Lamina Propuesta 2-1

para el diagnóstico microscópicode Parásitos Intestinales y Tisulares

en Honduras

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Agradecimiento:

– Se agradece las gestiones realizadas, revisión y comentarios aportados para la realización de los Medios Auxiliares por la Dra. María Luisa Matute, Jefe del Departamento de Laboratorio Nacional de Vigilancia de la Salud, Secretaría de Salud.

– Al Departamento de Laboratorio de la Secretaría de Salud y a la Red Nacional de Laboratorios por proporcionar muestras a analizar.

– A los Microbiólogos del Laboratorio Nacional de Malaria Dr. Engels Banegas y Jessica Henríquez por su valiosa colaboración la logística y administración del proyecto.

– Al Laboratorio del Centro de Salud Alonso Suazo en especial a la Jefe del mismo, Dra. Mitzi Castro y los técnicos que colaboraron con la proporción de muestras, uso de sus instalaciones y sus valiosas aportaciones.

– A la Escuela de Microbiología de la UNAH por su valiosa colaboración al proporcionar muestras y láminas preservadas, uso de las instalaciones y las valiosas colaboraciones de las docentes de la Sección de Parasitología.

– Estos Medios Auxiliares fueron preparados, revisados e impresos a través del financiamiento de la Agencia Internacional de Cooperación Japonesa JICA.

Autoras:

Validado por:

• Dra. Nelly Amador, Laboratorio Departamental de Cortes

• Dra. Olga Lidia García, Laboratorio Departamental de Olancho

• Dra. Dilcia Mata, Laboratorio Departamental de Vallle

• Dr. Melvin espinal, Laboratorio Departamental de Choluteca

• Dra. Carla Mejía, Laboratorio Regional de El Paraíso

• Dr. Roberto Valladares, Laboratorio del Seguro Social

• Dra. Mitzi Castro, Laboratorio del centro de Salud, Alonso Suazo

• Dr. Engels Banegas, Laboratorio Nacional de Malaria

• Dra. Jessica Henríquez, Laboratorio Nacional de Malaria

• Dra. Carla Laínez, Laboratorio Nacional de Malaria

• Dra. Lucy Ordoñez, Laboratorio Nacional de la Enfermedad de Chagas

• Dra. Kenia Martínez, Laboratorio Nacional de la Enfermedad de Chagas

• Dra. Doris Quan, Escuela de Microbiología, UNAH

• Dra. Maritza Canales, Escuela de Microbiología, UNAH

• Dra. Raquel Alejandra Roque, Laboratorio Hospital San Felipe

• Dra. Miriam Aguilera, Colegio de Microbiólogos y Químicos Clínicos de Honduras

Fotos de la portada Tomadas por

Dra. Irina Jovel, MQC

Dr. Engels Banegas, MQC

Dra. Rosa Elena Mejía

Dra. Irina Jovel

Estas láminas han sido preparadas por la Dra. Rosa Elena Mejía, Jefe del Laboratorio Nacional de Parasitología del Departamento de Laboratorios, Secretaría de Salud, Tegucigalpa, Honduras y Dra. Irina T. Jovel, Profesora Auxiliar de la Escuela de Microbiología de la Universidad Nacional Autónoma de Honduras

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IntroducciónMedios Auxiliares para el Diagnostico deParásitos Intestinales y Tisulares en Honduras

SITUACIÓN ACTUAL DE LOS PARÁSITOS INTESTINALESY TISULARES EN EL MUNDO.

Las Enfermedades Tropicales Desatendidas (ETDs) son un grupo de mas de 13 enfermedades contagiosas cronicas que han sido demostradas que afectan y agravan profundamente la salud y que conlleva a una reduccion en el nivel de educacion y desarrollo economico. Entre las infecciones de ETDs endemicas en la region estan las enfermedades tropicales clasicas tales como las infecciones por Geohelmintos, Chagas y Leishmaniasis, con altas tasas de prevalencia e intensidad. Estas infecciones se sobreponen en zonas en donde existen altas tasas de otras enfermedades contagiosas (tal como: VIH/SIDA y tuberculosis), desnutricion, anemia y otras causas de mortalidad y morbilidad materno-infantil. Por ejemplo algunas estimaciones sugieren que globalmente, las ETDs tienen como resultado 530,000 muertes anualmente (8). Cuando se mide en anos de vida perdidos ajustados por incapacidad (DALYs), las enfermedades causadas por geohelmintos pueden tener como resultado hasta 39 millones de DALYs anualmente del total de 56.6 millones de DALYs causados por todas las ETDs Las enfermedades parasitarias de localizacion intestinal en particular representan un grave problema de salud publica especialmente en las zonas pobres y con carencias sanitarias. El impacto producido por las Geohelmintiasis es inmenso, mundialmente alrededor de 2 billones de personas son

1afectadas y unos 300 millones sufren enfermedad severa . Alrededor de 400 millones de escolares infectados en el mundo sufren secuelas fisicas e intelectuales como consecuencia de la anemia y otras deficiencias nutricionales producidas por los parasitos, que se traducen en dificultades de

2atencion y aprendizaje, ausentismo y repeticion de anos escolares . En 2005, se estimo que alrededor del 38% (215 millones de personas) de la poblacion de America Latina y el Caribe (ALC)

3esta infectada con lombrices intestinales .

La Leishmaniasis es endemica en 88 paises del mundo. Se estima que cada ano hay dos millones de nuevos casos y el numero de personas afectadas sobrepasa los 12 millones. Puede producir danos en organos internos, lesiones cutaneas y mutilacion de la nariz y la boca. En ALC, no se dispone de datos fiables sobre la prevalencia y la incidencia de la Leishmaniasis debido principalmente a que la transmision de la enfermedad se produce en zonas rurales remotas, numerosos casos no se diagnostican, existe un gran numero de personas que son asintomaticas, y solo en 33 de los 88

4paises endemicos la leishmaniasis es una enfermedad de notificacion obligatoria .

La Enfermedad de Chagas, producida por el Trypanosoma cruzi, es uno de los mayores problemas de salubridad en America Latina en la poblacion rural desatendida y postergada, al causar morbi-mortalidad en aproximadamente 20 millones de personas, con una importante carga de enfermedad para 21 paises endemicos.

La malaria o el paludismo es una enfermedad endemica en las zonas tropicales y subtropicales del mundo, es una de las principales causas de morbilidad y mortalidad a nivel mundial. En 2006 se registraron segun las estimaciones unos 247 millones de casos de malaria entre 3300 millones de personas en riesgo, produciendose como resultado casi un millon de muertes, principalmente de menores de cinco anos. En 2008 habia 109 paises con malaria endemica, (World Malaria Report 2008). El parasito Plasmodium, que produce esta enfermedad es transmitido a traves de la picadura de la hembra del mosquito Anopheles. Tambien puede ser transmitida por transfusion sanguinea, via placentaria o durante el parto. Al igual que otras parasitosis las mujeres embarazadas y los ninos menores de 5 anos son las poblaciones mas susceptibles a esta enfermedad. Manual POE, 2006).

