Effets de la salinité sur l’activité des bactéries · universite kasdi merbah-ouargla faculte...

UNIVERSITE KASDI MERBAH-OUARGLA

FACULTE DES SCIENCES DE LA NATURE ET DE LA VIE

DEPARTEMENT DES SCIENCES BIOLOGIQUES

Mémoire

MASTER ACADIMIQUE

Domaine: Sciences de la nature et de la vie

Filière : Biologie

Spécialité : Microbiologie appliquée

Présenté par:

Bireche yamina et Berregui fatiha

Thème

Effets de la salinité sur l’activité des bactéries

hydrocarbonoclastes

Soutenu publiquement

Le : 09/06/14

Devant le jury :

- CHELOUFI. H (Professeur) Président UKM Ouargla

- OULD EL HADJ-KHELIL A. (Professeur) Encadreurs UKM Ouargla

- BOUDERHEM .A (MAA) Co -Encadreur UKM Ouargla

- HASSAINE .A (MAA) Examinatrice UKM Ouargla

- ANNOU. G (MAA) Examinatrice UKM Ouargla

Année universitaire: 2013/2014

Nous tenons tout d’abord à remercier ALLAH le tout puissant de nous avoir aidé à

réaliser ce modeste travail.

Nous remercions très chaleureusement notre encadreur Mme OULDELHADJ-KHELIL A.,

Professeur àl’Université Kasdi Merbah-Ouargla, qui n’aménagé aucun effort pour que ce

mémoire puisse voire le jour. Nous lui exprimons notre gratitude de nous avoir dirigé,

encouragé et sur tout aidé a fin de réaliser ce travail.

Nous a dressons nos remerciements à notre Co-encadreur Melle

BOUDERHAM AMEL

Maitre assistant A à l’Université Kasdi Merbah-Ouargla pour notre avoir guidée et

soutenues.

Nous remercions les membres du jury, Monsieur CHELOUFI HAMID., Professeur

àl’Université Kasdi Merbah-Ouargla pour l’honneur qu’il nous fait en président ce jury.

Melle

HESSAINE A ,Maitre assistant A à l’Université Kasdi Merbah-Ouargla et Madame

ANNOU G., Maitre assistant à l’Université Kasdi Merbah-Ouargla pour avoir accepté

l’évaluation de ce mémoire et d’en être les examinatrices.

Nous remercions tous les enseignants de notre cursus universitaire qui ont contribué à nous

formation.

Nous remercions tous les travailleurs de laboratoire pédagogique de la faculté des sciences

de la nature et de la vie et des sciences de la terre et de l’univers sans exception.

Merci à toutes les personnes qui ont contribué de près ou de loin a la réalisation de ce

travail.

Remerciement

J’ai l’honneur de dédier ce travail :

A ma chère mère, qui ne cesse de m’encourager, de me souteni

Pendant toute ma formation.

A mon cher père.

A mes sœurs :, Kaltoom, Hakima, Naaima, Saida et

Gamra, Wafa. Zahia,

A mes frères : Abd elfateh, Lahssen et Ali.

A toute la famille Bireche.

A mon binôme : Berregui fatiha et sa famille.

A mes amis : Hanona, Fadila, Nrimene ,Halima

Merry, Samra, Imaine, jiji ,Nedjma.

Qui ont supporté mes sauts d'humeur.

A tous les étudiants de la promotion 2014 de la

Microbiologie appliquée.

Dédicacé

TABLE DE MATIERE

INTRODUCTION .......................................................................................................................................... 01

PARTIE I : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE ............................................................................................

Chapitre I : Généralités sur hydrocarbures ..................................................................................................... 03

I.1. Définition des hydrocarbures ..................................................................................................................... 03

I.2. Origine des hydrocarbures ......................................................................................................................... 03

I.3. Classification .............................................................................................................................................. 04

I.3.1. Hydrocarbures saturés.............................................................................................................................. 04

a. Alcanes linéaires .............................................................................................. 04Erreur ! Signet non défini.

b. Alcanes ramifiés ............................................................................................... 04Erreur ! Signet non défini.

c.Cycloalcanes ................................................................................................................................................... 04

I.3.2. Hydrocarbures aromatiques...................................................................................................................... 05

I.3.3 .Composés polaires ................................................................................................................................... 05

I.3.4. Asphaltènes ............................................................................................................................................. 05

I.4. Devenir des hydrocarbures dans l'environnement ...................................................................................... 05

1.4.1. Evaporation…………………………………………………………………………………………………………………………06

I.4.2. Solubilisation ..............................................................................................Erreur ! Signet non défini.06

I.4.3. Emulsification ......................................................................................................................................... 06

I.4.4. Sédimentation ........................................................................................................................................... 06

I.4.5.Photo-oxydation ........................................................................................................................................ 07

I.4.6.Biodégradation .......................................................................................................................................... 07

Chapitre II: biodégradation des hydrocarbures .............................................................................................. 08

II 1.Définition………….. ................................................................................................................................. 09

II.2.Voies de dégradation……………………………………………………………………………….09

II.2.1.Aérobie…………………………………………………………………………………………….09

II.2.2. Anaérobie ..................................................................................................Erreur ! Signet non défini.10

II.3.Mécanisme de dégradation ........................................................................................................................ 12

II.4.Modes d’assimilation des hydrocarbures par la cellule bactérienne .............Erreur ! Signet non défini.12

II.4.1-Utilisation de la phase dissoute(le transfert par solubilisation dans la phase aqueuse ) 12

II.4.2-Transfert interfacial direct(TID) II.4.3-Transfert micellaire (pseudo solubilisation) 12

II.4.3Transfert micellaire (pseudo solubilisation) 12

II.5. Bactéries hydrocarbonoclastes 12

II.6.Facteurs physiques et chimiques affectant la biodégradation : .................................................................. 15

II.6.1. Compositions de polluant ; ....................................................................... 15Erreur ! Signet non défini.

II.6.2. Température ; ............................................................................................ 16Erreur ! Signet non défini.

II.6.3. Ressources en oxygène ; ........................................................................... 16Erreur ! Signet non défini.

II.6.4. Pression ; ................................................................................................................................................ 17

II.6.5. Nutriments ; ........................................................................................................................................... 17

II.6.6. Humidité ; .............................................................................................................................................. 17

II.6.7. Potentiel d’hydrogène (pH) ; ................................................................................................................. 17

II.6.8. Effet de la salinité. ................................................................................................................................. 17

Chapitre III : Effet de la salinité sur la biodégradation des hydrocarbures ......................................................

III. 1. Les microorganismes halophiles ............................................................................................................ 18

III. 1. 1. Non halophiles .................................................................................................................................... 18

III. 1. 2. Faiblement halophiles ......................................................................................................................... 18

III. 1. 3. Halophiles modérés ....................................................................................................................... 18

. III. 1.4Halotolérants ....................................................................................................................................... 18

III.2. Mécanismes d’adaptation à la vie en milieu hypersalin .......................................................................... 19

III.2.1. Adaptation à la salinité par production d’osmoprotecteurs .................................................................. 19

III.2.2. Adaptation à la salinité par accumulation de KCl ................................................................................ 19

III.2 .3. Adaptation des protéines à l’hypersalinité ......................................................................................... 19

III.3. la salinité et la biodégradation ................................................................................................................. 20

PARTIE II: MATERIEL ET METHODES .......................................................................................................

I.. Matériel Biologique ..................................................................................................................................... 22

I.1. Sol……………….. .................................................................................................................................... 22

I.2. Bactéries ...........................................................................................Erreur ! Signet non défini.

I.3. Solution à déférent concentration de Na Cl .....................................................Erreur ! Signet non défini.

II.2 . Méthodologie ........................................................................................................................................... 23

II.2.1 .Evaluer la Tolérance des souches a différent dégréé de salinité .......................................................... 23

II.2.1.1. Sur gélose nutritive ................................................................................................................... 23

II.2.2.1.4 Sur M63 + 60ulde Pétrole brute ......................................................Erreur ! Signet non défini.

II.2. 2.Traitement. ............................................................................................................................................. 23

II.2.2.1 Evaluation de la biomasse bacterienne ............................................................................................... 23

II.2.2 Dosage de carbone organique totale COT. ............................................................................................ 24

PARTIE III: RESULTATS ET DISCUSSION .................................................................................................

III.1 Résultats

III.1.1. l’évaluation de la Tolérance des souches à différent dégréé de salinité ............................................... 25

III.1.1.1. Sur gélose nutritive. ........................................................................................................................... 25

I.1.1.2.Sur milieu M63 + 60 ul de Pétrole brute .............................................................................................. 26

III.1.2. Cinétique de la croissance microbienne au cours de traitement ........................................................... 26

III.1.2.1. Sable ……………………………………………………………………………………… 26

III.1.2.2. Argile ………………………………………………………………………………………...

27

III.1.3. Teneur résiduelle de carbone organique ............................................................................................... 28

III.1.3..1.Sable 28

28

III.1.3..2.Argile… 28

III. 2.Discussion ............................................................................................................................................... 29

Conclusion……………………………………………….. ...................................................................................... 32

Reference bibliographique ............................................................................................................................... 33

Annexes…………….. .............................................................................................................................................

Liste de figures

Figure 1 : devenir des hydrocarbures dans l’environnement ................................................ 08

Figure 2: Dégradation aérobie de la matière organique en aérobie . ................................... 10

Figure 3 : Dégradation anaérobie de matière organique en anaérobie ……………………..10.

Figure 4: Mécanisme général de dégradation des hydrocarbures par les microorganismes11

Figure 5:Phylogénie des principaux groupes de bactéries hydrocarbonoclastes.................. 14

Figure 6 : Stratégie de traitement………………………………………………………………24..

Figure 7 :Taux de la croissance des souches bactérienne après 03 jours

(GN)……………….25.

Figure 8 : T aux de la croissance des souches bactérienne après

3jour(M63)………………..26

Figure 09: Évolution de la concentration bactérienne dans échantillons de sable

bioaugmenté (a) et non bioaugmenté (b) au cours de

traitement…………………………27…..

Figure 10: Évolution de la concentration bactérienne dans échantillons d'argile bioaugmenté

(A) et non bioaugmenté (B) au cours de traitement………………………………………27…

Figure 11 : Evolution de teneur résiduelle de carbone organique dans les échantillons

de sable bioaugmenté (1) et non bioaugmenté (2) au cour de traitement…………………28.

Figure 12: Evolution de teneur résiduelle de carbone organique dans les échantillons d'argile

bioaugmenté (3) et non bioaugmenté (4)au cour de traitement……………………………28….

Liste des tableaux

Tableau :01 solution utilisées……………..………………………………………………22

Tableau 02: la croissance des souches bactériennes pendant le temps(GN)…………..…..25

Tableau 03: la croissance des souches bactériennes pendant le temps(M63)……….……..26

Liste des abréviations

TID : Transfert interfacial direct

HAP : Hydrocarbures aromatiques polycycliques

mM : millimolaire

Rpm : Rotation Par Minutes

DO : Densité optique.

