Andy Jarvis - Climate Change Models Can Guide Our Adaptation Strategies Supagro Nov 2009
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Délivré par SupAgro Montpellier
Préparée au sein de l’école doctorale GAIA
Et de l’unité de recherche AGAP
Spécialité : Biologie intégrative des plantes
Présentée par Hajer KHEFIFI
Soutenue le 22 septembre 2015 devant le jury composé de
Mme. Elisabeth Dirlewanger, DR, INRA Rapporteur
M. Jean-Louis Julien, Professeur, Univ. Blaise
Pascal Clermont-Ferrand
Rapporteur
M. Jean-Luc Regnard, Professeur, SupAgro
Montpellier
Examinateur
Mme Quilot Bénédicte, CR, INRA Avignon Examinatrice
M. Raphaël Morillon, Chercheur, CIRAD Directeur de thèse
M. Mehdi Ben Mimoun, Professeur, INAT Co-directeur de thèse
M. François Luro, CR, INRA Corse Invité
M. Timothy Tranbarger, CR, IRD Montpellier Invité
Etudes physiologiques et génétiques de
caractères morpho-physico-chimiques des
fruits d’agrumes au cours de la maturation
jusqu’à l’abscission
TITRE DE LA THESE
MINISTERE DE L’AGRICULTURE
Thèse pour l’obtention du titre de Docteur
Etudes physiologiques et génétiques de caractères
morpho-physico-chimiques des fruits d’agrumes au
cours de la maturation jusqu’à l’abscission
Hajer KHEFIFI
Soutenue le 22 septembre 2015 et encadré par :
M. Raphaël Morillon, Chercheur, CIRAD Directeur de thèse
M. François Luro, CR, INRA Encadrant de thèse
M. Mehdi Ben Mimoun, Professeur Co-directeur de thèse
Dédicace
A mes grands parents
A mes parents
A mes frères
A ma sœur
A mon fiancé
A toute ma famille
Remerciements
J’exprime ma profonde gratitude à M. Raphaël Morillon, mon directeur de thèse, pour son
intérêt, son important investissement, ses conseils, sa disponibilité et sa confiance qui ont été une
grande source d’appui, de motivation et d’encouragement pour mener à bien ce travail. Ce travail
n’aurait pas abouti sans vos efforts bienveillants. Merci !
J’adresse mes plus vifs remerciements à M. François Luro, mon encadrant qui a suivi ce
travail de près pendant ces quatre ans. Je le remercie pour ses conseils, son aide précieuse, ses efforts,
sa patience et sa gentillesse. Tes recommandations et tes conseils m’ont été précieux. Merci !
Merci à M. Mehdi Ben Mimoun mon co-directeur de thèse pour son aide et sa participation à
ce travail.
Mes remerciements vont également aux membres de mes comités de pilotage : M. Francisco
Tadeo et M. Jean Luc Regnard pour leurs conseils judicieux, leurs exigences scientifiques et leurs
remarques constructives.
Je tiens également à remercier, Mme Elisabeth Dirlewanger, Mme Bénédicte Quilot, M. Jean-
Louis Julien et M. Timothy Tranbarger pour avoir accepté de consacrer de leur temps à l’évaluation de
cette thèse.
Mes remerciements se dirigent également aux financeurs de ces travaux : le Cirad, l’Inra et
l’Université de Carthage.
Merci à M. Laurent Gomez de m’avoir accueillie au sein de l’unité de recherche Plantes et
Systèmes de Culture Horticoles, à l’Inra d’Avignon.
Je suis très reconnaissante envers Mme Doriane Bancel, qui m’a encadrée lors de mon stage
effectué à l’Inra d’Avignon. Merci beaucoup pour ta disponibilité, ta modestie, tes compétences, ta
rigueur et ta gentillesse.
Je tiens à exprimer toute ma gratitude à Mme Agnès Doligez pour le temps qu’elle a consacré
pour m’aider à comprendre la méthodologie de la cartographie génétique et la détection des QTL et
pour répondre à toutes mes questions.
Merci à M. Patrick Ollitrault qui nous a fourni les données de génotypage de la population
clémentinier x mandarinier.
Mes remerciements s’adressent aussi à Mme Marie-France Duval qui m’a offert l’occasion de
participer à la journée des doctorants 2015 à SupAgro Montpellier.
Un grand merci à Rim Selmane stagiaire à l’INAT pour son aide et sa contribution.
Que tous les personnels Inra-Cirad du Centre Inra de Corse qui m’ont aidés et m’ont soutenus
par leurs conseils et encouragements notamment Timi, Jean-Luc, Jean Charles, Olivier, Yann, Paul-
Eric, Isabelle, Jeanine, Jean Bouffin, Thibaut, Jérôme, Camille, Christian, Albert, François,
Emmanuel, Josée et bien d’autres trouvent ici l’expression de ma reconnaissance.
Pour tous les aspects administratifs, je remercie Patricia, Véro, Brigitte. Je remercie également
Simone, Pauline, Renaud et Christophe.
Un grand merci à Gilles, mon voisin de bureau pour son aide, sa disponibilité et sa gentillesse.
Merci à Laurent pour ses cours de « R » et sa gentillesse. Merci à Franck pour ses conseils, son aide et
sa bonne humeur. Merci à Jean Marc pour son soutien, son écoute et ses encouragements. Merci à
Alexandra et à Marie, doctorantes, pour les bons moments passés ensemble. Je vous souhaite bon
courage pour la suite.
Une autre pensée pour tous les « gens du voyage » : CDD, stagiaires, thésards que j'ai eu le
plaisir de croiser pendant ces quelques années : Camilla, Sandrine, Katia, Angèle, Chloé, Charlotte,
Maude, Nadia, Haifa, Ahlem, Vincent, Victoire, Juliette, Florian, Andria, Audray, Emilie, Simon,
Marion, Matthieu et Marine.
Un grand merci à toutes les personnes qui ont contribué au bon déroulement de ma thèse et à
une bonne ambiance générale que ce soit pour un coup de main au niveau administratif un échange
instructif, un mot d’encouragement, un bon moment à la pause-café…
Merci à tous mes amies qui m’ont apportés leur soutien : Antonella, Sana, Souha, Noémie,
Natacha et Pauline. Merci aussi à tous mes colocataires qui ont défilés au cours de ces années au
bâtiment social pour la bonne ambiance et tous les bons moments passés ensemble.
A mon fiancé….Merci pour tout. Pour ton soutien indéfectible, tes attentions, ta patience, tes
encouragements…Sans ton soutien la dernière année de mon aventure aurait été bien difficile.
Merci du fond de cœur à ma famille que j’aime plus que tout et qui m’a beaucoup manquée
pendant ces années. Avec certitude, je n'en serais jamais arrivée là sans le soutien et les sacrifices de
mes parents. Avec toute ma reconnaissance, ma gratitude, mon amour je vous remercie ! Merci pour
votre présence, vos encouragements, votre écoute. Merci pour avoir toujours cru en moi et m'avoir
toujours soutenue et suivie quels que soient mes choix et mes destinations... ! Cette thèse est pour
vous…
رشدا هذا من ألقرب هداني الذي هلل الحمد1
1 Je remercie Dieu qui m’a aidé à finir ma thèse
"Dieu se laisse entrevoir dans les choses créées, et dans toutes, dans les plus petites même, quelle force ! Quelle
sagesse ! Quelle inexplicable perfection ! Les animaux, les végétaux, les minéraux, empruntant et rendant à la
terre les éléments qui servent à leur formation ; la terre emportée dans son cours immuable autour du soleil dont
elle reçoit la vie, le soleil lui-même avec les autres astres et le système entier des étoiles suspendu et mis en
mouvement dans l'abîme du vide par Celui qu'on ne peut comprendre, le premier Moteur, l'Etre des êtres, la
Cause des causes, le Protecteur universel et le Souverain Artisan du monde."
Charles LINNÉ (Linné, 1832)
7
Résumé Le contrôle de la qualité des fruits est un objectif de recherche agronomique, génétique
mais également de production. La notion de qualité est cruciale pour les fruits destinés au
commerce du fruit frais. Chez les agrumes, fruitier non climactérique, elle est définie sur
l’arbre et utilisée pour déclencher la récolte qui doit précéder l’abscission des fruits.
Néanmoins cette chute de fruit est parfois très proche du stade de maturité et occasionne donc
des pertes du fait de délais trop courts pour assurer la récolte. Ceci est généralement observé
chez les orangers cultivés en Espagne et en Tunisie. Par ailleurs, la qualité d’un agrume est
souvent définie par la couleur de peau, la taille du fruit, l’absence de pépin, l’arôme et les
teneurs en jus, en sucres et en acidité. Si l’absence de pépin peut être obtenue par la mutation
induite ou par la triploïdie, le contrôle de la variation des autres caractères repose sur de
nombreux facteurs: la variété, l’interaction avec le porte-greffe, les effets de l’environnement
et les techniques culturales. Parmi eux le génotype variétal, c’est-à-dire sa structure génétique
héritée de ses parents est un facteur prépondérant pour atteindre le niveau d’amélioration
attendu. L’obtention d’une structure génétique adaptée aux objectifs de production n’est pas
aisée car les caractéristiques liées à la reproduction telles que la polyembryonie, la phase
juvénile ou l’auto-incompatibilité gamétique, sont contraignantes chez les agrumes. Dans le
cadre de ce travail, nous avons eu pour objectif de développer des connaissances sur la
variation des caractères de la qualité du fruit, en y incluant l’abscission, mais également sur
leur héritabilité et leur hérédité afin de faciliter les programmes de sélection et de création
variétale.
Nous avons tout d’abord étudié la variation de l’abscission chez plusieurs variétés
d’orangers sur 3 sites, en Tunisie en Espagne et en Corse. Cette étude démontre que pour des
variétés identiques, le processus d’abscission mesurée via la diminution de la force de
détachement du fruit du pédoncule (FDF), est très dépendante de l’environnement et non des
caractères de qualité du fruit. De façon originale la Corse ne semble pas être favorable à
l’expression de ce caractère. Parmi les facteurs environnementaux décrits sur les trois sites,
celui de l’augmentation du nombre de jours favorable à la croissance (température moyenne ≥
13°C) en fin d’hiver semble être à l’origine de la chute massive et soudaine des fruits.
Néanmoins, en Corse, la FDF peut aussi diminuer au cours de la maturation sur d’autres
agrumes que les oranges.
L’analyse de l’hérédité des caractères de la qualité des fruits et de leur abscission a été
réalisée par une approche de la ségrégation de QTLs dans une population de 116 hybrides
issus d’un croisement de type backcross (clémentinier × mandarinier), le clémentinier étant
déjà un hybride (mandarinier x oranger). Les analyses ont été reproduites sur deux campagnes
de production à plusieurs dates de maturité et bornées par celles des deux parents. La plupart
des caractères ont une variation importante et une hérédité transgressive découlant de
l’hétérozygotie élevée des génomes parentaux. Trois cartes génétiques ont été développées
(les parentales et la consensus) à l’aide de marqueurs SNP et SSR couvrant environ 75% du
génome de référence. Après estimation de l’effet aléatoire sur la variance des caractères
(BLUP), des QTL de chacun des caractères ont été détectés (1 QTL pour l’acidité, le citrate,
la teneur en jus, la TSS, la FDF à 5 QTL pour l’indice a* de coloration). La plupart d’entre
eux ne sont détectés qu’à une seule date de maturation.
La stabilité interannuelle et inter-population de ces QTL devra être vérifiée avant une
possible utilisation des marqueurs liés dans les programmes d’amélioration.
Mots clés : Agrumes, maturation, abscission, environnement, FDF, cartographie, QTL
Résumé en anglais
8
Abstract Fruit quality control is an agronomic, genetics and production research objective. The
concept of quality is crucial for fruit produced for the fresh fruit market. In citrus, which are
non-climacteric fruit, quality traits in the tree is set to trigger the harvest time that must
precede fruit abscission. However, this fruit drop is sometimes very close to the stage of
maturity and therefore causes losses because of shorter time to ensure the harvest. This is
usually observed in orange grown in Spain and Tunisia. Furthermore, the quality of a citrus
fruit is often defined by the skin color, fruit size, seedlessness, aroma and juice content, sugar
and acidity. If seedlessness can be obtained by induced mutations or triploidy, the control of
the change in other characters is based on many factors: variety, interaction with the
rootstock, environmental impact and cultivation techniques. Among them, the varietal
genotype, which means the genetic structure inherited from the parents, is a key factor to
achieve the expected level of improvement in breeding. In citrus, obtaining a genetic structure
adapted to production targets is not easy because the characteristics associated with
reproduction such as polyembryony, juvenility or gamete self-incompatibility. In the present
work, we aimed to develop knowledge on the variation of fruit quality traits by including
abscission, heritability and traits inheritance to facilitate breeding programs.
We first studied the variation of the abscission in several varieties of orange on 3 sites,
Tunisia, Spain and Corsica. This study showed that for the same varieties, the process of
abscission measured by investigating the decrease the fruit detachment force (FDF) required
to separate the fruit from the calyx, was very dependent on the environment, but not on the
fruit quality traits. Interestingly, Corsica does not seem favorable to the expression of this
trait. Among the environmental factors described on the three locations, the increase of the
number of days that favor growth (average temperature ≥ 13 °C) in late winter seems to be the
cause of the sudden and massive fruit drop. Nevertheless, in Corsica, the FDF can also
decrease during maturation in other citrus than oranges.
The analysis of inheritance of fruit quality traits and abscission was achieved by
investigating the segregation of QTLs in a population of 116 hybrids resulting from a
backcross (clementine × mandarin), clementine being itself a hybrid (mandarin × orange).
Analyzes were replicated two consecutive years at several maturity dates which were bounded
by maturity dates of both parents. Most traits presented a significant variation and a
transgressive inheritance arising from the high heterozygosity of parental genomes. Three
genetic maps have been developed (parental and consensus) using SSR and SNP markers
covering about 75% of the reference genome. After estimating the random effect on the
variance of the traits (BLUP), QTLs of each trait were detected (1 QTL for acidity, citrate,
juice content, TSS, FDF as well as 5 QTLs for the a* color index). Most of them were
detected at a single date of maturation.
Interannual and inter-population stability of these QTLs will be checked before any possible
use of the linked markers in breeding programs.
Keywords: Citrus, maturation, abscission, environment, FDF, cartography, QTL
Table de matière
9
Table des matières
Résumé ....................................................................................................................................... 7
Abstract ...................................................................................................................................... 8
Introduction bibliographique .................................................................................................... 14
1. Agrumiculture : Importance économique, atouts et contraintes ................................... 15
1.1. Agrumes : Production, consommation et exportation ............................................ 15
1.2. Taxonomie des agrumes : Richesse et diversité génétique .................................... 18
1.3. Origine génétique et géographique des citrus cultivés........................................... 19
1.4. Classification des orangers et des mandariniers .................................................... 21
1.5. Progrès génétiques : Réalisations, atouts et contraintes ......................................... 23
1.6. Etude génétique des caractères quantitatifs ........................................................... 27
1.6.1. Génome des agrumes ...................................................................................... 27
1.6.2. Cartes génétiques ............................................................................................ 27
1.6.3. Analyse QTL .................................................................................................. 28
1.6.3.1. Principe et intérêt d’une analyse QTL ........................................................ 28
1.6.3.2. Outils et étapes d’une analyse QTL ............................................................ 29
1.6.3.2.1. Etablissement d’une carte génétique...................................................... 29
1.6.3.2.2. Phénotypage ........................................................................................... 30
1.6.3.2.3. Cartographie de QTL ............................................................................. 30
1.6.3.3. Facteurs influençant la détection des QTL ................................................. 31
2. Maturation des fruits des agrumes ................................................................................ 31
2.1.Morphologie et anatomie du fruit ............................................................................... 31
2.2. Etapes de croissance et développement du fruit ........................................................ 32
2.2.1. Phase de division cellulaire ............................................................................ 32
2.2.2. Phase de différenciation cellulaire .................................................................. 32
2.2.3. Phase de maturation ........................................................................................ 33
2.3. Changements physiologiques et biochimiques au cours de la maturation ............. 33
2.3.1. Caractérisation de la maturation ..................................................................... 33
2.3.2. Les sucres chez les fruits des agrumes ................................................................ 34
2.3.2.1. Composition du fruit en sucres ..................................................................... 34
2.3.2.2. Métabolisme et transport des sucres ........................................................... 35
2.3.3. Les acides chez les fruits des agrumes ........................................................... 38
2.3.3.1. Composition du fruit en acides organiques .................................................. 38
2.3.3.2. Métabolisme des acides .............................................................................. 39
2.3.3.3. Transport des acides .................................................................................... 42
2.3.4. Les métabolites secondaires chez les fruits des agrumes ............................... 43
2.3.4.1. Composition du fruit en métabolites secondaires ....................................... 43
2.3.4.2. Evolution des métabolites secondaires au cours de la maturation des fruits
43
2.3.4.3. Métabolisme des caroténoïdes .................................................................... 44
Table de matière
10
2.4. Contrôle de la maturation des fruits des agrumes .................................................. 45
2.4.1. Effet environnemental ......................................................................................... 45
2.4.2. Contrôle hormonal ............................................................................................... 47
2.4.3. Contrôle génétique .......................................................................................... 48
2.4.3.1. Contrôle génétique de la synthèse des sucres ............................................. 48
2.4.3.2. Contrôle génétique du métabolisme d’acide citrique .................................. 50
3. L’abscission des fruits au cours de la maturation des agrumes ..................................... 52
3.1. Qu’est-ce que l’abscission ? ....................................................................................... 52
3.2. Vagues d’abscission ................................................................................................... 52
3.3. Zones d’abscission ..................................................................................................... 53
3.3.1. Localisation des zones d’abscission .................................................................... 53
3.3.2. Morphologie, Anatomie et métabolisme des zones d’abscission ........................ 54
3.5. Contrôle de l’abscission des fruits ............................................................................. 56
3.5.1. Effet environnemental ......................................................................................... 56
3.5.2. Contrôle hormonal ............................................................................................... 57
3.5.3. Implication des sucres et des acides dans le phénomène d’abscission................ 59
3.5.4. Contrôle génétique .............................................................................................. 60
3.5.4.1. Gènes codant pour les enzymes hydrolytiques ......................................... 60
3.5.4.1.1. Cellulases ou Endo-1,4-β-glucanases ou EC 3.2.1.4l ............................ 60
3.5.4.1.2. Polygalacturonases (EC 3.2.1.15) .......................................................... 61
3.5.4.1.3. Pectine-méthyl-estérase ......................................................................... 62
3.5.4.2. Gènes codant pour les hormones d’abscission .......................................... 63
3.6. Dernière étape de l’abscission : la Post- abscission ................................................... 65
3.7. L’abscission est-elle un critère recherché ? ............................................................... 65
3.7.1. Mécanisation de la récolte: l’abscission peut être un critère agronomique
recherché ! ..................................................................................................................... 65
3.7.1.1. Développement de la récolte mécanique .................................................... 66
3.7.1.2. Limites et contraintes de la récolte mécanique ........................................... 67
3.7.2. Preharvest drop : l’abscission est un critère non recherché ............................ 67
3.7.3. L’abscission est un critère à contrôler ! .......................................................... 68
4. Objectifs de la thèse ...................................................................................................... 69
Matériel et Méthodes ................................................................................................................ 71
1. Dispositifs expérimentaux et Matériel végétal .............................................................. 72
1.1. Premier dispositif expérimental ............................................................................. 72
1.1.1. Site expérimental et Matériel végétal ............................................................. 72
1.1.2. Prélèvement et échantillonnage ...................................................................... 74
1.2. Deuxième dispositif expérimental ......................................................................... 74
1.2.1. Matériel végétal .............................................................................................. 74
1.2.2. Prélèvement et échantillonnage ...................................................................... 75
1.3. Troisième dispositif expérimental .......................................................................... 75
1.3.1. Site expérimental ............................................................................................ 75
1.3.2. Matériel végétal .............................................................................................. 76
Table de matière
11
1.3.3. Prélèvement et échantillonnage ...................................................................... 76
2. Méthodes ....................................................................................................................... 78
2.1. Enregistrement des données climatiques ............................................................... 78
2.2. Phénotypage et suivi des paramètres de la qualité du fruit et d’abscission ........... 78
2.2.1. Suivi des paramètres physico-chimiques du fruit ........................................... 78
2.2.1.1. Paramètres physiques du fruit ..................................................................... 78
2.2.1.2. Paramètres biochimiques du fruit ................................................................... 79
2.2.2. Suivi de l’évolution de la Force de Détachement du Fruit au cours de la
maturation ...................................................................................................................... 80
2.2.3. Analyses biochimiques ................................................................................... 80
2.2.3.1. Préparation des échantillons ....................................................................... 81
2.2.3.2. Extraction des sucres et des acides ............................................................. 81
2.2.3.3. Dosage par méthode enzymatique des sucres ............................................. 81
2.2.3.4. Dosage par méthode enzymatique des acides organiques .......................... 83
2.2.3.5. Dosage de l’acide citrique ........................................................................... 84
2.2.3.6. Dosage de l’acide malique .......................................................................... 85
2.3. Analyses statistiques .............................................................................................. 86
2.4. Génotypage et analyses moléculaires .................................................................... 88
2.4.1. Extraction de l’ADN ....................................................................................... 88
2.4.2. Vérification de la qualité d’ADN par migration sur gel d’agarose ................ 88
2.4.3. Dosage de l’ADN ........................................................................................... 89
2.4.4. Choix des marqueurs moléculaires ................................................................. 89
2.4.5. Réactions PCR ................................................................................................ 89
2.4.6. Electrophorèse en gel de polyacrylamide ....................................................... 90
2.4.7. Marqueurs moléculaires : Polymorphisme et codage ..................................... 91
2.5. Analyses bio-informatiques ................................................................................... 92
2.5.1. Construction des cartes génétiques ................................................................. 92
2.5.2. Détection des QTL .......................................................................................... 94
Chapitre I: Effet de l’environnement et de la maturité des fruits sur l’abscission ................... 95
1. Manuscrit sur l’effet de l’environnement et de la maturité sur l’abscission ................. 97
Chapitre II: Etablissement des cartes génétiques ................................................................... 120
1. Introduction ................................................................................................................. 121
2. Résultats .......................................................................................................................... 122
2.1. Cartes parentales ...................................................................................................... 122
2.2. Carte consensus ........................................................................................................ 127
2.3. Fréquence et répartition des marqueurs avec distorsion de ségrégation .................. 130
2.4. Cartographie comparée ............................................................................................ 132
2.4.1. Comparaison de la carte du clémentinier avec la carte de référence du
clémentinier ................................................................................................................. 132
2.4.2. Comparaison de la carte consensus aux deux cartes parentales ........................ 136
3. Discussion ................................................................................................................... 136
Table de matière
12
3.1. Distorsion de ségrégation ..................................................................................... 136
3.2. Analyse des cartes génétiques .................................................................................. 138
3.3. Cartographie comparée ........................................................................................ 138
Chapitre III : Détection de QTL des caractères de la qualité des fruits et de l’abscission ..... 140
1. Introduction ................................................................................................................. 141
2. Détection des QTL de la FDF et des caractères physico-chimiques des fruits ........... 141
2.1. Résultats ............................................................................................................... 141
2.1.1. Analyse des données phénotypiques ............................................................ 141
2.1.1.1. Variation des caractères ............................................................................ 141
2.1.1.2. Corrélations génétiques ............................................................................. 147
2.1.1.3. Héritabilité des caractères ......................................................................... 149
2.1.2. Cartes génétiques .......................................................................................... 150
2.1.3. Identification des QTL .................................................................................. 151
2.1.3.1. Les QTL identifiés pour chaque caractère ................................................ 156
2.1.3.2. Co-localisations des QTL : pour le même caractère et entre caractères ... 157
2.1.4. Stabilité interannuelle des QTL .................................................................... 158
2.2. Discussion ............................................................................................................ 161
2.2.1. Analyse des QTL .......................................................................................... 161
2.2.1.1. QTL de la FDF .......................................................................................... 161
2.2.1.2. Les QTL de la couleur du fruit.................................................................. 162
2.2.1.3. QTL de la forme du fruit, du diamètre équatorial et du diamètre polaire . 163
2.2.1.4. QTL de la TSS et de l’acidité ................................................................... 164
2.2.2. Variance phénotypique expliquée par les QTL ............................................ 164
2.2.3. Co-localisations des QTL ............................................................................. 165
2.2.4. Stabilité des QTL .......................................................................................... 166
3. Manuscrit sur la detection des QTL de la qualité des fruits ........................................ 167
Discussion et perspectives ...................................................................................................... 207
1. L’abscission au cours de la maturation ....................................................................... 208
1.1. Méthodologie et évaluation de l’abscission ......................................................... 208
1.2. Comment l’environnement influence-t-il l’abscission ? ...................................... 209
1.2.1. L’abscission des fruits est-elle due à l’évolution des paramètres des fruits au
cours de la maturation ? .............................................................................................. 209
1.2.2. L’abscission des fruits est-elle due à l’effet direct de l’environnement ? .... 210
2. Contrôle génétique de l’abscission et des principaux caractères du fruit à différents
dates au cours de la phase de maturation ............................................................................ 212
2.1. Cartes génétiques ................................................................................................. 212
2.2. Variabilité et héritabilité des caractères ................................................................... 213
2.3. QTL détectés ............................................................................................................ 213
2.4. Intérêt de l’approche QTL pour l’étude des relations entre caractères et pour
l’amélioration .................................................................................................................. 214
2.5. Stabilité des QTL ..................................................................................................... 215
Table de matière
13
2.6. Abscission et maturation .......................................................................................... 216
Conclusion générale ............................................................................................................... 217
1. Existe-t-il des relations entre l’environnement, la maturation et l’abscission? ........... 218
2. Etude de déterminisme génétique de la FDF et des paramètres physico-chimiques des
fruits .................................................................................................................................... 219
Références bibliographiques .................................................................................................. 221
Annexes .................................................................................................................................. 243
1. Annexes des chapitres II et III ..................................................................................... 244
2. Proceeding et participations aux congrès ................................................................... 252
14
Introduction bibliographique
Introduction bibliographique
15
1. Agrumiculture : Importance économique, atouts et contraintes
1.1. Agrumes : Production, consommation et exportation
Cultivés à très grande échelle, les agrumes sont en tête des productions fruitières dans
le monde. En 2012, la production mondiale a dépassé les 131 millions de tonnes (FAO 2014).
Les oranges représentent de loin la plus grosse production d’agrumes avec un pourcentage de
52%. Les petits agrumes occupent le deuxième rang avec une production de 20.6 millions de
tonnes, représentant 21% de la production totale d’agrumes. Suivent ensuite les limes et les
citrons, les autres agrumes et pour finir les pomelos. Ces derniers occupent la dernière place
avec une production de 6.1 millions de tonnes (Figure 1).
Figure 1. Pourcentages de la production mondiale des principaux groupes d’agrumes
commercialisés pour l’année 2012 (FAO, 2014).
Grâce à leur grande capacité d'adaptation à des conditions pédoclimatiques très
différentes, les agrumes sont cultivés dans des zones tempérées chaudes jusqu’aux zones
tropicales (entre les 40° de latitudes nord et sud) (Luro et al., 2013). En 2012, la superficie
cultivée était de l’ordre de 8,7 millions d’hectares (FAO, 2014), résultant d’une forte
augmentation des plantations au cours des dernières décennies. La Chine est le pays dont la
superficie agrumicole est la plus importante et représente à elle seule 24% de la surface
mondiale (UNCTAD, 2013).
Bien que les agrumes soient produits dans plus de 140 pays, la Chine, le Brésil, les
Etats-Unis et le bassin méditerranéen produisent plus de 64% de la production mondiale
(Tableau 1) (FAO, 2014). La production du bassin méditerranéen est destinée principalement au
10%
6%
11%
52%
21% Autres agrumes
Pomelos
Limes et citrons
Oranges
Petits agrumes
Introduction bibliographique
16
marché du frais. En revanche la plus grande partie de la production des régions tropicales est
destinée à la transformation.
Tableau 1. Principaux pays et zones producteurs d’agrumes en 2012 (FAO, 2014).
Régions de production Production (Tonnes) Part de la production
Mondiale (%)
Chine 31 700 000 24.1
Bassin méditerranéen 22 600 263 17.2
Brésil 20 258 500 15.4
Etats Unis 10 619 500 8.1
La transformation des agrumes représente environ un tiers de la production totale, et
est dominée par le jus d’orange. La principale caractéristique du marché mondial du jus
d’orange est la concentration et la spécialisation géographique de la production. En effet, deux
acteurs principaux, l’Etat de Floride aux Etats-Unis et l’Etat de San Paulo au Brésil se
partagent ce marché. La production du jus d’orange cumulée entre ces deux acteurs
représentait en 2009 environ 85% du marché mondial (Council, 2010).
Le marché des agrumes frais concerne surtout les oranges. En 2012, la consommation
mondiale des fruits frais était supérieure à 50 millions de tonnes. Toutefois, ce marché se
caractérise par une forte diversification avec les petits agrumes, les citrons, les limes et les
pomelos. La production d’oranges est surtout concentrée en Amérique du sud et en Californie
alors que la production de mandarines et de petits fruits est localisée en Chine, au Japon et
dans le bassin méditerranéen. Il est à signaler que le niveau de qualité le plus haut est obtenu
dans le bassin méditerranéen qui représente l’une des principales zones de production des
agrumes frais diversifiés (Council, 2010). La part la plus importante de la production dans le
bassin méditerranéen est fournie par l’Espagne avec 24% de la production totale de cette
zone. Après l’Espagne viennent l’Egypte, la Turquie et l’Italie avec respectivement 17, 15 et
12% de la production méditerranéenne (Figure1) (FAO, 2014).
Introduction bibliographique
17
Figure 2. Part des principaux pays producteurs du bassin méditerranéen dans la production
méditerranéenne des agrumes (22.6 millions de tonnes) en 2012 (FAO, 2014).
Avec une composition riche en minéraux, en polyphénols, en vitamines, en fibres, en
flavonoïdes, en limonoïdes, les agrumes sont bénéfiques pour la santé et préviennent plusieurs
maladies telles que les maladies cardiovasculaires, les cancers, les désordres intestinaux….
(Ladanyia, 2008).
Les agrumes sont également utilisés pour l’extraction des huiles essentielles et la
fabrication des produits cosmétiques. Les huiles essentielles proviennent de cellules appelées
glandes à huiles situées dans l’épiderme (exocarpe) et sont utilisées en tant qu’arômes dans
les parfums, les cosmétiques, l’industrie alimentaire et les produits ménagers de nettoyage. La
pulpe, sous-produit de l’extraction des jus, est utilisée pour l’alimentation animale (Ocampo,
2008).
Les agrumes sont des fruits fortement demandés sur les marchés internationaux. Plus
de 7% de la production mondiale, correspondent à des importations. La Russie représente la
première destination des agrumes importés avec un pourcentage de 23%. Ce marché est très
demandeur en petits fruits. Au second rang, on trouve l’Union Européenne avec un volume de
1 million de tonnes importées en 2012/2013. Pour cette destination les oranges représentent
71% des agrumes importés (MAPM, 2013).
En 2011, plus de 60% des exportations d'agrumes frais provenaient de l'hémisphère
Nord (FAO, 2014). Les pays méditerranéens jouent traditionnellement un rôle prédominant en
tant qu'exportateurs d'agrumes frais. La part du bassin méditerranéen dans les exportations
représente environ 50% et constitue une ressource financière importante pour ces pays. Les
oranges constituent la majeure partie des fruits frais exportés (UNCTAD, 2013). L’Afrique du
24.3%
17.6% 15.7%
12.8%
8.3%
0
5
10
15
20
25
30
Espagne Egypte Turquie Italie Maroc
Espagne Egypte Turquie Italie Maroc
Introduction bibliographique
18
sud est le plus gros exportateur d’oranges avec un total de 1 million de tonnes en 2012 ce qui
représente 27% du total des oranges exportées. L’Afrique du Sud avec l’Egypte, l’Espagne,
les Etats unis, la Turquie et l’Union Européenne exporte 85% des oranges (Moobi, 2013).
Les agrumes constituent un secteur stratégique dans la plupart des pays producteurs
jouant ainsi un rôle socio-économique du premier ordre. Sur le plan économique, les agrumes
représentent une source importante de recettes pour tous les acteurs de la filière ; agriculteurs,
industriels, exportateurs… Sur le plan social, le secteur assure l’emploi d’une main d’œuvre
importante. Il s’agit donc d’une filière d’importance économique majeure à l’échelle nationale
ainsi qu’à l’échelle internationale (Ladanyia, 2008).
1.2.Taxonomie des agrumes : Richesse et diversité génétique
Les agrumes comportent une grande diversité d’espèces. Cette diversité n’est pas
complètement explorée et exploitée. En fait, les agrumes appartiennent principalement à trois
genres botaniques sexuellement compatibles : Fortunella, Poncirus et Citrus. Ces trois genres
avec huit autres genres appartiennent à la sous-tribu des Citrinae, tribu des Citreae, sous-
famille des Aurantioideae, famille des Rutaceae et l’ordre des Géraniales (Swingle, 1967). Les
espèces appartenant au genre Fortunella donnent des fruits dont la peau est comestible. Le
Poncirus est monospécifique. Il est utilisé surtout comme porte-greffe du fait des tolérances
qu’il porte à plusieurs contraintes biotiques (Gommose à Phytophthora, Tristeza,
nématodes…) et aux basses températures. Le genre Citrus est celui qui regroupe un très grand
nombre d’espèces y compris la plupart des espèces cultivées et comestibles. Le nombre
d’espèces appartenant à ce genre varie en fonction des classifications des taxonomistes. En
effet tandis que Swingle (1967) y répertorie seize espèces, Tanaka (1961) y décrit cent cinquante-
six espèces. La classification de Tanaka (1961) reste la plus utilisée, même si tout le monde
s’accorde à dire que celle de Swingle se rapproche le plus de la définition d’une espèce. En
1997, Mabberley a proposé une autre classification qui regroupe les six genres inter-fertiles
des agrumes : Poncirus, Fortunella, Citrus, Eromocitrus, Microcitrus et Clymenia en un seul
genre nommé Citrus (Mabberley, 1997).
Le progrès biotechnologique en termes d’outils d’analyse, de connaissances des
génomes a d’ores et déjà fourni des réponses aux interrogations sur l’origine des espèces et
des formes cultivées, la variabilité et la structure des populations et pourra ainsi apporter des
éléments pour réviser la taxonomie des agrumes (Jacquemond et al., 2013; Luro et al., 2013; Penjor et
al., 2013 ; Curk et al, 2015.).
Introduction bibliographique
19
En référence à la classification de (Swingle, 1967), on distingue huit principaux groupes
taxonomiques : C. medica (L.) (cédratiers), C. reticulata Blanco (mandariniers), C. maxima
(L.) Osb. (pamplemoussiers), C. sinensis (L.) Osb. (orangers), C. aurantifolia (Christm.)
Swing. (limettiers), C. paradisi Macf. (pomelos), C. limon (L.) Burm. F. (citronniers), C.
aurantium (L.) (bigaradiers).
La diversité génétique au sein des agrumes se traduit par une variabilité des caractères
morphologiques ou de couleur (Figure 3), organoleptiques mais aussi des résistances aux
facteurs biotiques et abiotiques. En plus de cette variabilité agro-morphologique, les agrumes
se caractérisent par une variabilité biochimique et moléculaire souvent utilisée pour étudier
les relations phylogéniques entre les différentes espèces (Ollitrault et al., 1999).
Figure 3. Diversité génétique au sein des agrumes
1.3.Origine génétique et géographique des citrus cultivés
La première étude qui a porté sur la phylogénie et l’origine des espèces est celle de
(Barrett et Rhodes, 1976). Cette étude basée sur des marqueurs biochimiques et morphologiques
suggère que la plupart des agrumes cultivés appartenant au genre Citrus serait issu de trois
espèces vraies : Citrus medica L. (cédratier), Citrus reticulata Blanco (mandarinier), Citrus
maxima L. Osbeck (pamplemoussier). Par la suite d’autres études ont été conduites à l’aide de
différents outils: la diversité des caractères morphologiques (Ollitrault et al., 2003), l’analyse des
métabolites primaires (Luro et al., 2011) et secondaires (Fanciullino et al., 2006), l’utilisation des
marqueurs moléculaires (Luro et al., 2011; Ollitrault et al., 2012 ; Curk et al., 2014). Ces études
convergent toutes vers l’existence de quatre taxons à l’origine des agrumes cultivées, qui sont
aussi appelés espèces ancestrales. Aux trois premières citées s’ajoute en effet un papeda
nommé C. micrantha Wester qui serait à l’origine du limettier (Nicolosi et al., 2000). C’est
Introduction bibliographique
20
autour de ces quatre espèces de base que s’établie la structuration de la diversité des Citrus
cultivés (Ollitrault et al., 1999) (Figure 4).
Figure 4. Classification des agrumes et origine génétique des Citrus cultivés
Les divergences morphologiques et génétiques observées entre les trois taxons de base
principaux C. medica, C. reticulata, C. maxima sont expliquées par leur origine géographique
et leur évolution allopatrique. Ils se seraient diversifiés dans trois zones géographiques
distinctes : les mandariniers dans une région qui couvre le Japon et la Chine du Sud , les
pamplemoussiers dans l’archipel malais et les cédratiers dans le nord-est de l’Inde et dans des
régions proches (Ollitrault et Luro, 1997). Ces éspèces ont colonisé de nouveaux espaces dans des
zones de convergence de leurs zones d’origine, pour générer par croisements des formes
hybrides interspecifiques, puis se propager dans tout le sud-est asiatique, puis l’Asie
subtropicale pour être propagées sur les autres continents au fur et à mesure des conquêtes,
des migrations humaines et le développement des échanges commerciaux (Turk et al., 2004).
Ainsi, le cédratier fut la première espèce importée au bassin méditerrannen au IIIe siècle avant
J-C.
Introduction bibliographique
21
Au fur et à mesure de la culture et de la diffusion des agrumes, les formes cultivées
seraient apparues par recombinaison entre les taxons de base mis en contact au cours d’un
long processus d’évolution (Barkley et al., 2006). Ainsi C. sinensis qui proviendrait de deux
hybridations interspécifiques entre pamplemoussier x mandarinier (Wu et al., 2014) alors que C.
aurantium serait un hybride de première génération entre un pamplemoussier et un
mandarinier (Ollitrault et al., 2012). Le pomelo résulterait d’un croisement naturel entre un
oranger et un pamplemousier (de Moraes et al., 2007). Le citronnier découlerait d’une
combinaison entre un cédratier et un bigaradier (Nicolosi et al., 2000) (Figure 4). Le clémentinier
serait issu d’un croisement entre un mandarinier et un oranger (Deng et al., 1996 ; Ollitrault et al.,
2012).
Le croisement sexué a été le principal moteur de la diversification des taxons de base.
La diversité varie d’une espèce à une autre. Les pamplemoussiers présentent une forte
diversité qui est générée par l’auto incompatibilité gamétique (Ollitrault et Luro, 1997). Une telle
particularité de reproduction favorise les croisements sexués et, par conséquent, le brassage
génétique. Chez les mandariniers, bien que l’autofécondation soit possible, l’évolution a été
essentiellement réalisée par des croisements inter-variétaux. Contrairement aux
pamplemoussiers et aux mandariniers, les cédratiers se caractérisent par une faible diversité
due à une évolution principalement basée sur l’autofécondation (Luro et al., 2013).
Si la reproduction sexuée a été le principal mécanisme de diversification des espèces
ancestrales, les mutations ont été le moteur de celle des taxons cultivés ou espèces
secondaires. Chez les agrumes, les mutations sont assez fréquentes (Frémont, 1935). Une
mutation consiste à un changement spontané d’un ou de plusieurs gènes. Certaines mutations
changent l’expression du gène qui peut se traduire par l’apparition d’un nouveau caractère
telle que la coloration de la pulpe des fruits, l’absence de pépin... Les mutations intéressantes
sont repérées et multipliées par greffage. La sélection humaine a donc pu conserver de
nombreuses formes différentes issues des mutations (Luro et al., 2013).
1.4.Classification des orangers et des mandariniers
En raison de sa grande diversité génétique, différentes classifications ont été établies
au sein du groupe des mandariniers. Tandis que Webber (1943) classe les mandariniers en
quatre groupes : King, Satsuma, Mandarine et Tangerine. Tanaka (1954) élève le nombre de
groupes taxonomiques à cinq. Sa classification a été basée sur la typicité et l’importance
économique des espèces. Plus tard Hodgson (1967) reprend la classification de Tanaka et classe
les mandariniers d’importance économique en quatre groupes : C. unshiu (‘Satsuma’), C.
Introduction bibliographique
22
reticulata Blanco (‘Ponkan’, ‘Dancy’, ‘Clémentine’), C. deliciosa Tenore (‘Willowleaf’) et C.
nobilis Loureiro (‘King’). La même année, Swingle et Reece (1967) ont regroupé tous les
mandariniers en une seule espèce, C. reticulata Blanco. Il est à noter que le clémentinier élevé
au rang d’espèce par Tanaka, (C. clementina) s’insère dans le groupe des mandariniers.
Figure 5. Photographie de mandarines illustrant une part de la diversité de ce groupe
Les oranges douces, (C. sinensis), sont subdivisées en trois catégories principales
communément dénommées: oranges navels, oranges blondes et oranges sanguines. Les
oranges navels sont connues pour leur excroissance « Navel » (ou nombril) située dans leur
partie supérieure du fruit (l’opposé à l’attache pédonculaire) et une quasi absence de pépins.
Elles se caractérisent aussi par leur faible jutosité. Plusieurs variétés font partie de ce groupe,
telles que Washington navel, Navelina, Navelate… Il s’agit du groupe le plus commercialisé
sur le marché international pour les fruits frais. Le groupe des oranges blondes contient les
variétés Valencia late, Shamouti, Hamlin, Salutiana…Quant au groupe des oranges sanguines,
il est composé de variétés dont la chair est colorée grâce à des pigments rouges, des
anthocyanes: Moro, Sanguinelli, Maltaise… Il existe également une dernière catégorie,
mineure, des oranges faiblement acides nommées oranges douceâtres: Sucrena, Iaffaoui douce
… (Krezdorn, 1970; Ollitrault et Navarro, 2012).
Introduction bibliographique
23
1.5.Progrès génétiques : Réalisations, atouts et contraintes
L’agrumiculture se base sur l’association de deux variétés : l’une formant le porte-
greffe et l’autre formant le greffon. Les porte-greffes sont sélectionnés pour leur adaptation et
leur meilleure tolérance aux contraintes biotiques et abiotiques Par ailleurs les variétés
doivent être productives et les fruits de bonne qualité (Praloran, 1971). Le développement de la
culture des agrumes repose sur la création de nouveaux porte-greffes et de nouvelles variétés
ayant la majorité des critères recherchés (Luro et al., 2013). L’amélioration génétique s’appuie
sur les connaissances des diversités phénotypiques, des mécanismes reproductifs et de la
diversité génétique (Ollitrault et Luro, 1997). En effet, c’est via l’exploitation des ressources
génétiques que l’amélioration pourra sélectionner les variétés les plus propices à répondre aux
attentes des agrumiculteurs pour faire face aux contraintes biotiques et abiotiques et à celles
des consommateurs.
Les voies classiques pour l’amélioration variétale, basées sur le croisement sexué et
l’obtention d’une descendance d’hybrides se heurtent à certaines caractéristiques de la
biologie de la reproduction des agrumes : la polyembryonie, la juvénilité, l’hétérozygotie,
l’auto-incompatibilité gamétophytique, les stérilités, la place occupée par les arbres… (Frost et
Soost, 1968; Ollitrault et Luro, 1997).
L’apomixie ou la reproduction asexuée : elle est fréquente chez les agrumes et se
manifeste par le développement d’embryons surnuméraires à celui du zygote, par
divisions mitotiques de cellules du nucelle. Ces embryons nucellaires ne se
développent que si la fécondation a eu lieu (donc c’est une apomixie partielle). Ils
entrent en compétition pour le développement de jeunes plantules car au maximum 3
(rarement 4) peuvent croitre à partir de chaque graine. Le nombre d’embryon par
graine (polyembryonnie) est variable selon les génotypes et laisse plus de chance à
l’embryon zygotique de se développer en plante, quand il est faible (< 2) (Ollitrault et
Luro, 1997). Cette apomixie est présente chez la plupart des espèces cultivées et
certaines espèces fondamentales (C. reticulata, papedas sp. Fortunella sp. et Poncirus
trifoliata). Elle est en revanche inexistante chez C. maxima et C. medica. Bien qu’utile
pour la multiplication clonale (elle est exploitée pour la propagation des porte-greffes)
l’apomixie est, en revanche, un obstacle pour l’obtention de descendants à partir de
parents maternels apomictiques (Ollitrault et Luro, 1997). Par ailleurs, cette apomixie
permettrait de fixer à la longue, dans les génomes, des mutations délétères ou néfastes,
Introduction bibliographique
24
maintenues à l’état récessif (Ollitrault et al., 1994). Cela entraine une dépression de
consanguinité dans les descendances d’autofécondation ou de croisements entre
génotypes apparentés.
La phase juvénile : elle correspond à une phase de croissance végétative de la plante
issue du développement embryonnaire qui ne produit pas de fleurs (sexuellement
immature) et qui s’étale sur plusieurs années. La durée varie selon les variétés et selon
les conditions environnementales (Frost et Soost, 1968). Dans les zones favorables à une
croissance rapide des arbres, cette juvénilité peut ne pas dépasser 3 années alors que
dans les conditions de la Corse en moyenne elle dure de 6 à 8 ans (Jacquemond et
Agostini, 2013). Certaines variétés, comme le Calamondin, ont une floraison très précoce
(2 ans). Il existe des méthodes horticoles pour forcer la réduction de la phase juvénile :
(1) des croissances tuteurées sur un axe, suivies d’arcures des extrémités ; (2)
l’utilisation de porte-greffes accélérant la mise à fleur ; (3) l’association contrôlée d’un
stress hydrique et d’un stress froid, etc…. On peut citer aussi à ce titre les travaux de
transgenèse des gènes Leafy et Apetala, réalisés sur citrange Carrizo et qui ont conduit
à l’obtention d’une descendance à floraison induite très précocement (moins de 12
mois) (Peña et al., 2001). Hormis dans cet exemple d’OGM, les schémas de sélection
récurrente sur plusieurs générations sont difficilement concevables chez les agrumes.