1. Organización Mundial de la Salud (2003)La lucha contra las helmintiasis en los niños en edad escolar. Guía para los administradores de los programas de lucha. A. Montresor, D.W.T. Crompton, T.W. Gyorkos and L. Savioli . OMS, Ginebra.

2. WHO 2006 Weekly epidemiological record. No. 16, 81, 145164 http://www.who.int/wer3. Pan American Health Organization. Addressing Poverty and Exclusion in Latin America and the Caribbean: Prevention, Control and Elimination of the

Disease of Poverty. PAHO/WHO Regional Strategic Plan Framework 2006-2015. Documento en preparación. Octubre 2006.4. OMS Consejo Ejecutivo EB118/4 118ª reunión 11 de mayo de 2006 Punto 5.1 del orden del día provisional.

CYAN BLACKMAGENTA YELLOW

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IntroducciónMedios Auxiliares para el Diagnostico deParásitos Intestinales y Tisulares en Honduras

SITUACIÓN ACTUAL DE LOS PARÁSITOS INTESTINALES Y TISULARES EN HONDURAS.

En Honduras, la prevalencia e incidencia de geohelmintos es variable en las diferentes regiones del país, y van desde más del 90% en algunas localidades de Gracias a Dios, Colón, Atlántida, Cortés, etc. a una prevalencia menor del 30% en las regiones del sur (datos del Laboratorio Central, Secretaria de Salud) que presentan condiciones bioclimáticas más adversas al desarrollo de los huevos y larvas de estos parásitos en el medio ambiente. La prevalencia de Ascaris lumbricoides en el país, alcanza a 36%, la de Trichuris trichiura a 51% y la de uncinarias a un 17%. En el municipio de Santa Rita de Copán la prevalencia de estos geohelmintos es bastante alta, especialmente T. trichiura con 64% y en Puerto Lempira la prevalencia de uncinarias es de 46%.

La Enfermedad de Chagas se conoce en el país desde los años sesenta, pero es reconocida como un problema de salud pública solo a fines de los setenta y comienzos de los ochenta, cuando se realizaron estudios seroepidemiológicos nacionales, que demuestraron la presencia de R. prolixus y T. dimidiata, su asociación con el tipo de vivienda y la seroprevalencia de T. cruzi en diferentes zonas de Honduras. En la actualidad, se estima una prevalencia nacional de infección por T. cruzi de 6,2%

5en la población general y de 3% en escolares de áreas rurales , la mayoría de los casos asociados a transmisión vectorial. Actualmente la prevalencia serológica en donantes es de 1,4%.

En las áreas rurales de Honduras en el mes de abril de 2006, se detectó un total de 1.502 casos acumulados de Leishmaniasis de los cuales 7 correspondieron a Leishmaniasis visceral. Sin embargo, se asume que las cifras pueden ser mayores considerando que muchos casos no se detectan o se reportan, al no ser de notificación obligatoria.

La malaria en el país es de baja transmisión y de forma estacional. Según los datos del Programa Nacional de Prevención y Control de la Malaria del 2008 el Índice de Parasitemia Anual (IPA) fue de 1.07 por 1000 habitantes por Detección Pasiva de Casos (DPC). De los casos reportados el 92% fueron producidos por Plasmodium vivax y 8% por Plasmodium falciparum y menos del 1% fueron infecciones mixtas. Los departamentos que aportaron la mayor cantidad de casos fueron Gracias a Dios, Olancho, Yoro, Islas de la Bahía, Colón y Atlántida.

Estos medios auxiliares se han elaborado para el fortalecimiento de la estructura de los laboratorios de parasitología y el mejoramiento de calidad de los técnicos, microbiólogos y otro personal que trabaja en el diagnóstico de parásitos en los laboratorios de salud pública en Honduras. En el presente trabajo se ofrecen fotografías de parásitos intestinales y tisulares propios de Honduras, las cuales han sido tomadas en laboratorios tanto de salud pública como de enseñanza. Además se presentan algunos de los métodos utilizados para el diagnostico de los parásitos, los cuales servirán como referencia en los laboratorios. Se espera que sea una ayuda inmediata y sencilla para el personal técnico y profesional que trabaja en la Red Nacional de Laboratorios. Además puede ser usada como una herramienta de capacitación

5. Informe de Actividades y Resultados Programa Nacional de Chagas, Asistencia de JICA Y PROMESAS/ACDI 2004. Secretaría de Salud, República de Honduras. Http://www.paho.org/sapnish/ad/dpc/cd/dch-hon-pnch-2004.pdf


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Lamina 1 ProtozoosMedios Auxiliares para el Diagnostico deParásitos Intestinales y Tisulares en Honduras

Entamoeba coli, Entamoeba hartmani

Entamoeba coli.

Trofozoíto en 100x. Tinción de Hematoxilina férrica.

Entamoeba coli.

Trofozoítos en 100x. Examen en Fresco con Lugol

Entamoeba coli.

Entamoeba hartmani

Quiste en 100x. Tinción de Hematoxilina Férrica

Trofozoíto en 100 x. Muestra preservada con MIF.

Entamoeba coli.

Entamoeba hartmani

Quiste en 100x. Muestra preservada en MIF.

Quiste en 100 x. Examen en Fresco con Lugol


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22

44

/7/9

2

WHO 92610

Fig. 1

2242

4/7

/9

WHO 92612

Fig. 3

22

44

/7/9

2 WHO 92611

Fig. 2

Fig. 4

WH

O 8

86

11

Fundamento: Buscar, principalmente en muestras frescas, la presencia de formas evolutivas móviles de parásitos de tamaño microscópico (trofozoítos, quistes de protozoos; así como larvas o huevos de helmintos)

Materiales, Reactivos y Equipo.Porta-objetos, 7.5 X 2.5 cm (3 X 2 pulgadas) limpio y seco.Cubre-objetos, 22 X 22 mm, N° 1 ó N° 2.Aplicador de madera sin algodón.Marcador para vidrio.Solución Salina.Solución de lugol o MIF (Merthiolate, Iodo y Formalina).Aceite de inmersión.Papel lente.Microscopio óptico con objetivos 10x, 40x, 100x.

Procedimiento:

1. Colocar en un extremo de la lámina porta objeto una gota de Solución Salina (suero fisiológico) y con ayuda de un aplicador, agregar 1 a 2 mg de materia fecal, mezclar bien y cubrirla con una laminilla cubre objeto.

2. Colocar en el otro extremo de la lámina porta objeto una gota de lugol o MIF y proceder a la aplicación de la muestra fecal, como en el párrafo anterior.

3. Con la Solución Salina, los trofozoítos y quistes de los protozoarios se observan en forma natural, y con lugol las estructuras internas, núcleos y vacuolas.

4. Observar al microscopio con Objetivos de 10x, 40x y 100x. El conteo de huevos de Helmintos se hace con el objetivo de 10x, y para reportar las estructuras de los protozoos, usar el objetivo de 100x.

5. Recorrer la lámina porta objeto siguiendo un sentido direccional, ejemplo: de derecha a izquierda, o de arriba a abajo.

Resultado:

Los resultados se deberán reportar en la respectiva boleta y el libro de registro de la siguiente manera:

1. Protozoos: reportar el nombre del parásito y el estadio evolutivo encontrado, solo en el caso de Blastocystis hominis se reporta mayor o menor de 5 parásitos por campo cuando se observa en 100x.

