Universidad Aut6noma de Queretaro Facultad de Quimica

Maestria en Ciencia y Tecnologia de Alimentos

"EVALUACION DE SUBPRODUCTO OBTENIDO EN LA ELABORACION DE JUGOS DE MANGO Y GUAYABA COMO FUENTE DE FIBRAANTIOXIDANTE"

Tesis

Que como parte c:Je los requisites para obtener el grado de MAESTRA EN CIENCIA Y TECNOLOGiA DE ALIMENTOS

Presenta: I.B.Q. Eugenia Maria Olivera Fox

Dirigido por: Ora. Rosalia Reynoso Camacho

Ora. Rosalia Reynoso Camacho Presidente

Dr. Edmundo Mercado Silva Secreta rio

Ora. Ma. Anaberta Cardador Martinez Vocal

Ora. Minerva Ramos Gomez Suplente

Ora. Ma. Guadalupe Flavia Loarca Piria Suplente

eco Hernandez Director de Ia Facultad

Centro Universitario Queretaro, Qro. Diciembre 2012

Mexico

1

UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE QUERÉTARO

Facultad de Química Departamento de Investigación y Posgrado en Alimentos

Maestría en Ciencia y Tecnología de Alimentos

“EVALUACIÓN DE SUBPRODUCTO OBTENIDO EN LA ELABORACIÓN DE JUGOS DE MANGO Y GUAYABA COMO

FUENTE DE FIBRA ANTIOXIDANTE”

TESIS

Que como parte de los requisitos para obtener el grado de MAESTRA EN CIENCIA Y TECNOLOGÍA DE ALIMENTOS

Presenta: IBQ. Eugenia Maria Olivera Fox

Dirigido por: Dra. Rosalía Reynoso Camacho

Centro Universitario Querétaro, Qro. Diciembre 2012

México

2

Universidad Autónoma de Querétaro Facultad de Química

Maestría en Ciencia y Tecnología de Alimentos

“EVALUACIÓN DE SUBPRODUCTO OBTENIDO EN LA ELABORACIÓN DE

JUGOS DE MANGO Y GUAYABA COMO FUENTE DE FIBRA ANTIOXIDANTE”

Tesis

Que como parte de los requisitos para obtener el grado de MAESTRA EN CIENCIA Y TECNOLOGÍA DE ALIMENTOS

Presenta:

I.B.Q. Eugenia Maria Olivera Fox

Dirigido por: Dra. Rosalía Reynoso Camacho

Dra. Rosalía Reynoso Camacho Presidente

_______________________________ Firma

Dr. Edmundo Mercado Silva Secretario

_______________________________ Firma

Dra. Ma. Anaberta Cardador Martínez Vocal

_______________________________ Firma

Dra. Minerva Ramos Gómez Suplente

_______________________________ Firma

Dra. Ma. Guadalupe Flavia Loarca Piña Suplente

_______________________________ Firma

_______________________________ _______________________________ M.S.P. Sergio Pacheco Hernández Dr. Irineo Torres Pacheco Director de la Facultad Director de Investigación y Posgrado

Centro Universitario Querétaro, Qro. Diciembre 2012

México

3

RESUMEN La fibra dietaria antioxidante es un producto con elevado porcentaje de fibra y cantidades apreciables de fitoquímicos naturales con propiedades para disminuir el estrés oxidativo. En la elaboración de jugos se genera un subproducto que puede alcanzar hasta un 65% de la fruta procesada; este residuo puede ser una fuente viable de fibras antioxidantes. El objetivo de este estudio fue evaluar el subproducto generado en la elaboración del jugo de mango y de guayaba de la empresa Pascual Boing, S.A. como posible fuente de fibra antioxidante. El análisis fisicoquímico realizado a las muestras de mango mostró una capacidad de absorción de agua y de aceite de 3.31 y de 9.8 mL/g respectivamente, mientras que para guayaba fue de 2.03 y de 12.5 mL/g respectivamente. En el análisis proximal se observó un mayor contenido de fibra soluble en producto de mango (8.66%) comparado con el producto de guayaba (1.33%), sin embargo, esta última presentó 1.65 veces más fibra dietaria total que el producto de mango. Con respecto a los fitoquímicos, el mango presentó 3.2, 13.1, 1.7 y 14 veces mayor concentración de beta caroteno, fenoles extraíbles, flavonoides y taninos hidrolizables respectivamente que para la guayaba. En el subproducto de mango se encontró un mayor contenido de ácido gálico, protocatecoico, siríngico y elágico, mientras que en guayaba se encontró mayor cantidad de ácido benzoico y resveratrol. En la capacidad antioxidante, el producto de guayaba presentó mayor capacidad antioxidante (DPPH y ABTS) respecto al producto de mango. Se realizaron ensayos in vitro para determinar la capacidad de atrapamiento de glucosa, obteniéndose valores de Vmax (mg dL-1/min) de 49 para la celulosa que se usó como fibra control, 47 para producto de mango y 49.89 para producto de guayaba, presentando similar capacidad de retención de glucosa. Se cuantificó la actividad de la enzima alfa amilasa y se observó un porcentaje de inhibición de 64.1 % con producto de mango y de 6.3 % con producto de guayaba. Estos resultados sugieren que el subproducto de mango podría ser una alternativa para desarrollar un ingrediente nutracéutico para elaborar alimentos funcionales. (Palabras clave: subproducto, fibra, capacidad antioxidante, ingrediente

nutracéutico, inhibición de -amilasa)

4

SUMMARY

Antioxidant dietary fiber is a product with an elevated percentage of fiber and appreciable quantities of natural phytochemicals having properties that decrease oxidative stress. In fruit processing for obtaining juices a by-product is generated which can represent up to 65% of the processed fruit: this residue can be a viable source of antioxidant fibers. The objective of this study was to evaluate the by-product generated in the preparation of mango and guava juice in the Pascual Boing Company as a source of antioxidant fiber. A physical-chemical analysis was carried out on the powder samples; for mango, a water and oil absorption capacity of 3.31 and 9.8, respectively, was obtained, while for guava 2.03 and 12.5 mL/g, respectively, was obtained. In the following analysis, a greater soluble fiber content of the mango product (8.66 %) compared to the guava product (1.33 %) was observed. Nevertheless, the latter presented 1.65 times more total dietary fiber than the mango product. Regarding phytochemicals, mango presented a 3.2, 13.1, 1.7 and 14 times greater concentration of beta-carotene, extractable polyphenols, flavonoids, and hydrolyzable tannins, respectively. Using HPLC, a greater content of gallic acid, protocatechoic acid, syringic acid and ellagic acid was found in the by-product of mango, while in guava there was a greater quantity of benzoic acid and resveratrol. In antioxidant activity, the guava product presented greater antioxidant capacity (DPPH and ABTS) compared to the mango product. In vitro tests were carried out to determine the capacity for glucose entrapment, obtaining values of Vmax (mg dL-

1/min) of 49 for the control fiber (cellulose), 47 for the mango product and 49.89 for the guava product, with a similar capacity for glucose retention. The alpha-amylase enzyme´s activity was quantified and an inhibition percentage of 64.1 % was observed with the mango product and 6.3 % with the guava product. These results suggest that the mango by-product could be an alternative for developing a nutraceutic ingredient for preparing functional foods. (Key words: By product, fiber, antioxidant capacity, nutraceutic ingredient, inhibition of alpha-amylase)

5

A todas aquellas personas que buscan saber más

para dar más

6

AGRADECIMIENTOS

En el desarrollo de este trabajo recibí palabras de aliento e incondicional apoyo de parte de mis compañeros de generación, personal de apoyo y profesores de la Facultad de Química de la Universidad Autónoma de Querétaro a quienes quedo sinceramente agradecida. En especial a los miembros de mi comité a quienes agradezco sus comentarios y retroalimentación; a Mireya Gutiérrez por su disciplina de trabajo, a Claudia Gamboa por sus consejos y a Victoria Rodríguez por brindarme su amistad. En todo momento desde que este proyecto se gestó como una idea hasta que se concretó en lo que ahora se entrega como un producto terminado, conté con la plena y sincera confianza de parte del Ing. Salvador Coutiño Audiffred, Director General del ITESM Campus Querétaro, del Dr. Héctor Morelos Borja, Director de Profesional y Graduados en Ingeniería y Arquitectura, y del Ing. Jorge Francisco Rocha Orozco, Director de Desarrollo Estudiantil, a quienes admiro y con mi diario desempeño aspiro a estar a la misma altura de la pasión y el amor que ellos muestran por nuestro Instituto y todo lo que éste significa. Porque simplemente superar los obstáculos no hubiera sido posible sin su compañía, agradezco a mis amigas: Guadalupe García, Consuelo Valenzuela, Araceli Florido, Carmen Sosa y Anaberta Ibarra; sus consejos, su escucha y su cariño que son insustituibles y por lo que me siento muy afortunada. En especial agradezco a Dulce Hernández su inagotable paciencia e incondicional apoyo; ella me brinda el sentido común, la prudencia y la capacidad de tomar decisiones inteligentes y son sus consejos los que me mantienen con los pies sobre la Tierra. En la tarea de superar el conjunto completo de responsabilidades asociadas a este proyecto conté con el apoyo de: Anayelli Demeneghi, Gerardo Montejano, Elizabeth Valencia, Jorge Nieto, Arturo González de Cossío, Sandra Teresita Martín del Campo, Anaberta Cardador, Prashant Mishra, Blanca Maldonado, Estela Vázquez, Máximo Cargnelutti, Rocío Rios, Rubén Zárraga, Sophia San Vicente, Priscila Santiago, Víctor Olvera, Eva Vila y Miguel Telles; docentes, personal de apoyo y estudiantes de la Escuela de Agronomía, Biotecnología y Alimentos del ITESM Campus Querétaro; sin su ayuda la cantidad de tareas me hubieran rebasado irremediablemente. Porque me brindaron su paciencia en los momentos en los que yo no reaccioné con la suficiente rapidez y porque esta experiencia me ha regresado esa dosis de humildad que se había convertido en la soberbia que da llegar a un estado de comodidad; agradezco el apoyo brindado y admiro el esfuerzo que imprimen diariamente a todas sus actividades todos y cada uno de los estudiantes de la Carrera de Ingeniería en Industrias Alimentarias del ITESM Campus Querétaro. Y a la Dra. Rosalía Reynoso Camacho, Docente Investigadora de la Universidad Autónoma de Querétaro de la Facultad de Química; quien creyó en una promesa sin necesidad de evidencia, quien nunca mostró dudas; quien acompañó cada una de las etapas de este intenso camino; quien no tuvo más que palabras de aliento y a quien admiro y respeto como persona y como investigadora; le brindo el mayor de mis agradecimientos y la promesa de que este esfuerzo no ha sido en vano y que seguiré su ejemplo de pasión y servicio en el desempeño de mis futuras tareas.

7

Í N D I C E

Página

I. INTRODUCCIÓN 1

II. ANTECEDENTES 3

2.1 Las enfermedades crónico degenerativas en México

y factores asociados 3

2.1.1 Diabetes mellitus 3

2.1.2 Estrés oxidativo 4

2.2 Aspectos metabólicos asociados a las enfermedades

crónico degenerativas 5

2.2.1 Metabolismo de los carbohidratos 5

2.3 Compuestos fenólicos 7

2.3.1 Flavonoides 8

2.3.2 Antocianinas 9

2.3.3 Taninos 10

2.3.4 Papel biológico de los polifenoles 11

2.3.5 Polifenoles extraíbles y no extraíbles 11

2.4 Metabolismo de los compuestos fenólicos 13

2.5 Carotenoides 15

2.6 Fibra 16

2.6.1 Fibra dietaria (FD) 16

2.6.2 Fibra dietaria soluble (FS) y no soluble (FI) 16

2.7 Fibra antioxidante 17

2.8 Fibra y sus efectos en el tratamiento de enfermedades 18

2.9 Residuos orgánicos 19

2.10 Industria de jugos en México 19

2.11 Frutas bajo estudio 20

2.11.1 Mango (Mangifera indica L.) y

8

su composición química 20

2.11.2 Guayaba (Psidium guajava L.) y

composición química 21

III. JUSTIFICACIÓN 22

IV. OBJETIVOS 23

4.1 Objetivo General 23

4.2 Objetivos Particulares 23

V. METODOLOGÍA 24

5.1 Materiales químicos 24

5.2 Materia prima 24

5.3 Análisis proximal 25

5.4 Determinación de FDT por métodos enzimáticos 25

5.5 Propiedades funcionales de la muestra en polvo 25

5.5.1 pH 25

5.5.2 Capacidad de absorción de agua (CAA)

y aceite (CAa) 26

5.5.3 Índice de solubilidad en agua (ISA) 26

5.5.4 Análisis de color 26

5.6 Determinación de compuestos fenólicos 27

5.6.1 Cuantificación espectrofotométrica

de fenoles totales 27

5.6.2 Cuantificación de espectrofotométrica

de flavonoides 27

5.6.3 Cuantificación de fenoles extraíbles 28

5.6.4 Cuantificación de fenoles no extraíbles 28

5.6.5 Cuantificación de compuestos fenólicos

por HPLC-DAD 30

5.7 Determinación de carotenoides 30

5.7.1 Cuantificación espectrofotométrica 30

5.7.2 Cuantificación de -caroteno por HPLC-DAD 31

5.8 Índice de retardamiento de diálisis de glucosa (IRDG) 31

9

5.9 Inhibición in vitro de alfa amilasa 32

5.10 Capacidad antioxidante 32

5.11 Análisis estadístico 33

VI. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 34

6.1 Análisis fisicoquímico y proximal 34

6.2 Análisis de compuestos polifenólicos 42

6.3 Análisis de capacidad antioxidante 50

6.4 Índice de retardamiento de difusión de glucosa 54

6.5 Porcentaje de inhibición de la enzima alfa amilasa 56

VII. CONCLUSIONES 58

VIII. LITERATURA CITADA 59

10

ÍNDICE DE CUADROS

Cuadro Página

6.1. Análisis fisicoquímico de los subproductos de mango y

guayaba.

6.2. Análisis proximal de los subproductos de mango y guayaba.

6.3. Análisis de color de los subproductos de mango y guayaba.

6.4. Cuantificación de -caroteno en los subproductos de mango y

guayaba por HPLC.

6.5. Concentración de compuestos fenólicos y flavonoides en los

extractos acuoso-orgánicos de las muestras de subproducto

de mango y de guayaba.

6.6. Concentración de polifenoles no extraíbles en los extractos

acuoso-orgánicos del subproducto de mango y de guayaba.

6.7. Concentración de compuestos fenólicos identificados por

HPLC en los extractos acuoso-orgánicos de subproducto de

mango y de guayaba.

6.8. Capacidad antioxidante (ABTS y DPPH) en extractos

polifenoles extraíbles del subproducto de mango y de

guayaba.

34

36

39

40

43

44

49

51

11

ÍNDICE DE FIGURAS

Figura Página

2.1. Daños producidos por los radicales libres: el equilibrio

entre los niveles de radicales libres y su acción

antioxidante desencadena un cuadro de cambios

fisiológicos y bioquímicos que se conoce como estrés

oxidativo (Halliweel, 2004).

2.2. Estructura de compuestos fenólicos (Manach y col.,

2004).

2.3 Estructura de flavonoides (Manach y col., 2004).

2.4. Estructura de compuestos fenólicos de mayores pesos

moleculares (Arranz, 2010).

2.5. Polifenoles extraíbles (PE) y no extraíbles (PNE) en

alimentos (Pérez-Jiménez, 2011).

2.6. Metabolismo de compuestos polifenólicos presentes en

alimentos sólidos y bebidas (Arranz, 2010).

2.7. Ejemplos de carotenoides (Arranz, 2010).

6.1. -caroteno identificado por HPLC en solución estándar

de -caroteno (A), muestra de subproducto de mango

(B) y de guayaba (C) detectado a max 470 nm.

