CENTRO DE CIRUGIA EXPERIMENTAL Facultad de Medicina “Victoria de Girón”

Manual de entrenamiento en microcirugía vascular y nerviosa experimental

MSc. Víctor Manuel Rodríguez Sosa

2007

Víctor Manuel Rodríguez Sosa (4 de marzo de 1957). Doctor en Medicina Veterinaria, graduado en el Instituto Superior de Ciencias Agropecuarias de la Habana en 1981. Comienza su vida laboral en Septiembre de ese mismo año en el Centro de Cirugía Experimental de la Facultad de Medicina “Victoria de Girón” especializándose en Cirugía y microcirugía experimental. En 1987 obtiene la categoría de Investigador Agregado. Ha participado como profesor en diversos cursos de postgrados nacionales e internacionales impartidos a cirujanos y residentes de diversas especialidades quirúrgicas, en el propio centro y fuera del país, fundamentalmente en las temáticas de Cirugía y Microcirugía experimental así como en diferentes proyectos de investigación. Desde 1998 ocupa el cargo de Jefe del Dpto. Ha presentado infinidad de trabajos investigativos en diversos eventos científicos dentro y fuera del país, así como publicado los mismos en revistas nacionales y extranjeras. En 1996 se integra como miembro de la Comisión Asesora y a la Red Funcional de Implantología, pertenecientes al Centro de Control Estatal de Equipos Médicos (CCEEM) del MINSAP. En el año 2004 obtiene el grado de Máster en Salud Ambiental en el Instituto de Higiene, Epidemiología y Microbiología (INHEM). Pertenece a varias asociaciones científicas, nacionales y extranjeras, entre las que se destacan la European Society for Surgical Research y la Comunidad Virtual de Veterinaria.org, España. Actualmente es miembro del Consejo Científico de la Facultad y del Comité de Ética de la Investigación.

PRÓLOGO Las técnicas microquirúrgicas son hoy en día enormemente aplicadas en el mundo en diferentes especialidades quirúrgicas. En Cuba, aunque el desarrollo de estas técnicas no ha tenido una difusión muy amplia en las distintas especialidades, si se han realizado algunas intervenciones esporádicas en algunas instituciones, y hoy en día gana más en adeptos. Por otro lado, está incorporado, el realizar el entrenamiento de esta disciplina, al programa o plan de estudios de algunas de estas especialidades. El entrenamiento en estas técnicas sólo es posible, si los profesionales interesados en las mismas asisten a laboratorios de entrenamiento o centros o departamentos de cirugía experimental, para adquirir las destrezas y habilidades necesarias sobre el animal de laboratorio para luego introducirlas en la clínica humana. Nuestro Centro de Cirugía Experimental, desde la década del 80, comenzó a impartir cursos de microcirugía vascular y nerviosa a especialistas y residentes de diferentes especialidades quirúrgicas y no quirúrgicas interesados en el aprendizaje de dichas técnicas. Este manual ha sido concebido para que sirva de material de estudio y guía en las clases prácticas, de los cursos de entrenamiento que se imparten en nuestro centro y ha sido elaborado sobre la base de la experiencia práctica propia y de otros investigadores, recogiendo por otro lado, de manera concreta, un conjunto de conocimientos tomados de las referencias consultadas. Ha sido escrito, a nuestro juicio, de manera clara y sencilla y cuenta con fotos, esquemas y tablas que facilitan un mejor entendimiento. Esperamos que constituya una valiosa obra en la formación de residentes y especialistas quirúrgicos. El autor

DEDICATORIA A la memoria de mi padre, el Dr. Pedro Rodríguez Sotelo. Al Dr. Oscar Díaz, ortopédico y traumatólogo, quien me animara a escribir este manual.

Manual de entrenamiento en microcirugía vascular y nerviosa experimental/ Víctor Manuel Rodríguez Sosa.- Centro de Cirugía Experimental de la Facultad de Medicina “Victoria de Girón” 71 p. : 80 ilustraciones y 9 tablas. / 2007 Referencias consultadas Fotos: Víctor Manuel Rodríguez Sosa Felipe Gil Díaz Segunda reimpresión, 2008 Centro Nacional de Derecho de Autor (CENDA) A esta obra le ha sido emitida la Certificación de depósito legal facultativo de obras protegidas. Registro: 2566-30 de Noviembre de 2007

Ciudad de la Habana, Cuba

INDICE - Introducción………………………………………………………….. 1 - Breve reseña histórica del surgimiento de la microcirugía……… 2

a) Concepto de microcirugía……………………………………. 3 b) Instrumental de microcirugía …………………………………4 c) Material de sutura ………………………………………………7

- Medios de magnificación óptica ……………………………………. 9 a) Lupa de disección ………………………………………………. 9 b) Gafa-lupa binocular ……………………………………………… 9 c) Microscopio operatorio …………………………………………. 11 - Etica y legislación sobre el uso de los animales de experimentación……………………………………………………… 14 - El animal de laboratorio……………………………………………… 18 - Especie animal idónea para el entrenamiento en Mirocirugía … 19 - Algunas características anatómicas de la rata…………………… 19 - Manejo de la rata ……………………………………………………. 21 - Administración de fármacos al animal de experimentación......... 23 a) Anestesia de los animales de experimentación …………….. 24 b) Dosis anestésicas en los diferentes especies……………….. 26 - Inicio de las prácticas y adquisición de habilidades ………………28 - Técnica de la anastomosis intestinal termino-terminal…………… 29 - Abordaje y disección de los vasos sanguíneos en la rata……….. 31 a) Grandes vasos (arteria aorta y vena cava)…………………... 31 b) Vasos renales …………………………………………………… 32 c) Arterias carótidas ………………………………………………. 33 d) Vasos femorales ………………………………………………… 34 - Recuento anatómico de los vasos sanguíneos …………………… 35 - Métodos de sutura…………………………………………………….. 35 a) Sutura mecánica....................................................................... 36 b) Endoprótesis ............................................................................ 37 c) Adhesivos tisulares .................................................................. 37 d) Láser ........................................................................................ 38 e) Microsutura con hilos y agujas ................................................ 38 - Anastomosis microvasculares: Termino-terminal, termino-lateral y latero- lateral ................................................................................. 39

a) Técnica en arteria................................................................... 39 b) Técnica en venas ................................................................... 42 c) Anastomosis termino-lateral.................................................... 47 d) Anatomosis latero-lateral ....................................................... 48

- Pruebas de permeabilidad ............................................................ 49 - Abordaje del nervio ciático ............................................................ 50 - Sutura de nervios periféricos ........................................................ 50 a) Recuento anatómico................................................................ 50 b) Clasificación de los nervios periféricos ……………………….. 51 c) Grado de las lesiones de los nervios periféricos……………. . 52 - Técnica de neurosíntesis …………………………………………….. 53 a) Tubulización nerviosa …………………………………………….. 53 b) Laser ……………………………………………………………….. 54 c) Adhesivos tisulares ……………………………………………….. 54 d) Por criogenia ………………………………………………………. 54 e) Microsutura con hilos y agujas …………………………………... 54 - Métodos de sutura nerviosa……………………………………………54 a) Sutura epineural …………………………………………………… 54 b) Sutura interfascicular ……………………………………………... 55 c) Sutura perineural o fascicular ……………………………………. 55 d) Sutura epi-perineural ................................................................ 55 - Injertos nerviosos ............................................................................ 56

- Láser de baja potencia en la regeneración de los nervios periféricos……………………………………………………. 57

- Colgajo libre de piel vascularizado ………………………….. 59 - Técnica en la rata………………………………………………. 59

- Referencias consultadas……………………………………………… 64

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Introducción El desarrollo de la Microcirugía tiene un origen muy recientemente y va estar ligada a la evolución de los medios técnicos utilizados en su práctica (medios de magnificación óptica, instrumental, etc.), y al impulso de profesionales, que tenazmente han entrenado en los Laboratorios o Centros de Cirugía Experimental, desarrollando nuevos métodos y técnicas. La importancia actual de la Microcirugía se basa en dos aspectos: 1.- Campo investigativo: desarrollo de modelos experimentales practicables en animales de laboratorios ( Ej. Trasplante de órganos, nuevas anastomosis vasculares, etc.) 2.- Campo asistencial: se ha logrado tener aplicación en casi todas las especialidades quirúrgicas. Así tenemos: - Otorrinolaringología (cirugía del oído y laringe.) - Oftalmología ( cualquier tratamiento quirúrgico, trasplante de córnea, etc) - Neurocirugía ( nervios periféricos, anastomosis vasculares, etc.) - Ortopedia y traumatología ( reimplante de miembros, trasplante de dedos del pie

a mano, reconstrucción de la mano catastrófica, etc.) - Cirugía cardiovascular ( anastomosis de los pontajes aorto- coronarios) - Cirugía plástica y reconstructiva - Cirugía pediátrica - Urología ( cirugía del deferente), etc. Por lo tanto gracias al desarrollo, fundamentalmente de los medios de magnificación óptica, el cirujano a podido llegar más allá donde sus ojos no pueden alcanzar.

