KARAKTERISTIK SEMEN SEGAR, MORFOLOGI, DAN PENGUJIAN KEUTUHAN MEMBRAN PLASMA

SPERMATOZOA KELINCI LOP DAN REX           

INNES MAULIDYA

FAKULTAS KEDOKTERAN HEWAN INSTITUT PERTANIAN BOGOR

BOGOR 2012

  

 

PERNYATAAN MENGENAI SKRIPSI DAN SUMBER INFORMASI

Dengan ini saya menyatakan bahwa skripsi dengan judul Karakteristik Semen Segar, Morfologi, dan Keutuhan Membran Plasma Spermatozoa Kelinci Lop dan Rex adalah karya saya dengan arahan dari pembimbing dan belum diajukan dalam bentuk apapun kepada perguruan tinggi manapun. Sumber informasi yang berasal dan dikutip dari karya yang diterbitkan maupun tidak diterbitkan dari penulis lain telah disebutkan dalam teks dan dicantumkan dalam Daftar Pustaka di bagian akhir skripsi ini.

Bogor, September 2012

Innes Maulidya B04080117

  

 

ABSTRACT

INNES MAULIDYA. B04080117. Characteristics of Raw Semen, Sperm Morphology, and Plasma Membrane Integrity Test of Lop and Rex Rabbits. Directed by Prof. Dr. Dra. R. Iis Arifiantini, MSi.

The study was conducted to investigate the quality of semen between Lop and Rex breed. Semen samples was collected by using artificial vagina and evaluated macro and microscopically. The evaluation included semen volume, pH, consistency, color, mass movement, motility, individual scores, concentration, and viability. The sperm morphology was examination using carbofuchsin eosin staining and the plasma membran integrity was determine using Hypo-Osmotic Swelling test (HOS test). Hypo-Osmotic solution was modified by mixing fructose and sodium citrate into three different osmotic pressure: 50, 100, and 150 mOsm/kg. All data were analyzed statistically using analysis of variance (ANOVA), whereas the data from HOS test were analyzed using completely randomized design (CRD) with three factor patterns. The result showed that mass movement, motility, and individual scores of Rex’s sperm was superior compare than Lop’s, but there were no difference in other parameters. The respons of plasma membrane integrity showed that Rex’s sperm was faster (15 minute) compare than Lop’s (30 minute). This fact may relate to the composition structure of the plasma membrane and seminal plasma.

Key words: Rabbit, Lop, Rex, membrane integrity, semen, sperm

  

 

RINGKASAN

INNES MAULIDYA. B04080117. Karakteristik Semen Segar, Morfologi, dan Pengujian Keutuhan Membran Plasma Spermatozoa Kelinci Lop dan Rex. Dibimbing oleh oleh Prof. Dr. Dra. R. Iis Arifiantini, MSi.

Penelitian dilakukan untuk mempelajari kualitas semen dari kelinci Lop dan Rex. Sampel semen dikoleksi menggunakan vagina buatan, semen lalu dievaluasi secara makroskopis dan mikroskopis. Evaluasi yang dilakukan meliputi pemeriksaan volume semen, pH, konsistensi, warna semen, gerakan massa, motilitas, skor individu, konsentrasi, dan viabilitas. Morfologi spermatozoa diwarnai menggunakan pewarnaan Williams dan keutuhan membran plasma spermatozoa diuji dengan Hypo-Osmotic Swelling test (HOS test). Larutan hipoosmotik yang digunakan merupakan campuran Fruktosa dan Natrium sitrat bertekanan osmotik 50, 100, dan 150 mOsm/kg. Data yang diperoleh dianalisis secara statistik menggunakan ANOVA, sedangkan data HOS test dianalisis menggunakan rancangan acak lengkap (RAL) dengan pola tiga faktor. Hasil penelitian menunjukkan bahwa gerakan massa, motilitas, dan skor individu spermatozoa kelinci Rex berbeda (P<0.05) dengan kelinci Lop, tetapi tidak berbeda (P>0.05) untuk parameter lainnya. Pada pengujian membran plasma utuh (MPU), spermatozoa kelinci Rex berespon (coil) 15 menit lebih cepat dibandingkan kelinci Lop. Hal ini kemungkinan berhubungan dengan komposisi struktur membran plasma dan plasma semen.

Kata kunci: Kelinci, Lop, Rex, keutuhan membran, semen, spermatozoa

  

 

© Hak Cipta milik IPB, tahun 2012 Hak Cipta dilindungi Undang-Undang

Dilarang mengutip sebagian atau seluruh karya tulis ini tanpa mencantumkan atau menyebutkan sumbernya. Pengutipan hanya untuk kepentingan pendidikan, penelitian, penulisan karya ilmiah, penyusunan laporan, penulisan kritik, atau tinjauan suatu masalah; dan pengutipan tersebut tidak merugikan kepentingan yang wajar IPB Dilarang mengumumkan dan memperbanyak sebagian atau seluruh karya tulis dalam bentuk apapun tanpa izin IPB

  

 

KARAKTERISTIK SEMEN SEGAR, MORFOLOGI, DAN PENGUJIAN KEUTUHAN MEMBRAN PLASMA

SPERMATOZOA KELINCI LOP DAN REX  

INNES MAULIDYA

Skripsi Sebagai salah satu syarat untuk memperoleh gelar

Sarjana Kedokteran Hewan pada Fakultas Kedokteran Hewan

FAKULTAS KEDOKTERAN HEWAN INSTITUT PERTANIAN BOGOR

BOGOR 2012

  

 

Judul Skripsi : Karakteristik Semen Segar, Morfologi, dan Pengujian Keutuhan

Membran Plasma Spermatozoa Kelinci Lop dan Rex

Nama : Innes Maulidya

NRP : B04080117

Disetujui,

Pembimbing

Prof. Dr. Dra. R. Iis Arifiantini, MSi NIP. 19600804 198103 2 001

Mengetahui,

Wakil Dekan Fakultas Kedokteran Hewan IPB

Drh. H. Agus Setiono, MS, Ph.D, APVet NIP. 19630810 198803 1 004

Tanggal Lulus :    

  

 

KATA PENGANTAR Bismillahirrohmanirrohiim

Alhamdulillah, segala puji hanya bagi Allah SWT yang telah memberikan Rahmat dan Karunia-Nya kepada penulis sehingga penulisan skripsi yang berjudul “Karakteristik Semen Segar, Morfologi, dan Pengujian Keutuhan Membran Plasma Spermatozoa Kelinci Lop dan Rex” dapat diselesaikan. Pada kesempatan ini, penulis ingin mengucapkan terima kasih kepada: 1. Prof. Dr. Dra. R. Iis Arifiantini, M.Si selaku dosen pembimbing yang telah

mengarahkan, membimbing, dan membantu penulis selama ini. 2. Drh. Muhidin Nurdin selaku dosen penilai seminar serta kepada Drh. Adi

Winarto Ph.D PAVet dan Dr. drh. H. Akhmad Arif Amin selaku dosen penguji atas saran dan masukan yang telah diberikan.

3. Dr. drh. Amrozi selaku dosen pembimbing akademik penulis atas segala bimbingannya selama ini.

4. Bapak Ekon Maludi, Bapak Sinto, dan karyawan Indira Farm dan Istana Kelinci yang telah menyediakan kelinci sebagai sampel dalam penelitian serta menyediakan tempat untuk melakukan penelitian.

5. Dr. drh. Amrozi selaku kepala Unit Rehabilitasi dan Reproduksi (URR) FKH IPB yang telah memberikan izin penelitian di laboratorium Fisiologi Reproduksi, serta kepada Bapak Bondan dan segenap staf URR atas bantuan yang diberikan selama penelitian.

6. Staf laboratorium Embriologi dan Histologi atas bantuannya. 7. Ayah, Ibu, Dila, Vira, dan seluruh keluarga besar penulis yang telah

memberikan do’a, semangat, dan kasih sayangnya kepada penulis. 8. Adit Fahrizal atas do’a dan dukungan yang diberikan. 9. Teman-teman satu penelitian, Irena, Rice, dan Rizal yang telah membantu

penulis hingga dapat menyelesaikan penelitian ini. 10. Sahabatku Sarah, Ulan, dan Tia atas dukungan dan kebersamaannya. 11. Amink, Desray, Hana, Fara, dan rekan-rekan Avenzoar 45 atas

kebersamaannya selama ini. 12. Semua pihak yang telah membantu penulis dalam menyelesaikan skripsi ini.

Penulis menyadari skripsi ini masih jauh dari sempurna, untuk itu penulis mengucapkan terima kasih atas kritik dan saran yang sifatnya membangun dari semua pihak demi kesempurnaan skripsi ini. Penulis berharap semoga skripsi ini dapat bermanfaat bagi pembaca.

Bogor, September 2012

Innes Maulidya

  

 

RIWAYAT HIDUP

Penulis dilahirkan di Bogor pada tanggal 25 Oktober 1990 dari pasangan Bapak Ekon Maludi dan Ibu Widyawati Noor. Penulis merupakan anak pertama dari tiga bersaudara. Penulis menyelesaikan sekolah dasar di SDN Sindang Barang 2 pada tahun 2002, sekolah menengah pertama di SMPN 6 Bogor pada tahun 2005, sekolah menengah atas di SMAN 5 Bogor pada tahun 2008 dan pada tahun yang sama lulus seleksi masuk IPB melalui jalur Undangan Seleksi Masuk (USMI) IPB memilih Fakultas Kedokteran Hewan. Selama menjadi mahasiswa, penulis aktif dalam organisasi mahasiswa Uni Konservasi Fauna (UKF), Himpunan Minat dan Profesi (HIMPRO) Satwa Liar FKH IPB, dan Badan Eksekutif Mahasiswa (BEM) Kabinet Katalis periode 2009-2010.

  

 

DAFTAR ISI

Halaman

DAFTAR TABEL ............................................................................................... xi DAFTAR GAMBAR .......................................................................................... xii DAFTAR LAMPIRAN ....................................................................................... xiii PENDAHULUAN .............................................................................................. 1 Latar Belakang ........................................................................................... 1 Tujuan ........................................................................................................ 2 Manfaat ...................................................................................................... 2 TINJAUAN PUSTAKA ..................................................................................... 3 Tinjauan Umum Kelinci ............................................................................ 3 Fisiologi Semen ......................................................................................... 6 Evaluasi Semen .......................................................................................... 6 Morfologi Spermatozoa ............................................................................. 7 Pengujian Keutuhan Membran Plasma Spermatozoa ................................ 9 MATERI DAN METODE .................................................................................. 10 Waktu dan Tempat Penelitian .................................................................... 10 Materi Penelitian ........................................................................................ 10 Metode Penelitian ...................................................................................... 10 Persiapan Kelinci .................................................................................. 10 Persiapan Vagina Buatan dan Koleksi Semen ...................................... 10 Evaluasi Semen ..................................................................................... 11 Pemeriksaan Morfologi Spermatozoa ................................................... 13 Pengujian Keutuhan Membran Plasma Spermatozoa ........................... 14 Analisis Data .............................................................................................. 14 HASIL DAN PEMBAHASAN ........................................................................... 15 Karakteristik Semen Segar Kelinci Lop dan Rex ...................................... 15 Morfologi Spermatozoa Segar Kelinci Lop dan Rex ................................ 18 Keutuhan Membran Plasma Spermatozoa ................................................. 28 SIMPULAN DAN SARAN ................................................................................ 35 Simpulan .................................................................................................... 35 Saran .......................................................................................................... 35 DAFTAR PUSTAKA ......................................................................................... 36 LAMPIRAN ........................................................................................................ 40

  

 

DAFTAR TABEL

Halaman

1 Karakteristik semen segar kelinci Lop dan Rex yang dikoleksi menggunakan vagina buatan ....................................................................... 15 2 Jenis abnormalitas spermatozoa primer kelinci Lop dan Rex yang dikoleksi menggunakan vagina buatan (%) ................................................. 19 3 Jenis abnormalitas spermatozoa sekunder kelinci Lop dan Rex yang dikoleksi menggunakan vagina buatan (%) ................................................. 24 4 Morfologi kepala dan ekor spermatozoa kelinci Lop dan Rex yang dikoleksi menggunakan vagina buatan (%) ................................................. 27 5 MPU semen segar kelinxi Lop dan Rex pada beberapa tekanan osmotik yang diinkubasi selama satu jam (%) ............................................ 29 6 Waktu optimal pengujian MPU semen segar kelinci Lop dan Rex pada beberapa larutan hipoosmotik ...................................................................... 32

  

 