COT : Carbone Organique Totale

M: Mole

µl : microlitre

UFC: Unité Formant Colonies

ED: Eau Distillée

ER: Eau De Robinet

GN : Gélose Nutritive

S1: Souche1

Introduction

Introduction

1

Introduction

Avec l’accélération du développement économique, l’homme est de plus en plus

responsable de la pollution de l’environnement. La diversité des produits d’origine industrielle

conduit à une augmentation considérable du nombre de substances totalement étrangères au

monde vivant (ABDELLY, 2006).

L'extraction, le transport et l'utilisation du pétrole entraînent des risques de pollution

(accidentelle et chronique) pour l'environnement pouvant influencer l'équilibre écologique et

parfois entrainer la destruction de l’écosystème (SOLTANI, 2004).

Par ailleurs, le problème majeur rencontré dans les sols pollués par les produits

pétroliers est l’atteinte de la nappe phréatique affectant ainsi la qualité des eaux (BOUDERHEM,

2011).

Ainsi, la commande et les stratégies de traitement pour combattre les effets dangereux

de la pollution pétrolière sont nécessaires (BIDOIA, 2010).

L'élimination du pétrole de l'environnement nécessite l'intervention de différents

facteurs biotiques et abiotiques. Parmi ces facteurs la biodégradation par les microorganismes et

en particulier les bactéries est le processus naturel le plus important dans la dépollution de

l’environnement (SOLTANI, 2004). Même s‘il est relativement lent, ce processus permet une

dégradation quasi-complète (transformation en CO2) des hydrocarbures (SAURET, 2011).

L’intérêt de cette technique réside essentiellement dans le fait qu’elle ne nécessite ni

excavation, ni transport, ce qui rend leur mise en œuvre bien moins coûteuse (NICOLAU, 2008).

Les conditions environnementales jouent un rôle très important dans le contrôle de la

croissance et l’activité bactérienne durant la biodégradation d’hydrocarbure. Par conséquence, il

est très important d’étudier l’effet des facteurs physico-chimiques comme la salinité sur la

biodégradation du pétrole pour une implantation de la biodégradation comme une technologie

de bioremédiation (MESBAIAH, 2013).

L’objectif de ce travail est d’étudier l’effet de la salinité sur la croissance bactérienne

et la biodégradation des hydrocarbures par des souches bactériennes isolées à partir d’un sol

Introduction

2

contaminé ou non par le pétrole brut. Un suivi de la biodégradation a été effectué dans des sols

artificiellement contaminée par le pétrole.

Notre mémoire est partagé en trois parties ;

La première partie présente un rappel des principales données bibliographiques

concernant d’une part les généralités sur les hydrocarbures, les microorganismes

responsables de la dégradation et leurs mécanismes, et d’autre part, l’effet de la

salinité sur l’activité microbienne.

La seconde partie, est réservée à la présentation de la méthodologie adoptée pour la

réalisation de notre travail.

La troisième partie de ce mémoire est consacrée à la présentation et la discussion des

résultats obtenus. Le manuscrit est achevé par une conclusion et des perspectives.

Synthèse

bibliographiques

Synthèse bibliographique

3

I. Généralités sur les hydrocarbures

Le développement industriel a entraîné un accroissement de la pollution des

écosystèmes naturels. Les pollutions chimiques, dans le cas des hydrocarbures, peuvent être soit

naturelles (par transformation de la matière organique), soit accidentelles (dégazage ou naufrage

de pétroliers) dans les milieux aquatiques. Ou par les rejets, les déversements volontaires ou

accidentellement par des fuites de pétrole dans le milieu terrestre. Ces pollutions présentent un

impact direct ou indirect sur la santé humaine et l’équilibre des écosystèmes (FOURÇANS,

2004 ; MBONIGABA et al, 2009).

I.1.Définition

Les hydrocarbures sont des composés organiques ne contenant que du carbone et de

l’hydrogène, associés en molécules d’une très grande diversité, de la plus simple, le méthane,

constituant principale du gaz naturel, aux plus complexes et mal connues qu’on trouve dans les

fractions lourdes du pétrole brut et dans les schistes bitumineux (BOCARD, 2006).

En plus du carbone et de l’hydrogène, il existe d’autres éléments minoritaires qui sont

des composants qui contiennent des atomes de soufre, d’azote et d’oxygène (résines et

asphaltées) (FATTAL, 2008).

I.2.Origine des hydrocarbures

Les hydrocarbures se trouvent en grande quantité dans les gisements naturels

profonds. Ils proviennent de diverses origines après transformation, sous l’effet de la chaleur, de

la pression et de substances organiques végétales (diagénèse, catagenèse) (FOURÇANS, 2004).

Les hydrocarbures sont émis dans l’environnement par des processus naturels ou anthropiques.

Les processus naturels de génération des hydrocarbures sont divers. On site,

-Les feux de forêt et de prairie, considérés comme les plus importants (JUMEAU S,

1999).

L’éruption volcanique, l’érosion des roches, les fuites de réservoirs naturels ainsi que la

production d’hydrocarbures par les végétaux supérieurs (cires) ou par les algues.

La production de ces végétaux est marquée par la prédominance des n-alcanes. Deux

sources anthropiques sont généralement distinguées : d’une part les sources pétrolières

correspondant à une pétrogenèse à basse température et d’autre part les sources


4

pyrolytiques correspondant à des processus de combustion à haute température

(ROCHER, 2002).

Leur origine principale est l’utilisation et le transport des combustibles fossiles. Ainsi,

la combustion incomplète de la matière organique fossile (charbon, pétrole et dérivés) ou plus

récente (bois), ou pyrolyse, est une source majeure d’HAP (KUON, 2005).

La circulation automobile constitue l’une des principales sources d’hydrocarbures

puisqu’elle combine les deux processus. Les véhicules émettent des gaz d’échappement

provenant de la combustion incomplète des carburants et sont aussi à l’origine de déversements

de produits variés (carburants, huiles lubrifiantes, débris de pneu, etc.).

En milieu urbain, le chauffage urbain et les diverses industries à des processus

pyrolytiques (production de coke, craquage catalytique, etc.) constituent aussi des sources

importantes d’hydrocarbure (ROCHER, 2002).

I.3.Classification

Selon SOLTANI (2004), les hydrocarbures sont groupés en différentes classes parmi

lesquelles on distingue: les hydrocarbures saturés (30 à 70 %), les hydrocarbures aromatiques et

polyaromatiques (20 à 40 %), les composés polaires (5 à 25 %) et les Asphaltènes (0 à 10 %).

I.3.1. Hydrocarbures saturés

Parmi l’hydrocarbure, on distingue :

-Les alcanes linéaires (n-alcanes, CnH2n+2), a de longueur de chaîne varie de 7 à 40

atomes de carbone, constituent une des classes les plus abondantes (10 à 40 % des hydrocarbures

totaux d'un brut pétrolier).

-Les alcanes ramifiés les plus abondants sont les iso-alcanes (groupement méthyle en

position 2), les autres composés ramifiés antéiso (groupement méthyle en position 3) ou

polyramifiés tels que les isoprénoïdes (exemple: pristane, phytane) sont beaucoup moins

nombreux. Ces composés se trouvent dans le pétrole brut à des proportions sensiblement égales à

celles des n-alcanes.

-Les cycloalcanes représentent entre 30 et 50 % des hydrocarbures totaux d’un

pétrole brut. Sont des composés cycliques (à 5 ou 6 atomes de carbone) saturés et le plus souvent

substitués. Quelques dérivés polycycliques sont aussi présents et certains d’entre eux tels que les


5

stéranes et les triterpanes sont caractéristiques d’un pétrole brut. Cette famille peut représenter

entre 30 et 50 % des hydrocarbures totaux d’un pétrole brut.

I.3.2. Hydrocarbures aromatiques

Sont moins abondants que les alcanes, et ne représentent que 10 à 30 % des

hydrocarbures totaux d'un brut pétrolier. De nombreuses familles d'hydrocarbures aromatiques et

polyaromatiques dont le nombre de noyaux varie de 2 à 6 sont présentes dans les pétroles bruts.

Elles sont dominés par des composés mono-, di- et tri-aromatiques.

. I.3.3. Composés polaires

Cette fraction correspond à des molécules hétérocycliques, telles que:

- Les composés oxygénés: phénols, acides carboxyliques, alcools, aldéhydes,…

- Les composés soufrés: mercaptans, sulfures, disulfures,…

- Les composés azotés: pyridines, quinoléines,…

Les dérivés soufrés sont dans la plupart des cas plus abondants que les composés oxygénés ou

azotés.

I.3.4. Asphaltènes

Les Asphaltènes regroupent dans une classe des composés de hauts poids

moléculaires, insolubles dans le pentane ou l’hexane. Leur structure est mal connue à cause de

leur composition chimique complexe (à base de cycles aromatiques condensés, de naphtéo-

aromatiques, de ramifications et d’hétéroatomes O, N, S) d’une part, et d’autre part de méthodes

analytiques difficilement utilisables. Les métaux sont également présents mais à l’état de traces.

Les plus abondants sont levanadium et le nickel, mais du fer, du sodium, du cuivre et de

l’uranium ont également été détectés.

I.4.Devenir des hydrocarbures au contact de l’environnement

Les hydrocarbures rejetés dans l’environnement subissent à des séries de modification

suite l’action de facteurs abiotiques et biologiques, peuvent être déplacé, transformer ou éliminer

ces polluants, on citera les facteurs environnementaux qui sont :


6

I.4.1.Evaporation

La transformation d’hydrocarbure fluide à sa forme gazeuse est plus ou moins longue.

Il dépend des conditions climatiques (vent, température), du type de pétrole et de l’épaisseur de

la nappe. Ainsi, de l’essence et/ou du gazole s’évaporent totalement et plus rapidement dans des

températures ambiantes chaudes et avec des vents notables. A titre d’exemple, la fraction légère

des hydrocarbures déversés par le Braers’est évaporée dans les 24 heures qui ont suivi la

catastrophe, malgré les températures peu élevées des Shetland (FATTAL, 2008).

Après l’évaporation des fractions légères, il ne reste que celles qui sont lourdes,

comme les Asphalténes ou les métaux (principalement le nickel et le vanadium), qui rendent ces

résides plus denses et plus visqueux (FATTAL, 2008).

I.4.2. Dissolution

C’est un processus de dissociation des molécules de pétrole dans l’eau, il est

généralement réduit. En effet, les hydrocarbures sont faiblement solubles (1%) et seules les

fractions aromatiques légères peuvent rapidement se dissoudre au contact de l’eau (benzène,

toluène, et autres). Cette dissolution qui disperse le polluant est fonction de la viscosité, du taux

de solubilité d’hydrocarbures ainsi que des conditions environnementales (FATTAL, 2008).

I.4.3.Emulsification

Deux types d’émulsions peuvent se former : eau dans l'huile appelée "mousse

Chocolat" et huile dans l'eau. Les émulsions eau dans l'huile sont constituées par des

hydrocarbures de haut poids moléculaires. Ces émulsions difficilement dégradables sont les

précurseurs des résidus goudronneux retrouvés sur les plages, alors que les émulsions « huile

dans l'eau » facilitent l’élimination des hydrocarbures (SOLTANI, 2004).