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Breve reseña histórica del surgimiento de la Microcirugía. Concepto de Microcirugía La cirugía vascular es la que al inicio promovió los trabajos más numerosos en este sentido. Par (1552)- efectuó la primera ligadura vascular. Hallowell ( 1759)- reparó mediante sutura una herida de la arteria braquial. Jones (1802)- mencionó, en estudios experimentales, la importancia de la regeneración de la íntima vascular sobre el sitio de la sutura en vasos de gran calibre. Quizás el hecho más revelante en la historia de la Microcirugía tiene lugar en 1902 cuando Alexis Carrel postula los principios técnicos de la sutura vascular. Obtuvo el Premio Nobel en 1912 por dichos trabajos. Nylen (1921)- utiliza el microscopio monocular con fines quirúrgicos en otorrinolaringología. Holhgreen (1922)- introduce el microscopio binocular en la cirugía otológica. En los años de la Segunda Guerra Mundial, se marca otro hito en el desarrollo de las técnicas microquirúrgicas, estableciéndose los principios de la reconstrucción vascular de miembros lesionados y para la sutura de vasos de hasta 3 mm de diámetro. En estos años, los rusos diseñan y construyen sus equipos de sutura vascular mecánica que permitió suturar vasos de 2 mm de diámetro. Perrit (1950) y Barraquer(1956)- comienzan a utilizar el microscopio en el campo de la oftalmología. Barraquer introduce la lámpara de hendidura y diseñó infinidad de instrumentos microquirúrgicos como el portaagujas que lleva su nombre. Litman (1951)- manufactura el primer microscopio operatorio incorporando la iluminación coaxial. Malis (1956)- introduce el coagulador bipolar dando un avance importantísimo al permitir cohibir la hemorragia. Kurze (1957)- introduce las técnicas microquirúrgicas en el campo de la Neurocirugía. Onji y Tamai (1959) reimplantan por primera vez la pierna de una niña de 12 años, ampuntada por un tren. La anastomosis se realizó con seda 7-0 ( hasta el momento la más fina.)

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Jacobson y Suárez (1960)- publicaron un trabajo sobre anastomosis de vasos de más o menos 1mm de diámetro. Introducen el empleo de los clamps aproximadores. Lee y Fisher (1961)- publican los resultados de la realización de un shunt porto-cava en la rata. En general la década de los 60 fue la más productiva en el desarrollo de la Microcirugía, estableciéndose: - replantación de dedos - utilización del microscopio en la cirugía de los nervios periféricos - transferencia de tejido libre vascularizado, etc. En la década del 70, se desarrollaron extraordinariamente los métodos microquirúrgicos así como las microsuturas. Aparecieron Centros de reimplante en diversos lugares del mundo( Estados Unidos, Australia, Harii y col. (1972)- publican los resultados de la realización de los colgajos libres vascularizados en humanos. Clodins (1976)- descubrió las bases microquirúrgicas de los vasos linfáticos. La década del 80 fue el período de maduración. Huang y Chun ( 1982)- realizan microanastomosis con éxito en vasos de diámetro inferior a 0,5 mm. La década de los 90 todavía es el futuro en la que se estudian nuevos materiales y técnicas en la microcirugía vasculo-nerviosa y se inician los primeros transplantes alogénicos experimentales en la reparación de miembros apuntados o disfuncionales. Concepto de microcirugía No es más que la técnica quirúrgica que requiere para su ejecución de medios de magnificación óptica para aumentar la capacidad visual del cirujano, permitiendo de esta manera la aplicación de los principios quirúrgicos a las estructuras pequeñas. La microcirugía se caracteriza por: - utilizar un instrumental especial, más fino y delicado que el convencional. - emplear material de sutura extremadamente fino. - imprescindible la utilización de medios de magnificación (gafa-lupa binocular o

microscopio operatorio.) - requerir de la coagulación bipolar.

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Foto 1. Equipo de coagulación bipolar Fig. 1 Coagulación del cabo terminal de un vaso. Instrumental de Microcirugía Para desarrollar las técnicas microquirúrgicas, hay que disponer de dos tipos de instrumental: - instrumental básico o convencional - instrumental microquirúrgico específico Instrumental básico Se emplea para la apertura de la piel y músculos del animal así como en el cierre de los mismos. No se debe mezclar con el instrumental microquirúrgico para no dañar éste último, al efectuar su limpieza. Está compuesto por: - Mango de bisturí No. 3 ó 4 - Pinzas de disección de Adson con y sin dientes (pueden servir las convencionales

de pequeño tamaño.) - Tijera mediana de Metzenbaum. - Tijera de Mayo recta o curva. - Portaagujas de Mayo pequeño - Dos pinzas hemostáticas de Halstead o mosquito, rectas o curvas - Separador abdominal Como material de sutura se empleará Seda 3-0 y Catgut 3-0, 4-0

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Foto 2. Instrumental de cirugía convencional utilizado para el entrenamiento Instrumental microquirúrgico específico Es un instrumental más delicado y fino que el utilizado en Cirugía convencional y procede en parte del utilizado en Oftalmología. Existen infinidad de casas comercializadoras que venden en el mercado equipos completos de Microcirugía. Muchos de ellos, específicos para algunas de las especialidades quirúrgicas (Traumatología, etc) Por su alto precio en el mercado y el exhaustivo cuidado y mantenimiento que se debe tener, es fundamental que el propio cirujano se encargue del mismo. No se empleará nunca para realizar disecciones groseras o en estructuras de gran tamaño porque se dañarían sus extremos, extremadamente finos. Mientras se está trabajando con él, es recomendable colocar el mismo dentro de un recipiente (Ej. Beaker) que contiene agua destilada o solución salina fisiológica y al que previamente se le coloca en el fondo una gasa para evitar dañar los extremos. Las puntas se protegerán con protectores plásticos o de polietileno cuando se guardan en su caja o bandeja metálica. El equipo básico de microcirugía es el siguiente: - Portaagujas de Barraquer o Castro Viejo - 2 Pinzas de microcirugía ( pueden ser de relojero rectas ( No. 2, 5, 7) - Tijera de iris recta y curva ( tipo Vannas) - Pinza de iris curva con dientes - Microclamps vasculares (básicos para la realización de las microanastomosis

vasculares) Existen: simples (rectos y curvos), acodados, dobles fijos y dobles regulables y móviles (aproximador de Acland). Este último es el ideal.

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Foto 3. Instrumental de microcirugía básico.

Foto 4. Distintos tipos de microclamps vasculares. Los superiores son los llamados aproximadotes de ACLAND.

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Foto 5. Clanes para la sujeción de los puntos de anclaje Además del instrumental, se debe contar con un material accesorio, no menos importante, para llevar a cabo la intervención. Entre estos tenemos: - tabla operatoria - material gastable: torundas de gasa o poliuretano - bastoncillos de algodón - separadores ( ej. Palpebral, etc) - aspiradores - microcoagulador bipolar - Irrigadores (para remover la sangre y mantener la humedad de las estructuras.)

Se pueden utilizar agujas No. 26 ó 27 a las que se les lima la punta para hacerlas romas.

- Medicamentos (analgésicos, antibióticos, heparina, anestésicos generales y locales, etc.)