2. Helmintos: Ascaris lumbricoides, Trichuris trichiura y Uncinarias, cuantificar el número de huevos encontrados en 2mg de heces. El resto de los helmintos se reporta únicamente la presencia de huevos o larvas.

Examen Directo Microscópico: Lamina 1

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Endolimax nana, Iodamoeba butschlii, Blastocistis hominis

Endolimax nana

Trofozoíto en 100x. Examen en Fresco con Lugol

Endolimax nana

Quiste en 100x. Tinción de Hematoxilina Férrica

Iodamoeba buschlii

Blastocystis hominis

Trofozoíto en 100x. Examen en Fresco con Lugol

100 x. Examen en Fresco con Lugol

Iodamoeba buschlii


100x. Muestra preservada en MIF.

Quiste en 100 x. Muestra preservada con MIF


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Clave para la identificación de Amebas Comensales Lamina 2

PARÁSITO DESCRIPCIÓN ESQUEMA

Quiste:10-33 micrasForma esférica, posee vacuolas de glucógeno, de 1 a 8 núcleos, cuerpos cromatoidales astillados en ambos extremos

Trofozoito:15-50 micrasCon pseudópodos cortos, citoplasma granuloso con numerosas vacuolas y otras inclusiones , núcleo con cromatina nuclear irregular y gruesa, cariosona grande y excéntrico,

Trofozoíto:4-12 micrasCitoplasma granulado y vacuolado, con pseudópodos digitiformes; cromatina nuclear gruesa y cariosoma grande.

Quiste:5-10 micrasForma esférica, con vacuolas de glicógeno difusas, de 1 a 4 núcleos, cuerpos cromatoidales numerosos de forma variada.

Quiste:5-14 micrasOvoides, esféricos, citoplasma refringente con gránulos finos, con 1 a 4 núcleos sin cromatina periférica y cariosoma grande.

Trofozoíto:6-15 micrasCitoplasma granuloso fino, membrana nuclear sin cromatina interna, cariosoma grande central o excéntrico.

Trofozoíto:8-20 micrasCitoplasma vacuolar, membrana nuclear sin gránulos de cromatina, cariosoma grande central o excéntrico.

Quiste:5-20 micrasIrregular, vacuola de contorno definido y se tiñe frecuentemente con lugol, un núcleo con membrana nuclear poco definida y cariosoma grande central o excéntrico.

Entamoeba coli

Entamoeba hartmani

Endolimax nana

Iodamoeba butschilii

Forma Vacuolar:Esférica de tamaño variable (5-30 micras). Cuerpo o vacuola central, anillo de gránulos periféricos, de 1-4 núcleos. Se observan en las heces formadas.


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Entamoeba histolytica, Entamoeba dispar, Entamoeba hartmani

Entamoeba histolytica/Entamoeba dispar

Trofozoíto en 100x. Examen Tinción de Hematoxilina Férrica.


Quiste en 100x. Tinción de Hematoxilina Férrica.


Balantidium coli

Trofozoíto en 100x. Examen en Fresco con Lugol.

40 x. Muestra preservada en MIF.

Entamoeba hartmani

Balantidium coli

40x. Muestra preservada en MIF.

Trofozoíto en 100 x. Muestra preservada con MIF.


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En 1993 se publicó una redescripción formal de Entamoeba histolytica distinguiendole de Entamoeba dispar. Esto sucedió debido a que ambas tienen estadios morfológicamente indistinguibles al microscopio de luz, pero E. histolytica es capaz de causar enfermedad invasiva intestinal y extraintestinal, ya que es un patógeno de virulencia variable, mientras que E. dispar se denomina como un patógeno avirulento incapaz de invadir tejidos.

Por mucho tiempo ambas especies venían siendo diagnosticadas como E. histolytica, pero algunos estudios han demostrado que son dos especies distintas. E. histolytica es capaz de producir enfermedad por mecanismos invasivos en localizaciones extraintestinales, como absceso hepático e invasión interna de otros órganos y tejidos.

Las infecciones por E. histolytica se producen en todo el mundo, más frecuentemente en regiones tropicales y subtropicales. En Honduras el hallazgo de quistes en heces se reporta con una frecuencia moderada que oscila entre el 10 y el 15%; la mayoría de las cuales son infecciones asintomáticas que pudieran ser debidas a cepas virulentas de E. histolytica o a E. Dispar.

Estas amebas pasan por las siguientes fases en su ciclo vital: trofozoíto, prequiste, quiste, metaquiste y trofozoíto metaquistico. Pero para fines prácticos solo nos referimos a ellos como trofozoítos, prequistes y quistes.

Diferencias entre Entamoeba histolyticay Entamoeba dispar

Lamina 3

ESTADIO DESCRIPCIÓN ESQUEMA

Los trofozoítos vivos tienen dimensiones variables que fluctuan entre 10 y 60 micras, los trofozoítos evacuados en las heces disentéricas son por lo general relativamente grandes, y los trofozoítos presentes en las heces pastosas normales de personas asintomáticas son más pequeños.

Se puede diferenciar un ectoplasma externo claro y un endosplasma central finamente granulado en el que se observan a veces vacuolas digestivas y glóbulos rojos ingeridos. El núcleo es esférico, la membrana nuclear interna está rodeada de una masa de cromatina que se distribuye en pequeños gránulos, y un cariosoma pequeño y central.

Trofozoíto

Cuando los trofozoítos están listos para enquistarse, expulsan de su interior todas las vacuolas digestivas, se redondean y comienzan a formar la pared quística. En estas formas, el núcleo se observa más grande con relación al cuerpo de la ameba, ocupando hasta una cuarta parte del interior.

Prequistes

Los quistes suelen ser esféricos u ovoides y su diámetro oscila entre 10 y 20 micras.

Los quistes inmaduros poseen de uno a tres núcleos, e inclusiones citoplasmáticas como vacuolas de glicógeno y barras cromatoidales. Las barras cromatoidales o cuerpos cromatoidales son estructuras refractarias que en E. histolytica tienen forma de bastones con los extremos redondeados, y que con la coloración de hematoxilina férrica se tiñen de negro.

Los quistes maduros son los que presentan cuatro núcleos y ya no poseen inclusiones como vacuolas o barras cromatoidales.

Quistes

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Giardia lamblia, Trichomonas hominis, Chilomastix mesnili

Giardia intestinalis (lamblia)

Trofozoíto en 100x. Muestra Preservada en MIF.

Giardia intestinalis (lamblia)

Trofozoíto en 100x. Muestra Preservada en MIF.

Chilomastix mesnili

Trichomonas hominis

Quistes en 100x. Muestra Preservada en MIF.

Trofozoito en 100x. Muestra preservada en MIF.

Chilomastix mesnili

Chilomastix mesnili

Quiste en 100x. Muestra preservada en MIF.