6.2. Compuestos fenólicos identificados en el extracto de

polifenoles extraíbles de subproducto de mango (A) y

subproducto de guayaba (B) detectados a max 280 nm.

6.3 Compuestos fenólicos identificados en el extracto de

taninos hidrolizables de guayaba detectados a max 260

nm (A) y 320 nm (B).

6.4 Compuestos fenólicos identificados en el extracto de

taninos condensados de mango (A) y guayaba (B)

detectados a max 260 nm.

6

7

9

10

12

14

16

41

45

46

47

12

6.5. Compuestos fenólicos identificados en el extracto de

taninos condensados de mango (A) y guayaba (B)

detectados a max 280 nm.

6.6. Capacidad antioxidante mediante el ensayo DPPH de

diferentes extractos del subproducto de mango y

guayaba: Extracto 1 (metanol absoluto con HCl 2%) y

Extracto 2 (metanol/agua 50:50 v/v y después

acetona/agua 70:30 v/v).

6.7. Capacidad antioxidante en ensayo ABTS en extractos

diferentes: Extracto 1 (metanol absoluto con HCl

2%) y Extracto 2 (metanol/agua 50:50 v/v y después

acetona/agua 70:30 v/v) de las muestras de mango y

de guayaba.

6.8. Índice de retardamiento de difusión de glucosa y Vmáx

en un sistema de diálisis del subproducto de mango y

de guayaba. La muestra control consistió de una

solución de glucosa sin fibra, las muestras de estudio

consistieron de solución de glucosa y la fibra de mango

y de guayaba respectivamente.

6.9. Porcentaje de inhibición de la enzima a amilasa en un

sistema de diálisis, la muestra control consistió de

solución de almidón y enzima sin fibra, las muestras de

estudio consistieron de solución de almidón con la

enzima y la fibra de mango y de guayaba

respectivamente.

48

52

53

55

56

13

1

I. INTRODUCCIÓN

La industria de los alimentos es una fuente importante de residuos orgánicos

y su aprovechamiento no sólo reduciría los efectos negativos de los que hoy

representa un problema de contaminación sino que además puede brindar

beneficios económicos. La mayoría de este tipo de industrias no tiene definido un

proceso para aprovechar residuos debido en parte al alto costo de su reutilización y

por otra parte a la falta de caracterización de los mismos. Se sabe que se destinan al

consumo animal o como abonos y fertilizantes; mediante esfuerzos aún limitados,

algunos residuos orgánicos se destinan a la elaboración de biocombustibles.

En lo que se refiere a los riesgos para la salud, los malos hábitos

alimentarios, los estilos de vida cada vez más sedentarios y el consumo de

alimentos refinados que contienen más carbohidratos y grasas, han resultado en una

mayor incidencia de enfermedades crónico degenerativas en nuestro país. Éstas son

un grupo heterogéneo de padecimientos entre los cuales se encuentran la diabetes y

las enfermedades cardiovasculares. Se sabe que si estas patologías no son tratadas

adecuadamente se incrementa la concentración de radicales libres celulares y que

esto conlleva a procesos de deterioro que como consecuencia, aumentan el riesgo

de muerte en las personas. En México se tiene registro de que en el año de 2006, el

73% de las muertes se atribuyeron a padecimientos de esta naturaleza (Secretaría

de Salud, 2007).

Se ha comprobado que la buena alimentación desempeña un papel

fundamental para prevenir estas enfermedades y cada vez es más necesario

mejorarla de forma que sea más sana y balanceada; incluyendo en la dieta

alimentos ricos en nutrientes y que contengan sustancias capaces de producir

efectos benéficos en el organismo. Sustancias con estas propiedades se conocen

como compuestos bioactivos y dentro de este grupo de alimentos se encuentran la

fibra dietaria (FD) y los compuestos fenólicos, esto últimos relevantes porque

presentan una capacidad antioxidante (Martínez y col., 2008).

2

En la industria alimentaria, las frutas y las hortalizas se caracterizan por ser

las que mayores residuos orgánicos generan, pero además son materiales ricos en

fibra dietaria que, al mismo tiempo, se sabe también que contienen compuestos

bioactivos importantes. En el subproducto generado del procesamiento de frutas

Larrauri y col., (1994) identificó sustancias como: azúcares, ácidos orgánicos,

pigmentos, proteínas, aceites y vitamina C.

Distintos materiales orgánicos procesados por diversos métodos u obtenidos

de diversas fuentes varían en su composición química y en sus propiedades

fisicoquímicas lo que, en consecuencia, afecta sus usos como ingredientes en el

desarrollo de alimentos. En particular la FD contenida en estos materiales brinda un

interés científico ya que distintas características químicas y fisicoquímicas generan

distintas respuestas fisiológicas relevantes en el estudio de enfermedades como la

diabetes o condiciones asociadas como el estrés oxidativo (Schneeman, 1986).

Fuentes de FD y compuestos antioxidantes de buena calidad, no explotados

actualmente de manera formal en nuestra región, como el subproducto de fruta para

la elaboración de jugo; brindan una oportunidad para la industria alimentaria de

aprovechar los residuos para la elaboración de ingredientes bioactivos naturales y

con ello promover beneficios a la salud humana. Es así como este proyecto se

planteó la evaluación del subproducto obtenido en la elaboración de jugo de frutas

de mango y guayaba para determinar su potencial como ingrediente funcional.

3

II. ANTECEDENTES

2.1 Las enfermedades crónico degenerativas en México y factores asociados

Las enfermedades crónico degenerativas se asocian a estilos de vida

sedentarios y una alimentación poco balanceada aunque se ha comprobado la

existencia de factores genéticos de naturaleza hereditaria que conciernen a estas

condiciones. Algunos factores de predisposición a estas enfermedades son el estrés

oxidativo, el sobrepeso y la obesidad, las concentraciones anormales de los lípidos

sanguíneos, el sedentarismo y la dieta inadecuada (Córdoba-Villalobos, 2009).

La diabetes mellitus (DM) se considera una enfermedad crónico

degenerativa. Se calcula que el 7% de la población general la padece y se ha

determinado que 13% de la población presenta estados de intolerancia a la glucosa

y condiciones que definen un estado pre-diabético (FMD, 2011).

Otros problemas en la población mexicana son el sobrepeso y la obesidad

los cuales afectan a 70 % de los mexicanos, se estima que dentro de 10 años el 90

por ciento de la población mexicana estará en esta condición de salud. La obesidad

representa un determinante de gran peso para el desarrollo de la diabetes e

hipertensión arterial, o bien puede ser un factor que agrava o dificulta el control de

dichos padecimientos (Secretaría de Salud, 2007).

2.1.1 Diabetes mellitus

La diabetes mellitus es un grupo heterogéneo de desórdenes metabólicos

caracterizados por una hiperglicemia crónica asociada a fallas en la secreción y/o

acción de la insulina con efectos en el metabolismo de carbohidratos, grasas y

proteínas. Es un síndrome causado por la falta o la disminución de la efectividad de

la insulina en los tejidos en cuanto al transporte, utilización y producción de glucosa.

Facilita la captación de glucosa por los tejidos periféricos; en condiciones de

diabetes solamente 10 a 20 % de las células beta de los islotes de Lagerhans están

4

en buen estado y se presenta una baja disponibilidad tisular de este carbohidrato,

elevándose, en consecuencia, la concentración de glucosa en torrente sanguíneo.

Uno de los factores de predisposición a esta enfermedad es la obesidad,

principalmente en pacientes con distribución de grasa predominantemente

abdominal. La relación entre obesidad y la insulino resistencia es multifactorial: por

un lado se ha asociado a una inadecuada actividad quinasa del receptor de insulina

que se normaliza con la reducción de peso. Por otro lado, los pacientes obesos

tienen en plasma unos niveles mayores de ácidos grasos libres con la capacidad de

aumentar la resistencia a la insulina en diferentes tejidos. Ambas patologías,

diabetes y obesidad, están relacionadas con el estrés oxidativo.

2.1.2 Estrés oxidativo

Los radicales libres (RL) son moléculas que en su estructura atómica

presentan un electrón no apareado (ocupa una órbita molecular por sí mismo).

Pueden existir de forma independiente y debido a la inestabilidad de su

configuración electrónica, son generalmente muy reactivos (Boots y col., 2011).

El estrés oxidativo puede darse tanto por un exceso de producción de

radicales libres (RL) y especies reactivas de oxígeno (ERO) como por un problema o

alteración en el sistema de defensa antioxidante del organismo (Halliwell y

Whiteman, 2004).

Hay fuentes endógenas y exógenas de radicales libres. Al ingerir alimentos

la glucosa que llega a la sangre se define como glucosa postprandial y ésta es una

fuente exógena de ERO ya que en condiciones de hiperglicemia un aumento en la

concentración de la NAD(P)H oxidasa eleva la concentración de ERO. Una fuente

endógena de ERO está asociada a un exceso de poder reductor en la cadena

respiratoria a través del cual aparecen subproductos como el , y

(Ames, 1995).

Los RL en exceso causan daño a diversas estructuras biológicas y pueden

originar lesiones en el ADN, pérdida de función de enzimas, incremento en la

permeabilidad celular, alteración de la señalización de la célula y, en ocasiones,

5

muerte celular por necrosis o apoptosis. El daño provocado por los RL se asocia a

diversas patologías entre ellas la diabetes (Figura 2.1) (Kim y Kim, 2003).

2.2 Aspectos metabólicos asociados a las enfermedades crónico

degenerativas.

De los diez factores de riesgo identificados como claves para el desarrollo de

enfermedades, cinco están relacionados con la dieta y el estilo de vida: obesidad,

sedentarismo, hipertensión, hipercolesterolemia y bajo consumo de frutas y

verduras. La dieta es un factor clave porque a través de los alimentos el organismo

obtiene la fuente de energía que requiere para vivir.

2.2.1 Metabolismo de los carbohidratos

El funcionamiento normal de los órganos del cuerpo humano requiere de

energía. La fuente de energía celular más importante es la glucosa. Hay dos fuentes

principales de glucosa; la digestión del almidón de los vegetales y el glucógeno de la

carne en los alimentos que consumimos, y la movilización de las reservas de

glucógeno del propio organismo.

En la digestión de los carbohidratos intervienen diferentes enzimas que

desempeñan cada una funciones diferentes y que por tanto, tienen especificidades

diferentes. Al consumir alimentos éstos se digieren por acción de enzimas digestivas

como la (1-4) amilasa y (1-6) glucosidasa que hidrolizan al almidón y al

glucógeno. La hidrólisis de un enlace glucosídico se lleva a cabo mediante la

disociación de una molécula de agua rompiendo las cadenas de almidón y de

glucógeno hasta llegar a unidades de maltosa que se degradan hasta glucosa. La

glucosa es aprovechada por las células a y entonces se produce energía (Lafrance y

col., 1988).

Los niveles de glucosa postprandial en sangre son un potente estímulo para

que las células -pancreáticas secreten insulina cuyo efecto principal es transportar

6

las moléculas de glucosa a través de la membrana de las células de los tejidos

periféricos, principalmente músculo y tejido adiposo. El aumento de los niveles de

glucosa incrementa la síntesis de ácidos grasos, triacilglicéridos y por tanto, la

acumulación de tejido adiposo (Lafrance y col., 1988).

Figura 2.1. Daños producidos por los radicales libres (Halliweel, 2004).

7

2.3 Compuestos fenólicos

Químicamente, los compuestos fenólicos se pueden definir como sustancias

que poseen anillos aromáticos (Figura 2.2) con uno o más grupos hidroxilo,

incluyendo sus derivados funcionales; esta característica les confiere una acción

antioxidante. Son los compuestos bioactivos antioxidantes más abundantes en la

dieta. Se trata de un amplio grupo de compuestos que se pueden clasificar de

acuerdo al número de anillos fenólicos que contienen y a los elementos estructurales

enlazados en los anillos en: ácidos fenólicos (hidroxibenzoicos e hidrixicinámicos),

flavonoides, estilbenos y lignanos (Manach y col., 2004).

Figura 2.2. Estructura de compuestos fenólicos (Manach y col., 2004)

8

En los alimentos pueden también aparecer en formas conjugadas

(glucósidos) con uno o más restos de azúcares unidos a grupos hidroxilo o

directamente al anillo aromático aunque también pueden encontrarse asociados a

otros compuestos (Manach y col., 2004).

El interés que se tiene en los compuestos polifenólicos está asociado a sus

propiedades antioxidantes, su abundancia en las frutas y hortalizas, y su probable

participación en la prevención de diversas enfermedades asociadas con el estrés

oxidativo tales como cáncer, cardiovasculares y neurodegenerativas (Manach y col.,

2004).

2.3.1 Flavonoides

Uno de los dos grandes grupos de compuestos fenólicos junto con los ácidos

fenólicos son los flavonoides; éstos se subdividen en flavonas, flavonoles,

flavononas, isoflavonas y flavanoles (Figura 2.3). Constan de un anillo pirano que

puede ser abierto (chalconas) o reciclado en un anillo furano (auronas). Los

flavonoides son importantes para el desarrollo y buen funcionamiento de las plantas

al protegerlas contra agentes agresores externos, como la radiación UV,

microorganismos, animales herbívoros y del medio ambiente. Pueden actuar como

señalizadores químicos, indicando a los insectos que planta es apropiada para su

alimentación, oviposición o simplemente guiándolos y facilitando así la polinización

(Shahidi y col., 2004).

9

Figura 2.3. Estructura de flavonoides (Manach y col., 2004)

2.3.2 Antocianinas

Las antocianinas forman parte de la familia de los polifenoles y se definen

como flavonoides fenólicos. Se encuentran principalmente en la piel de las frutas en

forma de glucósidos solubles formados por una molécula de antocianidina (aglicona)

que se une a una fracción de carbohidrato a través de un enlace -glucosídico. La

estructura química consiste en un grupo flavilo formado por un anillo de benzopirano

unido a un anillo fenólico (Figura 2.2). Los monosacáridos comúnmente encontrados

son D-glucosa, D-galactosa, L-ramnosa, D-arabinosa y D-xilosa, normalmente

unidos con los grupos hidroxilo de la posición 3 de la antocianidina. El azúcar

presente en la molécula otorga mayor estabilidad y solubilidad. De todas las

antocianinas existentes, solo seis son de interés en los alimentos: pelargonidina,

cianidina, delfinidina, peonidina, petunidina y malvinidina (Gross, 1987).

10

2.3.3 Taninos

Los taninos están constituidos por un amplio grupo de compuestos

hidrosolubles con estructura polifenólica de pesos moleculares elevados de 500 a

3000 con la propiedad de que pueden precipitar proteínas y otros compuestos. En el

alimento se encuentran unidos a la matriz de fibra por lo que no son fácilmente

extraíbles (Figura 2.4). Los taninos pueden ser hidrolizables o condensados, también

conocidos como proantocianidinas de alto peso molecular (Antolovich y col., 2000).

Taninos hidrolizables: galotaninos, elagitaninos, ácidos benzoicos, ácidos

hidroxicinámicos

Taninos condensados: polímeros de catequina y epicatequina

Figura 2.4. Estructura de compuestos fenólicos de mayores pesos moleculares

(Arranz, 2010).

11

2.3.4 Papel biológico de los polifenoles

Como antioxidantes los polifenoles protegen a los constituyentes celulares del

daño oxidativo y con ello limitan el riesgo generado por varias enfermedades crónico

degenerativas asociadas al estrés oxidativo. Estudios han comprobado el valor de

los polifenoles para prevenir enfermedades cardiovasculares, cáncer, osteoporosis,

diabetes mellitus y enfermedades neurodegenerativas (Scalbert y col., 2005).

En particular se ha demostrado que el consumo de polifenoles limita el

desarrollo de lesiones por ateroma ya que inhiben la oxidación de lipoproteínas de

baja densidad las cuales se consideran parte del mecanismo clave que genera

lesiones endoteliales típicas de la ateroesclerosis (Marrugat y col., 2004).

