Laboratorio 3: Hemocultivo y líquidos de punción...

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01/01/2017

Laboratorio 3: Hemocultivo y líquidos de punción. Meningitis. Procesamiento y toma de muestras

2017

Universidad Nacional de Rosario - Facultad de Ciencias Médicas Cátedra de Microbiología, Virología y Parasitología Área Defensa

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Cátedra de Microbiología, Virología y Parasitología – Área Defensa 2016 – Laboratorio 3

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Cátedra de Microbiología, Virología y Parasitología Facultad de Ciencias Médicas – Universidad Nacional de Rosario

Laboratorio Nº 3 – Área Defensa 2017

Diagnóstico desde el laboratorio microbiológico clínico de bacteriemias y fungemias

Introducción La invasión persistente del torrente circulatorio por microorganismos sigue siendo una de las causas más importantes de morbilidad y mortalidad a pesar de los numerosos antimicrobianos hoy disponibles y del aumento de las medidas de soporte. La situación más común es el pasaje de bacterias a la sangre (bacteriemia) y en menor proporción de hongos (fungemia). El pasaje a la sangre de virus (viremia) y parásitos (parasitemia) es menos frecuente. La sepsis es un síndrome de alteraciones fisiológicas, patológicas y bioquímicas inducidas por una infección, cuya incidencia está en aumento.

En el consenso de 1991 se definió la sepsis como un síndrome de respuesta inflamatoria sistémica (SRIS) del huésped a la infección (cuadro 1). Puede ser desencadenado por diversos procesos (bacteriemia, politrauma, etc).

La sepsis complicada por disfunción orgánica se definía como sepsis grave y podía progresar a shock séptico, es decir, hipotensión que persiste a pesar de la reanimación adecuada con líquidos.

Según el tercer Consenso Internacional de definiciones para sepsis y shock séptico convocado por la Society of Critical Care Medicine y la European Society of Intensive Care Medicine en pacientes adultos en febrero del 2016, recomendó que la sepsis se debe definir como una disfunción orgánica causada por una respuesta desregulada del huésped a la infección.

La disfunción orgánica en la Unidad de Cuidados Intensivos (UCI) se puede representar por el aumento de dos puntos o más en la puntuación Sequential Organ Failure Assessment (SOFA) que califica la alteración de cada sistema orgánico (respiración, sistema nervioso, sistema cardiovascular, hígado, coagulación y función renal) y requiere de variables de exámenes complementarios, como la PaO2, la cifra de plaquetas, la creatinina y la bilirrubina.

Para pesquisar pacientes con probable sepsis que probablemente tendrán mala evolución fuera de la UCI se desarrollaron criterios clínicos llamados qSOFA. Consideran la escala de coma de

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Glasgow de 13 o menos, presión sistólica de 100 mm Hg o menos y frecuencia respiratoria de 22/min o mayor (Cuadro 2).

En el último consenso se define al shock séptico como la presencia de hipotensión arterial (presión arterial media < 65 mm Hg) resistente a los líquidos con requerimiento de vasopresores y ácido láctico > a 18 mg/dl. Estas definiciones y criterios clínicos actualizados deben facilitar el diagnóstico más temprano y el tratamiento más oportuno de los pacientes con sepsis.

Clasificación de las bacteriemias Bacteriemia según el lugar de adquisición: 1. En la comunidad

Tiene su origen en la comunidad y es detectada dentro de las primeras 48 horas de hospitalización, no mediando durante ese período ninguna actividad asistencial que pueda haberla inducido. El origen más frecuente de la bacteriemia es la infección del tracto urinario, seguido de la neumonía y de la infección intraabdominal. Aproximadamente el 10% son de origen desconocido.

2. Asociada a cuidados sanitarios o de la salud

Son bacteriemias secundarias a un procedimiento diagnóstico o terapéutico realizado de forma ambulatoria, generalmente son pacientes portadores de sondas urinarias y catéteres intravenosos, en hemodiálisis crónica y en diálisis peritoneal, en pacientes ingresados en residencias para adultos mayores, etc. Con esta clasificación, un 40% aproximadamente de las bacteriemias hasta ahora consideradas como comunitarias serían reclasificadas como asociadas a cuidados sanitarios ya que como veremos, son más parecidas a las de adquisición nosocomial.

