FEI  TECNAI  G2  F20  S-­‐TWIN  TEM  Training  SOP  

NanoTech  User  Facility  (NTUF)  Center  for  Nanotechnology  University  of  Washington  

V.  2015.1  March  2015    

Contacts:  primary:  Ellen  Lavoie  206-­‐685-­‐6775  lavoie@uw.edu  Secondary:  ScoN  Braswell  206-­‐685-­‐6774  sbras@uw.edu    

               

TEM  Pre-­‐start  a.  Check  that  Microscope  Control  (Tecnai  User  Interface)  &  Digital  Micrograph  

programs  are  open  (in  addi@on,  be  sure  the  CCD  control  box  is  on  and  the  temp  is  -­‐25).    

b.  Click  on  the  Setup  tab  in  UI  and  check  that  the  high  tension  (HT)  is  on  (yellow)  and  Operate  is  also  yellow    (if  is  not  contact  a  staff  member  immediately…DO  NOT  turn  on  yourself).  

c.  In  the  “Setup”  tab  check  the  following:  

               a.  “Status:  Col  Valves”  is  red  

               b.    Pressure  readings:  No@fy  Staff  if  any  indicators  are  abnormal  

                             Gun  =  1  

                           Column  =  6  

                           Camera  =  1-­‐34-­‐ish    

d.  Check  that  the  stage  has  been  re-­‐centered  –  double  check  both  the  numbers  

at  the  bo[om  of  the  so\ware  interface  and  in  the  Stage  tab.    e.  Cover  the  glass  viewing  chamber  (both  covers),  then  fill  the  nitrogen  trap                      (an@  contamina@on  device  or  ACD).    PPE  is  provided.    Liquid  nitrogen  transfer                      dewars  can  be  filled  with  the  50  L  tank  in  the  hallway  near  G44M  entrance.  

     

   

Do  not  touch  the  SOOP  

Viewing  Chamber  

Tecnai  User  Interface  (UI)  

ACD  

Stage  tab    

Single  Tilt  Sample  Holder  Note:  Do  not  ever  touch  the  rubber  o-­‐ring  or  the  copper  

colored  bits  of  the  holder  even  with  a  gloved  hand!    a.  Remove  the  cap  at  the  end  of  the  holder  stand.    b.  Be  careful  to  make  sure  TEM  holder  will  not  slip  into  the  cover  tube  while  you  load  the  

grid.  c.  Fit  the  tool  into  the  hole  in  front  of  the  spring  clamp.    d.  Open  the  clamp  to  90°  and  replace  the  tool  in  the  stand.  e.  Put  the  sample  in  the  specimen  carrier  either  using  tweezers  (recommenda@on  is  to  

clean  with  ethanol  and  lens  @ssue  first)  or  vacuum  tweezers.  Be  careful  that  the  sample  fits  flush  into  holder.    

f.  Carefully  lower  the  spring  clamp  onto  the  grid  with  the  tool.  g.  Test  that  the  grid  is  clamped  firm  and  not  loose  in  the  carrier.  h.  Remove  the  holder  from  the  carrier  and  carefully  check  the  rubber  o-­‐ring  for  any  hairs  

or  debris  and  clean  gently  with  lens  @ssue  (do  not  use  tweezers  to  remove  debris  –  you  may  damage  the  o-­‐ring).    Stubborn  fibers  can  be  removed  with  the  wooden  s@ck  provided  in  petri  dish  (clean  it  a\erwards).    

Holder  Tool  

Cover  tube  

Lens  @ssue  

O-­‐ring  

Double  Tilt  Sample  Holder  –  you  must  be  specifically  trained  in  order  to  use  this  holder!  

Important:  beryllium  is  VERY  toxic  and  special  care  must  always  be  taken  when  working  with  this  holder!  