Trofozoíto en 100 x. Muestra Preservada con MIF


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Clave para la identificación de Flagelados Lamina 4

PARÁSITO DESCRIPCIÓN ESQUEMA

Trofozoíto:Es redondeado en la porción anterior y afilado en la parte posterior. Es convexo dorsalmente y en su porción ventral está provisto de una concavidad superficial y ligeramente ranurada (el disco suctorio), que ocupa casi toda la mitad anterior del cuerpo del parásito. De perfil es mucho más delgado que cuando se observa de frente, el tamaño de los trofozoítos es variable de 9 a 21 micras de largo y de 5 a 15 micras de ancho. En el cuarto anterior posee dos núcleos, uno a cada lado de la línea media, son ovoides y con un cariosoma central. También se observan cuatro pares de flagelos.

Giardiaintestinalis(lamblia)

Quiste:Es ovoide y mide de 8 a 12 micras de largo por 7 a 10 micras de ancho. Su citoplasma es granuloso fino y está separado claramente de su pared quística. Los quistes inmaduros poseen dos núcleos, los quistes maduros poseen cuatro núcleos. Los demás organelos: flagelos: flagelos, disco suctorio, axonema, etc., se retraen y se incluyen en el quiste.

Trofozoíto:Los trofozoítos de T. hominis en preparaciones en fresco son piriformes, miden de 5-14 micras de longitud y su movimiento es rápido y sin dirección. Posee 4 flagelos anteriores libres y uno más que bordea la membrana ondulante que le da un movimiento rotatorio. El axostilo es visible y semirígido y sobresale en el extremo posterior. Se observa un citostoma opuesto a la membrana ondulante y un núcleo localizado en la región anterior.

En los trofozoítos vivos se facilita el diagnóstico al observar el movimiento de la membrana ondulante, debido a que cuando están fijos o coloreados difícilmente se observa.

Trichomonashominis

TrofozoítoLos trofozoítos de Chilomastix mesnilii son asimétricamente piriformes, aplanándose hacia el extremo posterior, mide de 6 a 20 micras, posee un núcleo esférico situado en la parte anterior; a uno de los lados del núcleo se ve el citostoma e inmediatamente por delante del núcleo se encuentran 3 flagelos anteriores libres, 2 cortos y uno largo.

Chilomastixmesnilii

QuisteLos quistes tienen forma de pera o de limón, son incoloros y meden de 7 a 10 micras de ancho con una pared gruesa y resistente: el citoplasma es densamente granular y por lo general separado de la pared quística; posee un núcleo, en ocasiones 2, grande vesicular y a veces se observan las fibrillas a ambos lados del citoplasma.

TrofozoítoTrichomonas vaginalis es un flagelado cuyo hábitat es la vagina y las glándulas prostáticas. Solo presenta el estadio de trofozoíto que mide de 7 a 23 micras; la membrana ondulante es relativamente corta y el citostoma pequeño. Presenta 4 flagelos libres y un quinto flagelo que bordea la membrana ondulante.

El trofozoíto de T. vaginalis se observa en preparaciones en fresco de secreción vaginal, descargas uretrales, líquido prostático o centrifugados de orina.

Trichomonasvaginalis

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Cryptosporidium spp., Cyclospora spp, Isospora belli

Cryptosporidium spp

Ooquistes en 100x. Tinción de Ziehl Neelsen Modificada.

Cryptosporidium spp

Ooquistes en 100x. Examen en Fresco con Lugol.

Cyclospora spp

Isospora belli

Ooquistes en 100x. Muestra preservada en MIF.

Ooquiste en 100 x. Muestra preservada con MIF.

Isospora belli

Isospora belli




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Fundamento: Se basa en la flotación de quistes, ooquistes y huevos de parásitos en una solución de azúcar que posee mayor densidad que ellos. Esta técnica es útil para la concentración de quistes y ooquistes de protozoos y huevos de helmintos y se usa como método preferencial en el diagnóstico de los coccidios: Cryptosporidium, Cyclospora, Isospora, etc. El hallazgo de Isospora belli requiere informe inmediato al médico.

Materiales, Reactivos y EquipoSolución concentrada fenolada de azúcarVasitos de vidrio para preparar suspensiónPortaobjetos ( 3x1 pulgada o 3x2 pulgadas) Cubreobjetos (22 x 22 mm)Marcador Aplicadores de madera sin algodónFrasco con desinfectanteGuantes

Preparación de Reactivos:Solución concentrada fenolada de azúcar1. Azúcar en cristales 500g2. Agua destilada 320ml3. Fenol en cristales 6.5g

Disolver el azúcar en el agua destilada, usando calor sin dejar llegar a ebullición, dejar enfriar. Filtrar por gasa, agregar el fenol y agitar hasta disolución, guardar en frasco tapado y rotulado.

Procedimiento:1. Identificar los portaobjetos con la muestra a examinar2. Agregar la solución concentrada hasta la mitad del vasito de vidrio3. Hacer una suspensión de una pequeña porción de heces(1gr) con la ayuda de un aplicador4. Llenar el vasito con la solución azucarada hasta el borde5. Colocar un portaobjeto o cubreobjeto previamente rotulado sobre el vasito de vidrio y dejar reposar por 6. 30 minutos.7. Remover el portaobjeto o cubreobjeto cuidadosamente y cubrir con el cubreobjeto o portaobjeto8. Examinar la muestra en objetivo de 10x

Método de Formol-Eter

Fundamento: Concentrar huevos y larvas de helmintos, ooquistes y quistes de protozoos en las heces. Se recurre a este método cuando en el examen directo no se observan parásitos.

Materiales, Reactivos y EquipoVasitos de plástico o cartónTubos cónicos 13x100 mmAplicadores de madera sin algodón.Embudos de 5 cmGasaParafilm o tapones de huleSolución de formalina al 10%Eter o acetato de etiloPortaobjetos 7.5x2.5 cmCubreobjetosGradilla para tubosPipeta graduada de 5 mlSolución de lugolFrasco con desinfectanteGuantes

Preparación De Reactivos:Formalina al 10%:1. Formaldehído 10 ml2. Solución salina 0.85% 90 ml

Mezclar y guardar en frasco tapado

Procedimiento:1. Rotular frascos, tubos y laminas con la muestra a examinar2. Transferir 1-2 gr de heces a un vaso de plástico o cartón y agregar 10 ml de formalina. 3. Suspender completamente las heces con ayuda de aplicadores y dejar fijar por 30 minutos4. Filtrar con gasa a un tubo cónico5. Centrifugar a 1500 rpm por 2 minutos6. Decantar el sobrenadante7. Agregar más formalina al sedimento agitando este con un aplicador, hasta la mitad del tubo8. Agregar 2-3 ml de éter 9. Tapar el tubo y agitar vigorosamente por 15 segundos10. Centrifugar a 1500 rpm por 2 minutos11. Destapar con cuidado y con un aplicador desprender el tapón de detritus de las paredes del tubo y decantar el

sobrenadante de un solo movimiento12. Transferir el sedimento a un portaobjetos, cubrir con un cubreobjetos y examinar toda la preparación con objetivo

de 10x, 40x y 100x.13. Para colorear quistes, agregar una gota de lugol

Método de Flotación por Sheather Lamina 5

Honduras


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Lamina 6 HelmintosMedios Auxiliares para el Diagnostico deParásitos Intestinales y Tisulares en Honduras

Ascaris lumbricoides

Ascaris lumbricoides Ascaris lumbricoides





Huevo Fértil en 40x Muestra Preservada en Formalina.