DAFTAR GAMBAR

Halaman

1 Kelinci Lop .................................................................................................. 4 2 Kelinci Rex .................................................................................................. 5 3 Struktur Spermatozoa (Adellman & Cahill 1989) ....................................... 8 4 Komponen vagina buatan (kiri) dan vagina buatan (kanan) ........................ 11 5 Proses pewarnaan eosin nigrosin ................................................................. 12 6 Kamar hitung Neubauer dan bidang hitungnya ........................................... 13 7 Hasil koleksi semen kelinci ......................................................................... 16 8 Spermatozoa hidup (kepala berwarna putih) dan spermatozoa mati (kepala berwarna merah, tanda panah), pewarnaan eosin nigrosin ............. 18 9 Diagram persentase jenis abnormalitas spermatozoa primer kelinci Lop dan Rex ................................................................................................. 20 10 Morfologi kepala spermatozoa kelinci Lop dan Rex (a) normal, (b) abnormal contour, (c) KA defect, (d) detached head, (e) macrocephalus, (f) microcephalus, (g) narrow, (h) taperred, (i) pearshaped, (j) round head (perbesaran 1000X) ............................................................................. 22 11 Diagram persentase jenis abnormalitas spermatozoa sekunder kelinci Lop dan Rex ................................................................................................. 25 12 Morfologi ekor spermatozoa kelinci Lop dan Rex (a) normal, (b) abaxial tail, (c) bowed midpiece, (d) DMPR abnormality, (e) teratoid form, (f) bent PP, (g) coiled PP, (h) double tail (perbesaran 1000X) ......... 26 13 Respon spermatozoa (coil) saat terpapar larutan hipoosmotik (tanda panah) .......................................................................................................... 30 14 Diagram persentase spermatozoa coil kelinci Lop dan Rex dalam larutan bertekanan 50 mOsm/kg .................................................................. 31 15 Diagram persentase spermatozoa coil kelinci Lop dan Rex dalam larutan bertekanan 100 mOsm/kg ................................................................ 31 16 Diagram persentase spermatozoa coil kelinci Lop dan Rex dalam larutan bertekanan 150 mOsm/kg ................................................................ 32

  

 

DAFTAR LAMPIRAN

Halaman

1 Karakteristik semen segar kelinci Lop ........................................................ 41 2 Karakteristik semen segar kelinci Rex ........................................................ 42 3 Persentase MPU semen segar kelinci Lop ................................................... 43 4 Persentase MPU semen segar kelinci Rex ................................................... 43 5 Tekanan osmotik semen segar kelinci Lop dan Rex ................................... 44

 

1  

 

PENDAHULUAN 

Latar Belakang

Saat ini, kelinci menjadi salah satu hewan kesayangan yang semakin

digemari di Indonesia. Berbagai breed kelinci mulai dibudidayakan untuk

memenuhi berbagai keperluan, seperti pemanfaatan daging, kulit dan rambut,

serta sebagai hewan laboratorium dan hewan kesayangan (Sarwono 2001).

Berdasarkan perbedaan ukuran tubuh, warna dan panjang rambut, pertumbuhan,

serta manfaat satu dengan lainnya, terdapat lebih dari 72 breed kelinci yang

tersebar luas di dunia termasuk di Indonesia. Beberapa breed kelinci yang banyak

diketahui, dipelihara, dan dibudidayakan oleh peternak Indonesia antara lain

kelinci Angora, Lop, Flemish Giant, Rex, Dutch, English Spot, Himalayan, Lion

Head, Satin, Nederland Dwarf, New Zealand, Hotot, Harlequine, Tan, Polish,

Havana, Chinchila, dan Californian.

Diantara berbagai breed kelinci yang ada, kelinci Lop dan Rex memiliki ciri

khas tersendiri yang membedakannya dengan kelinci breed lain. Ciri khas kelinci

Lop terletak pada telinga yang menggantung dari pangkal kepala hingga samping

pipi dengan ujung membulat, tidak seperti kelinci pada umumnya yang memiliki

telinga tegak (Sarwono 2001). Ciri khas ini menyebabkan kelinci Lop terlihat lucu

dan menarik sehingga digemari banyak orang sebagai kelinci hias. Kelinci Lop

juga dapat dimanfaatkan sebagai penghasil daging karena ukurannya yang besar.

Kelinci Rex memiliki ciri khas pada rambutnya yang halus dan lembut seperti

beludru (Sarwono 2001). Karena keindahan rambutnya, breed kelinci ini banyak

dibudidayakan sebagai penghasil rambut untuk bahan pembuatan jaket dan

aksesoris pakaian. Kelinci Rex juga dapat dimanfaatkan sebagai hewan

kesayangan dan penghasil daging.

Potensi besar yang dimiliki kelinci Lop dan Rex harus dimanfaatkan dengan

baik. Salah satu upaya untuk meningkatkan potensi tersebut adalah dengan

mengetahui potensi reproduksi jantan kedua breed kelinci yang dipengaruhi oleh

organ reproduksi, libido, dan kualitas semen yang diejakulasikan (Togun &

Egbunike 2006). Semen merupakan sekresi dari organ kelamin jantan yang terdiri

atas spermatozoa dan plasma semen (Garner & Hafez 2000). Pemeriksaan

terhadap kualitas semen merupakan upaya untuk mengetahui fertilitas hewan

2  

 

jantan. Pemeriksaan dilakukan secara makroskopis dan mikroskopis. Pemeriksaan

secara makroskopis terdiri atas pengukuran volume semen, konsistensi, warna,

dan pH semen, sedangkan pemeriksaan secara mikroskopis terdiri atas gerakan

massa, gerakan individu, motilitas, konsentrasi, viabilitas, dan morfologi

spermatozoa.

Spermatozoa terdiri atas dua bagian, yaitu kepala dan ekor (Garner & Hafez

2000). Keseluruhan bagian ini dibungkus oleh membran plasma yang berfungsi

sebagai pelindung terhadap perubahan lingkungan, unsur transport dari dalam ke

luar sel atau sebaliknya (Pinto & Kozink 2008), serta menjaga intergritas biokimia

dan struktur spermatozoa (Amorim et al. 2009). Membran plasma yang

mengalami kerusakan akan menyebabkan terganggunya komponen-komponen

dalam spermatozoa seperti akrosom di bagian kepala yang mengandung enzim-

enzim penting untuk fertilisasi ataupun mengganggu mitokondria jika kerusakan

terjadi pada bagian ekor. Kerusakan dapat menyebabkan terjadinya penurunan

fungsi membran plasma sehingga penurunan kualitas spermatozoa dapat terjadi.

Mengingat pentingnya fungsi membran plasma, maka dilakukan pengujian

terhadap keutuhan membran plasma dengan uji khusus yang disebut Hypo-

Osmotic Swelling test (HOS test).

Pengujian terhadap keutuhan membran plasma spermatozoa telah banyak

dilaporkan pada berbagai hewan, antara lain pada kambing (Fonseca et

al. 2005), sapi (Correa & Zavos 1994), babi (Zou & Yang 2000), kuda (Neild et

al. 1999), dan manusia (Jayendran et al. 1984), akan tetapi pengujian ini masih

jarang dilakukan pada kelinci.

Tujuan

Penelitian ini dilakukan untuk mempelajari karakteristik semen segar baik

secara makroskopis dan mikroskopis, terutama morfologi dan keutuhan membran

plasma spermatozoa kelinci Lop dan Rex.

Manfaat

Penelitian ini diharapkan dapat memberikan informasi mengenai

karakteristik semen segar baik secara makroskopis dan mikroskopis, terutama

morfologi dan keutuhan membran plasma spermatozoa kelinci Lop dan Rex.

  

 

TINJAUAN PUSTAKA

Tinjauan Umum Kelinci

Kelinci yang banyak diternakkan saat ini berasal dari kelinci liar

(Orytolagus cuniculus) yang telah mengalami domestikasi, tersebar di kawasan

Afrika Utara, Eropa, Australia, Selandia Baru, Chili, serta pulau-pulau di Pasifik

dan Atlantik. Klasifikasi kelinci adalah sebagai berikut:

Kingdom : Animalia

Phylum : Chordata

Class : Mammalia

Ordo : Lagomorpha

Famili : Leporidae

Sub famili : Leporine

Genus : Lepus, Pentalagus, Bunolagus, Nesolagus, Romerolagus,

Brachylagus, Sylvilagus, Oryctolagus, dan Poelagus.

Spesies : Lepus spp., Pentalagus spp., Bunolagus spp., Nesolagus spp.,

Romerolagus spp., Brachylagus spp., Sylvilagus spp.,

Oryctolagus spp., dan Poelagus spp.

Di Indonesia khususnya Pulau Jawa, kelinci pada mulanya merupakan

ternak hias yang dipelihara oleh Belanda. Pada perkembangannya, kelinci mulai

meluas ke kalangan rakyat biasa dan banyak diternakkan oleh petani-petani di

daerah pegunungan. Breed kelinci pertama yang diternakkan di Indonesia adalah

Nederland Dwarf yang pada awalnya merupakan usaha sambilan berskala kecil.

Pada tahun 1980, pemerintah Indonesia mulai menggalakkan pemeliharaan kelinci

sebagai sumber daging, akan tetapi usaha ini tidak berjalan mulus seperti di

daerah Eropa dan Asia.

Berdasarkan bobotnya, kelinci dewasa dibedakan menjadi tiga tipe, yaitu

tipe kecil, sedang, dan besar. Ketiga tipe tersebut dijelaskan sebagai berikut:

1. Tipe kecil (small and dwarf breeds). Kelinci tipe ini dimanfaatkan sebagai

ternak biasa atau sebagai hewan kesayangan karena sifatnya yang jinak dan

mudah dipelihara. Memiliki bobot 0.9-2 kg dan dewasa kelamin pada 4-6

bulan. Beberapa breed kelinci tipe kecil antara lain Lop Dwarf, Dutch, Polish,

dan English Angora.

4  

 

2. Tipe sedang (medium breeds). Kelinci tipe ini dimanfaatkan sebagai penghasil

daging, bulu, dan kulit. Bobotnya adalah antara 2-4 kg. Mencapai dewasa

kelamin pada umur 7-8 bulan. Beberapa breed kelinci tipe sedang antara lain

Rex, New Zealand White, English spot, dan Californian.

3. Tipe berat (giant breeds). Kelinci tipe ini dimanfaatkan sebagai penghasil

daging, bulu, dan kulit seperti tipe sedang. Bobot yang dapat dicapai adalah

hingga 8 kg. Kelinci tipe ini mencapai dewasa kelamin pada umur 10-12 bulan.

Beberapa breed kelinci tipe berat antara lain Flemish Giant dan Giant

Chinchilla (Sarwono 2001).

Terdapat lebih dari 72 breed kelinci yang tersebar luas di dunia. Beberapa

breed kelinci yang sudah dibudidayakan di Indonesia, antara lain:

1. Kelinci Lop

Kelinci Lop memiliki kepala lebar, mata hitam, serta tubuh kompak dan

padat. Ciri khas kelinci Lop terletak pada telinga yang menggantung dari pangkal

kepala hingga samping pipi dengan ujung membulat, tidak seperti kelinci pada

umumnya yang memiliki telinga tegak (Gambar 1). Perubahan posisi telinga

terlihat setelah usia kelinci 2-4 bulan. Ciri khas ini yang menyebabkan kelinci Lop

terlihat lucu dan menarik sehingga digemari banyak orang sebagai kelinci hias.

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Gambar 1 Kelinci Lop.

5  

 

Lop melahirkan 6-8 ekor anak setiap kali bunting. Kemampuan beranak tiap

induk cukup besar, yaitu mencapai 36 ekor per tahun. Anak Lop tumbuh cepat dan

berdaging padat. Rata-rata bobot anak setelah berumur 65 hari adalah 1.8 kg dan

bobot dewasa mencapai 4.5-5 kg, karenanya Lop juga banyak diternakkan untuk

diambil dagingnya (Sarwono 2001). Beberapa jenis kelinci Lop antara lain

English Lop, Holland Lop, Dwarf Lop, American Fuzzy Lop, Angora Lop, dan

French Lop. Diantara beberapa jenis kelinci Lop tersebut, English Lop merupakan

jenis yang paling terkenal, berwarna kuning, coklat, dan hitam kekuning-

kuningan.

2. Kelinci Rex

Kelinci Rex memiliki proporsi tubuh yang baik dengan bagian belakang

membulat, tulang kuat, kepala lebar, dan telinga tegak. Ciri khas kelinci Rex

terletak pada rambutnya yang halus dan lembut seperti beludru dengan panjang

hingga 1.27 cm. Karena keindahan rambutnya, kelinci ini banyak dibudidayakan

sebagai penghasil rambut selain sebagai kelinci hias. Rambut Rex yang eksotis

digunakan sebagai bahan baku pembuatan jaket atau aksesoris pakaian. Bobot

dewasa Rex dapat mencapai 2.7-3.6 kg. Ukurannya yang besar juga dimanfaatkan

peternak Rex untuk diambil dagingnya (Sarwono 2001).