3. Nosocomial

La etiología y el patrón de sensibilidad de las bacteriemias nosocomiales muestran grandes diferencias entre centros e incluso entre áreas de un mismo hospital, por lo que el conocimiento de la epidemiología local es imprescindible para la selección del tratamiento antimicrobiano empírico. Se consideran como factores de riesgo la utilización de sondas urinarias, catéteres intravenosos y asistencia mecánica respiratoria. Las bacteriemias de adquisición nosocomial afectan a diferentes poblaciones de pacientes con características propias, por ejemplo: - ingresados en cuidados intensivos (numerosas instrumentaciones) - pacientes quirúrgicos (dependen principalmente del tipo de cirugía y de su localización) - grandes quemados (perdida de barrera cutánea) y oncológicos (en relación con la intensidad y la duración de la neutropenia) - hemodiálisis periódica (acceso vascular para la hemodiálisis o fístula arteriovenosa) - receptores de trasplante de órgano sólido (la frecuencia de bacteriemia es mayor en el trasplante hepático, seguida del cardíaco y del renal. Generalmente ocurren durante el

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primer mes postrasplante y se originan a partir del órgano trasplantado. Presentan un patrón nosocomial). - pacientes convivientes con VIH en estadio SIDA - otros: pacientes con adicción a drogas por vía parenteral, cirrosis hepática, esplenectomía, etc.

Bacteriemia según el foco: 1. Primarias

Son aquellas que se producen sin haber dado signos de un foco infeccioso en la puerta de entrada o se presenta muy solapado. Generalmente se dan en pacientes más vulnerables a los procesos infecciosos. Ejemplo de ello se puede citar a: Salmonella enterica serotipo typhi, Neisseria meningitidis, Brucella spp, Streptococcus pneumoniae, enterobacterias, bacilos no fermentadores, Streptococcus grupo viridans, etc.

2. Secundarias Cuando las bacterias entran a circulación a partir de un foco infeccioso local y se evidencia síntomas de ellos. Son las más frecuentes. Los focos infecciosos locales que pueden dar origen a este tipo de bacteriemia pueden ser: piel, vías urinarias, pulmón, infecciones intrabdominales, infecciones en la boca, oído, uretra, próstata, cérvix. Tenemos que tener en cuenta que también pueden producirse a partir de pacientes con catéter endovascular (arterial o venoso). Estos pueden colonizarse y ser foco de infección en la sangre, desde la piel, a través del trayecto subcutáneo hasta alcanzar el trayecto intravascular del catéter. Pueden producir bacteriemias sin síntomas locales de infección en torno al catéter. La colonización persistente de los catéteres puede dar lugar a la formación de biopelículas dando lugar a una localización metastásica del lugar original. Esto último depende de cada bacteria y del tropismo de las mismas por células de nuestro organismo, células lesionadas o cuerpos extraños (prótesis). Por ejemplo: Staphylococcus aureus (hueso), Staphylococcus spp (Estafilococos coagulasa negativa en material protésico-catéter), Neisseria meningitidis (meninges), Streptococcus grupo viridans (válvula cardíacas), etc.

Bacteriemia según el resultado de hemocultivo (repercusión clínica): Ante el crecimiento de bacterias en los hemocultivos, debemos considerar las siguientes posibilidades: 1. Falsas o contaminación

Se detecta crecimiento en hemocultivos de uno o más microorganismos según clasificación citada en cuadro 3 (proporcionada por Red Whonet Argentina, Instituto de Epidemiología “Dr. Carlos Malbrán”). Se debe la contaminación frecuentemente al tomar la muestra o al procesarla. La mayor dificultad en la interpretación de los hemocultivos, es la contaminación por la microbiota de la piel. Esta dificultad puede ser reducida con la aplicación correcta de la técnica de asepsia de la piel.

2. Verdaderas

Presencia de microorganismos en la sangre del paciente según clasificación citada en cuadro 3 (proporcionada por Red Whonet Argentina, Instituto de Epidemiología “Dr. Carlos Malbrán”).