- Ventilador mecánico o manual. Material de sutura Tiene características especiales y fue necesario desarrollar una tecnología para su fabricación por el tamaño tan pequeño de sus agujas y la fineza de sus hilos. Las más empleadas en la práctica microquirúrgica son los monofilamentos de nylon o polipropilene ( no absorbibles) y de Poliglactin 90 (absorbible). Rangos de calibre: 7-0 hasta el 12-0, primordialmente con agujas curvas atraumáticas.

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Características: - Las agujas están hechas de acero inoxidable con curvaturas de, ½ 3/8 y ¼. - Diámetros: 30 a 200 micras. - Puntas: cónicas, triangulares de corte reverso, tapercut o PTC y espatuladas. - Longitud del hilo: entre los 5 y 13 cm

Foto 6. Microsuturas Para la realización de las suturas arteriales y venosas se deben utilizar agujas con punta cónica o tapercut con cuerpo redondo.

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Medios de magnificación óptica Existen desde los más sencillos hasta los más sofisticados y así tenemos: - Lupa de disección - Gafa-lupa binocular - Microscopio operatorio Lupa de disección Es el más sencillo de los medios ópticos y suele utilizarse para realizar disecciones previas a las microsuturas, exploración de lesiones y curas. Consiste en una lente de gran tamaño montada en un marco unido a un brazo articulado o móvil, unido a su vez a una base. Las más sofisticadas pueden contar con luz fría (Fig 6). Existen modelos binoculares que se fijan a la cabeza del operador mediante una cinta rígida regulable (Fig.7). Desventajas: el aumento que ofrece es escaso.

Foto 7. Lupa de mesa Foto 8. Lupa binocular Gafa-lupa binocular Hay una extensa gama de prototipos, que van desde las más sencillas hasta las más sofisticadas. Fue diseñada por Clodius en 1974. Existen dos tipos: - Galileo: compuesta por lentes oculares y objetivos. Distancia de trabajo: 20 a 30 cm. Amplitud del campo visual de alrededor de 2 cm. Utiliza lentes que permiten rangos de aumentos entre 2x y 4x.

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Foto 9. Gafalupa binocular 2.3 x tipo Galileo -Panorámicas: intercalan un prisma entre los oculares y los objetivos ofreciendo una imagen más nítida y precisa. Campo visual: mucho más amplio y distancia de trabajo: 30 y 45 cm. Rango de aumentos entre 3x y 6x

Foto 10. Gafalupa panorámica. En general, las gafa-lupas no poseen iluminación propia aunque algunos modelos la han incorporado acoplada a la armadura de la misma. Poseen además un mecanismo para ajustar la distancia pupilar del operador. Usos: disección, sutura de algunos vasos de calibres no muy pequeños (2 mm), reparación de algunas secciones nerviosas o tendinosas, para realizar curas y como medio de magnificación para el ayudante.

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Desventajas: son caras. Hay que mantener la cabeza fija para no cambiar la distancia focal. Por resultar pesadas, ejercen presión en los puntos de apoyo (dorso de la nariz y región posterior de las orejas.) Ventajas: pueden llevarse consigo mismo a cualquier lugar y realizar las practicas microquirúrgicas.

Foto 11 . Posición correcta al usar las gafa-lupas. Obsérvese que los antebrazos deben estar apoyados sobre la mesa quirúrgica para evitar o disminuir el tremor. Microscopio operatorio Los primeros microscopios que se utilizaron fueron monoculares hasta que con el avance de la tecnología se desarrollaron los binoculares de cabezal simple. Actualmente se utilizan de doble cabeza (Diploscopios) o triple (Triploscopios), con o sin lente de coobservador. Estos últimos permiten el trabajo de dos o tres cirujanos simultáneamente. Características: - Iluminación coaxial fría (los más sofisticados) con una óptica de máxima precisión acoplada o independiente. - Sustentación en el techo, mesa, pared o suelo. - Enfoque manual, por pedal o por órdenes habladas (Katalavox). - Binoculares reclinables. - Soportes articulados.

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- Distancia de trabajo mayor de 16 mm. - Aumentos desde 6x a 40x - Algunos cuentan con sistema de registro audiovisual (cámara fotográfica, de cine,

video y televisión.) Resultan extraordinariamente caros y se requiere un entrenamiento previo y conocimiento de sus características y funcionamiento para trabajar. Deberán permanecer en un lugar fijo, evitar golpes y se protegerán del polvo cubriendo su parte óptica con paños.

Foto 12. Microcopio operatorio de mesa de cabezal simple con lente de coobservación.

Foto 13. Microscopio de doble cabezal (Diplosocopio) de sustentación al techo.

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Foto 14. Posición correcta al trabajar con el microscopio operatorio

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Ética y legislación sobre el uso de los animales de experimentación. El uso de animales en las investigaciones biomédicas actualmente se rige por una serie de normas o reglamentaciones de carácter ético y científico con el objetivo de lograr un buen uso de los mismos Durante varios siglos, debido al uso indiscriminado de animales que hizo el hombre por conocer los fenómenos fisiológicos, anatómicos, etc. del cuerpo humano (grupos viviseccionistas), y a la oposición de otros grupos reorganizados (grupos antiviviseccionistas) que le hicieron resistencia a los primeros, surge la ley que tiene vigencia hasta nuestros días, llamada:

Ley de las tres R REDUCIR (número de animales, adecuado diseño experimental )

REFINAR (técnicas quirúrgicas)

REEMPLAZAR (métodos alternativos: modelos de simulación, matemáticos, informáticos como los softwares, técnicas “ in vitro”, cultivos celulares,etc. )

Las leyes más antiguas que se conocen fueron emitidas por primera vez en Inglaterra en el año 1876 en un documento llamado “Cruelty to Animals Act”. Otros países se han unido a estas normas como los Estados Unidos, que en 1978 emite, a través de la “ Food and Drug Administration” (FDA), las “Good Laboratory Practice” que regulaba el uso de los animales de laboratorio. Con la creación y desarrollo de los Dptos., Laboratorios o Centros de Cirugía Experimental en infinidad de países durante años, se fueron organizando también diversas sociedades, asociaciones y grupos que con sus protestas, demandas y acciones provocativas se les conoció como: El terror de los laboratorios.

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Entre ellas tenemos:

- A.L. F. ( Animal Liberation Front)

- Sociedad protectora de animales y plantas

- Asociación para la defensa de los derechos del animal (A.D. D. A)

- Asociación Nacional para la Defensa de los animales (A.N.D.A.)

- Grupos ecologistas En el “Simposium Internacional sobre el animal de laboratorio al servicio del hombre” celebrado en Lyon, Francia 1978, se crearon unos principios que más tarde dieron origen a un código de ética internacional. Posteriormente a principio de 1985 el Consejo de Organizaciones Internacionales de las Ciencias Médicas (COICM) publicó los principios rectores internacionales que son el resultado de consultas con una gran representación de científicos y sociedades protectoras de animales. Los trabajos para la elaboración de estos principios comenzaron en 1982 y por supuesto lo primero que se hizo fue revisar los códigos, leyes, reglamentos y actividades iniciadas que existían hasta el momento. Estos principios básicos de ética en experimentación animal plantean: 1. El progreso de los conocimientos biológicos y perfeccionamiento de los

medios de protección de la salud y el bienestar del hombre y de los animales obliga a hacer experimentos con animales vivos intactos de especies muy diversas.

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2. Siempre que sea apropiado deberán utilizarse métodos como los basados en modelos matemáticos, simulación por computadora y sistemas biológicos in vitro.

3. Solo deberán emprenderse experimentos con animales tras ponderar

debidamente si redundan en beneficio de la salud humana o animal y del progreso del conocimiento biológico.

4. Los animales seleccionados para un experimento deben ser de la especie y

calidad adecuadas y no exceder del numero mínimo necesario para obtener resultados científicos validos.

5. Los investigadores y demás personal deberán tratar siempre a los animales

como seres sensibles y como imperativo ético prestar la debida atención y cuidado, evitándoles o minimizando en lo posible toda molestia intranquilidad o dolor.

6. Aunque habrá que mejorar los conocimientos sobre la percepción del dolor por

los animales, los investigadores deberán suponer que cualquier procedimiento susceptible de causar dolor al ser humano, también lo causara a otras especies de vertebrados.