L’hétérozygotie: la plupart des espèces cultivées étant des hybrides interspécifiques de
première ou de deuxième génération, leur degré d’hétérozygotie est très élevé (Ollitrault
et al., 1999). Cette hétérozygotie s’oppose donc à la fixation des caractères des
génotypes homozygotes et engendre donc dans la descendance de première génération,
une très forte diversité génotypique et donc phénotypique. La taille des populations à
étudier en amélioration doit donc être très fortement augmentée afin de tenir compte
de cette diversité. Cette caractéristique reproductive augmente la variabilité des
combinaisons génétiques (Luro et al., 2013)
L’auto incompatibilité gamétophytique: C. maxima est la seule espèce touchée par
cette caractéristique reproductive qui empêche l’autofécondation. L’auto-
incompatibilité se retrouve également chez plusieurs hybrides de pamplemoussier tels
que les tangélos Orlando et Minneola… (De Rocca Serra et Ollitrault, 1992) et chez
quelques variétés cultivées appartenant au groupe de mandarines et présentant un lien
de parenté avec le pamplemoussier telles le clémentinier et le mandarinier Fortune.
Cette caractéristique de la reproduction ne permet donc pas de générer des populations
Introduction bibliographique
25
d’autofécondation et limite l’obtention de certains génotypes aux locus liés à l’auto
incompatibilité gamétophytique.
La stérilité gamétique: Elle peut toucher les organes reproductifs mâles ou femelles.
Elle est très souvent présente à des degrés variables. La stérilité pollinique peut être
partielle comme pour le pomelo Marsh ou totale comme pour l’oranger Washington
navel. La stérilité est rencontrée chez le mandarinier Satsuma, le pomelo Marsh…
(Ollitrault et Luro, 1997). Elle est généralement due à l’altération de l’évolution des tissus
gamétiques et pas à une absence d’organes reproducteurs comme c’est le cas dans la
stérilité mâle. La stérilité gamétique peut être d’ordre génétique ou physiologique (De
Rocca et Ollitrault, 1992).
Les aspects positifs de la biologie des agrumes pour l’amélioration au sens large
regroupent un génome d’une petite taille (≈300 Mb) (Wu et al., 2014), une diversité génétique
naturelle considérable, une propagation asexuée simple par greffage ou bouturage, la diploïdie
de la plupart des espèces, un réservoir naturel riche en mutations.
Compte tenu de ces contraintes liées à la reproduction et à la croissance, les
sélectionneurs ont souvent eu recours à la sélection clonale de mutants, qui sont pour la
plupart, d’apparition spontanée. Les mutations sont des modifications spontanées des gènes.
Grâce à ce phénomène très fréquent, les agrumes se sont diversifiés au fil du temps. De
nouveaux caractères morphologiques et physiologiques sont apparus (Roose et Close, 2008).
C’est le cas par exemple de beaucoup de variétés d’orangers, de clémentiniers, de pomelos, de
citronniers pour lesquels l’homme n’a fait que sélectionner les nouvelles formes qu’il
découvrait dans les vergers. Cependant, depuis les années 50, des travaux de mutagénèse par
irradiation aux rayons gamma ont permis de produire de nouvelles variétés mutantes qui, pour
la plupart, étaient des formes stériles (donc fruits aspermes) de génotypes fertiles. L’exemple
le plus connu est celui du pomélo Star Ruby produit en 1954 et commercialisé dans les années
70 (Hensz, 1971; Hensz, 1977).
De nombreuses hybridations sexuées ont cependant été réalisées pour l’innovation
variétale telles que les tangors (mandarinier × oranger) ou les tangélos (mandarinier ×
pomélos. Les variétés les plus cultivées sont le plus souvent des hybrides spontanés nés du
hasard des pollinisations naturelles : le clémentinier, les mandariniers Murcott, Ortanique et
Afourer. La fécondation pour l’obtention de porte-greffe semble moins problématique que
pour celle des variétés car plusieurs hybrides inter-génériques obtenus par les sélectionneurs
Introduction bibliographique
26
sont aujourd’hui très utilisés en agrumiculture: les citranges (Troyer, Carrizo) hybrides
d’oranger et de Poncirus, les citrumélos (C35, 4475, Sacaton,…) hybrides de pomélos et de
Poncirus, les citrandarins (Forner, Flhor AG1…) hybride de mandarinier et de Poncirus. Cela
tiendrait au fait que les caractères recherchés pour les porte-greffes seraient peut-être de
contrôle génétique plus simple et leurs phénotypes seraient plus faciles à tester que ceux liés
aux caractères organoleptiques et morpho-chimiques des fruits. Les tolérances aux facteurs
biotiques et abiotiques, de même que la vigueur, peuvent être éprouvées précocement au stade
pépinière évitant ainsi la contrainte de la phase juvénile. Néanmoins la compatibilité des
associations du greffage ainsi que la qualité induite par le porte-greffe à la production du
greffon nécessitent du temps et impliquent la mise en place d’essais lourds et coûteux
(Jacquemond et al., 2013).
De manière générale pour l’amélioration des cultivars et des porte-greffes, il est
indispensable de s’affranchir de ces contraintes de la biologie des agrumes. Dans de
nombreux pays l’amélioration variétale des petits fruits de type mandarine fait appel, depuis
le début des années 90, à l’obtention de triploïdes par hybridation. Ce niveau de ploïdie
confère en effet l’aspermie des fruits (stérilité). L’obtention de triploïdes s’opère de deux
manières différentes, soit par apparition spontanée dans des croisements entre génotypes
diploïdes soit par croisements entre un parent tétraploïde et un parent diploïde. Dans le
premier cas ils résultent d’une fécondation entre un gamète normal à n = 9 chromosomes et
d’un gamète non réduit (2n = 18 chromosomes) issu d’une méiose imparfaite (Luro et al., 2000;
Ollitrault et al., 2008). Ces techniques d’obtention de type triploides font appel aux
biotechnologies (sauvetage d’embryon in vitro, haploïdisation par gynogenèse induite,
cytométrie en flux, hybridation somatique par fusion de protoplastes, etc (Ollitrault et al., 2008)).
Le développement des marqueurs moléculaires est en constante évolution depuis au
moins deux décennies. Les premiers marqueurs utilisés chez les agrumes étaient les
isoenzymes à la fin des années 1970 (Torres et al., 1978). Ils ont été suivis par les RFLP
(Restriction Fragment Length Polymorphisms) et les RAPD (Random Amplified Polymorphic
DNA) pendant les années 1980s et au début des années 1990s et plus récemment AFLP
(Amplification Fragment Lenght Polymorphism), SSR (Simple Sequence Repeats), et ISSR
(Inter Simple Sequence Repeats), IRAP (Inter-Retrotransposon Amplified Polymorphism) et
d’autres types de marqueurs (Fang et Roose, 1997; Sankar et Moore, 2001 ; Ahmad et al., 2003; Barkley et
al., 2006; Pang et al., 2007 ; Chen et al., 2008). Ces marqueurs ont été utilisés entre autres pour
Introduction bibliographique
27
l’étude de l’origine des plantes, la caractérisation variétale et l’étude de caractères d’intêret.
(Ollitrault et Luro, 1997 ; Curk et al., 2015)
1.6. Etude génétique des caractères quantitatifs
Pour augmenter l’efficience des programmes d’amélioration, il est nécessaire de
construire des cartes génétiques permettant l’association des marqueurs à des caractères
d’intérêt ou à des gènes. Cette approche facilite la manipulation de la variabilité génétique
pour construire des génotypes intéressants (Durham et al., 1992).
1.6.1. Génome des agrumes
Les agrumes sont des espèces diploïdes avec n=9 chromosomes (Krug CA, 1943). Bien
que ces espèces ont le même nombre de chromosomes, la taille de leur génome haploïde n’est
pas la même. En effet, elle varie de 360 Mb chez le C. reticulata à 398 Mb chez le C.medica.
Les espèces secondaires tels que l’oranger et le bigaradier possèdent une taille de génome
intermédiaire (Ollitrault et al., 2003). De part de la relation phylogénétique entre les espèces
primaires et secondaires, le génome des espèces secondaires se constitue d’une mosaïque de
fragments d’ADN hérités des espèces parentales notamment les pamplemoussiers et les
mandariniers. Les espèces cultivées se caractérisent donc par une forte hétérozygotie (Garcia-
Lor et al., 2012).
Le génome du clémentinier est le premier génome séquencé chez les agrumes (Luro et
al., 2013). C’est ainsi qu’il est devenu le génome de référence pour tous les autres agrumes. Sa
taille est égale à 367 Mb. Le séquençage a été effectué entre 2008 et 2010 par le consortium
international ICGC (International Citrus Genome Consortium) dans plusieurs laboratoires
internationaux (Wu et al., 2014). D’autres génomes d’agrumes ont été entièrement séquencés
tels le C. sinensis (Xu et al., 2013), des mandariniers et des hybrides (Shimizu et al., 2012).
Le décryptage du génome permettrait le développement de la sélection assistée par
marqueur. Grâce au séquençage, un très grand nombre de marqueurs ont pu être développés et
une carte physique ainsi que des cartes génétiques de l’oranger, du clémentinier, du
pamplemoussier… ont été construites (Ollitrault et al., 2012).
1.6.2. Cartes génétiques
Jusqu’à maintenant, plusieurs cartes génétiques de groupe de liaison entre marqueurs
(«linkage mapping ») ont été publiées chez les agrumes (Luro et al., 1995; Chen et al., 2008; Gulsen
Introduction bibliographique
28
et al., 2010; Ollitrault et al., 2012). La plupart des cartes ont été réalisées à partir de croisements
entre Citrus x Poncirus afin d’augmenter le niveau d’hétérozygotie et faciliter l’obtention de
marqueurs. En revanche, ce genre de croisement ne permet pas d’étudier les caractères
d’intérêt agronomique liés au fruit car les fruits des hybrides obtenus ne sont que rarement
comestibles. En outre, la plupart de ces cartes sont incomplètes en raison du faible nombre de
marqueurs utilisé. Il en résulte que le nombre de groupes de liaison est souvent différent du
nombre de chromosomes. Afin de disposer de cartes plus complètes, il serait nécessaire
d’augmenter le nombre des marqueurs permettant ainsi de couvrir plus finement l’ensemble
du génome. En 2012, Ollitrault et al. (2012) ont publié la première carte de référence des
agrumes. Des cartes denses permettent de faire des analyses fines de QTL (Quantitative Trait
Loci) (Roose et Close, 2008). Quelques analyses de QTL ont permis de localiser des régions
chromosomiques contrôlant la tolérance à la salinité (Tozlu et al., 1999), la résistance à la
Tristeza (Asins et al., 2004), la résistance à l’Alternaria Brown Spot (Dalkilic et al., 2005), le
nombre de pépins et le rendement (Garcia et al., 2000) et les caroténoïdes (Sugiyama et al., 2011).
Cependant, malgré ces travaux, des analyses fines de QTL sur la qualité des fruits n’ont
toujours pas été réalisées (Roose et Close, 2008).
1.6.3. Analyse QTL
1.6.3.1.Principe et intérêt d’une analyse QTL
De nombreux caractères d’intérêt agronomique manifestent une variation continue
dans les populations. Cette variation résulte de l’action de plusieurs gènes auxquels peuvent
s’ajouter les effets de l’environnement. Il s’agit de caractères quantitatifs polygéniques (Collard
et al., 2005). Les locus impliqués dans la variation des caractères quantitatifs sont appelés QTL
(Quantitative Trait Locus) (Geldermann, 1975). Ils sont caractérisés par leur effet sur le caractère
cible et leur position sur le génome. La cartographie de QTL est fondée sur la recherche
systématique de déséquilibre de liaison entre locus marqueurs et locus contrôlant les
caractères quantitatifs (Ytournel et al., 2008).
Outre la cartographie génétique des caractères quantitatifs, l’analyse QTL permet de
déterminer l’effet positif ou négatif des allèles intervenant dans un phénotype donné. Elle
permet également la dissection des interactions génotype/environnement et l’évaluation de
l’héritabilité des caractères étudiés ainsi que la variance phénotypique expliquée par les QTL
(Michelmore, 2000).
Introduction bibliographique
29
1.6.3.2.Outils et étapes d’une analyse QTL
Pour identifier les QTL, il est nécessaire d’avoir une descendance en ségrégation dont
les individus sont issus d’un croisement obtenu par reproduction sexuée. Différents types de
descendances peuvent être utilisés telle qu’une descendance F2, des populations de lignées
recombinantes, des lignées d’haploïdes doublées, des populations issues d’un backcross etc…
(Staub et al., 1996). Le choix des parents s’effectue généralement sur deux individus présentant
un polymorphisme pour les caractères à étudier afin d’obtenir de la variabilité au sein de la
descendance et d’induire ainsi une forte puissance de détection des QTL grâce à un fort
déséquilibre de liaison (Collard et al., 2005). La diversité au sein de la population fille résulte de
la ségrégation aléatoire et indépendante des chromosomes et des possibilités de
recombinaison génétique entre les chromosomes homologues au cours de la méiose.
L’analyse statistique des résultats issus de la population permet de déterminer les fréquences
de recombinaison et, par conséquent, les distances génétiques entre les gènes (Samouelian et
Gaudin, 2009). Le nombre d’individus de la population varie généralement de 50 à 250. Plus le
nombre d’individus est important, plus l’ordre des marqueurs moléculaires et la distance
génétique entre les marqueurs sont précis (Collard et al., 2005).
La détection des QTL se fait en plusieurs étapes notamment la construction de la carte
génétique, le phénotypage de la population et la mise en lien des données de phénotypage et
de celles de génotypage (de Vienne, 1998).
1.6.3.2.1. Etablissement d’une carte génétique
La carte génétique est l’assemblage des marqueurs moléculaires en groupes de liaison
et l’ordonnancement de ces marqueurs les uns par rapport aux autres grâce à l’analyse
statistique de leur ségrégation au cours de la méiose. La position des marqueurs et la distance
qui les sépare sont déterminées via le calcul de leur fréquence de recombinaison. La distance
génétique entre deux marqueurs est mesurée en centimorgan (cM) (de Vienne, 1998). Elle est
proportionnelle à la probabilité qu’un événement de recombinaison dû à un crossing-over se
produise entre ces marqueurs lors de la méiose. Plus la probabilité de recombinaison entre
deux marqueurs est élevée, plus la distance entre ceux-ci est grande (Collard et al., 2005). Un
nombre suffisant de marqueurs doit être utilisé pour pouvoir saturer le génome afin d’avoir
autant de groupes de liaison que de chromosomes. Plus une carte génétique est dense en
marqueurs, plus la localisation des QTL détectés et l’identification de leurs effets sont
précises. En revanche, un nombre très élevé de marqueurs peut induire des erreurs dans
l’ordre des marqueurs et l’estimation de la distance génétique (de Vienne, 1998). L’utilisation
des marqueurs polymorphes est indispensable afin de pouvoir suivre leur ségrégation au sein
Introduction bibliographique
30
de la population (Samouelian et Gaudin, 2009). La construction d’une carte génétique se fait en
quatre étapes qui sont les suivantes: choisir la population, calculer la fréquence de
recombinaison, former les groupes de liaison et estimer la distance génétique entre les
marqueurs et enfin ordonner les marqueurs (Staub et al., 1996). Plusieurs logiciels informatiques
tels que GMendel (Echt et al., 1992), Mapmaker (Lander et al., 1987) et JoinMap (Stam, 1993) ont été
développés pour faciliter la construction des cartes génétiques. La carte génétique est
caractérisée par sa saturation, sa longueur, la densité et la répartition des marqueurs ainsi que
la grandeur moyenne de l’unité de distance qui sépare les marqueurs (Samouelian et Gaudin,
2009).
1.6.3.2.2. Phénotypage
L’évaluation phénotypique des caractères d’intérêt représente une des étapes clés dans
la réalisation de l’analyse de QTL (de Vienne, 1998). A l’instar des marqueurs moléculaires, un
phénotype n’a d’intérêt que s’il est variable au sein de la population étudiée. La variabilité est
ainsi un critère primordial pour l’analyse de QTL. La détection de QTL ne dépend pas
seulement de la variabilité du caractère mais aussi de la précision du phénotypage. La qualité
de phénotypage influence directement la pertinence de la détection des QTL en aval. Ainsi,
l’utilisation des méthodes d’évaluation phénotypique justes, précises et reproductibles est
indispensable (Li et al., 2006). Le nombre de répétitions à l’intérieur d’une même expérience ou
le nombre d’expériences indépendantes à effectuer dépend énormément de la nature du
caractère et de son héritabilité. L’héritabilité est la part de la variation du caractère due à la
variabilité génétique et non à l’environnement. Un caractère à faible héritabilité nécessite plus
de mesures indépendantes qu’un caractère à forte héritabilité (Morot-Gaudry et Briat, 2004).
1.6.3.2.3. Cartographie de QTL
La recherche de QTL se fait par la mise en relation de la ségrégation des marqueurs
moléculaires avec la variabilité du caractère grâce aux outils statistiques. Les méthodes de
détection d’un QTL putatif à partir de l’information sur les phénotypes d’un caractère
quantitatif testent l’hypothèse qu’il n’y a pas de QTL lié à une position du génome (hypothèse
nulle, H0) contre celle de l’existence d’un tel QTL affectant ce caractère (hypothèse
alternative, H1). Il existe principalement deux méthodes de biométrie pour effectuer cette
recherche de corrélation: les méthodes de cartographie d’intervalle telles que la méthode
d’Interval Mapping (IM) et les méthodes multimarqueurs telles que la méthode de Composite
Intervall Mapping (CIM) (de Vienne, 1998). L’IM permet de tester de façon linéaire la présence
de QTL au niveau d’intervalles entre les marqueurs (Lander et Botstein, 1989). La principale
limite de la cartographie d’intervalle est qu’elle ne permet pas de détecter avec précision des
Introduction bibliographique
31
QTL proches sur le même chromosome. Les méthodes multimarqueurs (CIM) prennent en
compte comme cofacteurs des marqueurs présentant des effets significatifs (Zeng, 1994). Les
méthodes avec cofacteurs apportent plus de précision au niveau de l’estimation des effets et
des positions des QTL. Ces méthodes permettent aussi de détecter les QTL proches situés sur
un même chromosome contrairement à la méthode d’IM. Le nombre de QTL détectés par ces
méthodes CIM est plus important que celui de QTL détectés par IM (Collard et al., 2005).
1.6.3.3.Facteurs influençant la détection des QTL
Plusieurs paramètres influencent les résultats de détection de QTL. On note l’effectif
de la population et la densité de marqueurs, les effets des QTL détectés, l’effet de
l’environnement…Seuls les QTL à effet important et suffisant peuvent être détectés. Au
contraire les QTL à effet faible peuvent ne pas être identifiés. L’environnement peut avoir une
incidence très importante sur l’expression des QTL. Certains QTL détectés dans un milieu ne
le sont plus dans un autre (Paterson et al., 1991 ; Hayes et al., 1993). Cette influence diffère selon la
taille de la descendance, la gamme du milieu choisi et le caractère. Il est à noter que les
caractères à forte héritabilité sont moins influencés par l’environnement que les caractères à
faible héritabilité (de Vienne, 1998).
Le paramètre le plus important est l’effectif de la population. Plus l’effectif de la
population est grand, plus le pouvoir statistique de détection du QTL augmente. La précision
de l’estimation de l’effet de QTL et de l’intervalle de confiance augmente aussi avec
l’augmentation de la taille de la population (Beavis, 1998). Dans des populations à grand
effectif, les QTL à effet mineurs peuvent être détectés (Haley et Andersson, 1997).
2. Maturation des fruits des agrumes
2.1.Morphologie et anatomie du fruit
Tous les fruits des agrumes ont la même structure. Seuls la dimension et la forme
changent d’une espèce à une autre. Il s’agit d’un point de vue biologique d’une baie charnue
(Figure 6). Le fruit est composé de deux parties: la peau également appelée péricarpe et la
puple appelée aussi endocarpe. Le péricarpe est composé d’un épicarpe qui correspond au
flavédo et d’un mésocarpe qui correspond à l’albédo (Ladanyia, 2008). Le flavédo représente la
partie externe colorée (vert, jaune, orange…) contenant les glandes à huiles essentielles.
L’albédo quant-à-lui représente la partie interne de la peau composée de tissus spongieux de
couleur blanchâtre. Au milieu de l’endopcarpe se trouve l’axe central du fruit (columelle) qui
est entouré par les segments. Ces derniers sont composés de vésicules à jus nommés aussi
sacs à jus (Salunkhe et Kadam, 1995 ; Spiegel-Roy et Goldschmidt, 1996 ; Ladanyia, 2008).
(A)
Introduction bibliographique
32
Figure 6. Coupes transversale (A) et longitudinale (B) shématiques d’une clémentine
2.2. Etapes de croissance et développement du fruit
Un fruit d’agrumes mûr est le produit final d’un ensemble d’événements qui
commencent par la formation des structures reproductives: bourgeons, fleurs, petits fruits et
finit par la formation des fruits mûrs. Ces événements s’étalent sur une période allant de six à
douze mois en fonction du climat (Sinha et al., 2012). La croissance des agrumes suit une courbe
sigmoïdale comportant trois phases de développement: une phase de division cellulaire, une
phase de différenciation et de croissance cellulaire et une phase de maturation (Bain, 1958)
(Spiegel-Roy et Goldschmidt, 1996 ; Iglesias et al., 2007).
2.2.1. Phase de division cellulaire
La phase de division cellulaire se caractérise par une lente croissance du volume du
fruit et par une division cellulaire très intense. Cette division cellulaire se produit seulement
au niveau des couches supérieures du flavédo et dans les vésicules à jus (Wardowski et al., 1986 ;
Spiegel-Roy et Goldschmidt, 1996). A la fin de cette période, l’épaisseur de la peau du fruit atteint
son maximum. A ce stade l’albédo représente 60 à 90% du volume du fruit (Spiegel-Roy et
Goldschmidt, 1996). Cette première phase dure environ huit semaines (Agustı, 2000).
2.2.2. Phase de différenciation cellulaire
La deuxième phase du développement du fruit est marquée par une croissance rapide
due à l’élargissement cellulaire. Les cellules des segments de la pulpe s’élargissent. Le
flavédo du fruit devient plus épais et l’albédo se transforme en un tissu spongieux. Ce tissu
spongieux se développe également au niveau de l’axe central du fruit. A ce stade,
l’augmentation du volume du fruit est due essentiellement à la croissance des segments de la
Introduction bibliographique
33
pulpe (Wardowski et al., 1986 ; Spiegel-Roy et Goldschmidt, 1996). A ces changements
morphologiques s’ajoutent des changements biochimiques. On assiste à une accumulation
importante des sucres solubles et des acides organiques. Au milieu de cette phase, l’acidité
atteint une concentration maximale. Puis, une fois le maximum atteint, l’acidité commence à
diminuer (Iglesias et al., 2007). La phase de différenciation cellulaire dure trois à six mois
(Figure 7) (Sinha et al., 2012).
2.2.3. Phase de maturation
Pendant cette dernière phase, les changements biochimiques continuent mais de
manière moins importante que dans la phase précédente (Sinha et al., 2012). Dans le bassin
méditerranéen et d’autres zones de culture, la phase de maturation se manifeste entre autre par
la dégradation de la chlorophylle du péricarpe et la synthèse des caroténoïdes. Le fruit vire
vers sa couleur variétale typique (Figure 4) (Prinsloo, 2007; Sinha et al., 2012).
2.3. Changements physiologiques et biochimiques au cours de la maturation
2.3.1. Caractérisation de la maturation
La maturation des fruits correspond à un ensemble de changements biochimiques et
physiologiques qui conduisent le fruit à son état de maturité physiologique, ou commerciale
quand il s’agit de variétés cultivées, et qui lui confère ses caractéristiques organoleptiques
sensorielles: arômes, goût, couleur, jutosité… (Kader, 1997 ; Iglesias et al., 2007).
Figure 7.Courbes des changements morphologiques et biochimiques au cours de la
maturation (Iglesias et al., 2007); les chiffres I, II et III correspondent aux trois phases de
développement du fruit
Introduction bibliographique
34
Les agrumes sont des fruits non-climactériques. Ils se récoltent à maturité lorsque
leurs qualités organoleptiques sont les plus proches des standards de consommation de chaque
variété. En effet leur goût ne s’affine pas après la cueillette, bien au contraire. Ils ne
manifestent pas de crise respiratoire ni de synthèse intense d’éthylène induisant un processus
de mûrissement après récolte (Sinha et al., 2012). Chez les oranges et les mandarines, la
maturation se caractérise par la diminution de l’acidité initiée en phase II, l’augmentation des
extraits solubles, l’acquisition d’une couleur variétale typique, la diminution de la fermeté
(Figure 7)… Au cours de ces modifications morphologiques et biochimiques, on peut noter
que l’accumulation des sucres et la diminution de l’acide citrique sont les changements
biochimiques majeurs qui permettent de caractériser la maturation des fruits d’agrumes
(Ladanyia, 2008)
2.3.2. Les sucres chez les fruits des agrumes
2.3.2.1. Composition du fruit en sucres
Les sucres représentent 75 à 85% des TSS (Teneur en sucres solubles) contenus dans
le jus d’orange. Les sucres solubles sont principalement le glucose, le fructose et le
saccharose (Ladanyia, 2008). Les teneurs de chaque sucre varient selon les espèces et les stades
de développement du fruit. En effet chez les oranges et les mandarines, les pourcentages de
glucose, de fructose et de saccharose varient respectivement de 1 à 2.3%, de 1 à 2.8% et de 2
à 6%. Chez le pomelo, le pourcentage de saccharose est moins important que celui des
oranges et des mandarines. En fait, les sucres réducteurs (glucose et fructose) varient de 2 à
5% quant au pourcentage de saccharose, reste pratiquement constant aux alentours de 2 à 3%
(Hui et al., 2008). Les teneurs en sucres sont encore beaucoup plus faibles chez la lime et le
citron. Chez ces deux agrumes, le pourcentage de glucose et de fructose est de l’ordre de 0.8%
et le pourcentage de saccharose varie entre 0.2% et 0.3% (Ting et Attaway, 1971). En plus du
glucose, du fructose et du saccharose, le jus d’agrumes contient d’autres sucres mais en plus
faibles quantités tels que le mannose et le galactose (Davies et Albrigo, 1994).
Au cours de la maturation des fruits, le pourcentage des sucres, surtout celui de
saccharose, augmente progressivement et régulièrement chez la plupart des espèces
d’agrumes (Koch et al., 1986) à l’exception des espèces dont les fruits sont acides telles que les
limes et les citrons (Ladanyia, 2008). Il est à signaler que l’accumulation des sucres ne se produit
pas uniquement au niveau des vésicules à jus mais aussi au niveau du flavédo (Ladanyia, 2008).
Les fruits d’agrumes contiennent également de l’amidon qui est présent en petites quantités.
Introduction bibliographique
35
La concentration de ce polysaccharide continue à augmenter au cours de la croissance et de la
maturation du fruit (Sinha et al., 2012).
2.3.2.2.Métabolisme et transport des sucres
A l’origine, les sucres sont synthétisés à partir du saccharose qui lui-même est
synthétisé via la photosynthèse au niveau du cytosol des cellules des feuilles matures (Smith et
al., 2009). Ce disaccharide est synthétisé via deux voies de biosynthèse: une voie principale,
composée de deux réactions successives, et une voie secondaire. Deux enzymes sont utilisées
au cours de la première voie ; la saccharose 6-phosphate synthase et la saccharose phosphate
phosphatase (Hopkins, 2003). Le saccharose synthétisé via la deuxième voie de biosynthèse est
la résultante d’une combinaison des formes phosphorylées de glucose et de fructose. Ce
processus consomme de l’énergie fournie par l’UTP (uridine triphosphate). L’UTP réagit avec
le glucose-1-phosphate pour former l’UDPG (uridine diphosphate glucose). Sous l’action du
saccharose phosphate synthase, le glucose contenu dans l’UDPG se combine avec le fructose-
6-phosphate pour donner une molécule du saccharose et une molécule d’UDP. Cette réaction
est réversible (Bean, 1960; Hopkins, 2003) (Figure 8).b
Figure 8.Réactions de synthèse et d’hydrolyse du saccharose.
ATP : Adénosine triphosphate ; ADP : Adénosine diphosphate ; UDP : Uridine diphosphate ;
UTP : Uridine triphosphate ; PP : Pyrophosphate (Hopkins, 2003; Smith et al., 2009).
Introduction bibliographique
36
Le saccharose formé au niveau des feuilles matures est ensuite transloqué vers les
fruits et le reste des puits (les feuilles non matures, les branches, les racines...). Ce sucre est de
loin le glucide le plus abondant dans les flux de métabolites (Hopkins, 2003). Le transport du
saccharose de la source vers les autres organes dépend de « la force du puits » qui détermine
la capacité de l’organe puits à attirer les photo-assimilats notamment le saccharose (Ho, 1988).
Par rapport à d’autres espèces, les agrumes présentent de faibles vitesses de
translocation des photo-assimilats (Canny et al., 1968). Plus on avance au cours de la maturation,
plus la quantité des photo-assimilats transportée vers les fruits augmente. L’augmentation du
flux de photo-assimilats est accompagnée par une augmentation du diamètre des tissus du
phloème des feuilles vers le fruit, facilitant ainsi son transport (Koch et Avigne, 1990). Les photo-
assimilats pénètrent dans les vésicules à jus via trois faisceaux localisés au niveau de
l’épiderme de chaque segment. L’un des faisceaux est situé sur le côté dorsal de la paroi du
segment alors que les deux autres faisceaux sont situés au niveau des septums latéraux de la
paroi du segment (Figure 9) (Lowell et al., 1989 ; Koch et Avigne, 1990) ont montré que la
translocation des photo-assimilats à partir des vaisseaux jusqu’à l’extrémité avant des sacs à
jus se fait via un système de transport non vasculaire étant donné qu’il n y a pas de phloème
dans les sacs à jus. Au cours de ce transport, une partie du saccharose est hydrolysée. Quand
le saccharose arrive au niveau de l’épiderme du segment, il rentre lentement dans les cellules
de stockage contenues dans les vésicules à jus. Il faut environ 24 heures pour que les photo-
assimilats atteignent les extrémités des vaisseaux et 3 jours pour arriver aux extrémités des
sacs à jus.
Introduction bibliographique
37
Figure 9. Localisation des trois faisceaux vasculaires au niveau de l’épiderme des segments
de la pulpe des fruits des agrumes (Lowell et al., 1989 ; Echeverria, 1996; Ladanyia et Ladaniya, 2010)
Sans clivage, les photo-assimilats transportés sous forme de saccharose se déplacent
très lentement dans les cellules des vésicules du jus. Ainsi, le gain en carbone se produit selon
un processus très lent qui s’étale sur une longue période au cours du développement du fruit.
Les cellules formant les vésicules à jus représentent la destination finale du saccharose. Ces
cellules possèdent des grandes vacuoles qui représentent les organes du stockage. Au niveau
de ces vacuoles, on trouve le saccharose transporté des feuilles matures mais également le
fructose et le glucose synthétisés à partir du saccharose (Echeverria, 1996; Prinsloo, 2007 ; Ladanyia,
2008). En effet, une fois arrivé dans la vacuole, le saccharose est clivé en fructose et en
glucose pour créer un gradient de concentration entre la cellule et le phloème permettant
d’augmenter « la force » du puits et par conséquent le flux du transport du saccharose. Ainsi
« la force » du puits de chaque cellule est tributaire de sa capacité à métaboliser le
saccharose. L’hydrolyse du saccharose pourrait être favorisée par les pH faibles. Dans ce cas,
le saccharose subit une hydrolyse acide sans l’intervention des enzymes du métabolisme du
sucre. Dans le cas contraire, le clivage du saccharose est catalysé par la saccharose invertase
et la saccharose synthase (Echeverria et Burns, 1989). La première enzyme a une action
unidirectionnelle qui contribue à la formation du glucose et du fructose, alors que la
saccharose synthase permet de produire l’UDP-glucose et le fructose à partir du saccharose et
Introduction bibliographique
38
d’UDP (Figure 8). Contrairement à la première, cette réaction est réversible (Hockema et
Echeverria, 2000).
Ces deux enzymes du métabolisme des sucres sont très actives durant le stade de
division cellulaire (Salisbury et Ross, 1992). Selon Lowell et al. (1989), l’activité enzymatique de
l’invertase acide est la plus intense au cours de la première phase de croissance dans tous les
tissus de transport et de stockage. Cependant il est à noter qu’au cours de la maturation,
l’activité de cette enzyme diminue fortement (Holland et al., 1999). Durant les phases I et II,
l’activité de la saccharose synthase des tissus transporteurs est plus importante que celle des
organes puits. Au cours de la phase II, cette enzyme est la plus active des tissus transporteurs.
En revanche, la saccharose phosphate synthase et l’invertase sont surtout actives dans les
vésicules du jus (Lowell et al., 1989). Il a également été démontré que les changements de
concentration des sucres réducteurs durant la maturation de la mandarine Fortune sont
corrélés avec les changements des activités de la saccharose synthase et des invertases
alcaline et acide (Holland et al., 1999).
Il est à signaler que le métabolisme du saccharose est un processus très complexe qui
ne produit pas seulement des métabolites primaires mais aussi contrôle et oriente le
développement du fruit (Koch, 2004). Généralement, les hexoses favorisent la division et
l’expansion cellulaire alors que le saccharose favorise la différenciation et la maturation. C’est
pour cela que l’activité d’invertase augmente au cours des premières phases du
développement et diminue au cours de la phase de maturation en laissant la place à l’activité
des saccharose synthases (Borisjuk et al., 2002; Weschke et al., 2003).
2.3.3. Les acides chez les fruits des agrumes
2.3.3.1. Composition du fruit en acides organiques
L’acidité est l’une des caractéristiques majeures des agrumes. Elle est due à la
présence de plusieurs acides organiques tels que les acides citrique, malique, quinique,
tartrique et malonique… (Ladanyia, 2008). Les proportions de ces acides varient selon les stades
de développement du fruit et les espèces. Au début de la phase de division cellulaire, l’acide
quinique présente les concentrations les plus élevées par rapport aux autres acides. Au cours
de la maturation, l’ordre change et l’acide citrique devient de loin l’acide majoritaire chez les
toutes les variétés sauf pour celles produisant des fruits très faiblement acides et chez qui
l’acide malique est majoritaire (Ting et Vines, 1966 ; Albertini et al., 2006). Les acides organiques
sont également présents dans la peau, mais leurs concentrations est faible comparativement à
celles de la pulpe (Clements, 1964; Ladanyia, 2008).
Introduction bibliographique
39
Il a été démontré que les quantités d’acides organiques augmentent considérablement
au début du développement du fruit puis diminuent à partir de la deuxième moitié de la phase
de différenciation cellulaire et finalement se stabilisent vers des valeurs basses en fin de
maturité physiologique (Figure 5). En général, la diminution de l’acidité est due
essentiellement à la diminution de la concentration d’acide citrique. Selon les espèces,
l’évolution des autres acides organiques diffère au cours de la maturation. Daito et Sato (1985) et
Ladanyia (2008) ont montré que chez les variétés de mandarines Satsuma « Okitsu wase » et
« Silverhill », l’acide citrique diminue respectivement de 2022 à 802 mg/100 ml de jus et de
2148 à 896 mg/100 ml de jus. Cette diminution de la concentration en acide citrique est
accompagnée par celle des acides malique et isocitrique. En revanche, selon Sinha et al. (2012),
l’acide citrique diminue de 55% au cours de la maturation des mandarines tandis que l’acide
malique reste constant.
2.3.3.2.Métabolisme des acides
Plusieurs études ont montré que les acides organiques sont synthétisés au niveau des
cellules des vésicules à jus et ne sont pas exportés par les sources (les feuilles matures). La
synthèse de ces composés se produit à partir des photo-assimilats principalement via le cycle
de Krebs, notamment à partir du saccharose suite à la fixation de CO2 (Echeverria, 1996; Tadeo et
al., 2008).
Le métabolisme des acides organiques fait intervenir trois voies métaboliques
principales: une voie de synthèse, une voie de dégradation et une voie qui permet la
conversion des acides tri et dicarboxyliques (Etienne et al., 2013).
Introduction bibliographique
40
Figure 10.Voies métaboliques des acides citrique et malique.
ACO, aconitase; ATP-CL, ATP-citrate lyase; CS, citrate synthase; ICL, isocitrate lyase; MS,
malate synthase; NAD-MDH, NAD-malate déshydrogénase; NAD-ME, NAD-malic enzyme;
NAD-IDH, NAD-isocitrate déshydrogénase; NADP-ME, NADP-malic enzyme; NADP-IDH,
NADP-isocitrate déshydrogénase; PDH, pyruvate déshydrogénase; PEPC,
phosphoénolpyruvate carboxylase; PEPCK, phosphoénolpyruvate carboxykinase; PPDK,
pyruvate orthophosphate dikinase. La direction probable d’une réaction réversible est
indiquée par la grosse flèche. Les flèches bleues pointillées indiquent le transport des citrates
et des malates. Les acides mentionnés en rouge sont des tricarboxylates et ceux mentionnés en
orange sont des dicarboxylates (Etienne et al., 2013).
La première voie métabolique se produit dans le cytosol pendant les premières phases
de croissance du fruit qui se traduit par une forte accumulation des acides (Figure 10.A). Le
stockage des acides tels que l’acide citrique et l’acide malique se fait dans les vacuoles. La
synthèse des acides, commence par la formation du malate et de l’OAA (Oxalo-acétate) suivie
par la formation du citrate (Etienne et al., 2013). Ce dernier est synthétisé à partir du PEP
(Phosphoénolpyruvate) ; produit du catabolisme des hexoses (Young et al., 1962). Il existe donc
un lien direct entre les métabolismes des sucres et des acides au sein du fruit. En effet, l’OAA
est obtenu à partir de la carboxylation du PEP catalysé par l’enzyme PEPC
Introduction bibliographique
41
(Phosphoénolpyruvate carboxylase). L’OAA est ensuite réduit en malate sous l’action de
NAD-cytMDH (NAD-dependent malate déshydrogénase) (Givan, 1999). Il est à noter que
toutes ces réactions sont réversibles. La synthèse du malate et d’OAA est une étape
intermédiaire et indispensable pour la synthèse du citrate. Les deux dicarboxylates: le malate
et l’OAA sont transformés soit en tricarboxylates, le plus souvent en citrate, soit en
dicarboxylate via deux voies métaboliques: le cycle de Krebs (TCA : tricarboxylic acid cycle)
et le cycle de glyoxylate (Etienne et al., 2013).
La diminution de l’acidité résulte de la décarboxylation des carboxylates. Il s’agit soit
de la conversion des tricarboxylates (citrate) en dicarboxylate (malate, OAA) soit de la
décarboxylation des dicarboxylates (Etienne et al., 2013).
La transformation du citrate en dicarboxylates peut se faire à travers plusieurs voies
métaboliques tels que : le cycle de krebs (Figure 11B), le cycle de glyoxylate (Figure 10C), la
voie de GABA (γ-aminobutyrate) (Figure 10D) et la voie du catabolisme de acétyl-CoA.
Toutes ces réactions sont à l’origine des variations d’acidité des fruits mesurée (Etienne et al.,
2013).
Ces dicarboxylates produits soit à partir du citrate soit à partir du PEP peuvent subir
une décarboxylation d’où la dégradation des acides qui se transforment en d’autres composés
chimiques qui seront impliqués dans d’autres voies métaboliques. La décarboxylation des
dicarboxylates permet la production du PEP d’où la stimulation de la gluconéogenèse ; voie
métabolique de génération du glucose à partir du PEP (Figure 10A) (Sweetman et al., 2009). Le
passage de la synthèse des acides organiques à la synthèse des sucres se produit généralement
à la fin du développement du fruit (Katz et al., 2011). Le PEP peut provenir également de la
conversion du pyruvate catalysé par la PPDK (pyruvate orthophosphate dikinase). Quant au
pyruvate, il est le produit de la carboxylation du malate par le NAD-cytME (cytosolic NADP-
dependant malic enzyme) (Sweetman et al., 2009)
Le cycle de Krebs résulte de l’oxydation du pyruvate et commence par la condensation
d’OAA en acetyl-CoA (Figure 10B). Ce cycle est maintenu grâce à des séries de conversions
entre les acides organiques y compris le citrate et le malate (Etienne et al., 2013). L’enzyme
contrôlant la synthèse du citrate dans la mitochondrie est la citrate synthase mitochondriale
(mtCS). Contrairement à la mtCS la mtACO (aconitase mitochondriale) et la NAD-mtIDH
(NAD-dependant isocitrate déshydrogénase) catalysent la dégradation du citrate. L’activité de
la mtCS est positivement corrélée avec l’accumulation du citrate chez les agrumes (Tao et al.,
Introduction bibliographique
42
2001). Il a également été démontré que l’activité de la mtACO et de la NAD-mtIDH diminuent
au cours des premiers stades de développement du fruit. Ceci se traduit par une diminution du
métabolisme du citrate au niveau de la mitochondrie (Sadka et al., 2000). Le malate peut être
oxydé en OAA pour alimenter le cycle de Krebs et par conséquent synthétiser du citrate
(Sweetman et al., 2009) ou être transformé en pyruvate d’où la coupure du cycle et la diminution
de l’acidité (Macrae et Moorhouse, 1970).
Le citrate synthétisé dans le cycle de Krebs peut être dégradé dans le cytosol via la
voie du GABA (Figure 10 D) pour produire le succinate qui peut par la suite être utilisé dans
le cycle de Krebs. La dégradation du citrate via la voie de GABA est sous le contrôle des deux
enzymes, la cytACO (aconitase cytosolique) et la NADP-cytIDH (NADP-dependent isocitrate
déshydrogénase) (Katz et al., 2011). Une forte accumulation des ARNm des gènes codant pour la
cytACO a été observée chez plusieurs génotypes d’agrumes à la même période de diminution
d’acidité (Terol et al., 2010).
La dégradation du citrate peut aussi se produire suite au clivage du citrate en OAA et
en acétyl-CoA sous l’action d’ATP –citrate lyase (ATP-CL) et conduit à la synthèse des
flavonoïdes et des isoprénoïdes (Etienne et al., 2013).
2.3.3.3.Transport des acides
Contrairement aux sucres, les acides organiques synthétisés dans la pulpe ne sont pas
exportés dans d’autres organes de l’arbre (Katz et al., 2011). Après leur synthèse ils sont
transportés vers les vacuoles où ils sont stockés (Ladanyia, 2008). Le transport des acides du
cytosol jusqu’à la vacuole dépend du gradient du potentiel électrochimique à travers la
membrane du tonoplaste et de la forme anionique de l’acide qui elle-même dépend du pH du
cytosol. Quand le pH est neutre ou légèrement alcalin, le malate et le citrate prennent
respectivement une forme dianionique et trianionique. Cependant si le pH est acide, les acides
sont protonés ou monoanionés. Etant donné que les transporteurs sont spécifiques aux formes
anionées, ce sont seulement le malate dianioné et le citrate trianioné qui passent du cytosol
vers la vacuole (Brune et al., 1998).
Le transport du malate chez Arabidopsis est facilité par un transporteur spécifique du
malate situé au niveau du tonoplaste nommé AttDT (Emmerlich et al., 2003) et deux membres de
la famille « aliminium-activated malate transporter » (ALMT) (Kovermann et al., 2007)
Introduction bibliographique
43
Le transport du citrate est beaucoup plus facile et plus rapide que le transport du
malate. Il a été mis en évidence que le citrate peut être transporté via AttDT (Martinoia et al.,
2007). Cependant, il n’est pas le transporteur principal. Plusieurs travaux suggèrent qu’il existe
une pompe du citrate ATP-dépendant (Brune et al., 1998). La diminution de la concentration du
citrate durant la maturation montre que le citrate est exporté de la vacuole via le transporteur
CsCit1 (Shimada et al., 2006).
2.3.4. Les métabolites secondaires chez les fruits des agrumes
2.3.4.1.Composition du fruit en métabolites secondaires
Les agrumes contiennent des nombreux métabolites secondaires. Ils sont très riches en
vitamine C, flavonoïdes, caroténoïdes… qui sont bénéfiques pour la santé humaine grâce à
leurs propriétés anti-oxydantes (Ladanyia, 2008). Les agrumes se caractérisent également par
leurs taux élevés en huiles essentielles qui sont composées principalement par des
terpénoïdes. Le limonène, un mono terpène, est le composé majeur des huiles essentielles de
zestes (Iglesias et al., 2007). Les terpénoïdes volatiles forment la flaveur et les arômes des
agrumes. Les principaux flavonoïdes sont les flavanols, les flavanals, les anthocyanes, les
flavones et les flavanones. Parmi les flavones on compte les polyméthoxyflavones: la
sinensetin, la nobilétine, la tangerétine et la flavone heptamethoxy. Les flavanones sont
composées des isonaringines et des hespéridines qui est le flavonoïde prédominant (Del Río et
al., 1998).
Parmi les métabolites secondaires, on peut citer des pigments tels que la chlorophylle
qui donne la couleur verte, les caroténoïdes qui donnent les couleurs jaune, orange, orange
foncée et rouge, les anthocyanes qui donnent la couleur rouge sanguin. Les caroténoïdes sont
des tétra-terpénoïdes qui se subdivisent en deux groupes, les carotènes et les xanthophylles
(Iglesias et al., 2007). La concentration et la composition des caroténoïdes varient selon les
variétés et dépendent des conditions de culture et des facteurs climatiques (Gross, 1987).
2.3.4.2.Evolution des métabolites secondaires au cours de la maturation des fruits
Au cours de la maturation, la concentration de la chlorophylle diminue tandis que celle
de caroténoïdes augmente. Les caroténoïdes sont synthétisés dans la peau et dans la pulpe
mais de manière indépendante (Tadeo et al., 2008). Bien que synthétisés plus tôt dans la pulpe au
cours du développement du fruit, leur concentration dans les fruits mûrs est beaucoup plus
Introduction bibliographique
44
élevée dans la peau qui renferme 70 à 75% de la concentration totale du fruit (Curl et Bailey,
1956).
Parallèlement à l’augmentation de la concentration des caroténoïdes, les teneurs en
flavonoïdes diminuent. Leur concentration est négativement corrélée avec le poids du fruit
(Hendrickson et Kesterson, 1964).
La maturation est caractérisée aussi par la diminution de la concentration des
limonoïdes et des limonines et par l’augmentation de la synthèse des terpenoïdes et par
conséquent des huiles essentielles (Ladanyia, 2008).
2.3.4.3.Métabolisme des caroténoïdes
La première étape dans la synthèse des caroténoïdes concerne la formation d’une
molécule incolore le phytoène (phy;C40) suite à la condensation de deux molécules de
geranylgeranyl pyrophosphate. La réaction est catalysée par la phytoène synthase (PSY). Les
désaturases PDS (Phytoène désaturase) et ZDS (Zeta-carotène désaturase) ajoutent chacune
deux doubles liaisons. Ensuite le PDS produit du ζ-carotène. Cette étape est suivie par la
synthèse du lycopène (LYC). La molécule de lycopène subit des cyclisations sous l’action de
-LCY and β-LCY pour donner les deux molécules α-carotène et β-carotène. L’-carotène est
ensuite converti en lutéine par des hydroxylations successives catalysées par -carotène
hydroxylase (ϵ-CHX) et β-carotène hydroxylase (β-CHX). Tandis que le β-carotène est
catabolisé en zéaxanthine suite à deux hydroxylations catalysées par β-CHX. Zéaxanthine est
ensuite convertie en violaxanthine par le zéa époxidase (ZEP) (Figure 11) (Cunningham Jr et
Gantt, 1998; Kato et al., 2004; Tao et al., 2007 ; Fanciullino et al., 2008).