Gambar 2 Kelinci Rex.

6  

 

Kelinci Rex melahirkan 6-7 ekor anak setiap kali bunting dan setiap tahun

kelinci ini dapat melahirkan hingga 6 kali. Warna rambut kelinci Rex sangat

bervariasi antara lain putih, hitam, biru, ungu merah muda (Lilac), coklat emas

(Nutria, Cinnamon), merah kuning keemasan, coklat gelap kehitam-hitaman

(Havana), bertotol (Dalmation), kombinasi hitam dan oranye (Harlequin), dan

seperti kucing Siam (Siamese Sable). Kelinci Rex yang paling terkenal adalah

White Rex, yang berambut putih mulus dan tebal. Kualitas rambutnya sangat baik,

lembut seperti beludru. Breed ini disebut juga Ermine Rex.

Fisiologi Semen

Semen merupakan sekresi dari organ kelamin jantan yang terdiri atas

spermatozoa dan plasma semen (Garner & Hafez 2000). Spermatozoa pada semen

dihasilkan oleh testis dan dipengaruhi oleh hormon gonadotropin dan gonad,

sedangkan plasma semen merupakan campuran sekresi dari epididimis dan

kelenjar-kelenjar kelamin seperti kelenjar vesikularis dan prostat. Plasma semen

berperan dalam keberhasilan reproduksi karena digunakan sebagai media

transport dan energi bagi spermatozoa. Semen memiliki larutan buffer nitrat,

bikarbonat, kation, pH sedikit basa (7.3-7.8), dan tekanan osmotik yang hampir

sama dengan darah.

Evaluasi Semen

Semen yang telah dikoleksi segera mungkin dievaluasi untuk mengetahui

kuantitas dan kualitas semen sebelum semen itu digunakan. Hal ini karena hanya

semen dengan kualitas baik yang memiliki kemampuan fertilisasi yang tinggi.

Keberhasilan fertilisasi dari ejakulasi secara pasti hanya dapat ditentukan setelah

inseminasi, akan tetapi cara ini memakan waktu dan biaya. Karenanya, tes

laboratorium dikembangkan untuk memperkirakan kualitas in vitro dan

mengorelasikan parameter kualitas semen tersebut dengan kesuburan in vivo. Tes

laboratorium ini dapat digunakan untuk memprediksi kesuburan pejantan

(Rodríguez-Martínez 2003; Carluccio et al. 2004).

Menurut Freshman (2002), evaluasi semen mencakup gross evaluation,

pengukuran pH, motilitas, morfologi, konsentrasi spermatozoa, sitologi, kultur

semen, dan alkaline phosphate. Secara umum, evaluasi semen yang dilakukan

7  

 

mencakup evaluasi secara makroskopis dan mikroskopis. Secara makroskopis,

volume semen, pH, konsistensi, dan warna semen dapat dinilai, sedangkan secara

mikroskopis, gerakan massa, motilitas, skor individu, konsentrasi, viabilitas, dan

morfologi dapat dinilai.

Morfologi Spermatozoa

Garner dan Hafez (2000) membagi spermatozoa menjadi dua bagian, yaitu

kepala dan ekor. Kepala spermatozoa berbentuk bulat, lonjong, dan pipih. Kepala

spermatozoa terdiri atas bagian akrosom anterior dan post akrosomal posterior.

Akrosom anterior dibungkus oleh tudung akrosom yang merupakan struktur

berupa dua lapis membran diantara plasma membran dan anterior kepala

spermatozoa. Kandungan tudung akrosom adalah akrosin, hyaluronidase, dan

enzim hidrolitik lainnya yang berfungsi untuk menembus ovarium dan membran

oosit. Kepala juga berisi kromosom atau untaian DNA (Barth & Oko 1989).

Ekor spermatozoa terdiri atas bagian penghubung (connecting piece), bagian

tengah (midpiece), bagian utama (principle piece), dan bagian ujung (endpiece).

Ekor terdiri atas aksonema yang tersusun oleh sembilan pasang mikrotubulus

yang melingkari 2 inti filament. Aksonema dibungkus oleh banyak mitokondria

yang berfungsi sebagai sumber energi bagi motilitas spermatozoa. Fruktosa yang

terkandung dalam semen merupakan sumber pembentuk adenosine triphosphate

(ATP) pada mitokondria. Ekor spermatozoa berfungsi sebagai penggerak

lokomosi dengan gelombang di daerah implantasi ekor kepala, mendorong

spermatozoa bergerak melalui uterus dan tuba Falopii hingga bertemu dan

berpenetrasi pada oosit (Schatten & Gheorghe 2007), keberhasilan fertilisasi

bergantung pada hal ini.

Kelainan terhadap morfologi spermatozoa atau abnormalitas secara alami

dapat ditemukan pada spermatozoa karena kurang sempurnanya proses dalam

organ reproduksi hewan. Abnormalitas dipicu oleh penyakit, heat stress,

perlakuan kriopreservasi, dan musim (Barth & Oko 1989). Tingginya persentase

spermatozoa abnormal berkorelasi dengan kesuburan pada kelinci (Lavara et al.

2005). Penilaian terhadap abnormalitas spermatozoa dibantu dengan pewanaan

William.

8  

 

Barth dan Oko (1989) mengklasifikasikan abnormalitas spermatozoa ke

dalam dua kelompok, yaitu abnormalitas spermatozoa primer dan sekunder.

Abnormalitas spermatozoa primer merupakan abnormalitas yang terjadi pada

bagian kepala spermatozoa karena adanya kelainan saat proses spermatogenesis

dalam tubuli seminiferi. Abnormalitas spermatozoa primer meliputi pyriform

(pearshaped), narrow at the base (taperred), abnormal countour, undeveloped,

narrow, variable size (macrocephalus, microcephalus), double head, detached

head, dan diadem.

Gambar 3 Struktur spermatozoa (Adelman & Cahill 1989).

Abnormalitas spermatozoa sekunder terjadi pada bagian ekor akibat

kerusakan selama perjalanan spermatozoa melalui epididimis dan selama fase

ejakulasi atau setelah ejakulasi yang meliputi kesalahan penanganan dan

perlakuan terhadap spermatozoa seperti heat shock, pemanasan berlebihan, dan

karena kontaminasi urin, air, atau antiseptik (Chenoweth 2005). Abnormalitas

spermatozoa sekunder meliputi abaxial tail, coiled tails (simple bent, under the

head, double folded), dan abnormal midpiece. Abnormalitas dianggap serius

9  

 

apabila abnormalitas spermatozoa primer yang ditemukan mencapai 18-20%

karena dapat menurunkan fertilitas (Barth & Oko 1989).

Pengujian Keutuhan Membran Plasma Spermatozoa

Seluruh bagian spermatozoa diselimuti oleh membran plasma yang

berfungsi sebagai pelindung terhadap perubahan lingkungan, sebagai unsur

transport dari dalam ke luar sel atau sebaliknya (Pinto & Kozink 2008), serta

menjaga integritas biokimia dan struktur spermatozoa (Amorim et al. 2009).

Keutuhan membran plasma akan menentukan kualitas spermatozoa. Hypo-

Osmotic Swelling test (HOS test) merupakan uji khusus yang digunakan untuk

mengetahui keutuhan membran plasma spermatozoa (Lodhi et al. 2008). Mocé et

al. (2004), Daader dan Seleem (2005), dan Safaah et al. (2008) menunjukkan

bahwa HOS test dapat digunakan untuk menilai hasil fertilisasi in vitro dari semen

kelinci.

Dasar dari HOS test adalah hukum osmosis. Saat spermatozoa terpapar oleh

medium hipoosmotik, bahan biokimia aktif pada spermatozoa akan meningkatkan

volume spermatozoa dengan mengalirkan air masuk ke dalam spermatozoa hingga

tercapai keseimbangan antara kompartemen dalam spermatozoa dengan

lingkungan ekstraseluler. Proses ini menyebabkan spermatozoa membengkak,

terjadi perubahan ukuran dan bentuk spermatozoa yang dapat dievaluasi

menggunakan mikroskop fase kontras (Cabrita et al. 1999; Fonseca et al. 2005).

Pembengkakan mudah teramati pada bagian ekor yang menunjukkan adanya

kebengkokan ekor (coil).

  

 

MATERI DAN METODE

Waktu dan Tempat Penelitian

Penelitian dilaksanakan pada bulan Juli 2011 sampai April 2012 bertempat

di Indira Farm Hamtaro and Rabbit House, Istana Kelinci, dan di Unit

Rehabilitasi Reproduksi, Fakultas Kedokteran Hewan, Institut Pertanian Bogor.

Materi Penelitian

Alat yang digunakan dalam penelitian adalah vagina buatan, mikroskop

cahaya, gelas objek dan penutup, water bath, heating table, pH paper, pipet,

mikropipet, pipet Pasteur, counting chamber, tabung Eppendorf, stopwatch,

counter, termometer, termos, spoit, aluminium foil, dan bak pencuci.

Bahan yang digunakan antara lain semen kelinci yang berasal dari 3 ekor

kelinci Lop dan 3 ekor kelinci Rex (berbobot badan 2-2.5 kg dalam usia

produktif), 1 ekor kelinci Lop betina, 1 ekor kelinci Rex betina, alkohol, NaCl

0.9%, KY Jelly, larutan Hipoosmotik (Natrium Sitrat dan Fruktosa), bahan

pewarnaan Eosin Nigrosin, dan bahan pewarnaan Williams (alkohol absolut,

chloramin 0.5%, air destilasi, alkohol 95%, dan larutan Williams).

Metode Penelitian

Persiapan Kelinci

Kelinci jantan dipelihara dalam kandang individual, dipelihara juga kelinci

betina sebagai pemancing (teaser) di kandang lain.

Persiapan Vagina Buatan dan Koleksi Semen

Komponen vagina buatan, yaitu outer layer, inner linner, termometer,

tabung penampung, KY Jelly, spoit, dan karet disiapkan (Gambar 4). Inner linner

dimasukkan ke dalam outer layer dan diikat pada kedua ujungnya menggunakan

karet. Melalui lubang kecil pada outer layer, air hangat bersuhu 40oC dimasukkan

dengan menggunakan spoit hingga inner linner mengembang. KY jelly lalu

dioleskan pada sepertiga bagian depan vagina buatan. Tabung penampung

kemudian dipasangkan pada bagian belakang vagina buatan, sedangkan bagian

depan dibiarkan terbuka sebagai tempat penis intromisi (Gambar 4).

11  

 

Daerah sekitar preputium kelinci dibersihkan dengan menggunakan NaCl

0.9%. Teaser kemudian dimasukkan ke dalam kandang pejantan atau didekatkan

dengan pejantan. Pejantan dibiarkan menaiki pemancing (mounting). Pada saat

yang bersamaan, vagina buatan diarahkan pada penis kelinci. Koleksi semen

dilakukan sebanyak 3 kali dengan interval waktu 3 hari.

Gambar 4 Komponen vagina buatan (kiri) dan vagina buatan (kanan).

Evaluasi Semen

Evaluasi semen yang dilakukan meliputi evaluasi secara makroskopis dan

mikroskopis. Secara makroskopis, volume semen, pH, konsistensi, serta warna

semen dapat dinilai. Sedangkan secara mikroskopis, gerakan massa, motilitas,

skor individu, konsentrasi, viabilitas, dan morfologi spermatozoa dapat dinilai.

Evaluasi Makroskopis:

1. Warna dapat dinilai langsung dengan menggunakan indra penglihatan, akan

diperoleh warna putih, krem, atau kuning.

2. Volume dapat dilihat langsung dari skala yang ditunjukkan pada tabung

penampung.

3. Konsistensi didapatkan dengan menggoyangkan tabung berisi semen, akan

diperoleh hasil encer, sedang, atau kental.

12  

 

4. pH dapat diketahui dengan membaca hasil pada pH paper yang dicelupkan

pada semen.

Evaluasi Mikroskopis:

1. Gerakan massa

Gerakan massa dapat dinilai dengan mengamati pergerakan spermatozoa

menyerupai gelombang pada mikroskop perbesaran 100X, yaitu dengan

meneteskan satu tetes semen ke atas permukaan gelas objek dan selanjutnya

dilihat di bawah mikroskop. Pemeriksaan dilakukan minimal pada lima lapang

pandang berbeda. Hasil yang diperoleh adalah (+++), (++), (+), atau (-).