7. Toda manipulación de un animal que pueda causarle mas que un dolor o una

molestia momentánea o mínima, deberá hacerse previa sedación analgesia o anestesia adecuada según las prácticas veterinarias aceptadas. No deberán realizarse intervenciones dolorosas, sean quirúrgicas o de otra naturaleza en animales paralizados con agentes químicos.

8. En caso de que haya que dejar en suspenso las disposiciones del articulo 7, la

decisión al respecto no deberá depender únicamente de los investigadores interesados, sino habrá de tomarla un organismo de revisión adecuadamente constituido, teniendo en cuenta lo dispuesto en los artículos 4,5 y 6. La suspensión del articulo 7 no deberá basarse jamas en razones de enseñanza o demostración.

9. Al final del experimento (o si procediera en el curso del mismo) se sacrificara

sin dolor a cualquier animal que de quedar vivo padecería de dolores graves o crónicos, trastornos, molestias o discapacidades irreversibles.

10. Habrá que mantener en las mejores condiciones de vida posible a los animales

que vayan a destinar a fines biomédicos. Normalmente el cuidado de los animales debe encomendarse a veterinarios expertos a la ciencia de los animales de laboratorio en cualquier caso, deberá disponerse de atención veterinaria siempre que se necesite.

11. El director de todo instituto o departamento que utilice animales deberá

cerciorarse de que los investigadores y el personal restante tengan las

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calificaciones o la experiencia necesaria para realizar experimentos con animales, deberán darse oportunidades de formación en el servicio enseñando a los interesados a atender adecuada y humanitariamente a los animales a su cargo.

Estos principios no aspiran a servir de alternativa a leyes, reglamentos o códigos ya existentes, sino simplemente, proporcionar un marco conceptual y ético, aceptado tanto por los científicos como por las sociedades protectoras de los animales para emitir cualquier regulación que cada país decida adoptar con relación al uso de los animales con fines científicos. Entre otras cosas se concertaron las siguientes definiciones. Definiciones acordadas por consenso Animal de experimentación: destinados a ser utilizados en experimentos con una raza o línea y que tiene definida una microflora y estado higiénico sanitario. Animal de cría: son aquellos especialmente criados para utilizarlos en experimentos por parte de establecimientos registrados. Bioterio: lugar o sitio que tiene las condiciones apropiadas para la producción de los animales de experimentación. El animal se entrega con una certificación de calidad. Vivario: local o área destinado al mantenimiento de los animales. No pueden estar atendidos por cualquier persona. Cuidador: persona con formación acreditada para el adecuado manejo de los animales en establecimientos de cría, suministro y usuarios. Experimentador: titulado de grado medio o superior que posea una formación especifica en protección y experimentación animal. Establecimiento de cría: cualquier instalación donde críen animales para utilizarlos en experimentación. Establecimiento suministrador: no siendo de cría, suministre animales.

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El animal de laboratorio Concepto General “Es el utilizado con fines científicos en la experimentación animal.” Concepto Restrictivo “El engendrado, criado y destinado para la experimentación animal con cualidades homogéneas” Especies más utilizadas:

Ratón ( Mus musculus) Rata ( Ratus novergicus )

Cobayo o Curiel ( Cavia porcellus ) Conejo ( Oryctolagus cuniculus ) - Hamster dorado ( Mesocricetus auratus) - Perro ( Canis familiaris ) - Gato ( Felis catus ) - Cerdo ( Suis domesticus ) - Oveja ( Ovis Aries) - Primates no humanos

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Etapas por la que transita el animal de laboratorio en la experimentación - Recepción, observación, cuarentena - Estabulación y mantenimiento - Preparación previa al experimento - Experimento agudo o crónico - Reanimación - Eutanasia (según la legislación) y Autopsia. - Destrucción de cadáveres. Especie animal idónea para el entrenamiento en Mirocirugía. De las especies de animales de laboratorio mencionadas arriba, la rata se ha considerado como la más idónea para la práctica de cualquier técnica microquirúrgica durante los entrenamientos y esto se debe a que su costo de obtención es reducido, es muy prolífica con períodos de gestación cortos (21 días), de fácil manejo, estabulación y mantenimiento en cautiverio y llegan a la adultez en corto tiempo. Además su sistema vascular es muy adecuado para la práctica de las diferentes técnicas y métodos vasculares. Son resistentes a la agresión. Las líneas más utilizadas para este fin son las albinas Wistar y Sprague-Dawley Algunas características anatómicas de la rata Los machos suelen pesar más que las hembras. Las hembras adultas maduras pueden llegar a pesar 300 g mientras que los machos pueden exceder los 400 g. El estómago está dividido en dos porciones: el proventrículo o porción ruminal donde no existen glándulas de secreción, y la porción secretora o estómago verdadero, ambas divididas por un esfínter. Carecen de vesícula biliar y apéndice. El páncreas es difuso y arbóreo y se extiende por todo el meso gastroduodenal y el ligamento gastroesplénico. El macho posee grandes testículos que pueden retraerse hacia el interior del abdomen en dependencia de la temperatura ambiental a través de los canales inguinales que permanecen abiertos. Las vesículas seminales son grandes, a tal punto que emergen visiblemente a ambos lados de la vejiga dentro del abdomen. El útero, en la hembra, está formado por dos cuernos en cuyos extremos proximales se encuentran los ovarios y cada uno se abre en el cérvix. A las glándulas suprarrenales se les denomina adrenales en las ratas, porque no están ubicadas en el polo superior de los riñones y suelen ser aproximadamente del tamaño de una lenteja. Poseen dos venas cavas superiores, derecha e izquierda.

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Foto 15. Algunas estructuras anatómicas del abdomen

Foto 16. Vasos centrales y colaterales y su relación con otras estructuras del abdomen

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Esquema del sistema circulatorio general de la rata

Manejo Las ratas son animales dóciles y para trasladarlas de jaula o pesarlas, se toman por su cola pero no debemos agarrarla por el extremo de la misma porque por su propio peso y los movimientos que puede hacer al sentirse colgada, puede producir la ruptura de la piel y quedar las últimas vértebras expuestas. Tampoco debemos asirla pegada a la base de la cola pues puede girarse y agarrarse a nuestra mano pudiendo llegar a modernos. Por lo tanto, recomendamos sea tomada por la parte media de la cola. Para inmovilizarlas, por ejemplo cuando vamos anestesiarlas, es recomendable usar un guante resistente. Para ello, con la mano izquierda la tomamos por la cola y dejamos que apoyen las patas delanteras sobre una mesa, y con el guante en la mano derecha colocamos los dedos pulgar e índice por detrás de las patas

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delanteras sobre el tórax, presionando algo hacia abajo sobre la mesa que nos permita la maniobra.

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Administración de fármacos al animal de experimentación La administración de productos al animal de experimentación se puede realizar por diferentes vias y las mismas pueden variar en relación de la especie animal. Las principales son: Parenterales: intradérmica, subcutánea, intramuscular, intravenosa e intraarterial. Intracavitarias: intraperitoneal, intracardíaca Entéricas: a través del aparato digestivo. Vía inhalatoria: a través del aparato respiratorio ( Ej. Vapores anestésicos) Vías más utilizadas en las distintas especies: Ratón ------- intraperitoneal, intramuscular, inhalatoria Rata Curiel-------- intraperitoneal, intramuscular, inhalatoria, endovenosa (vena dorsal del pene (macho) y venas laterales de la cola) Conejo------ intramuscular, endovenosa( vena marginal de la oreja) e Inhalatoria. Perro ------- intramuscular, inhalatoria, intraperitoneal, endovenosa (venas cefálica, safena, yugular externa y sublingual. Cerdo-------- Intramuscular Inhalatoria Endovenosa: vena auricular de la oreja y venas abdominales superficiales (si el animal es de capa blanca) Oveja -------- intramuscular y endovenosa (venas yugulares) Mono-------- Intramuscular y endovenosa ( vena cefálica)