Introduction bibliographique
45
Figure 11.Voie de biosynthèse des caroténoïdes.GGPP, géranylgéranyl diphosphate; PSY,
phytoène synthase; PDS, phytoène désaturase; ZDS, f-carotène désaturase; PTOX, plastid
terminal oxidase; CRTISO, carotène isomérase; e-LCY, lycopène e-cyclase; b-LCY, lycopène
b-cyclase; b-CHX, b-carotène hydroxylase; e-CHX, e-carotène hydroxylase; ZEP,
zéaxanthine époxidase; VDE, violaxanthine de-époxidase; NSY, néoxanthine synthase
(Alquézar et al., 2009).
2.4. Contrôle de la maturation des fruits des agrumes
2.4.1. Effet environnemental
Comme pour tous les arbres fruitiers, le développement et la maturation des fruits
d’agrumes sont fortement influencés par l’environnement qui représente une composante
principale de la variation des caractères de production et de la qualité du fruit.
L’environnement englobe plusieurs facteurs biotiques et abiotiques qui ont des effets directs
et indirects sur l’arbre. Parmi ces facteurs on peut citer: les pratiques culturales, le climat, le
sol,... (Spiegel-Roy et Goldschmidt, 1996)
Parmi eux, le climat demeure le facteur qui a le plus d’influence (Ladanyia, 2008). Son
impact se décline en fonction de l’intensité et de la variation des paramètres climatiques
(température, précipitation, vent, etc.). La température est considérée comme le premier
Introduction bibliographique
46
facteur qui intervient dans la délimitation des zones de production des agrumes dans les deux
hémisphères Nord et Sud (Spiegel-Roy et Goldschmidt, 1996). Ce facteur climatique agit sur
plusieurs processus physiologiques de la croissance des arbres et du développement des fruits.
Il agit sur la cinétique d’évolution de la maturation ainsi que sur les teneurs en métabolites
primaires et secondaires (Kimball et Box, 1984 ; Barry et van Wyk, 2006; Dhuique-Mayer et al., 2009).
Les acides organiques font partie des métabolites primaires dont la concentration change en
fonction de la température. En effet des températures élevées entrainent une diminution de la
concentration des acides organiques notamment de l’acide citrique et de l’acide malique et par
conséquent une baisse d’acidité du fruit (Lobit et al., 2006). Des températures élevées stimulent
également la respiration qui est un processus très consommateur d’énergie. En effet, au cours
de la respiration les acides sont utilisés comme substrats pour libérer de l’énergie et entraine
donc une diminution de l’acidité (Ladanyia, 2008). La température ne module pas seulement les
teneurs en acides mais également les teneurs en sucres. En fait, l’accumulation des sucres
dépend principalement de la température ainsi que de l’intensité lumineuse perçue par les
arbres (Kimball et Box, 1984). En effet, des températures élevées favorisent l’obtention de fruits
plus sucrés (Kimball et Box, 1984; Richardson et al., 2000). Il est à signaler aussi que la température
régit la vitesse du processus de maturation. La période de maturation devient ainsi plus courte
(Bain, 1949; Kimball et Box, 1984). Cette relation étroite entre la maturation et la température a été
étudiée dans plusieurs travaux pour estimer la période de maturité du fruit via le calcul des
degrés jours, somme de températures comprise entre 13°C et 36°C (favorables à la croissance
végétative et à l’activité métabolique) durant la croissance du fruit (Stenzel et al., 2006 ; Chelong et
Sdoodee, 2013). La coloration est un autre processus dont le déroulement est sous l’induction de
la température. Les processus de dégradation de la chlorophylle et de synthèse des
caroténoïdes se déclenchent seulement s’il y a assez d’amplitude thermique entre le jour et la
nuit (Mesejo et al., 2012). C’est la raison pour laquelle les fruits des zones tropicales sont
beaucoup moins colorés que les fruits du bassin méditerranéen (Ladanyia, 2008). La température
agit même sur la forme du fruit. Des pomelos cultivés sous des températures élevées donnent
des fruits plus gros avec une peau plus épaisse (Susanto et Nakajima, 1990). En plus de la
température et de la radiation solaire qui stimulent la production des sucres, la maturation est
influencée également par l’hygrométrie. Une hygrométrie supérieure à 80% est considérée
comme propice pour obtenir des fruits plus juteux, de forme plus régulière et à peau plus fine
(Jacquemond et al., 2013). Les agrumes sont de grands consommateurs d’eau et sont très sensibles
à la sècheresse (Praloran, 1971). Le déficit hydrique fait augmenter l’acidité ainsi que la
sucrosité du fruit au cours de la maturation (Pérez-Pérez et al., 2008 ; Navarro et al., 2010). En effet,
Introduction bibliographique
47
il conduit à une augmentation immédiate de l’activité saccharose synthase, un des
déterminants de la « force du puits ». L’augmentation de l’activité de cette enzyme permet le
maintien d’un gradient entre le phloème et les cellules du stockage par clivage du saccharose.
Les cellules continuent donc à importer du saccharose au cours de la maturation ce qui
contribue à l’augmentation de la teneur en sucres (Hockema et Echeverria, 2000). Le déficit
hydrique, la salinité, l’alcalinité du sol sont des contraintes pédologiques qui ont un effet sur
le processus de croissance et de maturation du fruit. Par exemple, la chlorose ferrique souvent
rencontrée dans le bassin méditerranéen à cause de l’alcalinité des sols, entraine souvent un
retard de maturation (Iglesias et al., 2007). Pour faire face à ces contraintes liées au sol,
l’utilisation d’un porte-greffe tolérant est indispensable. En fonction du type de porte-greffe
utilisé, une meilleure adaptation aux conditions pédoclimatiques peut être obtenue. Le porte-
greffe peut aussi influencer la croissance et la maturation du fruit (Godfrey-Sam-Aggrey, 1973;
Pérez-Pérez et al., 2008).
2.4.2. Contrôle hormonal
Durant la maturation, les concentrations des gibbérellines, des auxines et des
cytokinines diminuent considérablement au dépend de l’éthylène et de l’acide abscissique
dont leurs concentrations augmentent (Figure 12) (Bouzayen, 2002; Sinha et al., 2012 ; Ferguson et
al., 2014).
Figure 12. Hormones contrôlant la croissance et la maturation des fruits des agrumes (Ferguson et al., 2014)
Chez les agrumes en cours de maturation, l’acide abscissique existe sous deux formes,
une forme libre et une forme conjuguée. Au début de la croissance du fruit, le taux d’ABA
conjugué est quatre fois plus élevé que le taux d’ABA libre. En effet, la concentration de sa
Introduction bibliographique
48
forme libre et de sa forme conjuguée varie respectivement de 3 à 8 µg/g et de 10 à 39 µg de
matière sèche chez différentes espèces d’agrumes. Tandis que l’ABA libre augmente
progressivement au cours de la croissance du fruit pour atteindre une valeur maximale à la fin
de la maturation, l’ABA conjugué diminue (Ladanyia, 2008).
Les agrumes sont ainsi des fruits non climactériques dont la synthèse d’éthylène n’est
pas accompagnée par une crise climactérique (Sinha et al., 2012). Chez la mandarine Satsuma, la
concentration d’éthylène au cours de la maturation est de l’ordre de 0.16 µl/kg/h (Hyodo et
Nishino, 1981). Cette concentration est faible comparativement aux fruits climactériques tel que
la poire dont la concentration de l’éthylène varie de 0.5 à 10 µl/kg/h au cours de la
maturation. Chez les agrumes, l’éthylène est synthétisé en faibles quantités qui sont toutefois
suffisantes pour déclencher le processus de maturation (Sinha et al., 2012). Cette hormone
stimule la synthèse des sucres au détriment des acides, la dégradation de la chlorophylle et la
synthèse des caroténoïdes (Iglesias et al., 2007 ; Ferguson et al., 2014).
Au cours de la maturation, les mécanismes de coloration du flavédo du fruit sont régis
à la fois par l’éthylène et l’ABA qui interagissent tout au long de ce processus. En effet,
l’éthylène initie la coloration par le déclenchement de la dégradation de la chlorophylle et la
synthèse des caroténoïdes mais aussi par la stimulation de la synthèse d’ABA. Ce dernier
contrôle la vitesse de coloration. Plus la concentration d’ABA est élevée plus le fruit atteint sa
coloration rapidement (Kanellis, 1999).
2.4.3. Contrôle génétique
La maturation est une phase de développement génétiquement programmée qui met en
œuvre l’expression des gènes spécifiques avec ou sans modulation des facteurs
environnementaux.
2.4.3.1.Contrôle génétique de la synthèse des sucres
Le métabolisme des sucres est sous le contrôle complexe de plusieurs groupes de
gènes : l’expression de certains gènes favorise la synthèse des sucres, d’autres gènes
favorisent leur dégradation (Cercós et al., 2006; Katz et al., 2011).
La synthèse du saccharose peut se faire via plusieurs voies métaboliques selon les
phases de croissance du fruit. La saccharose phosphate synthase est une enzyme impliquée
dans l’une des voies majeures de la synthèse du saccharose. Le gène codant pour cette
enzyme est surexprimé pendant les deux phases II et III. Cependant, l’expression du gène
codant pour la saccharose-6-phosphate phosphatase ; enzyme catalysant la synthèse du
Introduction bibliographique
49
saccharose à partir du sucrose-6-P ; diminue pendant la phase II et augmente pendant la phase
III (Katz et al., 2011).
Le saccharose peut être transporté par des transporteurs spécifiques et dégradé par
l’invertase en fructose et en glucose. Ces derniers sont transportés par les transporteurs des
hexoses. Très peu de gènes codants pour les transporteurs des sucres ont été identifiés. Parmi
ces gènes on peut citer le CTG1108654 ; transporteur d’hexose, le CTG1105250 et le
CTG1106455; transporteurs du glucose et le CTG1107685 ; transporteur du saccharose. Le
saccharose transporté dans les vésicules à jus peut être métabolisé de trois façons ; dégradé
par la saccharose synthase, dégradé par l’invertase cytosolique dans le cytosol ou stocké dans
la vacuole (Katz et al., 2007).
Le passage de la phase d’élargissement cellulaire à la phase de maturation se
caractérise par la surexpression de la plupart des gènes codant pour les enzymes impliquées
dans la dégradation des sucres tels que l’hexokinase, la fructokinase, la glucose-6-phosphate
isomérase, la fructose bisphosphate aldolase, l’ATP-dependent 6-phosphofructose-1-kinase, la
triose-phosphate isomérase et l’enolase protein. Les deux gènes codant pour le pyruvate ;
iCitrus ID 52671 et iCitrus ID 28935 sont également surexprimés au cours de cette phase de
transition (Katz et al., 2011).
Très peu de gènes codants pour la saccharose synthase ont été identifiés. Il s’agit du
CTG1104251, du CTG1098335, du CTG1097731 (homologues à AtSUS1 d’Arabidopsis
thaliana) et d’un autre gène homologue à AtSUS2. Selon Komatsu et al. (2002), parmi ces trois
gènes, il n y a qu’un seul gène CTG1104251 (nommé aussi CitSUSA) qui est exprimé au cours
de la maturation. En revanche, l’étude de Katz et al. (2007) montre qu’il y a au moins deux
autres gènes qui sont exprimés dans les fruits matures SUS1 and SUS2. Tandis que
l’expression de CitSUS1 diminue au cours de la maturation, l’expression de CitSUSA
augmente. Ce dernier joue un rôle de « force du puits » (Katz et al., 2011).
L’invertase ayant un rôle clé dans la dégradation des sucres, elle est inactive au cours
de la maturation (Holland et al., 1999 ; Cercós et al., 2006). En effet, les gènes codant pour
l’invertase acide ; bFruct1 et bFruct2 et pour l’invertase alcaline CitCINV1 ne sont pas
exprimés pendant la maturation. Ceci est probablement dû à l’invertase inhibitrice dont
l’action inhibe les invertases acides et alcalines. Les gènes codant pour l’invertase inhibitrice
s’expriment au cours de la maturation. Ces faits soulignent l’importance de la saccharose
synthase dans la dégradation des sucres au cours de la phase finale de la croissance du fruit
Introduction bibliographique
50
(Katz et al., 2011). Ainsi, tandis que l’invertase facilite l’expansion des cellules « puits » et le
stockage des sucres pendant les premières phases de croissance du fruit, la saccharose
synthase prends le relais pendant la maturation en favorisant les voies de clivage du
saccharose (Katz et al., 2007; Koch, 2004).
2.4.3.2.Contrôle génétique du métabolisme d’acide citrique
La synthèse du citrate se fait par deux réactions chimiques dont l’une est catalysée par
l’ATP citrate lyase et la deuxième est catalysée par la citrate synthase. Trois gènes codant
pour la citrate synthase ont été identifiés dans les cellules des vésicules à jus chez les
agrumes: le CTG1107592, le CTG11111984 et le CTG1105142 (Katz et al., 2007). Les deux
premiers sont homologues à At3g58750 (CSY2) et à At2g42790 (CSY3). Les protéines codées
par ces gènes sont localisées dans le peroxysome d’Arabidopsis thaliana. En revanche,
CTG1105142 est homologue à l’At2g44350 (CYS4) qui est un gène mitochondrial chez
Arabidopsis thaliana (Pracharoenwattana et al., 2007). Un gène codant pour l’ACL, homologue du
gène At3g06650 d’Arabidopsis thaliana a également été mis en évidence (Katz et al., 2007).
L’acide citrique accumulé au niveau de la vacuole est ensuite transloqué vers le
cytosol pour être métabolisé en acide isocitrique puis en 2-oxoglutarate sous l’action
successive d’aconitase cytosolique et d’isocitrate NADP. Il a été remarqué que l’expression
des gènes codant pour l’aconitonase cytosolique et l’isocitrate NADP augmente pendant la
maturation des fruits ce qui suggère leur implication dans le catabolisme de l’acide citrique
(Cercós et al., 2006). La surexpression de ces gènes caractérise selon Katz et al. (2011) la
transition de la phase II à la phase III.
L’aconitase est codée par trois gènes ; CcAco1, CcAco2 and CcAco3. Selon Terol et al.
(2010), les deux gènes CcAco1, CcAco2 sont associés à la détermination de la période de
diminution d’acidité. De façon similaire, la décarboxylation de l’isocitrate en 2-oxoglutarate
est régulée par trois gènes d’IDH (isocitrate NADP). Il s’agit du CTG1093369 et du
CTG1107030, deux gènes mitochondriaux codant pour le NAD+-dependent et du
CTG1102843 codant pour le NADP+-dependent. Trois autres isoformes dont deux localisées
dans la mitochondrie et une autre localisée dans le cytosol ont également été mises en
évidence. Ceci semble donc confirmer que le citrate est transporté de la mitochondrie pour
être catabolisé dans le cytosol en isocitrate et en 2-oxoglutarate (Katz et al., 2007).
Plusieurs autres réactions enzymatiques se suivent suite à la synthèse de 2-
oxoglutarate. Une cascade de réactions est déclenchée suite à la production de ce substrat qui
finit par la synthèse du succinate. Plusieurs gènes codant pour des enzymes catalyseurs de ces
Introduction bibliographique
51
réactions ont été identifiés. Chaque gène est présent sous différentes formes telles que le gène
codant pour le 2-oxolglutarate dehydrogenase qui est présent sous deux formes ; le
CTG1106938, homologue de l’At3g55410 et un isoforme homologue à l’At5g65750,.
L’expression de ces gènes augmente au cours de la maturation (Katz et al., 2007)
Des études d’expression par puce à ADN et par PCR en temps réel indiquent qu’une
augmentation continue de l’expression des gènes codant pour l’aspartate aminotransférase et
l’alanine aminotransférase contribuent à la synthèse de glutamate (Katz et al., 2011).
L’augmentation de l’expression des gènes codant pour le glutamate au cours de la maturation
des fruits ne se traduit pas par une augmentation de concentration. En effet la teneur en
glutamate reste constante tout au long de ce processus ce qui suggère que le glutamate est
utilisé dans d’autres voies de synthèse. Les études d’expression qui s’intéressent au
métabolisme des acides ont mis en évidence l’existence de deux voies d’utilisation du
glutamate: la conversion en glutamine ou en GABA (acide gamma-aminobutyrate
aminotransférase). L’augmentation de l’expression de c-thi1, gène codant pour l’enzyme de
synthèse de thiasole, montre que la glutamine est utilisée pour la production de la thiamine
suite à l’action combinée de thiasole et d’aminomethylpyrimidine. En ce qui concerne la voie
de synthèse de GABA, les études d’expression par puce à ADN et par PCR en temps réel
montrent que les plus hauts niveaux d’expression des gènes codants pour le glutamate
décarboxylase et le GABA aminotransférase (enzymes catalysant la synthèse d’acide
succinique) sont induits au cours de la période caractérisée par la perte d’acidité (Cercós et al.,
2006; Katz et al., 2011).
2.4.3.3.Contrôle génétique du métabolisme des caroténoïdes
Plusieurs changements dans les voies du métabolisme secondaire ont lieu durant le
développement de la pulpe. Parmi ces changements on peut citer:
-une diminution du nombre de récepteurs de la réductase protochlorophyllide d’où la
diminution de la biosynthèse de chlorophylle au bénéfice de l’accumulation des caroténoïdes
ce qui permet le virement de la couleur du jus vers sa couleur typique selon les variétés ;
-une répression de la chalcone synthase, de la chalcone isomérase et de la flavonoïdes-3-
monooxygénase indiquant une diminution de la synthèse des anthocyanes et des flavonoïdes
au niveau des fruits matures (Cercós et al., 2006).
En ce qui concerne la synthèse des caroténoïdes, la maturation est marquée aussi par
un changement des voies métaboliques dans le flavédo qui bascule de la synthèse des β,ϵ -
caroténoïdes vers celle des β,β-caroténoïdes. Ce changement se traduit par une augmentation
de l’expression du gène CitLCYb contre une diminution de celle du CitLCYe. Cette phase se
Introduction bibliographique
52
caractérise également par une augmentation simultanée de l’expression des gènes codant pour
la synthèse des xanthophylles (CitPSY, CitPDS, CitZDS, CitLCYb, CitHYb, and CitZEP) dans
le flavédo et les sacs à jus de la mandarine Satsuma et de l’orange Valencia (Kato et al., 2004).
3. L’abscission des fruits au cours de la maturation des agrumes
3.1. Qu’est-ce que l’abscission ?
L’abscission est un processus de disjonction cellulaire qui résulte de la décomposition
de la lamelle moyenne riche en composés pectiques. Ces derniers assurent dans le cas normal
l’adhésion des cellules et par conséquent la tenue des tissus végétaux. Leur dégradation
conduit donc à une séparation cellulaire. Dans le cas d’abscission, la dissociation cellulaire est
suivie par un détachement de l’organe concerné de la plante mère (Lewis et al., 2006; Morre,
1968). L’abscission peut se produire au niveau des structures végétatives (les feuilles) mais
aussi au niveau des structures reproductives tels que les fleurs, les bourgeons floraux, les
petits fruits et les fruits matures (Brown, 1997).
3.2. Vagues d’abscission
Chez les agrumes, l’abscission des structures reproductives commence depuis la
floraison et parfois même un peu avant. En effet, le développement du fruit est souvent
accompagné par une chute modérée des structures reproductives mais dans certain cas, la
chute peut-être considérable. Le taux et la sévérité de ce phénomène varie en fonction des
stades de croissance. Quand la chute devient excessive on parle de vague d’abscission (Iglesias
et al., 2007).
Plusieurs vagues d’abscission caractérisent le développement et la croissance des fruits
chez les agrumes (Iglesias et al., 2007). La première vague survient au début de la phase I du
développement du fruit: phase de division cellulaire. Au cours de cette vague, on assiste à une
chute importante des bourgeons, des fleurs et des ovaires. Moins de 1‰ des fleurs donne
naissance à un fruit qui atteint la maturité (Jacquemond et al., 2013). Cette vague est suivie d’une
deuxième qui se produit ultérieurement pendant le développement des fruits lors du passage
de la phase I à la phase II. Au cours de cette transition, l’arbre perd beaucoup de petits fruits.
Cette vague d’abscission est connue sous le nom de « chute de juin » (Iglesias et al., 2007). Ces
deux premières vagues peuvent être considérées comme une autorégulation de la charge de
l’arbre (Spiegel-Roy et Goldschmidt, 1996). L’abscission ne concerne pas seulement les fleurs et les
petits fruits mais elle concerne aussi les fruits matures. A la fin de la phase de maturation,
cette chute de fruit peut soit s’étaler dans le temps ou soit être subite et massive. Dans
Introduction bibliographique
53
certaines conditions et pour certaines variétés cette chute massive des fruits survient avant la
récolte (Racskó et al., 2006).
3.3. Zones d’abscission
L’abscission se produit au niveau des sites prédéterminés nommées zones d’abscission
(AZs) constituées des cellules spécialisées (Sexton et Roberts, 1982 ; Estornell et al., 2013).
3.3.1. Localisation des zones d’abscission
Les fruits des agrumes ont généralement deux zones d’abscission : AZ-A située entre
la brindille et le pédoncule et AZ-C située au niveau du calice (Figure 13A). Les zones
d’abscission ne sont pas actives tout au long de la vie de l’organe reproductif (Estornell et al.,
2013). Au cours des premières semaines du développement du fruit, l’abscission des
bourgeons floraux et des fleurs se produit au niveau de la zone AZ-A. Au bout de 8 semaines,
la zone AZ-A devient progressivement inactive. La désactivation de la zone AZ-A se produit
parallèlement à l’activation de la zone AZ-C. Ainsi, la chute des petits fruits et des fruits
matures a lieu au niveau de la zone AZ-C. Il est à noter que la chute des fleurs et des fruits qui
ont moins de 8 semaines peut avoir lieu parfois au niveau de la zone AZ-C. Cependant
l’abscission des fruits au cours de la maturation ne peut se produire qu’au niveau de la zone
AZ-C à cause de la forte lignification de la zone AZ-A (Goren et Huberman, 1976).
Figure 13. (A) Zones d’abscission chez les agrumes (Iglesias et al., 2007) (B) Coupe
longitudinale de la tige au niveau de la zone AZ-C (Burns, 1998).
La zone AZ-C est localisée au niveau de l’intersection entre les tissus du calice, du
flavédo et d’albédo (Figure 13 B). La totalité des tissus vasculaires transportant l’eau et les
Introduction bibliographique
54
carbohydrates passent par la zone AZ-C dont la rigidité est liée essentiellement à la présence
de ces tissus vasculaires. Par conséquent, et suite à l’abscission tous les tissus vasculaires
ventraux de la columelle centrale et les tissus vasculaires dorsaux et latéraux qui encerclent le
fruit sont rompus au cours de l’abscission (Cooper et Henry, 1968).
3.3.2. Morphologie, Anatomie et métabolisme des zones d’abscission
Au cours de l’abscission, les zones d’abscission reçoivent des signaux inter et
intracellulaires spécifiques. Plusieurs preuves morphologiques et biochimiques montrent que
les cellules constituant les zones AZs réagissent d’une façon différente par rapport à leurs
voisines qui reçoivent les mêmes signaux hormonaux (Brown, 1997).
Il est à signaler que l’abscission ne concerne pas toute la zone AZ. La séparation ne se
produit qu’au niveau d’une couche cellulaire située au niveau de l’extrémité distale constituée
d’une à cinq cellules. Cette couche est nommée la couche de séparation (Racskó et al., 2006). Les
cellules constituant les AZ sont morphologiquement et anatomiquement différentes du reste
des cellules. Elles sont plus petites, isodiamétriques, leur cytoplasme est dense, leur espace
intercellulaire est étroit, elles contiennent beaucoup d’amidon et elles sont interconnectées
avec plusieurs plasmodesmes (Sexton et Roberts, 1982 ; Estornell et al., 2013).
La AZ ne se distingue pas uniquement par sa morphologie et son anatomie mais aussi
par son métabolisme. Cette zone se caractérise par une division cellulaire intense, une
synthèse importante des protéines et des ARN, une consommation d’O2 très élevée et une
activité intense de peroxydase (Racskó et al., 2006). Le cytoplasme devient plus dense et il
contient beaucoup plus d’organites cellulaires. L’appareil de golgi et le réticulum
endoplasmique sont très visibles (Sexton et Redshaw, 1981). La lamelle moyenne qui permet aux
cellules de s’associer l’une à l’autre en tissus grâce à sa composition en pectines joue un rôle
primordial au cours de l’abscission. En effet, suite à l’activation du processus d’abscission les
enzymes telles que la cellulase, la pectine-estérase et la galacturonase dégradent les composés
pectiques de cette zone. Les cellules deviennent ainsi facilement séparables (Roberts et al., 2002).
A ce stade, un stress mécanique tel que le vent peut conduire à la chute du fruit (Racskó et al.,
2006).
Au cours de l’abscission, les tissus conducteurs ; le phloème et le xylème situés dans
la zone d’abscission se bouchent. Ainsi, les métabolites ne peuvent plus circulés. En effet, une
boursouflure interne appelée thyllose se forme suite à l’hypertrophie des cellules
parenchymateuses dans l’xylème. La thyllose entraine l’éclatement des cellules transporteuses
des métabolites. Le xylème localisé au niveau de la lamelle moyenne se fragmente mais les
Introduction bibliographique
55
cellules constituant la lamelle restent intactes. Quant au phloème, il est obstrué par de la
callose qui est un polysaccharide. Ces modifications restent localisées au niveau de la zone
d’abscission qui construit « une digue » empêchant la propagation de ces processus dans les
zones voisines (Racskó et al., 2006).
Parfois le détachement du fruit mature au cours de la récolte ne se produit pas au
niveau de la zone AZ-C. Ceci n’arrive que si le fruit n’a pas achevé sa maturation. Souvent, la
récolte mécanique des fruits qui n’ont pas encore atteint leur maturité optimale engendre des
blessures au niveau des fruits. En effet, avant maturation, la zone AZ-C n’est pas encore bien
formée. Dans ce cas, la pression mécanique exercée au cours de la récolte conduit au
détachement du fruit au niveau de la structure la plus fragile. Dans certains cas, quand il s’agit
d’une variété qui se pèle facilement, la peau représente le point de détachement le plus
fréquent d’où l’obtention d’un fruit non commercialisable (Burns, 1998).
3.4. Etapes de l’abscission
Le phénomène d’abscission se déroule en plusieurs étapes. Selon Bonghi et al. (2000), il y
a trois étapes majeures: (A) la détermination génétique de la compétence cellulaire pour la
réponse à l’abscission, (B) la différenciation de la zone d’abscission et (C) l’activation des
processus de séparation cellulaire. Cependant, (Estornell et al., 2013; Niederhuth et al., 2013) ont
défini quatre principales étapes dont l’ordre change un peu par rapport à ce qui été publié par
(Bonghi et al., 2000). La première étape consiste à la différenciation de la zone AZ au niveau du
futur site de détachement. La deuxième étape consiste à l’acquisition de la zone AZ à une
compétence lui permettant de réagir aux signaux d’abscission. Pendant la troisième étape on
note une activation du processus d’abscission. Cette étape est suivie par l’étape de la
différenciation d’une couche protectrice au niveau de la surface de la couche de séparation du
côté de la plante mère (Figure 14) (Estornell et al., 2013; Niederhuth et al., 2013).
Figure 14. Etapes d’abscission (Estornell et al., 2013)
Il est à noter que la plupart des informations moléculaires et biochimiques disponibles
jusqu’à maintenant sont reliées à l’étape de l’activation du processus d’abscission alors que le
Introduction bibliographique
56
reste des aspects demeurent très peu connus. Les études sur l’activation des zones
d’abscission ont impliqué notamment des caractérisations anatomiques et structurelles,
l’identification d’enzymes hydrolytiques responsables de la séparation des cellules,
l’identification de gènes responsables de l’abscission et la détermination de l’implication
d’hormones, notamment les auxines et l’éthylène, dans ce processus (Bonghi et al., 2000).
3.5. Contrôle de l’abscission des fruits
Le contrôle de l’abscission des fruits chez les agrumes est un phénomène complexe
régulé à trois niveaux: environnemental, moléculaire et métabolique. Ces trois facteurs
agissent simultanément ou l’un stimule l’activation de l’autre, le tout fonctionnant via des
signaux hormonaux (Iglesias et al., 2007).
3.5.1. Effet environnemental
L’abscission est un processus souvent influencé par l’environnement. La température,
le vent, la radiation solaire, les facteurs biotiques, la nutrition et le stress sont des facteurs qui
ont un effet direct ou indirect sur la chute des fruits (Addicott, 1982).
La réponse de la plante au stress se fait via la synthèse des hormones et de leurs
précurseurs. Ces signaux hormonaux vont induire le déclenchement de l’abscission au niveau
de la AZ (Estornell et al., 2013).
Le stress hydrique est l’un des facteurs environnementaux les plus importants qui
provoquent la chute des fruits (Racskó et al., 2007). Une corrélation positive existe entre la
sévérité de la sécheresse et le pourcentage d’abscission (Blanke et Bower, 1991) Les agrumes
possèdent un comportement particulier vis-à-vis du déficit hydrique. En effet, les feuilles et
les fruits ne chutent pas pendant la période du stress mais après la réhydratation (Addicott,
1982). En réponse au déficit hydrique, la concentration d’ABA, hormone souvent associée à
l’activation de l’abscission, augmente. Ensuite l’ABA accumulé au niveau des racines stimule
la synthèse d’ACC (1-aminocyclopropane-1-carboxylic acid) qui est un précurseur de
l’éthylène (Tadeo et al., 2008). L’ABA entraine aussi un blocage des flux dans le xylème. Après
la réhydratation, le transport des métabolites et des photo-assimilats est restauré. L’ACC est
ainsi transporté des racines vers les feuilles et les fruits où il sera oxydé pour synthétiser de
l’éthylène. L’éthylène déclenche par la suite l’abscission (Iglesias et al., 2007). Le déficit
hydrique étant souvent accompagné par des températures élevées, il conduit aussi à l’arrêt de
la croissance et la stimulation de l’abscission (Tudela et Primo-Millo, 1992). La combinaison du
Introduction bibliographique
57
vent sec et des températures élevées produit le même effet qu’un déficit hydrique même
quand il s’agit d’un sol humide. Ces conditions suffisent à déclencher la chute (Yakushiji et al.,
1998).
Le déclenchement de la production d’éthylène qui est généralement suivie par
l’activation de l’abscission n’est pas causé uniquement par la sécheresse et par les
températures élevées mais il l’est aussi par l’asphyxie racinaire due aux excès d’eau (Vu et
Yelenosky, 1991).
L’abscission peut également être déclenchée suite à une forte compétition carbonée
entre les différents organes de l’arbre. Une telle compétition entraine un stress nutritionnel dû
au manque de photo-assimilats. Ce type de stress enclenche l’envoie de signaux hormonaux
vers les zones d’abscission AZs entrainant leur activation (Estornell et al., 2013).
A ces facteurs abiotiques se rajoutent les facteurs biotiques qui influencent
l’abscission. En effet, la chute des fruits est parfois causée par des maladies et des insectes.
Par exemple, les fruits piqués par la mouche méditerranéenne chutent très rapidement (Racskó
et al., 2007).
3.5.2. Contrôle hormonal
Des changements hormonaux se produisent avant et tout au long du processus
d’abscission indiquant l’implication de plusieurs hormones dans la régulation de ce processus.
Cette régulation ne se fait pas uniquement via les hormones stimulatrices d’abscission telles
que l’éthylène et l’acide abscissique mais aussi via les hormones inhibitrices telles que les
auxines, les cytokinines et les gibbérellines. Le degré d’implication de chaque hormone ainsi
que son action varie selon sa concentration, son interaction avec les autres hormones et le
stade de développement du fruit. La balance hormonale est ainsi un facteur clé dans le
contrôle de l’abscission (Ladanyia, 2008 ; Addicott, 1982; Estornell et al., 2013).
Chez les agrumes, bien que l’éthylène ne soit pas synthétisé en grandes quantités
comparativement aux fruits climactériques, cette hormone est néanmoins considérée comme
l’hormone clé pour le déclenchement de l’abscission (Burns, 1998). Généralement, le niveau
d’éthylène augmente au cours de la maturation (Ladanyia, 2008) et active la synthèse des
enzymes responsables de la dégradation des zones d’abscission (Addicott, 1982; Gómez-Cadenas et
al., 2000). A l’inverse des autres hormones telles que les auxines, l’ABA, les gibbérellines qui
sont des hormones intermédiaires, l’éthylène est considéré comme étant l’hormone activatrice
finale de l’abscission (Tudela et Primo-Millo, 1992).
Introduction bibliographique
58
Les auxines sont présentes dans la zone AZ-C (Goren et Goldschmidt, 1970). Avant
l’induction de l’abscission, une concentration élevée en auxines inhibe la sensibilité des
cellules de la zone AZ-C vis-à-vis de l’éthylène (Goren, 1993). A ce stade les auxines
empêchent la synthèse des enzymes hydrolitiques (Racskó et al., 2006). En revanche, une longue
exposition à l’éthylène contribue à l’inhibition du transport des auxines des feuilles et des
tiges vers la zone AZ-C et à la destruction des auxines déjà en place. Consécutivement les
cellules deviennent sensibles au signal envoyé par l’éthylène, les enzymes d’hydrolyse
rentrent en action et la FDF (Force de Détachement du Fruit) commence à diminuer (Goren,
1993). Une fois le processus déclenché, les auxines ne jouent plus un rôle d’inhibiteur mais
plutôt celui d’un accélérateur qui promeut la synthèse de l’éthylène (Sexton et Roberts, 1982).
L’interaction entre ces deux hormones conduit donc soit à la stimulation ou soit à l’inhibition
de l’abscission selon leurs concentrations et selon le stade du processus (Goren, 1993).
Le rôle de l’acide abscissique est principalement lié à la sénescence (Del Río et al., 1998).
Il n’a pas un effet direct sur l’abscission et n’a qu’un rôle intermédiaire au cours de ce
phénomène (Roberts et al., 2002). Sa concentration augmente au cours de la maturation et avant
la chute des fruits matures conduisant à l’arrêt de la croissance et la sénescence suivie par
l’abscission des fruits (Ladanyia, 2008). La concentration de cette hormone est beaucoup plus
élevée chez les fruits des variétés d’oranger précoces et de mi-saison que chez les variétés
tardives (Rasmussen, 1975). L’ABA limite le transport des auxines et semble être impliquée dans
la synthèse d’éthylène et de certains enzymes (Racskó et al., 2006). Cependant, la balance
hormonale entre l’ABA et les auxines peut moduler le taux d’abscission des fruits. Pendant la
période de récolte, les fruits perdent leur sensibilité aux agents chimiques inducteurs
d’abscission en raison de concentrations élevées en auxines et des concentrations faibles en
ABA (Yuan et al., 2001). L’action de l’ABA dépend donc de son interaction avec les auxines
(Patterson, 2001).
Les cytokinines ont un double effet sur l’abscission. En effet, bien que des
concentrations élevées en cytokinines inhibent l’abscission (Pierik et Abbadi, 1972), elles sont
plutôt considérées comme stimulatrices de l’abscission (Sipes et Einset, 1983).
Les gibbérellines (GAs) sont des hormones inhibitrices de l’abscission (Ladanyia, 2008).
D’autres hormones ont aussi un rôle inhibiteur comme l’acide salicylique. Les signaux de
cette hormone sont antagonistes à ceux de l’éthylène en contrôlant négativement l’expression
des gènes régulés par l’éthylène et pouvant même bloquer la biosynthèse de cette dernière
Introduction bibliographique
59
(Sayegh, 2009). L’activité enzymatique de la cellulase, EC 3.2.1.4 n’augmente pas chez les
plantes traitées par l’acide salicylique contrairement aux plantes non traitées (Ferrarese et al.,
1996).
3.5.3. Implication des sucres et des acides dans le phénomène d’abscission
Généralement, il est admis que l’abscission se situe chronologiquement entre la fin de
la phase de maturation et le début de la phase de sénescence (Racskó et al., 2006). Au cours de
cette période transitoire, de nombreuses réactions chimiques et biochimiques ont lieu. Il est
ainsi probable que les sucres et les acides organiques, dont l’évolution est très dynamique tout
au long de la maturation, pourraient avoir un rôle dans l’abscission. Wilson et Hendershott (1968)
ont montré que les sucres pourraient être impliqués dans le processus d’abscission. Comme
pour les hormones, il y a des sucres qui retardent l’abscission et d’autres qui l’accélèrent. Les
sucres majoritairement présents dans les fruits d’agrumes (le saccharose, le fructose et le
glucose) retardent l’abscission, le mannitol, un sucre polyol (sucre-alcool), favorise la chute
des fruits alors que le sorbitol et l’inositol ne présentent aucun effet sur l’abscission.
Selon Addicott (1982), les sucres exercent parfois un effet de nature hormonale. Des
expérimentations conduites sur les plantes d’haricot montrent que l’application de glucose, de
fructose, de saccharose (Osborne, 1959) d’arabinose, de mannitol ou de rhamnose (Morre, 1968)
retarde l’abscission. Quant-au galactose, monosaccharide présent en faibles quantités dans les
fruits d’agrumes (Füzfai et Molnár-Perl, 2007) il stimule l’abscission (Colclasure et Yopp, 1976 ;
Addicott, 1982). Ce sucre influence probablement la chute via un mécanisme d’induction de
pectinase (Addicott, 1982).
Généralement, le manque des carbohydrates favorise la chute des fruits (Gómez-Cadenas
et al., 2000). En fait, en réponse à la diminution des concentrations en sucres (Saccharose et
glucose) suite à une défoliation (Mehouachi et al., 1995 ; Estornell et al., 2013) ou à une forte
compétition entre les fruits et les pousses végétatives (Racskó et al., 2007), les concentrations
d’ABA augmentent et par conséquent les concentrations d’ACC aussi. L’ACC est métabolisé
en éthylène dont l’effet se traduit par la chute des fruits (Estornell et al., 2013).
D’un autre côté, si les carbohydrates sont disponibles en quantités suffisantes,
l’abscission des fruits pourrait être retardée (Mahouachi et al., 2009).
La plupart des acides organiques interviennent dans le phénomène d’abscission (Cooper
et Henry, 1968). Plusieurs travaux suggèrent que l’acide ascorbique seul ou en combinaison avec
l’acide citrique contribue à la chute des fruits matures. C’est pourquoi, les entreprises
Floridiennes utilisent des composés chimiques à base d’acide ascorbique et ou d’acide
Introduction bibliographique
60
citrique (2 à 5 %) pour diminuer la force de détachement des fruits pour faciliter ainsi la
récolte mécanique (Hulme, 1971).
3.5.4. Contrôle génétique
Les études d’expression génique ont montré que de nombreux gènes s’expriment
spécifiquement dans les zones d’abscission et de façon plus importante au cours de
l’abscission. Les régions promotrices des gènes constituent un lieu privilégié au niveau duquel
peut s’exercer la régulation de l’expression. Un certain nombre de promoteurs abscission
spécifiques ont été identifiés à partir de données d’expression (Hommel, 2007).
L’abscission met en relation plusieurs gènes qui codent pour différentes protéines
telles que les hormones, les enzymes… Plus de 4500 EST (Expressed Sequence Tagged)
associés à l’abscission des oranges, des clémentines et des mandarines ont été détectées et
représentent 3720 uni gènes (Terol et al., 2007). Parmi eux, plus de 500 uni gènes sont exprimés
dans les zones d’abscission actives (Agustí et al., 2007).
3.5.4.1. Gènes codant pour les enzymes hydrolytiques
L’activation des zones AZs est caractérisée par un enrichissement du cytoplasme
cellulaire en polysomes, dictyosomes, appareil de golgi…(Bonghi et al., 2000). Au même stade,
une surexpression de gènes codant pour des récepteurs RLKs (« receptor like protein
kinase »), des enzymes hydrolytiques, ont été mis en évidence. Ce changement dans la
composition des cellules et dans l’expression génique se traduit par une activité cellulaire
intense associée à une production importante d’enzymes dont le rôle est la dégradation des
parois cellulaire des zones AZs (Estornell et al., 2013). L’expression des gènes codant pour la
cellulase, la pectine-méthyléstérase, la polygalacturonase est fortement corrélée avec la
diminution de la force de détachement du fruit (Huberman et Goren, 1979).
3.5.4.1.1. Cellulases ou Endo-1,4-β-glucanases ou EC 3.2.1.4l
En réponse à l’augmentation de la concentration d’éthylène et d’ABA au cours de la
maturation, l’activité enzymatique de la cellulase augmente considérablement (Rasmussen, 1975;
Roberts et al., 2002; Tadeo et al., 2008). Wu et Burns (2004) ont isolé chez l’oranger deux gènes Cel a1
et Cel b1 codant pour la cellulase au niveau de la zone d’abscission AZ-C. L’expression du
gène Cel-bl montre une augmentation modérée et continue entre 4 et 40 h après l’application
de l’éthylène alors que l’expression du gène Cel-a1 augmente fortement 24h après le
traitement. Deux pics d’activité cellulase, ont été mesurés au niveau du calice du fruit. Le pic
majeur se caractérise par un point isoélectrique (pI) de 8 et un point isoélectrique de 5.5 pour
le pic mineur. Le pic majeur correspond à l’activité de Cel a1 tandis que le pic mineur
Introduction bibliographique
61
correspond à l’activité de Cel b1. La différence dans les modèles d’accumulation des ARNm
au niveau du calice suggère que chaque cellulase a une fonction distincte durant le
phénomène d’abscission (Kazokas et Burns, 1998). Cel a1 code pour une cellulase acide et Cel b1
code pour une cellulase basique. Il y a une forte probabilité qu’il existe d’autres cellulases
dont les pIs sont similaires à ceux de Cel a1 et Cel b1. Les analyses de séquence des gènes
codant pour la cellulase montrent que tous les clones sont des copies de ces deux gènes. Le
nombre d’iso-formes varie entre les espèces et entre les variétés d’une même espèce (Bonghi et
al., 2000). Kossuth et Biggs (1977) ont mis en évidence la présence de 9 iso-formes de cellulase au
niveau de la zone d’abscission chez l’orange Valencia et Goren et Huberman (1976) décrivent
l’implication de trois Cel-isoenzymes dans l’abscission parmi sept iso-enzymes détectées au
niveau de la zone AZ-C de l’orange Shamouti.
3.5.4.1.2. Polygalacturonases (EC 3.2.1.15)
Une corrélation entre la disjonction cellulaire et l’augmentation de l’activité de
polygalacturonase a été observée une première fois chez les fruits au cours de la maturation
(Huber, 1983). Plus récemment, une autre étude a démontré l’implication de la PG dans la chute
des fruits (Roberts et al., 2002). Il est à noter que des travaux réalisés sur la tomate ont démontré
que les gènes de polygalacturonase impliqués dans le ramollissement des fruits au cours de la
maturation sont différents de ceux exprimés au cours de l’abscission (Taylor et al., 1991). Bien
que chez le pêcher et chez le pommier le gène codant pour cette enzyme soit exprimé bien
avant celui de la cellulase, chez les agrumes l’expression des deux gènes est concomitante
(Bonghi et al., 2000).
Chez la tomate, trois iso-formes de PG ; TAPG1, TAPG2 et TAPG4 sont associées à
l’abscission. En revanche chez Arabidopsis thaliana, plus de 75 gènes PG ont été détectés
(Roberts et al., 2000). PGAZAT fait partie du groupe des gènes codant pour des PG. L’activité de
PGAZAT contribue au moment du déclenchement de l’abscission. Cependant, il faut noter
que ce gène n’est pas le seul à avoir ce rôle. D’autres gènes de la même famille de PG sont
probablement impliqués dans la dissolution de la lamelle moyenne avec l’ensemble des gènes
codant pour les autres enzymes (Roberts et al., 2002). Chez les agrumes, Wu et Burns (2000) ont
identifié deux gènes de polygalacturonases (PGI et PGIII) au niveau des AZs des fruits traités
par le CMNP (5-chloro-3-methyl-4-nitro-1H-pyrazole), agent chimique inducteur
d’abscission. Leurs expressions ont été détectées 24 h après l’application de CMNP. Cette
expression ensuite augmentait de façon très importante 48 à 72 h plus tard.
Introduction bibliographique
62
3.5.4.1.3. Pectine-méthyl-estérase
Chez les agrumes, les pectine-méthyl-estérases (PME) jouent un rôle primordial dans
la dégradation des parois cellulaires lors de l’abscission. Le rôle de cette enzyme consiste
principalement à favoriser la séparation cellulaire en facilitant « l’accès » à la lamelle
moyenne des autres enzymes hydrolytiques, telles les polygalacturonases (Ratner et al., 1969).
Ceci se fait par la dégradation de la lamelle moyenne composée principalement de pectines
qui sont elles-mêmes constituées de polymères d’homogalacturonanes fortement
méthyléstérifiées. La pectine-méthyl-estérase catalyse ainsi la déméthylestérification (Lee et al.,
2008). Cette enzyme est codée par au moins deux groupes de gènes: les deux gènes du groupe
I, CsPME1 et CsPME2 et le gène CsPME3 du groupe II. Il a été observé que la quantité
d’ARNm produits par les deux groupes de gènes au niveau des zones d’abscission augmente
considérablement suite à l’induction par l’éthylène (Joseph Nairn et al., 1998). Ceci laisse
supposer que ces gènes de PME sont clairement impliqués dans le phénomène d’abscission.
Les différents modèles d’expression des deux groupes de gènes suggèrent que chacun des
groupes possède un rôle spécifique. En effet, l’accumulation de l’ARNm des gènes PME du
groupe I au niveau des jeunes tissus montre qu’ils sont impliqués dans le processus de
croissance. En revanche, l’augmentation de l’activité de CsPME3 au niveau des feuilles et des
fruits traités à l’éthylène montre que ce gène intervient dans la dégradation de la paroi
cellulaire localisée au niveau de la zone AZ-C au cours de l’abscission (Joseph Nairn et al., 1998).