I.4.4. Sédimentation

La sédimentation est le passage du pétrole de la surface vers le fond. Ce phénomène

concerne les résidus goudronneux constitués de la fraction pétrolière la plus lourde et dont la

densité est supérieure à celle de l’eau de mer (VANDERSTEEL, 2005).

La sédimentation conduit à la constitution d’agrégat de haute densité difficilement

dégradable par voie naturelle (SOLTANI ,2004).


7

I.4.5. Photo-oxydation

La photo-oxydation est observée au niveau de la surface de l’eau où l’air (oxygène) et

la lumière (radiations solaires) sont présents pour la transformation des hydrocarbures

(PAYNEET, 1985). L’efficacité de ce phénomène dépend de la nature des hydrocarbures et de la

présence de composés non hydrocarbonés (Bertrand et Mille, 1989). Ainsi, la photo-oxydation

touche plus particulièrement les composés aromatiques qui sont plus photosensibles que les

composés aliphatiques. Parmi ces derniers, les composés ramifiés sont plus facilement photo-

oxydés que les n-alcanes (RONTANI et GIUSTI, 1987).

I.4.6. Biodégradation

La biodégradation est le processus naturel le plus important dans la dépollution de

l’environnement. Les microorganismes en sont responsables, en particulier les bactéries.

L’importance de la biodégradation dans l’élimination du pétrole, les voies métaboliques

d’oxydation des hydrocarbures par les bactéries et les paramètres qui peuvent influencer la

biodégradation seront traitées dans les paragraphes suivants (VOGEL, 2001).

D’après MORGAN et WATKINSON (1989), en peut résumer le devenir des

hydrocarbures au contact de l’environnement par la figure (1).


8

Figure 01 : devenir des hydrocarbures dans l’environnement

(MORGAN et WATKINSON, 1989)

II- Biodégradation des hydrocarbures

Le devenir des produits pétroliers rejetés dans l’environnement est principalement

gouverné par le processus de biodégradation. L’existence de ce phénomène dépend non

seulement de la biodégradabilité intrinsèque du polluant mais aussi de la présence de microflores

déprédatrices compétentes dans les sols et les eaux (AKAMOUCI-TOUMI SIHOM 2009).


9

II-1- Définition

La biodégradation est une dégradation biologique effectuée par les êtres vivants

(bactéries, champignons…). Elle est due à l’abondance et à la variété des micro-organismes dans

le milieu considéré. L'attaque d'une molécule chimique par des micro-organismes a pour

aboutissement sa minéralisation et l’obtention de métabolites de faibles poids moléculaires

(BOUCHESEICHE et al, 2002).

Les processus de la biodégradation sont :

- la biodégradation primaire qui est l’évaluation de la disparition de la substance en milieu

généralement aqueux, dans des conditions définies par mesure de la quantité résiduelle ou perte

des propriétés (BEGBEG ,2008)

- la biodégradation ultime qui est une dégradation complète conduisant à la formation de dioxyde

de carbone, méthane, eau, éléments minéraux. Cette biodégradation, si elle se fait rapidement,

conduit à l’élimination du polluant dans le milieu (BOUCHESEICHE et al ,2002).

II-2-Voies de la biodégradation

II-2-1-Aérobie

La biodégradation aérobie se fait au cours d’une respiration bactérienne utilisant

l’oxygène comme accepteur terminal d’électrons. Ce métabolisme met en œuvre des mono- ou

di-oxygénases qui attaquent les molécules par addition d’oxygène (MOUNIER, 2013).

La biodégradabilité d’une substance organique, est le degré de mobilité physique et

chimique que subi cette matière organique provoquer par des microorganismes. Le schéma

suivant illustre le processus de biodégradation d’une substance organique en condition aérobie.

Celle-ci peut être affectée par la modification de l’un des facteurs suivants:

Vitesse de dégradation des composés organiques

Quantité d’oxygène consommée

Produits résultant de la dégradation

Activité microbienne (ZHANPENG et al, 2002).


10

Figure 02: Dégradation aérobie de la matière organique en aérobie (ZHANPENG et al, 2002).

II-2-2- Anaérobie

En absence d’oxygène, les bactéries métabolisent les HAP par voie anaérobie, mais

beaucoup plus lentement qu’en aérobiose (MARTIN, 2011).

L'activité métabolique des microorganismes produit des substances organiques simples non

complètement oxydées telles que des acides organiques et d'autres composés comme le méthane

et l'hydrogène gazeux (KING, 1992).

Le schéma suivant illustre parfaitement les processus anaérobies que subi la matière

organique (HONGWEI et al, 2003 et BEGBEG, 2008).

Figure 03 : Dégradation anaérobie de matière organique en anaérobie (HONGWEI et al, 2003 et

BEGBEG, 2008).


11

II-3-Mécanisme de dégradation

La biodégradation des hydrocarbures est l’un des premiers mécanismes conduisant à la

transformation de ces polluants en produits moins toxiques, sous l’action des micro-organismes

qui utilisent les hydrocarbures comme source de carbone et d’énergie. Une partie du carbone

pétrogénique biodégradé est minéralisée (dégradation en gaz carbonique et en eau), une autre

transformée en carbone microbien (biomasse) et une autre fraction est transformée en métabolite

(bioconversion). Le mécanisme principal du métabolisme des micro-organismes permettant

l’élimination d’une partie du carbone pétrogénique dans le milieu est l’oxydation des molécules

hydrocarbonées (BLONDEL, 2007).

Figure 04: Mécanisme général de dégradation des hydrocarbures par les microorganismes

(DAS et al, 2011).


12

II.4.Modes d’assimilation des hydrocarbures par la cellule bactérienne

Le transport des hydrocarbures à travers la paroi des microorganismes est mal élucidé

bien que les gouttelettes d’hydrocarbure soient fréquemment observées dans la cellule. Ainsi, du

fait de la faible solubilité de la plupart des hydrocarbures, il y a quatre modes d’assimilation

bactériennes que l’on peut décrire comme suit :

II.4.1-Utilisation de la phase dissoute(le transfert par solubilisation dans la phase aqueuse)

Généralement, les bactéries ne peuvent utiliser que les molécules se solubilisant dans l’eau

(COMEAU, 1999).

II.4.2-Transfert interfacial direct(TID)

Dans ce cas, le microorganisme adhérent du fait de sa forte hydrophobicité à

l’interface phase hydrophobe/phase aqueuse (BALLERINI et VANDECASTEELE, 1999).

Selon FINNERTY et SINGER (1985), beaucoup de microorganismes dégradant des

hydrocarbures ont des surface hydrophobes et peuvent donc s’associer aux gouttelettes

d’hydrocarbure ou même entrer dans la phase organique pendant la culture.

II.4.3-Transfert micellaire (pseudo solubilisation)

La production de biosurfactant par certain microorganisme peut solubiliser les

substrats dans des micelles afin de leur tour seraient directement assimilé (COMEAU, 1999).

Plusieurs microorganismes capables de produire des biosurfactant, par exemple :

Rhodococcus aurantiacus, mycobactéries paraffinicum, corynebacterium spp, Bacillus subtilis

etc.… (HOMMEL, 1994 ; BODOUR et al, 2003). Les espèces les plus importants sont celles

appartenant au genre Pseudomonas produisant les rhamnolipides et les espèces de Torulopsis

produisant les sophrolipides (CHAYABUTRA et JU, 2000).

II.5.Bactéries hydrocarbonoclastes

Les microorganismes jouent un rôle important dans la biodégradation des polluants

organiques dans les écosystèmes terrestres. Cette dégradation résulte de voies métaboliques qui

mettent en jeu des populations microbiennes spécifiques ou des capacités métaboliques

combinées concernant différentes communautés microbiennes (TRZESICKA-MLYNARZ et

WARD ,1995).


13

Les bactéries hydrocarbonoclastes utilisent les hydrocarbures pétroliers comme seule

source de carbone. La plupart de ces bactéries appartiennent aux α-protéobactéries. On peut noter

quelques genres majoritaires parmi les 79 récemment répertoriés : Acinetobacter, Alcanivorax,

Alcaligenes, Cycloclasticus, Flavobacterium, Marinobacter, Pseudoalteromonas, Pseudomonas,

Thallassolituus, Oleispiraet Vibrio (PRINCE, 2005).

De nombreuses études ont montré qu‘elles étaient ubiquistes et présentes en faible

quantité même dans les environnements dépourvus de contamination. Naturellement, leurs

effectifs sont accrus dans les zones chroniquement polluées par les hydrocarbures et augmentent

après un apport de pétrole. Mais chacun de ces genres bactériens n‘est capable de dégrader qu‘un

nombre restreint d‘hydrocarbures alors que le pétrole est composé de centaines voire de milliers

de molécules différentes (SAURET, 2011).

La biodégradation totale d‘un pétrole n‘est donc possible que grâce à la mise en place

d‘un consortium bactérien comprenant des groupes dont les équipements enzymatiques

complémentaires permettent la biodégradation quasi-totale de ces différents types

d‘hydrocarbures. Si les bactéries dégradant les composés les plus simples (comme les alcanes

linéaires à courte chaine) sont abondantes dans l‘environnement, celles qui possèdent les

machineries enzymatiques pour dégrader les composés les plus complexes (comme par exemple

les composés aromatiques de plus de quatre cycles) sont beaucoup moins répandues (SAURET,

2011).


14

Figure 05 : Phylogénie des principaux groupes de bactéries hydrocarbonoclastes marines. En

bleu, les microorganismes qui dégradent les hydrocarbures saturés, en rouge, ceux qui

dégradent les hydrocarbures aromatiques polycycliques et en noir les bactéries non-dégradantes


15

Les bactéries aptes à biodégrader les hydrocarbures sont génétiquement stable, apte à se

reproduire rapidement suite à un entreposage de longue durée, apte à biodégrader une vaste

étendue de polluants pétroliers, activité enzymatique et croissance des bactéries dans des

conditions environnementales optimum, aucun effet secondaire néfaste et produits finaux non

toxiques, 63% pigmentés (orange, jaune et rouge), la majorité des souches bâtonnées Gram

négatives et 32% des bactéries motiles ou mobiles, 20% des bactéries à Gram positives et

filamenteux (PELMONT, 1995).

II-6-Facteurs physiques et chimiques affectant la biodégradation

La biodégradation des hydrocarbures est l’un des premiers mécanismes conduisant à la

transformation de ces polluants en produits moins toxiques. Les travaux de recherche sur

l’oxydation des hydrocarbures par les microorganismes ont montré que ce processus dépend de

la structure chimique des hydrocarbures et des conditions environnementales (COSTES et

DRUELLE ,1997).

Les facteurs physicochimiques influant sur la vitesse de biodégradation microbienne

sont :

II-6-1- Structure et nature du sol

Les bioprocédés s’appliquent à une grande variété de sol. Pour cela, il est important

de connaitre la structure et la nature du sol à traiter (LECOMTE, 1995).

La taille des pores et les propriétés de l’eau et de l’air dans ces pores sont facteurs

spécifiques de chaque sol (GIRARD et al, 2005).