   Do  not  push  down  or  apply  force  to  the  carrier  at  all  or  the  pivots  will  break.    The  pivots  are  mounted  on  fragile  crystals  that  calibrate  the  β-­‐@lt.    a. Use  the  Hex  Tool  to  unscrew  the  retaining  nut  and  li\  it  gently  out  of  the  carrier  (DO  NOT  use  tweezers  –  use  the  hex  tool).  b. Place  grid  in  carrier  and  check  alignment  on  the  stereo  microscope.  c. Put  the  washer  on  top  of  the  grid  with  the  tabs  aligned  if  a  thin  grid  or  sample  is  being  loaded.  If  you  have  a  thicker  sample,  do  not  use  the  washer.    Always  store  the  washer  when  not  being  used  in  the  small  plas@c  box  labeled  for  it.    d. Li\  the  retaining  nut  on  the  Hex  Tool  and  carefully  screw  it  into  the  carrier  (again,  DO  NOT  use  tweezers  –  use  the  hex  tool).  e. Test  that  the  grid  is  clamped  firm  and  not  loose  in  the  carrier.    Check  and  clean  the  o-­‐ring  as  needed  the  same  way  as  with  the  ST  holder.    *a[en@on…always  use  the  vacuum  tweezers  when  handling  beryllium  parts…this  alleviates  the          possibility  of  contamina@ng  tweezers  with  beryllium.    If  you  touch  beryllium  with  a  gloved  hand        accidently,  remove  and  throw  away  the  glove  without  touching  it  on  anything  else.  

 

 Helpful  Tips:  

• Keep  small  parts  close  to  the  table  top  in  case  they  fall.  

• Don’t  over  @ghten  the  nut.    You  should  get  about  1  full  turn  on  the  threads  and  the  nut  will  be  recessed  into  the  carrier.  • Take  care  not  to  insert  the  retaining  nut  upside  down.  There  is  a  flange  around  the  top  of  the  nut.    

Washer  

Hex  Tool  

Insert  sample  holder  

a.  Before  inser@ng  go  to  “Stage”  tab  and  ensure  the  stage  has  been  reset.  

b.  Make  sure  the  objec@ve  and  SA  apertures  are  out.    

c.  Open  “Setup”  Tab  and    “Vacuum  Overview”  in  the  lower  right  hand  bar  of  so\ware.  

d.  Align  pin  to  4  o’clock  posi@on,  and  insert  TEM  holder  straight  into  the  airlock  with  a    

                 slight  clockwise  turn  un@l  it  sets  in.  The  “Turbo  On”  bu[on  will  turn  from  gray  to  Orange  and  a  message  

                 will  pop  up  below  for  holder  selec@on.      

e.            Select  holder  type  in  message  box  and  click  Enter  (arrow)  bu[on.  

f.            “Turbo  On”  bu[on  will  change  from  Orange  to  Yellow  and  once  it  is  yellow  will  go  

                   through  a  series  of  pumping  cycles  for  three  minutes.  Red  LED  on  the  goniometer  (stage)  will  light  up.  

                   Watch  vacuum  status  change  to  “Airlock.”    V41  &  V8  will  show  as  open  on  Vacuum  Overview.  

g.              Once  Red  LED  on  the  goniometer  (stage)  turns  off  and  vacuum  status  changes  back  to  

               “Col  Valves  Closed”,  the  holder  can  be  inserted  further  into  the  goniometer:    Turn  the  holder  counter-­‐clockwise    

                   to  the  stop,    all  the  while  holding  onto  the  holder  without  pulling  or  resis@ng  as  it  goes  fully  into  the  goniometer.,  

                   DO  NOT  let  go  since  it  may  slam  against  the  goniometer  and  can  cause  damage  to  the  electronics  behind    

                   the  purple  plate.    

h.              Turn  Turbo  off  by  clicking  the  Yellow  “Turbo  On”  bu[on.  

a.  Gloves  can  be  removed  at  this  point.    