2. Skor individu dan Motilitas

Skor individu dan motilitas dapat dinilai dengan bentuan cairan isotonis

NaCl 0.9%. Satu tetes semen dicampurkan dengan empat tetes NaCl 0.9% dan

ditutup gelas penutup, lalu diamati di mikroskop perbesaran 400X. Skor

individu spermatozoa dinilai berdasarkan kecepatan pergerakan spermatozoa

(1-5), sedangkan motilitas dinilai berdasarkan banyaknya spermatozoa yang

bergerak progressive dan dinyatakan dalam persen (%). Pemeriksaan dilakukan

minimal pada lima lapang pandang berbeda.

3. Viabilitas

Viabilitas dinilai menggunakan bantuan pewarnaan Eosin Nigrosin. Satu

tetes spermatozoa dicampur dengan empat tetes pewarna Eosin Nigrosin lalu

diulas, difiksasi di atas meja pemanas, dan diamati di bawah mikroskop

perbesaran 400X. Sebanyak sepuluh lapang pandang spermatozoa dihitung.

Spermatozoa hidup akan memiliki kepala berwarna putih, sedangkan

spermatozoa mati akan memiliki kepala berwarna merah.

Gambar 5 Proses pewarnaan eosin nigrosin.

13  

 

Perhitungan:

4. Konsentrasi Spermatozoa

Sebanyak 5 µL semen dicampurkan dengan 95 µL formol salin. Kemudian

campuran tersebut diteteskan pada counting chamber. Konsentrasi spermatozoa

adalah jumlah spermatozoa dalam counting chamber x 106 dengan satuan

spermatozoa per mL.

      

Gambar 6 Kamar hitung Neubauer dan bidang hitungnya. 

Pemeriksaan Morfologi Spermatozoa

Morfologi spermatozoa diwarnai dengan pewarnaan Williams. Dari sampel

semen segar yang ada, dibuat preparat ulas dan difiksasi di atas meja pemanas.

Preparat ulas yang telah siap kemudian dicuci dalam alkohol absolut selama 4

menit dan dikeringudarakan. Selanjutnya preparat dicelupkan berulang kali dalam

larutan chloramin 0.5% selama 1-2 menit atau hingga lendir (mucous) hilang dan

ulasan terlihat jernih. Preparat kemudian dicuci dalam air destilasi. Setelah itu

preparat dicelupkan dalam alkohol 95%. Selama 8-10 menit selanjutmya, preparat

diwarnai dengan larutan Williams. Langkah terakhir, preparat dicuci dengan air

mengalir hingga ulasan terlihat jernih dan dikeringkan.

Sebanyak sepuluh lapang pandang diperiksa dari preparat yang telah

diwarnai. Pemeriksaan dilakukan dengan mikroskop cahaya perbesaran 400X.

14  

 

Perhitungan:

 

Pengujian Keutuhan Membran Plasma Spermatozoa

Pengujian dilakukan menggunakan larutan campuran 0.735 g Natrium Sitrat

dan 1.351 g Fruktosa dalam 100 mL aquadest dan diatur tekanannya menjadi 50

mOsm/kg (TO50), 100 mOsm/kg (TO100), dan 150 mOsm/kg (TO150). Sebanyak

10 µL semen dari masing-masing kelinci dicampur dengan 2 mL larutan sesuai

perlakuan. Campuran kemudian diinkubasi dalam water bath (37oC) dan diamati

setiap 15 menit selama 1 jam. Pemeriksaan dilakukan dengan perbesaran 400X

pada sepuluh lapang pandang. Spermatozoa dengan membran plasma utuh akan

memperlihatkan kebengkokan ekor (coil).

Perhitungan:

Analisis Data

Data dianalisis secara statistik menggunakan analisis sidik ragam (ANOVA)

dilanjutkan dengan Uji Duncan untuk melihat perbedaan antar breed. Data yang

diperoleh dari HOS test dianalisis menggunakan Rancangan Acak Lengkap (RAL)

dengan pola tiga faktor, yaitu faktor breed, tekanan osmotik, dan waktu. Seluruh

data dianalisis menggunakan komputer dengan program SAS 9.1.3. Data disajikan

dalam bentuk rataan ± standar deviasi.

  

 

HASIL DAN PEMBAHASAN

Karakteristik Semen Segar Kelinci Lop dan Rex

Evaluasi terhadap semen sangat diperlukan untuk memperoleh informasi

mengenai kualitas semen. Informasi tersebut dapat digunakan sebagai pedoman

dalam upaya meningkatkan kualitas spermatozoa (Brun et al. 2002). Perbedaan

karakteristik semen pada berbagai inidividu dipengaruhi oleh breed, genetik,

pakan, status kesehatan, kondisi pemeliharaan, musim, umur, dan frekuensi

koleksi semen (Alvarino 2000).

Evaluasi semen dilakukan secara makroskopis dan mikroskopis.

Pemeriksaan secara makroskopis meliputi pengukuran volume semen, konsistensi,

warna semen, dan pH, sedangkan pemeriksaan secara mikroskopis meliputi

pemeriksaan terhadap gerakan massa, motilitas, skor individu, konsentrasi,

viabilitas, dan morfologi spermatozoa (Tabel 1).

Tabel 1 Karakteristik semen segar kelinci Lop dan Rex yang dikoleksi menggunakan vagina buatan

Parameter Breed Lop Rex

Makroskopis Volume (mL) 0.47±0.23 0.44±0.24 Warna putih-krem putih-krem Konsistensi encer-kental encer-kental pH 7.28±0.44 7.38±0.19 Mikroskopis Gerakan Massa 2.33±0.71a 2.67±0.50b Motilitas (%) 40.00±9.35a 61.67±12.58b Skor Individu (0-5) 3.67±0.50a 4.00±0.43b Konsentrasi (106/mL) 123.89±107.67 280.56±237.71 Viabilitas (%) 47.94±15.02 61.40±18.10 Morfologi normal (%) 87.93±2.06 91.27±3.27 Morfologi abnormal (%) 12.07±2.06 8.73±3.27

Superskrip dengan notasi berbeda menyatakan perbedaan yang nyata (p<0.05)

Makroskopis

Volume semen yang diperoleh dari kelinci Lop dan Rex adalah sebanyak

0.47±0.23 mL dan 0.44±0.24 mL. Hasil ini menunjukkan bahwa volume kelinci

16  

 

Lop lebih banyak dibandingkan kelinci Rex, tetapi secara statistik tidak berbeda

(P>0.05). Garcia-Tomas et al. (2006) memperoleh nilai yang lebih tinggi, yaitu

1.19±0.43 mL. Ogbuewu et al. (2009) dan El-Azim dan El-Kamash (2011) juga

memperoleh nilai yang lebih tinggi, yaitu sebesar 0.51-0.64 mL, akan tetapi nilai

tersebut tidak terlalu berbeda dengan hasil yang diperoleh dari penelitian.

Perbedaan volume yang diperoleh setiap peneliti terutama disebabkan karena

adanya perbedaan breed kelinci yang digunakan. Variasi umur, bobot badan,

status kesehatan dan reproduksi, kualitas pakan, serta frekuensi koleksi semen

juga berpengaruh terhadap volume semen yang dihasilkan (Johnson et al. 2000).

Gambar 7 Hasil koleksi semen kelinci.

Konsistensi dan warna semen yang teramati pada kelinci Lop dan Rex

adalah sama, yaitu encer hingga kental dengan semen berwarna putih hingga krem

(Gambar 7). Garner dan Hafez (2000) menjelaskan bahwa warna dan konsistensi

dipengaruhi oleh riboflavin (hasil sekresi kelenjar vesikularis) dan banyaknya

jumlah spermatozoa yang terkandung dalam semen. Kedua parameter ini dapat

digunakan untuk memprediksi secara cepat konsentrasi spermatozoa dalam

semen. Semen dengan konsistensi kental dan berwarna keruh menunjukkan bahwa

semen memiliki konsentrasi spermatozoa yang tinggi.

Sekresi prostat yang bersifat asam dan sekresi kelenjar vesikularis yang

bersifat basa berhubungan dengan pH semen. Pengukuran pH sangat penting

mengingat pH merupakan faktor pembatas kelangsungan hidup spermatozoa

17  

 

dalam semen. Kelinci memiliki pH basa (El-Azim & El-Kamash 2011), pH yang

asam dapat menurunkan kelangsungan hidup spermatozoa. Adanya penimbunan

asam laktat (produk sampingan metabolisme spermatozoa) atau karena adanya

disfungsi dari salah satu atau kedua kelenjar aksesori pada saluran reproduksi

jantan dapat menyebabkan pH menjadi asam. Pada penelitian ini semen kelinci

Lop dan Rex memiliki pH yang sama (P>0.05), yaitu 7.28±0.44 dan 7.38±0.19.

Nilai ini hampir sama dengan pH kelinci Sinai dan Balady yang diteliti oleh El-

Azim dan El-Kamash (2011) dan Garcia-Tomas et al. (2006), yaitu 7.33 hingga

7.63. Perbedaan pH disebabkan karena perbedaan breed dan faktor lingkungan

termasuk pakan.

Mikroskopis

Gerakan massa merupakan gerakan spermatozoa dalam kelompok sehingga

membentuk gelombang menyerupai awan. Gerakan massa yang teramati pada

kelinci Rex dan Lop adalah 2.67±0.50 dan 2.33±0.71, kedua nilai ini berbeda

(P<0.05) secara statistika. Motilitas dan skor individu merupakan gerakan dan

kecepatan spermatozoa secara individual. Spermatozoa motil dan skor individu

pada kelinci Rex adalah 61.67±12.58% dan 4.00±0.43. Nilai ini berbeda (P<0.05)

dengan kelinci Lop, yaitu sebesar 40.00±9.35% dan 3.67±0.50.

Motilitas digunakan sebagai acuan kualitas semen dan indikasi fertilitas,

meskipun motilitas tidak secara langsung mempengaruhi hasil kebuntingan pada

teknik fertilisasi in vitro maupun intra cytoplasmic sperm injection (ICSI)

(Moghadam et al. 2005). Motilitas sangat erat hubungannya dengan fertilitas,

karena hanya spermatozoa yang memiliki motilitas progressive yang dapat

mencapai tempat terjadinya fertilisasi. Beberapa peneliti melaporkan hasil

pemeriksaan motilitas yang beragam. Kelinci New Zealand White memiliki

motilitas 74.50% (Ogbuewu et al. 2009), 60.27% (El-Haekam et al. 1992), dan

68.21% (El-Azim & El-Kamash 2011), Balady 63.21%, sedangkan Sinai 63.11%

(El-Azim & El-Kamash 2011). Perbedaan motilitas berhubungan dengan breed,

perlakuan, dan metode koleksi semen.

Konsentrasi semen kelinci Lop adalah 123.89±107.67 x 106/mL dan Rex

adalah 280.56±237.71 x 106/mL, tidak ada perbedaan (P>0.05) meskipun secara

rataan konsentrasi spermatozoa Rex lebih tinggi. Nilai konsentrasi kedua breed

18  

 

tersebut hampir sama dengan laporan Garcia-Tomas et al. (2006), yaitu

245.35±227.08 x 106/mL. Perbedaan konsentrasi dipengaruhi oleh teknik koleksi

semen, breed, umur, dan status kesehatan hewan (Setiadi et al. 2006).

Viabilitas spermatozoa kelinci Lop (47.94±15.02%) lebih rendah daripada

kelinci Rex (61.40±18.10%), akan tetapi keduanya lebih rendah dibandingkan

dengan temuan Garcia-Tomas et al. (2006) dan El-Azim dan El-Kamash (2011),

yaitu sebesar 81.14-86.17% (Gambar 8).

Gambar 8 Spermatozoa hidup (kepala berwarna putih) dan spermatozoa mati (kepala berwarna merah, tanda panah), pewarnaan eosin nigrosin.

Seluruh parameter evaluasi dari kelinci Lop dan Rex yang diteliti

menunjukkan nilai yang lebih rendah dibandingkan hasil penelitian lainnya.

Meskipun demikian, kedua kelinci tersebut terbukti fertil, karena secara in vivo

telah menghasilkan banyak anak melalui perkawinan alami. Sehingga

kemungkinan kualitas tersebut normal dan merupakan karakteristik dari semen

pada kedua kelinci tersebut.

Morfologi Spermatozoa Segar Kelinci Lop dan Rex

Morfologi spermatozoa menunjukkan kualitas semen serta status kesehatan

tubuli seminiferi dan epididimis. Kelainan pada morfologi atau abnormalitas dapat

terjadi pada sebagian atau seluruh bagian spermatozoa baik kepala, leher, atau

ekor. Abnormalitas spermatozoa secara alami dapat ditemukan akibat proses

spermatogenesis yang kurang sempurna. Abnormalitas spermatozoa yang tinggi

akan berdampak pada keberhasilan fertilisasi.