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Para su diagnóstico deben utilizarse criterios microbiológicos y clínicos. Se considera bacteriemia verdadera cuando: un microorganismo, que no es una causa habitual de contaminación, se aísla en al

menos un hemocultivo en un paciente con un cuadro clínico compatible con bacteriemia un microorganismo, que contamina habitualmente los hemocultivos, se aísla en al

menos dos series de hemocultivos obtenidos de distintas punciones de vena periférica o de vena periférica y catéter, en un paciente con un cuadro clínico compatible. En las bacteriemias por Staphylococcus spp (estafilococos coagulasa negativa) es aconsejable comprobar que la especie (biotipo) y el antibiotipo de ambos hemocultivos positivos sean idénticos o corroborarlo cuando el caso lo amerite, por alguna técnica genómica. Se debe asegurar que las muestras no sean simultáneas para Jerarquizar esta hallazgo o sea que con una sola extracción se carguen los 2 frascos

Estas a su vez pueden ser: a- Transitoria: se limita espontáneamente en menos de 8-12 horas. b- Persistente: se mantiene a pesar de un tratamiento apropiado, que según los

microorganismos pueden ser de 2 a 7 días generalmente. c- En brecha: ocurre durante el tratamiento antimicrobiano apropiado y cuando los

hemocultivos previos ya eran negativos. Cuadro 3: Microorganismos que NUNCA son contaminantes Streptococcus pneumoniae Pasteurella multocida Streptobacillus moniliformis Listeria monocytogenes Bacteroides, Prevotella, Porphyromonas Fusobacterium Haemophilus influenzae Neisseria meningitidis Brucella spp

Mycobacterium tuberculosis Neisseria gonorrhoeae Grupo HACEK (Haemophilus parainfluenzae, Haemophilus aphrophilus, Haemophilus paraphrophilus, Actinobacillus actinomycetemcomitans, Cardiobacterium hominis, Eikenella corrodens, y Kingella spp).

Microorganismos que RARAMENTE son contaminantes Staphylococcus aureus Streptococcus pyogenes Streptococcus agalactiae Streptococcus grupo C y G Enterobacterias

Bacilos No Fermentadores (principalmente Pseudomonas aeruginosa y Acinetobacter grupo baumanii) Candida albicans y Candida glabrata Enterococcus faecalis, E. faecium

Microorganismos que la MITAD de las veces son contaminantes Streptococcus grupo viridans Clostridium spp (excepto C. septicum) Candida tropicalis y parapsilosis

Microorganismos que SON CONTAMINANTES ECN (Estafilococos coagulasa negativa) Corynebacterium spp (bacilos difteroides) Bacillus spp Propionibacterium acnes

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Objetivos Revisar las técnicas de toma de muestra de hemocultivo y líquidos de punción

poniendo foco en los factores críticos que operan en ellas. Reconocer las metodologías a emplear desde el laboratorio microbiológico

para la detección de microorganismos. Profundizar la comprensión de los hallazgos microbiológicos en las muestras

de hemocultivo y líquidos de punción.

Desde la sospecha clínica hasta la confirmación microbiológica de la bacteriemia Muestra: sangre periférica y de ser posibles de los focos localizados de infección. De ser posible se realiza antes de la administración de antimicrobianos. - En caso de estar tomando antimicrobianos, la muestra de sangre debe colocarse en frascos que contienen resinas para remoción de ellos de la muestra. Los inactiva posibilitando el crecimiento de bacterias/hongos en el medio. - Si no se pueden suspender: tomar la muestra justo antes de la siguiente dosis, en el valle de la administración. Se rechazan muestras:

- Sin rotular, o rotuladas inapropiadamente o con datos discordantes con respecto a los que figuran en la solicitud de pedido.

- Derramadas. - Incorrectamente conservadas. - Con agujas o cualquier otro elemento cortopunzante.

Para toda investigación de microorganismos especiales o no habituales, consultar con el laboratorio de Microbiología.

