Guia Tp Fma 2012a

Fundamentos de Metodología Analítica Departamento de Química Orgánica Año 2012 Facultad de Ciencias Exactas y Naturales - UBA

GUÍA DE TRABAJOS PRÁCTICOS

LICENCIATURA EN CIENCIA Y TECNOLOGÍA DE ALIMENTOS

UNIVERSIDAD DE BUENOS AIRES

2012


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Índice

- Programa de la materia ................................................................................................ Pág. 3 - Bibliografía................................................................................................................... Pág. 4 - Normas de Higiene y Seguridad ................................................................................. Pág. 7 - Listado de Materiales para el trabajo en el laboratorio .............................................. Pág. 14 - Trabajo Práctico Nº 1: Calibración ............................................................................. Pág. 15 - Trabajo Práctico Nº 2: Soluciones de Ácidos y Bases ............................................... Pág. 19 - Trabajo Práctico Nº 3: Espectrofotometría ................................................................. Pág. 21 - Trabajo Práctico Nº 4: Determinación del contenido de vitamina C en

jugos comerciales ....................................................................................................... Pág. 24 - Trabajo Práctico Nº 5: Cromatografía………………………..…………………… Pág. 27


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Fundamentos de Metodología Analítica

Materia complementaria para la Licenciatura en Ciencia y Tecnología de los Alimentos –UBA

Docentes Responsables: Profesor: Dra Silvia Resnik Jefes de Trabajos Prácticos: Graciela Leiva, Andrea Patriarca Ayudante: Marianela Sánchez

Contenidos Mínimos

1.- Muestreo 2.- Preparación de muestras para el Análisis. 3.- Métodos Clásicos de Análisis: Métodos Gravimétricos 4.- Métodos Clásicos de Análisis: Métodos Volumétricos 5.- Métodos Espectroscópicos: ley de Beer, aplicaciones 6.- Calidad y confiabilidad de los resultados analíticos Para alumnos provenientes de Facultades diferentes a la Facultad de Ciencias Exactas y Naturales 7.- Cromatografía: métodos separativos, fundamentos, aplicaciones 8.- Cromatografía Planar (TLC) 9- Cromatografía Líquida de Alta Resolución (CLAR, HPLC) 10.- Cromatografía Gaseosa (GC)

El curso es teórico-práctico, intensivo, de 36 horas de duración. Régimen de aprobación: Examen final.

PROGRAMA ANALÍTICO - Muestreo: Selección de muestras. Muestreo propiamente dicho, diferentes métodos de muestreo para el análisis de alimentos. Estadística de muestreo. - Soluciones: Breve Repaso de soluciones, molaridad, molalidad, normalidad, unidades de concentración, propiedades coligativas. - Preparación de muestras para el análisis: Introducción a métodos separativos: extracción con solventes: líquido-líquido, distribución, columnas, cromatografia. Preconcentración, purificación y derivatización. - Métodos Clásicos de Análisis: Métodos clásicos, gravimetrías, volumetrías y métodos de análisis cualitativo clásico. Patrones analíticos. Métodos instrumentales. Clasificación de los métodos instrumentales· Métodos de separación. - Métodos Gravimétricos: Breve repaso del proceso de precipitación, solubilidad. Aplicaciones en alimentos. - Métodos Volumétricos: Breve repaso de los métodos volumétricos de análisis. Aplicaciones en alimentos. Ejemplos ácido-base, rédox. - Espectroscopía Ultravioleta (UV): Práctica del uso del espectrómetro UV. Ley de Beer, desviaciones.


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- Calidad y confiabilidad de los resultados analíticos: Curva de calibración, adición estándar, etc. Validación de la metodología analítica. LOD, LOQ, sensibilidad, exactitud, precisión, robustez, Calidad de los reactivos analíticos. Materiales de referencia. Para alumnos provenientes de Facultades diferentes a la Facultad de Ciencias Exactas y Naturales - Cromatografla: Fundamentos teóricos de la separación cromatográfica. Tiempo de retención, y factor de retardo, factor de capacidad, factor de separación, etc. Cromatografia de absorción y partición; fase normal y reversa; de intercambio iónico, de par iónico, de filtración por geles. - Cromatografía Planar (TLC): fundamentos, equipos, placas, TLC en fase normal y en fase reversa, resolución, cromatografía planar de alta resolución (HPTLC); TLC con zona de concentración, Cromatografía planar con alta presión (OPTLC). Aplicaciones en alimentos. - Cromatografla líquida de alta resolución (CLAR, HPLC): Fundamentos separativo, factores que afectan la resolución del cromatograma. Separaciónes isocráticas y por gradiente. Requerimientos de insumos de calidad cromatográfica. Estructura básica del cromatógrafo líquido: degasificación, bombas, inyectores, columnas, detectores. Modificación de parámetros. Rango de aplicación. Técnicas más apropiadas para diferentes tipos de muestras. - Cromatografla gaseosa (GC): Fundamentos separativos, factores que afectan la resolución del cromatograma. Requerimientos de insumos de calidad cromatográfica. Estructura básica del cromatógrafo gaseoso: inyectores, columnas, detectores. Modificación de parámetros. Rango de aplicación. Técnicas más apropiadas para diferentes tipos de muestras. Aplicaciones al análisis de Alimentos. BIBLIOGRAFIA El siguiente listado es solo orientativo, en él se citan algunos libros que cubren los diferentes temas que serán tratados en la materia y que se encuentran en la biblioteca de la FCEN. ANALITICA GENERAL (Volumetrías, Gravimetrías, Espectroscopía, Cromatografía) Ayres, G.B., "Análisis Químico Cuantitativo”; Ed. del Castillo, Madrid; 1976, En biblioteca FCEyN:1970, N.Y. Bard, A.J. & Rubinstein, J. (Editors). Electroanalytical Chemistry, Marcel Dekker (1996). Bermejo, F., "Química Analítica General, Cuantitativa e Instrumental" Volumen 1 Paraninfo, Madrid, 1991. Burriel Marti, F.; Lucena Conde, F.; Arribas Jiméno, S. y Bemández Méndez, J. -"Química Analítica Cualitativa". Editorial Paraninfo, S.A. Madrid 2002. '" . Charlot, G., Curso de Química Analítica General. Ed. Torray Masson. 1975. Christian, G.C., Analytical Chemistry, Fifth Ed. J, Wiley and Sons Editors (1994) Connors, K.A.,1980,"Curso de Análisis Farmacéutico" Editorial Reverté. Barcelona. Day, R.A. & Underwood, A.L., Quantitative Analysis (6th ed), Prentice-Hall, 1991. Flaschka, H. A.; Sturrok, P.E. & Barnad, J.F., 1980, Química Analítica Cuantitativa, Tomos I, II, Editorial CECSA,México, D.F.. En biblioteca FCEyN: 1973.


