán

información sobre las medidas adoptadas para prevenir la propagación de las

enfermedades, en particular sobre las medidas de cuarentena y restricciones en

materia de circulación de animales, productos de origen animal, productos

biológicos y objetos que, por su índole, pudieran ser responsables de la

transmisión de la enfermedad. En el caso de enfermedades transmitidas por

vectores, se deberán indicar también las medidas adoptadas para controlarlos.

59

En México, la Dirección General de Salud Animal, a través del Sistema de

Vigilancia Epidemiológica es la responsable de recabar, analizar la información y

enviar las notificaciones e informes a la OIE. Los responsables de informar sobre

la sospecha o confirmación de las enfermedades son los responsables de los

laboratorios de diagnóstico zoosanitario, Médicos Veterinarios, servidores

públicos, productores, transportistas; personal de farmacias y clínicas veterinarias;

personal de Escuelas Técnicas, Escuelas y Facultades de Medicina Veterinaria,

así como de Centros de Investigación; Médicos Veterinarios de establecimientos

para el sacrificio de animales, puntos de verificación de la movilización de

animales y productos, Colegios y Asociaciones de M.V.Z. y público en general

(Mateos, 2005).

60

CONCLUSIONES.

La piroplasmosis equina es una infección parasitaria que deteriora rápidamente a

los animales que la padecen ya sea su fase aguda o crónica, están ligadas una a

la otra y si no se atiende lo antes posible puede progresar a una fase crónica, y

con esto en un deterioro en la calidad de vida, pudiendo incluso causar la muerte

del paciente.

Es por esto que es de suma importancia que el médico veterinario aprenda

a utilizar de manera correcta los elementos que tiene a su alcance, como

identificación del agente y las pruebas serológicas necesarias para poder llegar a

un diagnóstico y rápidamente implementar un tratamiento adecuado. Se debe

recordar que esta enfermedad es de notificación inmediata ante las autoridades de

nuestro país, y que muchos médicos veterinarios no la llevan a cabo.

61

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Mendez Manuel

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