Además de sus propiedades antioxidantes, otros estudios sugieren una

variedad de mecanismos de acción potenciales en la prevención de enfermedades.

Estos estudios han comprobado que los polifenoles juegan un papel biológico como

la inhibición o reducción de diferentes enzimas (telomerasa, cicloxigenasa,

lipoxigenasa) así como la interacción con receptores celulares y cadenas de

señalización celular. Pueden afectar la regulación del ciclo celular y la función de las

plaquetas. Es debido a estas propiedades que los polifenoles se consideran agentes

terapéuticos potenciales en el tratamiento y prevención de enfermedades crónico

degenerativas (D’Archivio y col., 2007).

2.3.5 Polifenoles extraíbles y no extraíbles

Por su comportamiento durante los métodos de extracción los compuestos

fenólicos se han identificado como compuestos polifenólicos extraíbles (PE) y

compuestos polifenólicos no extraíbles (PNE). Por polifenoles extraíbles se entiende

de todos aquellos compuestos detectados en los extractos analizados a través del

uso de solventes orgánicos. Los residuos sólidos que se obtienen de dichas

extracciones a menudo se descartan; sin embargo mediante hidrólisis ácidas se han

12

detectado compuestos bioactivos clasificados como polifenoles no extraíbles (Figura

2.5) (Pérez-Jiménez y col., 2011).

Los PNE forman un grupo de compuestos con interés nutricional por dos

razones: (a) algunos pueden ser hidrolizados por las enzimas del intestino delgado

haciéndose bioaccesibles y potencialmente biodisponibles; (b) la fracción que llega

intacta al colon está sujeta a la acción de microorganismos que provocan el

desprendimiento de fenoles de bajo peso molecular y otros metabolitos que se

absorben por las paredes del intestino (Pérez-Jiménez y col., 2011).

Figura 2.5. Polifenoles extraíbles (PE) y no extraíbles (PNE) en alimentos (Pérez-Jiménez, 2011).

13

2.4 Metabolismo de los compuestos fenólicos

Los polifenoles parecen ser absorbidos desde el tracto digestivo produciendo

efectos sistémicos (Figura 2.6). Los PE absorbidos son metabolizados y tras

convertirse en un nuevo compuesto glucuronidado, sulfatado o metilado son

excretados en la orina y bilis. Sin embargo, los PNE que incluyen compuestos unidos

a otras moléculas y polifenoles polimerizados no son absorbidos en el intestino

delgado, por tanto pasarán al colon donde aumentarán el ambiente antioxidante o

bien serán metabolizados por la microflora colónica y así serán parcialmente

absorbidos (Holst y Williamson, 2008).

La mayoría de los compuestos polifenólicos presentes en los alimentos se

encuentran como ésteres, glucósidos o polímeros que no pueden ser absorbidos en

su forma nativa teniendo que ser hidrolizados ya sea por las enzimas intestinales

como la B-glucosidasa y la lactasa-plorizin-hidrozilasa o por la microflora colónica

(D’Archivio y col., 2007).

Estudios sobre fermentación colónica de compuestos polifenólicos muestran

al ácido 3-(3-hidroxifenil)-propiónico como metabolito de fermentación del ácido

clorogénico, al ácido 3-fenilpropionico el de naringina, y los ácidos 3-

hidroxifenilacetico y 3-(3-hidroxifenil)-propiónico de la rutina. De la fermentación de

flavan-3-oles (catequinas) se obtienen los ácidos difenilpropan-2-oles (Rechner y

col., 2004; Wang y col., 2000). Otros compuestos como las isoflavonas son

fermentadas produciéndose equol como metabolito mientras que el ácido elágico y

los elagitaninos producen urolitina A (3,8-dihidroxi-6H-dibenzo [b,d] piran-6-ona)

(Cerdá y col., 2005).

Algunos de los metabolitos descritos para los principales constituyentes de

los PNE, taninos hidrolizables y taninos condensados, son las urolitinas, ácidos

gálico, ácido elágico, pirogalol y floroglucinol (Dobroslawa, y col, 2009) y dímeros y

trímeros de proantocianidinas respectivamente (Tsang y col., 2005).

14

Figura 2.6. Metabolismo de compuestos polifenólicos presentes en alimentos sólidos

y bebidas (Arranz, 2010).

15

2.5 Carotenoides

Los carotenoides son compuestos tetraterpenoides, formados por ocho

unidades de isoprenos y biosintetizados a partir del precursor isopentenil pirofosfato,

el cual proviene del acido mevalónico. Los carotenoides se clasifican principalmente

en dos grupos: carotenos y xantofilas. Los carotenos presentan una estructura que

solo contiene carbono e hidrogeno; en tanto que las xantofilas, además de poseer

carbono e hidrogeno, contienen oxigeno en forma de grupos sustituyentes como

hidroxilo, carbonilo y epóxido (Rodríguez-Amaya, 2001).

Entre los carotenoides más comunes se encuentran el β-caroteno, licopeno,

zeaxantina, luteína, entre otros (Figura 2.7). Los carotenoides son los responsables

de los colores amarillos, anaranjados y rojos que presentan los alimentos, los tallos,

flores y hojas de plantas, bacterias y algunos animales invertebrados marinos. En los

tejidos verdes se localizan en los cloroplastos, y en los tejidos rojos, anaranjados y

amarillos se encuentran en los cromoplastos. Estos compuestos junto con las

antocianinas y clorofilas, son los pigmentos vegetales de mayor distribución en la

naturaleza. Por su diversidad estructural y numerosas funciones, están involucrados

en la fotosíntesis. Sólo algunos de los carotenoides presentes en los alimentos son

precursores de la vitamina A1, como es el caso del β-caroteno y otros carotenoides

que poseen anillo β no sustituido, dicha vitamina es importante en el proceso de la

visión, mantenimiento epitelial, secreción de la mucosa y reproducción.

Los carotenoides previenen y protegen la salud de los seres humanos, por su

significativa capacidad antioxidante. También se ha demostrado que intervienen en

la respuesta inmune y en la comunicación celular in vivo, ya que regulan la expresión

de algunos genes, como es el caso de los genes que producen el interferón-γ, el

cual es responsable de regular las respuestas inflamatorias e inmunes. Varios

estudios epidemiológicos han mostrado una relación entre el alto consumo de frutas

y vegetales, y una disminución en el riesgo de enfermedades degenerativas como el

cáncer, enfermedades cardiovasculares y degeneración macular, debido

principalmente a la presencia de compuestos con capacidad antioxidante

(Rodríguez-Amaya, 2001).

16

caroteno

Licopeno

Zeaxantina

Luteína

Figura 2.7. Ejemplos de carotenoides (Arranz, 2010).

2.6 Fibra

El Codex alimentario en 2009 define como fibra al conjunto de polímeros de

carbohidratos con diez o más unidades monoméricas, que no son hidrolizados por

las enzimas endógenas del intestino delgado de los humanos (Kritchevsky, 1995).

2.6.1 Fibra dietaria (FD)

La FD forma por una mezcla variada de polisacáridos, celulosas,

hemicelulosas, pectinas, gomas, mucílagos, polisacáridos algáceos y lignina (Saura,

2011).

2.6.2 Fibra dietaria soluble (FS) y no soluble (FI)

La FD puede clasificarse de acuerdo a su solubilidad en agua como solubles

e insolubles. Sus propiedades y efectos fisiológicos están determinados

17

principalmente por las proporciones que guardan estas dos fracciones junto con

otras características como la capacidad de absorción de agua y aceite (López y col.,

2008).

Todas las frutas y vegetales contienen tanto fibra soluble como fibra

insoluble, aunque la cantidad que poseen cada uno difiere considerablemente. La

fibra soluble está constituida por pectinas, gomas y mucílagos, esta retiene líquidos,

retarda la absorción de glucosa, reduce los niveles sanguíneos de colesterol y es

fermentada por las bacterias colónicas, sin tener un efecto laxante (Fennema, 1993).

Las fibras insolubles están constituidas por celulosa, ciertas hemicelulosas y

lignina, son fibras con poca capacidad de captar agua, por lo que forma mezclas de

baja viscosidad. La fibra insoluble es la que más acelera el tránsito intestinal, es

poco fermentable contribuyendo a aumentar significativamente el peso de los

alimentos en el intestino aumentando el peso de la materia fecal (Fennema, 1993;

Belitz, Grosh, 1997).

2.7 Fibra antioxidante

El concepto de fibra antioxidante se refiere a aquella materia prima con un

elevado porcentaje de FD y cantidades apreciables de antioxidantes naturales

asociados a la matriz del conjunto de compuestos no digestibles como las proteínas

y los polisacáridos.

Concretamente, en el caso de los polifenoles, una parte considerable de

ellos puede estar asociada a la fracción de fibra insoluble, principalmente los

compuestos de mayor grado de polimerización como taninos condensados

(proantocianidinas) y taninos hidrolizables. Mientras que asociados a la fracción de

fibra soluble, se suelen asociar polifenoles de menor peso molecular tales como

algunos flavonoides, ácidos fenólicos, dímeros y trímeros de proantocianidinas

(Saura y Serrano, 2007; Goñi y col., 2009).

18

2.8 Fibra y sus efectos en el tratamiento de enfermedades

La FD es un componente esencial de una dieta saludable y un factor

preventivo de enfermedades como la diabetes y la obesidad, uno de sus factores de

predisposición (Saura, 2011).

Se han estudiado los efectos de la FD en el control del hambre, saciedad,

consumo de energía y peso corporal comprobándose que si se aumenta el consumo

de FD aumenta la saciedad en estado postprandial y decrece la sensación de

hambre. La principal característica de la fracción soluble de la FD es su capacidad

para atrapar agua y formar geles viscosos, lo que determina su poder como laxante,

enlentecimiento del proceso digestivo, del tránsito y de la absorción de hidratos de

carbono (Saura, 2011). Las estearasas y -glucosidasas de las bacterias atacan

fácilmente los enlaces poco estructurados de la fracción soluble de la FD,

explicándose el efecto prebiótico de esta fracción. Una característica fundamental de

la fibra soluble (FS) es su capacidad para ser metabolizada por las bacterias

colónicas, con la consiguiente producción de gases (flatulencia, propulsión fecal) y

ácidos grasos de cadena corta: acetato, propionato y butirato. Los dos primeros

pueden ser absorbidos y emplearse para obtener energía, mientras que el

propionato disminuye la síntesis del colesterol endógeno. El butirato ejerce acciones

antiproliferativas; regula la homeostasis del epitelio colónico y se le asignan

capacidades anti-tumorales, ya que inhibe a las histona-desacetilasas (Willem y col.,

2010).

La fibra insoluble (FI) aumenta el volumen de las heces hasta 20 veces su

peso, y se relaciona con la protección de algunos trastornos digestivos como

estreñimiento y constipación (Willem y col., 2010).

La ingesta prolongada de dietas altas en fibra ha demostrado que mejora el

control glicémico reduciendo la demanda de insulina. Estudios han encontrado que

la fibra actúa a nivel fisiológico en el tracto intestinal retardando la absorción de

glucosa postprandial. El efecto se atribuye al aumento de viscosidad ejercido por la

fibra y a la presencia de polisacáridos fermentables. El mayor efecto reductor de

respuesta glicémica se observa con fibras solubles (Bennami y col., 2000).

19

2.9 Residuos orgánicos

Durante algunos procesos agroindustriales se generan subproductos o

residuos y si ellos no son reciclados o procesados apropiadamente, generan

diversos problemas ambientales. Algunos son quemados o vertidos en rellenos

sanitarios produciendo una gran liberación de dióxido de carbono y contaminación

de cursos de aguas. Su eliminación supone un problema de gestión para las

empresas productoras. Sin embargo, estos materiales son fuentes que pueden llegar

a ser atractivas por su contenido en compuestos químicos (como azúcares,

pigmentos, fibra alimentaria, proteína, polifenoles, lignina, etc.) y pueden ser

potencialmente útiles cuando se les transforma mediante tratamientos químicos o

microbiológicos en productos de elevado valor agregado (Yepes y col., 2008).

Dentro de las materias primas de la industria alimentaria, las frutas y

vegetales se caracterizan por ser las que mayores residuos generan. Durante las

últimas décadas ha aumentado, la industrialización de subproductos de cítricos de

forma que se logran aprovechar: pulpa para mejorar el aroma y la sabor de zumos

reconstituidos, cortezas de cítricos como ingredientes de piensos para alimentación

animal, aceites esenciales del flavedo, empleados para aromatizar, terpenos que

tienen numerosas aplicaciones en la industria química, pectinas empleando como

materia prima y carotenoides como pigmentos naturales para la mejora de la

coloración de los jugos simples y concentrados, bebidas refrescantes, caramelos

duros, helados o yogur (Yepes y col., 2008).

2.10 Industria de jugos en México

Hay ocho empresas importantes en la industria de jugos en México:

Campbells, Coca Cola Export, Jumex, Herdez, Jugos del Valle, Gerber, Valle

Redondo y Pascual Boing. La Sociedad Cooperativa Trabajadores de Pascual, S.C.L

elabora y comercializa bebidas naturales, saludables y nutritivas en la gama de

jugos, néctares, pulpas de fruta, agua purificada y refrescos. Está conformada por

tres plantas productoras ubicadas en los estados de Querétaro, Hidalgo y Culiacán.

20

Los productos Pascual cuentan con la aprobación del Departamento de

Administración de Fármacos y Alimentos en los Estados Unidos (FDA por sus siglas

en inglés), así mismo cuenta con la certificación ISO 9001:2008 en la planta de San

Juan del Río, Querétaro.

Se estima que hay un 70% de rendimiento en el procesado de los productos

de la empresa, el 30% restante se considera subproducto o desecho orgánico y se

usa como abono de las tierras de cultivo de la región.

En México aún no hay un marco legislativo que regule el destino de los

desechos orgánicos ni tampoco se cuenta con registros sobre el destino de los

mismos. Se reportan esfuerzos particulares para los residuos en la industrialización

de la vid, el agave y la caña de azúcar. Algunos de los usos reportados se

encaminan a la producción de biocombustibles, sustratos para la biodegradación de

contaminantes y materiales adsorbentes de compuestos tóxicos (Barragán, 2008).

2.11 Frutas bajo estudio

2.11.1 Mango (Mangifera indica L.) y su composición química

Estudios sobre la composición química del mango reportan la presencia de

ácido ascórbico, ácidos fenólicos (gálico, benzoico, 3-4 dihidrobenzoico),

compuestos fenólicos como carotenoides, mangiferina, catequina y epicatequina.

Además contiene ácidos orgánicos (ácido málico y tartárico) en pequeña cantidad

(menos del 1%) y flavonoides, como la quercetina, con propiedades antioxidantes.

Algunos miembros de la familia de las Anacardiáceas a la que pertenece el mango

poseen efectos antiinflamatorios, analgésicos e hipoglucemiantes probados en

animales que se atribuyen a los diferentes constituyentes químicos de la planta de

los que destacan polifenoles, flavonoides, triterpenos y mangiferina (Yahia y col.,

2006).

21

2.11.2 Guayaba (Psidium guajava L.) y su composición química

El fruto de guayaba contiene proteína, grasas, carbohidratos, fibras, cenizas,

calcio, fósforo, hierro, magnesio, zinc, cobre, sodio, potasio, vitamina A, β-caroteno,

riboflavina, tiamina, niacina, vitamina B 6 y ácido ascórbico (Marquina y col., 2008).

Se han identificado además compuestos volátiles como aldehídos y ésteres y ácidos

grasos (linoléico, palmítico, oleico, esteárico y trilinoleína). Un aspecto sobresaliente

de la guayaba rosada es el contenido carotenoides, en particular de licopeno, el cual

se ha demostrado previene enfermedades como el cáncer de próstata (Giovannucci,

2002).