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Harris, D.C., Quantitative Chemical Analysis, Fifth Ed. Freeman and Co Editors (1998) o Harris, D.C, "Análisis químico cuantitativo", Grupo Editorial Iberoamericano, México, 1992 1ª edición. Harvey, D. C.,2002, "Química Analítica Moderna". Editorial Mac Graw-Hill México. Kolthoff, l. M., Sandell, E. B., Meehan, E. J. y Bruckenstein, S. -Análisis Químico Cuantitativo”. Editorial Nigar, S.R.L..Buenos Aires-1985. En biblioteca FCEyN: 1994 15ª edición. Laitinen, H. A. & Barris, W. E, Análisis Químico (Reverte, 1983). En biblioteca FCEyN: Chemical Análisis: an advance text and reference, N.Y.; Mc Graw-Hill (1975). Nordman, J., 1982, Análisis Cualitativo y Quimica Inorganica, Editorial CECSA, México. En biblioteca FCEyN: Química Analítica, Edit. Limusa; México, D.F.(1993). Skoog, D.A.; West, D.M. &: Boller, F .J., Quimica Analítica,. 6a. Ed. Mc Graw & Hill Ed. (1997). Skoog, D. & Leary, J., Analisis Instrumental 4a. Ed. Mc.Graw Hill Editors Madrid,España (1994). Skoog, D.A.; West, D.M. &: Boller,F.J., "Fundamentos de Química Analítica", Reverté, Barcelona (1997). Vandeginste, B. ;Massart, D.; Buydens, L.; De Jong, S. & Levi, P.. Handbook of Chemometrics and Qualimetrics, Parts A y B, Elsevier Ed. (1998). Willard, B. Merritt, L.. Dean J and Settle. Instrumental Methods of Analysis , F. 7th Edition. Wadsworth Pub. Co (1988) 1991. En biblioteca FCEyN: Química Analítica Cuantitativa (1989) Prentice Hall Hispanoamericana; México (D.F.). ANALISIS DE ALIMENTOS Baltes, Wemer. Rapid Methods for Analysis of Food and Food Raw Material. Behr's Verlag GmbH. Hamburg. 1990. Barnes, K.W., An Introduction to food analysis Techniques. Food Technol. 49: 48 -51 (1995). Belitz, H.D. & Grosch, W., Food Chemistry. Berlin;Springer, 1999(2ª edición,ingles) y 1997(castellano). Eds.: de Dios Alvarado, J. & Aguilera, J.M., Métodos para Medir Propiedades Físicas en Industrias de Alimentos. Editorial Acribia, Zaragoza, España. 2001. Ed.: Dickinson, New Physico-Chemical Techniques for the Characterization of Complex Food Systems. Chapman & Hall, London, UK. 1995. Fennema, O.R..,Food Chemistry, Ed. 3rd Edition Marcel Dekker Inc, 1996. En biblioteca FCEyN: Química de los Alimentos, Edit. Acribia, Zaragoza, España (1993) Giese, J., Instruments for food chemistry. Food Technol. 50: 72-76 (1996). Eds.: Fung, D. y .C. y Mattbews, R.F Instrumental Methods for quality assurance in Foods. Marcel Dekker, Inc. New York, USA. 1991. Pomeranz, Y. & Meloan, C. E.,Food Analysis. Theory and Practice. 3ª edición. Chapman y Hall, Inc. 1993. Eds.: Stewart, K.K. & Wbitaker, J.R., Modem Methods of Food Analysis. Avi Publishing Company, Inc. Westport, Connecticut, USA. 1984. Wong, D.W .S., Química de los Alímentos: Mecanísmos y Teoria. Editorial Acribia. Zaragoza. 1995.


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CROMATOGRAFÍA Conway, W.G., Countercurrent chromatography. Apparatus, Theory and Applications. VCH Publishers. (1990). Gordon, M. H.,PrincipIes and Applications of Gas Chromatography in Food Analysis. Ellis Horwood Series in Food Science and Technology. (1990). Jinno. K. A.,Computer-assisted Chromatography system. Heidelberg: Basel, New York (1990). Lindsay, S., High Performance Liquid Chromatography. De. Kealey, D. John Wiley and Sons. New York. (1987). Quatrocchi, O.A.; Andrizzi, S.A.& Laba, R.F., Introducción al HPLC. Aplicaciones y Práctica. Artes Gráficas Farro. (1992). Ruzicka, J. & Hansen, E., Flow Injection Analysis, 2nd. Ed. J. Wiley & Sons (1988)´ Sandra, P. & Biccbi, C., Capillary gas chromatography in essential oil analysis. Heidelberg: Basel, New York, Huthig (1987). Sewell, P.A. & Clarke, B., Chromatographic separations. De. Kealey. John Wiley and Sons. (1987) Unger, K.K., Handbuch der HPLC. Teill. Verlag Gmbh (1989). West, S.D. & Mowrey, D.H., Characterization of reversed-phase HPLC solvent selectivity for the prediction of adjusted retention indices and resolution. Joumal of Chromatographic Science, Vol. 29 No.11, 497-502. MUESTREO y METODOS ESTADISTICOS Hamilton, L.F.; Ellis, D.W. & Simpson, S.G., "Cálculos de Química Analitica" McGraw-HiIl, Mexico,1989. Em biblioteca FCEyN: 1969(ingles);1964(castellano). Miller, J.C. & Miller, J.N., Estadística para Química Analítica (Addison-Wesley Iberoamericana,(1993)


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REGLAS BÁSICAS DE HIGIENE Y SEGURIDAD PARA ALUMNOS DE LABORATORIOS DE QUÍMICA Y BIOLOGÍA - PAUTAS DE ACTUACION EN CASOS DE EMERGENCIAS FACULTAD DE CIENCIAS EXACTAS Y NATURALES - SERVICIO DE HIGIENE Y SEGURIDAD _____________________________ Las prácticas que se realizan en los laboratorios presentan riesgos propios de cada actividad.

Las reglas básicas aquí indicadas son un conjunto de normas destinadas a proteger la salud de

los alumnos y a evitar accidentes y contaminaciones tanto dentro del ámbito de trabajo, como

hacia el exterior.

Es un elemento clave en la seguridad la información que permita reconocer y minimizar o evitar

los riesgos presentes en el laboratorio. Será fundamental respetar la metodología de cada

técnica, y trabajar con cuidado y en forma ordenada.

MEDIDAS GENERALES

1. Se deberá conocer la ubicación de los elementos de seguridad en el lugar de trabajo, tales

como: matafuegos, salidas de emergencia, mantas ignífugas, lavaojos, gabinete para contener

derrames, accionamiento de alarmas, etc.

2. No se debe comer, beber, fumar o maquillarse en el laboratorio.

3. No se debe guardar alimentos en heladeras que contengan drogas o preparados.

4. Se debe utilizar vestimenta apropiada para realizar trabajos de laboratorio, guardapolvo

abrochado (preferentemente de algodón y de mangas largas) y zapatos cerrados. Evitar el

uso de accesorios colgantes (aros, pulseras, collares, etc.). y cabello recogido.

5. Las mesadas de trabajo, deben estar despejadas, sin libros, ni abrigos ni objetos personales.

Es imprescindible mantener el orden y la limpieza. Cada persona es responsable directa de la

zona que le ha sido asignada y de todos los lugares comunes.

6. Las manos deben lavarse cuidadosamente después de cualquier manipulación de laboratorio

y antes de retirarse del mismo.