3.5.4.1.4. β-galactosidase (β-gal, EC 3.2.1.23)
La β-galactosidase hydrolyse les résidus de galactosyl issus de nombreux polymères
des carbohydrates, des glycoprotéines et des galactolipides (Smith et al., 2002). Au cours du
développement du fruit, quels que soient les agrumes, l’expression du gène codant pour cette
enzyme augmente (Ali et al., 1995; Smith et al., 2002) dans différents tissus du fruit telles que la
peau et les vésicules à jus (Burns et Baldwin, 1994). Ce gène a été détecté pour la première fois
chez les agrumes par Wu et Burns (2004) suite à une application séparée de CMNP et d’étéphon
(inducteurs chimiques d’abscission). Ce gène s’exprime en même temps que les gènes codant
pour la cellulase, la polygalcturonase et la pectine-méthyl-estérase. La dégradation de la
lamelle moyenne de la zone AZ résulte ainsi d’une forte coordination entre ces différentes
enzymes. D’autres gènes qui ressemblent au β-gal ont également été détectés chez les fruits
de l’orange Valencia (Wu et Burns, 2004).
Introduction bibliographique
63
3.5.4.2. Gènes codant pour les hormones d’abscission
L’éthylène est un activateur final de l’abscission. Deux systèmes de production
d’éthylène ont été définis. Le système I est fonctionnel pendant le développement et la
croissance en condition témoin mais également en conditions de stress. Le système II quant à
lui se met en place pendant la sénescence des fleurs et la maturation des fruits (Barry et
Giovannoni, 2007).
La biosynthèse d’éthylène débute par la conversion de la méthionine, précurseur
biologique majeur de l’éthylène, en S-adénosyl méthionine (SAM). Cette réaction est
catalysée par l’enzyme SAM synthétase. La SAM est métabolisée en 1-aminocyclopropane-1-
acide carboxylique sous l’action de l’enzyme ACC synthase (ACS). L’ACC est ensuite oxydé
en éthylène par l’ACC oxydase. L’ACO est codée par le gène CsACO1 (Katz et al., 2004). Il a
été rapporté que l'étape limitante de la synthèse d'éthylène est celle de la conversion du SAM
en ACC sous l’action d’ACS (Kende, 1993). Cette dernière est codée par une famille multi
génique. Il existe différents iso-formes dont l'expression est fortement régulée par une grande
variété de signaux. Chez la tomate, au moins huit gènes ACS ont été identifiés dont ACS1A,
ACS1B et ACS2–7 (Shiu et al., 1998).
L’application de CMNP chez les agrumes stimule la chute des fruits via l’activation de
la production d’éthylène. Cette stimulation chimique induit l’expression de plusieurs gènes
(ACS1, ACS2 et ACO) responsables de la biosynthèse d’éthylène dans la peau du fruit, au
niveau du calice et de la zone AZ-C (Yuan et al., 2005).
L’éthylène synthétisé est ensuite perçu par des récepteurs membranaires, ceci étant
nécessaire pour la transmission du signal hormonal (Bleecker et Schaller, 1996).
L’analyse de mutants d’Arabidopsis thaliana a permis de comprendre les mécanismes
moléculaires de l’action de l’éthylène. Chez cette plante, la perception et la transduction du
signal éthylénique sont sous le contrôle de plusieurs gènes codant pour différents types de
récepteurs tels que, ETR1, ERS1, ETR2, EIN4, ERS2. Ces récepteurs sont constitués d’une
protéine senseur et d’une protéine régulatrice de la réponse à l’éthylène, les deux fonctionnant
conjointement. Le système est constitué d’un « domaine histidine » au rôle senseur, qui auto-
phosphoryle une histidine interne en réponse au signal, et d’un « domaine récepteur » qui
active des composés situés plus en aval dans la cascade du signal (Chang et al., 1993; Wurgler-
Murphy et Saito, 1997).
Les récepteurs de l’éthylène sont subdivisés en deux sous-familles (1et 2). La sous
famille 1 regroupe les récepteurs qui contiennent les cinq domaines fonctionnels
Introduction bibliographique
64
caractéristiques des protéines du type histidine-kinase (His-kinase). La sous-famille 2
rassemble les récepteurs qui contiennent seulement un ou deux de ces domaines (Bleecker et
Schaller, 1996; Hall et al., 2000).
Les récepteurs sont tous des régulateurs négatifs du signal de l’éthylène et leur activité
est inhibée par la fixation de la molécule d'éthylène. Plus il y a de récepteurs, plus il faut
d'éthylène pour les inactiver et donc moins la plante est sensible à l'éthylène (Cancel et Larsen,
2002). Les récepteurs peuvent activer une protéine appelée Constitutive Triple Réponse 1
(CTR1), avec une activité Ser/Thr kinase qui est aussi un régulateur négatif de la transduction
du signal (Alexander et Grierson, 2002). L'union de l'éthylène avec son récepteur inactive CRT1
qui devient incapable de bloquer la voie de transduction, d’où l’activation de la voie de
signalisation de l’éthylène (Bleecker, 1998).
Chez les mandarines, des gènes codants pour des récepteurs d’éthylène de type I à
savoir CsETR1 et CsERS1 et de type II, CsETR2 et CsETR3, ont été détectés suite à
l’application d’éthylène exogène (Fujii et al., 2007). Dans cette étude, ETR2 était associé à la
faible sensibilité à l’éthylène des fruits matures (Fujii et al., 2007). Les mêmes séquences
nucléotidiques d’éthylène response sensor-1 (CsERS1), d’éthylène response-1 (CsETR1), 2
(CsETR2), 3 (CsETR3), de constitutive triple response-1 (CsCTR1), d’éthylène insensitive-2
(CsEIN2) et d’éthylène insensitive 3-like-1 (CsEIL1) et 2 (CsEIL2) ont été observées chez
l’oranger Valencia. L’application d’étéphon, un agent chimique induisant l’abscission, a
provoqué une augmentation considérable de l’expression des gènes CsETR2 et CsERS1. Il est
à noter que les interactions entre les récepteurs de type I et CsCTR1 sont plus fortes que les
interactions entre les récepteurs de type II et CsCTR1. Ceci démontre l’importance du rôle des
récepteurs de type I dans la signalisation d’éthylène (John-Karuppiah et Burns, 2010).
Plusieurs gènes codant pour des enzymes impliquées dans le métabolisme des auxines
(IAA amino acide hydrolase, IAA glycosyltransferase et GH3-like) présentent une forte
expression au niveau du calice du fruit. L’expression de ces gènes augmente
considérablement au moment de l’activation du phénomène d’abscission chez les agrumes (Li
et al., 2003 ; Lahey et al., 2004). Les transporteurs des auxines sont également impliqués dans le
phénomène d’abscission. La prévention de la chute des fruits exige un transport constant et
continu d’auxines vers les zones AZs. Chez Arabidopsis thaliana, ces transporteurs sont
codés par différents gènes tels que AtPIN1, AtPIN3, AtPIN7, AtLAX1, AtLAX2, etc…. (Dal Cin
et al., 2009).
Introduction bibliographique
65
La synthèse d’ABA est codée par plusieurs gènes appartenant à la famille NCED
(NCED1, NCED2, NCED3…) (Rodrigo et al., 2006). L’accumulation d’ABA dans les racines
induite par un déficit hydrique est due principalement à l’augmentation de l’expression de
CsNCED3, gène clé dans la régulation de la synthèse d’ABA dans les conditions de
sècheresse (Agustí et al., 2007). L’augmentation de l’expression d’ABA déclenche la synthèse
d‘éthylène et par conséquent la mise en route des mécanismes d’abscission (Iglesias et al., 2007).
3.6. Dernière étape de l’abscission : la Post- abscission
Après la chute des fruits, les zones d’abscission sont des voies d’entrée pour les
pathogènes. C’est pourquoi, d’autres processus physiologiques et moléculaires se mettent en
place pour limiter ce problème (Sexton et Roberts, 1982). L’abscission est suivie ainsi par une
formation d’une couche protectrice tout au long de la zone d’abscission. En effet, la
disjonction cellulaire déclenche une modification dans la morphologie des parois cellulaires
qui se traduit par le dépôt de subérine, de lignine et parfois même de callose. Ces substances
sont déposées durant et après l’abscission (Niederhuth et al., 2013). Cette étape représente donc la
dernière phase d’abscission (Estornell et al., 2013; Niederhuth et al., 2013).
3.7. L’abscission est-elle un critère recherché ?
Placée dans un contexte agronomique, l’abscission des fruits peut être selon les
situations, attendue ou non désirée (Niederhuth et al., 2013). Ceci dépend surtout des objectifs de
l’agriculteur et des périodes physiologiques pendant lesquelles la chute des fruits se produit.
En effet, si l’agriculteur veut faire un éclaircissage (Davis et al., 2004) ou mécaniser la récolte
(Burns et al., 2005), il utilise les produits chimiques qui favorisent la chute des fruits ; cependant
si l’agriculteur veut minimiser les pertes des rendements dues à la chute des fruits, il utilise les
agents chimiques qui empêchent ou retardent l’abscission (Cooper et Henry, 1973).
3.7.1. Mécanisation de la récolte: l’abscission peut être un critère agronomique
recherché !
Encore très récemment en Floride, deuxième région productrice de jus d’orange dans
le monde, les récoltes se faisaient manuellement. Le coût de la récolte dépasse souvent le coût
de la production. Bien que la mécanisation de la récolte puisse diminuer considérablement les
coûts (par deux, voire par trois), les vergers récoltés mécaniquement représentent moins de 4
% de la totalité des superficies récoltées (Roka et al., 2009).
Introduction bibliographique
66
3.7.1.1.Développement de la récolte mécanique
Les premiers efforts entrepris pour développer les méthodes de récolte mécanique ont
eu lieu à la fin des années 1950 en Floride. Les premiers résultats ont montré une perte
excessive du rendement du fait de l’arrachage de la peau des fruits ou de la nécessité d’un
autre passage de récolte par les ouvriers pour récolter les fruits restants sur l’arbre. Par
conséquent, l’utilisation d’un agent chimique d’abscission a été rapidement reconnu comme
indispensable pour la récolte mécanique. Au début des années 1990, il n’y avait qu’une seule
entreprise qui pratiquait la récolte mécanique. Neuf ans plus tard, plusieurs entreprises ont
adopté ce mode de récolte. Les superficies récoltées mécaniquement sont passées de 6,5 ha en
1999 à 35 000 ha en 2006/2007 (Roka et al., 2009).
Figure 15. Récolte mécanique des agrumes à Floride (Etats-Unis)
La mécanisation ne s’est développée que très progressivement. Ceci est dû aux
dommages causés aux arbres par ce mode de récolte ainsi qu’à la diminution du rendement
l’année suivante chez certaines variétés. Cette alternance est très marquée chez les variétés
tardives dont les fruits matures « cohabitent » avec des petits fruits verts issus de la nouvelle
floraison (exemple : orange Valencia). Le recours à des agents chimiques d’abscission est
devenu de plus en plus nécessaire pour développer la mécanisation de la récolte. Avec la
découverte de l’implication de l’éthylène dans le phénomène d’abscission par (Wilson et
Hendershott, 1968), plusieurs programmes de recherches ont été mis en place. En 2004, il a été
mis en évidence que le CMNP (5-chloro-3-methyl-4-nitro-1H-pyrazole) était l’agent chimique
d’abscission le plus efficace. Grâce à ce produit, la mécanisation de la récolte des variétés
tardives est devenue possible, la vitesse de la récolte mécanique et le taux de recouvrement (le
Introduction bibliographique
67
volume de l’arbre récolté par rapport au volume total) de l’arbre ont fortement augmenté et les
dommages causés sur les arbres ont diminué (Ziaf et al., 2004).
3.7.1.2.Limites et contraintes de la récolte mécanique
Bien que ces composés chimiques aient contribué énormément à l’amélioration des
techniques de récolte mécanique des agrumes, il a été démontré que tous ces composés
possèdent leur lot d’inconvénients. En effet, leur application pourrait être accompagnée par
des niveaux variés de phytotoxicité, une chute importante des feuilles, une diminution des
échanges gazeux et une baisse dans le rendement photosynthétique… Les recherches se
poursuivent pour trouver d’autres composés chimiques à la fois plus efficaces et plus
respectueux de l’environnement (Li et al., 2008).
3.7.2. Preharvest drop : l’abscission est un critère non recherché
L’abscission des fruits matures est un phénomène naturel qui assure la longévité et la
dispersion de l’espèce via la dispersion des pépins (Estornell et al., 2013). Les fruits chutent tout
au long de la phase de maturation. Cependant, dans certaines régions productrices d’agrumes,
la chute des fruits s’accentue à l’approche de la maturité (Figure 16). Cette vague d’abscission
engendre dans certains cas des pertes économiques très importantes (Racskó et al., 2006). Cette
chute précoce pourrait être due à plusieurs facteurs. Sous certaines conditions
environnementales « adverses », la chute précoce des fruits est courante (Iglesias et al., 2007). En
l’occurrence, elle est plus importante pendant les hivers frais et humides. L’abscision avant la
récolte est due également à la diminution des concentrations en auxines dans les fruits (Spiegel-
Roy et Goldschmidt, 1996). Selon les variétés, la chute pourrait être plus ou moins importante. En
effet, bien que ce phénomène se produise chez plusieurs variétés, d’autres variétés semblent
être insensibles à la chute même pour les fruits qui ont dépassé le stade de maturité
« overripe » (Iglesias et al., 2007). Estornell et al. (2013) ont montré que les variétés d’oranger
précoces et de mi-saison sont plus sujettes à la chute avant récolte que les variétés tardives.
Chez ces dernières la diminution de la force de détachement du fruit est retardée au cours de
la maturation. Le fruit reste plus longtemps sur l’arbre. C’est la raison pour laquelle les
agriculteurs et les industriels s’intéressent davantage aux variétés tardives.
Introduction bibliographique
68
Figure 16. Abscission des fruits des agrumes chez les clémentines et les oranges
3.7.3. L’abscission est un critère à contrôler !
Pour augmenter les profits en favorisant la récolte mécanique et diminuer les pertes
économiques en minimisant les pertes dues aux chutes précoces des fruits, il est nécessaire
de maitriser ce phénomène. L’abscission est ainsi un paramètre de production à contrôler !
Cela passe obligatoirement par une meilleure compréhension des mécanismes de
l’abscission et de la maturation des agrumes. C’est pourquoi, des études physiologiques et
génétiques de ces deux processus devraient nous aider à mieux les comprendre afin de
proposer des alternatives agronomiques et participer au développement du secteur agrumicole.
Introduction bibliographique
69
4. Objectifs de la thèse
L’analyse du processus d’élaboration de la qualité des fruits et celui de l’abscission
ainsi que leurs interactions sont des préalables pour nos schémas d’amélioration variétale. In
fine, un contrôle de la qualité de production est escompté en sélectionnant les génotypes aux
phénotypes souhaités sur la période souhaitée. Pour cela il est nécessaire de rechercher les
déterminants génétiques associés aux caractères étudiés et de vérifier si les paramètres
environnementaux peuvent modifier leur expression. Les objectifs de ce travail sont les
suivants:
1. Evaluer les effets des conditions de culture ou de l’environnement sur l’abscission massive
des fruits au cours de la maturation du fruit en disposant d’un essai multi-sites Corse-
Espagne-Tunisie. Trois sous objectifs principaux peuvent être cités:
Caractériser les environnements et trouver les facteurs les plus influents sur la
variation de la qualité et de la chute massive des fruits.
Déterminer une éventuelle relation de cause à effet entre la chute des fruits et la
variation de divers paramètres physico-chimiques du fruit, incluant la force
d’attachement du fruit au pédoncule.
Vérifier si la force d’attachement du fruit au pédoncule ou son corolaire, la Force de
Détachement du Fruit (FDF), est un indicateur efficace du démarrage ou du
développement du processus d’abscission.
Introduction bibliographique
70
Figure 17. Résumé des objectifs de l’étude menée sur l’abscission et la
maturation
2. Etudier l’hérédité de différents caractères physico-chimiques liés à la qualité des fruits mais
également à la FDF sur une période où les fruits d’une population ségrégeante sont en phase
de maturation. Quatre sous-objectifs principaux peuvent être cités :
Analyser au cours de la phase de maturation la variation de différents caractères
physico-chimiques liés à la qualité des fruits mais également à la FDF, dans la
descendance d’un croisement de type « backcross » entre deux cultivars, donc
génétiquement proches, mais aux phénotypes divergents.
Evaluer l’héritabilité des caractères et les corrélations entre paramètres physico-
chimiques du fruit.
Réaliser une carte génétique de chacun des deux génomes parentaux et analyser
l’effet du type de croisement « backcross » sur la colinéarité et la distance entre
marqueurs ainsi que sur la fréquence et la position des distorsions de ségrégation.
Etudier les QTL associées aux différents caractères de la qualité du fruit en
analysant leur nombre, leur position sur la carte génétique, leur effet sur la variation
phénotypique et leur stabilité à différentes dates au cours de la maturation et sur
plusieurs années.
71
Matériel et Méthodes
Matériel et méthodes
72
1. Dispositifs expérimentaux et Matériel végétal
1.1.Premier dispositif expérimental
1.1.1. Site expérimental et Matériel végétal
Pour étudier l’hérédité des principaux paramètres de la qualité des fruits nous avons
choisi de travailler sur une population d’hybrides issue d’un croisement entre le clémentinier
Commun (SRA 63, Citrus deliciosa × C. sinensis) et le mandarinier Willow Leaf, (C.
deliciosa). Cette population a servi également à l’étude des relations entre les processus de
maturation (à travers l’évolution et les valeurs des caractères de la qualité des fruits) et
d’abscission. Le choix de ce croisement repose sur des différences phénotypiques de la qualité
des fruits et sur l’époque de maturité commerciale: la clémentine est mûre en novembre et son
acidité décline vite, ses fruits sont de forme ronde et apyrènes en vergers monoclonaux, la
coloration de sa peau est d’un orange foncé tandis que la mandarine est de forme aplatie,
contient de nombreux pépins, une acidité qui demeure plus élevée, une maturité atteinte en
janvier et une peau de couleur jaune orangé (Figure 20). Par ailleurs, la clémentine est un
hybride naturel d’une mandarine (C. deliciosa) et d’un oranger qui lui-même découlerait d’un
croisement entre deux hybrides interspécifiques (mandarine × pamplemousse) (Wu et al., 2014).
Si l’hétérozygotie élevée de la clémentine s’explique par son pédigrée, celle de la mandarine
est plus surprenante bien que les travaux de séquençage des génomes aient permis de
découvrir une introgression dans son génome de fragments chromosomiques de
pamplemoussier (Wu et al., 2014) (Figure 18). La combinaison de ces informations nous laisse
espérer une hétérozygotie des locus chez l’un ou les deux parents et donc une ségrégation des
caractères. On peut ajouter aussi comme raisons de ce choix des parents, l’utilisation
fréquente du clémentinier et des mandariniers dans les programmes de création variétale pour
générer des petits agrumes destinés au commerce du fruit frais (Ollitrault et al., 2008). Enfin, le
clémentinier est auto-incompatible et ses graines sont monoembryonées, facilitant ainsi
l’obtention de population d’hybrides lorsqu’il est utilisé en tant que parent maternel.
Matériel et méthodes
73
Figure 18. Origine phylogénétique de la population Clémentinier x mandarinier
La population est cultivée en plein champ sur le site de la station de recherche
agronomique INRA-CIRAD de San Giuliano, Corse (42°18 Nord, 9°29 Est). Elle est
constituée de 116 hybrides plus les deux parents. Les arbres de la population sont greffés sur
le même porte-greffe, le citrange Carrizo. Ils ont été plantés en 1997, sur la même parcelle
expérimentale orientée Nord-Sud (Figure19). Chaque arbre représente un génotype différent.
Ces arbres sont au stade adulte de leur production fruitière. Ils sont espacés de 4 m. La
parcelle est irriguée lors de la période sèche, l’été. Les arbres sont indemnes de maladies et
soumis aux mêmes conditions culturales (traitements, fertilisation…) et n’ont pas été taillés
pour éviter l’introduction d’effets sur la grosseur du fruit.
Figure 19. Parcelle expérimentale à l’Inra San Giuliano regroupant les populations d’hybrides
utilisées pour les études génétiques
Matériel et méthodes
74
1.1.2. Prélèvement et échantillonnage
L’étude sur la population a été effectuée au cours de deux campagnes successives de
production 2011/2012 et 2012/2013. Pendant la première campagne, quatre prélèvements ont
été faits sur une période de cinq mois allant d’octobre jusqu’en février. Le premier, le
deuxième, le troisième et le quatrième prélèvement ont été réalisés respectivement début
octobre, début novembre, début janvier et début février. En ce qui concerne la deuxième
campagne, nous avons procédé de la même manière mais nous nous sommes limités à trois
prélèvements qui ont eu lieu en octobre, décembre et février.
Figure 20. Echantillons des fruits des deux parents (A: Clémentines et B: mandarines)
et des hybrides de la population clémentine × mandarine (C)
La cueillette des fruits a été faite par temps sec et les fruits ont été prélevés sur le
pourtour de l’arbre à raison de 10 fruits par arbre. Des feuilles ont été également prélevées
pour faire les analyses moléculaires nécessaires à la cartographie génétique.
1.2. Deuxième dispositif expérimental
1.2.1. Matériel végétal
Pendant la campagne 2011/2012, le suivi des caractères de la qualité des fruits au
cours de la maturation et de l’abscission n’a pas été fait que sur la population d’hybrides mais
aussi sur neuf cultivars d’orangers. Les oranges sont particulièrement exposées à la chute
massive prématurée par rapport à la date de récolte, dans les pays au sud et à l’ouest de la
Matériel et méthodes
75
Méditerranée. Nous nous sommes donc intéressés à l’analyse des conditions physiologiques
conduisant à cette chute brutale des fruits.
Afin de maximiser les chances de détection d’un effet d’un caractère de la qualité des
fruits fluctuant au cours de la maturation nous avons choisi des cultivars ayant des périodes de
maturité différentes: 3 variétés précoces novembre - décembre (Salustiana, Navelina,
Hamlin), trois variétés de mi-saison, janvier - février (Washington navel, Shamouti, Moro) et
trois variétés tardives dont la période de maturité commerciale se situe entre mars et avril
(Navelate, Valencia late, Maltaise blonde).
1.2.2. Prélèvement et échantillonnage
Six prélèvements de fruits ont été réalisés au cours de la maturation. La période du
suivi s’est étalée sur six mois et demi environ allant de décembre jusqu’au début juillet. Les
prélèvements ont eu lieu le 20/12/2011, le 30/01/2012, le 20/02/2012, le 26/03/2012, le
31/05/2012 et le 01/07/2012. Les fruits ont été cueillis à l’extérieur de la frondaison et dans
les quatre orientations (Est, Ouest, Nord, Sud) pour minimiser les effets dus aux microclimats.
1.3.Troisième dispositif expérimental
1.3.1. Site expérimental
La maturation chez les agrumes est un phénomène fortement dépendant des facteurs
environnementaux. Pour caractériser ces effets environnementaux, une étude multi-site a été
conduite au cours de la compagne 2012/2013 sur trois sites localisés en France, Espagne, et en
Tunisie. Les sites expérimentaux sont situés à : l’INRA-CIRAD San Giuliano (Corse), à
l’IVIA Valence (Instituto Valenciano de investigationes Agrarias) (Espagne) et à l’INAT
(Institut National Agronomique de Tunisie) (Tunisie). Il est à noter que la Corse, l’Espagne et
la Tunisie sont situées respectivement au niveau des 42 ème, 39 ème et 34 ème parallèles de
latitude Nord.
Les trois pays ont un climat méditerranéen c’est-à-dire un été sec qui impose
l’irrigation pour la culture des agrumes. Cependant, malgré cette empreinte méditerranéenne
commune, les conditions environnementales diffèrent de manière importante entre les 3 sites.
Les étés sont plus chaux et plus secs au sud de la méditerranée et les hivers sont plus froids au
nord. La Corse représente la limite géographique nord de la culture des agrumes. Par ailleurs,
les sols sont de nature physico-chimique très différente: en Corse il est argilo-limoneux à pH
acide, en Tunisie et en Espagne il est sablo-limoneux.
Matériel et méthodes
76
1.3.2. Matériel végétal
Le choix des variétés a été effectué en fonction de la période de maturité et de la
disponibilité des génotypes sur les trois sites. Six orangers greffés sur citrange Carrizo ont fait
l’objet de cette étude en Corse. Il s’agit de deux cultivars précoces (Navelina et Newhall
Navel), deux cultivars de saison (Washington Navel, Maltaise demi sanguine) et de deux
cultivars tardifs (Lane late et Navelate). A Valence, trois cultivars sont en commun avec le
site expérimental Corse (un de chaque groupe) ont fait l’objet de cette étude. Il s’agit de
Navelina, de Washington Navel et de Navelate. En Tunisie, cinq cultivars sont communs à
l’étude réalisée à la station de Corse: Navelina, Newhall Navel, Maltaise demi-sanguine,
Washington Navel et Lane late. Contrairement à l’Espagne et à la Corse dont les variétés sont
greffées sur le citrange Carrizo, en Tunisie les variétés étudiées étaient greffées sur le
bigaradier (Citrus aurantium). C’est le porte-greffe le plus utilisé pour la culture des agrumes
en Tunisie. Malgré l’absence de mêmes combinaisons sur tous les sites, nous avons considéré
que le porte-greffe fait partie de l’environnement, au même titre que certains facteurs
climatiques et qu’il peut avoir un effet sur la variation de certains caractères (Jacquemond et al.,
2013).
Figure 21. Fruits des six cultivars d’oranger étudiés dans le cadre de l’essai multi-site
1.3.3. Prélèvement et échantillonnage
Durant cette étude, plus de sept prélèvements répartis sur la période de développement
et de maturation ont été faits sur les trois sites (Tableau2).
Matériel et méthodes
77
En Corse un prélèvement a été effectué le 11/07/2012, 73 jours après l’anthèse ce qui
correspond à la fin de la première phase de croissance du fruit. Deux autres prélèvements ont
été faits au cours de la phase II: un au milieu et un à la fin ce qui correspond en date
calendaire au 30/07/2012 et au 20/08/2012. Du quatrième au septième prélèvement, nous nous
situons dans la troisième phase de développement du fruit, la maturation (20/09/2012,
20/11/2012, 21/01/2013, 21/03/2013).
En Tunisie et en Espagne, les prélèvements ont été faits à la fin de la deuxième phase
de développement du fruit (le grossissement cellulaire) et tout au long de la phase de
maturation aux mêmes périodes qu’en Corse avec parfois un décalage de quelques jours. Le
tableau 2 résume les dates de prélèvement selon les variétés et les sites.
Dans cette expérimentation nous avons utilisé la date de l’anthèse comme date repère
pour tous les sites pour pouvoir comparer les fruits à un âge physiologique similaire sur les
trois sites. Il est à noter que les dates de l’anthèse en Corse, en Espagne et en Tunisie
correspondent au jour où le nombre de fleurs ouvertes atteint son apogée (son maximum) et
sont respectivement, les 29/04/2012, 15/04/2012 et 10/04/2012.
Tableau 2. Dates de prélèvement selon les sites et les variétés
Co
rse
e
D 11/07/12 23/07/12 20/08/12 18/09/12 27/11/12 16/01/13 27/03/13
NJA 73 85 113 142 212 262 332
Tu
nis
ie
D 18/09/12 23/10/12 27/11/12 15/12/12 09/01/13 25/01/13 13/02/13 23/03/13
NJA 161 196 231 249 274 290 309 347
Esp
ag
ne
Navelina
D 18/10/12 23/10/12 06/11/12 21/11/12 05/12/12 18/12/12 04/01/13 17/01/13 29/01/13
NJA 186 191 205 220 234 247 264 277 289
Washington navel
D 02/11/12 13/11/12 26/11/12 11/12/12 28/12/12 09/01/13 21/01/13 06/02/13 21/02/13
NJA 201 212 225 240 257 269 281 297 312
Navelate
D 06/11/12 21/11/12 05/12/12 18/12/12 04/01/13 17/01/13 29/01/13 13/02/13 27/02/13 12/03/13
NJA 205 220 234 247 264 277 289 304 318 331
D : Date de prélèvement, NJA : Nombre de jours après anthèse
Pour réaliser les mesures des différents paramètres, nous avons récolté 12 fruits par
variété, à raison de 4 fruits par arbre, un fruit sur les quatre faces de l’arbre.
Matériel et méthodes
78
2. Méthodes
2.1. Enregistrement des données climatiques
Au cours de l’étude multi-site réalisée en 2012/2013, des relevés de données
climatiques à savoir les températures journalières moyennes minimales, maximales,
l’humidité relative, la vitesse du vent, la radiation solaire … ont été enregistrées
quotidiennement sur toute la période d’étude.
2.2.Phénotypage et suivi des paramètres de la qualité du fruit et d’abscission
2.2.1. Suivi des paramètres physico-chimiques du fruit
La maturation se traduit par une série de changements biochimiques, physiologiques et
physiques. L’étude de la croissance et de la maturation du fruit nécessite ainsi le suivi de
l’évolution de certains paramètres qui traduisent ces changements pendant cette phase. Au
cours de notre étude, nous avons étudié les principaux paramètres physico-chimiques du fruit
dont certains interviennent lors du passage des fruits de l’état immature à l’état mature.
2.2.1.1. Paramètres physiques du fruit
Plusieurs paramètres pomologiques ont été mesurés tout au long de la maturation sur
les fruits sur les trois dispositifs expérimentaux. Des mesures de la masse, du diamètre
équatorial et polaire, de la largeur du pédoncule, de l’épaisseur de l’écorce et de la couleur ont
été effectuées.
Pour déterminer l’épaisseur de l’écorce, nous avons procédé de la manière suivante :
sur chaque fruit coupé en deux au niveau de l’équateur du fruit la largeur maximale du fruit
entier ainsi que la largeur maximale de l’endocarpe ont été mesurées à l’aide d’un pied à
coulisse. La différence entre les deux valeurs divisée par deux représente l’épaisseur de la
peau (en mm).
La forme du fruit a été déterminée via la formule suivante: diamètre
équatorial/diamètre polaire.
La fermeté des fruits est une caractéristique des fruits qui diminue au cours de la
maturation. Elle évolue au cours de la croissance et de la maturation du fruit. Son évolution
est due à la dégradation de la paroi cellulaire au cours du développement du fruit suite à de
nombreuses réactions enzymatiques. Pour mesurer ce paramètre, nous avons utilisé un
pénétromètre « Agrostat 14Xa ». La mesure consiste à évaluer en kilogrammes/cm2, la
Matériel et méthodes
79
résistance à la pénétration d’un embout de 11 mm de diamètre à l’intérieur du fruit au niveau
équatorial.
Les mesures de l’indice colorimétrique ont été effectuées à l’aide d’un chromamètre
(Minolta CR400). Un tel appareil, permet de mesurer les couleurs de façon quantitative selon
trois indices, L*, a* et b*, repérables dans un espace cartésien. Le modèle CIE L*a*b* est le
modèle le plus utilisé. Il possède le grand avantage de donner une mesure objective car les
distances entre deux points de couleur sont proportionnelles aux différences perçues par l’œil
humain. Dans ce système, le L* représente la clarté (indice de luminosité relatif allant de 0
pour le noir à 100 pour le blanc absolu), le a* représente la composante chromatique vert-
rouge-et le b* représente la composante chromatique bleu-jaune- (CIE, 1986) avec des valeurs
allant du négatif au positif. L’index de couleur CCI pour « citrus color index », est calculé
comme suit : CCI = 1000 x a / (L x b) (Jiménez-Cuesta et al., 1982). Une valeur négative de CCI
très inférieure à 0 indique une couleur vert foncée, une valeur proche de zéro représente une
couleur vert-jaune (fruit tournant), une valeur faible positive est l’indication d’une couleur
jaune-orange et une couleur positive et élevée indique une couleur orange ou rouge. Il est à
signaler que la formule CCI se calcule avec les indices de couleur du système Lab Hunter
mais dans notre cas, le calcul a été fait à partir des indices de couleur CIE L*a*b* mais les
deux espaces de couleurs sont très proches. La valeur du CCI est un indicateur approximatif
de la couleur et le changement d’espace de couleur ne modifie en rien les indications qu’il
renseigne. Les mesures ont été effectuées à raison de 4 mesures par fruit sur 10 fruits par
hybride. Une moyenne a été caractérisée pour chaque génotype.
2.2.1.2.Paramètres biochimiques du fruit
Le pourcentage de jus a été déterminé chez tous les fruits prélevés. Le jus a été
extrait à l’aide d’un presse-agrume mécanique (Santos), filtré à travers une passoire au
maillage de 1 mm et pesé.
L’acidité a été déterminée à l’aide d’un titrateur automatique (Metler Toledo DL50).
Le principe de la mesure de l'acidité est la neutralisation de tous les acides contenus dans le
jus par une solution de soude normée à 0.1 N (généralement, neutralisation atteinte lorsque le
pH atteint 8.3). C'est donc par le volume de soude ajouté pour la neutralisation que l’acidité
peut être évaluée selon la formule volume de la soude × concentration de la soude
×100×192/1000×3×poids de l’échantillon) exprimé en g d’acide citrique/100g.
Matériel et méthodes
80
La teneur en sucres solubles (TSS) a été mesurée au moyen d’un réfractomètre. La
réfractométrie est une méthode d’analyse permettant de mesurer la quantité de sucres solubles
présente dans un fruit grâce à la mesure de l’angle de déviation de la lumière. L’indice
réfractométrique est la propriété physique utilisée pour caractériser les liquides. Sa mesure
s’effectue par la détermination de l’angle de réflexion d’un rayon lumineux sachant que cet
angle est spécifique pour chaque milieu traversé. Il caractérise le pourcentage de matière
sèche soluble et il permet ainsi une évaluation relativement fiable de la composition en sucres.
La TSS est exprimée en °Brix.
Au cours des premiers prélèvements effectués en Corse, les fruits étaient encore
immatures et ne contenaient pas assez de jus pour déterminer directement la TSS et l’acidité.
En effet pour déterminer les teneurs en sucres solubles et en acidité, la pulpe des fruits a été
pesée, puis lyophilisée, broyée puis pesée et enfin diluée avec 5 mL d’eau. Le coefficient de
dilution a été pris en compte lors des calculs finaux.
A partir des valeurs d’acidité et de TSS nous avons pu calculer l’indice de maturité des
fruits (E/A). Le rapport des sucres sur acidité détermine le caractère doux, équilibré ou
acidulé du fruit. Il est aussi le critère d’évaluation par excellence de la maturité des variétés de
bouche comme les mandarines, oranges, clémentines, etc…. Bien que très dépendant de
l’acidité car c’est le paramètre le plus fluctuant, il est très utilisé dans les systèmes de
production.
2.2.2. Suivi de l’évolution de la Force de Détachement du Fruit au cours de la
maturation
Le déroulement de l’abscission intègre une phase initiale où la force d’attachement du
fruit à son pédoncule diminue. Nous avons donc étudié ce caractère appelé également FDF à
l’aide d’un dynamomètre. Ce paramètre nous renseigne sur la force nécessaire pour détacher
un fruit de son pédoncule et est exprimé en Newton (N). La zone de séparation est située au
niveau du calice du fruit. Une FDF inférieure à 5 N représente une attache très faible du fruit à
son pédoncule et donc sur le point de chuter.
2.2.3. Analyses biochimiques
Pour l’analyse de l’acidité et de la teneur en sucres nous avons mesuré la quantité de
leurs principaux composants à savoir pour les sucres, le saccharose, le fructose et le glucose et
pour l’acidité, le citrate et le malate. Le dosage a été fait par la méthode enzymatique qui est
Matériel et méthodes
81
plus précise et plus économique que l’HPLC. La préparation des échantillons, l’extraction des
sucres et des acides organiques et leur dosage ont été adaptés aux agrumes à partir des
protocoles élaborés par Gomez et al. (2007). Quelques modifications ont été apportées à ces
protocoles.
2.2.3.1.Préparation des échantillons
Les fruits prélevés sur la population ont été pesés, pelés, repesés, coupés et lyophilisés
à l’aide d’un lyophilisateur (Christ BETA 1-8-LD). La durée de la lyophilisation a été plus au
moins variable selon les échantillons. Celle-ci peut durer à jusqu’à deux semaines pour que
les échantillons soient complètement secs. Les échantillons sont pesés avant et après
lyophilisation afin de déterminer le pourcentage de matière sèche de chaque échantillon. Les
échantillons secs sont ensuite réduits en poudre très fine à l’aide d’un broyeur à bille « Tissue
lyser II » et conservés à -20°C.
2.2.3.2.Extraction des sucres et des acides
Pour extraire les sucres et les acides à partir de la poudre lyophilisée, on s’est inspiré
du protocole de Gomez et al. (2007) qui a été simplifié. L’extraction a été faite à partir de 20 mg
de poudre lyophilisée et solubilisée dans 2 mL d’eau ultra pure. La suspension est agitée avec
deux billes à une fréquence de 15 Hz pendant 5 min à l’aide d’un broyeur à billes et
centrifugée pendant 5 mn à 13 200 tr/min à 4°C. Pour éliminer des composés phénoliques
susceptibles d’interférer lors du dosage, 10 mg de PVPP sont rajoutés à 1 600 µL du
surnageant. Le mélange est agité pendant 20 min (40 tr/min) à 4°C pour être ensuite
centrifugé pendant 10 min à13 200 tr/min, à 4°C. Le surnageant est récupéré et conservé à -
20°C afin d’être dosé. Il est à signaler que les deux protocoles permettent d’extraire à la fois
les sucres et les acides organiques.
2.2.3.3.Dosage par méthode enzymatique des sucres
La formation de NADH (Nicotinamide Adénine Dinucléotide) au cours de l’oxydation
du glucose-6-phosphate représente un bon indicateur pour déterminer la quantité de glucose,
de fructose et de saccharose initialement présente dans une solution. Pour cela, le principe du
dosage enzymatique consiste à mettre en œuvre plusieurs réactions chimiques en cascade qui
permettent la transformation de trois sucres en Glucose-6-phosphate ainsi que son oxydation
en NADH (figure 22).
Matériel et méthodes
82
Figure 22. Réactions chimiques mises en œuvre au cours de dosage enzymatique des
sucres. ATP : Adénosine-5'-triphosphate, ADP : Adénosine diphosphate, NAD : Nicotinamide
Adénine Dinucléotide, HK : Héxokinase, G6PDH : Glucose-6-phosphate, PGI :
Phosphoglucose isomérase, β-F : β-Fructosidase.
Plusieurs préparatifs précèdent le dosage. En effet, il est nécessaire de préparer les
solutions tampon, diluer les échantillons, préparer les points de gamme d’étalon et préparer
les solutions enzymatiques avant de commencer le dosage. Afin de préparer les solutions
enzymatiques, il est recommandé de préparer le tampon triéthanolamine de pH 7.6 et la
solution de sulfate d’ammonium à 2.5 M à l’avance. La solution tampon est faite en
mélangeant 55.9 g de triéthanolamine, 2.5 g de sulfate de magnésium et quelques gouttes
d’HCl dans 500 mL d’eau ultra pure. Pour obtenir la solution de sulfate d’ammonium 16.7 g
de ce réactif sont solubilisés dans 50 mL d’eau ultra pure. Une fois que le tampon
triéthanolamine est prêt la première solution enzymatique (S1) peut être préparée. Pour cela,
30 mg de NAD, 150 mg d’ATP (Adénosine-5'-triphosphate) et 150 mg de NaHCO3
(Carbonate de sodium) sont solubilisés dans 3 mL d’eau et 12 mL du tampon triéthanolamine.
La deuxième solution (S2) est obtenue en mélangeant 33 µL de G6PDH (Glucose-6
Matériel et méthodes
83
phosphate déshydrogénase), 33 µL d’hexokinase, 940 µL de la solution de sulfate
d’ammonium et 2 mL d’eau ultra pure. La troisième solution (S3) contient 20 µL de
phosphoglucose isomérase (PGI) rajoutés à 14 mL d’eau ultrapure. Quant à la quatrième
solution (S4), elle est obtenue par la dissolution de 8 mg de β-fructosidase dans 3 mL d’eau
ultra pure. La préparation des solutions enzymatiques est suivie par la dilution des
échantillons et par la préparation des points de la gamme faite à partir d’une solution mère du
glucose, fructose et saccharose de concentration 2 g/L. Ces deux étapes peuvent être faites
avant ou après la préparation des solutions enzymatiques.
Pour démarrer le dosage, 150 mL des échantillons et des points de la gamme sont
déposés dans les puits de la microplaque. 10 µL de la S1 sont rajoutés dans chaque puits. La
plaque est ensuite agitée et une mesure de densité optique à 340 nm est effectuée. Pour initier
les deux premières réactions chimiques permettant la quantification du glucose, 20 µL de la
S2 sont distribués. La microplaque est de nouveau agitée. Après une incubation de 3 heures à
température constante de 25°C, une lecture de densité optique est réalisée. Pour quantifier le
fructose, 20 µL de S3 sont déposés et mélangés dans la même microplaque. Au bout de 3
heures d’incubation à 25°C, une nouvelle lecture de la densité optique est faite. Le dosage
continue encore en rajoutant 20 µL de S4. Les réactions initiées par cette solution
enzymatique permettent la détermination de la quantité du saccharose présente dans les
échantillons. La microplaque est agitée et incubée dans une étuve pendant 3 heures à 25°C. Le
dosage se termine par une dernière lecture de la densité optique à la même longueur d’onde :
340nm. Les valeurs de la densité optique sont ensuite utilisées pour la quantification des trois
sucres en se référant à la gamme étalon.
Les réactions de dosage du glucose et du fructose durent chacune deux heures selon le
protocole de Gomez et al. (2007). Cette durée n’a pas été suffisante pour atteindre le plateau au
cours de notre dosage. Selon les tests effectués, 3 heures été nécessaires pour stabiliser la
réaction.
2.2.3.4.Dosage par méthode enzymatique des acides organiques
Le dosage des deux acides organiques a été effectué selon le protocole élaboré par
l’équipe de Laurent Gomez à Avignon (unité PSH, INRA Avignon, France). Le protocole
n’est pas encore publié. Avant d’utiliser ce protocole, quelques tests ont été effectués pour
valider la méthode sur agrumes. Les seules modifications apportées à ce protocole consistent
Matériel et méthodes
84
à diminuer la durée des deux réactions de dosage de l’acide citrique et de l’acide malique à 2
heures au lieu de 3 heures pour l’acide citrique et à 2 h:45 pour l’acide malique.
2.2.3.5.Dosage de l’acide citrique
La quantification de l’acide citrique contenu dans les extraits se fait via la
quantification de la disparition du NADH utilisé au cours des réactions de la dégradation de
l’acide citrique (Figure 23). La première réaction régénère de l’oxaloacétate qui se transforme
soit en L-malate sous l’action de L-MDH (L-Malate déshydrogénase) soit en pyruvate qui lui-
même se transforme en L-Lactate sous l’action de L-LDH (L-Lactate déshydrogénase). Ces
deux dernières réactions consomment de la NADH dont la quantité utilisée est proportionnelle
à la quantité d’acide citrique dégradée.
Figure 23. Réactions chimiques mises en œuvre lors de dosage enzymatique de l’acide
citrique. L-MDH : L-Malate Déshydrogénase, L-LDH : L-Malate Déshydrogénase,
CL :Citrate lyase
Pour doser l’acide citrique, deux solutions enzymatiques sont préparées. La première
solution (S1) contient 12 mL de tampon glycyl glycine à pH7.8 (4.75 g de glycyl glycine, 880
mg d’acide L-glutamique, environ 1.5 mL de NaOH (10 N) et 60 mL d’eau ultra pure), 23 µL
de malate déshydrogénase (MDH), 102 µL de lactate déshydrogénase LDH et 5 mg de
Nicotinamide adénine dinucléotide (NADH). Par ailleurs la deuxième solution (S2) est
Matériel et méthodes
85
obtenue suite à la solubilisation de 48 mg de citrate lyase dans 3 mL d’eau ultra pure. En plus
des solutions enzymatiques, huit points de gamme à concentrations différentes allant de 0 à 50
mg/L sont préparés à partir d’une solution mère d’acide citrique de concentration 1 g/L. Les
échantillons correspondant aux différents points de la gamme sont déposés dans la
microplaque avec les échantillons qui sont dilués auparavant. 100 µL de la solution S1 sont
distribués. La microplaque est ensuite agitée pendant 30 secondes. Cette agitation est suivie
de 10 minutes d’attente avant de faire la première lecture de la densité optique à 340 nm
(maximum d’absorption de NADH). Un ajout de 20 µL de S2 est ensuite effectué. Après deux
heures d’incubation dans une étuve à 25°C, une deuxième lecture de densité optique est
effectuée. Les concentrations d’acide citrique sont déterminées en se référant à la courbe
d’étalonnage.
2.2.3.6. Dosage de l’acide malique
Le dosage d’acide malique par la méthode enzymatique se base sur la détermination de
la quantité de NADH formée au cours de la dégradation de l’acide malique. Au cours de ces
réactions de dégradation de l’acide malique, le L-malate déshydrogénase en présence de
NAD+ oxyde l’acide malique en NADH et en oxaloacétate. Ce dernier se transforme en L-
aspartate et en 2-oxoglutarate sous l’action de glutamate-oxaloacétate transminase (GOT)
(Figure 24).
Figure 24. Réactions chimiques mises en œuvre lors du dosage de l’acide malique. L-MDH :
L-Malate Déshydrogénase, GOT : Glutamate-oxaloacétate transminase
Pour mettre en œuvre ces réactions de dosage de l’acide malique, il est nécessaire de
diluer les échantillons et de préparer les points de la gamme étalon ainsi que les solutions
enzymatiques.
Matériel et méthodes
86
Les points de la gamme sont préparés à partir d’une solution mère d’acide malique
dont la concentration est égale à 1 g/L. La concentration des points de la gamme va de 0 à 50
mg/L. La préparation des solutions enzymatique commence par la préparation du tampon
glycylglycine à pH 10. Pour cela 4.75 mg de glycylglycine, 880 mg d’acide L-glutamique et
environ 4 mL de NAOH (10 N) sont solubilisés dans un volume de 60 mL d’eau ultra pure.
La première solution enzymatique (S1) est obtenue en mélangeant 6 mL de ce tampon et 6
mL d’eau ultra pure. La deuxième solution (S2) contient 54 mg de NAD+
dissous dans 3 mL
d’eau ultra pure. Les deux enzymes catalyseurs des deux réactions sont présentes dans les
troisième et quatrième solutions. En effet, la troisième solution (S3) est préparée en
mélangeant 20 µL de GOT dans 2.98 µL d’eau ultra pure. Quant à la quatrième solution (S4),
elle est obtenue suite à la dilution de 20 µL de L-MDH dans 2.98 µL d’eau ultra pure.