Les particules élémentaires du sol sont généralement liées entre elles par les forces

électrostatiques formant des agrégats plus au moins volumineuses groupés en unités structurales

du sol. En effet, les agrégats tendent à diminuer l’activité microbienne dans le sol de manière

indirect. Par un ralentissement de la diffusion de l’oxygène et l’apport des nutriments à

l’intérieur de l’unité structurale et par la protection mécanique des substrats qu’elle renferme

(GIRARD et al, 2005).

II-6-2-Composition du polluant

Les composés pétroliers différents par leur susceptibilité à l’attaque microbienne.

Ainsi la vitesse de biodégradation est plus élevée pour les saturés, viennent en suite les


16

aromatiques légers, les aromatiques à haut poids moléculaire, les composés polaires ayant la

vitesse de dégradation la plus faible.

La biodégradabilité du pétrole brut est très fortement dépendante de leur composition

à une température déterminée, un pétrole léger est plus susceptible d’être biodégradé qu’un

pétrole lourd (SOLTANI, 2004).

RATLEDGE (1978), a rassemblé des règles qui ont une application générale à

l’ensemble des micro-organismes:

1- Les hydrocarbures aliphatiques sont assimilés par une grande variété de

microorganismes, les composés aromatiques peuvent être oxydés mais sont assimilés par

quelques bactéries seulement.

2- Les n-alcanes à chaînes courtes, tel que le n-nonane ne sont pas toujours assimilés,

mais peuvent être oxydés. Seules quelques bactéries ont la capacité de croître sur des alcanes

plus courts que le n-octane. Quand la longueur de chaîne augmente au delà de C9, le facteur de

production augmente, mais la vitesse d’oxydation décroît.

3- Les composés saturés sont plus rapidement dégradés que les insaturés.

4- Les composés ramifiés sont moins rapidement dégradés que les composés non

substitués.

II-6-3- Température

La biodégradation des hydrocarbures affecte par la température, lorsque la basse

température ralenti la volatilisation des composes toxiques à faible poids moléculaires, et

augmente la viscosité du pétrole qui difficulté leur émulsification(SAURET ,2011).

Généralement, la biodégradation est favorisée à des températures se situant autour de

25°C à 37°C (BEAUDOIN, 1996).

II-6-4- Ressources en oxygène

La teneur des sols en oxygène est contrôlée par différents facteurs. Un minimum

d’espaces occupés par l’air 10%(en volume) est généralement considéré comme nécessaire pour

l’activité microbienne (OUALD RABAH, 2012).

Selon LECOMTE(1995), l’oxygène peut être fourni sous plusieurs formes :


17

l’oxygène pure ;

l’air atmosphérique ;

le peroxyde d’hydrogène(H2O2) ou eau oxygénée.

II-6-5- Pression

La pression semble également être un facteur important dans la dégradation des

hydrocarbures. Dans le cas d‘un accident pétrolier, l‘attention est généralement portée sur le

pétrole qui s‘étale à la surface de l‘eau mais une grande partie de ce pétrole coule au fond de la

mer. Or la profondeur moyenne des mers et océans est de 3800m, ce qui correspond à une

pression de 380 bars, un état qui ralentit fortement l‘activité métabolique des microorganismes

(SAURET ,2011).

II-6-6-Nutriments

Les nutriments sont nécessaires pour le développement et l’activité microbienne, en

particulier l‘azote et le phosphore, est un facteur clé dans le processus de bioremédiation

naturelle des hydrocarbures (SAURET ,2011).

II-6-7-Humidité

L'humidité est un paramètre important dans les processus de dégradation des

composés organiques simples ou complexes. Il est connu que les faibles humidités inferieures à

2% limitent la vitesse de biodégradation. Inversement, des teneurs trop élevées vont influer sur la

perméabilité des sols aux gaz et générer des conditions de limitations de transfert d'oxygène et

donc de limitation de métabolisme microbien aérobie (BALLERINI, 1999).

II-6-8- Potentiel d’hydrogène (pH)

L'activité microbienne est largement influencée par le pH, dont l’optimum est compris

entre 6 et 8 pour les bactéries et entre 4 et5 pour les champignons (BOCARD, 2006 ; GABET,

2004).

II-6-9-Effet de la salinité

La salinité est un paramètre affecte la biodégradation, alors que la forte salinité

diminue le nombre de micro-organismes dans le sol qui est ralenti les processus de

l'humification et de la minéralisation des matières organiques. En effet, de tous les processus

biologiques, la nitrification est la plus touchée, ainsi que le dégagement de CO2. Les fortes


18

salinités constituent donc une barrière naturelle pour la biodégradation (MALLOUHI, 1989 ;

BERTRAND et al, 1993).

III- Salinité et biodégradation des hydrocarbures

III.1.Microorganismes halophiles

Les bactéries halophiles sont distinguées par leur exigence des concentrations salines

pour se développer (VENTOSA et al, 1999). Ainsi, ces microorganismes sont classés dans cinq

catégories : non halophiles, faiblement halophiles, halophiles modérés, halotolérantes et

halophiles extrêmes (KHEMILI, 2008).

III.1.1.Bactéries non halophiles

Les bactéries non halophiles représentent la plupart des Eubactéries qui ne se

développent pas en présence de sel ou, du moins, à des concentrations<0,2M (1,16%) de sel

(KUSHNER, 1993).

.III.1.2. Bactéries faiblement halophiles

Ces bactéries représentent une bonne croissance sur des milieux contenant 0,2M à

0,5M de sel (1,16% - 2,9%). C’est le cas des microorganismes marins (KUSHNER, 1993).

III.1.3.Bactéries halophiles modérées

Ce sont des microorganismes qui se développent dans un milieu contenant entre 3% et

15% de sel. On peut citer comme exemple : Vibrio costicola, Paracoccus, Halodenitrificans et

Pseudomonas (KUSHNER, 1993).

III.1.4.Bactéries halotolérants

Les bactéries ne nécessitent pas de sel pour leur croissance, mais peuvent pousser en sa

présence et supportent jusqu’a 1,8M (10,4%) de sel, comme Staphylococcus epidermidis,

Halomonas elongata, champignons et algue (KHEMILI, 2008).

III.2.Mécanismes d’adaptation en milieu hypersalin

Les microorganismes halophiles et halotolérants utilisent différents mécanismes pour

leur adaptation à la pression osmotique exercée par la très haute salinité du milieu. Puisque

toutes les membranes biologiques sont perméables à l’eau, tous les microorganismes doivent


19

maintenir leur cytoplasme au moins, en iso-osmose avec leur environnement. Dans tous les cas,

les ions Na+ sont exclus du cytoplasme autant que possible. Deux principales stratégies sont

utilisées par différents groupes de microorganismes. Elles sont basées sur le principe de créer

une haute pression osmotique dans le cytoplasme, tout en gardant une faible concentration en

Na+ (OREN, 2002).

III.2.1. Adaptation à la salinité par la production d’osmoprotecteurs

L’adaptation est basée sur l’expulsion des sels du cytoplasme et l’accumulation de

solutés organiques afin de fournir et de soutenir la balance osmotique, les solutés peuvent être

des sucres, des acides aminés, des éctoine et des polyalcools. Cette stratégie est largement

utilisée dans les trois domaines Bacteria, Archaea et Eucarya. Le soluté le plus utilisé dans le

domaine Bacteria est l’éctoine (synthétisée par une large variété de microorganismes) et à

moindre degré la glycine betaine (accumulé par beaucoup de bactéries hétérotrophes à partir du

milieu) (CHUN et al, 2000).

Le mode d’action des osmoprotecteurs est loin d’être clair. Ils pourraient n’être

simplement que des solutés compatibles inoffensifs, ou au contraire, ils pourraient jouer un rôle

protecteur actif interagissant avec les protéines et les protègent de cette façon de l’action

destructrice due à l’osmolarité (PAPAGEORGION et MURATA, 1995 ; WELSH, 2000).

III.2.2. Adaptation à la salinité par accumulation de KCl

Cette stratégie est adoptée par des groupes de bactéries halophiles anaérobies de

l’ordre des Haloanerobialeset par la bactérie aérobie telle que Salinibacter ruber. Ils accumulent

essentiellement du KCl (OREN, 2001 ; OREN et al, 2002 ; GRANT, 2004)..

L’exclusion du Na+ du cytoplasme se fait grâce à un antiport Na

+/H

+, localisé au

niveau de la membrane cytoplasmique. Généralement, les ions K+ entrent passivement via un

système uniport sous l’impulsion du potentiel de la membrane. Ce système revient à remplacer

une partie du sodium cellulaire par du potassium. Des systèmes multiples de transport actif des

ions K+

(OREN, 2001 ; OREN et al, 2002 ; GRANT, 2004).

III.2.3. Adaptation des protéines à l’hyper salinité

En accumulant dans leur cytoplasme des quantités de sel proche de la saturation, les

bactéries halophiles empêchent la sortie d’eau en s’adaptant au stress salin.


20

Les protéines « halophiles » concentrent fortement le sel prés de leur surface et

utilisent ses capacités hygroscopiques pour capturer les molécules d’eau nécessaires à leur

repliement, leur stabilisation et leur solubilisation. Ce phénomène est rendu possible par une

abondance d’acides aminés, connus pour interagir fortement avec les molécules d’eau et les

cations tels que le K+ (LOZACH, 2001 ; EISENBERG et al, 1992).

III.3.Effet de Salinité sur la biodégradation

La salinité exerce un effet osmotique sur les micro-organismes, qui ont aussi des

besoins en sels comme NaCI, KCI et MgCI2. Les fortes concentrations ont tendance à dénaturer

les protéines, c'est-à-dire à casser la structure tertiaire des protéines qui est essentielle à l'activité

enzymatique (ATLAS et BARTHA, 1993).

La plupart des micro-organismes ont des besoins limités en sels et sont inhibés par des

teneurs en NaCI supérieures à 2%, sauf les espèces halophiles (bactéries, champignons, algues)

qui croissent en milieux salins et supportent bien des teneurs en NaCI de 15% (BIDAUD, 1998).

Les halobacteries peuvent être des agents dépolluants. En effet certaines archaebactéries utilisent

les hydrocarbures tels que le pétrole comme seule source de carbone, cette biodégradation n’a

aucune conséquence négative sur les écosystèmes Salins, contrairement au traitement par des

agents chimiques (KHEMILI S, 2008).

Il semblerait que la salinité n‘ait que peu d‘impact sur la dégradation des

hydrocarbures. Le métabolisme de ces molécules est compatible avec des salinités très faibles

(eaux douces) ou plus élevées (eau de mer) puisqu‘il concerne, dans ces deux types de milieux,

des microorganismes adaptés à ces salinités. Seules de très fortes salinités comme celles des

marais salants seraient un frein à la dégradation en raison du manque d’oxygène régnant dans ces

zones (SAURET, 2011).

L'effet de la salinité sur l'activité des bactéries hydrocarbonoclaste dépend de la

variation d'amplitude de la concentration en sel imposée à la salinité de l'habitat des

microorganismes (ABED et al, 2006).

D’après DIAZ et al. (2002), les concentrations très basses en sel réduisent l'activité

des hydrocarbonoclastes et les résultats optimaux de biodégradation sont atteints dans les marges

de salinité modérées.