     

Vacuum  status  window    

Setup  tab    

Geqng  a  Beam    a.  Wait  for  column  pressure  to  drop  below  10  Log.    It  may  ini@ally  rise  slightly  

a\er  holder  inser@on…don’t  panic  but  if  it  con@nues  to  rise,  remove  holder  

and  find  a  staff  member  immediately.    It  should  reach  10  Log  within  a  few  

minutes.    

b.  Click  the  yellow  “Col.  Valves  Closed”  bu[on  to  open  the  column  valves.    

c.  In  the  Vacuum  Overview  V7  &  V4  will  open.  

d.  If  no  beam  is  visible  in  the  chamber,  check:    Lower  magnifica@on  on  RH  control  panel  to  8700X    Move  stage  to  one  side  with  the  joys@ck  

                               Ensure  a  large  condenser  aperture  is  in  

                               Check  the  spot  size  (typical  is  3  or  2  depending  on  your  needs)    

Le\-­‐hand  control  panel  (LH)   Right-­‐hand  control  panel  (RH)  Beam  will  be  visible  in  chamber  

Setup  tab    

TEM  Alignment:  Condenser    

a.  Choose  spot  size.    For  HR  imaging  you  will  want  to  use  a  smaller  spot  size  (larger  number)  of  around  5.  Regular  imaging  of  under  200  kX  use  a  spot  size  of  about  3.    

b.  Select  an  appropriate  C2  aperture  by  turning  the  dial  with  pin  to  a    numbered  posi@on.  For  most  samples  in  TEM  mode  use  the  100  um  aperture  in  posi@on  #3.      

c.  Increase  the  magnifica@on  to  at  least  38kX.  d.  Turn  the  “Intensity”  knob  on  the  LH  control  panel  in  the                    counterclockwise  posi@on  to  focus  the  beam  to  a  small  spot.  d.  Center  the  beam  on  the  phosphor  screen  with  the  trackball  on                      the  LH  control  panel.  e.  Turn  the  BRIGHTNESS  knob  clockwise  un@l  it  fills  the  4  cm  ring  on  the  phosphor  screen.  If  the  illumina@on  

shi\s,  re-­‐center  it  with  the  condenser  aperture  X  and  Y  knobs.    f.  Repeat  steps  c,  d,  and  e  un@l  the  illumina@on  no  longer  moves  off  center  while  turning  “Intensity”  knob  in  the  

crossover  posi@on.    

C2  Aperture  

X-­‐Align  Y-­‐Align  

Selector  dial    

4  cm  ring  on  phosphor  

TEM  Alignment:    Condenser  S@gma@on  

a.  IF  the  area  of  illumina@on  is  not  circular  or  the  beam  appears  to  stretch  at  the  intensity  cross-­‐over  then  perform  the  following:  

b.  Go  to    “Tune”  tab  >  “S@gmator”  menu  and  click  on  “Condenser.”  

c.  Use  the  “Mul@func@on  Knobs”  (MF)  to  adjust  the  beam  roundness  in  both  the  X  and  Y  dimensions.    Check  that  the  beam  does  not  stretch  at  the  “Intensity”  cross-­‐over.  

d.  Click  “None”  a\er  finishing.  

Mul@-­‐Func@on  X   Mul@-­‐Func@on  Y  

This  legend  at  the  lower-­‐le\  corner  iden@fies  the  bu[ons  on  the  control  panel  

Tune  tab    

TEM  Alignment:  Eucentric  Height  and  α-­‐@lt  

a.  Find  an  interes@ng  large  feature  on  the  grid  or  sample  and  go  to  a  mag  of  ~13kX  with  “Magnifica@on”  knob.  

b.  Press    “Eucentric  focus”  on  the  RH  control  panel.  

c.  Go  to  “Stage”  tab,  click  the  flap-­‐out  arrow,  and  ac@vate  the  “Wobbler.”  Alterna@vely,  use  the  short  cut  bu[on  if  available.    

 d.  Adjust  Z-­‐height  on  the  RH  control  panel  to                    minimize  image  movement  while  wobbling  the  α-­‐                  @lt.  

e.          Click  “Wobbler”  again  to  stop  α-­‐@l@ng.  

f.  Repeat  α-­‐@lt  wobbler  step  at  a  higher  mag  of                    ~35kX  if  necessary.            