A. Recolección de las muestras

1- Acondicionar todo el material a utilizar en la toma de muestra. 2- Lavado de manos en el sector de enfermería del lugar. 3- Preparar campo estéril en el lugar de la extracción. 4- Retirar la cobertura del precinto de los frascos y desinfectar el tapón 5- Colocar lazo. Localizar la vena. 6- Lavarse las manos con alcohol gel y colocarse los guantes 7- ANTISEPSIA:

1º) Centrifuga de la zona a punzar con alcohol de 70º. Dejar secar. 2º) Centrifuga de la zona a punzar con iodopovidona solución 10%. Dejar secar

8- No volver a palpar la vena. Realizar la venopunción. 9- Introducir la sangre en el frasco para hemocultivos (10%) - Cambiar aguja 10- Retirar los guantes

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11- Lavado de manos con alcohol gel 12- Rotular el frasco: Datos del paciente claro y preciso. 13- Enviar a Bacteriología

Número extracciones

Indicación Observaciones

2 Solicitud más frecuente.

Ambas extracciones no tienen por qué separarse en el tiempo (se pueden hacer una a continuación de la otra por VENOPUNCIÓN DIFERENTE). Si sospecha infección de catéter, una de las extracciones a través de la vía (identificar botellas) RETROCULTIVO

3 Sospecha de endocarditis Separar las extracciones entre sí (al menos 30 minutos)

4 Sospecha de endocarditis sobre válvula protésica

Dada la alta probabilidad de participación de microorganismos potencialmente contaminantes

B. Variables a tener en cuenta a) Volumen de sangre a cultivar

Si es demasiado pueden interferir factores inhibitorios propios de la sangre del paciente Preferentemente la dilución final sería 1/10 según el volumen del frasco (darían falsos negativos, pierde sensibilidad el método).

b) Número de hemocultivos Nunca 1 debido a que no se puede confrontar el resultado con otra muestra. Hacer varios hemocultivos permite sembrar mayor volumen de sangre mejorando la sensibilidad del método (en adulto aproximadamente hay 1 microorganismo/ml de sangre) y mejorando también la especificidad, o sea recuperando el mismo microorganismo en varias muestras.

c) Intervalo entre muestras Pueden ser entre 30-60 minutos. Pero si el paciente es crítico y debe comenzar con tratamiento antimicrobiano se realiza sin espacio de tiempo pero con venopunciones diferentes.

d) Tipo de botellas Las hay para sistemas convencionales o manuales y para sistemas automatizados (disminuye el tiempo de detección de microorganismos, tiempo de incubación total, riesgo por punción accidental en el laboratorio, tiempo de recuperación de los microorganismos).

e) Tiempo de incubación de las muestras En sistema manual hasta 7 días y en estufas automatizado es suficiente con 5 días. Esto no es estricto va a depender de las bacterias/hongos que se piensa encontrar (Ej: el grupo de bacterias HACEK se incubará 15 días). Los cultivos positivos habitualmente se detectan antes de las 72horas (automatizados puede llegar a las 4-8 horas).

f) Lectura de crecimiento

En el sistema manual se detecta con signos macroscópicos de crecimiento: turbiedad o hemólisis, en cambio, en el automatizado se realiza lectura continua dando alarma el aparato de incubación.

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PROCESAMIENTO

Tratamiento

Diagnóstico microbiológico

Diagnóstico clínico

Paciente

Directo Indirecto

Muestra

Investigaciónmolecular

inmunológica

Ac

Muestra

Investigación

microorganismo

Investigación

molecular

Observación microscópica

Cultivo

En fresco Por coloración

Macroscópica Microscópica

Genómica Inmunológica

Ag

x técnicasvariadas

IdentificaciónPruebas de sensibilidad antibiótica

x técnicasvariadas

Investigación de

biomarcadores

AglutinaciónELISAIFIEtc.

Gram NicollePAP

PCRLIA

Western blotEtc.

AglutinaciónELISAIFDEtc.