Huevo embrionado en 40x Muestra Preservada en Formalina.

Huevo Fértil en 40x Muestra Preservada en Formalina.

Huevo Fértil en 40x. Kato Katz. Huevo Infértil en 40 x Muestra Preservada en Formalina.

Huevo Infértil en 40 x Muestra Preservada con MIF.


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Método de Kato Katz (Frotis fecal grueso en celofán) Lamina 6

Fundamento: Este método es útil para estimar la intensidad de la infección. Se utiliza para la elaboración de encuestas de helmintos intestinales. Presenta algunas ventajas como el no diluir las heces, utiliza materiales accesibles, una vez preparado puede transportarse en el campo y puede guardarse por varios meses.

Materiales, Reactivos y Equipo:Aplicadores de madera.Rejilla de acero inoxidable, nylon o plástico.Plantilla de acero inoxidable, plástico o cartón. La plantilla de 1 mm de espesor con un agujero de 9 mm suministra 50 mg de heces, la de 1.5 mm de espesor con un agujero de 7 mm, 41.7 mg de heces y la de 0.5 mm de espesor con un agujero de 6.5 mm, 20 mg de heces. Las plantillas deben estar estandarizadas en el país. Siempre se debe utilizar el mismo tamaño a fin de que los datos de prevalencia e intensidad sean comparables y reproducibles.Espátula de plástico.Portaobjeto (75x 25 mm)Tiras de celofán hidrófilo de 25x30, o 25x35 y 50-50µ de espesorTarro de fondo plano con tapaPinzasPapel higiénico o absorbentePapel de periódicoSolución de glicerina-verde de malaquita o de glicerina-azul de metilenoGuantes

Procedimiento:

1. Deposite una pequeña cantidad de heces sobre un papel de periódico u otro papel ordinario y colóquese encima la rejilla, haciendo presión para que parte de las heces pase a través y aparezca en la parte superior (fig. 3)

2. Ráspese la superficie de la rejilla con una espátula plana para recoger las heces que han pasado a través de aquella. (fig. 4)

3. Colóquese la plantilla agujereada en el centro de un portaobjeto y deposítese el material fecal de la espátula en el agujero hasta llenarlo por completo (fig. 5) Elimínese el material que sobresalga pasando sobre el agujero el borde de la espátula (tanto ésta como la rejilla, pueden desecharse luego o si se lavan cuidadosamente, volver a utilizarse)

4. Retírese con cuidado la plantilla, de manera que el material fecal quede sobre el portaobjeto formando un pequeño cilindro.

5. Cúbrase el material fecal con una tira de celofán humedecida con glicerina (fig. 6). El celofán debe estar muy húmedo si las heces son secas y no tanto si las heces son blandas (si hay un exceso de solución de glicerina en la cara superior de la tira, empápese con papel higiénico). En los climas secos el exceso de glicerina retrasa pero no impide la desecación.

6. Inviértase el portaobjetos y comprímase bien la muestra fecal contra la tira de celofán hidrófilo sobre otro portaobjeto o alguna otra superficie lisa. El material fecal deberá quedar uniformemente extendido entre el portaobjeto y la tira de celofán (fig. 7). Una vez aclarado, los caracteres de imprenta de periódico deben ser visibles a través del frotis. (Fig. 8).

7. Retírese el portaobjeto, deslizándolo con suavidad hacia un lado para que no se desprenda el celofán, o levantándolo cuidadosamente. Colóquese el portaobjeto sobre la mesa con el celofán hacia arriba. El agua se evapora mientras la glicerina aclara las heces.

224

4/7/92

WHO 92616Fig. 1

WH

O 9

26

17

Fig. 2

Fig. 3

WHO 92618

Fig. 4 WHO 92619

Fig. 5

WHO 92620

Fig. 6WHO 92621

224

4 /

/2

7 9

Fig. 7 WHO 92622

Fig. 8WHO 92623

PHNOM PENH

LES KHMERSROUGES

REVIENNEN

L´ARSENALCHIMIQUE VAÉTRE DÉTRUIT

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Honduras


deS


Enterobius vermicularis, Trichuris trichiura, Uncinarias, Strongyloides stercoralis

Trichuris trichiura Trichuris trichiura

Uncinarias

Strongyloides stercolaris

Uncinarias

Enterobius vermicularis

Huevo Fértil en 40x Muestra Preservada en Formalina



Larva L1R (Larva de Primer estadio Rabditoide) 40x Muestra preservada en

Huevo en 40 x Método de Graham o de la Cinta Adhesiva

Huevo Infértil en 40 x Muestra Preservada con MIF


MBBMICROBIOLOGIA

U N A H

Propósito:

1. Estimar la intensidad de una infección intestinal por Ascaris lumbricoides, Trichuris trichiura, Uncinarias del humano en forma práctica, en una cantidad conocida de heces.

2. Evaluar la efectividad de tratamiento terapéutico. Se asume que la producción de huevos estará en relación directa con el número de hembras fecundas que deponen huevos.

3. Una variable importante para determinar la intensidad puede ser: clínica, epidemiológica, para encuestas, evaluación terapéutica, etc.

Métodos: Los más utilizados son:

Método directo, en frotis (2mg) de hecesMétodo de concentración por Kato- Katz en 41.7 mg de hecesCuenta directa de gusanos adultos expulsados después del tratamientoMétodo de dilución de Stoll, en 1 gr. de heces.

Interpretación de los datos del recuento de Huevos de Geohelmintos:Estimados de intensidad de infecciones son muy variables y dependerán de la edad, estado nutricional y dieta del individuo parasitado, duración de la infección, número de gusanos, especie de uncinaria, presencia de otros parásitos, fibra, grasa, moco, eficiencia técnica del examinador.

Para fines clínicos; cualquier tipo de infección por Ascaris debe tratarse; infecciones por Trichuris y Necator con cuentas de 5 huevos/2 mg de heces o menos no tienen importancia clínica (leves); una cuenta de 5 huevos/2mg de heces para Ancylostoma ya podría ser importante clínicamente; cuentas de más de 25 huevos/2 mg de heces o 2500 huevos/gr para Necator y 40 huevos/2mg o 20,000 huevos/gr para Trichuris (severas) producen síntomas clínicos importantes. La tendencia actual es tratar todas las infecciones.

Interpretación del Recuento de Huevos de Geohelmintos según Métodos de Laboratorio.Umbrales de intensidad para la clasificación de la infección de nemátodos transmitidos por el suelo (NTS) o geohelmintos por el método de kato-Katz huevos por gramo de heces.

Cuadro 1

Estimado de la Intensidad de Infección;Conteo de Huevos de Nemátodos Transmitidospor el Suelo

Lamina 7

Especie Infección Leve

Infección Moderada

Infección Severa

A. lumbricoides 1- 4,999 hpg 5,000- 49,999 hpg >50,000 hpg

T. trichiura 1- 999 hpg 1,000- 9,999 hpg >10,000 hpgUncinarias* 1- 1,999 hpg 2,000- 3,999 hpg >4,000 hpg

*Depende de la especie de Uncinaria del humanohpg= Huevos por gramo de heces

Honduras


deS


Taenia spp., Hymenolepis nana

Taenia spp Hymenolepis nana

Taenia solium

Taenia solium

Taenia saginata

Taenia saginata

Huevo en 40x Muestra Preservada en Formalina

Huevo en 40x Muestra Preservada en Formalina

Proglótide maduro en 4x Tinción de Carmín.