21

Il est tout d'abord nécessaire de considérer que les hydrocarbures sont moins

biodégradables dans des environnements hypersalins que dans les non salins. C'est une

conséquence de l'effet de "salage" : parce que les sels solubles réduisent l'hydrosolubilité des

composés organiques hydrophobes. Plus la concentration en sels dans la phase aqueuse est

élevée plus la tendance des composés organiques à d’être adsorbés à la matrice pleine (sédiment

ou sol) augmente (MACKAY et al, 2006 ; TAPILATU et al, 2010) ; Comme raison du bas

nombre des halophiles connus dégradants l'hydrocarbure.

Plusieurs halophiles sont des producteurs d’émulsifiant, la caractéristique qui est

attendue pour améliorer le transfert de masse pendant la métabolisation des hydrocarbures

(MARSTINEZ-CHECA et al, 2002). Ce composé d'émulsification est un exopolysaccharide qui

émulsionne le pétrole brut. Dans ce sens, l'application des émulsifiants ou les producteurs

émulsifiant- halophiles peut faire partie d'une stratégie de bioremediation.

La salinité élevée limite non seulement l'accès microbien aux hydrocarbures mais

également la disponibilité de l'oxygène, puisque sa solubilité diminue au fur et à mesure que la

concentration en sel augmente (MCGENITY, 2010 ; PFEIFER et al, 1997).

Matériel et méthodes


22

II. Matériel et méthodes

L’objectif de ce travail est d’étudier l’effet de la salinité sur la croissance bactérienne et la

biodégradation des hydrocarbures par des souches bactériennes isolée à partir des sols contaminés

ou non par les hydrocarbures. Un suivi de la biodégradation a été effectué dans deux types des sols

artificiellement contaminées par les hydrocarbures.

II.1. Matériel biologique

II.1.1. Sol

Pour la réalisation de nos expériences, nous avons utilisé deux types de sols :un sol sableux

prélevé à partir de l''exploitation agricole de l'université de Ouargla, il est contaminée

artificiellement par le pétrole. Avant une semaine de leur usage pour laisser le contaminant à

adsorber dans le sol, et un sol argileux prélevé de willaya de Skikda, elle est sèche et broyer puis

tamiser pour obtient des petites granules, puis il est contaminée par le pétrole et laisse une semaine

pour l’adsorption.

II.1.2. Bactéries

Les souches bactériennes utilisées sont isoles à partir de différent sols pollués ou non par les

hydrocarbures pétrolières. Ces 18 souches présentent une activité de dégradation de différents types

d’hydrocarbure (aliphatiques et aromatique) (BOUDERHEM ; 2011).

1I.1.3. Solutions de sel de (Na Cl)

Pour tester la tolérance des souches au cour de la dégradation des hydrocarbures ; des

solutions stériles de différentes concentration de NaCl ont été préparées (0mM ,50mM ,150mM

.300mM .600mM).

Tableau 01: solution utilisées


23

II.2. Méthodologie

II.2.1. Evaluation de la Tolérance des souches a différent dégréé de salinité

II.2.1.1. Sur gélose nutritive

Pour évaluer le degré de tolérance des souches étudiées à la salinité, les souches sont

repiquer sur gélose nutritif contenant différent concentration de NaCl (0 mM, 50 mM ,150mM

,300 mM 600Mm), puis elles sont incubées à 30°C.

II.2.1.2. Sur milieu minéral M63 + Pétrole

Le test de biodégradation ont été réalisé sur milieu minéral de M63 solide à différent

concentration de NaCl (0 mM, 50 mM 150mM, 300 mM, 600 mM ,1 M,1.5 M,2 M) ,

additionné de la source de carbone (2% pétrolé brut) l’incubation se fait à température 30°C.

II.2.2.Traitements

Pour bioaugmenté les échantillons traités, des cultures liquides de souches isolées sont

effectuées dans le bouillon nutritif et incubées à 30°C sous agitation (160rpm).

Pour évaluer l’activité dégradante de ces souches, dans deux types de sols contaminé elles sont

distribuée dans des tubes à essai, contenant chacun 5g de sol contaminé et 15 ml de eau distillée

à différent concentration de NaCl. Des témoins non bioaugmenté par la suspension bactérienne,

maintenus dans les mêmes conditions, ses échantillons du milieu réactionnel sont prélevés

chaque semaine pour évaluer la biomasse bactériennes on mesure la densité optique et le taux de

la dégradation de hydrocarbures en dosage de le carbone organique totale. (fig.6).

Dont 50% de ces tubes sont bioaugmentés par la suspension bactrienne, tout ces tubes sont

incuber à 30°C sous agitation 160 rpm.

II.2.2.1. Evaluation de la biomasse bactérienne

L’augmentation de La biomasse microbienne est un indicateur direct de biodégradation

c’est pour cela on a suivi leur évolution dans le temps par la mesure de la densité optique par

spectrophotomètre de type ultra violet1240 à longueur d’onde 600mm.qui nous permet de

calculer la biomasse selon la formule y = 0.022x-0.023.


24

II.2.2.2. Dosage de carbone organique totale COT

La méthode de détermination de carbone organique est basée sur l’oxydation de ce dernier

par le bichromate de potassium (K2 Cr2 O7) on milieu acide sulfurique (source de chaleur)

(PEILTAIN, 2009).Ce dosage nous permettra de suivre l’évaluation des polluants hydrocarbures

les échantillons de sols traites.

Figure 06 : Stratégie de traitement.

25

Résultats et discussions

26

Tableau 02: la croissance des souches bactériennes pendant le temps.

Figure 07: Taux de croissance des souches bactérienne après 3jours.

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

0 50 150 300 600 1000 1500 2000

po

urc

enta

ge d

e n

br

des

so

uch

es

Concentration de NaCl

0

50

150

300

600

1000

1500

2000

[C mM]

[C] mM JOURS

0 50 150 300 600 1000 1500 2000

1ere S1,.S2.S3 S4 S5 S6

S7 S8 S9 S10 S11

S12 S13 S14 S15

S16 S17 S18 S1

18 18 18 18 18 S1.S3. S14

0

2eme 18 souches 18 18 18 18 18 S16 S15 0

3eme 18 18 18 18 18 18 S1.S3.S14.S16.S15 0

Résultats et discussion

25

II. Résultats et discussions

III.1. Résultats

III.1.1.Evaluation de Tolérance des souches à différent dégréé de salinité

III.1.1.1. Sur gélose nutritive

Après 24h d’incubation a température 30C°, en absence de NaCl, toutes les souches sont pu

croitre (fig.7), alors qu’en présence de 50Mm de NaCl. Au-delà de cette concentration le nombre

de souche ayant poussé est inversement proportionnel à la concentration en NaCl. En effet, les

fortes concentrations de NaCl, 1.5M et 2M inhibent fortement la croissance bactérienne,

SeulesS1.S3.S14.S16.S15 ….sont apparente sous 1.5M, et aucune souches n’a poussé en présence de

2M (Tab : 2).

Le nombre total de souches s’étant développée sous les toutes concentrations de NaCl est

représenté dans la figure(07).

On constat qu’en croissance dans les concentrations allant de 50mM à 1M de NaCl, toutes

les souches arrivent à développer au bout de 24h de culture, au-delà, de 1.5M seules 20% des

souches s’y développent. La concentration de 2M ne présent le développement d’aucune souche

(fig07).


26

Tableau 03 : la croissance des souches bactériennes pendant le temps.

Jours 0mM 50 mM 150 mM 300 mM 600 mM 1000 mM 1500 mM 2000 mM

1ere

S1.S3…..

…..S18

18 18 S1.S2.S3.S4S5.S9

.S10.S11.S15.S16.S17

S1.S3.S9.S10

S13.S14.S16

S1.S10.S16 S1.S14 0

2eme

18 18 18 18 .S2..S4.S5

.S6.. S12

S5. S18 S1.S14 0

3eme

18 18 18 18 18 S2S4S6S9

S14S15S17

S16 0

08: Taux de croissance des souches bactérienne pendant 3jours

% =pourcentage de nbr

de souches.

[C mM]= concentration

de NaCl.


27

III.1.1.2. Sur milieu minéral M63 additionnée 2%de Pétrole brut

La variation de croissance des souches isolées sur milieu minéral M63 à différente

concentration en NaCl additionnée le pétrole comme seul source de carbone en fonction de

temps est présente dans la figure08.

Après 24h d’incubation, toutes les souches sont pu croitre en absence de NaCl (fig.08),

alors qu’en présence de 50mM de NaCl. Au-delà de cette concentration le nombre de souche

ayant poussé est inversement proportionnel à la concentration en NaCl. En effet, les fortes

concentrations de NaCl, 1M, 1,5M et 2M inhibent fortement la croissance bactérienne, Seules

S1 ,S2, 4S S5, S6 ,S9,S10 S14,S15,S16, S17 et S18, S14et S16 sont apparente sous 1M et1.5M

respectivement, aucune souches n’a poussé en présence de 2M (Tab :03).

Le nombre total de souches s’étant développée sous les toutes concentrations de NaCl est

représenté dans la figure08.

On constat qu’en croissance dans les concentrations allant de 50mM à 600mM de NaCl,

toutes les souches arrivent à développer au bout de 48h de culture, au-delà, de 1 M 66.6% des

souches s’y développent et pour 1,5M seules 16.6%. La concentration de 2M ne présent le

développement d’aucune souche (fig08).

III.1.2. -Cinétique de la croissance microbienne au cours de traitement

III.1.2.1.Sable

Afin de mieux comprendre le phénomène de la biodégradation du pétrole à partir de sol

pollue par les hydrocarbures dans deux types de sol a différent concentration de NaCl

(0mM ,50mM, 150mM ,300mM, 600mM), avec et sans addition de suspension bactérienne

(mélange de 18 souches), nous avons suivi l’évolution de certains paramètres comme la

concentration microbienne ,et carbone organique totale à partir des sols traités ou non.

La cinétique de croissance des souches bactériennes au cours de traitement a été suivi

en mesurant la biomasse microbienne dans la différente concentration de sel en fonction de

temps, ce qui nous permis de tracer les courbes ci- dessous :

L’augmentation de la biomasse proportionnelle au temps dans tous les concentrations qui

compris entre 4 et 5,5 .108UFC/ml à partir la 1

ère semaine, puis sont diminues lentement dans les


28


29

concentrations 50mM, 150mM, 600mM qui atteint des valeurs de 4,6.108 UFC/ml, 3,6.10

8

UFC/ml, 2.1 .108UFC/ml respectivement à 4

eme semaine (fig. 09).

Par ailleur, La plus forte biomasse microbienne enregistrée pour les échantillons de

l’eau distillé et eau de robinet, qui atteint des valeurs supérieurs a proche de 9 .108UFC/ml

durant à 4eme

semaine.

Pour les échantillons de sable pollué non augmenté, on assiste à deux cas de figures. Le

premier concernant les biomasses des échantillons en présence d’eau distillée, 50mM ou 150mM

de sel qui tendant à augmenter pour atteindre un maximum de 5.5.108UFC /ml en présence

d’eau distillée et 50mM, et 6.45UFC .108

/ml pour 150mM en sel, pendant la première semaine

puis diminuent progressivement entre la 1ere

et la 3eme

semaine pour atteindre un plateau à la

dernière d’expérimental.