Une fois le tampon, les solutions enzymatiques et la gamme préparés, 100µL des
échantillons et des points de gamme sont déposés dans les puits de la microplaque. A ce
volume initial, 100 µL de S1, 20 µL de S2 et 20 µL de S3 sont rajoutés. La microplaque est
ensuite agitée. Une lecture de la densité optique est effectuée à 340 nm (longueur d’onde
d’absorbance maximum du NADH), 10 minutes après l’agitation. La première mesure de la
densité optique est suivie par l’ajout de 20 µL de S4. Les réactions de la dégradation d’acide
malique sont alors initiées. La microplaque est agitée puis incubée dans une étuve pendant
deux heures à température constante égale à 25°C. Après incubation, une nouvelle lecture de
la densité optique est réalisée. Les données sont ensuite analysées pour déterminer la quantité
d’acide malique présente initialement dans les échantillons.
2.3.Analyses statistiques
Plusieurs répétitions ont été faites au cours des mesures effectuées afin d’avoir une
valeur moyenne et un écart type représentatifs de chaque caractère mesuré à une date donnée
pour réaliser les tests statistiques. Les données sont ainsi présentées sous forme d’une
moyenne de 8 à 12 répétitions ± l’erreur standard ou l’écart type de cette moyenne. Les
résultats obtenus ont fait l’objet d’analyse de la variance des moyennes avec les tests ANOVA
pour évaluer la signification de l’effet génotype, année, environnement et interaction
environnement * génotype au seuil P<0,05 avec le test Newman Keuls.
En plus des tests ANOVA, des analyses des corrélations ont été également effectuées.
Les coefficients de corrélation de Spearman sont utilisés pour étudier le lien éventuel qui
Matériel et méthodes
87
existerait entre les différents paramètres physico chimiques de la maturation et de
l’abscission.
Pour le premier dispositif expérimental dont l’objectif est de cartographier les QTL
des principaux paramètres de maturation et d’abscission, d’autres analyses statistiques ont été
effectuées en plus des analyses citées ci-dessus. En effet, les valeurs mesurées sur la
population d’hybride ont été utilisées pour déterminer la distribution des caractères et leur
normalité à l’aide des tests Shapiro-Wilk, et Kolmogorov-Smirnov et Lilliefors.
Les caractères dont la distribution ne suit pas la loi normale ont subi des
transformations par les fonctions mathématiques (logarithme (Ln), racine carrée…) pour les
rapprocher le plus possible de la loi normale. Ces valeurs ont été ensuite transformées par la
méthode statistique de meilleur prédicteur linéaire non biaisé nommée communément BLUP,
et ce par référence à la terminologie anglosaxone « Best Linear Unbiased Prediction)
(Henderson, 1974; Henderson, 1963; Henderson et al., 1959). Cette méthode permet l’estimation des
effets environnementaux et génétiques simultanément (Chalh, 2012). A l’aide d’un script R
développé par Doligez et al., (2013) des valeurs génétiques ont été estimées à partir des données
phénotypiques. Le modèle mixte utilisé est le suivant : Pij=µ+Gi +eij avec
Pij : valeur phénotypique du fruit j du génotype i
µ : la moyenne globale
Gi : l’effet aléatoire du génotype i
eij: l’effet de l’erreur résiduelle
Le script R a permis aussi de normaliser les caractères et de calculer l’héritabilité H2 à l’aide
de la formule suivante : H2=σ2G/ (σ
2G+ (σ
2e/n)) avec
σ2
G : la variance génotypique,
σ2
e : la variance résiduelle,
n: nombre moyen de fruits par descendant.
Une analyse de corrélation a été effectuée sur les nouvelles valeurs de BLUP en utilisant le
test de Spearman. Toutes les analyses statistiques ont été réalisées à l’aide des deux logiciels
STATISTICA version 10 et R.
Matériel et méthodes
88
2.4.Génotypage et analyses moléculaires
La cartographie des QTL sur la population d’hybride clémentinier x mandarinier
nécessite des données de phénotypage des caractères étudiés, mais aussi des données de
génotypage qui servent d’abord à la construction de la carte génétique. L’obtention des
données génotypiques se fait en plusieurs étapes en commençant par l’extraction d’ADN.
2.4.1. Extraction de l’ADN
L’extraction d’ADN a été faite à partir des feuilles prélevées sur des jeunes pousses
selon la méthode « MATAB » adaptée pour le marquage SSR (Luro et al., 2008) découlant du
protocole de Doyle et Doyle (1987). De chaque échantillon 100 mg du limbe de feuille sont
réduits en poudre dans un mortier avec de l'azote liquide. Ensuite 750 µL de tampon
d'extraction (CTAB 2%, NaCl 1.4 M, Tris 0.1 M pH8, EDTA 20 mM, PVP 1%, Bisulfite de
sodium 0.5%) et 1 µL d’une solution d’ARNase A sont ajoutés. Après une incubation de 20
mn à 65°C dans un bain-marie, 750 µL de mélange chlorophorme alcool iso amylique (24
vol/1vol) sont rajoutés. Le mélange est ensuite agité et centrifugé (5 min à 10 000 g). Le
surnageant est repris et mélangé à 500 µL d’isopropanol, mélangé, puis centrifugé (5 min à 5
000 g). Le culot est lavé par ajout de 200 µL d’éthanol à 70%. Après la centrifugation (5 min
à 5 000 g), le culot est directement séché et repris ensuite dans 50 µL d'eau ultra pure.
2.4.2. Vérification de la qualité d’ADN par migration sur gel d’agarose
La vérification de l’absence de dégradation de l’ADN est réalisée par la migration en
électrophorèse en gel d’agarose. Les fragments d’ADN extraits sont ainsi séparés en fonction
de leur taille. La migration de l’ADN sur le gel d’agarose dure de 30 à 60 min à 110 V. Le gel
est réalisé en dissolvant 0.8% d’agarose dans du tampon TAE 1X (40 mM Tris-Base, 25 mM
EDTA (acide éthylène diamine tétra acétique), 20 mM d’acide acétique). Le TAE (Tris-
Acétate-EDTA) fournit une solution ionique qui permet le passage du courant à travers l'eau.
Le Tris permet de maintenir l'ADN déprotoné en solution. L’EDTA protège les acides
nucléiques de la dégradation en supprimant certains ions métalliques et désactivant les
enzymes qui dégradent l'acide nucléique. La révélation de l’ADN dans le gel est assurée par
l’incorporation de bromure d’éthidium (BET) après migration électrophorétique dans une
solution à 1 µg /L. La détection de la fluorescence a été effectuée sous éclairement ultra-violet
330 nm (Sambrook et al., 1989).
Matériel et méthodes
89
2.4.3. Dosage de l’ADN
Après avoir vérifié son intégrité l’ADN est dosé à l’aide d’un spectrophotomètre
Nanodrop 2000 (Thermo Scientifc). 1µL d’échantillon est déposé directement à l’extrémité
d’un câble de fibre optique. Lors de la mise en contact des deux câbles, l’échantillon est
traversé par un signal lumineux permettant ainsi la mesure du spectre d’absorption et la
détermination de la quantité d’ADN.
2.4.4. Choix des marqueurs moléculaires
Pour construire la carte génétique 645 marqueurs génétiques dont 551 marqueurs SNP
et 94 marqueurs SSR ont été utilisés. Les marqueurs SSR ont été produits dans notre
laboratoire AGAP de l’INRA de Corse à partir de banques génomiques de mandarinier
(Froelicher et al., 2008) et d’EST-SSR de clémentinier (Luro et al., 2008). Les marqueurs SNP ont
été sélectionnés parmi les 1 536 marqueurs utilisés pour l’élaboration de la carte génétique de
référence des agrumes établie sur le génome du clémentinier (Ollitrault et al., 2012). La majeure
partie des marqueurs SNP proviennent du séquençage des extrémités de clones BAC du
génome du clémentinier (Terol et al., 2008). Au total plus de 6 600 SNP ont été repérés dans les
6 461 contigs couvrant 6.14 Mb de séquences. A cela viennent s’ajouter 121 SNP marqueurs
qui ont été définis à partir de séquences de fragments amplifiés de gènes candidats des
métabolismes primaires et secondaires impliqués dans les voies de synthèses de certains
caractères de la qualité des fruits. Ces séquences ont été obtenues à partir des génomes de
représentants des 4 espèces de base (Ollitrault et al., 2012). Il est à signaler que les marqueurs
SNP (Simple mutation ponctuelle ; Single Nucleotide Polymorphism) sont des marqueurs bi-
alléliques dont la variation porte sur une seule base (Vignal et al., 2002). En revanche, les
marqueurs microsatellites dits aussi SSR (Simple Sequence Repeats) sont constitués de
répétitions en tandem de motifs mono, di, tri ou tetra-nucléotidique (de Vienne, 1998). Ce
polymorphisme repose sur la variation du nombre d’unités de répétitions. Les deux types de
marqueurs sont des marqueurs co-dominants et révèlent donc l’hétérozygotie de leurs locus
(Beuzen et al., 2000).
2.4.5. Réactions PCR
Le marquage moléculaire des hybrides de la descendance a été réalisé au laboratoire
pour les marqueurs SSR par amplification de réactions PCR (Polymerase Chain Reaction). Le
choix des amorces a été fait en fonction de leur spécificité à la séquence d’QADN cible et
d’une température d’hybridation de 50°C pour les SSR génomiques et de 55°C pour les EST-
Matériel et méthodes
90
SSR. La solution PCR contient le tampon PCR (Eurogentec), le MgCl2 (1.5 mM), les 4 dNTP
(0.2 mM), les 2 amorces (0.4 µM chaque), la Taq polymérase (1 Unité), et l’ADN (10 ng).
Les réactions d’amplification ont été conduites sur un thermocycleur MWG AG Biotech
programmé pour une pré dénaturation initiale de 5 min à 94°C, suivie de 40 cycles
d’amplification comportant chacun une étape de dénaturation de 30 secondes à 94°C, une
étape d’hybridation d’une minute à la température définie pour les amorces et une étape
d’élongation de 45 secondes à 72°C, et enfin une élongation finale à 72°C pendant 4 min.
2.4.6. Electrophorèse en gel de polyacrylamide
Les fragments d'amplification sont ensuite séparés selon leur longueur par
électrophorèse en gel de polyacrylamide. Cette méthode repose sur la faculté des molécules
chargées à migrer quand elles sont soumises à un champ électrique. Les fragments sont ainsi
séparés selon leurs tailles. Pour cela, on utilise deux plaques en verre de dimension 42 cm
×31.5 cm × 4 mm. Pour la rendre hydrophobe, la première plaque est traitée avec un produit
répulsif (RainX) alors que la deuxième est traitée avec du silane (1.5 µL de silane dilué dans 1
mL d’alcool à 96°C) afin de coller le gel sur cette dernière. Le gel se compose de 50 mL
d’une solution à 5% de polyacrylamide (acrylamide : bis-acrylamide ; 19:1), TBE 0.5 X, de 7
M d’urée, de 400 µL d’ammonium persulfate 10% (initiateur de la polymérisation) et de 40µL
de TEMED (tétra-méthyl-éthylène-diamine ; catalyseur de la polymérisation). 4µL de chaque
solution d’amplification diluée par 1 volume égal de tampon de charge (98 mL formamide, 25
mg xylène cyanol FF, 25 mg bleu de bromophénol, 2ml EDTA 0.5M à pH8) et dénaturée de
10 min à 95°C, sont déposés dans le gel polymérisé. Un marqueur de tailles (10 bp,
Invitrogen) est également déposé pour déterminer la taille des fragments en nombre de bases.
La migration dure entre 1 h30 et 2 h30 selon la taille attendue des amplifiats à 80 W.
La révélation des ADN amplifiés et séparés selon leurs longueurs est réalisée par
précipité de sels de Nitrate d’argent selon le protocole suivant: une incubation du gel dans un
bain d’alcool à 10% pendant 30 min pour fixer l’ADN ; un bain d’acide nitrique à 1% de 5
minutes ; un double rinçage à l’eau ultra pure durant 5 min chacun ; un bain de 30 mn dans
une solution de nitrate d’argent à 0.2% ; et bain pour la révélation dans une solution de
carbonate de sodium à 3% additionnée de 600 µL/L de formaldéhyde, après apparition des
ADN amplifiés la réaction de précipitation est stoppée par un bain d’acide acétique à 5 %.
Pour les marqueurs SNP, le génotypage de la population clémentinier x mandarinier
Willow Leaf a été réalisé à l’UR EPGV de l’INRA d’Evry à l’aide d’une puce à ADN
Matériel et méthodes
91
GoldenGate (Illumina) avec 1 457 SNP d’extrémités de clones BAC et 37 SNP de gènes
candidats. Les résultats ont été analysés à l’aide du logiciel Genome Studio (Illumina).
2.4.7. Marqueurs moléculaires : Polymorphisme et codage
En cartographie génétique, les marqueurs moléculaires doivent être impérativement
polymorphes. Ce polymorphisme se traduit par une variation allélique. Une première étape a
consisté ainsi à tester le niveau de polymorphisme de l’ensemble des marqueurs génotypés.
Par conséquent, les SNP et les microsatellites monomorphes entre les deux génotypes
parentaux ont été écartés. Suite à cette sélection, 622 marqueurs polymorphes ont été retenus.
Les marqueurs ont été codés en fonction de leur ségrégation selon la nomenclature
proposée par JoinMap. Pour chaque marqueur, chaque individu présente 2 ou plusieurs
allèles, et chaque allèle différent est codé par une lettre différente. Les lettres du code
correspondent chacune à un type de ségrégation. Les différents profils qu’on a pu rencontrer
au sein de notre population ainsi que le type de ségrégation mendélienne associée figurent
dans le tableau 3.
Tableau3. Codage des génotypes d’une population de type CP
Code Description Génotype possible de la
descendance Ségrégation mendélienne
<efxeg> Locus hétérozygote chez
les deux parents, 3 allèles ee, eg, fe, fg 1 :1 :1 :1
<hkxhk> Locus hétérozygote chez
les deux parents, 2 allèles hh, hk, kk 1 :2 :1
<lmxll> Locus hétérozygote chez le
premier parent ll, ml 1 :1
<nnxnp> Locus hétérozygote chez le
deuxième parent nn, np 1 :1
Les marqueurs hétérozygotes chez un parent (AB) et homozygote chez le deuxième
parent sont codés comme suit: <nnxnp> ou <lmxll>. En ce qui concerne les marqueurs multi
alléliques, 6 configurations ont été rencontrées lors du codage. Selon la nomenclature de
JoinMap, les marqueurs qui ont présenté les deux configurations AAxAB et CCxAB ou
l’inverse ont été codés respectivement <nnxnp> et <lmxll>. Dans notre cas, <lmxll> et
<nnxnp> codent respectivement les marqueurs spécifiques du clémentinier et du mandarinier.
Matériel et méthodes
92
Les marqueurs présentant trois allèles différents <ABxAC> et deux allèles différents
<ABxAB> ont été codés <efxeg> et <hkxhk>. La ségrégation de plusieurs marqueurs
homozygotes ainsi qu’hétérozygotes au sein de la population d’hybrides a montré la présence
des allèles nuls (0). Le codage de ces marqueurs est résumé dans le tableau 3.
2.5.Analyses bio-informatiques
2.5.1. Construction des cartes génétiques
La liaison génétique entre marqueurs moléculaires a été testée à l’aide du logiciel
JoinMap4.1 (Van Ooijen, 2006). Les données de génotypage ont été déclarées comme étant
issues d’une population « CP » qui résulte d’un croisement entre deux parents diploïdes
hétérozygotes et homozygotes. Ce type de population est utilisé en cas d’absence des données
préalables sur la phase de liaison « Linkage phase ». Les marqueurs ayant plus de 50% de
données manquantes ainsi que les marqueurs séparés par une distance inferieure à 1cM ont été
supprimés. Les distorsions de ségrégation ont été vérifiées avec le test χ2 au seuil α=0.05.
La distorsion de ségrégation va à l’encontre des lois fondamentales de la génétique
mendélienne. Elle est définie comme une déviation significative des proportions des individus
d’une classe génotypique donnée au sein d’une population ségrégante (Castro et al., 2011). Le
test de ségrégation χ2 permet ainsi de vérifier la conformité de ségrégation des marqueurs vis
à vis des lois de Mendel. Ce test se base sur la formule suivante :
χ2=
, k correspond au nombre d’allèles parentaux.
Il s’agit de comparer les fréquences alléliques observées (Obs) aux fréquences
alléliques attendues au sein de la population en ségrégation. Ce test est effectué au moyen du
logiciel JoinMap 4 (Van Ooijen, 2006) avant la construction de la carte génétique. Un test
significatif reflète une distorsion de ségrégation (Tableau 4).
Matériel et méthodes
93
Tableau 4. Interprétation de la significativité du test de ségrégation χ2 calculée par JoinMap
Significativité du test χ2 P-value Interprétation
* 0.1 Marqueur à faible distorsion de
ségrégation ** 0.05
*** 0.01 Marqueur à forte distorsion de
ségrégation
**** 0.005
Marqueur à très forte distorsion de
ségrégation
***** 0.001
****** 0.0005
******* 0.0001
La construction d’une carte génétique peut se résumer en trois grandes étapes : le
regroupement des marqueurs qui sont sur le même groupe de liaison, leur ordonnancement et
le calcul de la distance génétique entre marqueurs. Le regroupement des marqueurs,
« Grouping » en anglais, permet d’obtenir les groupes de liaison qui dans une carte saturée
représentent les chromosomes. Pour cela nous avons testé la liaison entre marqueurs deux à
deux en utilisant la méthode de LOD score (Logarithm of odds ou logarithme des
probabilités). Le LOD score est défini comme le logarithme décimal du rapport de la
probabilité d'observation d'une ségrégation sous l'hypothèse d'une liaison génétique entre
deux locus à la probabilité d'observation sous l'hypothèse d'indépendance génétique. Il s’agit
de déterminer de combien l’hypothèse de liaison est plus probable que celle de la non liaison.
La valeur seuil initial du LOD score a été fixée à 4 pour tous les groupes. Pour calculer les
distances génétiques, deux fonctions de cartographie sont proposées par le logiciel JoinMap,
la fonction de Haldane (Haldane, 1919) et la fonction de Kosambi (Kosambi, 1943). Contrairement
à la fonction de Haldane, la fonction de Kosombi ne prend pas en compte les recombinaisons
(« crossing over ») multiples.
La distance génétique calculée selon Kosambi (1943), tient en compte à la fois de la
fréquence de recombinaison entre les loci deux à deux et également des interférences
génétiques. En effet, la probabilité d’occurrence d’un crossing-over est proportionnelle à la
distance génétique qui sépare les loci. Aussi, l’occurrence d’un « crossing-over » réduit la
probabilité d’un deuxième « crossing-over » au voisinage du premier, c’est ce qu’on appelle
le phénomène d’interférence. La distance génétique estimée correspond au pourcentage de
« crossing-over » pour 100 méioses. Cette distance est exprimée en centiMorgan. La fonction
Kosambi est plus proche de la réalité car il y a des contraintes mécaniques lors de la méiose
Matériel et méthodes
94
qui empêchent les « crossing over » multiples proches. Pour cela, la fonction retenue dans
notre étude est celle de Kosambi, cette fonction ayant également été choisie pour construire la
carte génétique de référence du clémentinier (Ollitrault et al., 2012). A l'issue de l'analyse, la
représentation graphique des groupes de liaison constitue ce que l'on appelle une carte
génétique de liaison. La représentation de la carte consensus ainsi que les deux cartes
parentales a été réalisée à l’aide du logiciel MapChart (Voorrips, 2002).
2.5.2. Détection des QTL
La cartographie QTL a été réalisée à l’aide du logiciel MapQTL 6 (Van Ooijen et Kyazma,
2009) à partir des cartes génétiques précédemment construites et des données phénotypiques
quantitatives collectées. Les informations concernant la détermination des phases de liaison
génétique et la position des marqueurs sur chaque groupe de liaison ont été obtenues grâce au
logiciel JoinMap4 (Van Ooijen, 2006).
Dans une première étape, les QTL putatifs ont été détectés par la méthode d’Interval
Mapping (IM) (Lander et Botstein, 1989) et ensuite par la méthode de MQM (Multiple QTL
Model) (Jansen, 1993; Jansen, 1994). La méthode d’Interval Mapping consiste en un test de
vraisemblance (LOD score) de la présence d’un QTL sur chaque groupe de liaison.
L’hypothèse nulle H0 qui correspond à l’absence du QTL est alors testée en tous points du
génome entre chaque paire de marqueurs. Le LOD score maximal nous renseigne sur la
position la plus probable du QTL. Le seuil de significativité du LOD score est choisi suite à
un test de permutation à 1000 itérations qui prend en compte le nombre d’individus génotypés
et le nombre de marqueurs. Les données phénotypiques sont ainsi permutées 1000 fois au
hasard. Le seuil de significativité est ainsi défini en comparant la distribution des valeurs
statistiques calculées à partir des données réellement observées à la distribution des valeurs
statistiques calculées à partir des données redistribuées au hasard (Churchill et Doerge, 1994). Ce
test est effectué pour tous les groupes de liaison. Le LOD score seuil est choisi à un risque
alpha d’erreur égal à 5%. L’IM a été suivi par un MQM systématiqument pour augmenter la
puissance du test et détecter les QTL à proximité à faible effet et /ou dont l’effet est masqué
par un QTL dominant. Map QTL permet de détecter des QTL et de donner leur positions, leur
intervalles de confiance (exprimée en cM) mais aussi la part de variance phénotypique qu’ils
expliquent appelé R² et exprimée en %. Il s’agit en fait d’une analyse de variance
correspondant à la somme des carrés des écarts du caractère dans la zone QTL sur la somme
des carrés des écarts phénotypiques totaux. Les QTL détectés sont ensuite dessinés sur les
cartes génétiques à l’aide du logiciel MapChart 2.3 (Voorrips, 2002).
95
Chapitre I
Effet de l’environnement et de la maturité
des fruits sur l’abscission
Chapitre I
96
Résumé français
L’abscission est un phénomène qui se produit habituellement lors de la phase finale de
maturation des fruits. Toutefois, sur certains sites de production d'agrumes, il peut se produire
bien avant la période de récolte habituelle et causer ainsi des pertes de fruits. L'impact de
l'environnement et / ou des paramètres conduisant à l’abscission des fruits au cours de la
maturation n’est pas encore élucidé. De manière à pouvoir expliquer les causes de l’abscission
des fruits, une étude multi-sites a été réalisée en Corse, en Espagne et en Tunisie sur six
variétés d'orange connues pour avoir différentes périodes de maturité. Une chute des fruits
soudaine et massive a été observée en Tunisie et en Espagne de février à mars, mais pas en
Corse. Les paramètres climatiques ont été enregistrés sur les trois sites et les critères de
qualité des fruits et la Force de Détachement du Fruit (FDF) ont été mesurés au cours de la
dernière étape de la maturation. Nous avons observé que la FDF diminuait en Tunisie et en
Espagne, alors qu’en Corse, elle restait constante tout au long de la maturation des fruits,
quelles que soient les variétés d'oranges. Comme nous l’attendions les valeurs des paramètres
de la qualité des fruits ont été différentes sur les trois sites, mais leurs évolutions ont été
similaires tout au long de la période de maturation. La FDF ne s’est pas révélée être un
paramètre lié à des changements de paramètres de la qualité des fruits, mais dépendrait plus
vraisemblablement de l'évolution des facteurs climatiques tels que les variations de
température. En effet, les jours où les températures sont supérieures à 13 °C, il peut y avoir
reprise de la croissance végétative. L’abscission de fruits massive en Tunisie et en Espagne
par rapport à la Corse pourrait être donc reliée à la reprise plus précoce et plus rapide de la
croissance végétative.
Chapitre I
97
1. Manuscrit sur l’effet de l’environnement et de la maturité sur l’abscission
Abscission of oranges (Citrus sinensis (L.) Osb.) in the Mediterranean Basin depends on
environmental conditions independently of fruit traits
Khefifi, H1,2,
, ,Selmane, R2, Ben Mimoun, M
2, Tadeo, F, R
3 , Morillon , R
1 and Luro, F
4
1CIRAD, UMR AGAP, Avenue Agropolis - TA A-75/02 – 34398 Montpellier cedex 5,
France
2INAT, 43, Avenue Charles Nicolle 1082 –Tunis – Mahrajène, Tunisia
3IVIA,
Carretera CV-315, Km. 10,7 – 46113 Moncada (Valencia), Spaina
4INRA, UMR AGAP Corse, 20230 San Giuliano, France
Manuscrit soumis à Scientia Horticulturae
Abstract
Fruit abscission usually occurs at the final stage of fruit maturation. However, in some
areas of citrus production it may occur well in advance of the usual harvest period and thereby
caus fruit loss. The impact of the environment and/or the fruit parameters on the fruit
abscission process during fruit maturation remains unclear. To investigate the reasons for the
sudden intense fruit abscission, a multi-site study was carried out in Corsica, Spain and
Tunisia on six orange varieties known to have different periods of maturity. A sudden massive
fruit drop occurred in Tunisia and Spain in February-March but not in Corsica. Climatic
parameters were recorded at the three sites along with fruit quality criteria and the fruit
detachment force (FDF) during the last stage of fruit maturation. The FDF decreased in
Tunisia and in Spain, whereas in Corsica, it remained constant throughout fruit maturation,
whatever the orange varieties. As expected, data on fruit quality parameters differed at the
three sites, but their evolution was similar during the period of maturation. FDF was not
related with changes in any fruit quality parameters, and more likely depended on changes in
climatic factors such as variations in temperature on days when the temperature was above
13°C, which is the threshold for vegetative growth. Massive fruit abscission could be linked
to the earlier more rapid restart of vegetative growth in Tunisia and Spain than in Corsica.
Chapitre I
98
Keywords: citrus, fruit abscission, fruit maturation, environmental effect, growing degree
days
Introduction
Citrus is the largest fruit crop produced in the world. In the orchard, citrus production
is challenged by multiple biotic and abiotic stress factors (Syvertsen and Levy, 2005; Terol et
al., 2007). Biological fruit development processes are controlled in time and in space by
internal factors like genetics, and external factors such as rootstock, nutrition and agricultural
practices (Jacquemond et al., 2013). Soil and climate also have a considerable influence (Patt
et al., 1966) and the physiological processes related to tree and fruit development, fruit yield
and fruit metabolite contents vary with the production area, each of which is characterized by
different environmental factors (Spiegel-Roy and Goldschmidt, 1996).
Maturation involves numerous biochemical and physiological changes within the fruit
that subsequently affect its commercial quality (Bain, 1958). Fruit external quality is usually
characterized by size, rind color and firmness (Iglesias et al., 2007; Tadeo et al., 2008).
Internal quality is evaluated by acidity, sugar content, juiciness, pulp color, and aroma (Soule
and Grierson, 1986). In mandarins and related varieties such as clementines or oranges, rind
color and pulp acidity are the criteria that are the most affected during maturation. After
increasing during the second phase of fruit development called ‘fruit enlargement’, acidity
declines during the third and last stage called ‘fruit maturation’ (Iglesias et al., 2007).
Changes in total soluble sugars (TSS) differ from those in acidity, with a slight increase
during the maturation phase (Roongruangsri et al., 2013). The ratio between total soluble
sugars and acidity is the main indicator of fruit maturity and is usually used to select the
harvest period (Baldwin, 1993). The same variety of fruit produced in tropical areas differs
greatly from the same variety grown under Mediterranean climates (El-Otmani et al., 2011).
Many studies have analyzed the influence of environmental factors on external and internal
fruit quality criteria such as peel color, fruit size, carotenoids, and sugar or acid contents
(Kimball and Box, 1984; Barry and van Wyk, 2006; Dhuique-Mayer et al., 2009; Chelong
and Sdoodee, 2013). Other studies showed that the maturation of citrus fruit is impacted by
climatic factors such as temperature, relative humidity and luminosity (Reuther et al., 1973;
Goldschmidt, 2000).
During fruit maturation, and especially by the end of this process, fruit abscission
takes place only in certain citrus cultivars. Abscission is a complex organized and regulated
process, defined as cell separation events by which plant organs shed (Niederhuth et al.,
Chapitre I
99
2013). It is activated by developmental, hormonal, and environmental signals. Climatic
factors have been proposed to modulate citrus fruit abscission by influencing their internal
metabolism (Addicott, 1968). Cell separation during organ abscission appears to be mediated
by hormones like ethylene, which has been shown to accelerate this phenomenon (Brown,
1997). Auxins have a dual effect: at the beginning of abscission they act as inhibitors, but
once the process has been initiated, auxins tend to promote abscission (Tadeo et al., 2008).
Although hormones have been shown to be involved in the abscission process, other
parameters are also thought to regulate the phenomenon. Fruit shedding is thought to be
triggered by stimuli either as a result of natural senescence or by external factors such as
temperature, water stress, or diseases (Estornell et al., 2013; Iglesias et al., 2007; Racskó et
al., 2007). These stimuli could trigger internal signals such as a decrease in endogenous
auxins and an increase in ethylene production, thereby causing organ abscission (González-
Carranza et al., 1998; Taylor and Whitelaw, 2001). Abscission of mature fruit before the
harvest period, also called preharvest abscission, is a serious problem, mainly in sweet
oranges and Navel group is particularly sensitive to preharvest abscission, which causes fruit
loss in many citrus production areas (El-Otmani et al., 1990; Spiegel-Roy and Goldschmidt,
1996; Tadeo et al., 2007). The reasons and the different factors responsible for the high
sensitivity of Navel oranges have not yet been identified, although Tadeo et al. (2007)
suggested that TSS accumulation during the maturation stage could be a triggering signal
involved in the control of the orange abscission.
To identify the internal and external factors leading to orange abscission, changes in
fruit characteristics including those in fruit components and in the pedicel retention force were
monitored during the late maturation phase in three different environments along the
Mediterranean rim: Corsica, Spain and Tunisia.
1. Materials and Methods
1.1. Plant material
The first experiment was performed in Corsica during fruit set in the 2011-2012
season on different orange varieties (C. sinensis (L.) Osb.). Three early orange varieties
(‘Salustiana’, ‘Navelina’, ‘Hamlin’), three mid-season varieties (‘Washington navel’,
‘Shamouti’, ‘Moro’) and three late varieties (‘Navelate’, ‘Valencia late’, ‘Maltaise blonde’)
were used. All the cultivars were grafted onto Carrizo citrange (C.sinensis (L.) Osb. ×
Poncirus trifoliata Raf.), cultivated in the same orchard, and shared the same growth and soil
Chapitre I
100
conditions. Differences among cultivars were thus not influenced by soil and climatic factors
or cropping techniques. Measurements began in December (around 200 days after anthesis).
The second experiment was carried out in the following fruit set season (December
2012 to June 2013) in three different environments, in Corsica, Spain and Tunisia. Two early
(‘Navelina’, ‘Newhall Navel’), two mid-season (‘Washington Navel’, ‘Maltaise demi-
sanguine’) and two late (‘Navelate’ and ‘Lane late’) maturing orange cultivars were
investigated. The experiments were conducted in irrigated orchards at the INRA-CIRAD
citrus Germplasm Bank in Corsica (France, 42.1°N, 9°E), at the Instituto Valenciano de
Investigaciones Agrarias (IVIA) in Valencia (Spain, 39,4°N, 0.3°W) and in the “Société
Tunisienne de l'Agriculture Moderne” (SOTAM) in Tunis (Tunisia, 37°N, 11°W).
In Tunisia, the varieties were grafted onto sour orange (C. aurantium (L.)) rootstock
and in Spain and Corsica varieties were grafted onto ‘Carrizo’ citrange.
Samples were regularly harvested from December 2012 to July 2013. Ten to twelve fruits
were collected from three trees of each variety. Fruit were randomly selected all around the
canopy approximately 1.5 m from the ground.
Anthesis occurred during the first, second and fourth week of April in Tunisia, Spain and
Corsica, respectively. Because anthesis occurred at different dates, the same number of days
after anthesis at the three sites correspond to different calendar dates.
1.2. Climatic data
Daily climatic data (mean temperatures, global solar radiation, total rainfall and wind
speed) were recorded by an agro meteorological weather station located at each site.
Citrus fruit maturation is closely related to thermal summation (Reuther et al., 1973;
Stenzel et al., 2006). Depending on the plant investigated, degree days provide estimations of
rates of activity of biochemical processes as well as plant growth. This calculus is used to
predict tree life cycle, phenological stage, harvesting time and also pest activity (Harcourt,
1981). It is defined as the sum of mean daily temperatures above a base temperature and
below a maximum threshold temperature (Stenzel et al., 2006). In citrus, root, shoot and fruit
growth and development slow down considerably below 13°C (Bevington and Castle, 1985)
and above 36°C (Mendel, 1969). In our study, these temperatures were thus used as
thresholds, and temperatures below 13°C and above 36°C were discounted when calculating
Chapitre I
101
degree days. To calculate growing degree days, we used the formula proposed by (Hutton and
Landsberg, 2000):
Growing degree days = [(Tm+Tn)/2]-13°C;
where Tm is maximum air temperature and Tn is minimum air temperature. In addition to
growing degree days, the numbers of days below 13°C per month were calculated.
2.2. Soil conditions
Soil conditions differed among the three sites. Soils in Tunisia and in Spain was
calcareous and the soil pH was about 8.5 and 8 respectively. However in Corsica, the soil was
acid with a pH varying from 6 to 6.5. In terms of texture, Corsican soil is alluvial and
fersiallitic. In Spain, and in Tunisia, the soil is sandy loam.
2.3. Evaluation of external and internal fruit quality
Fruit samples were periodically analyzed for quality traits including weight, color,
firmness, juice percentage, total soluble solids (TSS), acidity (TA) and maturity index
(TSS/TA). An analytical balance was used to weigh the fruit and weight is expressed in
grams. The equatorial diameter and the peduncle thickness were measured using a digital
caliper (Mitutoya, Absolute digimatic) and dimensions are expressed in centimeters. In
Tunisia and Corsica, firmness was recorded with a digital penetrometer (Agrosta® 14) and in
Spain with a texturometer (INSTRON texturometer 3343). The color of the fruit rind was
measured with a CIE L*a*b under Hunter Lab colorimetric system using a Minolta CR-200
colorimeter (Minolta, Ramsey, NJ USA) at four points around the equatorial plane of the fruit.
Using these color parameters, a citrus color index (CCI = 1000 x a / (L x b)) was calculated
(Jiménez-Cuesta et al., 1982). Negative values of CCI mean green, positive values close to
zero yellow and high positive values mean reddish-orange. Fruit juice was extracted with an
electric juice extractor, filtered and immediately analyzed. The total acidity of the juice,
determined by titration using 0.1 N NaOH, was used as an indirect measurement of the citric
acid content and is expressed as grams of citric acid per 100 g of juice. The soluble solid
content was determined using a digital refractometer (RFM710) and is expressed as °Brix.
These quality attributes were measured in the laboratory at ambient temperature.
Chapitre I
102
2.4. Measurement of the Fruit Detachment Force (FDF)
In citrus, abscission of mature fruit takes place at the so called abscission zone-C (AZ-
C) located in the calyx between the fruit pericarp and the floral disc (Goren, 1993). The force
needed to separate the fruit from the calyx (the fruit detachment force, FDF) indicates how
strongly the fruit is attached to the tree. The FDF was measured every 15 days using a pull-
force gauge (Compact Gauge, Mecmesin) on samples of 10 fruits with a 10 cm long pedicel
collected from three different trees. The FDF is expressed in Newton (N).
2.5. Statistical analyses
Data were analyzed using Statistica10 and R software. FDF and fruit phenotypical
data were subject to analysis of variance using Newman-Keuls test for means separation. This
test was performed using 10 to 12 reps. In addition, simple correlation analysis was performed
using Spearman rank correlation coefficient to investigate relationships between the FDF and
fruit characteristics.
3. Results
3.1. Comparison of fruit detachment force in Corsica, Spain and Tunisia
The date of anthesis was used as the reference date to plot abscission kinetics and
changes in fruit parameters.
The fruit detachment force (FDF) was monitored throughout the maturation period in
‘Navelina’, ‘Washington navel’, ‘Maltaise demi-sanguine’ and ‘Navelate’ at the three sites
(Fig.1). From day 220 to day 300 after anthesis, FDF decreased quite rapidly in Spain and
Tunisia. The highest and lowest FDF values for ‘Navelina’, ‘Washington navel’ and
‘Navelate’ evaluated in Spain were 91-111-107 N and 47-51-53 N, respectively. In Tunisia,
the initial values (day 230 after anthesis) were below 100 N but decreased during maturation
to reach values below 20 N for ‘Washington navel’ and ‘Maltaise demi-sanguine’ (Fig. 1B,
C). In Corsica, the initial FDF values were quite low (around 55 N) at day 220 after anthesis
and did not change much during maturation, whatever the variety. Indeed at day 438 after
anthesis (July 2013), the six orange varieties investigated in the 2012/2013 season, had FDF
values higher than 40 N (Fig. A.1.A). Fruit drop occurred at the end of February in Spain and
at the end of March in Tunisia (300 and 330 days after anthesis, respectively).
Chapitre I
103
In Corsica some fruit were still attached to the trees 438 days after anthesis (July
2013) while in Spain and in Tunisia almost no fruit remained on the trees by the end of
March. Statistical analyses suggested that abscission estimated based on the FDF values
differed with the site (Table1). FDF decreased significantly in Tunisia and Spain but not in
Corsica (Table 2). Interestingly, previous results obtained in Corsica in the 2011/2012 season
showed that trends of FDF curves measured on a set of eight orange varieties were very
similar to results obtained in the 2012/2013 season (Fig. A.1.). The FDF of all the varieties
investigated remained almost the same during maturation until May, when the last
measurement was made. In some varieties including ‘Valencia late’ and ‘Washington navel’,
the FDF values measured in May were quite high, 80 N and 60 N, respectively.
Although the FDF measured in Corsica remained constant during maturation, this does not
mean that fruit did not drop. In Corsica, fruit shedding is less concentrated in time or at least
more spread out over time than in Tunisia and in Spain, where sudden massive fruit drop
occurred in the preharvest period.
3.2. Soil and climatic conditions in Corsica, Spain and Tunisia
The climatic data (cumulative degree days, mean temperature, global solar radiation,
total rainfall and maximum wind speed) recorded at the three sites are presented in figure 2.
Climatic factors differed considerably at the three sites, especially cumulative degree days
(Fig. 2A). In October, degree days were higher than 1800°C in Spain and Tunisia, whereas in
Corsica, this sum was only reached in June, i.e. eight months later. It is interesting to note that
cumulative degree-day plateau was recorded in November at all three sites. Also, close to the
preharvest drop period (i.e. day 280 after anthesis), trees cultivated in Spain and Tunisia had
reached respectively 400 and 900 degree days more than trees cultivated in Corsica (Fig. 2A).
Comparison of the mean temperature at the three sites showed a difference of 3°C to 4°C
between Tunisia and Corsica over the year (Fig. 2B). Differences between Corsica and Spain
ranged from 0°C to 3°C. During the fruit drop period, the difference in temperature was 3.5°C
between Tunisia and Corsica and 4°C between Spain and Corsica.
From April to the end of summer, trees were subjected to the same sum of global solar
radiation (Fig. 2C). Later on, at the beginning of fall and until the fruit drop period, about 500
more MJ m-2
were recorded in Spain than in Corsica and Tunisia (period from September
2012 to March 2013).
Chapitre I
104
From December to March, there were more cold days, i.e., with temperatures below 13
°C, in Corsica than in Spain and in Tunisia (Fig. 2D). From February, the number of cold
days decreased rapidly in Tunisia and Spain, whereas in Corsica, the number of cold days
only decreased in April.
Rainfall was very irregular especially in Corsica, ranging from 0 to 169 mm, with a
maximum in September. In the period from January to March, a second rainfall event was
recorded, and rainfall increased from 1 to 143 mm. In Spain and Tunisia, rainfall was similar
and did not exceed 60 mm per month from April to August 2012 (Fig. A. 2A). From January
to March - which corresponded to fruit abscission period in Spain and Tunisia - rainfall was
quite low (≤ 40 mm at both sites). Regarding wind, data showed that wind speeds in Tunisia
were never higher than 19 km/h in the 2012/2013 season, whereas wind speeds in Corsica and
Spain were much higher in the same period. In Spain, maximum wind speed ranged from 31
to 44 km/h and in Corsica wind speed reached more than 61 km/h in October and February
(Fig. A. 2B).
3.3. Comparison of fruit quality attributes and their evolution during the fruit
maturation and fruit drop period
Fruit weight, firmness and color index
Increase in firmness was monitored in ‘Navelina’, ‘Washington navel’, ‘Maltaise
demi-sanguine’ and ‘Lane late’ at the three sites (Fig. 3A, B, C, D). Fruit enlargement did not
change from day 200 to day 350 after anthesis, whatever the site and the orange variety,
except ‘Lane late’, which increased slightly in Corsica. Fruit weight tended towards a
maximum value (plateau) that differed for each variety. The maximum value of this trait
differed between the three sites, particularly for 'Washington navel' and 'Lane Late', but did
not affect the general trend in the evolution of this character.
It is worth noting that the differences observed were not correlated with the changes
observed in the FDF, which consequently does not appear to play a determining role in
changes in fruit weight, firmness and color index at these sites. Firmness was monitored in
four orange varieties in Corsica and in Tunisia during the period of fruit maturation (Fig. 3 E,
F, G, H). At these two sites, fruit firmness decreased during maturation. Oranges cultivated in
Corsica were always less firm than oranges grown in Tunisia. The color index of varieties
cultivated in Corsica and Spain increased until 250-280 days after anthesis and then remained
constant (Fig 4). In Corsica, whatever the variety, the CCI values of the pericarp were always
Chapitre I
105
slightly higher than in Spain, indicating a more orange-colored rind. In Spain, the color of the
fruit rind did not change during fruit abscission (from 270 to 300 days after anthesis).
Juice percentage, TSS, acidity and fruit maturity index
Changes in the juice percentage of ‘Navelina’, ‘Maltaise demi-sanguine’, and ‘Lane
late’ orange varieties were also monitored (Fig. 5B). Juice percentage was similar at the three
sites and remained constant throughout the maturation period.
Changes in TSS values were similar at the three sites: a slight increase was observed
in all the varieties (Fig. 5E, F, G, H). In Corsica and Tunisia, TSS increased during maturation
in ‘Navelina’, ‘Washington navel’ and ‘Lane late’ (Table 2). In Spain, TSS increased in
‘Navelina’ and remained constant in ‘Washington navel’ (Table 2).
Acidity decreased during maturation at all three sites but the range of values was
bigger in Corsica than in Tunisia and Spain (Table 2). Indeed, acidity values higher than 2
g/100 g of juice were still recorded in ‘Navelina’ in Corsica on day 250 after anthesis. With
the exception of ‘Washington navel’, which had the same rate of acidity in Tunisia and in
Corsica at the end of maturation, acidity values in oranges cultivated in Tunisia were lower
throughout the maturation period (Fig. 5I, J, K, L). The maturity index increased during
maturation at all three sites (Table 2), but changed much more rapidly in Tunisia than in
Corsica and in Spain in all varieties (Fig. 5M, N, O, P). Indeed, on day 250 after anthesis, the
maturity index of ‘Navelina’ was about 20 in Tunisia and continued to increase, while in
Corsica and Spain it remained below 5 and 10 respectively, over the same period. In Corsica,
changes in the maturity index in ‘Washington navel’ and ‘Maltaise demi-sanguine’ were
limited up to day 250 after anthesis, after which it increased rapidly from 8 to 19 for
‘Washington navel’ and from 5 to 10 for ‘Maltaise demi-sanguine’. The maturity index
continued to increase in Corsica during the period of fruit abscission, whereas in Spain and
Tunisia, it remained constant.
Correlations between maturation, the environment, and fruit abscission
Spearman rank correlation coefficients were calculated to evaluate whether fruit
maturation impacts fruit abscission. The Spearman rank correlation coefficients were very
low in all the varieties studied in Spain, Tunisia and Corsica (Table 3). Comparison of the
TSS and changes in acidity during maturation as well as of changes in FDF showed that TSS
and acidity parameters evolved in the same way in the varieties that had a low (respectively
high) FDF by the end of maturation (Table2).
Chapitre I
106
4. Discussion
4.1.Impact of the environment on abscission evaluated via changes in fruit traits and in
fruit maturation
Environment-generated variability was observed among the sites in terms of fruit
orange weight, firmness, fruit rind color, acidity and TSS. These differences are explained by
the influence of environmental factors on fruit quality attributes, as previously documented
for fruit size (Marsh et al., 1999), rind color break and color intensity (Spiegel-Roy and
Goldschmidt, 1996), percentage of fruit juice (Chelong and Sdoodee, 2013), juice acidity,
sugar content and TA/TSS ratio Hutton and Landsberg (2000); (Richardson et al., 1997;
Utsunomiya et al., 1982). However, in Corsica, differences in fruit maturation did not appear
to be associated with the constant FDF. Indeed, in varieties with a similar weight at the end of
the experiment (e.g. ‘Navelina’ and ‘Navelate’) in Corsica and in Spain, the FDF decreased
only in Spain, even though in Corsica, quality attributes including firmness and the color
index did change during maturation. Moreover, the similarity of the juice percentage in the
majority of oranges at all three sites suggests no correlation between the accumulation of juice
and changes in FDF during maturation. In contrast to our results, Pozo et al. (2007) found a
positive correlation between FDF and the juice percentage in mature Valencia orange fruit. In
our study, differences in acidity and in the maturity index did not explain the observed
differences in FDF. Therefore, FDF was not influenced by the physical fruit traits we
investigated (fruit weight, firmness and color index) nor by primary metabolites (TSS and TA
and maturity stage TSS/TA). In the oranges we studied at the three sites in the years
2011/2012 and 2012/2013, correlations between FDF and phenotypic traits such as fruit
weight, color index, firmness, juice percentage, acidity, TSS and maturity index were mostly
not consistent, as evidenced by the mainly non-significant or low Spearman rank correlation
coefficients. The low correlations prevent us from demonstrating that fruit maturation has an
impact on fruit abscission.
4.2.Impact of the environment on abscission
The results of two studies, one conducted in Spain in 2005/2006 by Tadeo et al. (2007)
and the other in Corsica in 2011/2012/2013, suggested that FDF trends are similar over the
years at a given site. Therefore, we tried to identify environmental factors that could influence
fruit abscission.
Chapitre I
107
The soil characteristics are not the same at our three study sites. To avoid possible
abiotic constraints, citrus are grafted onto a rootstock (Praloran, 1971), which affects the
physiology of the whole tree (e.g. tree vigor) or fruit quality. Grafting can also increase
resistance to biotic and abiotic constraints (Castle et al., 1993) and may promote holding fruit
by the tree (Hodgson, 1967). It is possible that the type of rootstock we used may have
impacted the changes in FDF. However, in Spain and Corsica, the varieties were grafted on
the same rootstock (‘Carrizo’ citrange) and FDF decreased in Spain whereas it remained
constant in Corsica. This suggests that on its own, ‘Carrizo’ citrange rootstock, cannot explain
the difference in the evolution of FDF we observed in Spain and in Corsica. A study by Wirch
et al., (2009) showed that in sweet cherry, the type of rootstock could affect fruit quality but
not FDF
The orchards used in this study were irrigated to avoid stress caused by a water deficit
during the dry period. Consequently, any rainfall that may have occurred did not change the
water status of the trees. Furthermore, no water logging, which could have triggered fruit
abscission (Iglesias et al., 2007), was observed during the period before fruit shedding.