Flap-­‐out  Arrow  

Stage  Map  

Stage  tab    

TEM  Alignment:    Focus,  Beam  Tilt,  Beam  Shi\,  and  Rota@on  Center  

Go  to  “Tune”  tab  and  Direct  Alignments:  a.  Bring  mag  to  ~  40,000  or  higher.    Move  away  from  sample  and  select  “Beam  @lt  pp  X”  and  focus  “Intensity”  to  ~1/2”  diameter.  

i.  Using  MF  knobs,  merge  the  two  beams  into  one  spot.    

c.              Select  “Beam  @lt  pp  Y”  and  adjust  as  for  pp  X.  i.  Using  MF  knobs,  merge  the  two  beams  into  one  spot.    

d.            While  s@ll  at  ~  40,000  x,  select  “Beam  shi\”  i.  Lower  magnifica@on  if  needed  to  find  beam.  ii.  Move  beam  to  the  center  using  MF  knobs.  iii.  Bring  the  magnifica@on  up  to  125k  and  re-­‐center  beam.  

e.  Pull  lever  on  the  le\  side  of  the  viewing  chamber  towards  you  to  raise  the  small  screen  (this  puts  the  phosphor  image  in  the  plane  of  view  of  the  binocular  system).    Focus  the  binoculars  by  adjus@ng  each  eye  piece  while  the  pointer  is  in  the  center  of  the  small  screen.  DO  NOT  FOCUS  THE  BINOCULARS  ON  THE  ACTUAL  SAMPLE.      

f.  Find  a  feature  of  interest  on  the  sample  and  “Focus”  on  RH  control  panel  to  Gaussian  focus  (minimum  contrast)  

g.  Rota@on  center:    (do  RC  at  at  least  125,000x)  i.  i.  Posi@on  sample  edge  at  the  center  of  the  screen  with  

joys@ck.  ii.  Choose  “Rota@on  Center”.    iii.  Watch  the  center  of  the  image  on  the  small  phosphor  

screen.  iv.  Use  MF  knobs  to  minimize  image  shi\  at  the  center  of  the  

image.      

 

Misaligned  beam  @lt  pivot  point  

Small  phosphor  screen  lever  

Objec@ve  Aperture  (Op@onal  for  Contrast)  Do  not  use  if  you  have  not  been  shown  how    

a.  Insert  objec@ve  aperture  by  turning  selector  pin  to  4,  3,  2,  or  1.  b.  Aperture  4  is  smallest;  it  gives  the  most  contrast  and  least  resolu@on.  

Aperture  1  is  largest  and  gives  slightly  more  contrast  than  no  aperture  at  all.  

c.  Press  “Diffrac@on”  on  the  RH  panel.    d.  Center  the  aperture  on  the  screen  with  the  two  aperture  screws  (similar  

to  centering  the  C2  aperture.)  e.  Turn  Focus  knob  to  “D  1.65  m”  and  use  the  OA  screws  to  center  the  

aperture  around  the  diffrac@on  image.  f.  Turn  “Diffrac@on”  off.  g.  If  the  beam  s@ll  looks  ‘clipped’  then  the  aperture  is  too  small  or  it’s  off-­‐

center.  h.   When  finished  working  please  remember  to  turn  the  OA  selector  back  

to  posiPon  7.    This  ensures  no  damage  will  be  done  to  the  aperture  during  holder  removal  and/or  ACD  cryo  cycle.    