Escolex en 4x Tinción de Carmín. Escolex en 4x Tinción de Carmín

Proglótide Maduro en 4x Tinción de Carmín.


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U N A H

Fundamento: Este es un método para la concentración de larvas rabditoides y filariformes. Es un método muy conveniente para hacer una buena concentración de larvas; en parasitología médica se utiliza para concentrar larvas de Strongyloides y Uncinarias.

Materiales Reactivos y Equipo:Agua de la llaveLugolVaso de precipitados de 100 mlTubos de centrifuga de 13x100 mmPorta-objetos, 7.5 X 2.5 cm (3 X 2 pulgadas) limpio y secoCubre-objetos, 22 X 22 mm, N° 1 ó N° 2Embudo de vidrio o polietileno de 7.5 cm de diámetroTermómetro graduado de 0 °C a 100 °CMicroscopio ópticoCentrifugas MecheroPinzas de mohrGasa cortada en cuadros de 12 cm de ladoBaja lenguas

Procedimiento:

1. Se arma el dispositivo

2. Se llena el embudo con agua, que previamente se calentó a 50° C de tal manera que la malla y la gasa Se mojen.

3. Se coloca la materia fecal sobre la malla y la gasa.

4. Se deja reposar durante 2 horas para que las larvas pasen al agua del embudo.

5. Pasadas las dos horas, se abre la pinza, dejando salir el agua y se recibe en el vaso de precipitados.

6. Con una pipeta Pasteur, se toma una gota del agua y se coloca entre porta y cubre y se examina con el microscopio.

7. Si la muestra está positiva, el agua que se encuentra en el vaso de precipitados se centrifuga durante 5 minutos a 1500 rpm y se toman los sedimentos y se buscan las larvas. De encontrarse son muy móviles, por lo que se recomienda agregar una gota de lugol para facilitar la observación.

Método de Baermann: Lamina 8

Nivelde agua

Gasa con Heces

Agua

Vaso desedimentación

Honduras


deS


Leishmania

Leishmania spp Leishmania spp


Promastigotes de cultivo en 40x. Tinción de Wright

Amastigotes de Raspado de Piel en 100x. Tinción de Wright


Amastigotes de Biopsia de Tejido en 100x. Tinción de Wright

Amastigotes de Biopsia de Tejido en 100x. Tinción de Wright




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1. Leishmaniasis cutánea ulcerada:

Se presenta con lesiones únicas o múltiples con diferentes manifestaciones clínicas (lesiones ulcerosas, nodulares, costrosas, verrucosas). Las lesiones pueden ser pequeñas o de gran extensión. Es una enfermedad estigmatizante por las cicatrices que quedan una vez tratada. El promedio anual de casos es de 1500 notificados, aún cuando existe un sub-registro. Los primeros casos fueron reportados en 1928 en la Costa Atlántica. Es causada por Leishmania braziliensis y Leishmania panamensis y posiblemente por Leishmania mexicana. Las zonas endémicas más importantes comprenden municipios de los departamentos de Olancho, Yoro, El Paraíso, Santa Bárbara, Cortés, Atlántida, Colón y Gracias a Dios.

2. Leishmaniasis mucocutánea:

Generalmente es una consecuencia a una leishmaniasis cutánea ulcerada reciente o padecida mucho tiempo atrás. Causa una severa destrucción, particularmente de la mucosa orofaringea y/o nasal. Los pacientes requieren atención especializada y muchas veces necesitan cirugía reconstructiva Es causada por Leishmania braziliensis, y Leishmania panamensis. En Honduras ocurre en las mismas áreas endémicas de leishmaniasis cutánea ulcerada y se observa con más frecuencia y severidad en varios municipios de los departamentos de Yoro, Olancho y El Paraíso.

3. Leishmaniasis Visceral:

Es la forma más grave, afecta particularmente a niños menores de 5 años, la mayoría menores de 2 años en los que se desarrolla un cuadro febril con una hiperplasia reticuloendotelial, los parásitos invaden el bazo, hígado y médula ósea dando lugar a una esplenomegalia, hepatomegalia y pancitopenia (anemia, leucopenia y trombocitopenia). De no ser diagnosticada oportunamente y tratada adecuadamente, tiene una mortalidad mayor al 90.0 %. En Honduras se conoce desde 1974, y hasta la fecha se han registrado aproximadamente 300 casos y es causada por Leishmania chagasi. Las zonas endémicas comprenden municipios de los departamentos de Choluteca, Valle El Paraíso, Francisco Morazán, La Paz, Intibucá y Lempira.

4. Leishmaniasis Cutánea no Ulcerada:

Relacionada con la forma visceral, también se presenta en el país una forma cutánea no ulcerada conocida desde 1991. Es una enfermedad de evolución clínica muy lenta con lesiones no ulceradas en forma de pequeños nódulos o en algunos casos de placas extensas, que afecta principalmente población de 6 a 15 años y que también se conoce en otros países de América Central y del Mediterráneo. (Lancet 337: 67-70. 1991). Desde que se describió en el país se tiene un registro de aproximadamente 6000 casos. Es causada por Leishmania chagasi y ocurre en las mismas áreas endémicas de leishmaniasis visceral.

En Honduras ocurren las tres formas clínicas de leishmaniasis: cutánea, mucocutánea y visceral.

Lamina 9

W E

N

S

Distribución de las diferentes formas deLeishmaniasis,

República de Honduras

Leishmaniasis Cutaneaulcerada y Mucocutánea

Leishmaniasis Cutanea noulcerada y visceral

Honduras


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Trypanosoma cruzi

Trypanosoma cruzi Trypanosoma cruzi

Trypanosoma cruzi Trypanosoma cruzi

Tripomastigote Sanguíneo en 100x. Tinción de Wright



Amastigotes en Nido Chagásico en 100x. Tinción de Wright

Amastigotes en Nido Chagásico en 100x. Tinción de Wright

Epimastigote de cultivo en 100x. Tinción de Wright

Trypanosoma cruziTrypanosoma cruzi


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Solución de Wright:Wright en polvo (certificado) 3 g Alcohol metílico absoluto 970 mLGlicerina 30 mL

En un mortero colocar el Wright agregar la glicerina poco a poco; macerar hasta obtener una pasta homogénea suave. Transferir a un frasco color ámbar diluyendo con alcohol metílico hasta eliminar todo el colorante del mortero. Agitar el frasco ámbar para lograr una mezcla completa, dejar madurar por una semana (se logra una mejor maduración si se incuba a 37o C). Mezclar por lo menos dos veces al día durante la maduración. Filtrar antes de su uso y almacenar de manera fraccionada en frascos ámbar, bien identificados y enumerados. La solución que está en uso se debe colocar en un frasco gotero. Para colorear utilizar solución amortiguadora de pH 6.8.