7. Se deben utilizar guantes apropiados para evitar el contacto con sustancias química o

material biológico. Toda persona cuyos guantes se encuentren contaminados no deberá tocar

objetos, ni superficies, tales como: teléfono, lapiceras, manijas de cajones o puertas,

cuadernos, etc.

8. No se permite correr en los laboratorios.

9. No se deben bloquear las rutas de escape o pasillos con bancos, sillas, equipos, máquinas u

otros elementos que entorpezcan la correcta circulación.

10. De aviso inmediato al docente responsable si encuentra instalaciones eléctricas y de gas

precarias o provisorias.

11. No utilice equipos (Ej. Rotavap, columnas de destilación, sonicadores, hornos etc.) sin haber

recibido entrenamiento previo y sin supervisión durante su uso.

12. Toda herida o abrasión, aún los pequeños cortes que puedan producirse durante el trabajo

práctico deben ser informados al Docente. Los laboratorios cuentan con un botiquín de

primeros auxilios con los elementos indispensables para atender casos de emergencia.

13. Respete las señales de advertencia. (ej.: riesgo eléctrico, alta temperatura, radiaciones, etc.)

14. Todo residuo generado debe colocarse

en los recipientes destinados para tal

fin según las indicaciones del docente

(ver Pautas para Gestión de Residuos)


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LABORATORIOS DE QUÍMICA

1. No se permite pipetear con la boca.

2. Siempre que sea necesario proteger los ojos y la cara de salpicaduras o impactos se

utilizarán anteojos de seguridad, viseras o pantallas faciales u otros dispositivos de

protección. Cuando se manipulen productos químicos que emitan vapores o puedan provocar

proyecciones, se evitará el uso de lentes de contacto.

3. No utilice el contenido de un recipiente que no esté identificado. Los envases que contengan

agentes químicos deben adecuadamente etiquetados con la denominación del compuesto y el

tipo de riesgo (Ej.: corrosivo, tóxico, inflamable, oxidante, radiactivo, explosivo o nocivo).

4. Cuando sea necesario manipular grandes cantidades de materiales inflamables (más de 5

litros) deberá tenerse a mano un extintor apropiado para ese material en cuestión.

5. Al almacenar sustancias químicas se debe considerar las incompatibilidades que dan lugar a

reacciones peligrosas. Consultar con el Docente.

6. No almacenar en estantes sobre mesadas sustancias corrosivas y en caso de ácidos o álcalis

concentrados (mayor de 2N) deben ser mantenidos en bandejas de material adecuado.

7. Las prácticas que produzcan gases, vapores, humos o partículas, y que puedan ser riesgosas

por inhalación deben llevarse a cabo bajo campana.

8. Se debe verificar la ausencia de vapores inflamables antes de encender una fuente de

ignición.

9. No se debe trabajar con materiales inflamables o solventes sobre llamas directas o cerca de

las mismas. Para calentamiento, sólo se utilizarán resistencias eléctricas o planchas

calefactoras blindadas. Se prestará especial atención al punto de inflamación y de

autoignición del producto.

10. Está prohibido descartar líquidos inflamables o tóxicos o corrosivos por los desagües de las

piletas, sanitarios o recipientes comunes para residuos. Se deben seguir las pautas para la

gestión de residuos.

11. Los cilindros de gases comprimidos y licuados deben estar en posición vertical sujetos con

correas o cadenas a la pared en sitios de poca circulación, de ser posible fuera del lugar de

trabajo, protegidos de la humedad y fuentes de calor.


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12. El material de vidrio roto no se depositará con los residuos comunes. Será conveniente

envolverlo en papel y ubicarlo en cajas resistentes,

13. Todo recipiente que hubiera contenido agentes químicos puede ser descartado junto a los

residuos comunes vaciado totalmente, enjuagado apropiadamente y sin etiquetas.

14. Está terminantemente prohibido hacer experimentos no autorizados por el Docente. No

substituya nunca un producto químico por otro en una práctica.

LABORATORIOS DE BIOLOGIA

1. Leer Reglas Básicas para Laboratorios de Química.

2. Se deben utilizar mascarillas descartables cuando exista riesgo de producción de aerosoles

(mezcla de partículas en medio líquido) o polvos durante operaciones de pesada de

sustancias tóxicas o biopatógenas, apertura de recipientes con cultivos después de agitación,

etc.

3. Está prohibido descartar material biológico por los desagües de las piletas, sanitarios o

recientes comunes para residuos. En cada caso se deberán seguir los procedimientos

establecidos para la gestión de residuos.

4. La superficie de trabajo se deberá descontaminar una vez terminadas las tarea o luego de

cada derrame de material viable, utilizando productos probadamente efectivos contra los

agentes con que se trabaja.

5. El derrame o caída de muestras contaminadas, diluciones y medios sembrados o inoculados

será informada al docente de inmediato. Se procederá a tratar el área afectada con la

solución desinfectante que corresponda, la cual se dejará actuar y se recogerá con papel

absorbente que será luego descartado con los residuos patogénicos.

6. En caso de rotura del recipiente de vidrio que contiene microorganismos, proceder de igual

forma pero no tocar los residuos antes que el desinfectante haya actuado.

7. Cuando proceda a la limpieza de una superficie con alcohol, verifique que no haya mecheros

encendidos.

8. Consulte con el Docente si el material biológico debe ser descontaminado previo a su

descarte en recipiente de residuos patogénicos (bolsa roja).

PAUTAS PARA LA GESTIÓN DE RESIDUOS PELIGROSOS Y PATOGÉNICOS

Peligrosos (ácidos, álcalis, oxidantes, corrosivos, guantes, trapos, etc.):

Los residuos líquidos se deberán acumular en bidones provistos por el Servicio de Higiene y

Seguridad. Mantenerlos tapado. No mezclar sin consultar al Docente.

Los residuos sólidos se deberán acumular en bolsas negras dentro de cajas provistas por el

Servicio de Higiene y Seguridad. No tirar residuos domésticos.

Patogénicos (tips, guantes, cajas de petri, etc.):

Los residuos biológicos (sangre, tejidos animales o humanos y todo el material que haya estado

en contacto con ellos) se deberán acumular en bolsas rojas dentro de cestos con tapa provistos

por el Servicio de Higiene y Seguridad. Quedan exceptuados los elementos corto-punzantes

(agujas, hojas de bisturíes), que se recogerán en contenedores especiales.

ANTE CUALQUIER DUDA CONSULTE CON EL DOCENTE

La seguridad la disfrutamos todos. Actuemos responsablemente


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PAUTAS DE ACTUACIÓN EN CASO DE EMERGENCIAS

En caso de accidente, avisar inmediatamente al Docente.

EMERGENCIAS MÉDICAS

Si ocurre una emergencia tal como cortes o abrasiones, quemaduras o ingestión accidental de

algún producto químico, tóxico o peligroso, se deberá proceder en la siguiente forma:

1. A los accidentados se les proveerá los primeros auxilios

2. Se da aviso al Departamento de Seguridad y Control (Int. 311 Emergencias)

3. El Docente responsable del turno o una autoridad del Departamento, deberá completar

el Formulario de Incidentes y enviarlo al Servicio de Higiene y Seguridad para su

conocimiento y evaluación.