DiluciónDifusión

Dilución‐DifusiónMecanismos de

resistenciaInteracciones

Examen directo 1- Investigación de ácidos nucleicos (genómica) por técnica de PCR en tiempo real, múltiple,

secuenciación, etc. 2- Investigación de biomarcadores (Proteómica): perfil de proteínas por espectrometría de

masas (MALDI-TOF). La metodología que presentan estos puntos 1 y 2 actualmente no están disponibles para ningún laboratorio de microbiología a partir de muestras directamente de sangre periférica. Se está investigando activamente la posibilidad de corregir las limitaciones que estos métodos presentan para confirmar presencia e identificación de microorganismos lo antes posible.

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Investigación Bacterias/Hongos

Día 1

Una vez extraída la muestra, el frasco que la contiene con el medio de cultivo líquido (nutrientes y atmósfera adecuada) se remite al laboratorio de microbiología donde se procede a introducirlas en una estufa de cultivo a 37 ºC ya sea por cualquiera de los 2 sistemas.

Día 2

Hemocultivo positivo

‐ Se realiza un frotis que se colorea según Gram‐Nicolle ‐ Planilla de estado de cada hemocultivo. Envío a los

profesionales médicos intervinientes de lo observado. Esto se realiza lo más rápido posible a fin de instaurar pronto tratamiento empírico, continuar con los prescriptos apenas extraídas las muestras o hacer reajustes del mismo.

‐ Repique en medios de cultivo sólidos colocándolos en atmósfera, temperatura y humedad adecuada.

‐ Incubación hasta el otro día.

Día 3 ‐ Observación del desarrollo. COMPATIBLE CON.... ‐ Comienzo de biotipificación. ‐ Comienzo de las pruebas de sensibilidad antimicrobiana.

Día 4 ‐ Identificación y sensibilidad antimicrobiana. ‐ Evaluar significado del desarrollo y realizar informe final.

Día 5‐7 Hemocultivo negativo

Si en la/las muestra/s no se ha evidenciado desarrollo se procede a sacar los frascos de hemocultivo de su incubación y a dar por terminado su estudio previo repique en medios sólidos para corroborar la falta de crecimiento.

Observaciones: La colonización por microorganismos nosocomiales es frecuente en pacientes hospitalizados.

Por ello la valoración de los resultados de los cultivos debe ser muy cuidadosa como así también la de los posibles focos de origen de la bacteriemia que deben realizarse siguiendo los criterios diagnósticos de esos focos establecidos.

Evaluar todos estos los parámetros en conjunto: • Clínica compatible. • Nº de aislamientos desarrollados. • Aislamiento en una muestra estéril (válvula cardiaca, líquido articular, LCR, etc.) • Aislamiento precoz (> 48 horas de detección de desarrollo: probable contaminante)

Cuando desarrollan hemocultivos polimicrobianos: Evaluar cada aislamiento individual acorde a criterios anteriores

• Clínica compatible • Foco asociado o diferentes focos para distintos microorganismos.

- Abdominal. - Genitourinario. - Necrotizante de piel y partes blandas.

Con la información obtenida de la valoración clínica, las pruebas complementarias y las microbiológicas, junto al conocimiento de la epidemiología de la unidad de ingreso actual o previo del paciente, podrá establecerse con la mayor seguridad posible la sospecha diagnóstica de bacteriemia, la gravedad del paciente, el origen y la etiología de la bacteriemia, y con todo ello elegir el tratamiento más apropiado.

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Diagnóstico desde el laboratorio microbiológico clínico de LÍQUIDOS DE PUNCIÓN

La comunicación abierta y activa entre los profesionales del equipo de salud, es la base para el éxito en beneficio del paciente y el

éxito del tratamiento.

Consideraciones generales de las muestras a procesar: Es imprescindible realizar una asepsia previa a la toma de muestra. Extraer las muestras por punción aspiración con jeringa. Consultar antes con el laboratorio

microbiológico según la metodología que va a emplear. Puede que la requiera heparinizada o con citrato de sodio estéril, excepto LCR (no se transporta con ningún agregado).

Los tubos estériles utilizados para el transporte de las muestras deberán poseer tapa de rosca para evitar el derramamiento, volcado o pérdida de las mismas o de lo contrario enviarla en la jeringa (reemplazar la aguja por obturador). Siempre debe extraerse completamente el aire de la misma y evitar la entrada del oxígeno al inocular los medios de transporte y/o cultivo.