Le deuxième cas est celui des biomasse des échantillons en présence d’eau de robinet,

300mM et 600mM de NaCl qui connaissent une légère diminution au cours de la 1ere

semaine

puis augmentent progressivement jusqu’à atteindre de valeur maximum de 5.5UFC.108 au cours

de 3eme

semaine, puis rechutent pour atteindre des valeurs de 4.1, 3.5, 3.9UFC.108a la fin de

l’expérimentation.

III.1.2.2. Argile

Les variations de biomasse bactérienne dans les échantillons d’argile bioaugmenté sont

représentées par la figure (10), on observe une augmentation de la concentration bactérienne

dans toutes les concentrations en sel. En effet, une maximum biomasse bactérienne enregistrés

au bout de 3eme

semaine elle est 8.7 .108UFC/ml et 8.57 .10

8UFC/ml dans la tube contenants

concentration 150mM et la eau distillée, et au-delà de 3eme

semaine, les concentrations

bactériennes se diminuent jusqu’à la fin de l'expérience.

Concernant les échantillons de l'argile non bioaugmenté (figure 10), La croissance

bactériennes dans tous les cultures sont diminuent parallèlement pendant de 1ere

semaine

suivis d’une accélération important qui se poursuit jusqu’a atteindre des valeurs maximales

(5.6.108 UFC/ml pour la concentration 50mM de NaCl) , Au-delà de 3

eme semaine les

concentrations bactériennes se diminuent jusqu’à la fin de l’incubation pour atteinte de valeur

voisine de 4.108UFC/ml.


30


31

III.1.3. Teneur résiduelle du carbone organique

III.1.3.1. Sable

L’évolution de la teneur résiduelle du carbone organique dans les échantillons de sable

bioaugmenté (A) et non bioaugmenté (B) au cour de traitement sont présente dans la figures

(11).

La teneur initial de carbone est de 0,6mg, elle est diminué fortement dans tous cas pour

atteinte de valeur de 0,2mg à la 2eme

semaine, puis diminue lentement durant la 2eme

et la 4eme

semaine de traitement.

III.1.3.2. Argile

Pour évolution de la teneur résiduelle de carbone organique dans les échantillons

d’argile (bioaugmenté et non), les résultats obtenus montrent la similarité de leur évolution

dans tout les échantillons, d’après les figures (12), la teneur initiale de carbone est de 0,5mg,

elle diminue fortement dans toutes les concentrations qui atteindre la de valeur de 0,2mg à la

2eme

semaine, puis diminue lentement jusqu’à la fin de traitement.


32

III.2. Discussions

La croissance de toutes les bactéries isolées à partir de sols pollués ou pas par les

hydrocarbures, en présence du pétrole, comme seules source de carbone, suggère leur capacité à

dégrader les hydrocarbures.

Plusieurs études ont montré que la biodégradation des hydrocarbures dépend des

conditions environnementales comme le pH, la température et la salinité. Ces derniers peuvent

influencer la biodégradation par l’inhibition de la croissance bactérienne (MESBAIAH.F et

ABDELMALEKB, 2013).

La salinité exerce un effet osmotique sur les micro-organismes, qui ont aussi des besoins

en sels comme NaCI, KCI et MgCI2. Les fortes concentrations ont tendance à dénaturer les

protéines, c'est-à-dire à casser la structure tertiaire des protéines qui est essentielle à l'activité

enzymatique (ATLAS et BARTHA, 1993). La plupart des micro-organismes ont des besoins

limités en sels et sont inhibés par des teneurs en Na CI supérieures à 2%, sauf les espèces

halophiles (bactéries, champignons, algues) qui croissent en milieux salins et supportent bien des

teneurs en Na CI de 15% (BIDAUD, 1998).

La mise en culture des souches bactériennes sur milieu de culture gélose nutritive à

diffèrent degré de salinité permet de montrer que Les 18 souches donnent une bonne résistance

à des concentrations en sel très importantes arrivant à 58.4 g/l (1M).

L’apparition de cultures mixtes (différentes souches) sur les boites contenant le milieu

minérale M63 à différentes concentrations de NaCl et enrichis de pétrole démontre les

capacités des souches bactériennes à utiliser ces substrats comme seule source de carbone dans

les conditions salines. Les bactéries ont le pouvoir de dégrader les hydrocarbures et les utiliser

comme source de carbone pour survivre. Cette utilisation permet de déduire que la période

d’adaptation au pétrole était courte (24h).

Selon SAURET(2011), Il semblerait que la salinité n‘ait que peu d‘impact sur la

dégradation des hydrocarbures. Le métabolisme de ces molécules est compatible avec des

salinités très faibles (eaux douces) ou plus élevées (eau de mer) puisqu‘il concerne, dans ces

deux types de milieux, des microorganismes adaptés à ces salinités. Seules de très fortes salinités

comme celles des marais salants seraient un frein à la dégradation en raison du manque

d’oxygène régnant dans ces zones.


33

L'effet de la salinité sur l'activité des bactéries hydrocarbonoclastes dépend de la

variation d'amplitude de la concentration en sel imposée et à la salinité de l'habitat des

microorganismes (ABED et al, 2006).

Selon KHEMILI (2008), les halobacteries peuvent être des agents dépolluants. En effet,

certaines archaebactéries utilisent les hydrocarbures tels que le pétrole comme seule source de

carbone, cette biodégradation n’a aucune conséquence négative sur les écosystèmes Salins,

contrairement au traitement par des agents chimiques.

La variation de l’augmentation de la biomasse dans les différentes concentrations en

NaCl indique la biodégradation des HC. D’après BOUDERHEM (2011), la différence de la

biomasse bactérienne entre les échantillons est due à l'effet de salinité qui semble avoir affecté la

prolifération bactérienne.

Dans les échantillons de sols non bioaugmenté La diminution de la biomasse au début de

traitement puis augmente après la 2 eme

semaine indiquée la phase de l’adaptation des microflores

de sols avec le milieu salin. Sol possède une microflore autochtone importante, qui suggère la

possibilité de cette dernière à assurer la biodégradation des hydrocarbures lorsque les bonnes

conditions du milieu sont réunies.

D’après HOMMEL (1994), certaines bactéries peuvent interagir avec les hydrocarbures

dissous dans la phase aqueuse par les facteurs de solubilisation extracellulaires, d’autres peuvent

mettre en jeu des stratégies comme l’excrétion des vésicules extracellulaires d’Acinetobacter sp.

HO1-N, la production de biosurfactants ou une augmentation de l’hydrophobicité de la paroi

externe de la bactérie, ce qui permet à cette dernière d’introduire facilement les hydrocarbures

au niveau de la cellule.

L’augmentation de la biomasse pendant la 1ère

semaine de traitement indique de le la

facilité d’’adaptation de la population bactérienne à la salinité.

Le développement bactérien dans les échantillons d’argile bioaugmenté au cours du traitement

dans toutes les concentrations de NaCl démontré leur adaptation à la salinité expliquent la

dégradation des hydrocarbures.

BERTRAND et al. (1993) ont étudié l’influence de la concentration en chlorure de

sodium sur la biodégradation des hydrocarbures par deux communautés microbiennes, ils ont


34

trouvé que la biodégradation est maximale pour une concentration de 0,4 M et diminue

lentement pour des valeurs supérieures et inférieures à celle-ci.

L’augmentation en biomasse est accompagnée par un changement de concentration de

carbone organique dans le milieu qui subit une diminution progressive dans les cultures.

L’abaissement de la concentration de carbone organique totale dans l’échantillon de sable

bioaugmentée et non bioaugmentée due serait à l’accumulation puis la métabolisation du substrat

à partir des bactéries hydrocarbonoclastes ajoutés comme inoculum bactérien où les bactéries

autochtone présentent naturellement dans les sols. Les microflores des sols pollués présentent

en général une capacité de dégradation légèrement supérieure.

La cinétique de dégradation se divise en deux phases. Une phase rapide de dégradation

qui débute après le 1er jour et qui se termine après 1 semaine d’incubation. Selon

(Vandecasteele1 et al, 2001), cette période ont caractérisée par un ralentissement de la

consommation d’oxygène. On constate que ce ralentissement correspond à un épuisement du

carbone, qui est le composé essentiel du pétrole. La première phase est suivie d’une phase de

dégradation lente au cours de laquelle la vitesse de dégradation de carbone diminue.

La dégradation a démarré dès le début de la phase rapide pour toutes les classes

d’hydrocarbures (n-alcanes, isoalcanes, cycloalcanes, alcènes, et aromatiques)

(VANDECASTEELE1et al, 2001).

Les résultats obtenus montrent que la dégradation des hydrocarbures est possible dans

un milieu salin, les souches sélectionnées supportent des concentrations en sel(NaCl )arrivant

à58.4g/l (1M).

1

Conclusion

Conclusion

32

Conclusion

L’objectif de notre travail est d’étudier l’effet de la salinité sur la croissance bactérienne et

la biodégradation des hydrocarbures par des souches bactériennes isolées à partir des sols

contaminés ou non par les hydrocarbures. Un suivi de la biodégradation a été effectué dans deux

types des sols artificiellement contaminés par les hydrocarbures.

La mise en culture des souches bactériennes sur gélose nutritive à différents degrés de

salinité a permis de montrer que les 18 souches ont une bonne résistance à des concentrations

en sel très importantes arrivant jusqu’à 1.5 M de NaCl.

La croissance des différentes souches sur milieu minéral M63 enrichis de pétrole en

présence de différentes concentrations de NaCl permet de démontrer la capacité des souches

bactériennes à utiliser ce substrat comme seule source de carbone dans les conditions salines

après une courte période d’adaptation.

L’abaissement de la concentration de carbone organique total dans l’échantillon de sable

et d’argile bioaugmenté ou non serait due à l’accumulation puis la métabolisation du substrat à

partir des bactéries hydrocarbonoclastes ajoutées comme inoculum bactérien ou les bactéries

autochtones présentes initialement dans les sols. Les microflores des sols pollués présentent en

général une capacité de dégradation légèrement supérieure.

La biodégradation des hydrocarbures est un processus complexe qui dépend de la nature

et la quantité d’hydrocarbures présente, des conditions environnementales et de la composition des

communautés microbiennes.

Les résultats obtenus montrent que la dégradation des hydrocarbures par les souches

bactériennes dans les échantillons à salinité élevée est possible à cause de leur résistance à ces

conditions. Une bonne croissance bactérienne a été observée accompagnée d’une dégradation du

pétrole dans les milieux, ce qui favoriserait l’utilisation de ces souches dans la bioremédiation des

milieux extrêmes.

Références

bibliographiques

Références bibliographiques

REFERENCE BIBLIOGRAPHIQUE

ABED, R.M et al. (2006). Bacterial diversity of a cyanobacterial mat degrading petroleum

compounds at elevated salinities and temperatures. FEMS Microbiol. Ecol., 57, 290-301.