CENTROS PARA REQUERIR AYUDA MEDICA

S.A.M.E. Teléfono 107

Hospital Pirovano

Av. Monroe 3555 Tel. 4542-5552 / 9279

INTOXICACIONES:

Hospital de Niños. Dr. R. Gutiérrez

Sánchez de Bustamante 1399. Capital Federal. Tel: 4962-6666.

Hospital de Niños. Dr. P. de Elizalde

Av. Montes de Oca 40 Tel. 4307-7491 Toxicología 4300-2115

QUEMADURAS: Hospital de Quemados

P.Goyena 369 Tel. 4923-4082 / 3022

OFTALMOLOGÍA

Hospital Santa Lucía

San Juan 2021 Tel. 4941-7077

Hospital Dr. P. Lagleyze

Av. Juan B. Justo 4151 Tel. 4581-0645 / 2792

1. Quemaduras.

Las pequeñas quemaduras producidas por material caliente, baños, placas o mantas calefactoras,

etc., se trataran lavando la zona afectada con agua fría durante 10-15 minutos. Las quemaduras

más graves requieren atención médica inmediata. No utilices cremas y pomadas grasas en las

quemaduras graves.

2. Cortes.

Los cortes se tienen que lavar bien, con abundante agua corriente, durante 10 minutos como

mínimo. Si son pequeños y dejan de sangrar en poco tiempo, lávalos con agua y jabón y tápalos


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con una venda o apósito adecuados. Si son grandes y no paran de sangrar, requiere asistencia

médica inmediata.

3. Derrame de productos químicos sobre la piel.

Los productos químicos que se hayan vertido sobre la piel han de ser lavados inmediatamente

con agua corriente abundante, como mínimo durante 15 minutos. Es necesario sacarle toda la

ropa contaminada a la persona afectada lo antes posible. El lavado es muy importante para

reducir la gravedad y la extensión de la herida. Requiere asistencia médica.

4. Actuación en caso de producirse corrosiones en la piel.

Por ácidos. Sacar o cortar lo más rápidamente posible la ropa. Lavar con agua corriente

abundante la zona afectada. Neutralizar la acidez con bicarbonato sódico durante 15-20 minutos.

Esperar la asistencia médica.

Por álcalis. Lavar la zona afectada con agua corriente abundante y luego con una solución

saturada de ácido bórico. Secar y esperar la asistencia médica.

5. Fuego en el cuerpo.

Si se te incendia la ropa, pide ayuda. El afectado no correrá, tiene que tirarse en el suelo y rodar

sobre sí mismo para apagar las llamas. Es tu responsabilidad ayudar a alguien que se esté

quemando. Cubrirlo con una manta antifuego, conducirlo hasta la ducha de seguridad, si está

cerca. No utilices nunca un extintor sobre una persona. Una vez apagado el fuego, mantener a la

persona tendida, hasta que llegue la asistencia médica.

6. Actuación en caso de producirse corrosiones en los ojos.

En este caso el tiempo es esencial (menos de 10 segundos). Cuanto antes se lave el ojo, menos

grave será el daño producido. Lavar los dos ojos con agua corriente abundante durante 15

minutos como mínimo en una ducha de ojos, o con solución fisiológica. Es necesario mantener

los ojos abiertos con la ayuda de los dedos para facilitar el lavado debajo de los párpados. Es

necesario recibir asistencia médica, por pequeña que parezca la lesión.

7. Actuación en caso de ingestión de productos químicos.

Antes de cualquier actuación concreta pide asistencia médica. Si el paciente está inconsciente,

ponerlo en posición inclinada, con la cabeza de lado. Si está consciente, mantenerlo apoyado. No

dejarlo sólo. No provocar el vómito si el producto ingerido es corrosivo.

8. Actuación en caso de inhalación de productos químicos.

Identificar el vapor tóxico. Si se trata de un gas, utilizar el tipo adecuado de máscara para gases

durante el tiempo que dure el rescate del accidentado. No arriesgarse. Conducir inmediatamente

la persona afectada a un sitio con aire fresco. Requiere asistencia médica lo antes posible. Ante

el primer síntoma de dificultad respiratoria, iniciar la respiración artificial boca a boca.

INCENDIOS

1. Fuego en el laboratorio.

Mantenga la calma.

Informe al docente responsable.

Se dará aviso inmediatamente al Dpto. de Seguridad y Control (Interno 311) informando el lugar

y las características del siniestro

2. Fuegos pequeños

Si el fuego es pequeño y localizado, y sabe utilizar un extintor, trate de apagarlo utilizando un

extintor adecuado, arena, o cubriendo el fuego con un recipiente de tamaño adecuado que lo

ahogue.


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Retirar los productos químicos inflamables que estén cerca del fuego.

No utilices nunca agua para extinguir un fuego provocado por la inflamación de un solvente.

3. Fuegos grandes

Si el fuego es de consideración, no se arriesgue y manteniendo la calma ponga en marcha el plan

de evacuación. Apague los equipos eléctricos y cierre las llaves de gas y ventanas.

Acate las indicaciones de los brigadistas.

Evacue la zona por la ruta asignada.

No corra, camine rápido, cerrando a su paso la mayor cantidad de puertas. No utilice

ascensores. Descienda siempre que sea posible.

No lleve consigo objetos, pueden entorpecer su salida.

Si pudo salir por ninguna causa vuelva a entrar. Deje que los equipos especializados se

encarguen.

DERRAME MAYORES DE PRODUCTOS QUÍMICOS

− Avise al Departamento de Seguridad y Control (int. 311 Emergencias)

− Atender a cualquier persona que pueda haber sido afectada.

− Notificar a las personas que se encuentren en las áreas cercanas acerca del derrame. Buscar

los elementos en el Gabinete para contener derrames.

− Coloque la cinta de demarcación para advertir el peligro.

− Evacuar a toda persona no esencial del área del derrame.

− Si el derrame es de material inflamable, apagar las fuentes de ignición, y las fuentes de calor.

− Evite respirar los vapores del material derramado, si es necesario utilizar una máscara

respiratoria con filtros apropiados al tipo de derrame.

− Ventilar la zona.

− Utilizar los elementos de protección personal tales como equipos de ropa resistente a ácidos,

bases y solventes orgánicos y guantes.

− Confinar o contener el derrame, evitando que se extienda. Para ello extender los cordones en

el contorno del derrame.

− Luego absorber con los paños sobre el derrame.

− Deje actuar y luego recoger con pala y colocar el residuo en la bolsa roja (patogénicos) o

negra (peligrosos) y ciérrela.

− Si el derrame es de algún elemento muy volátil deje dentro de la campana hasta que lo retire

para su disposición.

− Disponer la bolsa con los residuos (consultar al Servicio de Higiene y Seguridad, int. 275)

− Lave el área del derrame con agua y jabón. Seque bien.

− Cuidadosamente retire y limpie todos los elementos que puedan haber sido salpicados por el

derrame.

− Lave los guantes, la máscara y ropa.


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Fecha: ..................................................................