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Anestesia de los animales de experimentación La actual legislación sobre el uso de animales de laboratorio, exige que la experimentación animal debe realizarse sin causar dolor. Anestesia: es el estado de depresión del sistema nervioso en el que queda inhibido total o parcialmente la conciencia, el dolor y la actividad motora. Objetivo: - Realizar experimentos con ausencia de dolor evitando el sufrimiento del animal. - Mantener al animal quieto o inmóvil que permita su fácil manejo. Hay que tener en cuenta que la anestesia: - Puede alterar los resultados de la investigación. - Puede interferir la farmacocinética. Tener en cuenta también que: Cuando se deprimen los centros respiratorios se hace necesario el uso de la ventilación asistida mediante máquinas denominadas ventiladores anestésicos o respiradores mecánicos y conlleva al uso de mascarillas (rata y conejo) o la intubación endotraqueal ( perro, cerdo.) TIPOS DE ANESTESIA - Local - Regional - General Los fármacos anestésicos se pueden aplicar de diferentes formas y vías de administración. - Vía inhalatoria - Vía parenteral - Combinada o balanceada (mezcla de los primeros)

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Fármacos anestésicos inhalatorios: Cloroformo (en desuso) Eter etílico Halotano, etc. Parenterales: - Barbitúricos---- Acción ultracorta Ej. Tiopental sódico Acción corta Ej. Pentobarbital sódico. - Clorhidrato de Ketamina - Uretano, Hidrato de Cloral, Thalamonal, etc.

Foto 17. Pesaje de la rata Foto 18. Anestesia intraperitoneal en la rata Existen otros fármacos complementarios en anestesia como: Atropina: disminuir secreciones y prevenir el laringoespasmo. Diazepam: como tranquilizante antes de la inducción anestésica. Analgésicos: disminuir o calmar el dolor. Ej. : Buprenorfina.

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Dosis anestésicas en las diferentes especies Ratón---------- Ketamina + 150 mg/Kg Diazepam + 5 mg/ Kg Atropina 0.05 mg/Kg ( I.P.) Rata----------Pentobarbital sódico 50mg / Kg ( hembras) ( I.P) 60mg / Kg ( machos) Ketamina + 75 mg/Kg Diazepam + 5mg / Kg Atropina 0.05 m g/Kg (I.P ó IM) Hámster ------ Pentobarbital 40-45 mg / Kg (I.P ) Curiel sódico Ketamina + 70-100mg / Kg Diazepam + 5 mg / Kg Atropina 0.05 mg/Kg ( I. P ) Conejo -------- Ketamina (I.M) 50 mg / Kg Pentobarbital 30-45 mg / Kg Sódico (I.P., I.V. ) Conejo ------- Tiopental 30 mg / Kg Sódico ( I. P, I.V.) Perro ---------- Pentobarbital 25- 30 mg / Kg Sódico( I. V)

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Thiopental 10- 20 mg / Kg Sódico ( I. V) Cerdo --------- Ketamina + 5-10 mg / Kg – inmovilizar Xilacina 0,5- 1mg / kg ( I.M) Halotane ,Forane 3% vaporizado en O2 ( Mantenimiento ) 1-2 % vaporizado en O2 Oveja------- Pentobarbital sódico 30 mg/Kg ( I. V.) Ketamina + 4 mg/Kg Diazepam 1 mg/Kg ( I.V.) Mono----------- Pentobarbital sódico 5-15 mg/Kg ( I.V.) Ketamina + 15 mg/Kg Diazepam 1 mg/Kg (I.M.)

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Inicio de las prácticas y adquisición de habilidades Antes de comenzar las prácticas en tejidos vivos sobre el animal de laboratorio debemos adaptarnos al medio de magnificación que utilizaremos, sea esta la gafa-lupa o el microscopio operatorio. Estas prácticas la realizaremos sobre un simulador de látex, utilizando un pedazo de guante quirúrgico desechado, sobre el que comenzaremos a practicar los puntos y nudos con el uso del instrumental de microcirugía. Se comienza primeramente empleando un hilo No. 6-0 y posteriormente aumentaremos el grado de dificultad disminuyendo el calibre a 8-0 hasta llegar al 10-0.

Foto 19. Practicas en el simulador Foto 20. Vista al microcopio de los puntos

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Técnica de la anastomosis intestinal termino-terminal

( Inicio de las habilidades sobre los tejidos vivos) Una vez anestesiado el animal, previo rasurado de la región del abdomen, se coloca en la tabla operatoria, fijándolo por sus cuatro extremidades con ligas o gomas elásticas. Se práctica una laparotomía media longitudinal y después de colocar un separador autoestático abdominal, seleccionemos un asa delgada intestinal que se aislará del campo colocando gasas húmedas. A continuación abrimos una brecha, bien con bisturí o tijera, en el mesenterio y seccionamos realizando un corte perpendicular en el intestino, ligando los cabos de los vasos que corren paralelos a éste en caso de sangramiento. Una vez hecho esto, se percatará que la mucosa de ambos cabos intestinales se ha evertido, lo cual tendrá en cuenta a la hora de dar los puntos. Seguidamente daremos dos puntos de anclaje o guías, uno en el borde mesentérico y otro en el antimesentérico que nos facilitará la sutura de la cara anterior y posterior formadas.

Foto 21. Puntos de anclaje o guías colocados. A continuación comenzamos la sutura por la cara anterior empleando la técnica de Lembert a puntos discontinuos (sutura invaginante) que irá invirtiendo la mucosa intestinal. El hilo que utilizaremos será un 7-0 ó 8-0 monofilamento incluyendo con la aguja la capa submucosa para obtener seguridad con cada punto. No importa si se ha penetrado la luz del asa intestinal incluso será prudente suponer que ha ocurrido.

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Los nudos no deben apretarse mucho pues podrían rasgar longitudinalmente las capas del intestino y dañarlo, así mismo debemos procurar no agarrar mucho con la pinza los cabos, pues en ocasiones conseguimos macerar todo el borde, dificultando la sutura y fracasando por ultimo en el intento anastomótico. Una vez concluida la cara anterior, giramos los puntos de anclaje y actuamos de la misma manera en la cara posterior. En estas maniobras hay que evitar la tracción de los cabos intestinales, que pueden lacerar el mesenterio y hasta desgarrar los vasos principales que los irriga con la consecuente hemorragia. Este ejercicio, donde podemos aplicar los principios de la sutura vascular, se puede repetir de nuevo en otro segmento intestinal de otro animal si se quiere depurar la técnica y ganar en destreza antes de acometer las técnicas microquirúrgicas propiamente dichas.

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Abordaje y disección de los vasos sanguíneos en la rata Grandes vasos ( arteria aorta y vena cava) 1. Recumbencia dorsal (decúbito supino) 2. Laparotomía media longitudinal ( desde el xifoide hasta la sínfisis pubiana) 3. Desplazar vísceras hacia la derecha y cubrir con gasa húmeda en solución salina 4. Disección del retroperitoneo ( con pinzas y/o bastoncillos de algodón) 5. Iniciar la disección inmediatamente por debajo de los vasos renales izquierdos. 6. Tomar la adventicia de la aorta para la disecciónç, nunca sus paredes. 7. Con la vena cava se procederá de igual forma pero tomándola por el tejido que la rodea . 8. En ambos casos ligar o coagular los vasos colaterales.

Foto 22. Laparotomía media Foto 23. Disección del retroperitoneo xifopubiana. con las pinzas microquirúrgicas.

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Foto 24. Arteria aorta disecada Vasos renales 1. Recumbencia dorsal 2. Laparotomía media longitudinal 3. Desplazar vísceras hacia la derecha y cubrir con gasa húmeda 4. Escoger riñón izquierdo ( más bajo que el derecho y pedículos más largos) 5. La arteria renal puede encontrarse por encima de la vena o por detrás y tener en cuenta que la arteria se bifurca o se trifurca en su entrada al hilio. 6. Ligar los vasos colaterales (adrenales y gonadales)

Foto 25. Arteria renal izquierda disecada.