Using  the  CCD  camera  NOTE:  The  CCD  chip  is  sensi@ve  to  beam  intensity  so  do  not  change  magnifica@on  (up  or  down)  with  the  camera  exposed  to  the  beam  (screen  raised).  When  adjus@ng  intensity,  be  sure  you  have  chosen  FINE  with  the  “Intensity”  knob.    a. Choose  a  magnifica@on  then  spread  the  beam  intensity  (clockwise)  on  LH  panel  un@l  the  beam  is  spread  across  the  en@re  screen  (the  recommended  “Exp  Time”  >  1-­‐2.0  sec…but  if  there  is  a  very  dark  feature  on  the  screen  this  @me  could  be  invalid.  b. Click  “Insert”  in  “Camera”  tab  to  insert  the  CCD  camera  (In  the  DM  so\ware  the  search  and  acquire  can  be  controlled  but  not  inser@on).    c. Li\  the  big  phosphor  screen  using  “R1”  on  RH  panel  or  the  screen  li\  bu[on.  d. Click  “Search”  to  display  live  image  or  “Acquire”  to  capture.  e. Double-­‐check  the  pixel  intensity  of  the  image  –  should  be  anywhere  from  3,000-­‐11,000.    f.  If  “Value”  >  13,000  lower  the  phosphor  screen,  and  spread  the  beam  “Intensity”  knob  or  the  CCD  could  be  damaged.  

TEM  Alignment  5:    Objec@ve  S@gma@on  and  Focus  a.  Go  to  “Process”  tab  in  Digital  Micrograph  program  and  select  

Live  >  FFT.  b.  IF  the  FFT  image  is  not  circular  go  to  the  “Tune”  tab  >  

“S@gmator”  menu  and  click  “Objec@ve.”  c.  Turn  MF  knobs  to  correct  any  objec@ve  as@gma@sm  and  make  

the  FFT  image  circular.  d.  Click  “None”  a\er  finishing.  e.  Adjust  “Focus”  to  maximize  the  diameter  of  the  rings  which  

puts  you  near  minimum  contrast  focus.  f.  Defocus  image  counter-­‐clockwise  to  make  edges  appear  

sharper.  g.  Click  “Acquire”  to  capture  the  focused  micrograph.  h.  Op@onal:  at  minimum  contrast  focus  push  “L1”  on  LH  control  

panel  to  reset  defocus  reference  point.  

As@gma@c  objec@ve        As@gma@sm  corrected  FFT  in  focus                          Out  of  focus      (no  rings)  

Tune  tab    

Save  TEM  Images  in  Digital  Micrograph  –  Method  1    

Follow  the  steps  illustrated  below  to  setup  a  sequen@al  save.  

a.  Pick  the  Tools  icon  in  the  bo[om  right  of  the  Digital  Micrograph  applica@on  

b.  Highlight  “Save  Numbered”  in  the  op@ons  menu  of  the  Saving  Dialogue.  

c.  Click  “Browse”  and  select  Q:  or  M:  from  “My  Computer.”  

d.  Assign  a  file  name  ‘string.’  e.  “Next  Index”  indicates  the  next  numbered  file.  f.  Save  Image  as  Gatan  or  DM  file.  g.  A\er  each  image  is  acquired  click  Save123  icon.  h.  Make  sure  all  micrographs  are  saved  before  you  

close  them.  i.  A\er  all  files  are  transferred  use  ‘Batch  Close’.    Ctrl-­‐

Alt-­‐Shi\  and  “X”  to  close  all  frames.  j.  When  finished  for  day,  convert  all  images  from  DM  

to  JPEG  or  TIFFs  by  doing  a  “batch  convert”…see  instruc@ons  on  Method  2  for  batch  conver@ng.    

k.  Close all your images as a courtesy for the next user when you are finished.  

Save  TEM  Images  in  Digital  Micrograph  –  Method  2    

Save  each  image  individually  in  order  to  specifically  name  each:  a. Click  on  the  drop  down  menu    File:  Save  as:  and  save  file  as  a  DM  ini@ally.  b. Be  sure  to  save  in  your  file  in  either  the  M  or  Q  drive.    c. When  finished  with  you  session  convert  all  of  your  images  from  DM  to  a  JPEG  or  TIFF  file  by:  

i.   File  ii.   Batch  convert  iii.   Browse  for  the  appropriate  folder  iv.  Be  sure  to  check  the  box  “convert  sub  folders”  v.  Under  “save  display  folders”,  choose  the  format  you  would  like  vi.  Click  “ok”  