Los pocos estudios realizados sobre las propiedades nutracéuticas de la

guayaba, se han centrado en la vitamina C y los carotenoides; resultados sugieren

que la guayaba tiene propiedades antiespasmódicas y antimicrobianas útiles en el

tratamiento de diarrea y disentería en regiones tropicales así como propiedades

hipoglucemiantes en modelos biológicos (Sanjinez y col., 2005).

22

III. JUSTIFICACIÓN

De los diez factores de riesgo identificados como claves para el desarrollo de

enfermedades, cinco están relacionados con la dieta y el estilo de vida. En nuestro

país es significativo el peso económico y social que representa la incidencia de

enfermedades crónico degenerativas asociadas al estrés oxidativo.

Se ha comprobado que la buena alimentación desempeña un papel

fundamental para prevenir estas enfermedades y cada vez es más necesario

mejorarla de forma que sea más sana y balanceada; esto se logra incluyendo en la

dieta alimentos ricos en nutrientes y que contengan sustancias capaces de producir

efectos benéficos en el organismo.

Fuentes de FD y compuestos antioxidantes de buena calidad no explotados

actualmente de manera formal en nuestra región, como el subproducto de fruta para

la elaboración de jugo, brindan una oportunidad para la industria alimentaria de

aprovechar dichos residuos y usarlos para la elaboración de ingredientes bioactivos

naturales, y con ello promover beneficios a la salud humana.

Dicho subproducto actualmente se destina como abono de tierras de cultivo;

por lo tanto, brinda un beneficio el contar con una valoración del concentrado de

fibra obtenido a partir del mismo como una opción actualmente no aprovechada por

la industria de alimentos con potencial para el desarrollo de complementos

alimenticios con valor para la prevención y tratamiento de enfermedades crónicas

como la diabetes y la obesidad.

23

IV. OBJETIVOS

4.1 Objetivo General

Evaluar los subproductos obtenidos en la elaboración de jugos de mango y

guayaba como posibles fuentes de fibra antioxidante.

4.2 Objetivos Particulares

Determinar las propiedades fisicoquímicas del subproducto de mango y

guayaba:

- Determinación de pH

- Determinación de la capacidad de absorción en agua (CAA)

- Determinación del índice de solubilidad en agua (ISA)

- Determinación de la capacidad de absorción en aceite (CAa)

Realizar un análisis proximal y de colorimetría de los subproductos.

Cuantificar el contenido de fibra soluble, insoluble, compuestos fenólicos y

carotenos en los subproductos.

Cuantificar el contenido de polifenoles extraíbles (PE) y polifenoles no

extraíbles (PNE) en los subproductos.

Evaluar la capacidad antioxidante in vitro de los subproductos:

- Evaluar la capacidad antioxidante por ABTS

- Evaluar la capacidad antioxidante por DPPH

Determinar la capacidad de los subproductos de atrapar glucosa utilizando un

sistema de diálisis y cuantificar el efecto sobre la actividad in vitro de la

enzima -amilasa.

24

V. METODOLOGÍA

5.1 Materiales químicos

Se utilizaron los siguientes reactivos: alfa amilasa de ICN Biomedicals,

membrana de celulosa para diálisis 100f-1 de Sigma Aldrich, los kits para la

determinación de glucosa y fibra dietaria total de marca Randox. Se usaron además

los reactivos DPPH+ (2,2-Difenil-1-picrilhidrazil), ABTS+ (2,2'azinobis-(3-

etilbenzotiazolin 6-ácido sulfónico)) y de Folin Ciocalteau marca Sigma Aldrich;

como estándares Trolox (antioxidante sintético de referencia), ácido gálico y rutina

marca Sigma Aldrich y -caroteno marca Fluka. Todos los solventes y ácidos

utilizados (metanol, etanol, acetona, butanol, hexano, ácido sulfúrico, ácido

clorhídrico, acetonitrilo) fueron de la marca Aldrich y Sigma.

5.2 Materia prima

La materia prima empleada fueron los subproductos de desecho en la

elaboración de jugos de mango (Mangifera indica L.) y guayaba (Psidium spp.) de la

empresa mexicana Sociedad Cooperativa Trabajadores de Pascual, S.C.L., Planta

San Juan del Río, Querétaro, México. Se hicieron dos tomas de subproducto para

cada fruta de trabajo tomadas directamente del canal de salida de desecho orgánico

que contiene la cáscara con remanentes de pulpa de la fruta. Una vez colectada la

muestra ésta se transportó en cubetas cerradas y se guardó en refrigeración a 5 °C.

Los residuos se secaron en secador de bandeja con circulación de aire caliente a 55

°C y luego se trituraron hasta tamaño de partícula de 40 micras. Los productos

secos y pulverizados se almacenaron en recipientes de plástico cerrados y opacos

en ambiente seco a 21 °C.

25

5.3 Análisis proximal

Por los métodos de la AOAC (1999), se cuantificaron las cenizas totales

(940.26), humedad (925.09), lípidos (983.23), proteína (950.48) y fibra dietaria total

(925.09).

5.4 Determinación de FDT por métodos enzimáticos

Se gelatinizó 1 g de muestra con alfa amilasa termoestable (A-3306, Sigma

Chemical), a 100 ºC, pH 6 por 15 min y luego se realizó la digestión enzimática con

proteasa (P-5380, Sigma Chemical Co.) a 60 ºC, pH 7.5, 30 min, la muestra se

incubó en seguida con amiloglucosidasa (A-9268, Sigma Chemical Co.) a 60 ºC, pH

4.5, 30 min, para eliminar las proteínas y almidón.

En seguida, la muestra se filtró y se lavó con agua, se secó y se pesó para

determinar la fibra insoluble. Cuatro volúmenes de etanol al 95% (previamente

calentado a 60 ºC) se agregaron para el filtrado y los lavados de agua. A

continuación, el precipitado se filtró y se lavó con etanol al 78%, y acetona al 95%.

Después de esto, el residuo (FI) se secó y se pesó. La mitad de la muestra se

analizó para proteínas y la otra mitad para ceniza. La FD total se determinó mediante

la fórmula FDT = Peso residuo - (peso proteína + peso ceniza) (Prosky y col., 1998).

5.5 Propiedades funcionales de las muestras en polvo

5.5.1 pH

El pH del concentrado de subproducto en polvo se midió en una solución con

agua destilada a una concentración del 10% y 1 % (p/v) de polvo, se filtró y se midió

el pH en un potenciómetro marca Ohaus previamente calibrado con estándares a pH

4 y 7.

26

5.5.2 Capacidad de absorción de agua (CAA) y aceite (CAa)

Para medir la capacidad de absorción de agua (CAA), se pesó un tubo de

centrifuga, se le agregó 1 g de muestra con 10 mL de agua; se reposó 30 min con

agitación cada 30 segundos, posteriormente se centrifugó a 2500 rpm por 10 min.

Se desechó el sobrenadante y se pesó. El valor de CAA se calculó con la siguiente

fórmula:

CAA = [(peso del tubo + sedimento) – (peso del tubo + peso de muestra)/peso

de muestra]

Para medir la capacidad de absorción de aceite (CAa) se midió igual que para

la CAA, excepto que en el lugar de utilizarse agua se utilizó aceite de maíz comercial

(Sathe y Salunkhe, 1981).

5.5.3 Índice de solubilidad en agua (ISA)

Este análisis permite cuantificar el porcentaje de sólidos solubles disueltos en

agua a una temperatura de 37 °C. Cada muestra de polvo de 2.5 g en base seca se

colocó en un tubo de propileno de 50 mL, previamente tarado y se adicionaron 40

mL de agua destilada. Los tubos se colocaron en un baño maría en agitación a 37

°C durante 30 min, posteriormente, los tubos se centrifugaron a 3000 rpm durante 10

min. El sobrenadante se vertió cuidadosamente en vasos tarados para evaporarse

en estufa a 105 °C durante 24 h y se pesó el residuo de evaporación. El índice de

solubilidad en agua se calculó con la siguiente fórmula:

ISA= (Peso del residuo de evaporación/Peso de la muestra)*100

(Anderson y col., 1969).

5.5.4 Análisis de color

Se prepararon las muestras en polvo en cajas Petri de vidrio colocando una

capa uniforme. Se instaló el aparato Colorímetro marca Minolta CM508 y se

realizaron tres mediciones para cada muestra de polvo por triplicado. Se registraron

27

las lecturas correspondientes al espacio CIELAB, que se representa en coordenadas

rectangulares como claridad o luminosidad, L*, y cromaticidad, a* y b*. Los

componentes de cromaticidad presentan valores desde (–a*) a (+a) y (–b*) a (+b*),

donde a* va de verde a rojo y b* de azul a amarillo.

5.6 Compuestos fenólicos

5.6.1 Cuantificación espectrofotométrica de fenoles totales

Para la extracción de compuestos fenólicos totales se pesó 1 g de muestra

en polvo y se hizo la extracción en ácido clorhídrico al 2% en metanol absoluto por

24 h en la oscuridad a temperatura ambiente (denominado extracto 1 de polifenoles

extraíbles). Los extractos se diluyeron con los mismos solventes usados para la

extracción en 100 mL y se filtraron alícuotas de 100 µL transfiriéndose a tubos de

ensayo, añadiendo 100 µL de agua destilada, 1 mL del reactivo de Folin Ciocalteu y

0.8 mL de solución de carbonato de sodio (solución al 7.5%). Los tubos se agitaron y

se dejaron en reposo por 2 h a temperatura ambiente. La absorbancia se determinó

a 765 nm. La cuantificación se realizó por interpolación de los resultados en una

curva estándar de ácido gálico (0 a 32 μg), y se expresaron como mg equivalentes

de ácido gálico (AG) por gramo de muestra (mg equivalentes AG/g de muestra)

(Singleton y Rossi, 1999).

5.6.2 Cuantificación espectrofotométrica de flavonoides

Para la cuantificación de flavonoides se preparó una solución de 2-

aminoetildifenilborato pesando 0.01 g de sustancia y diluyendo en 20 mL de metanol

grado analítico. Se realiza la reacción con 50 L del extracto previamente diluido,

150 L de metanol y 50 L de la solución previamente preparada. La lectura se

realizó en espectrofotómetro a 404 nm y se obtuvieron las concentraciones de

flavonoides con una curva estándar de rutina.

28

5.6.3 Cuantificación de fenoles extraíbles Para la obtención del extracto 2 de polifenoles extraíbles, se pesó un gramo

de cada muestra en polvo de subproducto y se agregaron 40 mL de una solución de

metanol-agua (50:50 v/v) a pH 2, los tubos se agitaron a temperatura ambiente

durante 1 hora. Posteriormente se centrifugaron las muestras a 1500 g por 10

minutos y se recuperó el sobrenadante (denominado Extracto A). A los residuos se

les agregó nuevamente una mezcla de 40 mL de acetona:agua (70:30 v/v), que de

igual forma se agitó a temperatura ambiente por una hora, y una vez terminado este

lapso se centrifugaron los tubos a 1500 g por 10 minutos, se recuperaron los

sobrenadantes (denominados Extractos B). Se mezclaron 7.5 mL del extracto A para

cada fruta y 7.5 mL del extracto B correspondiente con 2.5 mL de metanol absoluto y

a este extracto se le llamó extracto 2 de polifenoles extraíbles. Posteriormente se le

realizó una determinación de fenoles totales correspondientes a la fracción de los

extraíbles (Hassan y col., 2011).

Los residuos se recuperaron, se secaron y guardaron para las

determinaciones de polifenoles no extraíbles.

5.6.4 Cuantificación de fenoles no extraíbles

a) Cuantificación de taninos condensados

La cuantificación de proantocianidinas no extraíbles o taninos condensados

se realizó mediante la hidrólisis ácida con n-butanol del residuo del subproducto de

mango descrito en la técnica anterior. Esta técnica se fundamenta en la liberación a

partir de calor y un alcohol de las antocianidinas estables al calor a partir de los

taninos condensados del subproducto, estas antocianidinas son pigmentos que

generan un compuesto coloreado que se puede medir a una longitud de onda de

550 nm.

Las proantocianidinas presentes en el residuo se hidrolizaron de acuerdo al

método descrito por Porter y col., en 1986. En un tubo con tapa de 10 mL, se

29

agregaron 6 mL de n-butanol/HCL (95:5), después se añadió 0.1 gr del residuo y 0.2

mL del reactivo metálico (i.e. 2% (p/v) sulfato de amonio férrico en una concentración

2 mol/L HCl), después de esto el contenido se mezcló en el vórtex. Se colocó a baño

María a temperatura de ebullición durante 50 min. Después de esto se dejó enfriar el

tubo, y se transfirió la solución a un matraz aforado ajustando el volumen a 25 mL,

con el reactivo n-butanol/HCl antes preparado. La absorbancia se leyó a una

longitud de onda de 550 nm. Los resultados se expresan en unidades de

absorbancia por 1 mg de extracto (A550/mg) (Amarowicz y Pegg, 2006).

b) Cuantificación de taninos hidrolizables

El fundamento de esta técnica consiste en hidrolizar los taninos hidrolizables

produciendo metil galato, el cual se hace reaccionar con KIO3 con lo que se produce

un compuesto coloreado que se lee a una longitud de onda de 525 nm.

En esta técnica se usó de igual forma el residuo de la técnica de fenoles

extraíbles descrita anteriormente. Se pesaron 20 mg de residuo y se añadieron 2 mL

de metanol/H2SO4 (90:10 v/v), los tubos se incubaron a 85 °C durante 20 horas.

Después de este tiempo se centrifugaron a 3000 g y el sobrenadante se ajustó a 3

mL con agua destilada. Se añadieron 4 volúmenes de etanolamina comercial (50

μL), agitando entre cada adición. A cada muestra sele añadieron 500 μL de acetato

de amonio 3.7 M y se ajustó el pH a 5.5 con etanolamina. Se aforó a 4 mL con agua

destilada y se mezcló. Se transfieren 100 μL de la muestra en un tubo de 2 mL, se le

agregan 350 μL de agua y 1000 μL de metanol y se mezcló. Los tubos se taparon y

se colocaron en baño de agua a 30 °C. Para preparar el blanco se remplazaron los

350 μL de agua por HCl al 0.3 N. Se añadieron 40 μL de KIO3 y se mezcló. Se

regresó a baño maría a 30 °C durante 50 min. Se leeyó la absorbancia a 525 nm,

teniendo como blanco agua destilada (Hartzfeld y col., 2002).

30

5.6.5 Cuantificación de compuestos fenólicos por HPLC-DAD

Los compuestos fenólicos contenidos en las muestras se separaron y

cuantificaron usando una cromatografía líquida del alta resolución con una matriz de

detectores de diodos (HPLC-DAD) (Agilent 1100 HPLC Control; República Checa)

con inyección automática. Se empleó una columna con fase reversa

(Zorbaxoctadecyl silace (ODS-C18) 15 x 4.6 mm). Para la fase móvil se usaron el

solvente A: ácido acético/agua (2:98 v/v) y el solvente B: ácido

acético/acetonitrilo/agua (2:30:68 v/v). Durante el análisis, el gradiente se programó

desde 10 a 100% B en A con un flujo de 1.5 mL/min (Ramamurthy y col., 1992). El

detector ultravioleta se fijó a una absorbancia de 280 nm. El HPLC se realizó

empleando ácidos fenólicos puros: ácido gálico, ácido protocatecoico, ácido vanílico

, ácido benzoico, ácido elágico, ácido siríngico, vainillina, resveratrol, catequina y

epicatequina.

5.7 Determinación de carotenoides

5.7.1 Cuantificación espectrofotométrica

El procedimiento de extracción del pigmento se llevó a cabo bajo condiciones

de obscuridad. Se pesaron 0.5 g de muestra y se adicionaron 20 mL de solución de

extracción de acetona-etanol-hexano (1:1:2 v/v/v). Se agitaron los matraces por 15

min y se agregaron 3 mL de agua destilada. Se continuó con la agitación por 15 min

y se dejó en reposo para permitir la separación de fases. Se separó la fase orgánica

(superior) y se guardó protegida de la luz. Se agregaron nuevamente 20 mL de una

solución de extracción y se repitió el proceso hasta la separación de fases. Se

juntaron las fases orgánicas y se leyó a 503 nm.