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Arterias carótidas 1. Recumbencia dorsal 2. Hiperextensión del cuello (colocar torunda de gasa debajo del cuello) 3. Incisión longitudinal media (desde el submentón al manguillo esternal). 4. Por disección roma rechazar las glándulas submaxilares. 5. Exposición de las estructuras anatómicas del cuello formada por los músculos esternomastoideos y el músculo esternohioideo. 6. Abrir longitudinalmente, en la región central, el músculo esternohioideo y colocar separador. De esta forma se accede a ambos paquetes vásculonerviosos (carótida, nervio vago y yugular interna.) No aconsejable el uso de anestésico local (probabilidad de paro cardiorespiratorio)

Foto 26. Incisión en la línea media del Foto 27. Ambas arterias carótidas comunes cuello y separación de las glándulas disecadas. submandibulares.

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Vasos femorales 1. Recumbencia dorsal 2. Incisión perpendicular al ligamento inguinal y longitudinal a la cara interna del muslo ( evitar dañar vasos epigástricos superficiales) 3. Acceder al paquete vasculonervioso rechazando la musculatura abdominal a partir del ligamento inguinal. 4. Disección de las estructuras del paquete (vena, arteria y nervio)

Foto 28. Incisión para el abordaje de los Foto 29. Arteria y venas femorales vasos femorales. aisladas.

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Recuento anatómico de los vasos sanguíneos. Métodos de suturas. Anastomosis microvasculares : termino-terminal, termino-lateral y latero-lateral. Recuento anatómico de los vasos sanguíneos Los vasos sanguíneos están formados por tres túnicas o capas: Capa interna o íntima ( revestimiento endotelial) Capa o túnica media ( formada por células musculares lisas elásticas) Capa externa o adventicia ( tejido conectivo laxo que contiene los vasa vasorum Las paredes de las arterias son más gruesas que las venas por la presión que tienen que soportar, en cambio el diámetro de estas ultimas es mayor porque transportan mayor volumen de sangre.

Esquema de las diferencias entre una arteria y una vena Métodos de sutura vascular Cualquiera de los métodos siguientes persigue el mismo fin que consiste en restablecer la continuidad del vaso una vez seccionado. - Sutura mecánica - Utilizando endoprótesis - Mediante adhesivos tisulares - Con láser - Microsutura con hilos

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Sutura mecánica Los rusos fueron los que elaboraron el método mecánico de unión de los vasos, construyendo un equipo para este fin que utiliza grapas de tantalio o acero inoxidable. Nakayama ideó un instrumento algo más sencillo utilizando anillos que quedan fijos en los extremos del vaso. Más tarde, aparecieron equipos deshechables producidos por la ETHICON. Lambert y col.. (1998) reportan el uso de un microclip de titanio en vasos de menos de 2 mm de diámetro y que no penetra en la íntima.

Foto 30 Equipo de sutura mecánica Foto 31 Esquema de la manera en que se vascular ruso. grapan los cabos terminales del vaso.

Foto 32. Esquema del vaso grapado con Foto 33. Suturador de Nakayama el equipo mecánico

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Endoprótesis Se utiliza en experiencias agudas. Consiste en introducir un pequeño catéter siliconizado preferiblemente por dentro de ambos cabos, fijando el mismo mediante ligaduras. Desventajas: se reduce la luz del vaso y finalmente aparece trombosis

Esquema de la colocación de un catéter dentro de

dos cabos terminales de un vaso sanguíneo.

Adhesivos tisulares Existen diferentes adhesivos: Naturaleza biológica ( Ej. Pegamento de fibrina) Biomateriales sintéticos ( cianocrilatos) En ambos casos debe colocarse primero dos o tres puntos. Los resultados no son satisfactorios aunque recientemente se plantea que con ellos existe menor daño en la línea de sutura y menor respuesta inflamatoria.

Foto 34. 2n-butil- cianocrilato (Vetacryl), de Foto 35. Anastomosis de un vaso en el producción nacional para uso veterinario. que se empleo cianocrilato como adhesivo quirúrgico.

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Láser Los láseres más utilizados en cirugía son: Neodimiun- Yag, Argón y CO2 ( menos costoso.) Hay que aproximar con puntos equidistantes los cabos vasculares.

Foto 36. Equipo Láser de Argón Complicaciones: aparición de trombosis, aneurismas, retracciones e histopatológicamente, desnaturalización proteica y del colágeno.

Foto 37. Vaso lesionado con el Foto 38. Formación de aneurisma empleo de láser Microsuturas con hilos y agujas Es el más extendido de los procedimientos anastomóticos. Consiste en unir las bocas de los vasos con hilos enhebrados en agujas microquirúrgicas, seguido del anudado. Formas: - sutura discontinua (entrecortada) o a puntos separados - sutura continua o surjet Nota: se empleará la sutura discontinua en la circunferencia total, o al menos en la semicircunferencia, en aquellos vasos que se encuentran en franco crecimiento (niños o animales muy jóvenes) para no crear una estenosis a largo plazo

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Tipos de anastomosis: Termino-terminal, termino-lateral y latero-lateral Anastomosis termino-terminal Sutura que consiste en unir dos extremos de un vaso seccionado. Técnica en arterias 1. Disección del vaso en una longitud que permita la colocación de los clamps

vasculares. 2. Ligadura o electrocoagulaciónd de los vasos colaterales ( ni cerca ni lejos del

nacimiento de las mismas) y colocación de los clamps vasculares.

Foto 39. Aproximador de Acland colocado en la arteria aorta. 3. Sección nítida con la tijera microquirúrgica. 4. Irrigación de ambos cabos, con una solución de suero fisiológico heparinizada

para eliminar restos de sangre o coágulos. 5. Adventicectomía( se retirará sólo el espacio necesario para permitir dar los puntos)

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Fig. 2 En (A): no se ha retirado la adventicia y lo que puede suceder dentro de la luz del vaso. En (B): propósito de la adventicectomía. 6. Dilatación de los extremos vasculares con una pinza y colocación de un fragmento de látex de color azul o amarillo que nos sirva de contraste para resaltar las estructuras mientras suturas las caras. 7. Microsutura:

I. Triangulación de Carrel (divide la circunferencia en tres arcos.) II. Biangulación excéntrica de Cobbet ( puntos de aproximación o anclaje

situados a 120º III. Biangulación a 180º.

.

Foto 40. Alexis Carrel. Premio Nobel en 1912 por postular los principios básicos de la sutura vascular

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La distancia para perforar con la aguja la arteria es igual al grosor de su pared. Se anudan los puntos realizando el punto rectangular o el “doble lazo inicial”, más dos o tres nudos rectangulares para evitar el deslizamiento del hilo(al anudar cambiar la dirección del anudado) Entre los puntos de anclaje se darán alrededor de 2 ó 3 puntos en la cara anterior. 8. Voltear los clamps vasculares y los puntos de anclaje, para iniciar la cara posterior. Se irrigan las bocas anastomóticas con la solución heparinizada y se colocan 2 ó 3 puntos restantes. 9. Se voltean los clamps a su posición inicial, y con el fin de extraer el aire contenido en el tramo del vaso clampado, se abre un instante el clamp proximal. A continuación se retira primero el clamp distal y por último el proximal. Si quedan puntos sangrantes, hacer presión. Si persiste el sangramiento dar punto(s) adicional(es). Se plantea que por cada punto adicional que demos, aumenta probabilidad de trombosis.

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Si utilizamos sutura continua, al colocar el último punto de anclaje, iniciamos las puntadas de la cara anterior y al alcanzar el siguiente anclaje, anudamos con ese y volteamos los clamps para continuar la sutura de la cara posterior cuidando siempre de no mantener excesiva tensión para no provocar una estenosis.

Foto 41. Sutura termino-terminal de aorta concluida. Técnica en venas 1. Disección del vaso en una longitud que permita la colocación de los clamps vasculares(esta maniobra se hará tomando siempre el tejido circundante y nunca las paredes)

Foto 42. Vena cava abdominal disecada

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2. Se ligarán o electrocoagularán las venas colaterales y colocación de clamps. 3. Sección con la microtijera realizando un corte nítido y se limpian los bordes

retirando la adventicia Como las bocas anastomóticas se colapsan por su delgadez, se recomienda inundar el campo con solución salina fisiológica (técnica de la microsutura por inmersión) para que se llenen y permanezcan abiertas. 4. Se limpian las bocas anastomóticas de restos de sangre o coágulos. 5. Microsutura: se siguen los mismos pasos de la sutura arterial, recomendando el método de la biangulación excéntrica de Cobett

Foto 43. Puntos de anclaje o guías colocados en la vena La distancia del borde que deberá atravesar la aguja, será el doble del grosor de la pared. La sutura venosa debe realizarse sin tensión entre los extremos del vaso que eviten el colapso y la provocación de desgarros de las paredes.