19  

 

Abnormalitas Spermatozoa Primer

Abnormalitas pada bagian kepala spermatozoa atau abnormalitas

spermatozoa primer terjadi karena adanya kelainan saat proses spermatogenesis

dalam tubuli seminiferi (Chenoweth 2005). Abnormalitas spermatozoa primer

yang ditemukan adalah pearshaped, taperred, narrow, abnormal contour, round

head, macrocephalus, microcephalus, double head, knobbed acrosome defect (KA

defect), dan detached head (Tabel 2 dan Gambar 10).

Tabel 2 Jenis abnormalitas spermatozoa primer kelinci Lop dan Rex yang dikoleksi menggunakan vagina buatan (%)

No Jenis abnormalitas L1 L2 L3 Rataan R1 R2 R3 Rataan 1 Pear shaped 0.65 1.14 0.00 0.60 ± 0.57 0.80 1.01 1.48 1.10 ± 0.35 2 Taperred 0.39 0.79 2.27 1.15 ± 0.99 0.11 1.44 0.74 0.77 ± 0.66 3 Narrow 2.60 1.75 2.56 2.31 ± 0.48 1.49 1.44 2.23 1.72 ± 0.44 4 Abnormal contour 1.69 1.23 2.84 1.92 ± 0.83 1.49 1.58 1.48 1.52 ± 0.06 5 Round head 0.78 0.79 0.57 0.71 ± 0.13 0.23 1.15 0.00 0.46 ± 0.61 6 Macrocephalus 0.13 0.70 0.85 0.56 ± 0.38 0.92 0.43 0.00 0.45 ± 0.46 7 Microcephalus 1.04 1.14 0.57 0.92 ± 0.31 0.69 0.72 0.74 0.72 ± 0.03 8 Double head 0.00 0.18 0.85 0.34 ± 0.45 0.00 0.00 0.00 0.00 ± 0.00 9 K A defect 0.91 1.40 0.00 0.77 ± 0.71 1.03 1.44 2.23 1.56 ± 0.61

10 Detached head 5.86 4.39 1.99 4.08 ± 1.95 2.63 3.60 2.60 2.94 ± 0.57 Ket : L (kelinci Lop), R (kelinci Rex)

Jenis abnormalitas spermatozoa primer yang paling banyak ditemukan pada

kedua breed kelinci adalah detached head, yaitu sebesar 4.08±1.95% pada kelinci

Lop dan 2.94±0.57% pada kelinci Rex. Detached head ditandai dengan kepala

spermatozoa tanpa ekor karena tidak sempurnanya membran plasma yang

menghubungkan bagian posterior kepala dengan basal ekor. Spermatozoa tanpa

ekor menyebabkan spermatozoa tidak dapat bergerak. Hal ini disebabkan karena

fungsi ekor adalah sebagai penggerak spermatozoa (Schatten & Gheorghe 2007).

Detached head diakibatkan oleh hipoplasia testis, degenerasi testis, atau akibat

peradangan pada ampula dan epididimis. Predisposisi kejadian detached head

adalah faktor genetik (McGowan et al. 1995). Secara fisiologis, abnormalitas

kepala tanpa ekor dapat terjadi terkait dengan pematangan sel sertoli (Shimomura

et al. 2008).

Abnormal contour dan KA defect merupakan jenis abnormalitas

spermatozoa primer yang sangat berpengaruh terhadap kemampuan spermatozoa

20  

 

dalam membuahi sel telur. Penyebab utama kedua jenis abnormalitas ini adalah

kelainan genetik (Barth & Oko 1989). Pada abnormal contour, terjadi perubahan

struktur kepala spermatozoa menjadi tidak rata dan tidak teratur. Adanya

perubahan struktur ini menyebabkan spermatozoa kehilangan kemampuannya

dalam melakukan fungsi fertilisasi (Barth & Oko 1989). Abnormalitas ini terjadi

karena degenerasi sel primordial pada tubuli seminiferi testis. Abnormal contour

pada kelinci Lop ditemukan sebesar 1.92±0.83%, sedangkan pada kelinci Rex

sebesar 1.52±0.06%.

Jenis abnormalitas KA defect ditandai dengan adanya lekukan ke bagian

dalam atau luar kepala spermatozoa pada daerah akrosom. Berlebihnya matriks

akrosomal dari kepala spermatozoa dan terlambatnya pembentukan fase

akrosomal saat spermiogenesis menjadi penyebab terjadinya KA defect (Barth &

Oko 1989). Struktur akrosom yang tidak utuh menyebabkan enzim-enzim pada

kepala spermatozoa tidak mampu menginduksi sel telur, akibatnya tidak ada

spermatozoa yang berhasil berpenetrasi masuk ke dalam zona pelusida

(Thundathil et al. 2000). Jenis abnormalitas ini ditemukan pada kelinci Lop

sebesar 0.77±0.71% dan 1.56±0.61% pada kelinci Rex.

Gambar 9 Diagram persentase jenis abnormalitas spermatozoa primer kelinci Lop dan Rex.

Jenis abnormalitas spermatozoa primer berikutnya adalah perubahan bentuk

kepala spermatozoa menjadi narrow, taperred, dan pearshaped. Ketiga bentuk

21  

 

abnormalitas spermatozoa ini berpengaruh terhadap kemampuan fertilitas (Barth

& Oko 1989; Chenoweth 2005). Bentuknya yang berbeda, lebih kecil, dan

ramping menyebabkan pergerakan ketiga bentuk spermatozoa ini lebih

progressive. Hal ini dapat diamati pada saat pemeriksaan motilitas spermatozoa.

Pada kelici Lop dan Rex narrow ditemukan sebesar 2.31±0.48 dan 1.72±0.44%.

Narrow ditandai dengan penyempitan pada bagian kepala spermatozoa secara

menyeluruh karena tidak sempurnanya fase spermatosit primer dan tidak

meratanya penyebaran substansi spermatozoa pada daerah kepala.

Taperred memiliki morfologi yang hampir sama dengan narrow, akan tetapi

penyempitan pada taperred hanya terjadi pada bagian post akrosom dengan batas

yang tidak jelas. Persentase abnormalitas yang terjadi pada Lop dan Rex adalah

1.15±0.99 dan 0.77±0.66%. Pearshaped ditandai dengan pembesaran pada bagian

akrosom yang berisi kromatin dan penyempitan bagian post akrosom dengan

batasan yang jelas (Barth & Oko 1989). Abnormalitas ini disebabkan karena tidak

sempurnanya pembentukan akhir tudung akrosom akibat gangguan regulasi panas

dan hormonal pada testis saat proses spermiogenesis (McGowan et al. 1995).

Pearshaped bersifat genetik (Chenoweth 2005), pada kelinci Lop dan Rex

ditemukan sebesar 0.60±0.57 dan 1.01±0.35%.

Round head merupakan jenis abnormalitas kepala yang ditandai dengan

bentuk kepala spermatozoa menjadi bulat tanpa adanya batasan akrosom yang

jelas. Abnormalitas ini merupakan kelainan yang disebabkan karena faktor

genetik. Round head yang ditemukan pada kelinci Lop sebesar 0.71±0.13% dan

pada kelinci Rex sebesar 0.46±0.61%.

Variabel size adalah jenis abnormalitas spermatozoa primer yang ditandai

dengan ukuran kepala mengecil (microcephalus) atau membesar (macrocephalus).

Perbedaan ukuran kepala spermatozoa dipengaruhi oleh jumlah kromosom yang

dikandungnya. Abnormalitas jenis ini terjadi akibat defisiensi atau kelebihan

kromatin inti (bahan pembentuk kromosom) yang terjadi saat metafase pada fase

meiosis. Variabel size bersifat genetik, tetapi dapat juga dipengaruhi oleh

perubahan lingkungan, adanya luka, demam, dan orchitis kronis (Barth & Oko

1989). Kedua jenis variabel size dapat menurunkan kemampuan fertilitas dari

spermatozoa.

22  

 

Gambar 10 Morfologi kepala spermatozoa kelinci Lop dan Rex (a) normal, (b) abnormal contour, (c) KA defect, (d) detached head, (e) macrocephalus, (f) microcephalus, (g) narrow, (h) taperred, (i) pearshaped, (j) roundhead (perbesaran 1000X).

a

g

fe

dc

b

j

h

i

23  

 

Microcehalus dapat menyebabkan terlihatnya progressive movement saat

pemeriksaan motilitas spermatozoa akibat ukuran kepala yang kecil dan

kemampuan ekor yang meningkat, sedangkan macrocephalus dapat menyebabkan

melambatnya pergerakan spermatozoa karena ketidakmampuan ekor melakukan

pergerakan dengan ukuran kepala spermatozoa yang besar. Microcephalus dan

macrocephalus yang ditemukan pada kelinci Lop adalah sebesar 0.92±0.31% dan

0.56±0.38%, sedangkan pada kelinci Rex sebesar 0.72±0.03% dan 0.45±0.46%.

Jenis abnormalitas terakhir yang ditemukan adalah double head yang

ditandai dengan kepala ganda berukuran sama atau berbeda pada satu ekor.

Double head hanya ditemukan pada kelinci Lop, yaitu sebesar 0.34±0.45%.

Abnormalitas ini disebabkan karena kelainan genetik pada sel primordial dan

kesalahan pada saat spermiogenesis.

Tingginya abnormalitas spermatozoa primer pada semen berhubungan

dengan menurunnya fertilitas pejantan (Saacke 2008; Sarder 2004). Hal ini terjadi

karena kepala spermatozoa berisi nukleus sebagai pembawa materi genetik dan

acrosomal enzyme untuk melakukan fertilisasi.

Abnormalitas Spermatozoa Sekunder

Abnormalitas pada bagian leher dan ekor spermatozoa atau abnormalitas

spermatozoa sekunder terjadi setelah proses spermiasi, yaitu saat perjalanan

spermatozoa dari tubuli seminiferi testis menuju epididimis (Chenoweth 2005).

Pemeriksaan terhadap ekor dapat dengan mudah teramati saat melakukan evaluasi

motilitas spermatozoa, yaitu ditemukannya pergerakan spermatozoa tidak

progressive. Abnormalitas spermatozoa sekunder yang ditemukan adalah distal

midpiece reflex abnormality (DMPR abnormality), segmental aplasia of

mitokondrial sheat (SA mitokondrial), bowed midpiece, bent principal piece (bent

PP), coiled principal piece (coiled PP), abaxial tail, double tail, dan teratoid

forms (Tabel 3 dan Gambar 12).

Abaxial tail merupakan abnormalitas spermatozoa sekunder yang paling

banyak ditemukan pada kelinci Lop, yaitu sebesar 3.93±2.21%. Pada kelinci Rex,

abnormalitas ini hanya ditemukan sebesar 0.85±0.57%. Abaxial tail merupakan

abnormalitas genetik yang bersifat herediter (Barth & Oko 1989) dan tidak

mempengaruhi fertilitas karena kepala spermatozoa tetap utuh. Abaxial tail

24  

 

dicirikan dengan letak pangkal ekor yang bergeser dari tengah kepala spermatozoa

ke samping dan membentuk fosa implantasi di tempat tersebut. Jenis abnormalitas

ini normal ditemukan pada babi (McIntosh 1990).

Tabel 3 Jenis abnormalitas spermatozoa sekunder kelinci Lop dan Rex yang dikoleksi menggunakan vagina buatan (%) No Jenis abnormalitas L1 L2 L3 L R1 R2 R3 R

1 DMPR abnormality 0.28 1.01 2.03 1.10 ± 0.88 0.24 2.24 1.14 1.21 ± 1.00 2 SA mitokondrial 0.28 0.46 2.32 1.02 ± 1.13 1.53 2.39 0.00 1.19 ± 1.69 3 Bowed midpiece 1.38 1.47 4.35 2.40 ± 1.69 0.35 0.60 0.38 0.44 ± 0.13 4 Bent PP 0.69 0.46 2.61 1.25 ± 1.18 0.71 1.19 1.52 1.14 ± 0.41 5 Coiled PP 0.00 0.00 0.00 0.00 ± 0.00 0.00 0.75 1.14 0.63 ± 0.58 6 Abaxial tail 5.67 4.68 1.45 3.93 ± 2.21 1.18 1.19 0.19 0.85 ± 0.57 7 Double tail 0.14 0.64 0.29 0.36 ± 0.26 0.12 0.30 0.00 0.14 ± 0.15 8 Teratoid forms 0.69 1.19 0.29 0.72 ± 0.45 0.47 0.15 0.95 0.52 ± 0.40

Ket : L (Kelinci Lop), R (Kelinci Rex)

Abnormalitas midpiece yang ditemukan adalah bowed midpiece dan DMPR

abnormality. Abnormalitas pada midpiece atau leher spermatozoa merupakan

abnormalitas genetik yang bersifat kongenital dan herediter (Chenoweth 2005).