La concentración se calculó utilizando el coeficiente de absortividad molar

para caroteno de 24686 (M-1cm-1)

31

A= absorbancia; a = coeficiente de extinción molar del compuesto; b =

distancia recorrida por el rayo de luz (1 cm); c = concentración molar del cromóforo.

5.7.2 Cuantificación de -caroteno por HPLC-DAD

La cuantificación de -caroteno también se realizó usando una cromatografía

líquida del alta resolución con una matriz de detectores de diodos (HPLC-DAD)

(Agilent Technologies serie 1200.) con inyección automática. Para la fase móvil se

preparó con acetonitrilo-diclorometano-metanol (70:20:10 v/v/v). Durante el análisis

el gradiente se programó desde 10 a 100% B en A con un flujo de 1.5 mL/min

(Ramamurthy y col., 1992). El detector ultravioleta se fijó a tres absorbancias: 450

nm, 470 nm y 503 nm. El HPLC se realizó empleando -caroteno marca Fluka.

Para preparar las muestras se realizó una extracción con hexano, para lo

cual se pesaron 0.5 g de muestra en polvo de cada subproducto y se adicionaron 20

mL de una solución de extracción de hexano/dietiléter (70:30 v/v), este proceso se

realizó dos veces para obtener finalmente dos fases orgánicas, éstas se mezclaron y

se les adicionó 0.1% de BHT en hexano. Estos son los extractos que se inyectaron

al vial para proceder al análisis por cromatografía.

Para la fase móvil se aplicó un sistema isocrático con un flujo de 1 mL/min y

un volumen de inyección de 20 L.

5.8 Índice de retardamiento de diálisis de glucosa (IRDG)

Se tomaron 0.2 g de muestra en polvo y se le adicionan 20 mL de solución

de glucosa 50 mmol/L. Se dejó reposar de 30 a 45 min. En tubos de diálisis de 11

cm de longitud se colocaron 10 mL de la mezcla de muestra y solución de glucosa.

Se cerraron ambos extremos se suspendieron verticalmente en 100 mL de agua

destilada. Se colocaron las muestras a 37 °C en agitación constante por 4 h. Se

tomaron alícuotas del dializado (exterior de la membrana) de 2 mL a los tiempos de

32

0, 10, 20, 30, 60, 120, 150, 180, 210 y 240 min. Se determinó el contenido de

glucosa residual mediante el método de la glucosa oxidasa utilizando un kit SIGMA y

se leyó la absorbancia a 500 nm. Las determinaciones se realizaron por triplicado.

Un control del experimento se realizó sin la adición de muestra a la reacción.

Se calculó el índice de retardamiento de la difusión de la glucosa (IRDG) con

la fórmula:

IRDG = 100- [(contenido de glucosa en el dializado con la adición de la

muestra de fibra/contenido de glucosa en el dializado de la muestra control) x 100]

(Adiotomre y col., 1990; Chau y col., 2004).

5.9 Inhibición de alfa amilasa in vitro

Se pesaron 40 g de almidón y se adicionaron a 900 mL de solución

reguladora de fosfato a pH 6.0. Después se agitó a 65 °C por 30 min, el volumen

total de la solución se llevó a 1 L para obtener una concentración de almidón de 4%

(peso/volumen). El efecto de varios concentrados de fibra sobre la digestibilidad del

almidón se determinó en función del tiempo en un sistema mezcla fibra-enzima-

almidón. La mezcla de reacción contenía 0.2% de alfa amilasa y 1% de fibra en una

solución de almidón al 4%. La mezcla se preparó combinando 0.25 g de fibra y 0.05

g de alfa amilasa en 25 mL de solución al 4% de almidón. La solución se mezcló a

37 °C por 1 h, 20 mL de NaOH 0.1 M se adicionaron y la solución se centrifugó a

2000 x g por 5 min. El contenido de glucosa en el sobrenadante se determinó

usando un kit de ensayo de glucosa RANDOX. Un control del experimento se realizó

sin la adición de fibra a la reacción.

5.10 Capacidad antioxidante

a. Ensayo ABTS. Se preparó una solución patrón mezclando 1:1 las

siguientes soluciones de trabajo: ABTS 7 mM y persulfato de potasio 2.45 mM.

Ambas soluciones se mezclaron y se dejaron reposar por 12 horas en oscuridad a

temperatura ambiente. Luego la mezcla se diluyó tomando 1 mL al que se le

33

agregaron 60 mL de metanol absoluto en pequeñas cantidades hasta lograr una

absorbancia de 0.706 ± 0.001 unidades a 734 nm.

Se prepararon las diluciones de los extractos por analizar y se procedió a

realizar la reacción con 100 L de muestra y 100 L de solución con el radical la cual

se agitó por 5 segundos en oscuridad. Luego se realizaron las lecturas a los 7 min a

una longitud de onda de 734 nm. Se leyó un control con 100 L del radical y 100 L

de metanol (Kuskoski y col., 2005).

El porcentaje de inhibición se calculó con la siguiente fórmula:

b. Ensayo DPPH. Se preparó una solución de DPPH+ 125 L metanol/agua

(80:20 v/v). La solución se preparó en el momento de usarse. Se prepararon las

diluciones de los extractos por analizar y se procedió a realizar la reacción con 20 L

de muestra y 200 L de solución con el radical. Las muestras se dejaron reposar en

oscuridad por una hora y se realizó la lectura a 520 nm en espectrofotómetro. Se

leyó un control con 200 L del radical. El porcentaje de capacidad antioxidante

(AOX) se calculó con la fórmula:

5.11 Análisis estadístico

En cada experimento se hicieron mediciones o lecturas por triplicado para

posteriormente realizar una comparación de medias con la prueba de Tukey y un

análisis de varianza (ANOVA) con un nivel de significancia p<0.05 usando el

programa JMP 10.

34

VI. RESULTADOS Y DISCUSIONES

6.1 Análisis fisicoquímico y proximal

Este trabajo evaluó el potencial como ingrediente funcional y fuente de fibra

dietaria antioxidante del subproducto obtenido en la elaboración de jugos de mango

(Mangifera indica L.) y guayaba (Psidium spp.). Las muestras se trabajaron secas y

en polvo y, en el caso del mango, se separó el hueso antes de pulverizar.

Los resultados del análisis fisicoquímico de las fibras de mango y de

guayaba analizadas se muestran en el Cuadro 6.1. Se obtuvo un pH de 4.84 para la

fibra de mango que es menor que el observado de 5.22 para la guayaba; estos

valores se obtuvieron en una solución de muestra en agua al 1%. Villalba (2005)

trabajó con frutos enteros y reporta un pH de 4.13 para guayaba dulce, de 4.39 para

mango de azúcar (Mangifera indica L.) y 4.21 para mango de clase (no identificado

por el autor); clasificando a estos frutos como de pH medio bajo (entre 4.09 y 6.13).

Marquina (2008) trabajó con guayaba (Psidium guajava L.) y reporta un pH de 4.1 en

cáscara y de 3.9 en casco.

Cuadro 6.1. Análisis fisicoquímico de los subproductos de mango y guayaba.

Ensayo Mango Guayaba

pH (muestra al 1 %) 4.84 ± 0.03 5.22 ± 0.06

Capacidad de absorción de agua (CAA) en mL agua retenida /g de fibra

3.31 ± 0.42 2.03 ± 0.21

Índice de solubilidad en agua (ISA) en %

16.79 ± 0.13 7.46 ± 0.41

Capacidad de absorción de aceite (CAa) en mL aceite retenido /g de fibra

9.8 ± 0.06 12.5 ± 0.21

Los valores se expresan como promedio (n=3) ± desviación estándar. El pH tiene un efecto en la estabilidad de la emulsión que se forme con las

harinas; a pHs más alcalinos se favorece la exposición de grupos hidrófobos

35

presentes en la matriz del material, Ramírez y Pacheco (2009) encontraron que la

guayaba presentó las mejores propiedades emulsificantes comparada con fibras de

piña y guanábana.

Se obtuvo una capacidad de absorción de agua (CAA) de 3.31 mL/g en la

muestra de mango y de 2.03 mL/g en la muestra de guayaba. La capacidad de

absorción en agua está relacionada con la cantidad máxima de agua absorbida que

permanece unida a la muestra hidratada luego de aplicar una fuerza externa

(centrifugación); en el caso de las fibras, de esta propiedad depende en gran medida

el nivel máximo de incorporación de la FD a un producto. La capacidad que tiene la

fibra dietaria para retener agua es fisiológicamente importante porque la cantidad de

agua retenida por la fibra incrementa la viscosidad del contenido intestinal

disminuyendo la velocidad de mezclado y la absorción de los nutrientes en el

intestino delgado (Rosado, 1995; Thibault y Renard, 1991). Ramírez y Pacheco

(2009) reportan valores de CAA para harinas de diversas frutas que fueron lavadas y

secadas obteniendo valores más altos de 5.25 mL/g para guayaba, 4.58 mL/g para

piña y 4.57 mL/g para guanábana. Las muestras de mango y guayaba de este

estudio presentaron valores menores de CAA que los reportados en estudios en

fuentes de bagazo donde se obtuvieron los siguientes valores en mL/g: 6.63 para

zanahoria, 6.04 para remolacha, 5.75 para nopal (Zaragoza y col., 2001), 15.50 –

16.70 en cáscara de naranja (Chau y Huang, 2003), 10.11 para mango (Vergara y

col., 2006), 4.50 en manzana, 3.50 en guisantes, 3.80 en zanahoria, 10.10 en

remolacha y 7.11 para coco (Raghavendra y col., 2006). Aún así Pacheco y Rivas

(1992) indican que una CAA de 3.00 para arriba es favorable para introducir un

ingrediente en productos de panadería por lo cual no se descarta el potencial de la

muestra de mango de este estudio para ese fin.

Se obtuvo una capacidad de absorción de aceite (CAa) de 9.8 mL/g en la

muestra de mango y de 12.5 mL/g en la muestra de guayaba. Teóricamente las

partículas con gran superficie presentan mayor capacidad para absorber y atrapar

componentes de naturaleza aceitosa; la grasa queda atrapada en la superficie de la

fibra principalmente por medios mecánicos. Se ha observado que las fibras

insolubles presentan mayores valores de absorción de lípidos que las fibras solubles,

36

sirviendo como emulsificante. La densidad de carga y la naturaleza hidrofóbica de

las partículas son factores importantes para evaluar la incorporación de una fibra al

alimento (López y col., 1997). Con respecto a otras fibras dietéticas, los valores de

CAa de las fibras del estudio son semejantes a los reportados para mango por

Vergara y col., (2006) de 9.2 – 13.8 mL/g y, aunque Ramírez y Pacheco (2009)

reportan que la muestra de guayaba de su estudio obtuvo los valores más altos de

CAa como en el caso de este estudio, ellas reportan una CAa de 1.95 mL/g para

guayaba; mucho menor que el encontrado en la muestra de este estudio.

Raghavendra y col. (2006) reportan valores de CAa en mL/g de 1.30 para manzana,

1.00 para guisantes y 1.30 para trigo. La absorción de aceite es importante en la

tecnología de alimentos, en productos congelados precocidos listos para freír, en

galletas y en algunos platos a base de cereal, por lo cual se puede sugerir el uso de

las harinas de frutas en este tipo de productos.

Cuadro 6.2. Análisis proximal de los subproductos de mango y guayaba.

Ensayo Mango Guayaba

Cenizas 6.44 ± 0.08

1.71 ± 0.19

Humedad 4.12 ± 0.06

6.48 ± 0.12

Lípidos 4.64 ± 0.23

9.64 ± 0.40

Proteína 4.91 ± 1.50

2.05 ± 0.70

FDT (Digestión Enzimática) 46.45 ± 0.18

a

69.24 ± 0.45 a

FDT (AOAC) 46.77 ± 0.39

a

77.59 ± 0.80 b

FS 8.66 ± 0.00

1.33 ± 0.00

FI 37.79 ± 0.75

67.91 ± 0.41

Los valores se expresan como promedio (n=3) ± desviación estándar. Superíndice diferente en cada columna significa diferencia estadística (Tukey, p<0.05). FDT, fibra dietaria total, FS, fracción soluble, FI, fracción insoluble.

37

El índice de solubilidad en agua para el subproducto de mango encontrado

fue de 16.79 % y para el de guayaba de 7.46 %. El Cuadro 6.2 muestra que el

contenido de fibra cruda para el residuo de mango fue de 46.77 % y para el de

guayaba de 77.59 %; siendo similar a lo reportado por Chávez-Zepeda y col., (2009)

de 44.2% para subproducto de mango. El que el porcentaje de fibra cruda sea mayor

en el subproducto de mango con respecto al encontrado en el subproducto de

guayaba explica su menor índice de solubilidad en agua. Ramírez y Pacheco (2009)

reportan los siguientes porcentajes de FDT y la proporción FI/FS correspondiente:

piña 13.65 (6:1), guanábana 49.34 (5:1) y guayaba 65.64 (5:1).

El análisis proximal realizado al subproducto también se resume en el

Cuadro 6.2; los porcentajes de cenizas y proteínas resultaron ser mayores para las

muestras de mango (6.44 y 4.91 respectivamente) que los obtenidos para las

muestras de guayaba (1.71 y 2.05 respectivamente). Los valores de cenizas se

obtienen por incineración y reflejan el contenido de sustancias minerales del

alimento con lo que se concluye que el subproducto del mango es además más rico

en sustancias minerales que el de guayaba. García (2003) reporta un valor de 4.82

% de proteínas para residuo de mango criollo; debido a que la principal fuente de

proteínas de un residuo fibroso son las glicoproteínas que están presentes en la

pared celular primaria donde forman una red de microfibrillas con la celulosa (Carpita

y Gibeaut, 1983) estos resultados hacen sentido por la naturaleza fibrosa del hueso

en el subproducto de mango a diferencia de la semilla de guayaba.

En lo que se refiere a los porcentajes para humedad y lípidos se obtuvieron

valores más altos para el subproducto de guayaba (6.48 y 9.64 respectivamente)

comparado con el de mango (4.12 y 4.64 respectivamente), García (2003) reporta

1.98 % de lípidos en residuo de mango criollo.

En el análisis por digestión enzimática de los subproductos de mango y

guayaba se obtuvieron valores similares que a los obtenidos por el método de la

AOAC resultando porcentajes de fibra dietaria total de 46.45 % para el mango y

69.24 % para la guayaba. Se obtuvo además un 8.66 % de fibra soluble para mango

y 1.33 % para la guayaba. Dado que se trabajó con muestras obtenidas

directamente del canal de salida de la línea de procesado de la empresa, no

38

teniendo ningún tipo de control sobre las características del fruto original salvo por la

especie; las diferencias observadas en los porcentajes de humedad y lípidos así

como en el contenido de fibra se explican debido a que éstos dependen de la fuente,

las condiciones de cultivo, el estado de madurez y el tratamiento recibido por la

muestra durante la obtención del residuo fibroso (Cruz, 2002) y se espera podrían

cambiar en muestreos futuros. Larrauri y col. (1996) reportan haber encontrado 28.1

% de FDT en cáscara de mango con una CAA de 11.4; Jiménez-Escrig y col. (2000)

encontraron 48-49 % FDT en guayaba; Saura (1998) encontró 54.1-64.6 % en

cáscara de uvas.