Coloración del extendido fino (Wright):

1. Cuando el extendido fino se colorea con coloración de Wright, no es necesario fijarlo con metanol puesto que la solución de Wright contiene suficiente cantidad de metanol para fijar y colorear la muestra simultáneamente.

2. Agregue el número de gotas de colorante que sean necesarias para cubrir la muestra. Coloree por 1-3 minutos (el tiempo óptimo de coloración variará con cada botella de colorante).

3. Agregue un número igual de gotas de solución amortiguadora pH 6.8 sobre la muestra, asegurándose que el colorante y la solución se mezclan (puede ayudar soplando sobre la superficie). Colorear durante 4-8 minutos

4. Lavar con agua corriente del grifo o con una pizeta. Dejar secar y observar al microscopio con el objetivo de inmersión.

Limpieza y almacenamiento de las láminas portaobjetos.

Las láminas portaobjetos son suministradas en cajas de 50 o 72 unidades. Aunque en la caja se describan como “lavadas” o “pre-limpiadas”, las láminas deben ser lavadas adecuadamente, secadas y envueltas. No es posible hacer gotas gruesas o extendidos finos de buena calidad sobre láminas sucias. Las muestras que se preparan sobre láminas sucias o grasosas, se desprenderán fácilmente durante la coloración. Por lo tanto, no se deben utilizar láminas que tengan una sombra iridiscente o que aparecen opacas, que no estén limpias o que estén viejas, con rayones en su superficie o bordes astillados. Para limpiar las láminas portaobjetos se necesita: 1) Un recipiente grande de material plástico, 2) gasa, 3) detergente de buena calidad en polvo o líquido, 4) dos a cuatro retazos de tela de algodón seca, limpia y que no forme pelusa, y 5) agua limpia.

Láminas nuevas: Todas las láminas nuevas deben lavarse con detergente y agua limpia. Después de ser puestas en remojo por un período de 30-60 minutos, las láminas deben ser lavadas bajo agua corriente o en varios cambios de agua limpia. Cada lámina debe ser secada y pulida individualmente con un retazo de tela seca, limpia y que no forme pelusa. Las láminas limpias solamente deben manejarse tocándolas de los bordes para evitar que se deposite sucio o grasa en su superficie.

Láminas usadas: Para lavarlas se deben sumergir por uno o dos días en agua con detergente. Cuando sea posible se debe utilizar agua caliente. Después deben limpiarse uno por uno con la gasa. Se deben remover todos los restos de muestra, colorante y aceite de inmersión. No se deben dejar las láminas en detergente por más del tiempo indicado. Si el agua se evapora, el detergente se deposita en la superficie de las láminas y es casi imposible removerlo. Después de limpiadas, las láminas deben colocarse en una solución nueva de Agua y detergente y después de una hora ser lavadas bajo agua corriente o varios cambios de agua limpia.

Cada lámina debe ser secada y pulida individualmente como descrito arriba. Las láminas que se clasifiquen inapropiadas (rayadas, opacas, bordes astillados), deben descartarse.

Almacenamiento de las Láminas:Para almacenar correctamente las láminas se necesita:1) Hojas de papel limpio y delgados de aproximadamente 11 x 15 cm2) Cajas de papel limpio y delgado de láminas vacías3) Bandas elásticas o cinta adhesiva-

Las láminas limpias deben empacarse en paquetes de 10 láminas envueltas en papel. Cada paquete puedeAsegurarse con bandas elásticas o cinta adhesiva. Los paquetes pueden colocarse en las cajas de láminas para ser enviados al campo. Las láminas deben almacenarse en lugares secos. Si se almacenan en lugares calientes y húmedos, las láminas se pegaran entre ellas después de unas semanas y solo será posible separarlas si se lavan nuevamente y son secadas. No deben secarse al fogón

Coloración de Wright: Lamina 10

Honduras


deS


Plasmodium vivax

Plasmodium vivax Plasmodium vivax

Plasmodium vivax Plasmodium vivax

Plasmodium vivax

Trofozoitos en Anillo en Extendido Fino. Coloración de Giemsa. 100x

Trofozoitos en Anillo en Gota Gruesa. Coloración de Giemsa. 100x

Gametocitos. Extendido Fino. Coloración de Giemsa. 100x

Esquizonte en Extendido Fino. Coloración de Giemsa. 100x

Esquizonte en Gota Gruesa. Coloración de Giemsa. 100x

Gametocito en Extendido fino. Coloración de Giemsa. 100x

Plasmodium vivax


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U N A H

Preparación de colorantes y soluciones: Giemsa y Solución Amortiguadora

1. Solución de Giemsa (1000 mL)Giemsa en polvo (certificado) 6.0 gGlicerina pura 500.0 mLAlcohol metílico absoluto (libre de acetona) 500.0 mL

Mezclar el Giemsa en polvo poco a poco con la glicerina en un mortero. Recoger en un frasco resistente al calor (erlenmeyer o beaker) que contenga unas 50 perlas de vidrio y disolver a baño maría a una temperatura de 55 a 60 o C por dos horas; agitar suavemente a intervalos de 30 minutos. Con una parte del alcohol metílico se lava los restos de reactivo que quedaron en el mortero y se recogen en una botella obscura que contenga perlas de vidrio y que pueda cerrarse herméticamente. Esperar que la mezcla del baño maría se enfríe para agregarle el resto del alcohol. Mezclar bien y agregarlo a la botella obscura, continuar agitando. Almacenar durante al menos 2 semanas antes de usarlo. Mantenerse siempre bien cerrado y filtrar la solución antes de usarla (papel Whatman No. 1). Cuando se prepara una mayor cantidad, se recomienda fraccionar el colorante en varias botellas de 500 mL bien rotuladas y enumeradas. En el Cuadro No. 1 se señalan las proporciones para preparar diferente volumen del colorante.

Proporción de reactivos para la preparación de colorante Giemsa

2. Soluciones amortiguadoras

Solución amortiguadora ANaH2PO4 (H2O) (Solución ácida) 9.2 gAgua destilada 1000 mL

Disolver la sal (fosfato sódico monobásico) en una pequeña cantidad de agua destilada. Una vez disuelta agregar agua hasta completar 1000 mL. Mezclar bien e identificar. Esta sal se puede sustituir por fosfato potásico (KH2PO4).

Solución amortiguadora BNa2HPO4 (Solución básica o alcalina) 9.5 gAgua destilada 1000 mL

Disolver la sal (fosfato sódico dibásico) en una pequeña cantidad de agua destilada. Una vez disuelta agregar agua hasta completar 1000 mL. Mezclar bien y guardar en frasco rotulado.

La solución amortiguadora para la coloración con Giemsa se prepara a partir de estas dos soluciones mezcladas en proporciones que producen un pH en el rango de 7.0 a 7.2. En el Cuadro No. 2 se señalan las proporciones.

Proporciones de reactivos para la preparación de solución amortiguadora.

Ejemplo: para preparar 100 mL de solución amortiguadora pH 7.0, las proporciones son: 6.1 mL de solución alcalina y 3.9 mL de solución ácida y completar a 100 mL con agua destilada.