Declaro haber leído las REGLAS BÁSICAS DE HIGIENE Y SEGURIDAD EN LABORATORIOS DE

QUÍMICA Y BIOLOGÍA – PROCEDIMIENTOS ANTE EMERGENCIAS que aparecen en la guía de

Trabajos Prácticos de la Materia ................................................................................................

Turno de Laboratorio: ........................................

Firma:...................................................................

Aclaración:............................................................

L.U. Nº: ...............................................................


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Lista de materiales personales necesarios para el trabajo en el laboratorio de Fundamentos de Metodología Analítica:

• Guardapolvos • Libreta de laboratorio • Anteojos de seguridad • Espátula metálica • Pera de goma o propipeta • Algodón • Alcohol • Marcador de vidrio • Detergente • Repasador o trapo rejilla • Pañuelos de papel


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TRABAJO PRÁCTICO Nº 1 CALIBRACIÓN DE MATERIAL

Al finalizar la práctica el alumno será capaz de:

1. Comprender el concepto de calibración y su importancia en el trabajo experimental en química analítica.

2. Operar correctamente una balanza analítica.

3. Adquirir destrezas básicas relacionadas con la calibración del material de laboratorio.

4. Comprensión de la naturaleza de las medidas cuantitativas. Para ello se deben tener dominados los conceptos de exactitud, precisión, desviación estándar, tipos de errores, (sistemáticos, accidentales).

5. Entrenarse en la observación y uso correcto de cifras significativas y también en la aplicación de los criterios para la exclusión de una medida cuestionable, en un conjunto de datos experimentales.

Por calibración podemos entender el conjunto de operaciones, que establecen, en unas condiciones específicas, la relación que existe entre los valores indicados por un instrumento o sistema de medida, o los valores representados por una medida materializada, y los correspondientes valores conocidos de una magnitud de medida.

Los equipos y/o material han de calibrarse dado que sus respuestas no son estables en el tiempo, debido a diferentes causas: envejecimiento, deterioros, limpiezas inadecuadas, reacciones químicas, etc. A) PESADO DE MATERIAL Precauciones generales para el uso de las balanzas:

- Debe ajustarse diariamente el mecanismo de nivelado. Esto se consigue elevando o descendiendo los tornillos ajustables de los pies, para centrar la burbuja en un dispositivo de nivel. Se debería comprobar la burbuja cada vez que se hace uso de la balanza y se debería reajustar el nivel cada vez que la misma sea desplazada, aunque sea ligeramente.

- Las pesadas pueden verse afectadas por vibraciones, corrientes de aire y los cambios de temperatura. En lo posible, la ubicación de las balanzas debería realizarse tratando de evitar o disminuir estos efectos.

- Trate siempre cuidadosamente la balanza.

- Pese los reactivos sobre papel o en algún recipiente, nunca los coloque directamente sobre el platillo. De este modo, la balanza queda protegida contra acciones corrosivas y es posible recuperar la totalidad de la sustancia que se pesa.

- No deje caer objetos pesados en el platillo.

- No supere el peso máximo admitido.

- Limpie el platillo y el compartimiento de pesada, antes y después del uso.


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- Limpie la superficie de la mesa de laboratorio alrededor de la balanza, antes y después de su uso.

Al pesar:

- La balanza y la muestra deberían estar a temperatura ambiente, puesto que el movimiento del aire por convección hace que los objetos fríos aparenten ser más pesados que los calientes.

- Evite tocar la muestra, especialmente en trabajos de alta resolución.

- La precisión y exactitud de una determinación del peso se vería perjudicada si la muestra se transformase durante el proceso. Un efecto habitual es que las muestras secas absorban humedad o que muestras húmedas pierdan agua mientras están siendo pesadas. Las muestras que han sido secadas en estufa deberían dejarse enfriar en un desecador que contenga gel de sílice seco y ser mantenidas en él hasta inmediatamente antes de colocarlas sobre el platillo de la balanza. Las muestras húmedas deberían conservarse en recipientes cerrados.

Parte experimental

1. Pese el objeto seleccionado 10 veces en una balanza analítica (retirando y volviendo a colocar el objeto sobre el platillo en cada caso).

2. Pese el mismo objeto 10 veces en una balanza granataria (retirando y volviendo a colocar el objeto sobre el platillo en cada caso).

3. Calcule: media, mediana, desviación estándar, desviación estándar relativa, varianza (y verifique la exclusión de alguna observación).

B) MATERIAL VOLUMÉTRICO

El procedimiento de calibración se basa en la determinación del peso de un líquido (usualmente agua destilada), de densidad y temperatura conocidas, que está contenido en un material volumétrico (o es vertido por él). La temperatura debe controlarse porque influye durante el proceso de calibración de dos formas: en primer lugar, el volumen ocupado por la masa de un líquido varía con ésta y, en segundo lugar, porque el volumen del material volumétrico es variable, debido a la tendencia del vidrio a dilatarse o a contraerse en función de la temperatura.

Operaciones previas

Antes de proceder a la calibración del material volumétrico, debemos asegurarnos de que esté completamente limpio y seco. El método de limpieza tradicional consiste en utilizar primeramente agua y a continuación detergente, y después se vuelve a lavar, primero con agua de canilla y, a continuación, con agua destilada. Para eliminar el agua, se debe enjuagar el material volumétrico con alcohol etílico puro, y para eliminar éste, se realiza un último enjuague


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con acetona pura. Los dos principales objetivos de la limpieza son, en primer lugar, obtener una propiedad reproducible de la superficie interior del material volumétrico, de tal manera que el agua pueda ascender y descender en una película fina, regular y homogénea, y en segundo lugar, obtener condiciones de referencia en el cuello del recipiente, de tal forma que la tensión superficial forme un menisco reproducible con un ángulo plano y una altura unificada.

Es muy importante manejar bien las técnicas de carga y descarga de cada uno de los elementos a calibrar. Practique varias veces antes de realizar las medidas.

Parte experimental

1. La calibración se realizará utilizando siempre la misma balanza. El volumen de descarga

será siempre de 10 ml, medido 5 veces (mínimo) por cada operador. Al finalizar la parte experimental, cada elemento a calibrar contará con, al menos, diez datos.

2. Asegurarse que el material a calibrar esté perfectamente limpio. De lo contrario lavar de acuerdo con lo expuesto en operaciones previas.