Así mismo, los porcentajes de fibra obtenidos pueden explicar la capacidad

de absorción de aceite observada en las muestras ya que se ha demostrado que los

concentrados con mayor cantidad de fibra dietaria insoluble presentan mayores

valores de absorción de moléculas orgánicas que las fibras con mayor contenido de

fibra dietaria soluble. Muestras con mayor concentración de fibra insoluble están

relacionadas con reducción del riesgo del cáncer de colon y recto al aumentar el

volumen de las heces y al aumentar su velocidad de eliminación porque mejora los

movimientos intestinales. Por su parte, la fibra soluble ha estado asociada a

favorecer la disminución de la absorción y el mayor aprovechamiento de la glucosa,

colesterol y triglicéridos en el aparato digestivo, reduciendo así el riesgo de padecer

enfermedades cardiovasculares y diabetes (Cabré, 2004). En el intestino, por los

resultados observados, la fibra de guayaba podría tener mayor capacidad de ligar

sales biliares y colesterol, permitiendo su excreción por las heces (Villarroel y col.,

2003); sin embargo, por los resultados observados en cuanto al análisis

fisicoquímico, el subproducto de mango brinda mejor potencial para ser incorporado

como ingrediente funcional en alimentos que requieran de hidratación y viscosidad.

El Cuadro 6.3 muestra los resultados del análisis de color para los

subproductos de mango y de guayaba en un espacio CIELAB. Tanto el subproducto

de mango como el de guayaba muestran valores cercanos de luminosidad L*

tendiendo al blanco, es decir, mayor claridad en ambos casos con 64.6 para el

mango y 65.5 para la guayaba. En lo que respecta al parámetro a* se observa que la

muestra de guayaba tiene un valor mayor de 8.6 que indica un tono más rojizo que

39

la de mango con un valor de 4.4. El parámetro b* también es mayor para la muestra

de guayaba con un valor de 21.7 contra un valor de 16.0 para la de mango lo que

indica que la muestra de guayaba es más amarilla que la de mango. Ya que el

croma (C*ab) y hue (hab) son combinaciones de las coordenadas a* y b*, su

comportamiento permite diferenciar mas fácilmente el matiz (colorido) y el tono del

color para cada fibra. Se observa que la muestra de guayaba tiene un valor mayor

para el matiz (23.4) que la de mango (16.6), mientras que la muestra de mango

presenta un resultado mayor para el tono (74.6 azul-verdoso) que la muestra de

guayaba (68.4 amarillo-rojizo).

Cuadro 6.3. Análisis de color de los subproductos de mango y guayaba.

Parámetro Mango Guayaba

L* 64.6 ± 0.01 a

65.5 ± 0.01 a

a* 4.4 ± 0.01 b

8.6 ± 0.02 e

b* 16.0 ± 0.01 c

21.7 ± 0.04 f

C* 16.6 ± 0.01 c

23.4 ± 0.04 g

h* 74.6 ± 0.04 d

68.4 ± 0.05 h

Los valores se expresan como promedio (n=3) ± desviación estándar. Superíndice diferente en cada columna o renglón significa diferencia estadística (Tukey, p<0.05). L*, claridad o luminosidad, a* y b*, cromaticidad, C* y h* representan el croma y el hue, ambos combinaciones de las coordenadas a* y b*.

El color que exhiben las frutas se atribuye a la presencia de pigmentos como

carotenoides, antocianinas y clorofilas, entre otros, los cuales les confieren las

tonalidades amarillas, anaranjadas, rojizas, violetas o verdes. Los carotenoides son

los pigmentos naturales responsables de los colores amarillos, anaranjados y rojos

en muchas frutas y vegetales, tales como mango, naranja, guayaba, tomate y

zanahoria (Meléndez y col., 2007).

El Cuadro 6.4 muestra los valores obtenidos en la cuantificación de -

caroteno mediante espectrofotometría y HPLC con dos soluciones de extracción

40

diferentes y la Figura 6.1 muestra los cromatogramas obtenidos por HPLC. Se

obtuvieron concentraciones de 1.25 – 1.75 mg/g de muestra de caroteno en el

subproducto de mango y de 0.39 – 1.06 mg/g de muestra para las muestras de

subproducto de guayaba. Robles y col. (2007) reporta 6.8 mg/100g cuantificado en

cubos de pulpa de mango en condiciones de almacenamiento y González (2010)

reporta 3.7 mg/g a 11.9 mg/g para fruto de guayaba cuantificado por HPLC.

La concentración obtenida para beta caroteno en el subproducto fue similar

con ambas metodologías, sin embargo, en la muestra de guayaba se obtuvo mayor

concentración por espectrofotometría, esto puede deberse a que el pigmento sea

más susceptible a la degradación en este ensayo químico.

Algunos factores que afectan la composición de carotenoides en frutas están

relacionados con la zona de cultivo, la variedad, el estado de madurez, las

condiciones de cosecha y de almacenamiento. Uno de los factores que afectan mas

la composición de los carotenoides es el estado de madurez; generalmente las frutas

inmaduras y maduras se diferencian por los carotenoides presentes y sus

concentraciones, los cuales aumentan considerablemente con la maduración.

Cuadro 6.4. Cuantificación de -caroteno en el subproducto de mango y de guayaba.

-caroteno

mg/g de muestra Mango Guayaba

Solución de extracción1

Acetona/Etanol/Hexano v/v/v (1:1:2)

1.75 ± 0.11 a

1.06 ± 0.12 b

Solución de extracción2

Hexano/Etil éter v/v (70:30)

1.25 ± 0.46 ab

0.39 ± 0.03 c

1Cuantificación por espectrofotometría. 2Cuantificación por HPLC. Los valores se expresan como promedio (n=3) ± desviación estándar. Superíndice diferente significa diferencia estadística (Tukey, p<0.05).

41

_______________________________________________(D)

Figura 6.1.-caroteno identificado y cuantificado por HPLC. Solución estándar de -

caroteno (A), muestra de subproducto de mango (B) y de guayaba (C)

detectado a max 470 nm. Curva estándar usada para -caroteno (D) La solución de extracción fue Hexano:Éter etílico (70:30 v/v) con 10% BTH.

42

6.2 Análisis de compuestos polifenólicos

Los compuestos polifenólicos presentes en alimentos se extraen

generalmente con disolventes acuoso-orgánicos. La extracción dependerá de la

naturaleza química y del grado de polimerización de los propios compuestos, del

método de extracción (polaridad de los solventes), del tamaño de partícula de la

muestra y de las sustancias que pueden ejercer un efecto de interferencia. Además

de los disolventes, también el tiempo de extracción es determinante en la extracción,

se han reportado tiempos de extracción desde 1 minuto a 24 horas (Price y col.,

1978; Cork y Krockengerg, 1991; Burns, 1971; Maxsón y Rooney, 1972).

En el caso de los resultados de este estudio se encontró que la mayor

concentración de fenoles y flavonoides se obtuvo utilizando metanol acidificado,

seguido de metanol/agua (50:50 v/v) y finalmente con acetona/agua (70:30 v/v),

estos resultados sugieren que los PE son más afines al metanol. Así mismo, el

subproducto de mango mostró valores mayores para polifenoles extraíbles que los

extractos de guayaba sugiriendo mayor contenido de flavonoides y fenoles

hidrolizables en este residuo (Cuadro 6.5)

La mayor parte de PE presentes en alimentos forma parte del grupo de los

flavonoides (principalmente flavanoles, flavonoles, flavanonas y antiocianidinas). En

los extractos de algunos alimentos (frutas, frutos secos y legumbres) se han

determinados compuestos de alto peso molecular procedentes de la polimerización

de flavanoles, llamadas proantocianidinas extraíbles (PAE) cuyo grado de

polimerización habitualmente se encuentra entre 2 y 10 mayoritariamente. Por otro

lado la condensación de algunos ácidos benzoicos (gálico o elágico) produce la

formación de taninos hidrolizables extraíbles (galotaninos y elagitaninos

dependiendo si proceden de la condensación de gálico o elágico respectivamente)

(Pérez-Jiménez, 2005).

43

Cuadro 6.5. Concentración de compuestos fenólicos y flavonoides en los extractos acuoso-orgánicos de las muestras de subproducto de mango y de guayaba.

Extracto Mango Guayaba

Fenoles

(mg eq. AG/g)

Flavonoides (mg eq.

Rutina/g)

Fenoles (mg eq. AG/g)

Flavonoides (mg eq.

Rutina/g) Polifenoles Extraíbles

Extracto 1 256.2 ± 32.9 aa

41.2 ± 5.9 ab

19.4 ± 5.5 bc

23.4 ± 5.8 ad

Extracto 2 (A+B) 120.76 ± 13.9

da

15.1 ± 1.9 bb

10.5 ± 2.6 dc

12.2 ± 3.2 bc

Sobrenadante A 191.39 ± 42.6

ea

36.5 ± 25.5 cb

18.7 ± 9.4 ec

18.4 ± 6.3 cc

Sobrenadante B 45.27 ± 14.7

da

16.6 ± 3.0 bb

7.7 ± 3.2 dc

14.3 ± 6.0 bb

Los valores se expresan como promedio (n=3) ± desviación estándar. Primer superíndice diferente en cada columna significa diferencia estadística (Tukey, p<0.05). Segundo superíndice diferente en cada renglón significa diferencia estadística (Tukey, p<0.05). AG: ácido gálico. Extracto 1 (metanol absoluto con HCl 2%), Extracto 2 (metanol/agua 50:50 v/v y después acetona/agua 70:30 v/v), Sobrenadante A del Extracto 2 (metanol/agua 50:50 v/v), Sobrenadante B del extracto 2 (acetona/agua 70:30 v/v).

Las metodologías anteriormente mencionadas son usualmente utilizadas

para la cuantificación de compuestos polifenólicos presentes en extractos acuoso-

orgánicos de alimentos sólidos o bebidas. Sin embargo, la cuantificación de taninos

condensados o proantocianidinas de alto peso molecular, principales compuestos

polifenólicos presentes en los residuos de extracción, se ha basado hasta ahora en

la utilización de hidrólisis ácidas. Así, los polifenoles hidrolizables extraídos por

metanólisis son cuantificados por Folin-Ciocalteu a 750 nm utilizando curvas de

calibrado de ácido gálico, cafeico o algún ácido benzoico similar dependiendo de la

muestra (Hartzfeld y col., 2002) y las proantocianidinas de alto peso molecular son

depolimerizadas por hidrólisis con butanol/HCl transformándose en cationes flavilium

dando una solución coloreada (roja) que puede medirse a 554 nm utilizando

estándares de flavanoles o antocianidinas conocidos (Porter y col., 1986).

44

Utilizando estas metodologías se analizaron las muestras de este estudio y

los resultados se muestran en el Cuadro 6.6, con respecto a los taninos

condensados la concentración es muy similar entre mango y guayaba, sin embargo,

para taninos hidrolizables el mango presenta 14 veces más concentración.

Para corroborar estos resultados se realizó una cuantificación de los

diferentes compuestos fenólicos utilizando cromatografía de líquidos, los extractos

fueron analizados a diferentes longitudes de onda 260 nm, 280 nm y 320 nm. Estos

resultados se muestran en las Figuras 6.2, 6.3, 6.4 y 6.5 y se resumen en el Cuadro

6.7.

Se observa que la concentración de ácido gálico, protocatecoico, siríngico y

elágico, así como, catequina fue mayor en la muestra de mango que de guayaba y

vainillina, benzoico, resveratrol y epicatequina fueron los componentes mayoritarios

en las muestras de guayaba. Los resultados también permiten corroborar que para

ambas muestras hay menor concentración de taninos hidrolizables comparado con

los taninos condensados.

Cuadro 6.6. Concentración de polifenoles no extraíbles en los extractos acuoso-

orgánicos del subproducto de mango y de guayaba.

Extracto de la hidrólisis con butanol acidificado

para taninos condensados

Extracto de la hidrólisis con metanol acidificado

para taninos hidrolizables

Fruta Absorbancia a 550 nm,

pH=5.5±0.1

Concentración de metil galato en mg/g de

muestra

Mango 0.630 ± 0.27 8.33 ± 0.70

Guayaba 0.691 ± 0.34 0.60 ± 0.66

Los valores se expresan como promedio (n=3) ± desviación estándar.

45

Figura 6.2. Compuestos fenólicos identificados en el extracto de polifenoles

extraíbles de subproducto de mango (A) y subproducto de guayaba

(B) detectados a max 280 nm. El solvente utilizado para la extracción fue metanol-agua (70:30 v/v)

y se identificaron: ácido gálico (3.284), epicatequina (EGC) (7.82), epicatequina (EC) (18.47) y catequina (5.2).

A

B

46

Figura 6.3. Compuestos fenólicos identificados en el extracto de taninos

hidrolizables de guayaba detectados a max 260 nm (A) y 320 nm (B).

El solvente utilizado para la extracción fue metanol-agua (70:30 v/v) y

se identificaron: ácido gálico (3.284), ácido clorogénico (12.8), ácido

elágico (21.9) y a max 320 nm: ácido hidroxicinámico (10.5).

max 260 nm

max 320 nm

47

Figura 6.4. Compuestos fenólicos identificados en el extracto de taninos

condensados de mango (A) y guayaba (B) detectados a max 260 nm. El solvente utilizado para la extracción fue metanol-agua (70:30 v/v) y

se identificaron; epicatequina (EGC) (7.82), catequina (5.2), epicatequina (EGC)(7.82), epigalocatequingalato (EGCG) (20.0).

A

B

48

Figura 6.5. Compuestos fenólicos identificados en el extracto de taninos

condensados de mango (A) y guayaba (B) detectados a max 280 nm. El solvente utilizado para la extracción fue metanol-agua (70:30 v/v) y

se identificaron: catequina (5.2), epigalocatequina (EGC) (10.31), epicatequina (EC) (18.47), epigalocatequinagalato (EGCG) (20.0).

A

B

49

Cuadro 6.7. Concentración de compuestos fenólicos identificados por HPLC en los extractos acuoso-orgánicos de subproducto de mango y de guayaba.

Mango

g / g muestra

Guayaba

g / g muestra

Compuesto bioactivo

PE (Extracto 2)

PNE (Extracto 3)

PNE (Extracto 4)

PE (Extracto 2)

PNE (Extracto

3)

PNE (Extracto 4)

Gálico 791.6 ± 11.2 Nd 184.7 ± 0.9 308.8 ± 18.5 115.4 ± 0.1 34.9 ± 0.7

Vanílico Nd Nd 183.6 ± 2.0 Nd Nd 103.7 ± 1.0

Protocate-coico

1305.9 ±21.4 Nd Nd 354.0 ± 21.9 Nd Nd

Siringico 1793.9 ±12.0 Nd 180.7 ± 0.8 284.2 ± 6.1 Nd 258.0 ± 2.4

Catequina Nd 40.9 ± 0.4 7.60 ± 0.2 Nd 8.00 ± 0.6 Nd

Epigalocate-quin galato (EGCG)

Nd 44.5 ± 0.3 278.4 ± 1.2 343.1 ± 34.2 58.4 ± 2.9 22.1 ± 0.2

Epicatequi-na (EGC)

Nd Nd 451.7 ± 2.6 242.3 ± 3.3 Nd 1302.3 ± 2.0

Benzoico Nd Nd 98.2 ± 0.3 68.4 ± 4.9 211.0 ± 0.1 274.4 ± 1.8

Elágico 832.5 ± 31.9 Nd Nd 128.0 ± 5.9 Nd Nd

Vainillina Nd Nd Nd Nd Nd 424.4 ± 3.9

Resveratrol Nd Nd 17.8 ± 0.3 Nd 171.6 ± 0.8 268.8 ± 1.4

Los valores se expresan como promedio (n=3) ± desviación estándar. Nd No detectado. PE = polifenoles extraíbles, PNE = polifenoles no extraíbles, Extracto 2 (metanol/agua 50:50 v/v y después acetona/agua 70:30 v/v), Extracto 3 (Hidrólisis en metanol acidificado para determinar Taninos hidrolizables), Extracto 4 (Hidrólisis en butanol acidificado para determinar Taninos condensados –proantocianidinas-).