AKEMOUCI-TOUMI. S. (2009). Contribution à l’étude des boues de forage : isolement et

évaluation de la capacité de quelques souches microbiennes à dégrader le gasoil. mémoire de

magistère en biologie faculté de science, université M’hamed Bougara. Boumerdes

AOUATI, H. (2009). isolement des souches de staphylococcus aureus résistances a la

methcillines :études de leur sensibilité d’antibiotiques. Départements de chimie et de

microbiologie, Algérie :thèse N° :006/SN/2009.

ATLAS R. M., BARTHA R. (1993). The Benjaminl Cummings Publishing Company In

.Microbial Ecology: fundamentals and applications, 3rd edition.

BALLERIN A (1999). Traitements biologiques des sols, Technique de l’Ingénieur.

BEAUDOIN. (1996). Etude des devenirs des hydrocarbures aromatiques Polycycliques (HAC)

dans des boues d'épurateurs confinées a L'intérieur d'une cellule étanche. Université de

MONITRÉAL.

BEGBEG A. (2008). Importance des considérations environnementales dans l’étude des

performances des additifs utilises dans les fluides de forage .These en traitement des effluents

industriels, faculté de science ingénieur. Université de BOUMERDES.

BERTRAND J et al. (1993). Hydrocarbon Biodegradation and hydrocarbonoclastic bacterial

communities composition grown in seawater as a function of sodium chloride concentration.

Journal of Experimental Marine Biology and Ecology 168, 125-138.

BIDAUD C. (1998) . Biodégradation des hydrocarbures aromatiques polycycliques approche

microbiologique et application au traitement d'un sol pollué. Thèse de Doctorat en Génie des

Procédés. Ecole nationale supérieure des mines de Saint-Etienne ; n° d'ordre: 188 CD.

BLONDELT. (2007). Note de synthèse :Les hydrocarbures dans l’environnement, p7 .

BOCARD CH. (2006).Marées noires et sols pollués par des hydrocarbures (enjeux

environnementaux et traitement des pollutions).ED technip ;Paris ISBN978-2-7108-0832-9 .

BODOUR A. (2003). Distribution Of Biosurfactant-Producing Bacteria In Undisturbed And

Contaminated Arid Southwestern Soils, Appl. Enviro. Microbial, Vol. 69, No. 6, p. 3280–3287.

BOUCHESEICHE C et al. ( 2002). Guide technique :Quand les toxiques se jettent à l’eau, p17

CHABOUNI S. (2008). Essai d’utilisation Des Souches Bactériennes Dans La Bioremediation

Des Sols Par Les hydrocarbures « pétrole »


COSTES J.-M. et DRUELLE V. (1997). Les Hydrocarbures Aromatiques Polycycliques dans

l’environnement : La Réhabilitation des anciens sites industriels. Revue de l’Institut Français du

pétrole, vol.52, n°4.

CRONE M. (2000) . diagnostic de sols pollues par des hydrocarbures aromatiques

polycycliques(HAP) a l'aide de la spectrophotométrie UV. Thèse de doctorat de l'institut national

des sciences appliquées de Lyon.

DAS N, and CHANDRAN P, (2011). Microbial Degradation of Petroleum Hydrocarbon

Contaminants: An Overview. Biotechnology Research International 2011.

DÍAZ, M.P et al. (2002). Biodegradation of crude oil across a wide range of salinities by an

extremely halotolerant bacterial consortium MPD-M, immobilized onto polypropylene fibers.

Biotechnol. Bioeng. 79(2), 145-153.

EISENBERG H., MERVARECH M. and ZACCAI G. (1992). Biochemical, Structural, and

Molecular-Genetic Aspects of Halophilism. Adv. Protein Chem. 43: 1-62.

FATTAL P. (2008) .pollutions des cotes par les hydrocarbures. Presses universitaires de

rennes .ISBN 978-7535-0566-7.

FOURÇANS A. (2004). Dynamique des communautés bactériennes de tapis microbiens soumis

aux stress environnementaux (thèse présentée à l’université de pau et des pays de l’adour. École

doctorale des Sciences exactes et de leurs applications).

GABET. (2004). Remobilisation d'Hydrocarbures Aromatiques Polycycliques (HAP) présents

dans les sols contaminés à l'aide d'un tensioactif d'origine biologique.Ecole Doctorale Science,

Technologie, Santé, Faculté des Sciences et Techniques, discipline : Chimie et Microbiologie de

l'Eau, université de LIMOGES.

GHIGLIONE. ( 2012). Biodiversité bactérienne en milieu pélagique : Influence des facteurs

environnementaux et rôle dans le cycle du carbone. Mémoire d’habilitation à diriger des

recherches, spécialité : Ecologie Microbienne, université pierre et marie curie.

GRANT W. D. (2004). Life at low water activity. Phil Trans R Soc Lond B 359, 1249-1267.

GUERGOURI. (2010).Caractérisation des bactéries isolées de sols contaminés par les

hydrocarbures (zone de Skikda) et productrices des biosurfactants .thèse en Ecologie

Microbienne. Université MENTOURI DE CONSTANTINE.

HOMMEL. R. (1994). Formation and function of biosurfactants for degradation of water

insoluble substrates. In Ratledge, C. (Ed). Biochemistry of microbial degradation. Dordrecht,

Boston.

HONGWEI Y et al .(2003). Anaerobic biodegradability of aliphatic compounds and their

quantitative structure biodegradability relationship, Tsinghua University, Beijing, PR China.

KHEMILI S. (2008) .Identification de deux archaebactéries halophiles strictes isoles à partir des

eaux de gisement de quelques champs pétroliers du sud Algérien et contribution A la

caractérisation des biomolécules produite, P11, P18


KING R et al. (1992).Practical Environnemental Bioremediation, ISBN 0-87371-437-7.

KUONY S. (2005). Caractérisation d’arene dioxygenases impliquees dans la biodégradation des

hydrocarbures aromatiques polycycliques chez mycobacterium SP. 6PY1. Thèse de doctorat.

KUSHNER, D. J. (1993). Growth and nutrition of halophilic bacteria. In the biology of

halophilic bacteria. Eds. R. H. Vreeland et L. I. Hochstein. Pp.87-103. CRC Press, Inc., Boca

Raton, Fla.

KUSHNER, D. J. (1993). Growth and nutrition of halophilic bacteria. In The biology of

halophilic bacteria. Eds. R. H. Vreeland & L. I. Hochstein. pp. 87-103. CRC Press, Inc., Boca

Raton, Fla.

LECOMTE P. (1995). Les sites polluent: Traitement des sols et des eaux souterraines. Edition

Technique et Documentation, Paris, 1995.

LOZACH E. (2001). le sel et les microorganismes. Thèse de doctorat. École nationale

veterinaired’alfort, Maisons-Alfort, 98p.

LUIZ F, M ;RAQUEL S,P .(2012) . Biodegradation petroleum hydrocarbons in hypersaline

environments Institutode Microbiologi a Professor Paulo de Góes, Rio de Janeiro ,Brasil. ,

Brazilian Journal of Microbiology (865-872 ISSN1517-8382).

MACKAY D.; SHIUW.Y. (2006).Handbook of physical-chemical and environmental fate for

organic chemicals. 2nd ed.Taylor& Francis, Boca Raton.

MARGESIN R. SCHINNER F.(2001). Potential of halotolerant and halophilic microorganisms

for biotechnology. Extremophiles5, 73-83.

MARLET S ET J.O. JOB. (2006). Processus et gestion de la salinité des sols. In : Tiercelin,

J.R.Traité d’irrigation, seconde édition. Tec & Doc Lavoisier. ISBN-13: 978-2743009106.

MARTIN. (2011).Exploration de la biodiversité bactérienne dans un sol pollué par les

hydrocarbures : analyse par marquage isotopique du potentiel métabolique et de la dynamique

des communautés impliquées dans la dégradation. Thèse en Chimie Biologie. Université de

GRENOBLE.

MARTINEZ-CHECA F.et al (2002).Yield production, chemical composition, and functional

properties of emulsifier H28 synthesized by Halomonas eurihalinastrain H-28 in media

containing various hydrocarbons. Appl. Microbiol. Biotechnol. 58(3), 358-363.

MEANS, J.C. (1995). Influence of salinity upon sediment-water partitioning of aromatic

hydrocarbons. Mar. Chem. 51, 3-16.

MESBAIAH F ;BADIS A. (2013).Traitement Biologique Des Milieux Aquatiques Contamines Par

Les Hydrocarbures Aromatiques Polycycliques. Département de Chimie Industrielle. Univ.

SAAD Dahlab .Blida. Algérie. LIEE N°21 et22.

MOUNIER J. (2013). Caractérisation fonctionnelle de gènes de Marinobacter

hydrocarbonoclasticus lors du développement de biofilms sur composés organiques


hydrophobes.Ecole doctorale des sciences exactes et leurs applications, Spécialité : Aspects

moléculaires et cellulaires de la biologie, Université de Pau et des Pays de l’Adour – UPPA.

MOUNIER J.(2013). Caractérisation fonctionnelle de gènes de Marinobacter hydrocarbonoclasticus

lors du développement de biofilms sur composés organiques hydrophobes ; Thèse présentée à

l'Université de Pau et des Pays de l’Adour - UPPA Ecole doctorale des sciences exactes et leurs

applications.

OREN, A et al. (2002). Intracellular ion and organic solute concentrations of the extremely

halophilic bacterium Salinibacter ruber. Extremophiles6, 491-498.

OREN, A. (2001). The bioenergetics basis for the decrease in metabolic diversity at increasing

salt concentrations: implications for the functioning of salt lake ecosystems. Hydrobiologia 466,

61-72.

OREN, A. (2002). Diversity of halophilic microorganisms: environments, phylogeny,

physiology, and applications. J IndMicrobiolBitechnol28, 56-63.

OUALD RABAH N.(2012). Essai de phytoremédiation des sols contaminés par les

hydrocarbures. Mémoire de magister en chimie, faculté de science, université Mouloud

Mammeri. Tizi-Ouzou .

PAPAGEORGION G. C. & MURATAN. (1995). Unusual strong stabilization effects of

glycine betaine on the structure and function of the oxygen-evolving photosystem II complex.

PhotosynthRes44, 243-252.

RABHI N. (2011) . Isolement de Pseudomonas spp. Fluorescents d’un sol salé. Effet d’osmoprotecteurs

naturels.

ROCHER V et al. (2002) . Identification des sources d'hydrocarbures en milieu urbain :

approche automatisée (Centre d’Enseignement et de Recherche sur l’Eau, la Ville et

l’Environnement, Université Paris XII-Val de Marne, Créteil).

RONTANI J. F. and GIUSTI, G. (1987). Photosensitized oxidation of pristine in sea water:

effect of photochemical reactions on tertiary carbons. Journal of Photochemistry and

Photobiology A. 40, 107-120.

SALAH HABI. (2010). Etude de la Métallo-résistance et de l’Halo-tolérance des

Entérobactéries Isolées des Eaux de Surface de la Région de Sétif; thèse de Doctorat D’état En

Sciences De La Nature Et De La Vie .