En la mayoría de los casos se aconseja acompañar las mismas con 2 muestras de sangre para hemocultivo.

Las muestras deben recolectarse antes de la administración de antimicrobianos. De no ser posible: - Con 48 horas, por lo menos, de suspendido o terminado el tratamiento. - Si tuvieran vida media prolongada: esperar más de 48 horas. - Si no se pueden suspender: tomar la muestra justo antes de la siguiente dosis, en el

valle de la administración. Todos los materiales se consideran potencialmente infecciosos y deben ser remitidos

ajustándose a las normas de bioseguridad vigentes. Se rechazan muestras:

- Sin rotular, o rotuladas inapropiadamente o con datos discordantes con respecto a los que figuran en la solicitud de pedido.

- Derramadas. - Incorrectamente conservadas. - Con agujas o cualquier otro elemento cortopunzante.

Para toda investigación de microorganismos especiales o no habituales, consultar con el laboratorio de Microbiología.

Búsqueda de bacterias anaerobias: Se consideran útiles las muestras obtenidas de cavidades cerradas a través de

tejidos no contaminados. Muestras apropiadas por PUNCIÓN ASPIRACIÓN, con extracción total de aire:

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- Aspirados de abscesos - Líquidos: pleural, articular,

peritoneal - Bilis - Sangre - Médula ósea - Cepillado bronquial (con protección) - Muestras por culdocentesis - Absceso tubo-ovarico

- DIU (dispositivo intrauterino) para Actinomyces spp.

- Placenta (vía cesárea) - Aspirados de senos maxilares - Materia fecal para Clostridium spp - Tejido de herida quirúrgica - Aspirado transtraqueal - Aspirado endometrial - Orina por punción suprapúbica

Muestras no apropiadas: - Lavado bronquioalveolar (sin protección) - Hisopado: endocervical, vaginal, uretral. - Aspirado endotraqueal en pacientes intubados o por traqueotomía - Hisopado: nasofaríngeo, de fauces, nasales, ótico y perianal. - Hisopados: superficiales de piel, úlceras, escaras y abscesos superficiales abiertos. - Semen o fluido prostático - Esputo espontáneo o inducido - Materia fecal - Loquios por micción espontánea o por sonda - Cualquier otro material adyacente a una membrana mucosa que no haya sido

descontaminado adecuadamente. En la recolección, transporte y conservación, tener en cuenta:

- Deben ser procesadas inmediatamente. - De no ser posible, deben ser protegidas del efecto deletéreo del oxígeno, usando

medios de transporte adecuados y mantenerse a temperatura ambiente. - Nunca deben refrigerarse, ya que el frío aumenta la difusión del oxígeno al interior de

la muestra. Nunca remitir la jeringa con la aguja al laboratorio. Reemplazar la aguja por una

cobertura plástica (Obturador).

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Líquidos de punción Líquido cefalorraquídeo (LCR):

- Recolectar el material en por lo menos 2 tubos tapa a rosca o perfectamente sellado con tapón de goma en por lo menos 2 tubos secos estériles:

a) para estudio microbiológico b) para estudio citofisicoquímico

- Remitir en forma inmediata al Laboratorio. - Hasta tanto se recepcione las muestras, conservar los tubos a temperatura ambiente.

Nunca refrigerar (excepto para estudio virológico). - Los líquidos de origen ventricular ó subdural se tratan igual que un LCR.

Técnica de punción lumbar:

1- Asepsia de la zona de punción con una solución yodada. 2- Anestesia cutánea. 3- Luego se inserta una aguja con un mandril en su interior (aguja de punción lumbar)

entre las vértebras lumbares L3 y L4 o L4 y L5 .Lugares escogidos debido a las facilidades anatómicas que posee la columna a ese nivel y a que la médula termina entre L1 y L2 en adultos, y entre L2 y L3 en niños, hasta llegar al canal raquídeo (espacio subdural).

4- El LCR fluirá pasivamente gracias a la presión del mismo y no debe ser aspirado bajo ningún concepto.

5- La cantidad de líquido recogido deberá ser la mínima indispensable y dependerá del tipo de análisis a realizar y de la enfermedad que se esté investigando.