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Fig. 3. Manera en que queda la pared posterior de la vena al dar los puntos de anclaje según el método de Cobett (1200). Además se muestran dos formas de repartir los puntos en la cara anterior

Foto 44. Vena cava completamente suturada

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En general, tanto para la realización de la sutura arterial y venosa y utilizando como medio de magnificación el microscopio, se recomienda pasar a un aumento superior para visualizar claramente el borde para dar el punto, y regresar a un aumento inferior para facilitar la maniobra de anudado. Tener en cuenta también la elección de los clamps y el hilo de sutura según el calibre del vaso (Bucnke y col. Demostraron que una presión de clampado superior de 30 mg/mm2 producía necrosis de la túnica media y dilatación con alteración del flujo sanguíneo. Después de 30 minutos, comienza a lesionarse la íntima o endotelio y pasada la hora, hay pérdida de la íntima vascular. Cuando existe diferencia de calibres entre los vasos, se pueden utilizar varias formas de anastomosar los mismos de manera termino-terminal como se muestra en las Fig.

Fig. 4. Algunas formas de anastomosis termino-terminal en vasos con diferentes calibres.

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Fig. 5. Otras técnicas de adaptar las bocas anastomóticas a vasos de mayor calibre

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Anastomosis termino-lateral ( Ej.: Anastomosis porto-cava) Consiste en anastomosar el extremo de un vaso a un orificio o sección longitudinal, practicada en la cara lateral de otro vaso. Se suele utilizar cuando hay diferencia de calibre entre los extremos anastomosar en las que no se puede aplicar otra técnica

Fig. 6. Anastomosis termino-lateral Técnica 1. Se colocan dos clamps simples o uno autoestático en el vaso que se anastomosará lateralmente y otro clamp en el cabo terminal del otro vaso. 2. Se realiza incisión u orificio, de longitud semejante a la boca anastomótica del cabo terminal, entre los dos clamps (utilizar microbisturí de punta fina .) 3. Se irrigan con solución salina fisiológica heparinizada, el interior de las bocas

anastomóticas. Se empleará la técnica de la Sutura intraluminal para la realización de la sutura de los bordes posteriores y finalmente se concluye la cara anterior.

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Foto 45. Anastomosis termino-lateral entre la vena cava y la vena porta (Fístula porto-cava) Anastomosis latero-lateral (Ej.:Anastomosis aorto-cava) Se emplea para la realización de las llamadas fístulas vasculares Ej. Fístula arteriovenosa. 1. Ambos vasos deben ser clampados, proximal y distalmente. 2. Se realiza en cada uno de sus caras laterales una incisión de igual longitud. 3. Irrigación de las bocas anastomóticas con Sol. Heparinizada. 4. Empleo de la sutura intraluminal para los bordes posteriores concluyendo finalmente la sutura de los bordes anteriores.

Foto 46. Anastomosi latero-lateral (Fístula arteriovenosa aoto-cava)

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Pruebas de permeabilidad - Visualización a través del medio de magnificación que estemos empleando ( puede revelar poco flujo sanguíneo.) - Toma del pulso (solo para el caso de las arterias)Ambas son eficaces en un

momento pero no definitivas. - Test de permeabilidad o prueba del flujo ( es el que se utiliza en la práctica.) Consiste: clampar con una pinza el vaso proximal a la sutura. Con otra pinza se clampa contigua a la primera y se desliza suavemente ésta última, tratando de vaciar el contenido de sangre en un trayecto de 1 cm para clampar distalmente en este lugar. A continuación se abre la pinza proximal comprobándose el llenado de sangre del segmento vaciado. - Fluximetría (utiliza sensores de calibres diferentes) - Angiografía (requiere de equipos de Rayos X, radiografías, contraste, etc). - Sistema Doppler ( permite curvas de velocimetría sanguínea)

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Abordaje del nervio ciático en la rata 1. Recumbencia dorsal con la extremidad que se va a trabajar por encima de la otra.

(si se va a realizar injerto nervioso posición de recumbencia ventral.) 2. Incisión desde la cresta ilíaca hasta la articulación de la rodilla. Se separa la piel y

se observa el rafe aponeurótico de los músculos bíceps femoral y semitendinoso. Por debajo de este rafe, a 0,5 cm de este y por disección roma con una pinza mosquito, abordamos el tronco del nervio ciático.

Foto. 47. Incisión para el abordaje del nervio Foto.48 Apertura de las fibras musculares con la pinza mosquito para abordar el nervio ciático.

El nervio ciático de la rata esta formado por dos o tres fascículos y se bifurca en su trayecto en dos ramas, la tibial y la peroneal.

Sutura de nervios perifericos Recuento anatómico Los nervios periféricos están formados por muchas fibras unidas por tejido conectivo. En la mayor parte de los nervios hay fibras sensitivas y motoras que no pueden distinguirse estructuralmente. El tejido conectivo que rodea un nervio se denomina Epineuro. En su interior se encuentran haces o fascículos de fibras nerviosas, cada uno rodeado de una vaina

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de tejido conectivo más delgada llamada Perineuro. A través del mesoneuro ( tejido el tejido que corre próximo al nervio) se encuentran los vasos sanguíneos denominados vasa nervorum.

Esquema de la estructura de un nervio periférico Clasificación de los nervios Según la cantidad de fascículos contenidos en ellos: -Monofasciculares ( un solo fascículo) -Oligofasciculares (dos a tres fascículos) -Polifasciculares (más de tres fascículos) sin agrupar. -Polifasciculares agrupado

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Clasificación según el grado de lesión de los nervios (Sutherland, 1999) Grado I: Neuropraxia: desmielinización con ausencia de degeneración walleriana e integridad del axón. Es reversible. Grado II: Axonotmesis: existe interrupción de los axones y degeneración walleriana distal quedando intactas las envolturas fasciculares . Generalmente se produce por elongación. Grado III: Axonotmesis + ruptura endoneural Grado IV: Pérdida de la continuidad del nervio pero no completa. Grado V: Neurotmesis: pérdida completa de la continuidad del nervio (Sección por trauma) Cuando hay sección, la porción distal degenera completamente así como las células de Schwann que rodean la fibras, reabsorbiéndose el cabo. El cabo proximal comienza a regenerar y crecer (3 mm por día). Si ambos cabos no se encuentran, los axones emiten infinidad de brotes, dando como resultado la formación del neuroma.

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Técnicas de neurosíntesis - Tubulización nerviosa: consiste en interponer entre ambos cabos terminales del nervio, un tubo siliconizado para guiar el crecimiento y facilitar la unión. La separación entre ambos cabos no debe ser mayor de 1 cm (10 mm). Se ha hecho de manera exprimental. Se plantea que con esta técnica no se facilita la regeneración de los fascículos en nervios mixtos (sensitivos y motores), hay reacción a cuerpo extraño y puede haber compresión.

Foto 49. Sección del nervio ciático Foto 50. Tubo de silicona colocado entre

los dos cabos del nervio.

Foto 51. Obsérvese el crecimiento del nervio. El tubo ha sido seccionado longitudinalmente.