Jiménez-Escrig y col. (2001) valoraron extractos de cáscara de guayaba y de

pulpa de guayaba como potenciales fibras dietarias antioxidantes encontrando

valores más altos de polifenoles totales (en mg eq. AG/g) que los encontrados en los

extractos de este estudio; 58.7 para la cáscara y de 26.3 para la pulpa de guayaba.

Por su parte, Vergara-Valencia y col. (2006) caracterizaron fibras de mango no

maduro para valorar su posible aplicación como ingrediente en productos de

panadería; estos autores reportan un valor mucho menor de polifenoles extraíbles de

16.14 mg/g con respecto a los encontrados en las muestras de este estudio.

50

Además de considerarse que las muestras de este estudio son residuos

obtenidos después de un proceso de despulpado y lavado que ha recibido la fruta,

las variaciones en el contenido total de polifenoles pueden deberse a distintos

factores: diferencias en el potencial genético de cada cultivar en cuanto a la

biosíntesis de polifenoles, madurez del fruto, estación del año, fertilizantes utilizados,

tipo de suelo, condiciones de transporte y almacenamiento y cantidad de luz recibida

por los frutos (Al-Farsi y col., 2007).

6.3 Análisis de capacidad antioxidante

Los extractos de polifenoles extraíbles (PE) usando como solvente de

extracción metanol absoluto con ácido clorhídrico al 2% (E1) y el extracto con

metanol/agua (50:50 v/v) y en seguida con acetona/agua (70:30 v/v) (E2) se usaron

para evaluar la capacidad antioxidante de las muestras de subproducto de este

estudio y los resultados se presentan en el Cuadro 6.8 encontrándose una mayor

capacidad antioxidante para la guayaba que para el mango en ambos ensayos

(ABTS y DPPH) y para ambos extractos (E1 y E2). El ensayo con DPPH muestra

valores más altos que con ABTS; esto es un indicativo de la posible acción de

compuestos fenólicos más hidrofílicos en los extractos. En relación con valores de

capacidad antioxidante de otras frutas y vegetales se tiene que el encontrado por

ABTS en la muestra de este estudio para guayaba (39.37 M eq. Trolox / g) es

menor que los reportados por Bensadón y col. (2010) para cladodios de nopal (52.37

y 57.55 M eq. Trolox / g), mientras que los encontrados para mango (81.56, 87.45 y

88.05 M eq. Trolox / g) son mayores que para guayaba, nopal y tuna verde (66.33

M eq. Trolox / g) también reportados por Bensadón y col. (2010).

Se realizaron ensayos con distintas concentraciones de los extractos para

determinar el IC50 obteniéndose valores más altos para las muestras de mango que

se muestran en las Figuras 6.6 y 6.7. Esto indica que se requiere de mayor cantidad

de esta muestra para obtener el equivalente al 50% de la inhibición del radical con

respecto a lo obtenido mediante el uso del estándar Trolox; esta fibra presenta

51

menor potencial antioxidante a pesar de presentar mayor concentración de

compuestos fenólicos lo cual es un indicativo de que estos compuestos pueden estar

enlazados a componentes que les impiden el atrapamiento de radicales libres.

Debido a que la capacidad antioxidante se determinó en los extractos totales

de las muestras de subproducto de mango y guayaba en estos resultados no se

puede diferenciar la contribución particular de polifenoles u otros compuestos como

ácido ascórbico o carotenos. Palafox-Carlos (2012) reporta que los ácidos fenólicos

presentes en mango Ataulfo pueden interactuar de manera sinérgica o inhibitoria y

que esta interacción afecta los valores de capacidad antioxidante en un extracto. Por

otro lado González-Aguilar (2007) reporta que el contenido de -caroteno y ácido

ascórbico no tuvieron una influencia significativa en la capacidad antioxidante de

mango fresco en rebanadas sometido a radiaciones UV-C.

Cuadro 6.8. Capacidad antioxidante (ABTS y DPPH) en extractos de polifenoles extraíbles del subproducto de mango y de guayaba.

ABTS TEAC

(M eq. Trolox / g)

ABTS (IC50)

DPPH TEAC

(M eq. Trolox / g)

DPPH (IC50)

Extracto 1

Mango 88.05 ± 0.4 a 1.96 96.15 ± 1.2 d 5.81

Guayaba 81.56 ± 1.7 b 1.76 95.69 ± 2.6 d 4.82

Extracto 2

Mango 87.45 ± 2.9 a 2.55 91.70 ± 3.2 ea 4.94

Guayaba 39.37 ± 3.6 c 2.13 78.54 ± 0.3 f 3.58

Cada valor se expresa como el promedio (n=3) ± la desviación estándar. Superíndice diferente significa diferencia estadística (Tukey, p<0.05).

Estudios realizados en residuos de otras frutas reportados por Djilas (2009)

obtuvieron valores de IC50 de 6.3 a 12.2 para especies de manzana y de 5.5 a 6.8

para residuos de uva la cual ha sido correlacionada con la presencia de catequina y

epicatequina en semilla y con rutina y resveratrol en cáscara de los cuales el

52

extracto de guayaba mostró valores más altos que el de mango. Para el caso de los

extractos de este estudio se detectaron mayores concentraciones de

epigalocatequingalato y epicatequina en guayaba que en mango lo que puede

deberse a que el primero contiene mayor proporción de semilla en el subproducto

con respecto a la cantidad de pulpa o cáscara.

Figura 6.6. Capacidad antioxidante mediante el ensayo DPPH de diferentes

extractos del subproducto de mango y guayaba. Extracto 1 (metanol absoluto con HCl 2%) y Extracto 2 (metanol/agua 50:50 v/v y después acetona/agua 70:30 v/v). IC50 representa la concentración de muestra necesaria para lograr el 50% de inhibición.

Extracto 1

Extracto 2

53

Figura 6.7. Capacidad antioxidante en ensayo ABTS en extractos diferentes.

Extracto 1 (metanol absoluto con HCl 2%) y Extracto 2 (metanol/agua 50:50 v/v y después acetona/agua 70:30 v/v) de las muestras de mango y de guayaba. IC50 representa la concentración de muestra para lograr el 50% de inhibición.

La diferencia en porcentajes de FI para las muestras de mango y guayaba

(siendo en esta mayor) es un factor adicional que puede contribuir a las diferencias

en capacidad antioxidante observadas debido a las distintas interacciones entre los

polifenoles de alto peso molecular con la matriz de fibra de la muestra.

Extracto 1

Extracto 2

54

6.4 Índice de retardamiento de difusión de glucosa

Con el fin de determinar el valor funcional de las muestras de subproducto

de este estudio como fibras hipoglucemiantes se realizó un ensayo in vitro para

evaluar su capacidad de inhibir el paso de glucosa a través de una membrana en un

sistema de diálisis. Este sistema permite evaluar la capacidad de la muestra de

retardar la difusión de glucosa posprandial simulando el transporte a través de las

paredes del intestino delgado; la Figura 6.8 muestra el comportamiento de las

concentraciones de glucosa en el dializado en distintos tiempos observando que la

muestra de subproducto de mango es la que reduce más la difusión de la glucosa en

el medio observándose mayor porcentaje de glucosa en el dializado (20.21),

mientras que la muestra de subproducto de guayaba no impide la difusión de

glucosa mostrando un menor porcentaje de la misma en el dializado (7.85) con lo

que se comporta de manera muy similar al control (sistema sin fibra). Se calcularon

las velocidades máximas (Vmáx) generando un modelo matemático polinomial de

segundo grado para los datos experimentales quedando: Y = ax2 + bx + c, donde Y

es el contenido de glucosa (mol); x es el tiempo (min); y a, b, c son los coeficientes

de la ecuación. La velocidad de difusión es la derivada de la parábola (Y’) en un

tiempo dado y se calculó con la ecuación Y’ = 2ax + b. Cuando x es cercano a cero

Y’ = Vmax = b.

El efecto de una fibra sobre la difusión de glucosa está estrechamente

relacionado a la viscosidad que se genera en el medio por efecto de la fibra; factores

como la capacidad de absorción de agua influyen en este comportamiento y fibras

con mayor CAA y mayor porcentaje de fibra soluble contribuyen a aumentar la

viscosidad del medio como es el caso de las muestras de subproducto de mango.

Otro factor que afecta la difusión de glucosa en un medio es la capacidad de la fibra

de ligarse a la misma, Ou (2001) reporta que este fenómeno ocurre a ciertas

concentraciones de glucosa en el medio y los resultados observados para la muestra

de guayaba pueden indicar que esta fibra no solamente no contribuye a generar un

medio viscoso sino que además no muestra afinidad por la glucosa. Finalmente, el

55

tercer factor asociado a este fenómeno tiene que ver con la inhibición de la enzima

-amilasa que se discute en la siguiente sección.

Figura 6.8. Sistema de diálisis del subproducto de mango y de guayaba: A) Vmáx; B) Gráficos de porcentaje de glucosa en el dializado; C) Índice de retardamiento de difusión de glucosa. La muestra control consistió de una solución de glucosa sin subproducto, las muestras de estudio consistieron de solución de glucosa y subproducto de mango y de guayaba respectivamente.

56

6.5 Porcentaje de inhibición de la enzima -amilasa

El almidón es el ingrediente predominante en los alimentos y se degrada a

maltosa rápidamente en el tracto gastrointestinal por efecto de las enzimas salivales

e intestinales; entre ellas la enzima alfa-amilasa. La maltasa se rompe en moléculas

de glucosa las cuales se absorben a través de las paredes del intestino delgado y

pasan a la sangre. En pacientes diabéticos la hiperglicemia y consecuentemente la

hiperinsulinemia son efectos no deseados. Una estrategia para el control de la

concentración de glucosa posprandial y por tanto para el control de la Diabetes Tipo

2 es la inhibición de las enzimas digestivas, entre ellas la -amilasa, sin embargo, la

excesiva inhibición por medicamentos conlleva a efectos colaterales como distención

abdominal, flatulencia y posible diarrea como resultado de una fermentación anormal

de los carbohidratos no digeridos en el colon (Horri y col., 19987).

Figura 6.9. Porcentaje de inhibición de la enzima a amilasa en un sistema de diálisis. La muestra control consistió de solución de almidón y enzima sin subproducto, las muestras de estudio consistieron de solución de almidón con la enzima y subproducto de mango y de guayaba respectivamente.

Es así como el uso de inhibidores naturales con suave actividad inhibitoria

en comparación con el uso de fármacos se vuelve una opción deseable contra la

hiperglicemia posprandial con reducidos efectos colaterales (Kwon y col., 2007,

Apostolidis y col., 2006).

57

El ensayo de inhibición de la enzima -amilasa se realizó para evaluar la

capacidad de las fibras del estudio para inhibir la acción de la enzima en el proceso

digestivo de los alimentos. Se encontró que la muestra de subproducto de mango

presenta un 64.06 % de inhibición de la acción de la enzima y que la muestra de

subproducto de guayaba no disminuye la capacidad de dicha enzima (Figura 6.9).

El contenido de polifenoles en un extracto está asociado a la capacidad

inhibitoria de las enzimas digestivas del mismo. Se ha reportado que las enzimas

digestivas, entre ellas la -amilasa sufren un efecto inhibitorio causado por taninos

los cuales reducen la digestibilidad de las proteínas (Kumar, 2010). En el caso de las

fibras de este estudio se encontró que la de mango presenta notablemente mayor

cantidad de taninos (expresada en mg de metil galato, en Cuadro 6.6) que la de

guayaba (8.33 contra 0.60 mg/g) lo que podría explicar la incapacidad de esta última

de inhibir la acción de la enzima.

58

VII. CONCLUSIONES

- Las muestras de subproducto de mango presentaron mejores propiedades

fisicoquímicas y mayor cantidad de fibra soluble.

- Respecto a los fitoquímicos, el mango presentó mayor concentración de beta

caroteno, fenoles extraíbles, flavonoides y taninos hidrolizables, este

resultado fue confirmado por HPLC.

- A pesar de la menor concentración de fitoquímicos totales en el subproducto

de guayaba, esta presento mayor capacidad antioxidante (ABTS y DPPH), por

lo tanto, esto pudiera estar relacionado con su perfil de fenoles, siendo

abundante en ácido benzoico, resveratrol, epicatequina y vainillina.

- El subproducto de mango presento una mejor capacidad de atrapamiento de

glucosa y de inhibición de la enzima -amilasa in vitro, por lo tanto, podría

disminuir los niveles de glucosa sanguínea.

- Los subproductos de mango y guayaba pueden ser considerados como una

alternativa para ser utilizados como fibra antioxidante.

.

59

VIII. LITERATURA CITADA

Adiotomre, J.; Eastwood, M. A.; Edwards, C. A.; Brydon, W. G. 1990. Dietary fiber: in

vitro methods that anticipate nutrition and metabolic activity in human. A. J.

Clin. Nutr. 52: 128-134.

Al-Farsi, M. y col. 2007. Compositional and functional characteristics of dates, syrups

and their by-produtcs. Food Chem. 104:943-947.

Amarowicz, R.; Pegg, R. B. 2006. Content of proanthocyanidins in selected plant as

determined via n-butanol/HCl hydrolysis in a colorimetric assay or by HPLC.

Pol. J. Food Nutr. Sci. 15(3): 319-322.

Ames, B. 1995. An antioxidant defense in humans against oxidant- and radical-

caused aging and cancer, a hypothesis. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 78(11):

6858-6862.

Anderson, R. A.; Conway, V. F.; Pfeifer, V. F.; Griffin, E.L. 1969. Gelatinization of

corn grits by roll – and extrusion – cooking. Cereal Science Today. 4: 4-12.

AOAC International. 1999.Official Methods of Analysis of AOAC International.

Association of official agriculture chemists.

Arranz, S. 2010. Compuestos polifenólicos (extraíbles y no extraíbles) en alimentos

de la dieta española: metodología para su determinación e identificación.

ISBN: 978-84.

Antolovich, M.; Prenzler, P.; Robards, K.; Ryan, D. 2000. Sample preparation in the

determination of phenolic compounds in fruits. Analyst. 125(5): 989-1009.

Apostolidis, E. y col. 2006. Potential of select yogurts for Diabetes and Hypertension

Management. J. of Food Bioq. 30:699-717.

Barragán, H. 2008. Aplicaciones biotecnológicas de microorganismos halófilos. Rev.

Sist. Amb. 2(1): 44-50.

Belitz, H.; Grosh, W. Química de los Alimentos. Acribia. Zaragoza. p. 659-669.

Bennami, N.; Fadhil, H.; Cherrah, Y.; Bouayadi, F. E.; Kohel, L.; Marquie, G. 2000.

Therapeutic effect Olea europea var. Oleaster leaves on lipid and

carbohydrate metabolism in obese and prediabetic sand rats (Psammomys

obesus). Ann. Pharm. Fr. 58: 4271-4277.

60

Bensadón, S. y col. 2010. By-Products of Opuntia ficus-indica as a Source of

Antioxidant Dietary Fiber. Plant Foods Hum. Nutr. 65:210-216.

Boots, A. W.; Drent, M.; Boer, V. C.; Bast, A.; Haenen, G. R. 2011. Quercetin

reduces markers of oxidative stress and inflammation in sarcoidosis. Clin.

Nutr. 30(4): 506-12.

Burns, R. E. 1971. Methods for estimation of tannin in grain sorghum. Agronomy

Journal. 63: 511-512.

Cabré, E. 2004. Fiber supplementation of General formula diets: A look to the

evidence. Clin. Nutr. Suppl. 1: 63-71.

Carpita, N.; Gibeaut, D.M. 1993. Structural models of primary cell walls of flowering

plants: consistency of molecular structure with the physical properties of the

walls during growth. Plant Journal. 3: 1-30

Cerdá, B.; Periago, P.; Espín, J. C.; Barberán, F. A. 2005. Identification of urolithin A

as a metabolite produced by human colon microflora from ellagic acid and

related compounds. J. of Agric. and Food Chem. 53(14): 5571-5576.