6- El LCR de un paciente con sospecha de meningitis es la muestra clínica de mayor prioridad en un laboratorio de microbiología clínica y debe ser procesado de manera inmediata en todos los casos. URGENCIA MICROBIOLOGICA

7- Para el diagnóstico de las meningitis y encefalitis víricas es aconsejable realizar la toma de una muestra de sangre para la obtención de suero en el mismo momento de la toma del LCR a fin de poder realizar estudios serológicos.

8- En el caso de pacientes con meningismo y fiebre se indica también la obtención de hemocultivos.

Otros líquidos de punción:

- Líquido articular :

Técnica de artrocentesis:

1- Asepsia del área de la articulación. 2- Se introduce una aguja estéril a través de la piel dentro del espacio articular.

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3- Luego se extrae líquido a través de la aguja a una jeringa estéril. 4- El estudio microbiológico del líquido articular incluye: la tinción de Gram y la siembra en

medios de cultivo convencionales con incubación aerobia y anaerobia. La inclusión de otras tinciones y cultivos específicos depende de los diagnósticos diferenciales considerados.

- Líquido ascítico:

Técnica de paracentesis:

1- Indicar al paciente que vacíe la vejiga. 2- Identificar el punto de punción, normalmente en la línea imaginaria que une ombligo y

espina ilíaca anterosuperior izquierda, a nivel de la zona de unión del tercio externo con los dos tercios internos.

3- Asepsia de la zona de punción. 4- Anestesia cutánea 5- Para la punción en las paracentesis diagnósticas podemos utilizar una aguja IM de

calibre 12-14. 6- Se extraer 20-50 ml en función de las muestras que requiramos, retirar la aguja y

colocar un apósito compresivo. 7- Para un estudio normal, se suele necesitar un tubo para cultivo (un frasco para bacterias

aerobias y otro para anaerobias), otro tubo para determinaciones bioquímicas y otro para citología. Si queremos hacer un estudio de posible tuberculosis, habrá que sacar otro tubo solo para esto.

- Líquido pleural:

Técnica de toracocentesis:

1- Revisar la radiografía simple de tórax. 2- Utilizar mascarilla y guantes estériles. 3- Asepsia de la zona de punción con una solución yodada

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4- Preparar y colocar el campo estéril. Para extracción de líquido: confirmar el nivel del líquido por matidez a la percusión; utilizar el primer o segundo espacio intercostal por debajo del nivel, en la línea axilar media-posterior (5 °-6 ° espacio intercostal) o a nivel subescapular, pero no más abajo del octavo espacio intercostal (riesgo de lesionar vísceras intraabdominales), y nunca por debajo del borde inferior de la costilla, por riesgo de lesión del paquete vasculonervioso intercostal.

5- Infiltrar anestesia local y confirmar la presencia de aire o líquido. Inyectar apoyándose en el borde superior de la costilla para evitar el paquete vasculonervioso intercostal. Infiltrar hasta pleura (frecuentemente se siente un pequeño chasquido o una falta de resistencia). Aspirar para confirmar la presencia de aire o de líquido. Marcar la profundidad a que ha penetrado la aguja con una pinza y retirar la aguja.

6- Introducir la aguja de toracocentesis (montada en la jeringa) hasta la misma profundidad marcada con la pinza.

7- Aspirar la muestra. 8- Retirar la aguja y aplicar apósito estéril. 9- Enviar la muestra para estudio Microbiológico:. Recuento diferentes células hemáticas

(leucocitos: PMN, linfocitos, etc.). tinción de Gram-Nicolle, Ziehl Neelsen (BAAR), Cultivo, Identificación de germen y Pruebas de sensibilidad antimicrobiana, estudio anatomopatológico (diferentes coloraciones: citología) y estudio bioquímico: cuantificación de proteínas, glucosa , amilasa, Láctico deshidrogenasa (LDH) ,gases en sangre, etc.

10- Hacer radiografía de tórax de control. Valorar la cantidad extraída. Descartar la existencia de neumotórax.

- Líquido pericárdico - Otico: (ver laboratorio 1)

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