3. Atemperar los aparatos volumétricos. Medir la temperatura de agua.

4. Pesar un vaso o recipiente contenedor en balanza analítica.

5. Vaciar el cuantitativamente el contenido del recipiente a calibrar dentro del contenedor y pesarlo.

6. Calcular el volumen de agua corregido a 20 ºC.

Densidad del agua Volumen de un gramo de agua (mL)

Temperatura (ºC) Densidad (g/mL) A la temperatura de trabajo

Corregido a 20ºC

10 0.9997026 1.0014 1.0015 11 0.9996084 1.0015 1.0016 12 0.9995004 1.0016 1.0017 13 0.9993801 1.0017 1.0018 14 0.9992474 1.0018 1.0019 15 0.9991026 1.0020 1.0020 16 0.9989460 1.0021 1.0021 17 0.9987779 1.0023 1.0023 18 0.9985986 1.0025 1.0025 19 0.9984082 1.0027 1.0027 20 0.9982071 1.0029 1.0029 21 0.9979955 1.0031 1.0031 22 0.9977735 1.0033 1.0033 23 0.9975415 1.0035 1.0035 24 0.9972995 1.0038 1.0038 25 0.9970479 1.0040 1.0040 26 0.9967867 1.0043 1.0042 27 0.9965162 1.0046 1.0045 28 0.9962365 1.0048 1.0047 29 0.9959478 1.0051 1.0050 30 0.9956502 1.0054 1.0053


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Análisis de los datos

- Evaluar la exactitud y precisión del volumen nominal de cada uno de los elementos calibrados. Comparar con los valores de tolerancia del material. Determinar si es preciso aplicar un factor de corrección sobre dicho volumen nominal.

- Determinar si existen diferencias significativas entre los volúmenes descargados por elementos del mismo tipo (por ejemplo, pipeta aforada) pero correspondientes a grupos diferentes.

- Determinar si existen diferencias significativas entre los volúmenes descargados por material volumétrico de distinto tipo e idéntico volumen nominal (por ejemplo, pipeta graduada y aforada de 10 ml)

- Discuta la precisión y exactitud del volumen nominal para cada uno de los materiales empleados. Analice cómo afectará a las medidas que realice.

- Evalúe la necesidad de utilizar uno u otro en función de la técnica a utilizar (por ejemplo, medición del volumen de muestra, adición de un reactivo en exceso, etc.).

Aparatos de medición Volumen Tolerancia Vidrios clase A

Tolerancia Vidrios clase B

pipetas aforadas 10 ml ± 0,02 ml ± 0,04 ml pipetas graduadas 10 ml ± 0,05 ml ± 0,10 ml

probetas graduadas 25 ml ± 0,25 ml ± 0,50 ml


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TRABAJO PRÁCTICO Nº 2

SOLUCIONES DE ÁCIDOS Y BASES

Al finalizar la práctica el alumno será capaz de:

1. Preparar soluciones a una concentración determinada.

2. Reconocer los indicadores adecuados para la titulación de un ácido fuerte y una base fuerte.

3. Adquirir habilidad en el manejo de la bureta para realizar titulaciones.

A) Preparación de una solución de NaOH 0.1 N

1. Calcular qué volumen deberá tomar de una solución de NaOH 30% p/p, densidad 1.328 g/ml, para preparar 250 ml de NaOH 0.1 N.

2. Medir el volumen calculado y transferirlo cuantitativamente al matraz limpio y enrasar con agua destilada.

B) Preparación de una solución de HCl 1.0 N

1. Calcular qué volumen deberá tomar de una solución de HCl concentrado (36.5 a 37.5 %, densidad = 1.18 g/ml) para preparar 50 ml de una solución 1.0 N.

2. Medir el volumen calculado y transferirlo cuantitativamente al matraz limpio y enrasar con agua destilada.

C) Valoración de la solución de NaOH 0,1 N (no se realiza)

1. Secar Biftalato de Potasio p.a. en estufa a 100 -105°C hasta peso constante.

2. Pese dos porciones de aproximadamente 150 mg, con aproximación a la décima de mg, del Biftalato de Potasio seco en vidrios de reloj.

3. Transferir cuantitativamente a un Erlenmeyer de 125 o 250 ml, disolver con 40 - 50 ml de agua destilada libre de CO2 y agregar 2 gotas de solución de fenolftaleína (solución al 0.1% en etanol).

4. Enjuague una bureta de 10 ml con porciones del NaOH 0.1 N preparado anteriormente.

5. Llene la bureta con la solución y enrase, asegurándose que no hayan quedado burbujas.

6. Titule las soluciones de Biftalato, gota a gota y agitando, hasta aparición de coloración rojiza estable.

7. Calcule los factores de normalidad del NaOH 0.1 N que preparó. Si los resultados de las titulaciones difieren en más del 1%, deberá repetir la determinación.


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D) Titulación de la solución de HCl 1.0 N De la solución 1.0 N de HCl es necesario realizar una dilución 1:20 con un volumen final de 250 ml (realizar por duplicado). Se trabajara con esta solución, pero se informara el factor (f) de la solución de HCl 1.0 N teniendo en cuenta experimental las diluciones correspondientes en cada caso. GRUPO A

Tomar 50,00 mL de la solución de HCl 1:20 y llevar a 250 ml en matraz aforado (Sc Grupo A). Colocar 50,0 ml de la solución A en un erlenmeyer de 125 ml limpio y agregar 2 gotas de indicador (fenolftaleína). Titular con el NaOH 0.1 N. Realizar por duplicado. GRUPO B

Tomar 50,00 mL de la solución de HCl del GRUPO A y llevar a 100 ml en matraz aforado. Luego colocar 50,0 ml en un erlenmeyer de 125 ml limpio y agregar 2 gotas de indicador (fenolftaleína) y titular con el NaOH 0.1 N. Realizar por duplicado. GRUPO C

Tomar 20,00 mL de la solución de HCl 1:20 y llevar a 200 ml en matraz aforado. Luego colocar 50,0 ml en un erlenmeyer de 125 ml limpio y agregar 2 gotas de indicador (fenolftaleína) y titular con el NaOH 0.1 N. Realizar por duplicado. GRUPO D

Tomar 100,00 mL de la solución de de HCl 1:20 y llevar a 250 ml en matraz aforado. Tomar 100.0 ml de NaOH 0.1 N y llevar a 200 ml en matraz aforado. Luego colocar 50,0 ml de la solución de HCl en un erlenmeyer de 125 ml limpio y agregar 2

gotas de indicador (fenolftaleína) y titular con la solución de NaOH diluida. Realizar por duplicado.


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TRABAJO PRÁCTICO Nº 3 ESPECTROFOTOMETRÍA

Objetivos:

1. Conocer los principios de la espectrofotometría.

2. Familiarizarse con el uso de un espectrofotómetro.

3. Medir espectros de absorción de sustancias y localizar sus máximos de absorción.

4. Construir curvas de calibración. Verificar el cumplimiento de la Ley de Beer.

5. Determinar la concentración de una muestra incógnita.

6. Determinar la constante de absortividad molar (ε) de la sustancia. Fundamento

La Espectrofotometría es una de las técnicas experimentales más utilizadas para la detección específica de moléculas. Se caracteriza por su precisión, sensibilidad y su aplicabilidad a moléculas de distinta naturaleza (contaminantes, biomoléculas, etc) y estado de agregación (sólido, líquido, gas). Los fundamentos físico-químicos de la espectrofotometría son relativamente sencillos.

La ley de absorción, también llamada Ley de Beer-Lambert o simplemente Ley de Beer, indica cuantitativamente la forma en que el grado de atenuación depende de la concentración de las moléculas absorbentes y de la longitud del trayecto en el que ocurre la absorción. Cuando la luz atraviesa un medio que contiene un analito absorbente, disminuye su intensidad como consecuencia de la excitación del analito. Cuanto más largo sea el medio por el que pasa la luz en el caso de una solución del analito de concentración dada, existirán más moléculas o átomos absorbentes en el trayecto, y por tanto, mayor será la atenuación. Además, para una longitud de trayecto dada de la luz, cuanto mayor sea la concentración de los átomos o moléculas absorbentes, tanto mayor será la atenuación.