Chau, C. F.; Chen, C. H.; Lin, C. Y. 2004. Insoluble fiber-rich fractions derived from

Averrhoa carambola: hypoglycemic effects determined by in vitro methods.

Food Sci. and Technol. 37: 331-335.

Chau, C. y Huang, Y. 2003. Comparison of the chemical composition and

physicochemical properties of different fibers prepared from the peel of Citrus

sinensis L. cv. Liucheng. J. Agric. Food Chem. 51: 2615-2618.

Chávez-Zepeda. L. P. y col. 2009. Utilización de subproductos agroindustriales como

Fuente de fibra para productos cárnicos. NACAMEH. 3(2): 71-82.

Córdoba-Villalobos, J. A. 2009. Sobrepeso y obesidad, problemas de salud pública

en México. Cirugía y Cirujanos. 77(6): 421-422.

Cork, S. J.; Krockenberger, A. K. 1991. Methods and pitfalls of extracting condensed

tannins and other phenolics from plants: Insights from investigations on

Eucalyptus leaves. J. of Chem. Ecol. 17(1): 123-134.

Cruz, M. 2002. Caracterización fisicoquímica, fisiológica y funcional de residuos

fibrosos de cáscara de maracuyá (Pasiflora edulis). México. Facultad de

Ingeniería Química. Universidad Autónoma de Yucatán. p.156.

61

D’Archivio, M., Filesi, C., Di Benedetto, R., Gargiulo, R., Giovannini, C., Masella, R.

2007. Polyphenols, dietary sources and bioavailability. Ann Ist Super Sanità.

4:348-361.

Djilas, S. 2009. By-products of fruit processing as a source of phytochemicals. Chem.

Ind. & Chem. Eng. Qrt. 15(4) 191-202.

Dobroslawa, B.; Kasimsetty, S. G.; Khan, S.I.; Daneel, F. 2009. Urolithins, instestinal

microbial metabolites of pomegranate-ellagitannins, exhibit potent antioxidant

activity in a cell-based assay. J. of Agric. and Food Chem. 57(21): 10181-

10186.

Fennema, O. 1993. Química de los alimentos. Acribia, Zaragoza, España. p. 582.

FMD. Federación Mexicana de Diabetes. Consultada el 22-06-2011. Disponible en:

http://www.fmdiabetes.org.

Giovannucci, E. 2002. Modifiable risk factors for colon cancer. Gastroenterol Clin.

North Am. 31: 925–43.

González-Aguilar, G.A., y col. 2007. Irradiación (UV-C) de mango fresco cortado y su

efecto en la capacidad antioxidante. Disponible en:

http://www.horticom.com/pd/imagenes/65/983/65983.pdf

González, I. 2010. Caracterización química del color de diferentes variedades de

guayaba (Psidium guajava L.) colombiana. Universidad Nacional de Colombia.

p. 16.

Goñi, I.; Diaz, M. E.; Pérez, J.; Saura, F. D. 2009. Towards an updated methodology

for measurement of dietary fiber including associated polyphenols in food and

beverages. Food Res. Int. 42: 840-846.

Gross, J. 1987. Pigments in fruits. Academic Press, London. p. 303.

Hassan, F. A.; Ismail, A.; Abdulhamid, A.; Azlan, A. 2011. Identification and

Quantification of Phenolic Compounds in Bambangan (Mangifera pajang Kort.)

Peels and Their Free Radical Scavenging Activity. J. Agric. Food Chem. 59:

9102–9111.

Halliwell, B.; Whiteman, M. 2004. Measuring reactive species and oxidative damage

in vivo and in cell culture. Br. J. Pharmacol. 142: 231-255.

62

Hartzfeld, P. W.; Forkner, R.; Hunter, M. D.; Hagerman, A. E. 2002. Determination of

hydrolyzable tannins (gallotannins and ellagitannins) after reaction with

potassium iodate. J. of Agr. and Food Chem. 50(7): 1785-1790.

Holst, B.; Williamson, G. 2008. Nutrients and phytochemicals: from bioavailability to

bioefficacy beyond antioxidants. Current opinion in biotechnology. 19(2): 73-

82.

Jiménez-Escrig, A., y Sánchez-Muñiz, F. J. 2000. Dietary fibre fromedible seaweeds:

chemical structure, physicochemical properties and effects on cholesterol

metabolism. Nut. Resch. 20:585-598.

Kim, H.; Kim, O.; Sung, M. 2003. Effects of phenol-depleted and phenol-rich diets on

blood markers of oxidative stress, and urinary excretion of quercetina and

kaempferol in healthy volunteers. Journal of the American College of Nutrition.

22(3): 217-223.

Kumar, D. S. 2010. Inhibitory effects of ethanolic extract of Piper trioicum on

amylase, lipase and -glucosidase. Der Pharmacia Lettre. 2(1): 237-244.

Kuskoski, E., y col. 2005. Aplicación de diversos métodos químicos para determinar

capacidad antioxidante en pulpa de frutos. Ciencia y Tecnología de Alimentos,

ISSN 0101-2061.

Kritchevsky, D. 1997. Dietary Fiber in Health and Disease. Advances in Experimental

Medicine and Biology, Plenum Press. Volumen 427.

Kwon, Y. E., y col. 2007. Evaluation of pepper (Capsicum Annum) for management

of diabetes and hypertension. J. of Food Bioq. 31:370-385.

Lafrance, L.; Raabasa, R.; Poisson, D.; Ducros, F.; Chiasson, J. L. 1988. Effects of

different glycemic index foods and dietary fiber intake on glycemic control in

type 1 diabetic patients on intensive insulin therapy. Diabetes Med. 15: 972-

978.

Larrauri, J. A.; Cerezal, P.; Batista, A. R.; López, B. A. 1994. Caracterización de

residuos de tomate, pimiento y guayaba. Alimentaria. 94: 81-85.

Larrauri, J. A., y col. 1996. Mango peles as a new tropicl fibre: preparation and

characterization. Lebensmittel-Wissenschaft und Technologie, 29:729-733.

63

López, R. J.; Martínez, A. B.; Luque A.; Pons, J. A.; Vargas A.; Iglesias, J. R.;

Hernández M.; Villegas J. A. 2008. Efecto de la ingesta de un preparado

lácteo con fibra dietética sobre el estreñimiento crónico primario idiopático.

Nutrición Hospitalaria. 23(1): 12-19.

Manach, C.; Donovan, J. L., 2004. Pharmacokinetics and metabolism of dietary

flavonoids in humans. Free Radical Research. 38(8), 771-785.

Martínez, H. E.; Corte, L. Y.; Ortiz, R. 2008. Efecto del consumo de la fibra dietética

en la expresión cuantitativa del receptor de butirato GPR43 en colon de

ratas. Nutrición Hospitalaria. 26: 1052-1058.

Marquina, V.; Araujo, L.; Ruiz, J.; Rodríguez, A. 2008. Composición química y

capacidad antioxidante en fruta, pulpa y mermelada de guayaba (Psidium

guajava L.). Archivos Latinoamericanos de Nutrición, ALAN. 58(1): 1-10.

Marrugat, J., Covas, MI., Fito, M., Schroder, H., Miro-Casas, E., Gimeno, E., Lopez-

Sabater, MC., de la Torre, R., Farre, M., 2004. Effects of differing phenolic

content in dietary olive oils on lipids and LDL oxidation - a randomized

controlled trial. Eur J Nutr. 43:140-7.

Maxsón, E. D.; Rooney, L. W. 1972. Evaluation of methods for tannin Analysis in

Sorghum Grain. Cereal Chemistry. 49: 719-729.

Meléndez, A. J.; Vicario, I. M.; Heredia, F. J. 2007. Pigmentos carotenoides:

consideraciones estructurales y fisicoquímicas. Archivos Latinoamericanos

de Nutrición, ALAN. 57(2).

Ou, S.; Kwok, K. C.; Li, Y.; Fu, L. 2001. In Vitro Study of Possible Role of Dietary

Fiber in Lowering Postprandial Serum Glucose. J. of Agri. and Food Chem.

49(2): 1026-1029.

Pacheco, E., y Rivas, N. 1992. Efecto de la hidrólisis con tripsina y pepsina sobre las

propiedades funcionales de la harina de ajonjolí. Rev. Fac. Agron. (Maracay).

18: 107-117.

Palafox-Carlos, H., y col. 2012. Antioxidant Interactions betweer Major Phenolic

Compounds Found in ‘Ataulfo’ Mango Pulp: Chlorogenic, Gallic,

Protocatechuic and Vanillic Acids. Molecules. 17:12657-12664.

64

Pérez-Jiménez, J., Lluís-Torres, J. 2011. Analysis of Nonextractable Phenolic

Compounds in Foods: The current state of the art. J. of Agri. And Food Chem.

59:12713-12724.

Perez, J.; Saura, F. 2005. Literature data may underestimate the actual antioxidant

capacity of cereals. J. of Agric. and Food Chem. 53(12): 5036-5040.

Porter, L. J.; Hrstich, L. N.; Chan, B. G. 1986. The conversion of procyanidins and

prodelphinidins to cyanidin and delphinidin. Phytochem. 25: 223-30.

Price, M. L.; Van, S.; Butler, L.G. 1978. A critical evaluation of the vanillin reaction as

an assay for tannin in sorghum grain. Agric. Food Chem. 26(5): 1214-1218.

Prosky, L.; Asp, N. G.; Scheweizer, T.; Furda, I.; Devries, J. W. 1998. Determination

of Insoluble, Soluble, and Total Dietary Fiber in Food and Products:

Interlaboratory study. J. Assoc. Anal. Chem. 71: 1018-23.

Raghavendra S., y col. 2006. Grinding characteristics and hydration properties of

coconut residue: A source od dietary fiber. J. Food Eng. 72: 281-286.

Ramamurthy, M. S.; Maiti, B.; Thomas, P.; Nair, M. P. 1992. High -Performance

Liquid Chromatography Determination of Phenolic Acidsin Potato Tubers

(solanum tuberosum) during Wound Healing. J. Agric. Food Chem. 40: 569-

572.

Ramírez, N. 2008. Optimización del proceso de elaboración de pulpa de tomate de

árbol (Solanum betaceum Cav), maximizando la retención de ácido ascórbico.

Ecuador. Escuela de Ingeniería en Industrias Agropecuarias. Universidad

Técnica Particular de Loja. [Tesis previa a la obtención de título de ingeniería

en Industrias Agropecuarias]. p.119.

Ramírez, A. y Pacheco, E., 2009. Propiedades funcionales de harinas altas en fibra

dietética obtenidas de piña, guayaba y guanábana. Interciencia. 34(4): 293-

298.

Rechner, A. R.; Smith, M. A.; Kuhnle, G.; Gibson, G. R.; Debnam, E. S.; Srai, S. K.;

Moore, K. P.; Rice, C. A. 2004. Colonic metabolism of dietary polyphenols:

Influence of structure on microbial fermentation products. Free Radical Biology

and Medicine. 36(2): 212-225.

65

Rosado, J.; Díaz, M. 1995. Propiedades fisicoquímicas relacionadas con función

gastrointestinal de seis fuentes de fibra dietética. Rev. Invest. Clin. 47(4):

283-289.

Robles, M.; Gorinstein, S.; Belloso, O.; Astiazaran, H.; Gonzalez, G.; Cruz, R. 2007.

Frutos tropicales mínimamente procesados: potencial antioxidante y su

impacto en la salud. Interciencia. 32(4): 227-232.

Rodríguez-Amaya, D. B. 2001. A Guide to Carotenoid Analysis in Foods. ILSI

PRESS International Life Sciences Institute. United States of America. 5-6.

Sanjinez, E. J.; Cunha, R. L.; Menegalli, F. C.; Hubinger, M. D. 2005. Evaluation of

total carotenoids and ascorbic acid in osmotic pretreated guavas during

convective drying. Italian J. of Food Sci. 17(3): 305-314.

Sathe, S. K.; Salunkhe, D. K. 1981. Isolation, partial characterization and modification

of the great northern bean (Phaseolus vulgaris) starch. J. of Food Sci. 46(4):

617-621.

Saura, F. 1998. Antioxidant dietary fiber product: A new concept and a potential food

ingredient. J. of Agric. and Food Chem. 46:4303-4306.

Saura, F. 2011. Dietary Fiber as a Carrier of Dietary Antioxidants: An Essential

Physiological Function. J. of Agric. and Food Chem. 59:43-49.

Saura, F.; Serrano, J.; Goñi, I. 2007. Intake and bioaccessibility of total polyphenols

in a whole diet. Food Chemistry. 101: 492-501.

Secretaría de Salud. Consultada el 12-07-2011. Disponible en:

http://portal.salud.gob.mx/.

Singleton, V. L.; Rossi, J. A. 1965. Colorimetry of total phenolics with

phosphomolybdic-phosphotungstic acid reagents. Am. J. Enol. Viticulture. 16:

144-158.

Scalbert, A., Manach, C., Morand, C., Remesy, C., Jimenez, L. 2005. Dietary

polyphenols and the prevention of diseases. Crit. Rev. Food Sci Nutr. 45:287-

306

Schneeman, B. O. 1986. Physical and chemical properties, methods of analysis, and

physiological effects. Food Technol. 2:104-110.

66

Shahidi, F., Naczk, M., Pegg, R. B., & Synowiecki, J. (2004). Chemical composition

and nutritional value of processing discards of cod (Gadus morhua). Food

Chemistry, 42(2), 145-151.

Thibault, J. F.; Renard, C. M. 1991. Composition and physic-chemical properties of

apple fibers from fresh fruits and industrial products. Lebensmittel-Wissenshaft

Technol. 24(6): 525-527.

Tsang, C.; Auger, C.; Mullen, W.; Bornet, A.; Rouanet, J. M.; Crozier, A.; Teissere, P.

L. 2005. The absorption, metabolism and excretion of flavan-3-ols and

procyanidins following the ingestion of a grape seed extract by rats. British

Journal of Nutrition. 94(2): 170-181.

Vergara, N., y col. 2006. Fibre concentrate from mango fruit: Charanterization,

associated antioxidant capacity and application as a bakery product

ingredient. LTW-Food Sci. Technol. 40: 722-729.

Villalba, M.; Yepes, I. M.; Arrázola, I. G. 2006. Caracterización fisicoquímica de frutas

de la zona del Sinu para su agroindustrialización. Temas Agrarios. 11(1): 15-

23.

Villarroel, M.; Acevedo, C.; Yánez, E.; Biolley, E. 2003. Propiedades funcionales de

la fibra del musgo Sphagnum magellanicum y su utilización en la formulación

de productos de panadería. Arch. Lat. Nutr. 53: 1-15.

Wang, C. J.; Wang, J. M.; Lin, W. L.; Chu, C. Y.; Chou, F. P.; Tseng, T. H. 2000.

Protective effect of Hibiscus anthocyanins against tert-butyl hydroperoxide-

induced hepatic toxicity in rats. Food Chem. Toxicol. 38: 411–416.

Willem, J.; Jones, J.; MacClearly, B.; Topping, D. 2010. Dietary Fibre: New Frontiers

for Food and Health. Wageningen Academic Publishers: Wadeningen. p.:25-

28.

Yepes, S. M.; Montoya, L. J.; Orozco, F. 2008. Valorización de residuos

agroindustriales-frutas en Medellín y el sur del valle del Aburrá, Colombia.

Rev. Fac. Nac. de Agron. 61(1): 4422-4431.

Zaragoza, M., y col. 2001. Propiedades funcionales y metodología para su

evaluación en fibra dietética. En: Fibra dietética en Iberoamérica: tecnología y

67

salud: obtención, caracterización, efecto fisiológico y aplicaciones en

alimentos. Capítulo 14. Varela. Sao Paulo. Brasil. p.: 195-209.