SAURET C. (2011). Ecologies des communautés bactériennes marines soumises a une pollution

pétrolière Influence des facteurs environnementaux, de la prédation et de la récurrence des

pollutions. Thèse de doctorat de l’université pierre et marie curie, Spécialité Microbiologie

environnementale Ecole Doctorale Sciences de l’Environnement d’Ile de France (ED129) .

TAPILATU, Y.H et al. (2010). Isolation of hydrocarbon-degrading extremely halophilic

archaea from an uncontaminated hypersaline pond (Camargue, France). Extremophiles14, 225-

231.


TRZESICKA-MLYNARZ D et Ward O.P. (1995). Degradation of polycyclic aromatic

hydrocarbons (PAHs) by a mixed culture and its component pure cultures, obtained from PAH

contaminated soil. Can. J. Microbiol. 41.

Ventosa, A et al. (1999). Proposal to transfer Halococcus turkmenicus, Halobacterium

trapanicumJCM 9743 and strain GSL-11 to Haloterrigena turkmenicagen. nov., comb. nov.Int J

SystBacteriol49,131-136.

VOGEL T. et D BALLERINI. (2001). Biorestauration des sols et des aquifères contaminés par

des hydrocarbures et des composés halogénés. Bull Soc. Fr. Microbiol., 16(3): 204-209.

WELSH D. T. (2000). Ecological significance of compatible solute accumulation by

microorganisms from single cells to global climate. FEMS MicrobiolRev24, 263-290.

ZHANPENG J et HONGWEI Y. (2002).Integrated assessment for aerobic biodegradability of

organic substances Tsinghua University, Beijing, China.

Annexes

Annexes

Annexes : 01

Milieu gélose nutritif (GN) (AOUATI ;2009)

Pour 1litre de milieu il faut :

Peptone :………………………………………….5g

Extrait de levure :…………………………….. 2g

Extrait de viande : …………………………….1g

Na Cl : ………………………………………………5 g

Agar :……………………………………………… 15g

L’eau distillée : ……………………………….1000ml

PH=07

Milieu solide M63

KH2PO4 : …………………………………………….68.0

Carbohydrate solution : ………………………… 10 ml

(NH4) 2SO4 : …………………………………………10 g

FeSO4 :………………………………………………….2.5 mg

MgSO4 :………………………………………………. 1.0ml

Agar : …………………………………………………..15 g

L’eau distillée : …………………………………....1000ml

PH=07

.

Annexes

Annexe 02:Suivi de la croissance microbienne a différent dégréé de salinité

Sur gélose nutritive

Culture à 0 Mm de Na Cl Culture à 50 Mm de Na Cl

Culture à 150Mm de Na Cl Culture à 300Mm de Na Cl

Culture à 600 Mm de Na Cl

Annexes

Annexe 03

Tab

leau

02: S

uiv

i de la

croissa

nce m

icrob

ienn

e d

e18

sou

ches cu

ltivées su

r le milieu

M63 a

dd

ition

né d

e 2%

de p

étrole b

rut

Annexes

Annexe 04

(A) (B)

Tableau : Suivi de la concentration microbienne des échantillons de sable

bioaugmenté(A)et non bioaugmenté (B )au cours du traitement.

(A) (B)

Tableau : Suivi de la concentration microbienne des échantillons d’argile bioaugmenter (B) et

non bioaugmenté (A) au cours du traitement.

ED ER 50 150 300 600

S1 4,638 4,725 4,725 4,941 4,292 4,075

S2 5,309 3,75 5,244 6,11 3,253 3,621

S3 4,573 4,811 5,482 5,504 4,443 4,551

S4 3,296 5,439 4,551 3,729 4,184 5,244

S5 3,296 3,967 4,249 3,729 3,703 3,204

ED ER 50 150 300 600

S1 2,993 2,993 3,426 1,586 1,695 1,738

S2 5,374 4,941 5,374 4,075 4,508 4,292

S3 4,725 4,725 5,482 4,378 3,426 3,642

S4 8,491 6,976 5,222 5,201 4,292 3,383

S5 9,486 9,01 3,642 4,205 4,616 2,192

ED ER 50 150 300 600

S1 2,777 3,231 1,695 3,426 2,863 2,971

S2 3,253 3,664 2,409 4,681 4,378 2,214

S3 7,062 5,331 3,902 5,85 4,227 4,1

S4 8,577 7,712 5,158 8,707 5,331 5,482

S5 2,56 2,733 4,032 1,63 4,075 4,184

ED ER 50 150 300 600

S1 6,456 4,941 4,985 3,378 4,985 4,963

S2 2,56 2,733 4,032 1,63 4,075 4,184

S3 4,833 5,05 5,655 5,179 5,404 5,266

S4 3,21 3,318 3,231 3,383 3,404 3,231

S5 4,119 4,119 3,642 3,383 3,556 3,967

Annexes

Annexe 05

S0 S1 S2 S3 S4

ED 0,594 0,272 0,22 0,178 0,164

ER 0,594 0,263 0,197 0,173 0,167

50 0,594 0,228 0,185 0,169 0,159

150 0,594 0,283 0,19 0,173 0,163

300 0,594 0,266 0,214 0,166 0,17

600 0,594 0,23 0,223 0,184 0,185

Tableau : Suivi de teneur résiduelle de carbone organique des échantillons de sable

bioaugmenter(A) et non bioaugmenté (B) au cours du traitement.

(A ) (B)

Tableau : Suivi de teneur résiduelle de carbone organique des échantillons d’argile

bioaugmenter (A ) et non bioaugmenté (B) au cours du traitement.

S0 S1 S2 S3 S4

ED 0,594 0,235 0,226 0,224 0,159

ER 0,594 0,249 0,223 0,22 0,165

50 0,594 0,242 0,174 0,172 0,156

150 0,594 0,254 0,183 0,183 0,158

300 0,594 0,259 0,171 0,17 0,153

600 0,594 0,248 0,182 0,183 0,168

S0 S1 S2 S3 S4

ED 0,512 0,256 0,255 0,226 0,223

ER 0,512 0,255 0,227 0,218 0,19

50 0,512 0,252 0,219 0,213 0,19

150 0,512 0,242 0,22 0,179 0,175

300 0,512 0,257 0,225 0,184 0,18

600 0,512 0,253 0,221 0,184 0,18

S0 S1 S2 S3 S4

ED 0,512 0,239 0,224 0,209 0,196

ER 0,512 0,258 0,235 0,203 0,192

50 0,512 0,227 0,213 0,196 0,187

150 0,512 0,252 0,219 0,199 0,195

300 0,512 0,251 0,248 0,236 0,192

600 0,512 0,226 0,219 0,216 0,201

Résume :

L’objectif de notre travail est d’étudier l’effet de la salinité sur la croissance bactérienne et la biodégradation des

hydrocarbures par des souches bactériennes isolées à partir des sols contaminés ou non par les hydrocarbures. Un suivi de la

biodégradation a été effectué dans deux types des sols artificiellement contaminées par les hydrocarbures.

Les résultats obtenus montrent le développement de la majorité des souches sur gélose nutritive et milieu minéral M63

additionnés de 2% de pétrole comme seule source de carbone et des concentrations de sel allant jusqu’à 1.5M de NaCl au bout de 3

jours d’incubation.

L’augmentation de la biomasse des échantillons (sable, argile) bioaugmenté est importante en absence du sel (eau distillée et

eau de robinet). Leurs valeurs respectives étant de 9 et 9,4 108UFC/ml pour le sable, alors que pour l’argile les meilleurs résultats sont

observés pour les échantillons traités à l’eau distillée, l’eau de robinet et même en présence de 150mM de NaCl à des valeurs

respectives de 8,57 ; 7,7 et 8,07 108UFC/ml. Cette augmentation indique la métabolisation du polluant par les bactéries

hydrocarbonoclastes.

Ces résultats sont confirmés par la diminution du taux de carbone organique total dans les échantillons atteignant des valeurs

minimales comparables de 0.18mg à la fin de l’expérimentation pour les deux types de sols.

Mots clés : hydrocarbures, salinité, biodégradation, bactéries hydrocarbonoclastes, biomasse, carbone organique total.

Summary:

The objective of our work is to study the effect of salinity on the bacterial growth and biodegradation of hydrocarbons by stocks

bacterial S insulated starting from the grounds contaminated or not by hydrocarbons. A follow-up of the biological breakdown

was carried out in two types of the grounds artificially contaminated by hydrocarbons. The results obtained shows NT the

development of the nutritive majority of the stocks on gélose and mineral medium M63 added with oil 2% like only source of

carbon and of the salt concentrations going until NaCl 1.5M from 3 days of incubation.

The increase in the biomass of the samples (sand, clay) bioaugmentés is significant in absence of salt (distilled water and

water of tap). Their respective values being of 9 and 9,4 10 8

UFC/ml for sand, whereas for clay the best results are observed for

the samples treated with distilled water, water of tap and even in the presence of NaCl 150mM to respective values of 8,57; 7,7

and 8,07 10 8 UFC/ml. This increase indicates the metabolisation of the pollutant by the bacteria hydrocarbonoclastes.

These results are confirmed by the reduction D U rate of total organic carbon in the reaching samples of S minimal values

comparable of 0.18mg at the end of the experimentation for the two types of grounds.

Key words: hydrocarbons, salinity, biological breakdown, bacteria hydrocarbonoclastes, biomass, total organic carbon.

: الملخص

يعشنح ي انتزتح انهحح غز يهحح تكتزحتاستعال سالالخ اندف ي عها دراسح تأحز انهدح عهى انثكتزا انتذهم انثنج نهاد اندركزتح

.يهحح دا تانذزقاخ (ط,ريم)يتاتعح ذا انتذهم انثنج نع ي انتزتح,. تانذزقاخ

ف تزكش يهذ. نهكزتد تتزل كصدر د%2 تظز انتائج انتذصم عها تطر غانثح انسالالخ ف سظ غذائ جهس انسظ انعد يضاف ان

. ااو 3ل خالل و\يل1.5صم انى ي

UFC/ml دسة انقى انتانح(اناء انقطز ياء انذفح)دا جد يالدظ ف غاب انهخانكخفح (ط,ريم)انشادج ف انكتهح انذح نهعاخ 8

9.10 9.4 .

8,07.10 8,57,7,7. انقى دسة انتتان, يى نههخ 150 جد أ أدس انتائج تسجم ف عاخ ياء انقطز ياء انذفح انتزكش ف انتزتح انطح 8

UFC/ml, تاستعال انثكتزا انفطح (انثتزل) نههثذ انشادج ف انكتهح انذح تدل عهى انتذهم انثنج

. اح انتجزتحعديغ ف ع انتزتح 0.18 انتائج انتذصم عها تتأكد تقص سثح انكزت ف انعاخ دج تصم إنى اقم قح نا

. ، انكتهح انذح، انكزت انعضي انفطحانثكتزا,انتذهم انثنج ,، جحانم انفظ،:الدالة الكلمات

Effets de la salinité sur l’activité des bactéries · universite kasdi merbah-ouargla faculte...

Documents

Transcript of Effets de la salinité sur l’activité des bactéries · universite kasdi merbah-ouargla faculte...