Según la Ley de Beer, la absorbancia es directamente proporcional a la concentración de la especie absorbente c y a la longitud del trayecto b del medio de absorción:

A = abc donde a es la constante de proporcionalidad llamada absortividad. Dado que la absorbancia es una cantidad sin unidades la absortividad debe tener unidades que eliminen las de b y c. Cuando la concentración se expresa en moles por litro y b en cm, la constante de proporcionalidad se llama absortividad molar y se simboliza como ε.

A = εbc donde ε tiene las unidades L mol-1 cm-1.

La absortividad molar depende de variables como el disolvente, la composición de la solución y temperatura, por lo cual no es aconsejable depender de valores de la literatura para trabajos cuantitativos. Así pues, se utiliza una solución patrón del analito en el mismo disolvente y a temperatura similar para obtener la absortividad en el momento del análisis. Lo más frecuente es recurrir a una serie de soluciones patrón del analito para preparar una curva de calibración o de trabajo.


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SAFRANINA

Fórmula: C20H19ClN4

Peso Molecular: 350,85 g/mol

El colorante safranina es un azonio compuesto de diamino-fenacina simétrico, con un

sistema cíclico anexado. Se obtiene por la oxidación conjunta de una molécula de paradiamina con dos moléculas de una amina primaria; por la condensación de para-aminoazo compuestos con aminas primarias, y por la acción de para-nitrosodialquilanilinas con bases secundarias como difenilmetafenilendiamina.

Es un sólido cristalino, con característico brillo verde metálico. Es soluble en agua y forman una solución de color rojo-rosado característico. Debido a su estructura química presenta un máximo de absorción en el visible (λ: 380-780 nm) y cumple con la Ley de Beer en un rango de concentraciones. Parte experimental A) Preparación de las soluciones estándar

Pesar con exactitud 0,0176 g de safranina, transferir cuantitativamente a un matraz aforado de 500 ml y enrasar. A esta solución la llamaremos Solución Madre (SM).

A partir de la SM preparar las siguientes soluciones estándar para la construcción de la curva de calibración:

- Solución 1: 5,0.10-5 M - Solución 2: 3,75.10-5 M - Solución 3: 2,5.10-5 M - Solución 4: 1,5.10-5 M - Solución 5: 5.0 10-6 M

B) Determinación espectrofotométrica

- Realizar un espectro de absorción de la solución estándar más concentrada (contra el blanco preparado), entre 380 y 780 nm. Establecer, a partir del espectro obtenido, la longitud de onda correspondiente al máximo de absorción del compuesto.

- Medir la absorbancia de las soluciones estándar a la longitud de onda determinada en el punto anterior.

- Medir la absorbancia de una muestra incógnita.


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C) Tratamiento de los resultados

- Construya una curva de calibración, graficando los valores de absorbancia obtenidos vs. concentración para cada una de las soluciones preparadas.

- Aplique el método de regresión lineal por cuadrados mínimos a los datos obtenidos. Determine el rango lineal de trabajo. Calcule los valores de pendiente y ordenada al origen.

- Interpole el valor de absorbancia de la muestra en la curva de calibración obtenida y cuantifique la concentración de safranina en la muestra.

- Calcule el coeficiente de absortividad molar (ε) del colorante a la longitud de onda escogida.

Bibliografía: - Harvey, D. C., 2002, "Química Analítica Moderna". Editorial Mac Graw-Hill México. - Skoog, D.A.; West, D.M. &: Boller,F.J., "Fundamentos de Química Analítica", Reverté,

Barcelona (1997). - Skoog, D. & Leary, J., Analisis Instrumental, 4a. Ed. Mc.Graw Hill, Madrid, España

(1994).


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TRABAJO PRÁCTICO Nº 4

DETERMINACIÓN DEL CONTENIDO DE VITAMINA C EN UN JUGO EN POLVO LIGHT COMERCIAL POR LA TÉCNICA DE VOLUMETRÍA DE OXIDO-REDUCCIÓN

Objetivo Determinar el contenido de vitamina C (ácido ascórbico) en un jugo en polvo light comercial. Introducción La vitamina C, soluble en agua, apenas se acumula en el organismo, lo que implica que debe ser ingerida diariamente, siendo la Cantidad Diaria Recomendada (CDR) de vitamina C de 60 mg. En esta práctica se va a determinar el contenido de ácido ascórbico en jugo en polvo mediante una valoración (titulación) redox utilizando disolución de tiosulfato de sodio como agente valorante (titulante). El ácido ascórbico es un agente reductor que reacciona rápidamente con I3- de acuerdo a la siguiente reacción:

En esta experiencia se determinará la cantidad de ácido ascórbico en forma indirecta (método yodométrico) en una técnica que se conoce como valoración por retroceso. En esta metodología se utiliza un exceso conocido de yodo para que la reacción (Ecuación 1) sea completa y luego valorando dicho exceso por retroceso con solución de tiosulfato de sodio. Las titulaciones que involucran yodo son comúnmente utilizadas en Química Analítica. Como el I2 tiene muy baja solubilidad en agua es común utilizarlo en forma de complejo I3

-, que se prepara adicionando a una cantidad conocida de KIO3 (Iodato de potasio) un pequeño exceso de KI, en medio ácido.

IO3- + 5I- + 6H+ → 3I2 + 3H2O Ecuación 2

Se va a producir un exceso conocido de triyoduro en la reacción entre el IO3- y I-. Parte del triyoduro reaccionará con el ácido ascórbico de acuerdo a la reacción en la Ecuación 1. El exceso de triyoduro se determinará con la titulación por retroceso con la solución valorada de tiosulfato de sodio (Ecuación 3). El ion tiosulfato es un agente reductor moderadamente fuerte, que ha sido ampliamente utilizado para determinar agentes oxidantes. En este caso, el yodo en exceso oxida al ion tiosulfato transformándolo cuantitativamente en ion tetrationato, mientras se reduce a yoduro.