Kedua abnormalitas ini terjadi akibat preparasi yang salah, proses abnormal

selama ejakulasi (Bloom 1968), dan tidak sempurnanya proses pematangan

spermatozoa (Barth & Oko 1989).

Bowed midpiece ditemukan pada kelinci Lop dan Rex sebesar 2.40±1.69

dan 0.44±0.13%. Bowed midpiece ditandai dengan adanya lengkungan

membentuk huruf U pada bagian leher spermatozoa, sedangkan DMPR

abnormality ditandai dengan melingkarnya leher spermatozoa. Bowed midpiece

tidak menyebabkan penurunan fertilitas, begitu juga DMPR abnormality. Kedua

jenis abnormalitas ini hanya menyebabkan penurunan motilitas karena terdapat

membran yang membungkus bagian leher yang melingkar. Pada kelinci Rex,

DMPR abnormality merupakan jenis abnormalitas sekunder yang paling banyak

ditemukan, yaitu sebesar 1.21±1.00%.

Abnormalitas spermatozoa sekunder yang ditemukan berikutnya adalah bent

PP dan coiled PP. Bent PP terjadi akibat disfungsi testis dan epididimis.

McGowan et al. (1995) menjelaskan bahwa penyebab terjadinya bent PP adalah

25  

 

akibat cold shock dan perbedaan tekanan osmotik dengan lingkungan. Bent PP

ditemukan pada kelinci Lop dan Rex sebesar 1.25±1.18% dan 1.14±0.41%.

Coiled PP ditandai dengan ekor yang menggulung sederhana pada bagian

ujung. Abnormalitas ini disebabkan karena preparasi yang kurang tepat dan

pematangan yang tidak sempurna pada spermatozoa (Barth & Oko 1989). Coiled

PP dapat menyebabkan terganggunya motilitas spermatozoa akibat adanya

membran yang membungkus bagian melingkar tersebut. Pada kelinci Lop coiled

PP tidak ditemukan, sedangkan pada kelinci Rex jenis abnormalitas ini ditemukan

sebesar 0.63±0.58%.

Gambar 11 Diagram persentase jenis abnormalitas spermatozoa sekunder kelinci Lop dan Rex.

Abnormalitas jenis SA mitokondrial ditemukan sebesar 1.02±1.13% pada

kelinci Lop dan 1.19±1.69% pada kelinci Rex. Abnormalitas ini bersifat serius

karena mitokondria diperlukan sebagai tempat mengkonversi adenosine

triphosphate (ATP) dan adenosine diphosphate (ADP) menjadi energi yang

diperlukan untuk pergerakan spermatozoa (Silva & Gadella 2006). Pergerakan

spermatozoa sangat berpengaruh terhadap fertilitas.

Double tail ditandai dengan adanya dua ekor pada satu kepala spermatozoa.

Sama halnya dengan double head, abnormalitas ini terjadi akibat kelainan genetik.

Pada kelinci Lop dan Rex, abnormalitas ini ditemukan sebesar 0.36±0.26% dan

0.14±0.15%. Teratoid form ditandai dengan adanya ekor di dalam kepala

26  

 

spermatozoa. Teratoid form pada kelinci Lop dan Rex ditemukan sebesar

0.72±0.45% dan 0.52±0.40%. Teratoid form merupakan abnormalitas genetik dan

tidak dipengaruhi oleh faktor lingkungan.

Gambar 12 Morfologi ekor spermatozoa kelinci Lop dan Rex (a) normal, (b) abaxial tail, (c) bowed midpiece, (d) DMPR abnormality, (e) teratoid form, (f) bent PP, (g) coiled PP, (h) double tail (perbesaran 1000X).

Tingginya abnormalitas spermatozoa sekunder dipengaruhi oleh ejakulasi

yang tidak sempurna dan akibat perlakuan yang tidak tepat saat koleksi semen,

seperti pemanasan, pendinginan, penambahan antibiotik, atau terkontaminasi zat

a b

e f

g h

dc

27  

 

berbahaya (Barth & Oko 1989). Arifiantini dan Ferdian (2004) juga menjelaskan

bahwa kesalahan preparasi spermatozoa dapat menyebabkan peningkatan jumlah

abnormalitas spermatozoa sekunder yang ditemukan.

Abnormalitas spermatozoa yang ditemukan pada kelinci Lop dan Rex tidak

berbeda (P>0.05), baik abnormalitas spermatozoa primer maupun sekunder. Hal

ini menunjukkan bahwa kualitas kedua breed kelinci jika dilihat dari tingkatan

abnormalitas yang teramati sama, meskipun jumlah abnormalitas pada kelinci Lop

lebih tinggi dibandingkan pada kelinci Rex.

Tabel 4 Morfologi kepala dan ekor spermatozoa kelinci Lop dan Rex yang dikoleksi menggunakan vagina buatan (%)

Pejantan Kepala Ekor Total Spermatozoa Abnormal Normal Abnormal Normal Abnormal

L1 85.94 ± 5.92 14.06 ± 5.92 90.87 ± 6.12 9.13 ± 6.12 11.60 ± 3.49 L2 86.49 ± 8.16 13.51 ± 8.16 90.09 ± 6.79 9.91 ± 6.79 11.71 ± 2.55 L3 87.50 ± 1.69 12.50 ± 1.69 86.67 ± 8.71 13.31 ± 8.71 12.92 ± 0.59

Rata-Rata 86.64 ± 0.79 13.36 ± 0.79 89.21 ± 2.23 10.79 ± 2.23 12.07 ± 2.06 R1 90.62 ± 2.39 9.38 ± 2.39 95.42 ± 0.55 4.58 ± 0.55 6.98 ± 3.39 R2 87.19 ± 2.55 12.81 ± 2.55 91.19 ± 2.59 8.81 ± 2.59 10.81 ± 2.83 R3 88.5 ± 2.92 11.5 ± 2.92 94.67 ± 1.58 5.33 ± 1.58 8.42 ± 4.36

Rata-Rata 88.77 ± 1.73 11.23 ± 1.73 93.76 ± 2.26 6.24 ± 2.26 8.74 ± 3.27 Ket: L (kelinci Lop), R (Kelinci Rex)

Berdasarkan hasil penelitian, persentase morfologi kepala dan ekor

spermatozoa normal pada kelinci Lop sebesar 86.64±0.79 dan 89.21±2.23. Kelinci

Rex memperoleh persentase morfologi kepala dan ekor spermatozoa normal lebih

tinggi secara deskriptif dibandingkan kelinci Lop, yaitu sebesar 88.77±1.73 dan

93.76±2.26 (Tabel 4), tetapi tidak terdapat perbedaan secara statistik (P>0.05). El-

Haekam et al. (1992) memperoleh nilai persentase morfologi kepala dan ekor

normal kelinci yang hampir sama, yaitu 91.21% dan 91.87% untuk kelinci New

Zealand White serta 90.85% dan 91.61% untuk kelinci Californian. Perbedaan

persentase normalitas setiap peneliti dapat disebabkan karena perbedaan dalam

teknik koleksi dan penanganan semen, breed, kualitas hewan yang digunakan

(Toelihere 1993), perbedaan iklim, heat stress, dan musim (Barth & Oko 1989).

Abnormalitas kepala dan ekor yang ditemukan pada kelinci Lop adalah

13.36±0.79 dan 10.79±2.23% dengan total 12.07±2.06%, sedangkan pada kelinci

Rex sebesar 11.23±1.73 dan 6.24±2.26% dengan total 8.74±3.27% (Tabel 4).

28  

 

Abnormalitas dianggap serius jika abnormalitas yang ditemukan mencapai 18-

20% karena dapat menurunkan fertilitas (Barth & oko 1989).

Persentase abnormalitas spermatozoa yang ditemukan pada kedua breed

kelinci kurang dari 20%. Hasil ini menunjukkan bahwa kelinci yang digunakan

secara umum memiliki kualitas spermatozoa yang baik karena kelinci

mendapatkan manajemen pakan dan pemeliharaan yang baik. Koleksi semen

menggunakan vagina buatan pada hewan yang belum terbiasa juga dapat

meningkatkan abnormalitas spermatozoa yang terjadi (Arifiantini & Ferdian

2004). Nilai abnormalitas spermatozoa primer yang tinggi dapat juga dipengaruhi

oleh umur. Hewan tua cenderung memiliki abnormalitas yang lebih rendah

dibandingkan dengan hewan muda (Padrik & Jaakma 2002).

Keutuhan Membran Plasma Spermatozoa

Pengujian membran plasma utuh (MPU) spermatozoa bertujuan untuk

mengetahui kualitas spermatozoa (Lodhi et al. 2008). Pengujian ini perlu

dilakukan mengingat fungsi membran plasma yang sangat penting. Membran

plasma spermatozoa berfungsi sebagai pelindung organel-organel sel spermatozoa

terhadap perubahan lingkungan, mengatur keluar masuknya za-zat makanan dan

ion-ion yang diperlukan dalam proses metabolisme, menjaga keseimbangan

elektrolit intra dan ekstraseluler, serta menjaga intergritas biokimia dan struktur

spermatozoa (Pinto & Kozink 2008; Amorim et al. 2009). Spermatozoa dengan

MPU menunjukkan kebengkokan ekor (coil) saat berada dalam larutan

hipoosmotik.

Pengujian MPU pada spermatozoa kelinci Lop dan Rex dilakukan dengan

menggunakan larutan bertekanan 50 mOsm/kg (TO50), 100 mOsm/kg (TO100), dan

150 mOsm/kg (TO150) pada suhu 37ºC selama satu jam dan diamati setiap 15

menit (Tabel 5). Pemilihan larutan hipoosmotik yang digunakan disesuaikan

dengan tekanan osmotik semen kelinci yang diperoleh. Tekanan osmotik semen

kelinci Lop adalah 300, 300, dan 320 mOsm/kg, sedangkan tekanan osmotik

semen kelinci Rex adalah 270, 290, dan 300 mOsm/kg.

Pada awal pemeriksaan, yaitu pada menit ke-0, persentase spermatozoa coil

lebih rendah dibandingkan pemeriksaan pada menit berikutnya baik pada

spermatozoa kelinci Lop maupun kelinci Rex. Hasil ini menunjukkan bahwa

29  

 

belum banyak spermatozoa yang bereaksi terhadap larutan hipoosmotik. Hal ini

berkaitan dengan plasma semen yang memberikan efek stabil pada spermatozoa

(Setiadi et al. 2006) sehingga reaksi berjalan lambat. Pengencer atau krioprotektan

pada semen beku dan cair juga memberikan kestabilan pada spermatozoa di awal

pemeriksaan (Rusiyantono 2008).

Tabel 5 MPU semen segar kelinci Lop dan Rex pada beberapa tekanan osmotik yang diinkubasi selama 1 jam (%)

Tekanan Ras Masa inkubasi (menit ke-)

0 15 30 45 60

50 mOsm/kg

Lop 22.42±13.73b 32.09±19.05b 55.03±9.29a 35.02±4.51a,b 32.28±2.43b

Rex 25.99±7.45b 69.77±32.89a 59.52±13.44a 48.63±6.40a,b 37.52±7.99a,b

100 mOsm/kg

Lop 23.36±5.58b 26.33±5.68b 32.82±3.18b 46.29±5.51 a 44.35±4.96 a

Rex 24.88±9.02b 35.15±18.68a,b 60.16±22.13a 44.18±8.39a,b 39.79±8.47a,b

150 mOsm/kg

Lop 18.58±9.22 25.82±7.83 27.37±12.17 36.70±21.25 29.33±13.19 Rex 14.50±14.40 34.12±31.07 25.86±5.42 19.83±2.29 16.47±2.97

Superskrip dengan notasi berbeda menyatakan perbedaan yang nyata (p<0.05)

Saat terpapar larutan hipoosmotik, spermatozoa yang memiliki tekanan

osmotik lebih tinggi (hiperosmotik) akan bereaksi terhadap larutan untuk

mempertahankan fungsi normalnya. Spermatozoa akan menunjukkan

kemampuannya dalam mengatur volume sel, terutama regulatory volume increase

(RVI) (Petrunkina et al. 2005). Kemampuan spermatozoa untuk mengatur volume

sel didapatkan saat spermatozoa berada dalam epididimis (Yeung et al. 2004).