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- Láser : se han utilizado los de CO2 y Argón. También hay que dar puntos de aproximación en los cabos terminales previamente a su uso. No ha habido buenos resultados - Uso de adhesivos tisulares: biológicos ( los compuestos por fibrina) y sintéticos: (cianocrilatos Ej: Histoacryl, Tisuacryl, etc) - Por criogenia: técnica propuesta por Medinaceli que consiste en la congelación del nervio para facilitar la sección del mismo evitando así la llamada “espaguetización” o el prolapso de los fascículos a través del endoneuro. - Microsuturas con hilos y agujas Es la que usualmente se utiliza y fue desarrollada por Smith en 1964. Son cuatro los métodos que se emplean: sutura epineural, interfascicular, perineural o fascicular y epi-perineural. Sutura epineural: es recomendable utilizarla en nervios monofasciculares. Se darán dos puntos de anclaje en el epineuro de cada extremo a 180º y se continua dando puntos. No apretar los nudos para no producir herniación. Si esta ocurriera, se introduce el tejido con una pinza o se secciona con la microtijera. No se debe exceder en la cantidad de puntos para no producir una fibrosis. Desventajas de la sutura epineural I- Fascículos separados II- Fascículos deslizados III- Fascículos doblados IV- Fascículos superpuestos V- Haz de fibras nerviosas que emerge del epineuro ( da lugar a neuroma)

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I II III IV

V Sutura interfascicular: recomendable en nervios polifasciculares (identificando grupos de fascículos por tamaño y situación.) Los puntos se colocan entre los fascículos. La identificación de los fascículos se realiza tiñendo con Azul de metileno los cabos nerviosos,lavando posteriormente con Sol. Salina fisiológica. Sutura perineural o fascicular: Coaptación de los fascículos individuales. Es fácil en nervios monofasciculares y oligofasciculares. Desventaja: al disecar los fascículos se produce espaguetización y falta de vascularización. En nervios polifasciculares se corre el riesgo de no afrontar el fascículo o grupo de fascículos con su correspondiente. Y si suturamos un fascículo motor con uno sensitivo, el resultado será la pérdida de las fibras motoras. Sutura epi-perineural: es la técnica de elección por muchos autores por la buena coaptación fascicular que ofrece. La aguja en este caso atravesará el epineuro y perineuro. El número de puntos será reducido para disminuir la reacción a cuerpo extraño.

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Foto 52. Sección del nervio ciático Foto 53. Nervio suturado Injertos nerviosos Se utilizan cuando no es posible realizar una neurorrafia sin tensión. Más de 6 cm de pérdida está indicado el injerto, según autores, aunque si existe tensión entre los cabos con una distancia menor ( 3 cm), también se indica. Desventajas: Desvascularización del fragmento del nervio y desorientación topográfica de los fascículos. Tipos de injertos - Tronculares: se recomienda el injerto pediculado. Inconveniente: obtención del

fragmento troncular semejante al receptor. - Tipo “cable”: consiste en unir varios nervios delgados cutáneos hasta alcanzar

el diámetro del nervio troncular. - Sectoriales: se utilizan en nervios polifasciculares correspondiendo los sectores

fasciculares del mismo con los terminales del tronco nervioso.

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- Fasciculares: se emplean para reparar defectos entre fascículos individuales. Requiere una manipulación quirúrgica considerable (selección y disección de fascículos de igual diámetro)

- Interfasciculares: se utilizan generalmente en nervios polifasciculares. Por

disección interfascicular se exponen los grupos fasciculares que se corresponderán entre sí.

Láser de baja potencia y regeneración nerviosa Láser: Light Amplification by Stimulated Emission of Radiation (Amplificación luminosa por emisión estimulada de radiación) Es un rayo de luz monocromática, coherente, unidireccional y de alta concentración fotónica que interactúa de distinta manera con los tejidos. Los láseres terapéuticos, o de baja potencia se utilizan en diversas especialidades bien como único tratamiento o combinado con otras terapias físicas o farmacológicas. Se considera de baja potencia los láseres de Helio-Neón ( He-Ne) Efectos terapéuticos descritos: - analgésico - antiinflamatorio - bioestimulante y regenerativo ( observado en diferentes tejidos, entre ellos el

nervioso) Efectos primarios ( inducen finalmente los efectos terapéuticos) - Bioquímicos: Proliferación celular, aumento de las beta – endorfinas, incremento

en la síntesis del ATP mitocondrial, normalización en los niveles de fibrinógeno, etc.

- Bioeléctricos: Variaciones en los potenciales de membrana ( intercambio iónico e incremento del ATP, necesarios para la transmisión) Efectos indirectos: Se desarrollarán no solo a nivel local sino de forma sistémica en zonas más alejadas. Entre estas tenemos: - estímulo de la microcirculación: efecto vasodilatador local conparticipación en el

efecto antiinflamatorio. - efectos sobre el trofismo local: activa todos los procesos de regeneración de

las fibras nerviosas y la neoformación de vasos a partir de los ya existentes.

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Otros efectos indirectos constatados son: - estimulación de la actividad neural - aumento en los potenciales de acción nerviosa El efecto de la regeneración nerviosa fue demostrado por Rochkind y col. sobre el nervio ciático de diferentes animales. Se logró aumentar la capacidad regenerativa y la conducción nerviosa después de producir daño o sección y anastomosis del nervio irradiando la zona afectada con láser de He-Ne con densidades de potencia entre 20 – 80 mW/ mm2 de forma transcutánea, durante 10 sesiones. En nuestro Centro se ha empleado de forma experimental y con tan buenos resultados como el señalado en la literatura, durante el transoperatorio directamente sobre la línea de la microsutura, una vez concluida la anastomosis nerviosa, empleando una potencia de 2 mW durante 5 minutos.

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Colgajo libre de piel vascularizado Definición: es un injerto de un segmento formado por piel, tejido celular subcutáneo y músculo, con su pedículo vascular, de una zona determinada que se traslada hacia otra, realizando las anastomosis vasculares. Usos: para cubrir extensas pérdidas de piel por traumatismo, quemaduras, reconstrucciones y necrosis. Los colgajos se van a dividir en: - Cutáneos - Miocutáneos - Musculares Técnica en la rata 1. Rata en decúbito supino. 2. Resección cuidadosa de la piel (de forma cuadrangular o redondeada de

aproximadamente 3 x 3 cm) en la región inferior derecha del abdomen, superponiéndose al ligamento inguinal proximalmente y abarcando la porción media del muslo.

Foto 54. Resección de una porción de piel de la región inguinal

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3. Levantar cuidadosamente el segmento de piel, visualizando los vasos femorales y los

epigástricos superficiales. 4. Los vasos femorales se ligan distalmente a la vena y arteria epigástricos y se

secciona proximalmente a estos lo más posible que se pueda para tener suficiente longitud de los vasos femorales para realizar la anastomosis.

Foto 55. Colgajo de piel. Observese que se han ligado distalmente los vasos femorales y se mantiene la unión de los epigástricos superficiales a los cabos proximales femorales. 5. Se lava el injerto a través de la arteria femoral con solución salina fisiológica y se

introduce en un recipiente con suero frío

Foto 56. Colgajo de piel mostrando el pedículo vascular formado por los vasos epigástrico superficiales unidos a los femorales para tener mayor calibre.

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6. En ese mismo animal o en otro, se realiza una incisión en la línea media del

cuello desde el submentón hasta la manguillo esternal, y se disecan la arteria carótida y la vena yugular externa de uno u otro lado (izquierda o derecha) según convenga.

7. Se realiza la anastomosis termino-terminal o termino-lateral, según convenga, entre

la arteria femoral del colgajo y el extremo distal o lateral de la carótida, ligando el cabo proximal de ésta última.

8. A continuación se realiza la anastomosis termino-terminal o termino-lateral de las

venas yugular externa y femoral, previa ligadura del cabo proximal de la vena yugular.

Foto 57. Arteria carótida común y vena Foto 58. Anastomosis termino-lateral yugular externa disecadas. realizadas . 9. Restablecida la revascularización, se procede a la sutura del segmento de piel, resecan do una zona semejante de piel en la región del cuello.

Foto 59. Después de retirados los clamps Foto 60. Colgajo de piel suturado en la zona vasculares receptora.

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Esquema de la obtención del colgajo de piel en la rata

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Esquema de la obtención del colgajo utilizando los cabos proximales de los vasos femorales.

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Referencias consultadas

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2. Markowitz J, Archibald J, Downie HG. Cirugia experimental y fisiología quirúrgica. Editorial Interamericana, SA. Quinta Edición. México.1967. pp. 7-16

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6. Vaquero Puerta C, González Perea J. Rodríguez Toves LA, Diago MA, Terrier A. Manual de microcirugía experimental en la rata. Editorial Angelma. Valladolid. 1988. pp.

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