6H+ + 2S2O32- + I3

- → 3 I- + S4O62- + 3H2O Ecuación 3

El indicador que se utiliza en las yodometrías es el almidón debido a que forma un complejo de color azul muy intenso en presencia de yodo. El almidón no es un indicador redox ya que no

Ácido ascórbico Ácido dehidroascórbico

Ecuación 1


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responde a cambios de potencial, sino que lo hace específicamente a la presencia de yodo. La parte activa del almidón es la amilosa, que existe en forma de hélice dentro de la cual se acomodan las moléculas de I2 para formar el complejo. En exceso de I2 se forma un complejo irreversible, por lo tanto no sería posible ver el punto final de la titulación en estas condiciones. Así pues, al valorar las disoluciones de yodo con tiosulfato sódico la adición del indicador se tiene que retrasar hasta que la reacción sea casi completa (que se sabe por el cambio de color de pardo oscuro a amarillo débil). Procedimiento Reactivos H2SO4 0,1 N o HCl (c). KI sólido KIO3 0,1 N Na2S2O3 0,1 N Solución de almidón (Indicador) Parte 1: Preparación de la muestra Transferir el contenido de dos sobres de jugo a un matraz 200 ml. Agregar 100 ml de agua y agitar hasta disolución total. Llevar a volumen mediante el agregado de agua destilada. Homogeneizar. Es importante proteger de la luz a la solución. Parte 2: Determinación del contenido de vitamina C en jugo en polvo Realice esta determinación por duplicado. 1) Colocar 50.00 mL de solución de muestra en un matraz Erlenmeyer. 2) Añadir 10 mL de H2SO4 1 N o 1 mL de HCl (c). 3) Añadir 1 g de KI sólido y agita la mezcla hasta su disolución. 4) Colocar 50.00 mL de la disolución de KIO3 en el matraz Erlenmeyer. 5) Titular desde la bureta con una solución valorada de tiosulfato de sodio 0,1N. 6) Añadir aprox. 2 mL del indicador de almidón, cuando la solución haya tomado una leve coloración amarilla. 7) Seguir adicionando solución de tiosulfato de sodio hasta que se mantenga la desaparición del color azul al menos durante 15 segundos. 8) Anotar el volumen de disolución de tiosulfato de sodio consumido. 9) Determinar el contenido de vitamina C (Masa molar 176.12 g.mol-1) en el jugo y expresarlo como mg/sobre. Cálculo:

mg Acido Ascórbico/ sobre = ( ) ( )[ ]

salíc

smTTTIII

nVVfNVfNV

××××−

212,176

Donde VI = Volumen de solución de KIO3 agregado en la valoración, en mL (= 50,00

ml). NI = Normalidad de la solución de I2 utilizada en la valoración (= 0,1). fI = Factor de la solución de I2 utilizada en la valoración.


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VT = Volumen de solución de Na2S2O3 agregado en la valoración, en mL. NT = Normalidad de la solución de Na2S2O3 utilizada en la valoración (= 0,1). fT = Factor de la solución de Na2S2O3 utilizada en la valoración. Vsm = Volumen de la solución de muestra (= 200,0 mL). Valic = Volumen de la alícuota tomada para su valoración (= 50,0 mL). ns = Número de sobres de jugo disueltos en el matraz (= 2).


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TRABAJO PRÁCTICO Nº 5 CROMATOGRAFIA

Objetivos:

1. Conocer los principios de la cromatografía.

2. Familiarizarse con la cromatografía en capa delgada (TLC).

3. Determinar la concentración de cafeína en mate cocido por cromatografía en capa delgada.

Introducción La cafeína es un alcaloide del grupo de las xantinas, sólido cristalino, blanco y de sabor amargo, que actúa como una droga psicoactiva y estimulante.

Las fuentes de cafeína más comúnmente usadas son el café, el té y en menor medida el cacao. Otras fuentes de cafeína usadas con menor frecuencia incluyen a las plantas de yerba mate y guaranás, las cuales a veces son utilizadas en la preparación de infusiones y bebidas energéticas. Dos de los nombres alternativos de la cafeína, mateína y guaranina, son derivados de los nombres de estas plantas. Una dosis normal de cafeína es generalmente considerada en el orden de 100 mg/día, que es aproximadamente la cantidad que contiene una taza de café. Sin embargo, la mayoría de las personas adultas consumen más de 300 mg de cafeína diarios. Los principales alimentos que contribuyen a la dosis diaria de cafeína en la dieta son el café, las bebidas cola, bebidas energizantes, el chocolate y el té, y, en nuestro país, el mate.

Contenido de cafeína en alimentos y bebidas:

Alimento Unidad Contenido de

cafeína (mg por unidad)

Café instantáneo preparado 180 ml (taza) 60 a 70 Café colado 180 ml (taza) 97 a 125 Café descafeinado (decaf) 180 ml (taza) 2 a 4 Té en saquitos 180 ml (taza) 15 a 75 Té negro 180 ml (taza) 40 a 60 Mate 180 ml (taza) 10 a 60 Cacao 180 ml (taza) 10 a 17

CAFEÍNA Fórmula: C8H10N4O2

Peso Molecular: 194,19 g/mol


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Barra de chocolate Barra 60 a 70 Coca Cola ©* 360 ml (lata) 65 Pepsi Cola ©* 360 ml (lata) 45

Se determinará el contenido de cafeína en una muestra comercial de mate cocido por cromatografía en capa delgada o capa fina (TLC, thin layer chromatography). Parte experimental A) Obtención del extracto de yerba mate: - Colocar en un erlenmeyer de 500 ml, 7 saquitos de mate cocido (aproximadamente 20 gr) y

200 ml de agua caliente, la cual se usará como solvente para obtener el extracto acuoso de mate cocido.

- Mantener a 80-90 ºC durante 1 hora con agitación magnética. - Acidificar el extracto acuoso con HCl concentrado hasta pH 2 (visualizar con tiras de papel

pH). - Realizar 2 extracciones, cada una con 200 ml de acetato de etilo, recuperar la fase acuosa

(Nota: no descartar la fase orgánica 1). - Alcalinizar la fase acuosa con NaOH 45% hasta pH 13 (visualizar con tiras de papel pH). - Realizar 2 extracciones, cada una con 200 ml de acetato de etilo, recuperar la fase orgánica 2

(Nota: no descartar la fase acuosa). - Llevar la fase orgánica 2 a un dispositivo de destilación (Rotavapor) y evaporar a sequedad

en un recipiente previamente tarado. - Determinar la masa de la fase orgánica 2. B) Preparación del patrón de cafeína: - Preparar 5 concentraciones diferentes de patrón de cafeína disolviendo 5, 10, 15, 20 y 25 mg

de cafeína en 10 ml de metanol. - Cortar una placa de TLC de sílica gel de un tamaño aproximado de 12 cm de largo por 10 cm

de alto, y marcar con lápiz una línea a un centímetro del borde inferior. - Sobre la línea marcada con lápiz hacer marcas cada 2 cm. - Sobre cada una de esas marcas sembrar 5 μl de cada solución patrón de cafeína preparadas

(el sembrado se realiza en forma ascendente de concentración y con una microjeringa). - Luego de dejar secar por unos minutos las manchas sobre la placa, colocar ésta en forma

inclinada dentro de una cámara de vidrio, conteniendo el solvente de desarrollo (cloroformo:metanol 9:1).

- Dejar desarrollar la placa hasta que la fase móvil ascienda hasta 1 cm del borde. - Retira la placa con una pinza y dejar secar por unos minutos. - Para visualizar la cafeína observar bajo luz ultravioleta de 254 nm. - Calcular el valor de Rf para la cafeína pura (patrón). C) Determinación de cafeína en los extractos de yerba mate: - Redisolver el extracto de mate cocido en 5 ml de acetato de etilo - Sembrar 5 μL de la solución de extracto preparada en una placa de las mismas características

que la utilizada para el patrón. - Luego de la visualización con luz ultravioleta comparar la intensidad de la mancha del

extracto con las intensidades del patrón y estimar la concentración de cafeína en el extracto.

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