In  the  folder  there  will  be  one  copy  of  DM  and  one  copy  of  your  converted  image.    The  original  DM  image  also  has  a  permanently  a[ached  record  of  all  the  parameters  of  the  microscope.    This  is  especially  important  in  the  case  of  forgeqng  to  use  a  scale  bar  or  to  aid  in  reproducibility.    Unfortunately  a  DM  file  can  only  be  opened  using  DM  so\ware  (free  offline  so\ware  can  be  found  on  the  Gatan  website).  d.  Close  all    your  images  as  a  courtesy  for  the  next  user  when  you  are  finished.      

Changing  Samples  or  Finishing  a.  Be  sure  objec@ve  and  selected  area  apertures  removed.    b.  Be  sure  the  phosphor  plate  is  down.  c.  Switch  back  to  “Bright  Field”  mode  (if  you  were  using  STEM,  

Diffrac@on,  or  Nanoprobe  Mode.)  

d.  “Camera”  Tab  >  click  “Insert”  to  remove  CCD.  

e.  Go  to  “Stage”  >  Flap-­‐out  and  click  Reset:  “Holder”  bu[on  to  zero  the  stage  XYZ  and  holder  @lt  angles.    Failure  to  “Reset:  Holder”  before  removing  it  from  the  TEM  is  likely  to  damage  the  holder  and  stage.  

f.  Set  magnifica@on  to  700kx.    This  is  important  for  the  stability  of  the  objec@ve  lens  system.  

g.  “Setup”  Tab  >  Click  “Col.  Valves  Closed”  bu[on.    When  closed,  menu  shows  “Status:  Col.  Valves”  in  red.    Failure  to  close  column  valves  before  removing  the  holder  can  damage  the  electron  gun.  

h.  Take  out  the  holder  as  shown  at  right.  i.  IF  the  turbo  starts  a\er  you  remove  the  holder,  click  the  orange  

turbo  bu[on  to  turn  it  off  .  

NOTE:  IF  YOU    HAVE  HAD  A  LONG  SESSION  AND  THE  NEXT  USER  IS  NOT  waiPng  or  not  scheduled  for  an  hour  or  more  PLEASE  CHECK  AND  FILL  LIQUID  NITROGEN.    THIS  WILL  ALLEVIATE  THE  ISSUE  OF  IT  RUNNING  “DRY”  

1.  Pull  straight  unPl  stop  

3.  Grab  stem  and  pull  holder  out  while  thumb  and  forefinger  are  anchored  on  the  purple  plate  

2.  Turn  clockwise  unPl  stop  

Remove  

Be sure “Setup” and “Vacuum overview” tabs are visible during holder removal

Cryo  Cycle    If  you  are  the  last  user  of  the  day,  please  don’t  forget  to  run  the  Cryo  Cycle.    If  you  are  the  last  user  and  it  is  before  4pm  find  staff  to  check  if  you  should  do  the  cyle  or  wait.    Also…check  to  be  sure  there  is  anyone  scheduled  in  the  evening.      

a.  Login  to  the  NTUF  webpage  at  the  end  of  your  session  and  check  the  TEM  schedule  to  see  if  you  are  the  last  person  of  the  day.    

b.  Remove  liquid  nitrogen  dewar  and  pour  remaining  liquid  carefully  back  into  the  transfer  dewar.    Put  styrofoam  cup  underneath  the  copper  coils.    Place  the  Tecnai  ACD  dewar  on  the  tabletop  (not  a  top  shelf).    

c.  Go  to  “Setup”  >  “Vacuum”  menu  >  “Flapout”  arrow  >    and  click  “Cryo  Cycle.”  

d.  The  Red  LED  on  the  stage  will  light  and  the  turbo  will  run  for  240  min  to  remove  residual  water  from  the  column.  

NOTE: the cryo cycle can NOT be disrupted during the cycle…it must

run the entire time.

Have  a  nice  evening!  

ACD dewar