Kegagalan untuk mengatur volume sel dalam keadaan fisiologis dapat menjadi

salah satu sumber infertilitas (Yeung et al. 2006).

Reaksi spermatozoa diawali dengan terjadinya aliran air dari larutan

hipoosmotik ke dalam sel spermatozoa melalui membran plasma. Hal ini

menyebabkan komposisi air bertambah pada spermatozoa sehingga terjadi

perubahan ukuran dan bentuk spermatozoa, serta penurunan tekanan osmotik

spermatozoa (Fonseca et al. 2005). Pembengkakan terus terjadi dan semakin

memuncak hingga mencapai ekor. Akibatnya, coil terjadi di ujung hingga tengah

atau tepat di bawah kepala spermatozoa (Gambar 13). Coil terjadi akibat

gangguan kontraksi dan relaksasi ekor karena aliran ion dari ekor ke medium

30  

 

hipoosmotik. Proses tersebut terus berlangsung hingga tercapai keseimbangan

antara kompartemen dalam spermatozoa dengan lingkungan ekstraseluler.

 

Gambar 13 Respon spermatozoa (coil) saat terpapar larutan hipoosmotik (tanda panah).

Dalam TO50, spermatozoa kelinci Lop mengalami coil dari menit ke-0

hingga menit ke-30, lalu mengalami penurunan pada menit berikutnya. Pada

menit ke-30, persentase spermatozoa coil mencapai 55.03±9.29%, berbeda

(P<0.05) dengan menit sebelumnya (Gambar 14). Hasil ini menunjukkan bahwa

pemeriksaan MPU spermatozoa kelinci Lop dalam TO50, sebaiknya dilakukan

pada menit ke-0 hingga menit ke-30 dan optimal dilakukan pada menit ke-30. Hal

berbeda ditunjukkan oleh spermatozoa kelinci Rex, kenaikan persentase

spermatozoa coil hanya terjadi hingga menit ke-15, yaitu mencapai

69.77±32.89%, lalu mengalami penurunan hingga menit ke-60 (Gambar 14).

Hasil ini menunjukkan bahwa pemeriksaan MPU spermatozoa kelinci Rex dalam

TO50 sebaiknya dilakukan pada menit ke-0 hingga menit ke-15, dengan hasil

optimal pada menit ke-15 (Tabel 6).

Dalam TO100 dan TO150, spermatozoa kelinci Rex juga mencapai respon

tertinggi atau puncak coil lebih cepat dibandingkan kelinci Lop, yaitu pada menit

ke-30 (60.16±22.13%) dalam TO100 dan pada menit ke-15 (34.12±31.07%) dalam

TO150, sedangkan kelinci Lop dalam TO100 dan TO150 mengalami puncak coil pada

31  

 

menit ke-45 (Gambar 15 dan 16). Hasil ini menunjukkan bahwa pemeriksaan

MPU spermatozoa kelinci Rex sebaiknya dilakukan pada menit ke-0 hingga menit

ke-30 dengan waktu optimal pada menit ke-30 (TO100) dan pada menit ke-15

(TO100), sedangkan kelinci Lop sebaiknya diperiksa pada menit ke-0 hingga menit

ke-45 dengan waktu optimal pada menit ke-45 dalam TO100 dan TO150 (Tabel 6).

 

Gambar 14 Diagram persentase spermatozoa coil kelinci Lop dan Rex dalam larutan bertekanan 50 mOsm/kg.

Gambar 15 Diagram persentase spermatozoa coil kelinci Lop dan Rex dalam larutan bertekanan 100 mOsm/kg.

32  

 

Gambar 16 Diagram persentase spermatozoa coil kelinci Lop dan Rex dalam larutan bertekanan 150 mOsm/kg.

Perbedaan waktu yang diperlukan spermatozoa kelinci Lop dan Rex untuk

mencapai puncak persentase coil sangat bergantung pada kondisi membran

plasma spermatozoa (Herdis et al. 2004). Struktur membran plasma spermatozoa

yang dimiliki kelinci Rex diduga lebih tipis dibandingkan kelinci Lop, sehingga

kelinci Rex selalu mencapai puncak coil lebih cepat dibandingkan kelinci Lop.

Faktor lain yang mempengaruhi hasil ini adalah cairan dari kelenjar asesoris yang

membentuk plasma semen. Cairan ini diduga bertanggung jawab terhadap

kestabilan membran plasma spermatozoa ejakulat yang diperlihatkan dengan lebih

banyaknya MPU (Setiadi et al. 2006).

Tabel 6 Waktu optimal pengujian MPU semen segar kelinci Lop dan Rex pada beberapa larutan hipoosmotik

Larutan Hipoosmotik

Menit ke-

Lop Rex

50 mOsm/kg 30’ 15’

100 mOsm/kg 45’ 30’

150 mOsm/kg 45’ 15’

Pada pemeriksaan MPU, terdapat perbedaan persentase spermatozoa yang

mengalami coil antara spermatozoa kelinci Lop dan Rex. Perbedaan persentase

MPU ini berhubungan erat dengan perbedaan breed, musim (Kale et al. 2000),

33  

 

gerakan massa, motilitas, konsentrasi, total spermatozoa utuh (Prasad et al. 1999),

dan tingkat fertilitas individual (Jayendran et al. 1984). Hasil HOS test juga

berhubungan dengan viabilitas dan morfologi spermatozoa normal (Jayendran et

al. 1984; Mantovani et al. 2002; Fonseca et al. 2005).

Semen segar kelinci Rex memiliki gerakan massa, motilitas, konsentrasi,

viabilitas, dan morfologi spermatozoa normal lebih tinggi dibandingkan semen

segar kelinci Lop. Hasil ini berkorelasi positif dengan hasil MPU yang

menunjukkan bahwa spermatozoa kelinci Rex juga memperoleh persentase MPU

yang lebih tinggi dibandingkan kelinci Lop.

Keutuhan membran plasma juga berkorelasi positif dengan motilitas

spermatozoa (Hashinuma & Sekine 2003; Yu & Leibo 2002). Korelasi ini

menunjukkan kemampuan spermatozoa untuk hidup. Akan tetapi, kualitas

membran plasma spermatozoa dapat tetap dipertahankan meskipun motilitas

menurun secara drastis, yaitu dengan menambahkan bahan pengencer yang tepat

(Setiadi et al. 2006). Setiadi et al. (2006) menduga krioprotektan yang terdapat

dalam bahan pengencer ikut berperan dalam mempertahankan keutuhan membran

plasma tersebut.

Setelah mencapai puncak persentase coil, terjadi penurunan pada

pemeriksaan di menit berikutnya. Secara fisiologis, penurunan persentase ini

terjadi karena spermatozoa berusaha menurunkan volumenya kembali akibat

kebengkakan yang terjadi. Spermatozoa akan meningkatkan kemampuannya

untuk melakukan regulatory volume decrease (RVD), proses ini akan

menyebabkan ekor spermatozoa lurus kembali (Petrunkina et al. 2004).

Penurunan persentase juga dapat terjadi karena adanya kerusakan pada

membran plasma spermatozoa. Jika terjadi kerusakan pada membran plasma,

maka reaksi spermatozoa terhadap larutan menjadi tidak sempurna karena

membran plasma tidak dapat lagi mempertahankan keseimbangan osmotik dan

terjadi pengerasan pada lapisan phospolipid (Sankai et al. 2002). Kerusakan

membran plasma menyebabkan spermatozoa tidak dapat menjalankan fungsinya

dengan normal sehingga kualitas spermatozoa yang bersangkutan akan menurun

(Arifiantini et al. 1999). Pada keadaan lebih lanjut, kerusakan ini dapat

menyebabkan terganggunya metabolisme spermatozoa, akibatnya spermatozoa

34  

 

mulai kehilangan motilitas dan keutuhan akrosom yang pada akhirnya dapat

menyebabkan kematian spermatozoa (Iguer-ouada & Verstegen 2001; Yu &

Leibo 2002; Yulnawati & Setiadi 2005).

Kerusakan membran plasma dapat terjadi pada bagian kepala dan ekor

spermatozoa. Kerusakan membran plasma spermatozoa pada bagian kepala

biasanya disertai dengan kerusakan pada tudung akrosom. Keadaan ini

menyebabkan keluarnya enzim-enzim yang diperlukan untuk proses fertilisasi,

sehingga spermatozoa kehilangan kemampuan untuk membuahi ovum (Herdis et

al. 2004). Kerusakan membran plasma pada bagian ekor berpengaruh terhadap

mitokondria yang terletak pada bagian ekor spermatozoa. Mitokondria berfungsi

sebagai penghasil ATP dan ADP untuk motilitas spermatozoa. Gangguan fungsi

mitokondria menyebabkan spermatozoa kehilangan daya geraknya.

  

 

SIMPULAN DAN SARAN

Simpulan

1. Kelinci Lop memiliki karakteristik semen dengan volume 0.47 ml, berwarna

putih-krem, konsistensi encer-kental, pH 7.28, gerakan massa 2.33, motilitas

40%, skor individu 3.67, konsentrasi 123.89 x 106/mL, dan viabilitas 47.94%,

sedangkan karakteristik semen kelinci Rex adalah volume 0.44 ml, berwarna

putih-krem, konsistensi encer-kental, pH 7.38, gerakan massa 2.67, motilitas

61.67%, skor individu 4, konsentrasi 280.56 x 106/mL, dan viabilitas 61.40%.

2. Abnormalitas spermatozoa yang ditemukan pada kelinci Lop dan Rex adalah

12.07 dan 8.74%.

3. Pengujian optimal terhadap keutuhan membran plasma spermatozoa kelinci

Rex adalah 15-30 dan Lop adalah 30-45 menit inkubasi.

Saran

1. Perlu dilakukan penelitian lebih lanjut mengenai pengenceran dan pembekuan

semen kelinci serta inseminasi buatan (IB) pada kedua breed kelinci untuk

mengetahui efektifitas IB pada kelinci.

2. Perlu dilakukan penelitian lebih lanjut mengenai perbedaan komponen

membran plasma kedua breed kelinci.

 

 

DAFTAR PUSTAKA

Adelman MM, Cahill EM. 1989. Atlas Sperm Morphology. Chicago, Illinois: ASCP Pr.

Alvarino JMR. 2000. Reproductive performance of male rabbits. In Proc. 7th World Rabbit Congress, July 2000, Valencia, Spain, A: 13-35.

Amorim EAM, Torres CAA, Graham JK, Amorim LS, Santos LVL. 2009. The hypoosmotic swelling test in fresh rabbit spermatozoa. Anim. Reprod. Sci. 111: 338-343.

Arifiantini RI, Purwantara B, Putra WW. 1999. Pengujian keutuhan membran plasma spermatozoa semen cair domba menggunakan larutan hipoosmotik. Prosiding Seminar Hasil-Hasil Penelitian Bidang Ilmu Hayat. Pusat Antar Universitas Ilmu Hayat IPB.

Arifiantini RI, Ferdian F. 2004. Tinjauan aspek morfologi dan morfometri spermatozoa kerbau rawa (Bubalus bubalis) yang dikoleksi dengan teknik masase. J. Vet. FKH Udayana 7: 83-91.

Barth AD, Oko RJ. 1989. Abnormal Morphology of Bovine Spermatozoa. Iowa: Iowa State University Pr.

Bloom. 1968. A new sperm defect pseudo droplets in the middle piece of the bull sperm. Nord. Vet. Med. 20: 270-288.

Brun JM, Theau-Clément M, Bolet G. 2002. The relationship between rabbit semen characteristics and reproductive performance after artificial insemination. Anim. Reprod. Sci. 70: 139-149.

Cabrita E, Alvarez R, Anel E, Herr´aez MP. 1999. The hypoosmotic swelling test performed with counter: a method to assay functional integrity of sperm membrane in rainbow trout. Anim. Reprod. Sci. 55: 279-287.

Carluccio A, Robbe D, De Amicis I, Contri A, Tosi U, Russo F, Paoletti M. 2004. Artificial insemination in rabbits: Laboratory and field trail with three different semen extenders. World Rabbit Sci. 12: 65-79.

Chenoweth PJ. 2005. Genetic sperm defect. Theriogenology 64: 457-468.

Correa JR, Zavos PM. 1994. The hypoosmotic swelling test: its employement as an assay to evaluated the functional integrity of the frozen-thawed bovine sperm membrane. Theriogenology 42: 351-360.

Daader AH, Seleem TST. 2005. Response of spermatozoa of different breeds of rabbits to hypo-osmotic swelling test. In Proc.: The 4 th. Inter. Con. on Rabbit Prod. in Hot Clim., Sharm El-Sheikh, Egypt, 177-181.