Despite the fact the orchards are surrounded by tree windbreaks to limit the impact of wind on
fruit drop, a strong gust of wind can still cause extensive fruit drop (Addicott, 1982; El-
Otmani et al., 2011). However, this was not observed during the fruit shedding period in
Tunisia. It is important to note that fruit in Corsica were subjected to stronger winds during
the abscission period than at the two other sites, and that the fruit remained attached in the
tree until July (~ day 438 after anthesis). Thus, rainfall events and wind were ignored as
possible factors influencing the citrus fruit drop observed during our experiment.
Addicott (1982) reported that fruit shedding can be affected by several environmental
factors such as light and temperature.
In our study, there was no difference in global solar radiation between Tunisia and
Corsica all year round, i.e., including the fruit maturation period. So, at two sites with similar
global solar radiation, we observed different trends of FDF suggesting that abscission is not
affected by this climatic factor.
Temperature and plant development are related by the thermal summation or
cumulated degree days the plant needs to reach the maturity (Reuther et al., 1973; Spiegel-
Roy and Goldschmidt, 1996). Thus, degree days are quite a good parameter to evaluate fruit
maturity. As heat unit influences fruit maturation, we expected cumulated degree days to
Chapitre I
108
influence fruit abscission, as suggested by the observations we made in the present study.
However, data analysis failed to confirm this hypothesis. In fact in November, trees grown in
Corsica, Spain and Tunisia cumulated 1,400, 1,800 and 2,300 degree days, respectively.
Degree day curves then remained constant until February-March and increased thereafter.
Thus, one possible hypothesis is that abscission occurs beyond a threshold of 1,800 degree
days. Under this hypothesis, fruit would be shed much sooner in Spain and Tunisia. In
Corsica, based on the remaining fruit on trees, fruit had been exposed to 1,800 degree days in
June, i.e., 13 months after anthesis, and no massive fruit drop or change in FDF was observed.
Moreover, in tropical climates with strong light irradiance, such in Reunion Island (at the
CIRAD research station in St Pierre) or in the French West Indies (at the CIRAD research
station in Capesterre, Guadeloupe), severe orange fruit drop has never been reported. Taken
together, these results suggest that the accumulation of heat units cannot be considered to
have a direct impact on fruit shedding.
Temperature is known to be a limiting factor for the growth and development of citrus
trees. The growth of all citrus tree organs has been shown to slow down below 13°C (Spiegel-
Roy and Goldschmidt, 1996) and cold hardening starts in citrus at about this temperature
(Yelenosky, 1978). In Corsica, citrus trees exposed to a long period with mean temperatures
below 13 °C stopped their vegetative development. In Spain and especially in Tunisia, there
were fewer days below 13 °C during winter than in Corsica. Concomitantly with fruit
shedding, which, in Spain and Tunisia, occurred in February/March, the number of cold days
suddenly decreased while temperatures increased and became favorable for vegetative
growth. This transition from dormancy to vegetative growth is characterized by high
carbohydrate demands in trees that may not be satisfied by current photosynthesis (Bustan and
Goldschmidt, 1998). By causing defoliation of the tree, Gómez-Cadenas et al., (2000) showed
that nutrient shortage led to fruit abscission, which was promoted by an increase in ABA and
ethylene contents. An indirect relation between the increase in temperature and the decrease
in FDF can thus be hypothesized. Under this hypothesis, a rapid change from a low
temperature to a higher temperature (13°C) at the end of winter would indirectly favor
abscission by causing a carbon shortage. Conversely, a longer period of lower temperatures
would delay carbon shortage and the decrease in FDF. However, it is important to note that in
Corsica, although the change from days below 13°C to days above 13°C occurred in April
(i.e. two months later), no massive fruit abscission was triggered. Consequently, other factors
are required to explain this phenomenon.
Chapitre I
109
The flowering and fruit set period is characterized by an increase in endogenous plant
hormones including auxin, gibberellin (Crane, 1969; Goldschmidt, 1976; Hofman, 1990;
Kojima, 1996; Talon et al., 1990) and in carbohydrates (Iglesias et al., 2007; Tadeo et al.,
2008). In Corsica, tree flowering and fruit set occur from April to May and coincide with a
return to favorable vegetative conditions. In Tunisia and in Spain, the drop in FDF occurs
before flowering and fruit set and thus before the associated changes in the hormone balance.
This hypothesis is in agreement with the work of Yuan et al. (2003), who showed that a
period when mature ‘Valencia’ oranges were resistant to abscission occurred in late April and
early May during the harvest season in Florida. These growing young tissues are
characterized by a high level of endogenous plant hormones (Hofman, 1990; Plummer et al.,
1991). Yuan et al. (2001; 2003) proposed that the lower responsiveness of mature fruit to
ethylene application was due to the increase in the concentration of auxin and to the decrease
in the concentration of ABA in the abscission zones.
5. Conclusion
Our results suggest that fruit abscission is strongly influenced by environmental
factors but not by the maturation parameters we studied. Indeed, the correlations between
FDF and fruit attributes were low, suggesting the two phenomena are not related. We thus
hypothesize that factors such as carbohydrate shortage or changes in the hormone balance
changes are likely associated with the sudden orange drop.
Acknowledgements
This work is part of Hajer Khefifi’s PhD granted by CIRAD and INRA (France) and
the University of Carthage (Tunisia). We thank the “Société Tunisienne de l'Agriculture
Moderne” (SOTAM) for help with the experiments in Tunisia.
References
Addicott, F.T., 1968. Environmental factors in the physiology of abscission. Plant physiology
43, 1471.
Addicott, F.T., 1982. Abscission, illustrée ed, California.
Bain, J.M., 1958. Morphological, anatomical, and physiological changes in the developing
fruit of the Valencia orange, Citrus sinensis (L) Osbeck. Australian Journal of Botany 6, 1-23.
Baldwin, E., 1993. Citrus fruit, In: Seymour, G.B., Taylor, J.E., Tucker, G.A. (Eds.),
Biochemistry of fruit ripening. Springer Netherlands, England, pp. 107-149.
Chapitre I
110
Barry, G.H., van Wyk, A.A., 2006. Low-temperature cold shock may induce rind colour
development of 'Nules Clementine'mandarin (Citrus reticulata Blanco) fruit. Postharvest
biology and technology 40, 82-88.
Bevington, K.B., Castle, W.S., 1985. Annual root growth pattern of young citrus trees in
relation to shoot growth, soil temperature, and soil water content. Journal of the American
Society for Horticultural Science 110, 840-845.
Brown, K.M., 1997. Ethylene and abscission. Physiologia Plantarum 100, 567-576.
Bustan, A., Goldschmidt, E., 1998. Estimating the cost of flowering in a grapefruit tree. Plant,
Cell & Environment 21, 217-224.
Castle, W., Tucker, D., Krezdorn, A., Youtsey, C., 1993. Rootstocks for Florida citrus:
rootstock selection, the first step success, 2nd ed. University of Florida, Inst. Food Agr. Sci.,
Gainesville.
Chelong, I.-a., Sdoodee, S., 2013. Effect of Climate Variability and Degree-Day on
Development, Yield and Quality of Shogun (Citrus reticulata Blanco) in Southern Thailand.
Kasetsart Journal (Natural Science) 47, 333-341.
Crane, J.C., 1969. The role of hormones in fruit set and development. HortScience 4, 1969-
1970.
Dhuique-Mayer, C., Fanciullino, A.-L., Dubois, C., Ollitrault, P., 2009. Effect of genotype
and environment on citrus juice carotenoid content. Journal of agricultural and food chemistry
57, 9160-9168.
El-Otmani, M., Ait-Oubahou, A., Zacarias, L., 2011. Citrus spp :orange, mandarin, tangrine,
clementine, grapefruit, pomelo, lemon and lime, In: Yahia, E. (Ed.), Postharvest biology and
technology of tropical and subtropical fruit. Woodhead Publishing, Mexico, pp. 437-515.
El-Otmani, M., M'Barek, A.A., Coggins Jr, C.W., 1990. GA3 and 2,4-D prolong on-tree
storage of citrus in Morocco. Scientia Horticulturae 44, 241-249.
Estornell, L.H., Agustí, J., Merelo, P., Talón, M., Tadeo, F.R., 2013. Elucidating mechanisms
underlying organ abscission. Plant Science 199, 48-60.
Goldschmidt, E., 1976. Endogenous growth substances of Citrus tissues. HortScience 11, 95-
99.
Goldschmidt, E., 2000. Reassessment of climatic effects on fruit maturation in Citrus towards
the development of a fruit maturation and quality model, Proc. Int. Soc. Citriculture, pp. 300-
302.
González-Carranza, Z.H., Lozoya-Gloria, E., Roberts, J.A., 1998. Recent developments in
abscission: shedding light on the shedding process. Trends in Plant Science 3, 10-14.
Chapitre I
111
Goren, R., 1993. Anatomical, physiological, and hormonal aspects of abscission in citrus.
Hort. Rev 15, 145-182.
Harcourt, D., 1981. A thermal summation model for predicting seasonal occurrence of the
alfalfa weevil, Hypera postica (Coleoptera: Curculionidae), in southern Ontario. The
Canadian Entomologist 113, 601-605.
Hodgson, R.W., 1967. Horticultural varieties of citrus, In: Reuther, W., Webber, H.J.,
Batchelor, L.D. (Eds.), The citrus industry. Univ. of California Press, Riverside, pp. 431–591.
Hofman, P.J., 1990. Abscisic acid and gibberellins in the fruitlets and leaves of
‘Valencia’orange in relation to fruit growth and retention. Scientia Horticulturae 42, 257-267.
Hutton, R.J., Landsberg, J.J., 2000. Temperature sums experienced before harvest partially
determine the post-maturation juicing quality of oranges grown in the Murrumbidgee
Irrigation Areas (MIA) of New South Wales. Journal of the Science of Food and Agriculture
80, 275-283.
Iglesias, D.J., Cercós, M., Colmenero-Flores, J.M., Naranjo, M.A., Ríos, G., Carrera, E.,
Ruiz-Rivero, O., Lliso, I., Morillon, R., Tadeo, F.R., 2007. Physiology of citrus fruiting.
Brazilian Journal of Plant Physiology 19, 333-362.
Jacquemond, C., Curk, F., Heuzet, M., 2013. Les clémentiniers et autres petits agrumes, Quae
ed, Versaille, France.
Jiménez-Cuesta, M., Cuquerella, J., Martinez-Javaga, J., 1982. Determination of a color index
for citrus fruit degreening, in: Matsumoto, H. (Ed.), Proceedings of the International Society
of Citriculture/[International Citrus Congress, Tokyo, Japan, pp. 750-753.
Kijas, J.M.H., Thomas, M.R., Fowler, J.C.S., Roose, M.L., 1997. Integration of trinucleotide
microsatellites into a linkage map of Citrus. Theoretical and Applied Genetics 94, 701-706.
Kimball, D.A., Box, C., 1984. Factors affecting the rate of maturation of citrus fruits,
Proceedings of the Florida State Horticultural Society, pp. 40-44.
Kojima, K., 1996. Changes of abscisic acid, indole-3-acetic acid and gibberellin-like
substances in the flowers and developing fruitlets of citrus cultivar ‘Hyuganatsu’. Scientia
horticulturae 65, 263-272.
Marsh, K., Richardson, A., Macrae, E., 1999. Early-and mid-season temperature effects on
the growth and composition of satsuma mandarins. Journal of Horticultural Science and
Biotechnology 74, 443-451.
Mendel, K., 1969. The influence of temperature and light on the vegetative development of
citrus trees, Proceedings International Citrus Symposium. University of California, Riverside,
pp. 259-265.
Chapitre I
112
Niederhuth, C.E., Cho, S.K., Seitz, K., Walker, J.C., 2013. Letting Go is Never Easy:
Abscission and Receptor‐Like Protein Kinases. Journal of integrative plant biology 55, 1251-
1263.
Patt, J., Carmeli, D., Zafrir, I., 1966. Influence of soil physical conditions on root
development and on productivity of citrus trees. Soil Science 102, 82-84.
Plummer, J.A., Mullins, M.G., Vine, J.H., 1991. Seasonal changes in endogenous ABA and
IAA and the influence of applied ABA and auxin in relation to shoot growth and abscission in
Valencia Orange (Citrus sinensis (L.) Osbeck). Plant growth regulation 10, 139-151.
Pozo, L., Malladi, A., John-Karuppiah, K.-J., Lluch, Y., Alferez, F., Burns, J.K., 2007. Daily
fluctuation in fruit detachment force of ‘Valencia’orange is related to time of day,
temperature, relative humidity, fruit weight and juice percentage, Proceedings of the Florida
State Horticultural Society, pp. 41-44.
Praloran, J.-C., 1971. Les agrumes, G.-P. Maisonneuve & Larose ed.
Racskó, J., Leite, G., Petri, J., Zhongfu, S., Wang, Y., Szabó, Z., Soltész, M., Nyéki, J., 2007.
Fruit drop: The role of inner agents and environmental factors in the drop of flowers and
fruits. International Journal of Horticultural Science 13, 13-23.
Reuther, W., Nauer, E., Summers, L., 1973. Effects of seasonal temperature regimes on
development and maturation of citrus fruits, Proc. Intl. Soc. Citricult, pp. 63-71.
Richardson, A.C., Marsh, K., Macrae, E., 1997. Temperature effects on satsuma mandarin
fruit development. Journal of Horticultural Science 72, 919-929.
Roongruangsri, W., Rattanapanone, N., Leksawasdi, N., Boonyakiat, D., 2013. Physico-
chemical Changes During Growth and Maturation of Tangerine Fruit cv.‘Sai Nam
Phueng’and ‘See Thong’.
Soule, J., Grierson, W., 1986. Maturity and grade standards. Fresh Citrus Fruits. Wardowski,
WF, S. Nagy, W. Grierson (eds) AVI Pub. Co., Westport CT, 23-48.
Spiegel-Roy, P., Goldschmidt, E.E., 1996. Reprodutive physiology: flowering and fruiting,
In: press, C.u. (Ed.), The biology of citrus, Cambridge, UK, pp. 70-118.
Stenzel, N.M.C., Neves, C.S.V.J., Marur, C.J., Scholz, M.B.d.S., Gomes, J.C., 2006.
Maturation curves and degree days accumulation for fruits of'Folha Murcha'orange trees.
Scientia Agricola 63, 219-225.
Syvertsen, J., Levy, Y., 2005. Salinity interactions with other abiotic and biotic stresses in
citrus. HortTechnology 15, 100-103.
Chapitre I
113
Tadeo, F., Simó, A., Agustí, J., Merelo, P., Fuente, D.J.I., 2007. La abscisión de frutos
maduros en naranjos dulces del grupo navel correlaciona con la acumulación de azúcares en
el zumo. Levante Agrícola: Revista internacional de cítricos, 393-402.
Tadeo, F.R., Cercós, M., Colmenero‐Flores, J.M., Iglesias, D.J., Naranjo, M.A., Ríos, G.,
Carrera, E., Ruiz‐Rivero, O., Lliso, I., Morillon, R., 2008. Molecular physiology of
development and quality of citrus. Advances in Botanical Research 47, 147-223.
Talon, M., Zacarias, L., Primo‐Millo, E., 1990. Hormonal changes associated with fruit set
and development in mandarins differing in their parthenocarpic ability. Physiologia Plantarum
79, 400-406.
Taylor, J.E., Whitelaw, C.A., 2001. Signals in abscission. New Phytologist 151, 323-340.
Terol, J., Conesa, A., Colmenero, J.M., Cercos, M., Tadeo, F., Agustí, J., Alós, E., Andres, F.,
Soler, G., Brumos, J., 2007. Analysis of 13000 unique Citrus clusters associated with fruit
quality, production and salinity tolerance. BMC genomics 8, 31.
Utsunomiya, N., Yamada, H., Kataoka, I., Tomana, T., 1982. The effect of fruit temperatures
on the maturation of satsuma mandarin (Citrus unshiu Marc.) fruits. Journal of the Japanese
Society for Horticultural Science (Japan) 51, 135–141.
Wirch, J., Kappel, F., Scheewe, P., 2009. The effect of cultivars, rootstocks, fruit maturity and
gibberellic acid on pedicel retention of sweet cherries (Prunus avium L.). Journal of the
American Pomological Society 63, 108-114.
Yelenosky, G., 1978. Freeze survival of Citrus trees in Florida. Plant Cold Hardiness and
Freezing Stress 1, 297-311.
Yuan, R., Kender, W.J., Burns, J.K., 2003. Young Fruit and Auxin Transport Inhibitors
Affect the Response of MatureValencia'Oranges to Abscission Materials via Changing
Endogenous Plant Hormones. Journal of the American Society for Horticultural Science 128,
302-308.
Chapitre I
114
Table 1: Probability of a site effect on fruit attributes at the three sites (A), in Corsica and
Tunisia by the end of January (B) and in Corsica and Tunisia by the end of February (C)in
2012/2013. Data are means (n=12).*, **, ***indicate significance levels at P <0.01, P <0.001
and P < 0 respectively.
FDF (N) Fruit weight
(g)
Juice
percentage
Firmness
(Kg/cm2)
TSS (°Brix) Acidity
(g/100g) Maturity index
(A) Corsica/Spain/Tunisia
5.9e-08 *** 2.8e-09*** 0.001131 ** 0.000153*** 2.3e-12 *** < 2e-16 *** < 2e-16 ***
(B) Corsica/Tunisia
5.1e-13 *** 2.2e-13 *** 1.7e-06 *** 0.00010 *** 0.02503 * < 2e-16 *** < 2e-16 ***
(C) Corscia/Tunisia
5.9e-08 *** 3.6e-09 *** 1.5e-11 *** 0.000180*** 1.2e-12 *** 2.2e-05 *** 4.0e-05 ***
Table 2: Statistical analysis of variations in parameters during maturation in 2012/2013.
Variety Date
Fruit
weight
(g)
Juice
percentage
Color
index
FDF
(N)
TSS
(°Brix)
Acidity
(g/100g)
Maturity
index
Firmness
(Kg/cm2)
Corsica
Maltaise ½
sanguine
Date1 175a 43b 81a 44a 9.3a 2.0b 5a 5a
Date2 222b 38a 49b 41a 9.6a 0.9a 10b 4a
Navelate Date1 208a 39b 1a 57a 8a 1.9b 4a 6a
Date2 257b 35a 42b 57a 9.7b 0.7a 14b 5a
Newhall
navel
Date1 213a 39b 23a 55a 10.0a 1.3b 8a 8a
Date2 251b 32a 63b 41a 10.4a 0.6a 17b 4b
Lane late Date1 325a 37a -22a 66a 7.5a 1.7b 4a 12b
Date2 383b 36a 38b 56a 9.4b 0.6a 14b 8a
Navelina Date1 223a 38b 35a 59a 9.7a 2.3b 4a 6a
Date2 280b 34a 54b 46a 10.6b 0.8a 14b 4b
Washington
navel
Date1 291a 41b 15a 61a 8.2a 1.2b 6a 5b
Date2 362b 27a 44b 60a 9.4b 0.4a 19b 3a
Spain
Navelate Date1 204a 39a 0a 107b 11.1a 1.7b 6a -
Date2 221a 39a 9b 53a 13.8b 0.9a 14a -
Navelina Date1 251a 37a 11a 91b 12.3a 1.4a 8a -
Date2 257a 37a 15b 47a 12.9b 1.5a 9b -
Chapitre I
115
Washington
navel
Date1 224a 38a 4.6a 111b 11.2a 1.6b 7a -
Date2 240a 41b 10b 51a 11.3a 1.2a 9b -
Tunisia
Maltaise ½
sanguine
Date1 178a 46b - 60b 8.3a 1b 8a 10b
Date2 181a 43a - 10a 9.1b 0.9a 10b 6a
Newhall
navel
Date1 197a 47b - 58b 7.9a 0.7a 13a 9b
Date2 244b 41a - 14a 9.8b 0.6a 14b 8a
Lane late Date1 195a 39a - 112b 9.2a 0.8b 11a 11b
Date2 247b 38a - 48a 12.5b 0.5a 18b 10a
Navelina
Date1 184a 40a - 61b 10.7a 0.5b 19a 7b
Date2 189a 37a - 24a 10.8a 0.4a 25b 5a
Washington
navel
Date1 187a 42b - 66b 10.4a 0.9b 11a 9b
Date2 206a 39a - 14a 11.4b 0.6a 17b 7a
(-) no data shown, Date1: Nov. 21, 2012, Date 2: Feb. 13, 2013
Table 3. Spearman rank correlation coefficients between FDF and fruit parameters measured
in February 2013 in orange varieties cultivated in Corsica, Spain and Tunisia (values in bold
are statistically significant).
Site
Fruit
weight
(g)
Juice
percentage
TSS
(°Brix)
Acidity
(g/100g)
Maturity
index
Firmness
(Kg/cm2)
Color index
Corsica 0.05 -0.13 -0.12 0.03 -0.06 0.37 -0.41
Spain -0.09 -0.03 0.13 -0.29 0.25 - -0.31
Tunisia 0 0.09 -0.35 -0.04 -0.03 0.38 -
Chapitre I
116
Time (Days after anthesis)
250 300 350 400
Fru
it D
eta
ch
me
nt
Fo
rce (
N)
0
20
40
60
80
100
120A Maltaise demi-sanguine
250 300 350 400
Washington navel
250 300 350 400
Navelate
250 300 350 400
DBNavelina C
Fig. 1. FDF kinetics during fruit maturation in Corsica (▼), Spain (●) and Tunisia (■). FDF
was measured in A) ‘Navelina’, B) ‘Washington navel’, C) ‘Maltaise demi-sanguine’ and D)
‘Navelate’. Values are means ± SE (n=12). Anthesis occurred in the first, second and fourth
week of April 2012 in Tunisia, Spain and Corsica, respectively. Day 250 after anthesis thus
corresponds to 01/04/2013 in Corsica, 12/20/2012 in Spain, and 15/12/2012 in Tunisia.M
ea
n t
em
pera
ture
(°C
)
5
10
15
20
25B
04-1
205-1
206-1
207-1
208-1
209-1
210-1
211-1
212-1
201-1
302-1
303-1
304-1
305-1
306-1
3
Glo
ba
l s
ola
r ra
dia
tio
n (
MJ
m-2
)
0
1000
2000
3000
4000
5000
6000
7000
8000C
04-1
205-1
206-1
207-1
208-1
209-1
210-1
211-1
212-1
201-1
302-1
303-1
304-1
305-1
306-1
3
Nu
mb
er
of
da
ys
be
low
13
°C
0
5
10
15
20
25
30D
A
Cu
mu
lati
ve
de
gre
e-d
ays
(°C
)
500
1000
1500
2000
2500
3000
a
b
a
b
c
a
b
c
a
b
c
a
b
c a
b
a
b
a
b
a
b
a
b
c
abc
c
a
a
b
a
b
c
a
b
c
a
b
a
b
c
a
b a
b
a
b
Fig. 2. Climatic data recorded during the 2012/2013 season in Corsica (▼), Spain (●) and
Tunisia (■). A) Monthly variation in cumulative degree days (°C). B), Mean temperature
(°C). C) Global solar radiation (MJ m -2
). D) Number of days with temperatures below 13°C.
Chapitre I
117
240 280 320
G
Time (Days after anthesis)
240 280 320240 280 320
Fir
me
ne
ss
(K
g/c
m2
)
2
4
6
8
10
12
240 280 320
Washington navel Lane lateMaltaise demi-sanguineB C DNavelina
Fru
it w
eig
ht
(g)
100
150
200
250
300
350
400
450A
HE F
Fig. 3. Fruit weight and firmness measured in different orange varieties during maturation in
Corsica (▼), Spain (●) and Tunisia (■). Fruit weight was measured in A) ‘Navelina’, B)
Washington navel, C) ‘Maltaise demi-sanguine’ and D) ‘Lane late’. Firmness was measured
in E) ‘Navelina’, F) ‘Washington navel’, G) ‘Maltaise demi-sanguine’ and H) ‘Lane late’.
Values are means ± SE (n=12). Anthesis occurred in the first, second and fourth week of
April, 2012 in Tunisia, Spain and Corsica respectively.
Day 250 after anthesis thus corresponds to 01/04/2013 in Corsica, 12/20/2012 in Spain, and
15/12/2012 in Tunisia.
240 280 320
Co
lor
ind
ex (
CC
I)
0
10
20
30
A
Time (Days after anthesis)
240 280 320
B
240 280 320
CNavelina Washington navel Navelate
Fig. 4.Color index measured in different oranges varieties during maturation in Corsica (▼),
Spain (●) and Tunisia (■). The color index was measured in A) ‘Navelina’, B) ‘Washington
navel’, C) ‘Navelate’. Values are means ± SE (n=12). Anthesis occurred the first, second and
Chapitre I
118
fourth week of April 2012 in Tunisia, Spain and Corsica respectively. Day 250 after anthesis
thus corresponds to 01/04/2013 in Corsica, 12/20/2012 in Spain, and 15/12/2012 in Tunisia.
TS
S (
°Bri
x)
2
4
6
8
10
12
14
Acid
ity (
g/1
00g
)
1
2
3
Maltaise demi-sanguine
Time (Days after anthesis)
240 280 320
Navelina
Ju
ice p
erc
en
tag
e (
%)
10
20
30
40
50Washington navel Lane late
240 280 320240 280 320
Matu
rity
in
dex (
TS
S/T
A)
0
5
10
15
20
25
30
240 280 320
B
GE
C
L
M
H
O P
D
J
F
A
KI
N
Fig. 5. Fruit quality criteria measured in different orange varieties during maturation in
Corsica (▼), Spain (●) and Tunisia (■). Juice percentage measured in A) ‘Navelina’, B)
‘Washington navel, C) ‘Maltaise demi-sanguine’ and D) ‘Lane late’. TSS measured in E)
‘Navelina’, F) ‘Washington navel’, G) ‘Maltaise demi-sanguine’ and H) ‘Lane late’. Acidity
measured in I) ‘Navelina’, J) ‘Washington navel’, K) ‘Maltaise demi-sanguine’ and L) ‘Lane
late’. The maturity index calculated for M) ‘Navelina’, N) ‘Washington navel’, O) ‘Maltaise
demi-sanguine’, P) ‘Lane late’. Values are means ± SE (n=12). Anthesis occurred in the first,
second and fourth week of April, 2012 in Tunisia, Spain and Corsica, respectively. Day 250
after anthesis thus corresponds to 01/04/2013 in Corsica, 12/20/2012 in Spain, and
15/12/2012 in Tunisia
Chapitre I
119
Appendix
150 200 250 300 350 400 450
B
250 300 350 400
Fru
it D
eta
ch
men
t F
orc
e (
N)
20
40
60
80
100A 2011/20122012/2013
8569
Fig. A 1. FDF kinetics in Corsica during fruit maturation in two consecutive seasons. A) In
2012/2013, FDF values measured over time in ‘Maltaise demi-sanguine’ (●), ‘Navelate’ (▲),
‘Lane late’ (♦), ‘Navelina’ (▼), ‘Washington navel’ (■) and ‘Newhall navel’ (×). B) In
2011/2012, FDF was measured over time in ‘Moro’ (׀),‘Navelate’ (●), ‘Hamlin’ (×),
‘Salutiana’ (■), ‘Shamouti’ (▬), ‘Navelina’ (♦), ‘Valencia late’ (▼) and ‘Washington navel’
(▲).Values are means ± SE (n=12). Anthesis occurred in the third week of April in 2011 and
in the fourth week of April in 2012.
04-1
205
-12
06-1
207
-12
08-1
209
-12
10-1
211
-12
12-1
201
-13
02-1
303
-13
04-1
305
-13
06-1
3
Maxim
um
win
d s
peed
(K
m/h
)
0
10
20
30
40
50
60
70
a
b
c
a
b
c
a
b
c
a
b
b
a
b
a
b
b
a
b
c
a
b
c
04-1
205
-12
06-1
207
-12
08-1
209
-12
10-1
211
-12
12-1
201
-13
02-1
303
-13
04-1
305
-13
06-1
3
Rain
fall
(m
m)
0
20
40
60
80
100
120
140
160
180
a
a
b
b
c
a
b
c
a
b
a
b
a
b
c
a a
A B
Fig. A. 2. Climatic data recorded during the 2012/2013 season in Corsica (▼), Spain (●) and
Tunisia (■). A) Rainfall (mm), B) Maximum wind speed (Km/h).
120
Chapitre II
Etablissement des cartes génétiques
Chapitre II
121
1. Introduction
La cartographie génétique permet de caractériser le nombre de chromosomes et leur
longueur. Elle représente ainsi un des volets du programme de l’amélioration génétique
(Samouelian et Gaudin, 2009). Cette approche est une nouvelle alternative chez les agrumes
cultivés pour s’affranchir de certaines contraintes de la reproduction à savoir, l’apomixie, la
forte hétérozygotie et la longueur de la phase juvénile et faciliter ainsi les schémas
d’amélioration (Ollitrault et Luro, 1995). Néanmoins la cartographie génétique ne permet pas de
réduire la phase juvénile mais est un outil pour sélectionner uniquement les hybrides qui
présentent le génotype exprimant le caractère souhaité. Cet outil réduit donc les coûts en
éliminant les hybrides aux phénotypes inadéquats.
La cartographie génétique a été largement développée chez de nombreuses espèces
végétales telles que le blé (Gupta et al., 2002; Hirel et al., 2004), le pommier (Liebhard et al., 2003), la
tomate (Tanksley et al., 1992), le poirier (Wu et al., 2014). Cependant, chez les agrumes le
développement de cette approche fut plus lent. La première carte de référence d’un agrume
n’ayant été publiée qu’en 2012 (Ollitrault et al., 2012).
Les premières cartes développées ont été construites à l’aide des marqueurs dominants
et étaient de faible densité. En outre les premières populations étudiées étaient d’effectif
restreint et issues de croisements inter-génériques car s’adressaient plus particulièrement à
l’amélioration des porte-greffes via la recherche de tolérances à des maladies ou à des
contraintes abiotiques (Roose, 2007). En revanche, avec les progrès technique et grâce au
développement de marqueurs codominants, SSR et SNP, de nouvelles cartes ont été établies.
Certaines cartes ont été réalisées à partir de descendances de croisements interspécifiques
(Talon et Gmitter, 2008). Néanmoins, leur densité était toujours faible (Ollitrault et al., 2012). La
qualité d’une carte d’un génome se juge par sa densité, sa saturation, sa longueur ainsi que par
le nombre et le type des marqueurs (Samouelian et Gaudin, 2009). La première carte de référence
chez les agrumes a été réalisée dans le cadre d’une coopération internationale émanant du
Consortium International de Génétique des Agrumes (ICGC en anglais
http://www.citrusgenome.ucr.edu/) (Ollitrault et al., 2012). Cette carte a été établie pour le
génome du clémentinier à partir de deux populations issues du croisement pamplemoussier x
clémentinier et de son réciproque. Les marqueurs moléculaires utilisés furent principalement
des marqueurs SNP (plus de 600) mais aussi des marqueurs Indel et SSR. Les marqueurs
utilisés (environ 1000) se répartissent sur 9 groupes de liaison, c’est-à-dire autant que de
chromosomes de base. La carte peut être qualifiée de saturée. L’espace moyen entre les
Chapitre II
122
marqueurs est égal à 1.13 Cm. Plus tard grâce à l’analyse par ces mêmes marqueurs
cartographiés, de la restitution de l’hétérozygotie parentale dans les demie-tétrades à l’origine
des diplo-gamètes, a permis de déduire la position des centromères (Aleza et al., 2015).
L’exploitation de l’information génétique contenue dans cette carte devrait permettre
de localiser sur les chromosomes des gènes ou des locus impliqués dans des fonctions
physiologiques connues. Elle permettra aussi de comparer la structure des génomes d’espèces
différentes mais aussi d’analyser la génétique des caractères d’intérêt agronomique.
C’est dans ce contexte que s’inscrit ce travail qui a pour premier objectif l’élaboration
d’une carte génétique des deux parents de la population clémentinier x mandarinier, dont nous
avons vérifié la colinéarité des marqueurs par comparaison avec la carte de référence, puis
comme deuxième objectif, la détection des QTL associés à des caractères de la qualité des
fruits.
2. Résultats
2.1. Cartes parentales La carte parentale du clémentinier comporte 10 groupes de liaison (GL). Ce nombre
s’élève à 15 groupes de liaison chez la carte du mandarinier. Cependant, grâce à la
cartographie comparée avec la carte de référence, la position des groupes supplémentaires a
été déterminée et sont donc représentés en tant que sous-groupes dans la continuité des
groupes de liaison auxquels ils devraient se rattacher s’il y avait eu des marqueurs
supplémentaires permettant leur jonction. Les groupes de liaison ont été nommés de façon
identique à ceux de la carte de référence (Ollitrault et al., 2012) pour faciliter leur comparaison.
Suite à la suppression des marqueurs qui se co-localisent et ceux dont les génotypes
manquants dépassent 50%, 470 et 249 marqueurs polymorphes ont été utilisés sur les 645
initiaux disponibles pour construire la carte du clémentinier et celle du mandarinier qui
couvrent respectivement 903 et 826 cM (Figures 25 et 26). Chez la carte du mandarinier,
quatre marqueurs n’ont pas pu être cartographiés. Ces marqueurs n’étaient pas liés à aucun
des groupes formés. Sur la carte du clémentinier, la longueur minimale des groupes de liaison
est celle du groupe 7 qui comporte 20 marqueurs couvrant 65.3 cM. L’intervalle moyen entre
les loci varie entre 1.4 et 4.6 cM. Le groupe 8 possède le plus grand intervalle moyen (4.6
cM) ainsi que le plus grand intervalle maximal (19.7 cM). Sur la carte du mandarinier, le
nombre de marqueurs par groupe varie de 7 pour le groupe de liaison 7 à 45 pour le groupe de
liaison 3 (Tableau 5). La carte du mandarinier présente une densité de marqueurs plus faible
Chapitre II
123
que celle de la carte du clémentinier. En effet, l’intervalle moyen est plus élevé. L’intervalle
maximal est observé pour le groupe 7 avec 24.3 cM.
Tableau 5. Caractérisation des cartes parentales
Groupes
de liaison
Nombre
total de
marqueurs
Nombre de
marqueurs
SNP
Nombre de
marqueurs
SSR
Longueur du groupe
(cM)
Intervalle
moyen
(cM)
Intervalle
maximal
(cM)
Intervalle
minimal
(cM)
Carte du mandarinier
Groupe 1 22 3 19 92.2 5.1 12.9 0.032
Groupe 2 23 4 19 95.8/13.1 5.1 18.1 0.006
Groupe 3 45 7 38 121.6/25.8 3.5 11.7 0.009
Groupe 4 41 4 37 125.8 3.2 12.7 0.033
Groupe 5 17 5 12 40.1/20.5/9.5 5.0 10.0 2.037
Groupe 6 53 5 48 87.7 1.7 16.1 0.004
Groupe 7 7 0 7 40.8 6.8 24.3 0.586
Groupe 8 20 5 15 61.3/10.8 4.0 16.4 0.124
Groupe 9 21 6 15 34.9/31.6 3.5 11.30 0.039
Carte du clémentinier
Groupe 1 64 12 52 117.8 1.9 10.8 0.001
Groupe 2 55 5 51 134.6 2.5 11.8 0.005
Groupe 3 97 11 86 106.4/30.8 1.4 8.9 0.009
Groupe 4 56 5 51 95.9 1.7 7.8 0.001
Groupe 5 35 5 30 78.9 2.3 14.3 0.008
Groupe 6 59 5 54 85.5 1.5 16.5 0.004
Groupe 7 20 3 17 65.3 3.4 18.4 0.014
Groupe 8 22 4 18 98.2 4.6 19.7 0.075
Groupe 9 62 8 54 88.6 1.4 12.4 0.003
Chapitre II
124
Tableau 6. Nombre de marqueurs classifiés selon le type de locus
Nombre de
marqueurs Groupe 1 Groupe 2 Groupe 3 Groupe 4 Groupe 5 Groupe 6 Groupe 7 Groupe 8 Groupe 9
Carte du clémentinier
<hkxhk> 22 39 42 34 11 52 6 13 16
<lmxll> 42 16 55 22 24 7 14 9 46
Totale 64 55 97 56 35 59 20 22 62
Carte consensus
<hkxhk> 18 22 35 34 9 50 5 6 13
<efxeg> 1 2 2 2 2 0 1 3 2
<nnxnp> 1 3 3 2 3 0 0 5 3
<lmxll> 42 38 55 22 23 7 14 9 46
Totale 62 65 95 60 36 57 21 23 64
Carte du mandarinier
<hkxhk> 21 20 42 39 14 52 7 15 17
<nnxnp> 1 3 3 2 3 1 0 5 4
Totale 22 23 45 41 17 53 7 20 21
MEST9400,0CiC6315-011,5Ci02G082,9
MEST3947,2
CiC3567-0411,3CiC6022-0112,2CiC5256-0112,8CiC5825-0313,2CiC5825-0113,7CiC0607-0114,6CiC4827-0116,6
CiC2110-01 CiC2110-0219,7
MEST057***30,6CiC3739-0131,9
CiC5690-0141,2
CiC1550-01*** CiC1550-02***44,0CiC1931-0444,6
CiC2809-01*** CiC2809-0249,3CiC2093-03***50,4CiC2093-0251,4CiC1209-04 CiC5085-0152,4CiC1209-0252,7CiC5363-01 CiC5363-0853,7Ci04E02r***53,8MEST090 CiC4643-02CiC3261-01 MEST246
54,0
CiC3519-0154,4CiC3573-05***54,7CiC4643-0354,9CiC2810-02*** CiC2810-01***60,2CiC4581-0161,9CiC5816-0163,7CiC0749-04***64,3
CiC4614-01***69,2
CiC6233-01***76,1CiC5766-06***77,1
MEST36279,0
CiC4383-03***83,0CiC4383-01***83,6CiC5757-01***84,8CiC6193-09***85,7CiC5950-03***86,7CiC6193-01***87,1CiC6259-01***88,9CiC6259-0389,4CiC2151-03***89,8Ci03H05***92,0
CiC0599-01***96,1
TScMI331100,1CiC2648-03 CiC2648-01101,0
CiC5459-04104,9
MEST280108,2
MEST354***110,5
CiC2790-03113,2
MEST461117,8
GL1
CiC1723-010,0
ci02d09***5,4
CiC6234-0117,1
CiC4743-0219,7
CiC4905-0125,0
Ci04H01b26,9
MEST46738,7
CiC5785-01 CiC4303-0142,4CiC1752-0542,8CiC5609-01 CiC5609-0243,4CiC3452-0343,8CiC1352-01 CiC1352-0644,4
MEST26848,5
CiC6278-0153,9
CiC0561-0457,1CiC0301-0157,6CiC0561-0557,9
CiC3440-0861,9
CiC2590-1165,8
CiC4131-0170,0CiC1139-0270,6
MEST49576,2CiC5355-0577,4
CiC4440-0380,5
CiC4440-0182,5
CiC3712-01 CiC3712-0490,5
CiC4988-01100,7CiC0054-05100,8CiC0023-03100,9CiC2533-03103,2CiC4717-04104,4CiC5465-04 CiC4406-01104,9CiC6122-02 CiC6122-04CiC2689-05
105,0
CiC5696-01105,1CiC5465-01106,3CiC0461-04107,3CiC2533-06107,4CiC2532-01107,5CiC0780-01110,4CiC3457-01114,8CiC0701-07115,4CiC1881-03116,4CiC5209-05118,5PKF-M-186120,6CiC1331-02121,6MEST247124,1MEST525127,4
MEST248***134,7
GL2
MEST4690,0MEST2620,9CiC3931-043,3CiC0928-063,5CiC2524-044,7CiC0580-066,1CiC0580-056,5CiC3742-046,6MEST2569,7MEST244***10,6CiC1876-0311,6CiC2434-0112,6
CiC0892-0117,8MEST36918,3CiC0308-0219,9CiC5173-0120,5CiC5948-0321,8CiC5626-0323,6
CiC1155-0132,5MEST37034,5CiC2373-0136,6CiC4858-0139,4CiC4857-0340,5CiC0021-0144,5CiC3948-0449,4CiC6314-14 CiC4598-0152,6MEST470***59,1CiC3873-0362,7CiC3873-0262,8MEST44463,7CiC4831-0166,1CiC5513-0266,3CiC3863-0266,5CiC6391-0266,8CiC6391-0367,0CiC4125-0367,3CiC6243-01 CiC6243-0369,0CiC1229-0569,6CiC1229-0169,7CiC6116-0470,7CiC0528-0772,2CiC4385-0172,6CiC4950-0673,0CiC4681-0573,3CiC4681-0273,6CiC1566-0374,1CiC1840-0174,2CiC0281-1074,3CiC0281-1274,4CiC1766-0175,0CiC1663-0577,4CiC1341-01 CiC0804-0677,7CiC3248-0678,0CiC3388-01 CiC1025-0478,8CiC3518-0379,0CiC0502-0179,3HKT1c800F14182,1CiC0868-0183,1CiC0868-0283,4CiC2945-0183,7CiC5091-1384,3CiC5737-0687,5CiC6128-0687,8CiC0843-0188,6CiC4613-01***89,6CiC4613-02 CiC0843-1789,9CiC5796-1291,2CiC5796-0391,3CiC0264-0194,6CiC4893-0195,0CiC4894-0995,6CiC1459-0296,8CiC5774-0196,9CiC1459-0397,2CiC0748-0199,5CiC0748-02103,4MEST307106,5
MEST998***0,0
CiC1991-01***4,8
CiC3532-01 CiC3532-028,5
CiC3650-0110,5CiC1453-0111,6
MEST157***17,6
CiC2644-01 CiC5266-0222,1
CiC2507-01 CiC2507-0325,1CiC1997-0126,6CiC6294-0328,0CiC6294-0228,8
CiC4576-0230,9
GL3
MEST2660,0CiC4975-03 CiC4975-013,3CHI-M-1703,6CiC3879-025,6CiC4240-046,9CiC5481-067,3CHI-M-1048,1CiC1428-058,7CiC6458-128,8CiC5181-03 CiC2840-019,2CiC5078-079,9CiC5261-0111,3CiC3275-0212,7CiC5072-02 CiC5072-0112,9CiC4884-0113,3CiC2470-0113,6CiC2693-0114,1CiC2824-0116,6CiC2824-0416,8CiC1646-0518,0CiC1646-0718,3CiC5492-1019,4CiC5365-0126,0CiC1123-0128,3CiC2788-0930,5CiC1505-0232,2CiC1216-0432,6MEST53034,6MEST42535,6CiC3740-0237,3CiC3740-0137,7CiC5535-0140,5CiC5274-0142,8CiC4542-0143,3
CiC3546-0448,9CiC3546-0649,0
CiC5534-0256,9
CiC0345-0260,0
CiC3352-0162,4CiC0744-0164,1CiC0744-0765,1CiC5851-0165,5
CiC1478-0172,9CiC1478-0273,1
Ci03G05***78,3
CiC0446-0281,5
CiC0446-0183,3
ci02D04b90,6CiC3459-0391,8CiC6324-0392,3CiC6324-0192,4CiC6213-0292,9CiC6213-0796,0
GL4
CiC0181-010,0CiC5362-050,5CiC0094-02 CiC4633-07CiC4652-02
2,9
CiC3736-093,0CiC1891-013,9CiC1891-024,0
MEST38018,3
CiC4640-0822,2
CiC0799-1025,8CiC1135-0126,6
CiC4946-0229,6CiC1313-0230,3CiC5788-1630,9
MEST08843,0
CiC0004-0548,0
CiC5843-0350,6
CiC5842-0252,7CiC5391-0153,5Ci02E08***55,3
CiC1041-0157,5
CiC5718-0159,5
Ci07C0962,2CiC1426-0662,7CiC5132-0163,0CiC4796-0265,8CiC1426-0166,8CiC1945-0167,0CiC1638-0167,7CiC3536-0169,7
MEST05673,5CiC5485-0974,1
CiC1441-0178,2CiC1441-05***79,0
GL5
CiC0265-020,0CiC3918-06 CiC0265-011,1
CiC4356-06 CiC0304-01***5,7CiC2635-066,2
CiC2635-048,2CiC4993-03***9,5
CiC1702-02***13,5
CiC1203-0521,7CiC1203-0121,8CiC0204-0121,9
CiC4048-0125,2
MEST39233,1
CiC0977-0949,6CiC0977-0249,7CiC2406-0150,1CiC5814-0150,9CiC1596-0151,5CiC2128-0151,7MEST34653,0CiC3448-07 CiC3448-0655,7CiC5260-0157,7CiC4015-0258,6CiC5260-02 CiC4015-0359,1Ci04E0260,2MEST48861,5PSY-M-28962,1CiC4747-0262,7CiC4747-0662,9CiC0771-0163,6CiC0550-1063,8CiC0771-0364,2CiC3056-0264,8CiC5874-0565,2CiC2011-0266,2CiC2011-0566,3CiC6320-0467,8CiC6320-0267,9CiC0474-0170,0CiC6288-0472,5CiC6288-0272,7CiC0475-0773,5CiC0521-0174,6CiC2931-0575,1CiC2931-0175,3CiC3334-0180,4CiC0948-0580,5CiC0948-0181,3AocM50382,4CiC4370-01 CiC4370-0284,3CiC4689-0485,2CiC4689-0285,5CiC3394-0185,6
GL6
Ci02D030,0
MEST4642,7
CiC1444-039,5CiC1436-0111,7CiC5938-0112,0CiC5037-0113,3CiC4310-0114,1CiC1811-02 CiC3431-0616,4CiC3674-0216,5
CiC0832-01***26,1
CiC6306-01***28,7CiC2401-02***29,3
CiC5979-0847,8CiC3503-0149,1CiC3503-0249,4CiC5471-0151,2CiC1858-0152,8
Ci03B07***58,6
CiC0215-0165,3
GL7
Ci01F04a0,0CiC4368-011,4
CiC1014-037,6CiC0773-018,0
CiC0598-0111,9CiC0640-0313,0
MEST08621,4CiC1412-0122,4
CiC5164-0225,8CiC2458-0226,6CiC3490-0127,5CiC3474-0228,5
CiC1208-0147,0CiC0765-0350,0CiC0765-0150,1LCY2-P-24350,4LCY2-M-37650,7
CiC0100-0455,6
CiC4853-0159,3CiC4853-0459,7
ci02c0979,4
MEST00598,3
GL8
ci02B070,0MEST291***1,5Ci08B083,1CiC4155-01***4,0CiC4876-07***4,7CiC5725-085,5CiC5725-02***5,9CiC0025-026,1CiC0851-126,4CiC0251-037,0
CiC5087-03 CiC5087-0115,6CiC5332-0116,7
CiC6235-0123,1
MEST49427,5
MEST01631,9
CiC6249-0244,4CiC6249-0145,1
CiC3579-0655,7CiC3074-0257,2CiC1260-01 CiC5003-0158,3CiC4465-0858,5CiC4120-0159,0CiC0604-0159,3CiC5860-0259,4CiC3653-01 CiC3653-0259,6CiC1873-0359,8CiC5414-0360,0CiC5781-04 CiC4570-01CiC0019-05 CiC4102-03
60,1
CiC2717-01 CiC3890-02CiC2518-02 CiC5833-02CiC2518-04 LCYB-M-201
60,2
CiC3780-0660,4CiC4244-0260,5CiC5118-0160,6CiC4175-0660,9CiC4620-0761,0CiC3946-0361,5CiC5860-0161,9CiC3258-0262,7CiC3258-0363,3MEST14964,3MEST30965,0CiC5567-0165,5MEST1201***68,0CiC0046-0270,2CiC0518-0176,1CiC2768-01***81,2CiC5692-0183,1CiC2938-02***83,8CiC5089-06 CiC0466-01***86,9CiC4473-0187,4CiC5089-02***88,7
GL9
Microsatellites génomiques
Microsatellites MEST
SNP
Figure 25. Carte génétique du clémentinier ; les noms des marqueurs sont indiqués à droite des groupes de liaison, leur
type par un code couleur et la distance en cM qui les sépare par rapport au premier marqueur positionné en extrémité
supérieure, à droite des groupes de liaison. Les marqueurs à ségrégation distordue sont indiqués par ***. Un code
couleur est attribué au type de marqueur : les marqueurs SSR génomiques sont en vert, les marqueurs SSR MEST sont
en orange et les marqueurs SNP sont en noir.