Coloración de Giemsa: Lamina 11

Giemsa en polvo (gramos)

Metanol (mL) Glicerina (mL) Volumen total (mL)

0.6 6 12 24

50 500

1000 2000

50 500 1000 2000

100 1000 2000 4000

pH Solución Alcalina Na2HPO4 (mL)

Solución Acida NaH2PO4 (mL)

Agua destilada (mL)

6.8

7.0

7.2

49.6

61.0

72.0

50.4

39.0

28.0

900

900

900

Honduras


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Plasmodium falciparum

Plasmodium falciparum Plasmodium falciparum

Plasmodium falciparum Plasmodium falciparum


Trofozoitos en Anillo en Extendido Fino. Coloración de Giemsa. 100x

Trofozoitos en Anillo en Gota Gruesa. Coloración de Giemsa. 100x

Trofozoítos en Anillo. Extendido Fino. Coloración de Giemsa. 100x

Gametocito en Extendido Fino. Coloración de Giemsa. 100x

Gametocitos en Gota Gruesa. Coloración de Giemsa. 100x

Gametocito en Gota Gruesa. Coloración de Giemsa. 100x



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Preparación de la gota gruesa: Tener todos los materiales listos. Es importante que las láminas portaobjetos se encuentren limpias, libres de grasa que pueda interferir con la adhesión de la sangre al portaobjetos o con el deslizamiento de la misma en el caso del extendido.

1. Frotar enérgicamente la yema del dedo del paciente (se prefiere el tercer dedo de la mano izquierda, talón en caso de niños pequeños ó lóbulo de la oreja) con algodón humedecido con alcohol al 70%. Secar con algodón seco. El dedo se sostiene enérgicamente (importante en caso de niños) y se pincha en forma rápida. La primera gota de sangre se seca con el algodón seco.

2. Se utilizan dos láminas portaobjetos. En el centro de una de ellas se deposita la gota de sangre que se obtiene por presión leve en el dedo. Sobre la superficie de trabajo y usando la esquina de la segunda lámina se extiende la sangre de manera que forme un rectángulo de grosor uniforme, con dimensiones de 1.0 x 1.5 cm.

3. Dejar secar la muestra y si es posible, intensificar el proceso de secado agregando calor moderado.

Coloración de la gota gruesa1. Solución de trabajo: 1 gota de sol. de Giemsa por cada mililitro de sol. amortiguadora pH 7.0-7.2 ó 1 ml de sol. de

Giemsa en 20 ml de sol. amortiguadora pH 7.0-7.2 (Sol. Giemsa 5%) para colorear unas 10 láminas portaobjetos (aprox. 2 mL/lámina). No es posible colorear una gota gruesa con coloración de Wright.

2. Colocar la lámina portaobjetos en un recipiente de coloración o con la muestra hacia la concavidad de la bandeja de coloración. Deslizar la solución de trabajo recién preparada por debajo de la lámina hasta que se llene el espacio, eliminando las burbujas. Colorear durante 20 minutos.

3. Para una coloración rápida, se debe incrementar la solución de Giemsa de 5% a 10%, así: 2 gotas de sol. de Giemsa por cada mililitro de sol. amortiguadora pH 7.0-7.2 ó 1 ml de sol. de Giemsa en 10 ml de sol. amortiguadora pH 7.0-7.2. Colorear durante 8 minutos. Este es un procedimiento satisfactorio pero implica un mayor gasto de colorante.

4. El exceso de colorante se lava sumergiendo con delicadeza la lámina portaobjetos en un recipiente con agua corriente. Sí el agua corriente no es de buena calidad, utilizar agua purificada o destilada.

5. La muestra se puede secar con aire o calor moderado. Observar al microscopio con aceite de inmersión.

Preparación del extendido fino:1. Observar pasos 1 y 2 de la preparación de la gota gruesa. Después de preparar la gota gruesa, se puede realizar un

extendido fino en la otra mitad de la misma lámina portaobjetos o utilizar una lámina portaobjetos nueva. Cuando el extendido fino se seca, se puede utilizar su extremo grueso para identificar la muestra con un lápiz carbón o de grafito.

2. Se utilizan dos láminas portaobjetos. Al colocar la gota de sangre en una de ellas, el borde de la segunda lámina portaobjetos se coloca en un ángulo de 30 grados, se mueve hacia atrás hasta que toca la gota de sangre y entonces se desliza hacia adelante para que la sangre que está atrás se extienda. La gota de sangre debe ser pequeña de tal manera que sea totalmente extendida antes de llegar al final de la lámina. Este extremo del extendido fino debe tener el grosor de una sola capa de glóbulos rojos.

Coloración del extendido fino (Giemsa)1. Utilizar la solución de trabajo descrita en el paso 1 de coloración de gota gruesa.2. El extendido fino seco se fija cubriéndolo con 2-3 gotas de alcohol metílico, dejándolo secar nuevamente. Cuando

se prepare la gota gruesa y el extendido fino en una misma lámina portaobjetos, una vez que ambos ya están secos, proceder a fijar el extendido fino. Para ello, colocar la lámina portaobjetos en posición vertical en el bloque para secar con la gota gruesa hacia arriba y el extendido fino hacia abajo y con ayuda de una pipeta Pasteur, verter algunas gotas de alcohol metílico puro sobre el extendido fino.

3. Colorear la lámina en plato cóncavo, como en el paso 2 de coloración de gota gruesa.4. Lavar el exceso de colorante como en el paso.5. La muestra se puede secar con aire o calor moderado. Observar con aceite de inmersión.

Preparación y coloración de la gota gruesa yel extendido fino

Lamina 12

1.5cm 1.5cm

1.0cm

1.0cm

1.0cm

1.0

cm

2.0cm

cm1.5cm

A

B B

A

1.5

01080137

Esquema 1: Gota Gruesa(patrón para ColVol)

Esquema 2: Gota Gruesa y Etendido Fino(patrón Unidades de Diagnosticos)

No. de muestras correlativo al pacienteClave de identificación

01080137

Esquema de un patrón para la preparación de las muestras de sangre

01

Elaborado por: Dra. Rosa Elena Mejía Dra. Irina Jovel

Fotos tomadas por: Dra. Irina Jovel, Dra. Rosa Elena Mejía, Dr. Engels Banegas, Dra. Jessica Henriquez,Dr.Andres Murillo

Diseño:Josue Rodriguez

Impreso en:Publigraficas S. de R.L.Tel.: (504) 234-8225

Tegucigalpa, M.D.C.Honduras C. A.

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• WHO 2006 Weekly epidemiological record. No. 16, 81, 145164 http://www.who.int/wer

Es un organismo cooperante en nuestro país que en el área de control de parásitos ha contribuido en el fortalecimiento de la Red Nacional de Laboratorios, a través de la Sección de Parasitología, del Laboratorio Nacional de Vigilancia de la Salud, de la Secretaría de Salud, por medio de capacitaciones y financiamiento para la realización de manuales, material educativo, capacitaciones y evaluación externa del desempeño mediante su programa de seguimiento. En esta oportunidad y en colaboración con la Escuela de Microbiología de la UNAH hemos elaborado los medios auxiliares que serán una herramienta que vendrá a fortalecer el diagnostico microscópico de parásitos intestinales y tisulares en nuestro país.

Honduras

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MICROBIOLOGIAU N A H

Lamina Propuesta 2-1

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