El-Haekam AA, El-Moty AKI, El-Bogdady AH, Hassanein HH. 1992. Some physical characteristics of rabbit semen as a affected by breed, lighting systems, and ejaculation sequences. Egypt J. Rabbit Sci. 2(1): 33-37.

El-Azim AA, El-Kamash EM. 2011. Evaluation of semen quality and its relation to mating system for some breeds of rabbits under environmental conditions in the middle of Egypt. Egypt Poult. Sci. 31(II): 467-480.

37  

 

Fonseca JF, Torres CAA, Maffili VV, Borges AM, Santos ADF, Rodrigues MT, Oliviera RMF. 2005. The hypoosmotic swelling test in fresh goat spermatozoa. Anim. Reprod. 2(2): 139-144.

Freshman JL. 2002. Semen collection and evaluation. Clin. Tech. in Small Pract. 17(3): 104-107.

Garcia-Tomas M, Sanchez J, Refael O, Ramon J, Piles M. 2006. Variability, repeatability, and phenotypic relationships of several characteristics of production and semen quality in rabbit. Anim. Reprod. Sci. 93: 88-100.

Garner DL, Hafez ESE. 2000. Spermatozoa and Seminal Plasma. In: Hafez B and ESE Hafez, editor. Reproduction in Farm Animal, 7th ed. USA: Williams and Wikins.

Hashinuma M, Sekine J. 2003. Evaluation of membrane integrity of canine epididymal spermatozoa by short hypoosmotic swelling test with ultrapure water. J. Vet. Med. Sci. 65(7): 817-820.

Herdis, Rizal M, Boediono A. 2004. Daya hidup sperma epididimis domba setelah disimpan pada suhu rendah (5ºC). J. Anim. Prod. 6(1): 30-36.

Iguer-ouada M, Verstegen JP. 2001. Long term preservation of chilled canine semen: effect of commercial and laboratory prepared extenders. Theriogenology 55(2): 671-684.

Jayendran RS, Vander-Ven HH, Perez-Pelaez M, Crabo BG, Zanevld LJD. 1984. DeveLopment of an assay to assess the functional integrity of the human sperm membrane and its relationship to other semen characters. J. Reprod. Fertil 70: 219-228.

Johnson LA, Weitze KF, Fiser P, Maxwell WMC. 2000. Storage of boar semen. J. Anim. Sci. 62: 143-172.

Kale MM, Manik RS, Tomer OS. 2000. In vitro assessment of crossbreed buck fertility. Indian J. Anim. Sci. 70: 25-29.

Lavara R, Mocé E, Lavara F, Viudes de Castro M, Vicente J. 2005. Do parameters of seminal quality correlate with the results of on- farm inseminations in rabbits? Theriogenology 64: 1130-1141.

Lodhi LA, Zubair M, Qureshi ZI, Ahmad I, Jamil H. 2008. Correlation between hypoosmotic swelling test and various conventional semen evaluation parameters in fresh Nili-Ravi buffalo and Sahiwal cow bull semen. Pakistan Vet. J. 28(4): 186-188.

Mantovani R, Rota A, Falomo ME, Bailoni L, Vincenti L. 2002. Comparison between glycerol and ethylene glycol for the cryopreservation of equine spermatozoa: semen quality assessment with standard analyses and with the hypoosmotic swelling test. Reprod. Nutr. Dev. 42: 217-226.

McGowan M, Galloway D, Taylor E, Entwistle K, Johnston P. 1995. Veterinarians examination of bulls. Queensland: Australia Association of cattle veterinarians.

38  

 

McIntosh GB. 1990. Pig AI; The Technique. Farm Note, Queensland Department of Primary Industry.

Mocé E, Vicente JS, Lavara F, Lavara R, Marco-Jiménez F. 2004. Different in the response of the spermatozoa from three rabbit linesto the Hypo-Osmotic Swelling Test. Reprod. in Dom. Anim. 39(4): 265.

Moghadam KK, Nett R, Robin JC, Thomas MA, Awadalla SG, Scheiber MD, Williams DB. 2005. The motility of epididymal or testicular spermatozoa does not directly affect IVF/ICSI pregnancy outcomes. J. Androl. 26(5): 619-623.

Neild D, Chaves G, Flores M, Mora N, Beconi M, Aguero A. 1999. Hypoosmotic test in equine spermatozoa. Theriogenology 51: 721-727.

Ogbuewu IP, Okoli IC, Iloeje MU. 2009. Semen Quality characteristics, reaction time, testis weight, and seminiferous tubule diameter of buck rabbit fed neem (Azadirachta Indica A. Juss) leaf meal based diets. Iranian J. of Reprod. Med. 7(1): 23-28.

Padrik P, Jaakma U. 2002. Sperm morphology in Estonian Holstein dairy bulls, factors affecting it and relation to fertility. Agraarteadus 13: 243-56.

Petrunkina AM, Harrison RAP, Ekhlasi-Hundrieser M, To¨pfer-Petersen E. 2004. The role of volume-sensitive osmolyte and anion channels in volume regulation by mammalian spermatozoa. Mol. Hum. Reprod. 10: 815-823.

Petrunkina AM, Jebe E, To¨pfer-Petersen E. 2005. Regulatory and necrotic volume increase in boar spermatozoa. J. of Cell. Phys. 204: 508-521.

Pinto CRF, Kozink DM. 2008. Simplified hypoosmotic swelling testing (HOST) of fresh and frozen-thawed canine spermatozoa. Anim. Reprod. Sci. 104: 450-455.

Prasad JK, Kumar S, Mohan G, Shanker U, Agarwal SK. 1999. Hypo-osmotic swelling test (HOST) and its response in fresh and freeze-thawed semen. Indian J. Anim. Sci. 69: 766-769.

Rodríguez-Martínez H. 2003. Laboratory semen assessment and prediction of fertility: still utopia. Reprod. Dom. Anim. 38: 312-318.

Rusiyantono Y. 2008. Penambahan bahan krioprotektan dalam bahan pengencer pembuatan semen beku melalui teknologi sederhana dalam menunjang pelaksanaan IB di daerah. Prosiding seminar sapi potong.

Saacke RG. 2008. Sperm morphology: Its relevance to compensable and uncompressible traits in semen. Theriogenology 70: 473-478.

Safaah M, Vicente JS, Lavara R, Viudes de Castro MP. 2008. Semen evaluation of two selected lines of rabbit bucks. World rabbit sci. 16: 141-148.

Sankai T, Tsuchiya H, Ogonuki N. 2002. Shortterm nonfrozen storage of mouse epididymal spermatozoa. Theriogenology 55(8): 1759-1768.

Sarder MJU. 2004. Morphological sperm abnormalities of different breeds of AI bull and its impact on conception rate of cows in AI programme. Bangl. J. Vet. Med. 2: 129-135.

39  

 

Sarwono B. 2001. Kelinci potong dan Hias. Jakarta: Agromedia Pustaka.

Schatten H, Gheorghe M. 2007. Comparative Reproductive Biology. Iowa, USA: Blackwell Pub.

Setiadi MA, Suprayogi A, Yulnawati. 2006. Viabilitas dan integritas membran plasma spermatozoa epididimis anjing selama penyimpanan pada pengencer yang berbeda. Media Kedokteran Hewan 22(2): 118-123.

Shimomura K, Sakurai K, Shimada K, Hagiwara M, Kato M, Furuhara K. 2008. Occurance of headless sperms in adolescent rat urine. Lab. anim. 42: 204-212.

Silva PFN, Gadella BM. 2006. Detection of damage in mammalian sperm cells. Theriogenology 65: 958-978.

Thundathil J, Meyer R, Palasz AT, Barth AD, Mapletoft RJ. 2000. Effect of the knobbed acrosome defect in bovine sperm on IVF and embryo production. Theriogenology 54: 921-34.

Toelihere. 1993. Inseminasi Buatan Pada Ternak. Bandung: Angkasa.

Togun VA, Egbunike GN. 2006. Seasonal variations in the sperm production characteristics of Zebu (White fulani) cattle genitalia in the humid tropical environment. Middle-East J. Sci. Res. 1: 87-95.

Yeung CH, Anapolski M, Setiawan I, Lang F, Cooper TG. 2004. Effectsof putative epididymal osmolytes on sperm volume regulation of fertile and infertile c-ros transgenic mice. J. Androl. 25: 216-223.

Yeung CH, Barfield JP, Cooper TG. 2006. Physiological volume regulation by spermatozoa. Mol. and Cell. Endocrin. 250: 98-105. 

Yu I, Leibo SP. 2002. Recovery motile, membrane intact spermatozoa from canine epididymides stores for 8 day at 4ºC. Theriogenology 57(3): 1179-1190.

Yulnawati, Setiadi MA. 2005. Motilitas dan Keutuhan Membran Plasma Spermatozoa Epididimis Kucing Selama Penyimpanan Pada Suhu 4° C. Media Kedokteran Hewan 21(3).

Zou CX, Yang ZM. 2000. Evaluation on sperm quality of freshly ejaculated boar semen during in vitro storage under different temperatures. Theriogenology 54: 1477-1488.

40  

 

  

L A M P I R A N                           

41  

 

Lampiran 1 Karakteristik semen segar kelinci Lop

Sampel Ulangan Pemeriksaan Makroskopis Pemeriksaan Mikroskopis

Volume Warna Konsistensi pH Motilitas Skor Individu

Gerakan Massa Konsentrasi H-M

Lop 1 1 0.7 krem sedang 7 45.00 4 1 70.00 41.18 2 0.2 krem sedang 6.7 50.00 4 3 62.5 50.00 3 0.8 krem encer 6.7 55.00 4 2 132.5 67.65

Lop 2 1 0.77 krem kental 8 45.00 4 3 342.5 68.57 2 0.4 putih sedang 7.5 40.00 4 3 150 58.82 3 0.43 putih sedang 7.2 35.00 4 3 245 32.89

Lop 3 1 0.35 putih encer 7.5 30.00 3 2 45 30.43 2 0.17 putih sedang 7.7 30.00 3 2 47.5 50.70 3 0.4 putih encer 7.2 30.00 3 2 20 31.18

42  

 

Lampiran 2 Karakteristik semen segar kelinci Rex

Sampel Ulangan Pemeriksaan Makroskopis Pemeriksaan Mikroskopis

Volume Warna Konsistensi pH Motilitas Skor Individu

Gerakan Massa Konsentrasi H-M

Rex 1 1 0.64 krem kental 7.2 55.00 4.5 2 180 86.49 2 0.2 putih sedang 7.5 45.00 3 3 35 46.67 3 0.34 putih sedang 7.2 50.00 4 3 105 26.42 Rex 2 1 0.3 putih encer 7.5 80.00 4 3 802.5 72.39 2 0.1 putih encer 7.5 70.00 4 3 272.5 55.12 3 0.51 krem encer 7.5 75.00 4 3 505 80.13 Rex 3 1 0.45 krem kental 7.5 65.00 4.5 3 297.5 65.33 2 0.5 putih kental 7.5 55.00 4 2 150 56.86 3 0.9 krem sedang 7 60.00 4 2 177.5 63.23

43  

 

Lampiran 3 Persentase MPU semen segar kelinci Lop

Menit Membran Plasma Utuh (%)

50 mOsm/kg 100 mOsm/kg 150 mOsm/kg Lop 1 Lop 2 Lop 3 Lop 1 Lop 2 Lop 3 Lop 1 Lop 2 Lop 3

0 38.10 16.67 12.50 17.14 27.94 25.00 29.17 12.28 14.29 15 54.05 22.22 20.00 21.43 32.56 25.00 22.73 34.72 20.00 30 45.71 55.10 64.29 29.41 33.33 35.71 35.00 33.77 13.33 45 38.71 30.00 36.36 44.83 41.67 52.38 18.39 31.71 60.00 60 32.00 34.83 30.00 42.31 40.74 50.00 26.39 17.86 43.75

Lampiran 4 Persentase MPU semen segar kelinci Rex

Menit Membran Plasma Utuh (%)

50 mOsm/kg 100 mOsm/kg 150 mOsm/kg Rex 1 Rex 2 Rex 3 Rex 1 Rex 2 Rex 3 Rex 1 Rex 2 Rex 3

0 30.43 30.14 17.39 20.00 35.29 19.35 31.03 4.76 7.69 15 90.00 87.50 31.82 25.81 56.67 22.99 70.00 16.48 15.89 30 72.22 60.87 45.45 84.62 54.35 41.51 25.93 20.41 31.25 45 56.00 44.44 45.45 52.94 43.40 36.21 18.18 18.85 22.45 60 36.67 30.00 45.90 49.38 36.67 33.33 13.33 19.23 16.84