ci02B07***0,0
Ci08B08***5,2
CiC0025-027,9
CiC5087-0319,2
MEST24022,1
CiC6235-0126,7MEST49428,4
MEST01635,0
CiC3780-060,0CiC3946-031,3CiC4620-072,3CiC0604-014,2CiC4120-014,7CiC1260-015,9
Ci08C0511,2
CiC0046-0216,9
CiC0518-0120,9
CiC5692-0127,5
CiC5089-06 CiC0466-01***31,2CiC4473-0131,7
GL9
Microsatellites génomiques
Microsatellites MEST
SNP
MEST3940,0
CiC5256-015,6CiC5825-036,0CiC5825-016,5CiC0607-017,5
CiC2110-02 CiC2110-0112,9
CiC3739-0124,2
CiC1550-02***37,1CiC1550-01***37,2
CiC2809-01*** CiC2809-02***42,5
Ci04E02r***48,2CiC3573-05***49,3
CiC2810-01*** CiC2810-02***55,6
CiC0749-04***60,2
CiC4614-01***66,5
CiC6233-01***72,4CiC5766-06***73,1
MEST36279,9
CiC6259-0392,3
GL1
CiC1723-010,0
ci02d0912,3
CiC4905-0123,4Ci04H01b***25,3
MEST26836,9CiC5702-0138,0
CiC5682-0145,7CiC1119-0146,1CiC5785-01 CiC4303-0147,2CiC5609-02 CiC5609-0148,0CiC3452-0348,4CiC1119-0348,9
Ci03B0560,1
CiC0301-0263,6
CiC5355-0581,7
CiC4440-0384,7
CiC4440-0186,7
CiC3712-01 CiC3712-0494,4CiC2506-0195,8
CiC2533-030,0
CiC5465-016,6
CiC0780-0113,2
GL2
MEST244***0,0MEST4692,1MEST2623,6CiC3742-046,4CiC0580-066,7CiC0580-056,8CiC2524-047,3CiC0928-068,2CiC3931-048,6CiC1876-0312,2
CiC0892-0118,1
CiC5948-0321,5
CiC5626-0323,5
CiC1155-0132,7
MEST37034,9
CiC4858-0139,8CiC4857-0340,9
CiC0021-0145,2
CiC3948-0450,7
CiC6314-14 CiC4598-0154,1
MEST51166,3
CiC5513-0270,3
MEST47078,5
CiC4681-0585,9CiC4681-0286,8CiC0281-1287,7
CiC1663-0591,9
CiC2945-01100,2
CiC4613-02109,0
MEST307***114,8
CiC4894-09122,0
CiC1991-01***0,0
CiC3532-01 CiC3532-023,8CiC3650-015,8CiC1453-016,9
CiC2644-01 CiC5266-0217,1
CiC2507-01 CiC2507-0320,1CiC1997-0121,6CiC6294-0323,0CiC6294-0223,8CiC4576-0225,9
GL3
CiC6177-04***0,0
CiC0277-0212,7
CHI-M-17023,7CiC0279-0328,4CiC4112-0229,2CiC1428-0529,6CiC6458-1229,7CiC5181-03 CiC2840-0130,1CiC5078-0730,3CiC3275-0233,8CiC5072-0134,0CiC5072-0234,4CiC4884-0134,5CiC2693-0135,2CiC2824-0137,8CiC2824-0438,1CiC1646-0539,3CiC1646-0739,6CiC5492-1040,9CiC5365-0148,1CiC1123-0150,2CiC5492-04***53,1CiC2788-0954,4CiC1505-0255,6CiC1216-0456,1MEST53058,2CiC3740-0161,4MEST42562,6CiC5535-0164,2CiC5274-0166,9
CiC3546-0674,0CiC3546-0474,1
CiC5534-0282,6
CiC3352-0188,4
CiC5851-0192,2
CiC1478-0299,9
Ci03G05105,1
CiC0446-01110,3
CiC3459-03118,3
ci02D04b125,9
GL4
CiC3234-02***0,0
CiC5438-044,9
MEST380***14,9
CiC0799-1022,2
MEST22430,4
CiC3282-01***40,1
CiC0004-050,0
CiC5843-032,4
CiC5391-015,7
CiC1041-019,8
CiC5718-0111,8
Ci07C0915,2
CiC1426-0120,5
Ci02E080,0
MEST056***2,2
CiC3536-017,0
CiC1638-019,5
GL5
CiC2159-01***0,0CiC5805-01***1,2
MEST191***5,2
CiC4993-03***11,8
CiC1702-02***16,0
CiC1203-0524,7CiC1203-0124,8CiC0204-0124,9MEST13227,0CiC4048-0128,1
MEST39236,0
CiC0977-09 CiC0977-0252,2CiC2406-0152,6CiC5814-0153,4CiC1596-0154,0CiC2128-0154,2CiC3448-07 CiC3448-0657,9CiC5260-0159,9CiC4015-0260,8CiC4015-03 CiC5260-0261,3Ci04E0262,3MEST48863,7PSY-M-28964,3CiC4747-0264,9CiC4747-0665,1CiC0771-0165,8CiC0550-1066,0CiC0771-0366,4CiC3056-0267,0CiC5874-0567,4CiC2011-0268,4CiC2011-0568,5CiC6320-0470,0CiC6320-0270,1CiC0474-0172,2CiC6288-0474,7CiC6288-0274,9CiC0475-0775,7CiC0521-0176,7CiC2931-0577,3CiC2931-0177,5CiC3334-0182,5CiC0948-0582,7CiC0948-0183,5AocM50384,6CiC4370-02 CiC4370-0186,5CiC4689-0487,4CiC4689-0287,7CiC3394-0187,8
GL6
CiC0832-01***0,0CiC6306-01***2,3CiC2401-02***2,9
CiC5226-02***27,3
Ci03B07***32,1
CiC5471-0138,8
CiC3503-0240,8
GL7
CiC4368-010,0
CiC1014-036,4CiC0773-016,8
CiC0640-0311,5MEST08612,7
Ci01F04a17,0
CiC1412-0119,8
CiC3490-0123,0CiC2458-0223,8CiC5164-0224,5
CiC0100-0441,0
LCY2-M-37645,7LCY2-P-24346,1CiC0765-0146,4CiC0765-0346,6CiC1208-0149,6
ci03b0353,1
MEST50361,4
CiC4790-010,0
MEST00510,9
GL8
Figure 26. Carte génétique du mandarinier ; les noms des marqueurs sont indiqués à droite des groupes de liaison, leur
type par un code couleur et la distance en cM qui les sépare par rapport au premier marqueur positionné en extrémité
supérieure, à droite des groupes de liaison. Les marqueurs à ségrégation distordue sont indiqués par ***. Un code couleur
est attribué au type de marqueur : les marqueurs SSR génomiques sont en vert, les marqueurs SSR MEST sont en orange et
les marqueurs SNP sont en noir.
Chapitre II
127
Parmi les 470 marqueurs cartographiés sur la carte du clémentinier, 235 marqueurs
sont de type <hkxhk>, et 235 marqueurs sont de type <lmxll>. Il est à noter que pour les
marqueurs avec un profil <hkxhk> nous n’avons pas accès aux taux de recombinaison de
chacun des deux parents. Sur les groupes de liaison 1, 3, 5, 7 et 9, le nombre de marqueurs
<lmxll> est supérieur à celui des marqueurs <hkXhk>. Un déséquilibre est remarqué entre les
deux types de marqueurs situés sur le sixième groupe de liaison. En effet, les marqueurs
<lmxll> ne représentent que 13% du nombre total de marqueurs. Sur la carte du mandarinier
le nombre de marqueurs est de loin supérieur au nombre de marqueurs <nnxnp>, marqueurs
spécifiques à la mandarine. La carte comporte uniquement 22 marqueurs hétérozygotes avec
un nombre maximal de <nnxnp> égal à 5 contre 227 marqueurs <hkxhk>. Le septième groupe
ne contient aucun marqueur <nnxnp> (Tableau 6).
Tableau 7. Codage des marqueurs aux allèles nuls
A0 B0
AA - <lmxll>
AB <nnxnp> <nnxnp>
BB <lmxll> -
A0 - <efxeg>
B0 <efxeg> -
Pas d’observation qui correspond à ce type de configuration
Les allèles nuls ont été retrouvés chez 5 marqueurs de la carte du mandarinier et deux
marqueurs de la carte du clémentinier.
2.2. Carte consensus
Le nombre total de marqueurs utilisés pour construire la carte consensus est égal à 483
(Figure 27). La carte consensus comporte 10 groupes de liaison.
Il s’est avéré grâce à la cartographie comparée avec la carte de référence, que le
dixième groupe de liaison n’est autre que la continuité du troisième groupe de liaison. En
termes de couverture du nombre de marqueurs, le groupe 3 est le groupe qui contient le plus
de marqueurs. Il comporte 95 marqueurs contre 21 marqueurs seulement pour le groupe 7
(Tableau 8). Chaque groupe de liaison contient les deux types de marqueurs SNP et SSR. Ces
derniers représentent un pourcentage qui varie de 6 à 26%. La carte consensus couvre 872.1
Chapitre II
128
cM. La longueur des groupes est comprise entre 65cM et 138.9 cM. Le groupe 2 correspond
au plus grand groupe de liaison. Par ailleurs le groupe 8 est le groupe le plus court.
L’intervalle moyen entre les marqueurs positionnés sur un même groupe est inférieur à 5 cM.
Il varie, en effet, entre 1.4 à 3.2 cM (Tableau 8). Quant à l’intervalle moyen de l’ensemble de
marqueurs positionnés sur la carte consensus est égal à 2.1 cM. A l’exception du groupe 3 et
du groupe 6 dont l’intervalle maximal entre les locus est égal respectivement à 20 et 16.5 cM,
l’intervalle maximal chez le reste des groupes ne dépasse pas 13cM.
Chez la carte consensus, quatre profils <hkxhk>, <efxeg>, <nnxnp> et <lmxll> ont été
identifiés. Parmi les 483 marqueurs polymorphes cartographiés, 291 marqueurs sont
hétérozygotes. Les marqueurs ont été répartis comme suit : 192 marqueurs <hkxhk>, 15
marqueurs <efxeg>, 20 marqueurs <nnxnp> et 256 marqueurs <lmxll>. Le nombre de
marqueur <nnxnp> varie de 0 à 5 par groupe. Cependant, selon le groupe de liaison le nombre
de marqueurs <hkxhk> varie de 7 à 57 marqueurs. Le sixième groupe contient 50 marqueurs
homozygotes contre seulement 7 marqueurs hétérozygotes.
Tableau 8. Caractérisation de la carte consensus clémentinier et mandarinier
Groupes
de liaison
Nombre de
marqueurs
Nombre de
SSR
Nombre de
SNP
Longueur du
groupe (cM)
Intervalle
moyen (cM)
Intervalle
maximal
(cM)
Intervalle
minimal
(cM)
Groupe 1 62 9 53 118.5 2.0 10.8 0.002
Groupe 2 65 5 60 138.9 2.2 10.1 0.003
Groupe 3 95 9 86 107.642/30.9 1.7 20.1 0.006
Groupe 4 60 4 56 92.5 1.5 7.5 0.033
Groupe 5 36 5 31 78.4 2.3 10.5 0.015
Groupe 6 57 4 53 85.5 1.5 16.5 0.004
Groupe 7 21 3 18 65.3 3.2 11.0 0.011
Groupe 8 23 6 17 65.0 2.9 12.8 0.158
Groupe 9 64 10 54 89.5 1.4 11.0 0.001
MEST9400,0CiC6315-011,5Ci02G08***2,9
MEST3947,2
CiC3567-0411,3CiC6022-0112,2CiC5256-0112,8CiC5825-0313,2CiC5825-0113,7CiC0607-0114,6CiC4827-0116,6CiC2110-01 CiC2110-0219,7
MEST057***30,5CiC3739-0131,9
CiC5690-0141,3CiC1550-01*** CiC1550-02***43,9CiC1931-0444,7Ci04E02r***45,0CiC2809-02*** CiC2809-01***49,7CiC2093-03***50,7CiC2093-0251,7CiC1209-04 CiC5085-0152,7CiC1209-0252,9CiC5363-01 CiC5363-08CiC3261-01 MEST090CiC4643-02
54,0
CiC4616-0154,1CiC3519-01 CiC3573-05***54,5CiC4643-0355,0CiC2810-01*** CiC2810-02***60,2CiC4581-0162,0CiC0749-04***63,5CiC5816-0164,4
CiC4614-01***68,7
CiC6233-01***75,6CiC5766-06***76,6
CiC4383-03***83,0CiC4383-01***83,6CiC5757-01***84,6CiC6193-09***85,2CiC5950-03***86,5CiC6193-01***87,0CiC6259-0388,3CiC6259-01***88,8CiC2151-03***89,7Ci03H05***91,8
MEST362***95,4
CiC0599-01***97,1
TScMI331101,0CiC2648-03 CiC2648-01102,0
CiC5459-04106,1
CiC2790-03113,1
MEST461118,5
GL1
CiC1723-010,0
CiC3315-012,8
ci02d0911,4
CiC6234-0121,6CiC4743-0222,4
CiC4905-0125,5
Ci04H01b***27,3
CiC5702-0136,8
MEST26840,7MEST46744,2CiC1119-03 CiC1119-0145,4CiC5682-0146,7CiC1752-0547,8CiC4303-01 CiC5785-0147,9CiC5609-02 CiC5609-0148,8CiC3452-0349,3CiC1352-0649,4CiC1352-0149,5
CiC6278-0157,6
CiC0561-0461,0Ci03B0561,3CiC0301-0161,5CiC0561-0561,8
CiC3440-0865,8
CiC2590-1169,8
CiC4131-0173,8CiC1139-0274,3
MEST49579,6CiC5355-0580,5
CiC4440-0383,4
CiC4440-0185,3
CiC2506-0193,0CiC3712-04 CiC3712-0194,0CiC5444-0594,3
CiC2708-0899,0CiC2708-0499,6
CiC4988-01104,8CiC0054-05105,0CiC0023-03105,1CiC2533-03107,3CiC5696-01108,0CiC2689-05108,4CiC4717-04109,3CiC5465-04 CiC4406-01109,5CiC6122-02 CiC6122-04109,6CiC5465-01110,3CiC0461-04 CiC2533-06111,5CiC2532-01111,6CiC0780-01114,0CiC3457-01119,0CiC0701-07119,6CiC1881-03120,6CiC5209-05122,8PKF-M-186124,8CiC1331-02125,8MEST247128,4
MEST525131,6
MEST248***138,9
GL2
MEST244***0,0MEST4691,7MEST2622,8CiC3931-045,3CiC0928-065,5CiC2524-046,6CiC0580-06 CiC0580-057,9CiC3742-048,3
CiC1876-0312,2CiC2434-0112,3
CiC0308-02 CiC0892-0118,1CiC5173-0118,8
CiC5948-0321,8
CiC5626-0323,6
CiC1155-0132,3MEST37034,2CiC2373-0136,4CiC4858-0139,2CiC4857-0340,2CiC0021-0144,2CiC3948-0449,3CiC6314-14 CiC4598-0152,4CiC5091-1356,7CiC3873-03 CiC3873-0262,2MEST44463,8CiC4831-01***65,2CiC5513-0265,6CiC3863-0266,0CiC6391-0266,3CiC4125-0366,8CiC6391-0367,0MEST51168,3CiC6243-0368,5CiC6243-0168,7CiC1229-0569,3CiC1229-0169,4CiC6116-0470,6CiC0528-0771,9CiC4385-0172,3CiC4950-0672,5CiC4681-0573,0CiC4681-0273,3CiC1566-0373,8CiC1840-0173,9CiC0281-12 CiC0281-1074,1CiC1766-0174,7CiC1663-0576,8CiC0804-06 CiC1341-0177,5CiC3248-0677,7CiC3388-01 CiC1025-04CiC3518-03
78,5
CiC0502-0179,0HKT1c800F14181,9CiC0868-0182,8CiC0868-0282,9CiC2945-0183,6CiC5737-0687,0CiC6128-0687,4CiC0843-0188,2CiC4613-01***89,2CiC4613-0289,3CiC0843-1789,5CiC5796-1290,8CiC5796-0391,3CiC0264-0193,6CiC4893-0194,5CiC4894-0994,9CiC1459-0296,2CiC5774-0196,4CiC1459-0396,6CiC0748-0198,9CiC0748-02102,7MEST307***107,6
MEST998***0,0
CiC1991-01***4,8
CiC3532-01 CiC3532-028,5
CiC3650-0110,5CiC1453-0111,6
MEST157***17,6
CiC2644-01 CiC5266-0222,1
CiC2507-01 CiC2507-0325,1CiC1997-0126,6CiC6294-0328,0CiC6294-0228,8
CiC4576-0230,9
GL3
CHI-M-1700,0CiC4975-03 CiC4975-010,4CiC3879-021,2CiC0277-031,7CiC4240-043,0CiC5481-063,6CiC0279-034,4CiC6458-125,0CiC1428-055,2CiC4112-025,3CiC2840-015,6CiC5181-035,7CiC5078-076,0CHI-M-1046,7CiC5261-017,4CiC3275-029,3CiC5072-019,4CiC5072-029,8CiC4884-019,9CiC2693-0110,6CiC2470-0111,2CiC2824-0113,0CiC2824-0413,3CiC1646-0514,4CiC1646-0714,7CiC5492-1017,9CiC5365-0121,5CiC1123-0122,5CiC5492-04***25,1CiC2788-0927,6CiC1505-0228,8CiC1216-0429,2MEST53031,1CiC3740-0233,3CiC3740-0134,7MEST42536,5CiC5535-0138,3CiC5274-0140,3CiC4542-0141,6CiC3546-0646,0CiC3546-0446,1
CiC5534-0253,3
CiC0345-0256,6CiC3352-0158,6CiC0345-0359,3CiC0744-0161,0CiC0744-0761,4CiC5851-0161,9
CiC1478-0169,4CiC1478-0270,0
Ci03G0574,9
CiC0446-0278,1
CiC0446-0180,0
ci02D04b87,1CiC6324-0388,7CiC6324-0188,8CiC6213-0289,4CiC3459-0390,4CiC6213-0792,5
GL4
CiC1891-01 CiC1891-020,0CiC0094-02 CiC4633-070,7CiC3736-090,8CiC5362-052,6CiC0181-013,0
CiC1067-0210,9
MEST380***16,2
CiC4640-0820,3
CiC1135-0124,5CiC0799-1026,4CiC1313-0227,7CiC4946-0228,4CiC5788-1629,0
MEST08839,5
CiC0004-0543,5
CiC5843-0346,1
CiC5842-0248,5CiC5391-0148,9
CiC1041-0152,8
CiC5718-0154,8Ci07C0957,4CiC1426-0657,9CiC5132-0158,1CiC4796-0261,4CiC1426-0162,0CiC1945-0162,7CiC4152-0265,4CiC3536-0165,7MEST056***67,7CiC5485-0968,8CiC1638-0169,9
CiC1441-0173,2CiC1441-05***73,9
Ci02E0878,4
GL5
CiC0265-020,0CiC3918-06 CiC0265-011,1
CiC4356-06 CiC0304-01***5,7CiC2635-066,2CiC2635-048,2CiC4993-039,5
CiC1702-02***13,5
CiC1203-0521,7CiC1203-0121,8CiC0204-0121,9
CiC4048-0125,2
MEST39233,1
CiC0977-0949,6CiC0977-0249,7CiC2406-0150,1CiC5814-0150,9CiC1596-0151,5CiC2128-0151,7MEST32653,0CiC3448-07 CiC3448-0655,7CiC5260-0157,7CiC4015-0258,6CiC5260-02 CiC4015-0359,1Ci04E0260,2MEST48861,5PSY-M-28962,1CiC4747-0262,7CiC4747-0662,9CiC0771-0163,6CiC0550-1063,8CiC0771-0364,2CiC3056-0264,8CiC5874-0565,2CiC2011-0266,2CiC2011-0566,3CiC6320-0467,8CiC6320-0267,9CiC0474-0170,0CiC6288-0472,5CiC6288-0272,7CiC0475-0773,5CiC0521-0174,6CiC2931-0575,1CiC2931-0175,3CiC3334-0180,4CiC0948-0580,5CiC0948-0181,3AocM50382,4CiC4370-01 CiC4370-0284,3CiC4689-0485,2CiC4689-0285,5CiC3394-0185,6
GL6
Ci02D03***0,0
MEST4642,7
CiC1444-039,5CiC1436-0111,7CiC5938-0112,0CiC5037-0113,3CiC4310-0114,2CiC1811-0216,4CiC3431-06 CiC3674-0216,5
CiC0832-01***26,1
CiC6306-01***28,7CiC2401-02***29,3
CiC5979-0340,3
CiC5979-0847,8CiC3503-0149,1CiC3503-0249,3CiC5471-0151,3CiC1858-0152,8
Ci03B07***58,7
CiC0215-0165,3
GL7
MEST0050,0CiC4368-011,4
Ci01F04a5,4
CiC1014-038,6CiC0773-018,9
CiC0598-0112,4CiC0640-0313,8
MEST08618,0ci02c0919,1
CiC1412-0124,0
CiC5164-0227,1CiC2458-0227,9CiC3490-0128,6CiC3474-0229,0
CiC4853-0141,9
CiC0100-0444,8
LCY2-M-37649,4LCY2-P-24349,8CiC0765-0150,1CiC0765-0350,3CiC1208-0153,3
ci03b0356,5
MEST50365,1
GL8
ci02B07***0,0MEST291***1,7CiC4155-01***4,0CiC4876-07***4,6Ci08B08***5,2CiC5725-085,7CiC5725-02***6,0CiC0851-126,6CiC0251-03 CiC0025-027,2
CiC5087-0315,7CiC5087-0115,9CiC5332-0117,0
MEST24020,8
CiC6235-0123,6
MEST49427,5
MEST01633,8
CiC6249-0244,9CiC6249-0145,6MEST120153,2CiC3579-0656,7CiC3074-0258,2CiC1260-01 CiC4465-0859,2CiC5003-0159,7CiC4120-0160,3CiC0604-0160,4CiC5860-02 CiC3653-0260,5CiC3653-0160,7CiC1873-0360,9CiC5414-03 CiC5781-04CiC4570-01
61,1
CiC0019-05 CiC4102-03CiC2717-01 CiC5833-02CiC2518-04 CiC2518-02CiC3890-02
61,2
LCYB-M-20161,3CiC3780-0661,5CiC5118-01 CiC4244-0261,6CiC4175-0661,9CiC4620-0762,1CiC3946-0362,6CiC5860-0163,1CiC3258-0264,0CiC3258-0364,4CiC5567-0165,0MEST14965,7MEST30966,4Ci08C0568,0CiC0046-0271,1CiC0518-0177,0CiC2768-01***81,9CiC5692-0184,0CiC2938-02***84,7CiC5089-06 CiC0466-01***87,8CiC4473-0188,3CiC5089-02***89,5
GL9
Microsatellites génomiques
Microsatellites MEST
SNP
Figure 27. Carte génétique consensus clémentinier et mandarinier. Les noms des marqueurs sont indiqués à droite des
groupes de liaison, leur type par un code couleur et la distance en cM qui les sépare par rapport au premier marqueur
positionné en extrémité supérieure, à droite des groupes de liaison. Les marqueurs à ségrégation distordue sont indiqués
par ***. Un code couleur est attribué au type de marqueur : les marqueurs SSR génomiques sont en vert, les marqueurs
SSR MEST sont en orange et les marqueurs SNP sont en noir.
Chapitre II
130
2.3. Fréquence et répartition des marqueurs avec distorsion de ségrégation
Sur les 470 marqueurs polymorphes chez le clémentinier, 52 marqueurs soit 11%,
ségrégent de manière non mendélienne. Parmi ces 52 marqueurs à ségrégation distordue, on
compte 9 marqueurs SSR et 43 marqueurs SNP. Ces marqueurs ont étés classés en fonction de
leur degré de distorsion en allant des marqueurs ayant une faible distorsion avec une p-value ≤
0.1 jusqu’aux marqueurs ayant une très forte distorsion avec un p-value ≤ 0.005. Parmi eux,
63% des marqueurs ont une ségrégation à faible distorsion et 32% à forte distorsion (Figure
28). Sur 249 marqueurs polymorphes et hétérozygotes chez le mandarinier, 14% ont une
ségrégation distordue dont 16 marqueurs SSR et 20 marqueurs SNP. La moitié des marqueurs
dont la ségrégation n’est pas conforme aux lois mendéliennes, s’écarte fortement de la
normalité (Tableau 9).
Dans un premier temps la construction des cartes génétiques a été établie uniquement
avec les marqueurs ayant une ségrégation normale. Dans un deuxième temps nous avons
utilisé la totalité des marqueurs en intégrant donc aussi les marqueurs ayant une distorsion de
ségrégation, et nous avons comparé les deux cartes afin d’évaluer l’effet des marqueurs à
ségrégation non mendélienne. Au final, les deux cartes étaient identiques. Le nombre de
groupes de liaison, la composition des groupes et l’ordre des marqueurs sur chaque groupe
n’ont pas changé. En outre, il est à noter que les marqueurs à ségrégation distordue n’ont pas
été non plus supprimés lors de la construction de la carte de référence car n’induisaient aucun
changement dans l’ordre des autres marqueurs, qu’ils soient ou ne soient pas considérés
(Ollitrault et al., 2012).
La répartition des marqueurs ayant une distorsion de ségrégation ne se fait pas de
manière homogène sur tous les groupes de liaison (Tableau 9). Quelle que soit la carte
génétique le groupe de liaison 1 est celui qui en comporte le plus et représente de 39.1 à
54.5% des marqueurs à ségrégation non mendélienne selon la carte génétique. Le reste des
marqueurs avec ségrégation distordue se répartit sur tous les autres groupes de liaison à raison
de 0 à 9 marqueurs par groupe.
Chapitre II
131
Tableau 9. Nombre de marqueurs à ségrégation distordue et pourcentage de distorsion
de ségrégation sur les trois cartes génétiques
Groupes
de liaison
Nombre
total de
marqueurs
marqueurs
avec
distorsion
% de
distorsion
Nombre
total de
marqueurs
marqueurs
avec
distorsion
% de
distorsion
Nombre
total de
marqueurs
marqueurs
avec
distorsion
% de
distorsion
Carte du clémentinier Carte consensus Carte du mandarinier
Groupe 1 64 25 39.1 62 26 41.9 22 12 54.5
Groupe 2 55 2 4.8 65 2 3.1 23 1 4.5
Groupe3 97 7 7.2 95 7 7.4 45 3 6.6
Groupe 4 56 0 0.0 60 1 1.7 41 3 7.3
Groupe 5 35 2 5.7 36 3 8.3 17 4 23.5
Groupe 6 57 3 5.3 57 3 5.3 53 5 9.4
Groupe 7 20 4 20.0 21 5 23.8 7 5 71.4
Groupe 8 22 0 0.0 23 0 0.0 20 0 0.0
Groupe 9 62 9 14.5 64 9 14.1 21 3 14.3
Figure 28. Distribution chez les deux génomes parentaux des marqueurs ayant une distorsion
de ségrégation. p-value ≤0,1 : proportion de marqueurs avec une faible distorsion de
ségrégation ; p-value ≤0,01 : proportion de marqueurs avec une forte distorsion de ségrégation
; p-value ≤0,005 : proportion de marqueurs avec très forte distorsion de ségrégation.
51%
6%
43%
Carte du mandarinier
P-value ≤0.005
P-value ≤0.01
P-value ≤0.1
27%
8%
65%
Carte du clémentinier
P-value ≤0.005
P-value ≤0.01
P-value ≤0.1
Chapitre II
132
2.4. Cartographie comparée
2.4.1. Comparaison de la carte du clémentinier avec la carte de référence du clémentinier
En raison de la différence d’effectif et du type de croisement mais aussi du fait des très
nombreux marqueurs en commun, il était nécessaire de comparer la carte consensus obtenue
dans la présente étude avec celle de référence Ollitrault et al. (2012). Cette dernière a été
construite à partir de 961 marqueurs SNP, microsatellites et Indels et à partir de deux
populations interspécifiques, pamplemoussier x clémentinier et clémentinier x
pamplemoussier. Les deux cartes possèdent 428 marqueurs en commun dont la majorité est
des marqueurs SNP. Ce nombre correspond à peu près à 88% et 57% des marqueurs
constituants respectivement la carte du clémentinier et la carte de référence. L’étude
comparative des deux cartes a permis d’identifier et de placer le dixième groupe de liaison de
la carte consensus et de la carte du clémentinier, comme sous-groupe du groupe de liaison 3.
Cette comparaison a été aussi utilisée pour aligner les sous-groupes de liaison de la carte du
mandarinier. La synténie est conservée car les marqueurs des deux cartes présentent une
bonne colinéarité chez tous les groupes de liaison à l’exception de quelques marqueurs. En
effet, des petits décalages ponctuels ont été observés dans presque tous les groupes de liaison
à l’exception des GL8 et GL9. Ces décalages concernent moins de 5% des marqueurs
communs. L’analyse comparative des deux cartes montre également que la carte de référence
est plus dense que la carte du clémentinier construite dans notre étude. Cette dernière couvre
872.1 cM alors que la carte de référence couvre 1084.1 cM. Bien que certains groupes de
liaisons ne présentent pas beaucoup de différence au niveau de la longueur à savoir les
groupes 1, 2, 4, 6 et 9, d’autres groupes tels que les groupes 3 et 7 sont très courts sur la carte
consensus comparativement à la carte de référence. En effet, on passe de 79 à 120 cM pour le
groupe 5 et de 65.3 à 115.6 cM pour le groupe 7. Chez ces deux groupes, le nombre de
marqueurs est faible sur la carte du clémentinier, d’où les grands intervalles entre les loci
(Figure 29).
Chapitre II
133
IDCAX0,0CX20191,8CiBE61262,7CiC6315-016,2CF-TA1010,8CID557312,2CiC4172-0113,2CiBE614714,4mCrCIR02G0816,7CiC3567-0217,8CiC3567-0418,3CiC6022-0318,7CiC6022-0118,8MEST39419,9CiC4827-0120,5CiC5825-03 CiC1447-07CiC5256-01 CiC5825-01
21,3
CiBE284322,3CiC0607-0123,6CiC3807-0625,5CiC3807-0425,9JI-AAG0128,3CiC2110-0128,8CiC2110-0229,6CiC5650-0130,0MEST05732,2CiC3739-02 CiC3739-0135,9CiC5690-0140,4CiBE173541,1CiC1550-0143,9CiC1550-0244,0CiC1931-0444,4CiC0391-0149,5CiC2809-0150,2CiC2809-02 mCrCIR06B0550,3CF-GA0851,4CiC2093-0352,5CiC2093-0252,6CiC1209-04 CiC1209-0254,6CiC5085-0154,9CID080655,2CiC3519-0155,7CiC3519-0456,6CiC4415-0157,4CiC3575-0457,5CiC3573-01 CiC1655-02CiC3261-01 CiC3261-02CiC4616-01 CiC5363-01CiC5720-01 CiC2472-03CiC5363-08 CiC4643-02
57,8
CiC3573-0558,0CiC4643-0358,2CiBE572058,4MEST09058,7mCrCIR04F0159,1MEST24660,8CiC6024-0761,1MEST53961,8CiC2810-0163,4CiC4581-0163,7CiC2810-0263,9CiC5563-0266,7CiC3801-0367,8CiC3801-0268,3CiC0368-0568,9CiC0749-0469,5MEST00170,6CiC0776-0673,6CiC4614-0174,3CiC6110-0275,7CiC5766-0680,7CiC6233-0181,2MEST35482,6CiBE505583,2CF-AG0484,4JI-TA0685,7CiBE344586,2CiC4383-01 CiC4383-0387,3MEST18488,4CX6F0890,9CiC6259-01 CiC6259-03CiC6193-01 CiC5950-02CiC5950-03 CiC6193-09
91,4
CID619392,2CiC2151-0393,6CiC0599-01102,4CID0599102,8CiBE1116105,9TScMI331111,6CiC2648-01 CiC2648-03112,7MEST321118,5JK-taa15 CiC5459-04119,7MEST080120,5CiC2790-03126,4CiC2790-02126,6CF-TAG01128,5
GL1 référence
MEST9400,0CiC6315-011,5Ci02G082,9MEST3947,2CiC3567-0411,3CiC6022-0112,2CiC5256-0112,8CiC5825-0313,2CiC5825-0113,7CiC0607-0114,6CiC4827-0116,6CiC2110-01 CiC2110-0219,7MEST05730,6CiC3739-0131,9CiC5690-0141,2CiC1550-01 CiC1550-0244,0CiC1931-0444,6CiC2809-01 CiC2809-0249,3CiC2093-0350,4CiC2093-0251,4CiC1209-04 CiC5085-0152,4CiC1209-0252,7CiC5363-01 CiC5363-0853,7Ci04E02r53,8MEST090 CiC4643-02CiC3261-01 MEST246
54,0
CiC3519-0154,4CiC3573-0554,7CiC4643-0354,9CiC2810-02 CiC2810-0160,2CiC4581-0161,9CiC5816-0163,7CiC0749-0464,3CiC4614-0169,2CiC6233-0176,1CiC5766-0677,1MEST36279,0CiC4383-0383,0CiC4383-0183,6CiC5757-0184,8CiC6193-0985,7CiC5950-0386,7CiC6193-0187,1CiC6259-0188,9CiC6259-0389,4CiC2151-0389,8Ci03H0592,0CiC0599-0196,1TScMI331100,1CiC2648-03 CiC2648-01101,0CiC5459-04104,9MEST280108,2MEST354110,5CiC2790-03113,2MEST461117,8
GL1 clémentine
CiC1723-010,0CiC3315-012,8mCrCIR02D0911,4mCrCIR04B0616,1CiC4743-0217,1CiC4905-0122,5MEST52023,3mCrCIR04H0623,6CiC5702-0132,3CiC1119-03 CiC1119-0141,5CiC5682-0142,7NB-CT1943,0JK-CAC1543,5CiC4303-0144,3CiC5785-0144,7CX200446,7CiC3452-0347,5CiC1352-0647,6CiC1352-0147,7CiC5609-02 CiC5609-0148,3CX6F2349,5CiC6278-0157,0CiC1697-05 CiC3189-10CiC3202-03 CiC0301-02
63,2
CiC0561-0563,4CiC0561-0463,5CiC3440-0767,2CiC2590-1167,8CiC2590-1069,3CiC4131-0170,9mCrCIR01D1071,2CID259071,5CiC1139-0272,1mCrCIR07D0575,6MEST49578,2CiC5355-0578,8CiC4440-01 CiC4440-0380,8mCrCIR03C0882,2CX210185,4CX202188,2CiC3712-0193,9CiC3712-0494,3CF-TGG0294,4CF-CCA0194,7CiC2506-0196,3CX502696,5CX300297,0CiC0443-0797,9CiC3437-02 CiC5444-0598,1CiC3437-0798,9CiC2708-08103,0CiC2708-04103,2CX5F57104,3CX0108104,7CiC0054-05105,4CiC0054-07105,5CiC0023-03 CiC0023-07108,2CiC0780-02110,7CID4122113,8CiC4122-11113,9CiC2532-04114,2CiC2532-01114,5CiC2533-06 CiC2533-03114,6CiC2431-01114,7CiC0461-05 CiC0461-04114,8CiC6122-02 CiC6122-04114,9CiC1231-05115,1CiC4406-01115,2CiC4717-02115,4CiC4717-04115,5CiC4122-04115,6CiC5465-01 CiC5465-04115,9CiC5696-01 CiC5696-02CiC2689-05
116,0
CiC0780-01117,0CiBE4535117,8MEST046120,6CX2011121,9CiBE6006124,0mCrCIR05A05125,2Ci01C07125,6CiC3457-01126,8CiC1881-01128,1CiC0701-01 CiC0701-07CiC1881-03
128,3
CiC5209-05128,6CX2009128,9CX6107129,0JK-TAA41131,9mCrCIR02G01132,2TRPA-M-287 CiC4932-01TRPA-M-370
132,3
CiC1331-02132,8CX5016 MEST525133,1CF-GA02133,2PKF-M-186133,5MEST247134,2MEST110138,9
GL2 référence
CiC1723-010,0ci02d095,4CiC6234-0117,1CiC4743-0219,7CiC4905-0125,0Ci04H01b26,9MEST46738,7CiC5785-01 CiC4303-0142,4CiC1752-0542,8CiC5609-01 CiC5609-0243,4CiC3452-0343,8CiC1352-01 CiC1352-0644,4MEST26848,5CiC6278-0153,9CiC0561-0457,1CiC0301-0157,6CiC0561-0557,9CiC3440-0861,9CiC2590-1165,8CiC4131-0170,0CiC1139-0270,6MEST49576,2CiC5355-0577,4CiC4440-0380,5CiC4440-0182,5CiC3712-01 CiC3712-0490,5CiC4988-01100,7CiC0054-05100,8CiC0023-03100,9CiC2533-03103,2CiC4717-04104,4CiC5465-04 CiC4406-01104,9CiC6122-02 CiC6122-04CiC2689-05
105,0
CiC5696-01105,1CiC5465-01106,3CiC0461-04107,3CiC2533-06107,4CiC2532-01107,5CiC0780-01110,4CiC3457-01114,8CiC0701-07115,4CiC1881-03116,4CiC5209-05118,5PKF-M-186120,6CiC1331-02121,6MEST247124,1MEST525127,4MEST248134,7
GL2 clémentine
MEST1640,0CIBE47215,2CID47215,8CX40047,0MEST2447,5CiC0928-06 CiC0928-037,9CiC3931-018,3CiC2524-048,5CiC3931-04 CiC2524-018,6CiC0580-06 CiC0580-058,9CiC3742-049,4CF-TTG01 CF-AG0510,2CiC1876-0311,1CiC1876-0212,7CiC2434-0113,6JI-TG0116,5MEST25617,0MEST36920,0CiC0892-0221,3CiC0892-0121,5CiC5173-0122,9CiC0308-0224,1mCrCIR04F1229,7CiC5948-0331,2CID421033,7CiC3225-0134,9CX003235,6CiC5626-0337,4CiC4565-0237,5CiC5626-0137,9CX210340,4CX5F4742,9CX013846,8CiC1155-0147,1CiC2373-0147,3MEST37050,5CiC4858-0153,3CiC4857-0354,8CX011855,4JI-AC0357,2CiC0021-0157,6CiC3948-04 CiC3948-0359,9CiC4598-01 CiC6314-1462,7CiC6314-0363,0CID631465,7CiBE164470,2CID628674,8CiC3873-0379,4CiC3873-0279,8CF-AT0382,0MEST51182,7CiC0717-0484,0CF-TG1684,6CiC4831-0384,7CiC4436-0184,8CiC4125-0185,1CiC4950-0685,3CiC6243-0185,6CiC4125-0386,0CiC2538-0186,1CiC4831-0186,2CiC4225-01 CiC5704-01CiC6078-01
86,3
CiC6391-0386,5CiC6391-0286,6CiC5513-0286,7CiC4436-0487,1CID537688,2CiC6243-0388,5MEST47088,8CX003889,1CiC1229-0589,5CiC5376-0589,8CX212390,0CiC1229-0190,1CiC2525-0390,5CiC5439-08 CiC5439-0290,9CiC6116-04 CiC6116-0291,0CiC4385-07 CiC0528-05CiC4385-01
91,6
CiC0339-0291,8CiC3959-0192,5CiC1766-0992,7CiC4681-0292,8CiC4681-05 CiC5719-0192,9CiC3959-10 CiC0281-12CiC0377-15 CiC4534-01CiC5353-03 CiC0377-01
93,1
CiC0281-1093,2CiC1766-0193,4CiC1663-0594,0CiC4783-0394,6CiC0593-01 CiC3248-06CiC5349-01
95,3
CiC4412-13 CiC3248-0195,4CiC1288-0395,5CiC4666-0295,9CiC2126-1496,1CiC0502-0196,5CiC2804-0196,8CiC1497-0997,1CiC1875-0197,8CID294598,8CiC3518-03 CiC3518-0199,4CiC2510-03 HKT1c800F141CiC2510-08 CiC2945-01
100,4
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114,5
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179,4
CiC1997-01179,8CiC6294-03 CiC6294-02180,0CiC4576-02184,8CX0036186,3
GL3 référence
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GL3 clémentine
Chapitre II
134
CiC3576-010,0CiC6177-044,1MEST0704,2CX40085,1CX50195,5CiC4975-01 CiC4975-035,6CF-TA156,1CX61056,8CiC4240-047,1CiC0277-02 CiC0277-037,3CiC2900-068,0CiC2900-048,2CiC4240-088,6CiC5481-03 CiC5481-069,0CHI-M-10411,0CHI-M-17011,4CiC1757-0411,9CiC1757-0212,1CF-CA3112,2CiC1504-0112,7CiC1428-0513,9CiC4112-0514,0CiC1428-0114,2CiC4112-0214,5CiC6458-1215,8CID645815,9mCrCIR07D0616,3CiC5181-03 CiC5261-0116,7CiC3830-0316,8CiC0279-03 CiC2840-01CiC5078-07 CiC5078-01CiC3965-05
17,0
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GL4 référence
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GL4 clémentine
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11,9
MEST15412,0CiC0094-0212,3CiC1891-01 CiC1891-0213,0CiC1085-0313,8CiC3302-0414,1CiC5327-0414,7CiC5327-0314,9CiC4595-0516,3CiC0504-0416,4CiC0257-0316,7CiC0145-0216,8CiC1380-0317,2CiC5589-03 CiC5589-01cms16
17,4
CiC4043-0517,8CiC2172-0717,9CiC4043-0318,1CiC3508-0419,5CiC1251-01 CiC3234-0219,6CiC1868-0219,9CiC1868-04 CiC1251-0220,0mCrCIR07G1120,2CiC2994-0120,6CiC0245-1120,9CiC5726-0321,0MEST01521,7CiC5507-0521,9CiC2573-01 CiC5507-01CiC6015-09
22,0
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99,5
CF-CCT01100,2CiC4796-02100,5mCrCIR07E12100,9MEST115101,4CiC5585-04103,2CiC5585-03103,3CiC1441-01104,0JI-TAT01104,4CI02A04104,9CiC0402-04 CiC4152-02CiC4152-10 CiC0402-02
105,0
CiC5171-05 CiC5171-06105,3CIBE5171105,7CiBE3397106,0CiC5485-09 CID5485107,4CiC5485-05107,7CX6F03108,4CX2106108,8CiC2417-04108,9CiC5815-02109,4MEST056110,2CiC2417-07110,9JI-CA01112,0CX3014113,2CX0021115,0CiC3536-01115,5JI-TA05117,7CiC1638-01119,9
GL5 référence
CiC0181-010,0CiC5362-050,5CiC0094-02 CiC4633-07CiC4652-02
2,9
CiC3736-093,0CiC1891-013,9CiC1891-024,0MEST38018,3CiC4640-0822,2CiC0799-1025,8CiC1135-0126,6CiC4946-0229,6CiC1313-0230,3CiC5788-1630,9MEST08843,0CiC0004-0548,0CiC5843-0350,6CiC5842-0252,7CiC5391-0153,5Ci02E0855,3CiC1041-0157,5CiC5718-0159,5Ci07C0962,2CiC1426-0662,7CiC5132-0163,0CiC4796-0265,8CiC1426-0166,8CiC1945-0167,0CiC1638-0167,7CiC3536-0169,7MEST05673,5CiC5485-0974,1CiC1441-0178,2CiC1441-0579,0
GL5 clémentine
mCrCIR04H090,0CiC3918-060,8CiC0304-015,8CiC4356-026,0CiC4356-066,2CiC2635-06 CiC5076-06CiC2414-02
6,4
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7,0
CiC2159-017,1CiC4510-027,6CiC2414-018,2CiC2635-048,8MEST19110,9CiC4993-0313,9CiC1702-0215,5CiC0610-0117,8CiC2985-0120,3CF-TA0821,8CiC1203-0123,4CiC5911-0124,0CiC1203-0524,1CID020424,8CiC0204-0125,0MEST13226,9CiBE481828,3CiC4048-0129,6CF-AT0738,1CiBE073342,2CX300452,3MEST34656,9CiC0977-0960,5CiC0977-0260,6mCrCIR02F1260,9CiC5814-0161,1CiC1596-01 CiC2406-01CiC2128-01
61,2
CiC3448-07 CiC3448-0661,8CX6F1762,4CX502363,4CiC4015-02 CF-AAG0464,2CiC5260-0165,0CiBE088565,4CiC4015-0365,8CiC5260-0265,9mCrCIR04A0266,5Ci01D1167,3MEST48868,5mCrCIR02B1169,2PSY-M-28969,7MEST32270,1CiC4747-06 CiC5748-0270,6mCrCIR01E0270,9CiC0550-1071,1CiC0771-0371,4CiC0771-0171,5CiC3056-0272,5CiC5874-0572,8CID587473,3CiC2011-0573,9CiC2011-0274,0CX310775,2CiC6320-02 CiC4687-0476,9CiC6320-0477,1CiC0474-0178,0CiC6288-04 CiC6288-0281,2CiC0475-0782,7CiC0770-0183,0CiC0521-0183,4CiC2931-0583,5CiC2931-0184,0CiBE625684,6CF-CA1985,7CX002086,4CiC0948-0188,0CiC0948-0588,2CiC3334-0188,3mCrCIR01C0688,9CiC3334-0389,8AocM50389,9CiC4689-02 CiC4370-02CiC4689-04
91,4
CiC3394-0191,5MEST12392,0JK-TAA193,5CiBE586699,8
GL6 référence
CiC0265-020,0CiC3918-06 CiC0265-011,1CiC4356-06 CiC0304-015,7CiC2635-066,2CiC2635-048,2CiC4993-039,5CiC1702-0213,5CiC1203-0521,7CiC1203-0121,8CiC0204-0121,9CiC4048-0125,2MEST39233,1CiC0977-0949,6CiC0977-0249,7CiC2406-0150,1CiC5814-0150,9CiC1596-0151,5CiC2128-0151,7MEST34653,0CiC3448-07 CiC3448-0655,7CiC5260-0157,7CiC4015-0258,6CiC5260-02 CiC4015-0359,1Ci04E0260,2MEST48861,5PSY-M-28962,1CiC4747-0262,7CiC4747-0662,9CiC0771-0163,6CiC0550-1063,8CiC0771-0364,2CiC3056-0264,8CiC5874-0565,2CiC2011-0266,2CiC2011-0566,3CiC6320-0467,8CiC6320-0267,9CiC0474-0170,0CiC6288-0472,5CiC6288-0272,7CiC0475-0773,5CiC0521-0174,6CiC2931-0575,1CiC2931-0175,3CiC3334-0180,4CiC0948-0580,5CiC0948-0181,3AocM50382,4CiC4370-01 CiC4370-0284,3CiC4689-0485,2CiC4689-0285,5CiC3394-0185,6
GL6 clémentine
Chapitre II
135
CF-TG020,0MEST1078,9mCrCIR02D039,9CF-CA0512,5CiC1444-0313,6mCrCIR07E0514,4MEST47315,8MEST20220,6CiC1436-01 CiC5938-0221,2CiC5938-0121,5CiC5037-0121,9CiC4310-0522,6CF-CAA0222,8CiC4310-0123,0CiC3674-0223,6CiC3674-0123,7CiC4877-06 CiC1811-02CiC3431-06
24,4
CiC4877-0424,7CiC3431-0325,9CID487726,5CiC0832-0142,5CiC6306-0643,3CiC6306-0143,7CiC2401-0546,4CiC2401-0246,6CID240148,3CX010552,1CF-AT2068,5CF-TTC0568,6CiC0215-0170,1mCrCIR03E0675,1CiC5226-0280,4CiC1858-0282,0CiC5979-0882,8CiC4359-0283,1mCrCIR03B0783,4CiC1858-0184,7CiC5979-0385,4CiC5471-0585,5CiC6417-0286,0CiC5471-0186,7CTV274587,4CiC3503-0188,0CiC3503-0288,1CiC3361-0494,3CX011495,0Ci07C0798,0CF-TTC01109,2CID0591115,6
GL7 référence
Ci02D030,0MEST4642,7CiC1444-039,5CiC1436-0111,7CiC5938-0112,0CiC5037-0113,3CiC4310-0114,1CiC1811-02 CiC3431-0616,4CiC3674-0216,5
CiC0832-0126,1CiC6306-0128,7CiC2401-0229,3
CiC5979-0847,8CiC3503-0149,1CiC3503-0249,4CiC5471-0151,2CiC1858-0152,8Ci03B0758,6
CiC0215-0165,3
GL7 clémentine
CiC4368-010,0MEST15272,7cms043,5NB-GT033,7CiC1014-034,4CiC0773-01 JI-GAA034,5CiC1014-015,6mCrCIR01F04a5,9CiC0598-0112,1CiC0640-0512,4CiC0640-0312,8MEST08615,0CF-CT02 CX201515,4CiC5765-0121,4mCrCIR07B0531,7MEST11236,8CiBE021440,4CiC1412-0141,2CiC2458-0241,3MEST83042,2CiC6423-0242,3CiC3474-0242,5CiC5164-0242,6MEST50243,5MEST47256,7NB-AC0157,8LCY2-P-24357,9CiC4770-1158,0CiC2494-02 LCY2-M-37658,1CiC1208-01 CiC0368-01CF-GGT05
58,2
CiC4770-0158,3CiC1208-0858,5CiC0765-0159,4CiC0765-0359,7CX411159,9CiC0100-04 MEST23660,4CiC1897-0360,7CiC3289-0861,3CX4F6363,1CiC4853-01 CiC4853-0465,3CiC3541-1466,4CiBE116872,3mCrCIR02C0995,4mCrCIR02A0998,6MEST320 MEST319100,1CiC1749-05103,0CiC1749-04103,1CiC2424-01 CiC2424-02104,0CiC4790-01105,6CiC4790-02106,1CiC3809-01108,6CX0139118,0
GL8 référence
Ci01F04a0,0CiC4368-011,4CiC1014-037,6CiC0773-018,0CiC0598-0111,9CiC0640-0313,0MEST08621,4CiC1412-0122,4CiC5164-0225,8CiC2458-0226,6CiC3490-0127,5CiC3474-0228,5
CiC1208-0147,0CiC0765-0350,0CiC0765-0150,1LCY2-P-24350,4LCY2-M-37650,7CiC0100-0455,6CiC4853-0159,3CiC4853-0459,7
ci02c0979,4
MEST00598,3
GL8 clémentine
Ci02B070,0CiC4155-011,1CX6F242,1CiC4876-022,5CiC4876-072,7CF-CA24 MEST1872,9CiC5725-08 CiC5725-023,6mCrCIR08B083,8CID57254,0CiC0251-035,4MEST3306,0CiC0851-126,3CiC0025-026,4CX4F979,0CX00199,7CX303213,1CiC5087-01 CiC5087-0315,9CiC5332-0117,2CiC6235-0126,6MEST49429,0CiC1528-0132,8MEST08933,5CiC6249-0140,5CiC6249-0240,6CiC3579-0649,1CiC5559-0249,5mCrCIR07F1149,6JI-AAG0350,1CiC3074-0250,2CiC2700-0150,3CiC1315-0350,5MEST06550,8CiBE609251,1CiC5003-0151,9MEST30852,0CiC0096-0552,1CiC3005-01 CiC1422-01CiC4465-08
52,2
CiBE396652,3CiC1525-0152,4CiC5118-03 CiC4244-02CiC4446-01 CiC5118-01
52,5
JI-TCT0152,8CX4F5952,9CiC4570-0153,1CiC4714-0153,2CX304053,3LCYB-M-201 CiC2518-02CiC2518-04 CiC1873-02CiC3401-01 CiC3780-06LCYB-M-480
53,5
MEST48453,6CiC1873-03 CiC1986-04CiC5833-02
53,7
CiC0019-0153,8CiC0019-05 CiC6441-1753,9CiC4620-07 CiC3096-0254,2CiBE5156a CiBE0890CiC1763-01 CiC1763-03CiC3946-03
54,3
CiC1884-0354,8CiC0416-01 CiC0604-01CiC1862-01 CiC2699-01CiC5781-07 CiC0571-01CiC4120-01 CiC5781-04
54,9
CiC1260-01 Ci08C0555,1CiC5414-02 CiC5414-0355,2CiC4175-0655,9CiC5860-01 CiC3653-0256,5CiC3653-0156,6CiC0908-0357,3CiC3258-0257,6CiC5567-0158,2CiC0046-02 CiC0046-0363,7CiC0518-0168,0CiC2768-0173,3CiC2938-0274,0CiC5692-0175,1CiC0466-0279,4CiC0466-01 CiC5089-0680,8CiC4473-0180,9CiC5089-0281,7CiC0465-0486,9CiC4473-0287,5
GL9 référence
ci02B070,0MEST2911,5Ci08B083,1CiC4155-014,0CiC4876-074,7CiC5725-085,5CiC5725-025,9CiC0025-026,1CiC0851-126,4CiC0251-037,0CiC5087-03 CiC5087-0115,6CiC5332-0116,7CiC6235-0123,1MEST49427,5MEST01631,9CiC6249-0244,4CiC6249-0145,1CiC3579-0655,7CiC3074-0257,2CiC1260-01 CiC5003-0158,3CiC4465-0858,5CiC4120-0159,0CiC0604-0159,3CiC5860-0259,4CiC3653-01 CiC3653-0259,6CiC1873-0359,8CiC5414-0360,0CiC5781-04 CiC4570-01CiC0019-05 CiC4102-03
60,1
CiC2717-01 CiC3890-02CiC2518-02 CiC5833-02CiC2518-04 LCYB-M-201
60,2
CiC3780-0660,4CiC4244-0260,5CiC5118-0160,6CiC4175-0660,9CiC4620-0761,0CiC3946-0361,5CiC5860-0161,9CiC3258-0262,7CiC3258-0363,3MEST14964,3MEST30965,0CiC5567-0165,5MEST120168,0CiC0046-0270,2CiC0518-0176,1CiC2768-0181,2CiC5692-0183,1CiC2938-0283,8CiC5089-06 CiC0466-0186,9CiC4473-0187,4CiC5089-0288,7
GL9 clémentine
Figure 29. Comparaison de la linéarité des marqueurs de chaque groupe de liaison entre la carte du
clémentinier et la carte de référence
Chapitre II
136
2.4.2. Comparaison de la carte consensus aux deux cartes parentales
Certains marqueurs qui avaient pu être cartographiés sur les cartes parentales n'ont pas
pu l'être sur la carte consensus et l’inverse est vrai aussi ce qui explique les quelques
différences notées au niveau des trois cartes. D’une manière générale, la plupart des
marqueurs ont conservé le même ordre. L’analyse comparative entre la carte consensus et la
carte du clémentinier, montre que les deux cartes sont très similaires au niveau de la densité,
de l’ordonnancement des marqueurs et de la longueur des groupes de liaison. En effet, le
nombre de marqueurs inversés varie de 1 à 3 marqueurs chez les groupes de liaison 1, 2, 3, 4
et 9. Les groupes de liaison 5 et 8 présentent le nombre le plus élevé d’inversions d’ordre avec
10 et 7 marqueurs non colinéaires respectivement. Un changement d’ordre de tout un lot de
marqueurs a été observé au niveau de la partie inférieure du GL 8. Les GL 6 et 7 sont
quasiment identiques. Ces deux groupes ont quasiment les mêmes marqueurs à l’exception
d’1 marqueur sur le GL 7 et de 2 marqueurs sur le GL 6. La carte consensus est un peu plus
dense avec des intervalles un peu plus courts entre les marqueurs que la carte du clémentinier.
Cette différence de densité et de répartition des marqueurs est beaucoup plus marquée entre la
carte consensus et la carte du mandarinier. Le nombre des marqueurs dont l’ordre n’est pas le
même sur ces deux cartes est plus faible que chez la carte consensus et la carte du
clémentinier. En effet, ce nombre varie de 1 à 4 marqueurs à l’exception du groupe 6 qui a
montré une parfaite colinéarité. Il est à noter aussi que la plupart des groupes de liaison de la
carte mandarinier sont souvent composés d’un ou de plusieurs sous-groupes à savoir les
groupes 2, 3, 5, 8 et 9 (Annexe 1).
3. Discussion
3.1. Distorsion de ségrégation
La distorsion de ségrégation est souvent rencontrée en cartographie génétique ou lors
de l’analyse de caractères quantitatifs (QTL) (Diouf et Mergeai, 2012). Les marqueurs à
ségrégation distordue peuvent entrainer des inexactitudes dans la cartographie (Hackett et
Broadfoot, 2003) étant donné que les logiciels de cartographie, y compris JoinMap, sont
construits sur l’hypothèse d’une ségrégation mendélienne des marqueurs (Diouf et Mergeai,
2012). Pour résoudre ce problème, ces marqueurs sont souvent exclus des analyses conduisant
ainsi à une perte d’information génétique suite à la réduction de la couverture du génome
(Lorieux et al., 1995). Dans la présente étude, le nombre ou la proportion de marqueurs avec une
ségrégation distordue est faible sur la plupart des GL des trois cartes génétiques (moins de
9%), laissant supposer que ces marqueurs n’auraient pas d’impact sur la précision de la carte.
Chapitre II
137
Pour vérifier cette hypothèse, nous avons choisi de faire un test en comparant deux
cartes consensus construites avec et sans marqueurs à ségrégation distordue. La comparaison
a montré que les marqueurs à ségrégation non mendélienne n’ont pas d’influence sur l’ordre
des marqueurs ni sur la longueur des groupes de liaisons. Les marqueurs à ségrégation non
mendélienne se concentrent en fait sur le GL1 dans les 3 cartes. Dans notre étude de la
distorsion de ségrégation n’a pas affecté la construction de la carte consensus et n’a pas induit
de fausses liaisons, ni de faux groupes de liaison conformément aux résultats de la carte de
référence (Ollitrault et al., 2012).
La fréquence des marqueurs à ségrégation non mendélienne varie selon le sexe
(Ollitrault et al., 2012). Le clémentinier utilisé en tant que parent femelle présente moins de ces
marqueurs (13%) que lorsqu’il est utilisé en tant que parent mâle (57%). C’est un peu le cas
aussi dans notre population avec un taux néanmoins légèrement inférieur pour le clémentinier
(11%) et un taux un peu plus élevé pour le mandarinier (14%). La distribution de ces
marqueurs à ségrégation non mendélienne diverge un peu de celle de la carte de référence du
clémentinier en tant que parent maternel. En effet la majorité des marqueurs se localise dans
les GL5 et GL9 alors que dans notre étude ils se localisent principalement sur le GL1.
Néanmoins on retrouve les mêmes marqueurs à ségrégation non mendélienne sur le même
GL1 de la carte de référence et de la carte génétique de l’oranger utilisé aussi en tant que
parent maternel (Ollitrault et al., 2012). Ces distorsions de ségrégation sont fréquentes dans les
études de cartographie génétique des agrumes (Luro et al., 1994; Kijas et al., 1997 ; de Oliveira et al.,
2007; Oliveira et al., 2004; Raga et al., 2012). Par ailleurs Bernet et al. (2010) rapportaient également
leur fréquence plus élevée chez le parent mâle suggérant qu’ils résulteraient d’une sélection
gamétique des pollens. Cette sélection gamétique pourrait être liée à différents mécanismes
tels que l’avortement ou la compétition pollinique…
D’après Diouf et Mergeai (2012) la cartographie comparée est considérée comme l’une
des meilleures méthodes qui permet d’identifier des fausses liaisons. Si les marqueurs à
ségérgation distordue n’ont pas affecté la construction des trois cartes génétiques dans notre
étude, c’est probablement en raison du faible pourcentage de marqueurs à ségrégation non
mendélienne mais aussi à leur type. Il s’agit en fait des marqueurs SNP et microsatellites
classés comme marqueurs co-dominants. En effet, plusieurs auteurs ont montré que
l’estimation des fréquences de recombinaison entre marqueurs co-dominants est moins
Chapitre II
138
affectée par la distorsion de ségrégation que chez les marqueurs dominants (Lu et al., 2002; Song
et al., 2005).
3.2. Analyse des cartes génétiques
La plupart des cartes génétiques publiées chez les agrumes se caractérisaient jusqu’ici
par une faible densité de marqueurs (Ollitrault et al., 2012). Dans la mesure où la qualité d’une
carte génétique est conditionnée non seulement par le type et le nombre des marqueurs
positionnés mais aussi par leur ordre et les distances qui les séparent (Samouelian et Gaudin,
2009), il était important d’utiliser des marqueurs positionnés sur la carte génétique de
référence. L’utilisation des marqueurs co-dominants a permis d’évaluer la qualité des cartes
génétiques que nous avons établies. Notre carte du clémentinier, fait partie des rares cartes
génétiques élaborées chez les agrumes à l’aide des marqueurs co-dominants et à partir d’une
population issue d’un croisement intra-spécifique (Ollitrault et al., 2012). Bien que le nombre de
marqueurs soit inférieur à celui de la carte génétique de référence, la relative bonne
couverture du génome et la répartition des marqueurs devraient permettre une détection de
QTL ou de gènes d’intérêt.
La carte du mandarinier couvre 811.5 cM avec 16 groupes de liaison et 249
marqueurs. La non saturation d’une carte se révèle par la présence de nombreux sous-groupes
de liaison de petite taille et des marqueurs isolés (de Vienne, 1998). Ceci est dû au nombre
relativement faible de marqueurs utilisés pour construire la carte génétique du mandarinier
contrairement aux deux autres cartes. Ce même déséquilibre entre les marqueurs spécifiques
du mandarinier <nnxnp> et les marqueurs spécifiques du clémentinier <lmxll> a également
été observé dans les deux populations pamplemoussier ‘Chandler’ x clémentinier ‘Nules’ et
clémentinier ‘Nules’ x pamplemoussier ‘Pink’ (Ollitrault et al., 2012). Le nombre de marqueurs
du clémentinier est plus élevé que celui de pamplemoussiers et du mandarinier, car les
marqueurs SNP ont été définis à partir de séquences d’extrémités de clones BAC du génome
du clémentinier et qu’ils sont bi-alléliques (Terol et al., 2008 ; Ollitrault et al., 2012). Par ailleurs du
fait de son origine hybride interspécifique et de sa filiation avec le pamplemoussier,
l’hétérozygotie du clémentinier est plus élevée que celle du mandarinier et donc il est plus
aisé de trouver des marqueurs SSR hétérozygotes pour le clémentinier (García-Lor et al., 2012).
3.3.Cartographie comparée
La comparaison de la position et des distances génétiques des 428 marqueurs
communs de la carte du clémentinier et de la carte de référence a révélé une bonne synténie.
Chapitre II
139
Une synténie conservée est définie comme la co-localisation préservée des locus génétiques
et/ou des gènes sur les chromosomes et /ou les groupes de liaison des espèces apparentées
(Samouelian et Gaudin, 2009). Il convient de préciser que la colinéarité est une forme plus
spécifique de la synténie conservée qui requiert la co-localisation des gènes avec un ordre
génique commun sur un même chromosome chez un individu ou au sein d’une espèce (Abrouk
et al., 2010). Alors que la macro-synténie est bien conservée, quelques inversions dans l’ordre
des marqueurs ont été observées entre les deux cartes. Par ailleurs, quelques inversions situées
essentiellement dans les régions denses ont été également remarquées entre la carte de
référence et la carte de l’oranger (Ollitrault et al., 2012).Ces problèmes d’alignement impliquaient
le plus souvent des marqueurs proches les uns des autres. Les inversions constatées peuvent
être expliquées par des raisons d’ordre statistique: des régions denses en marqueurs telles que
les groupes 2 et 4 pour lesquelles l’ordonnancement est difficile à obtenir ou des marqueurs
situés aux extrémités des groupes de liaison (Ollitrault et al., 2012). Malgré la présence de
quelques inversions, la colinéarité est préservée entre les deux cartes. Cette colinéarité est
mieux conservée chez la carte consensus que chez la carte du clémentinier dont le nombre
d’inversions est un peu plus élevé. Selon Bernet et al. (2010) ces inversions sont dues à
l’utilisation de marqueurs avec des données manquantes, à des petites erreurs de génotypage
et à la différence du pourcentage de distorsion entre les populations comparées.
140
Chapitre III
Détection de QTL des caractères de la
qualité des fruits et de l’abscission
Chapitre III
141
1. Introduction
L’ensemble des composantes qui donnent naissance aux caractères de la qualité n’est
pas seulement dépendant de la manière dont le fruit se développe jusqu’à la maturité mais
également du génotype (Knee, 2002). Les caractères du fruit définissant la qualité sont
essentiellement des caractères quantitatifs composites qui sont sous la dépendance de
plusieurs gènes (Samouelian et Gaudin, 2009). Découvrir les gènes impliqués dans le contrôle de
ces caractères de même que l’influence de l’environnement sont donc des enjeux importants
pour la recherche fondamentale et pour les travaux de sélection et d’amélioration des agrumes
(De Rocca et Ollitrault, 1992).
Ce chapitre concerne donc les travaux réalisés pour révéler et situer sur le génome des
QTL impliqués dans le contrôle de l’abscission et des principaux caractères de la qualité au
cours de la maturation des fruits.
Pour cela, nous avons construit les cartes génétiques parentales du mandarinier et du
clémentinier. Les données de phénotypage des caractères mesurés au cours de la maturation
lors des deux compagnes de récolte (2011/2012 et 2012/2013) sont définies dans la section
Matériels et Méthodes. La cartographie génétique est présentée dans le Chapitre II.
Ce troisième Chapitre est consacré à l’identification des QTL et est subdivisé en deux sous
chapitres. Le premier sous-chapitre en français est consacré à l’analyse de données
phénotypiques liées aux principaux paramètres de la maturation et d’abscission mesurés en
2011/2012 et à l‘identification des QTL associés. Le second sous-chapitre est présenté sous
forme d’article en anglais et correspond à l’identification des QTL associés aux caractères
physiques et organoleptiques mesurés au cours de la maturation en 2012/2013.
2. Détection des QTL de la FDF et des caractères physico-chimiques des fruits
2.1.Résultats
2.1.1. Analyse des données phénotypiques
2.1.1.1.Variation des caractères
La variabilité et la distribution des caractères mesurés à différentes dates de la phase
de maturation de la population clémentinier × mandarinier sont présentées dans les figures 30
et 31. Les valeurs moyennes, maximales et minimales et les écarts de chacun des caractères
ont été calculés pour les deux parents et pour la population d’hybrides (Annexe 2).
Chapitre III
142
Les deux parents, clémentinier et mandarinier, se différencient sur tous les caractères
mesurés à l’exception de la masse et leur écart est à peu près le même tout au long de la
période de mesures pour la plupart des caractères (Annexe 2). En effet, pour la force de
détachement du fruit (FDF), l’index de couleur CCI, les indices de couleur a* et b*, la largeur
du pédoncule et le pH, le clémentinier présente toujours des valeurs plus élevées, quelle que
soit la date de maturation. Par exemple la force de détachement du fruit mesurée en novembre
chez le clémentinier est de 43.2 N contre 23.9 N chez le mandarinier. La TSS est plus élevée
chez la clémentine les deux premiers mois de mesure puis les deux parents ont une teneur en
sucre presque identique. Le pourcentage de jus et l’acidité sont toujours plus élevés chez le
mandarinier quelle que soit la date.
Ces écarts et l’évolution dans le temps des valeurs de certains paramètres sont en
adéquation avec les époques de maturité commerciale définies pour chacun des deux parents:
Novembre pour la clémentine et janvier pour la mandarine. Les clémentines sont donc plus
colorées et se détachent moins facilement que les mandarines. Cependant, ces dernières sont
plus juteuses et plus acides. Cependant si l’on compare les valeurs mesurées aux époques de
maturité commerciales respectives ces différences ne sont pas si grandes, parfois même
inversées.
Pour tous les caractères mesurés, la population présente toujours une gamme de
valeurs très large c’est-à-dire, intermédiaires, supérieures et inférieures à celles des valeurs
parentales (Figure 30). En effet, des phénotypes avec des valeurs plus élevées et/ou plus
faibles que les valeurs des deux parents comme pour la TSS, la masse du fruit et le pH ont été
observées tout au long de la période de mesures. Cette variation des phénotypes découlerait de
l’hétérozygotie des deux parents et de nombreuses combinaisons allèliques nouvelles qui sont
créées aux locus concernés, étendant ainsi la gamme de la variation phénotypique au sein de
la population. Ce type de distribution des valeurs des caractères suggèrent que leur hérédité
est quantitative et probablement polygénique. Bien que les moyennes de certains caractères de
la population fluctuent au cours du temps, le type de distribution de la plupart des caractères
est quasiment similaire au cours des quatre dates de maturation. Nous n’avons donc
représenté que les histogrammes de distribution d’une seule date de mesure, janvier 2012
(Figure 30).
Tous les caractères mesurés au sein de la population évoluent au cours de la période de
mesure (les 4 mois au cours de la maturation) à l’exception de la force de détachement du
fruit (FDF) et de la largeur du pédoncule. Ces deux derniers caractères restent constants tout
au long de la période de mesure (Figure 31). En revanche, l’index de couleur CCI, la masse
Chapitre III
143
du fruit, les diamètres équatorial et polaire, les indices de couleur a* et b* et la TSS
augmentent jusqu’en janvier et se stabilisent par la suite. Au contraire, l’acidité diminue
considérablement au cours de la période de mesure et passe d’une moyenne de 1.4 g de citrate
/100 g de jus à 0.7 g/100 g de jus et la variation des valeurs diminue également de 0.8 - 4.6
g/100 g de jus en octobre, à 0.2 - 1.6 g/100 g de jus, en février. Enfin, le pourcentage de jus
augmente au début de la période de mesure puis diminue légèrement à partir du janvier. Pour
l’indice a* et le pH, la variabilité maximale est observée en janvier.
Selon les trois tests de normalité de Shapiro-Wilk, Lilliefors et Kolmogorov-Smirnov
(alpha = 0.5%), la moitié des paramètres mesurés, à savoir le diamètre équatorial, le diamètre
polaire, la largeur du pédoncule, la FDF et le pH, suit une loi normale de distribution. Le reste
des caractères mesurés s’en écarte. Pour être normalisés, ces caractères ont été transformés
par le biais des fonctions mathématiques telles que le logarithme et/ou la racine carrée. La
normalité de la distribution des caractères est une condition indispensable pour la détection
des QTL par la plupart des tests statistiques.
Chapitre III
144
Figure 30. Distribution des caractères de maturation mesurés le
09/01/2012 au sein de la population clémentinier x mandarinier. La
flèche orange indique la position de la mandarine et celle verte indique
la position de la clémentine au sein de la population.
Force de détachement du fruit (N)K-S d=.04426, p> .20; Lilliefors p> .20
Shapiro-Wilk W=.98801, p=.53891
0 5 10 15 20 25 30 35 40 450
5
10
15
20
25
30
Diamètre polaire (mm)K-S d=.08909, p> .20; Lilliefors p<.10
Shapiro-Wilk W=.97619, p=.07775
22 24 26 28 30 32 34 36 38 40 42 44 46 48 50 52 54 56 580
2
4
6
8
10
12
14
16
18
20
Largeur du pédoncule (mm)K-S d=.04059, p> .20; Lilliefors p> .20
Shapiro-Wilk W=.99461, p=.96910
1.2 1.4 1.6 1.8 2.0 2.2 2.4 2.6 2.8 3.0 3.2 3.4 3.60
5
10
15
20
25
Couleur aK-S d=.11432, p<.20 ; Lilliefors p<.01
Shapiro-Wilk W=.94499, p=.00053
-15 -10 -5 0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 500
2
4
6
8
10
12
14
16
18
20
Couleur bK-S d=.11895, p<.15 ; Lilliefors p<.01
Shapiro-Wilk W=.93327, p=.00011
35 40 45 50 55 60 65 70 75 800
5
10
15
20
25
30
35
40
45
pHK-S d=.06277, p> .20; Lilliefors p> .20
Shapiro-Wilk W=.98066, p=.17331
3.0 3.2 3.4 3.6 3.8 4.0 4.2 4.4 4.6 4.8 5.0 5.2 5.4 5.6 5.80
2
4
6
8
10
12
14
16
18
20
22
Pourcentage du jus (%)
K-S d=.10531, p> .20; Lilliefors p<.05
Shapiro-Wilk W=.95521, p=.00274
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 550
5
10
15
20
25
30
TSS (°Brix)
K-S d=.08989, p> .20; Lilliefors p<.10
Shapiro-Wilk W=.94848, p=.00088
4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 150
5
10
15
20
25
30
35
40
Acidité (g/100g)K-S d=.12896, p<.10 ; Lilliefors p<.01
Shapiro-Wilk W=.87553, p=.00000
-0.2 0.0 0.2 0.4 0.6 0.8 1.0 1.2 1.4 1.6 1.8 2.0 2.2 2.4 2.60
5
10
15
20
25
30
35
Forme du fruitK-S d=.11059, p<.20 ; Lilliefors p<.01
Shapiro-Wilk W=.98016, p=.15459
0.8 0.9 1.0 1.1 1.2 1.3 1.4 1.50
5
10
15
20
25
30
35
40
45
Couleur CCIK-S d=.08237, p> .20; Lilliefors p<.10
Shapiro-Wilk W=.96823, p=.01975
-10 -8 -6 -4 -2 0 2 4 6 8 10 120
5
10
15
20
25
30
Diamètre équatorial (mm)K-S d=.05466, p> .20; Lilliefors p> .20
Shapiro-Wilk W=.98582, p=.39224
26 28 30 32 34 36 38 40 42 44 46 48 50 52 54 56 58 60 620
2
4
6
8
10
12
14
16
18
20
Masse du fruit (g)K-S d=.10137, p> .20; Lilliefors p<.05
Shapiro-Wilk W=.95446, p=.00145
5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85 90 950
2
4
6
8
10
12
14
16
Chapitre III
145
Figure 31. Boite à moustaches de la répartition des valeurs des caractères selon les classes
d’effectifs de la population au cours des différentes dates de la maturation des fruits
Masse du fruit (g)
Mean Mean±SD Mean±1.96*SD
03/10/201117/11/2011
09/01/201207/02/2012
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
Diamètre équatorial (mm)
Mean
Mean±SD
Mean±1.96*SD 17/11/2011 09/01/2012 07/02/201230
35
40
45
50
55
60
65
Diamètre polaire (mm)
Mean Mean±SD Mean±1.96*SD
17/11/201109/01/2012
07/02/201225
30
35
40
45
50
55
Largeur du pédoncule
Mean Mean±SD Mean±1.96*SD 17/11/2011 09/01/2012 07/02/2012
1.6
1.8
2.0
2.2
2.4
2.6
2.8
3.0
3.2
3.4
3.6
FDF (N)
Mean Mean±SD Mean±1.96*SD
03/10/201117/11/2011
09/01/201207/02/2012
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
50
Forme du fruit
Median 25%-75% Non-Outlier Range Outliers Extremes
03/10/201117/11/2011
07/02/20120.8
0.9
1.0
1.1
1.2
1.3
1.4
1.5
1.6
Chapitre III
146
Figure 31 (Suite)
Indice de couleur a*
Mean
Mean±SD
Mean±1.96*SD 17/11/2011 09/01/2012 07/02/2012-30
-20
-10
0
10
20
30
40
50
Indice de couleur b*
Mean
Mean±SD
Mean±1.96*SD
17/11/2011
09/01/2012
07/02/20120
10
20
30
40
50
60
70
80
Pourcentage du jus (%)
Mean Mean±SD Mean±1.96*SD
03/10/201117/11/2011
09/01/201207/02/2012
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
50
Acidité (g/100g)
Mean Mean±SD Mean±1.96*SD
03/10/201117/11/2011
09/01/201207/02/2012
0
1
2
3
4
5
TSS (°Brix)
Mean Mean±SD Mean±1.96*SD
03/10/201117/11/2011
09/01/201207/02/2012
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
pH
Mean Mean±SD Mean±1.96*SD
03/10/201117/11/2011
09/01/201207/02/2012
2.6
2.8
3.0
3.2
3.4
3.6
3.8
4.0
4.2
4.4
4.6
4.8
5.0
5.2
Chapitre III
147
2.1.1.2.Corrélations génétiques
Les coefficients de corrélation de Spearman entre les différents caractères analysés
sont présentés dans le tableau 10. Plusieurs caractères semblent être significativement corrélés
tout au long de la période de mesures. En l’occurrence, la FDF, la largeur du pédoncule, le
diamètre équatorial, le diamètre polaire et la masse du fruit sont significativement corrélés
entre eux avec une corrélation plus marquée attendue entre le diamètre et la masse du fruit.
Les coefficients de corrélation de ces paramètres varient de 0.23 entre la FDF et la largeur du
pédoncule à 0.97 entre le diamètre équatorial et la masse du fruit. Le TSS et le pourcentage de
jus sont positivement corrélés. L’indice de couleur a* et la TSS présentent des coefficients de
corrélation significatifs mais néanmoins faibles. Le pH et l’acidité sont significativement et
négativement corrélés. Leurs coefficients de corrélation varient de -0.50 en octobre à -0.87 en
janvier. Ces deux derniers caractères sont également corrélés à la masse du fruit (-0.48 en
novembre). En revanche, certains paramètres tels que la largeur du pédoncule et la forme du
fruit ne présentent aucune corrélation tout au long de la période de mesures. Ceci est vrai
aussi pour le pourcentage de jus et les indices de couleur. Les coefficients de corrélation ne
varient pas seulement en fonction des caractères mais aussi en fonction de la date de
maturation. En effet, certains paramètres présentent des corrélations qui persistent au cours de
la période telles que les paramètres cités auparavant. Pour d’autres paramètres les corrélations
ne durent cependant pas tout au long de la période de mesures. En effet, la TSS et la masse
sont significativement corrélés avec un coefficient de corrélation de l’ordre de 0.6 pour les
mois d’octobre et de novembre mais pas corrélés au mois de février. Ceci est observé
également pour le CCI d’une part et la TSS et l’acidité d’autre part qui étaient modérément
corrélés en novembre (respectivement 0.54 et – 0.44) et quasiment plus en janvier.
Chapitre III
148
Tableau 10. Corrélations génétiques entre les différents paramètres mesurés au sein de la population à quatre dates au cours de la maturation.
Les lignes 1, 2, 3 et 4 correspondent respectivement à la date 1 : 10/2011, date 2 : 11/2011, date 3 : 01/2012 et la date 4 : 02/2012.
FDF (N) Masse (g)
Diamètre
équatorial
(mm)
Diamètre
polaire
(mm)
% du jus
Largeur du
pédoncule
(mm)
pH Acidité
(g/100g) TSS (°Brix) CCI
Forme du
fruit
Indice de
couleur a*
Indice de
couleur b*
FDF (N)
1,00
Poids (g)
0,16
0,50
0,49
0,41
1,00
Diamètre équatorial
(mm)
-
0,54
0,44
0,41
-
0,97
0,94
0,95
1,00
Diamètre
polaire (mm)
-
0,33
0,46
0,42
-
0,89
0,84
0,83
-
0,78
0,68
0,70
1,00
% du jus
-0,07
0,27
0,15
-0,03
0,52
0,51
0,11
0,09
-
0,48
0,05
0,03
-
0,37
0,01
-0,09
1,00
Largeur du
pédoncule
(mm)
-
0,23
0,50
0,40
-
0,33
0,63
0,49
-
0,31
0,60
0,48
-
0,44
0,62
0,49
-
-0,05
-0,02
-0,17
1,00
pH
-0,06
0,31
0,13
0,06
0,59
0,53
0,27
0,25
-
0,55
0,28
0,31
-
0,38
0,27
0,21
0,67
0,11
-0,25
-0,26
-
0,05
0,17
0,18
1,00
Acidité (g/100g)
-0,06
-0,24
-0,16
-0,03
0,02
-0,48
-0,29
-0,27
-
-0,51
-0,31
-0,33
-
-0,32
-0,27
-0,22
0,11
-0,18
0,26
0.31
-
0,04
-0,16
-0,13
-0,27
-0,85
-0,87
-0,86
1,00
TSS (°Brix)
-0,06
0,24
0,15
-0,06
0,59
0,63
0,21
0,00
-
0,65
0,15
-0,02
-
0,42
0,13
-0,10
0.67
0,55
0,50
0,33
-
-0,06
0,16
-0,11
1,00
0,34
-0,18
-0,32
0,27
-0,35
0,18
0,36
1,00
CCI
-
0,19
-0,06
-0,15
-
0,25
-0,14
-0,10
-
0,35
-0,06
-0,05
-
-0,04
-0,25
-0,19
-
0,18
-0,04
-0,03
-
-0,29
-0,15
-0,31
-
0,50
0,18
-0,07
-
-0,44
-0,23
0,02
-
0,54
0,26
0,18
1,00
Forme du fruit
-
0.33
0.14
-0.08
-
0.12
-0.11
-0.03
-
0.32
0.2
0.3
-
-0.36
-0.57
-0.53
-
0.18
0.10
0.22
-
-0.18
-0.19
-0.11
-
0.28
-0.04
0.08
-
-0.26
0.09
-0.07
-
0.33
0.11
0.18
-
0.49
0.26
0.13
1.00
Indice de
couleur a*
-
0.07
-0.02
-0.15
-
0.13
-0.07
0.03
-
0.25
0.00
0.06
-
-0.16
-0.18
-0.07
-
0.06
-0.09
-0.06
-
-0.20
-0.16
-0.23
-
0.38
0.23
-0.01
-
-0.35
-0.27
0.00
-
0.43
0.30
0.21
-
0.54
0.97
0.92
-
0.58
0.28
0.19
1.00
Indice de
couleur b*
-
0.18
0.14
0.14
-
0.30
0.23
0.27
-
0.38
0.23
0.24
-
0.07
0.15
0.30
-
0.13
0.06
-0.05
-
-0.18
-0.02
0.08
-
0.52
0.09
0.02
-
-0.44
-0.10
-0.02
-
0.44
0.18
0.01
-
0.92
0.46
0.30
-
0.43
0.05
-0.13
-
0.50
0.49
0.22
1.00
Chapitre III
149
2.1.1.3.Héritabilité des caractères
Le tableau 11 relate l’héritabilité au sens large calculée pour tous les caractères
étudiés. D’une manière générale, on peut considérer que l’héritabilité des caractères mesurés
dans notre population est relativement importante. En effet, l’héritabilité moyenne calculée
pour tous les caractères au cours de la période de mesures est égale à 0.68. En outre, la valeur
d’héritabilité la plus faible est égale à 0.3 et correspond à celle de la FDF. Son héritabilité
varie de 0.3 à 0.45 au cours de la période. A l’exception de la FDF, les autres paramètres
possèdent une héritabilité supérieure à 0.5. On remarque également que l’héritabilité varie en
fonction des dates de mesures. En effet, les valeurs d’héritabilité les plus élevées sont en
générale enregistrées à partir de novembre et augmentent au cours du temps. Les caractères
les plus héritables (H2 > 0.8) sont le pH en janvier et en février et l’indice de couleur a* en
novembre et en janvier. L’acidité, le diamètre polaire et la forme du fruit ont une H2 > 0.7 tout
au long de la période de mesures.
Tableau 11. Héritabilité des caractères mesurés au cours de la maturation (octobre à
février) au sein de la population clémentinier × mandarinier
Caractère Date de prélèvement Héritabilité
FDF (N)
10/2011 0.30
11/2011 0.30
01/2012 0.34
02/2012 0.45
02/2013 0.54
Masse du fruit (g)
10/2011 0.58
11/2011 0.75
01/2012 0.69
02/2012 0.75
Diamètre équatorial (mm)
10/2011 -
11/2011 0.74
01/2012 0.63
02/2012 0.73
Diamètre polaire (mm)
10/2011 -
11/2011 0.75
01/2012 0.75
02/2012 0.78
Forme du fruit
10/2011 -
11/2011 0.78
01/2012 0.72
02/2012 0.72
Pourcentage du jus (%)
10/2011 0.53
11/2011 0.64
01/2012 0.69
02/2012 0.78
Largeur du pédoncule
(mm)
10/2011 -
11/2011 0.55
01/2012 0.65
02/2012 0.63
pH
10/2011 0.59
11/2011 0.86
01/2012 0.88
02/2012 0.8
Acidité (g/100g) 10/2011 0.73
Chapitre III
150
11/2011 0.76
01/2012 0.77
02/2012 0.74
TSS (°Brix)
10/2011 0.59
11/2011 0.67
01/2012 0.67
02/2012 0.68
CCI
10/2011 -
11/2011 0.85
01/2012 0.75
02/2012 0.82
Indice de couleur a*
10/2011 -
11/2011 0.68
01/2012 0.68
02/2012 0.82
Indice de couleur b*
10/2011 -
11/2011 0.88
01/2012 0.88
02/2012 0.71
2.1.2. Cartes génétiques
Les cartes génétiques établies dans le deuxième chapitre possèdent des régions très
denses en marqueurs moléculaires. Il est à noter que la présence de plusieurs marqueurs très
proches les uns des autres ralentit les analyses statistiques et peut conduire à des blocages de
l’analyse. Dans la plupart des études, les conditions optimales décrites pour estimer l’effet et
la position du QTL correspondent à des intervalles de 10 à 15 cM (Lynch et Walsh, 1998). Ainsi
pour faciliter les analyses des QTL sans perdre trop d’information génétique, nous avons fait
le choix de réduire les régions de forte densité de marqueurs en ne gardant qu’un seul
marqueur par locus et les locus distants de plus de 1 cM .
La suppression des marqueurs adjacents positionnés à moins de 1 cM d’un autre
marqueur a permis d’établir une carte consensus finale contenant 310 marqueurs alors que la
carte du clémentinier et du mandarinier contiennent respectivement 277 et 147 marqueurs
(Tableau 12). La majorité des marqueurs sont des marqueurs SNP. La distance moyenne entre
deux marqueurs adjacents varie de 1.3 à 3.9 cM sur la carte consensus. En ce qui concerne les
deux cartes parentales, l’intervalle moyen varie de 2.2 à 5.3 cM sur la carte du clémentinier et
de 3.5 à 6.8 cM sur la carte du mandarinier. Les intervalles maximum sont tous inferieurs à 20
cM pour tous les groupes de liaison sauf pour le groupe 7. Ceci est vrai pour les trois cartes
parentales.
Chapitre III
151
Tableau 12. Caractérisation des trois cartes génétiques utilisées pour la détection des QTL
GL1 GL2 GL3 GL4 GL5 GL6 GL7 GL8 GL9
Carte consensus
Nombre total de marqueurs 37 45 55 39 36 16 20 23 39
Nombre de SSR 8 6 4 6 5 1 3 8 10
Nombre de SNP 31 39 51 33 31 15 7 15 29
Intervalle moyen (cM) 2.8 2.9 2.2 1.3 2.2 3.4 3.9 2.9 2.3
Intervalle maximal (cM) 8.9 10.5 10.0 6.9 10.5 16.4 23.3 12.8 10.7
Intervalle minimal en (cM) 0.1 0.0 0.0 0.0 78.4 0.0 0.0 0.1 0.0
Longueur du GL (cM) 102.0 126.7 92.1/23.9 96.0 78.4 51.6 73.9 65.1 87.8
Carte du clémentinier
Nombre total de marqueurs 36 24 59 41 26 16 17 22 36
Nombre de SSR 6 6 10 6 4 1 1 6 8
Nombre de SNP 30 18 49 35 22 15 16 16 28
Intervalle moyen (cM) 2.5 5.3 2.4 2.3 3.3 3.4 3.8 4.6 2.2
Intervalle maximal (cM) 9.7 13.3 9.2 8 13.1 16.4 26.3 19.7 9.8
Intervalle minimal (cM) 0.0 1.2 0.0 0.0 0.0 0.0 0.0 0.0 0.0
Longueur du GL (cM) 85.6 122.6 106.2/32.9 93.8 83.4 51.6 61.9 98.3 79.5
Carte du mandarinier
Nombre total de marqueurs 9 22 16 22 10 19 7 20 21
Nombre de SSR 8 18 13 18 6 15 6 13 15
Nombre de SNP 1 4 3 4 4 4 1 7 6
Intervalle moyen (cM) 4.2 5.0 5.0 4.3 6.2 3.5 6.8 4.0 3.5
Intervalle maximal (cM) 8.2 18.1 12.6 8.5 10.0 12.9 24.3 16.4 11.3
Intervalle minimal (cM) 0.0 0.0 0.0 0.0 2.1 0.0 0.0 0.1 0.0
Longueur du GL (cM) 33.8 95.8 81.8 91.0 40.1/9.5 63.0 40.8 53.1/10.9 31.7/35.0
2.1.3. Identification des QTL
Les QTL identifiés par MapQTL sont présentés dans le tableau 13 et les figures 32,
33 et 34. L’analyse par IM et par MQM a permis de détecter 25 QTL pour les 12 caractères
mesurés à différentes dates au cours de la maturation sur la carte consensus. 14 QTL
additionnels ont été identifiés sur les deux cartes parentales à raison de 6 QTL sur la carte du
mandarinier et 8 QTL sur la carte du clémentinier. Au total, 39 QTL ont été cartographiés.
Ces QTL se répartissent sur 7 groupes de liaison, avec seulement les groupes de liaison 4 et 9
sans QTL. Le GL8 possède le nombre le plus élevé de QTL avec 10 QTL au niveau de la
carte consensus et 11 QTL au niveau de la carte du clémentinier. Enfin les groupes 5 et 4
contiennent respectivement 5 et 4 QTL sur la carte consensus et les groupes 7 et 5 contiennent
6 et 4 QTL sur la carte du clémentinier.
Chapitre III
152
Tableau 13. Caractérisation des QTL détectés pour les caractères mesurés au cours de la
maturation en 2011/2012 sur la carte consensus et les cartes parentales (C : clémentinier ; M :
mandarinier)
Caractères DP GL
LOD
score
maximal
Marqueur le
plus proche
Position
sur la
carte
Intervalle de
confiance
(cM)
R2 (%)
QTL
addition
nels
Largeur du
pédoncule (mm)
Date2 1 4.8 CiC2110-02 18.9 16.4- 22.9 22.1
Date3 8 4.4 MEST503 65.0 53.2-65.0 21.7
Date4 8 5.3 CiC0100-04 44.7 42.8-47.7 25.0
Indice de couleur
a*
Date2
7 7.6 CiC5979-03 0.0 0.0-2.3 30.1
5 5.0 CiC1891-02 0.0 0.0-0.6 14.1
6 4.5 MEST392 12.1 4.1-16.5 12.9
3 6.3 CiC6243-01 69.5 68.6-70.2 27.1 C
1 5.6 MEST362 85.5 83.6-85.5 24.6 C
Date3 3 5.1 CiC0748-02 105.9 100.9-106.1 19.6
8 4.4 CiC0100-04 54.7 50.4-59.3 21.7 C
Date4 8 4.6 LCY2-M-376 44.7 43.8-49.4 22.5
7 8.2 CiC1436-01 59.7 59.3-61.8 24.9 C
Indice de couleur
b* Date4
8 4.2 CiC3474-02 30.0 27.8-36.0 20.9
7 7.0 CiC1444-03 59.7 59.3-61.8 21.7 C
Index de couleur
CCI
Date3
8 4.8 CiC0100-04 45.7 41.8-49.4 23.3
3 6.3 MEST470 46.5 41.1-49.5 25.4 M
7 4.2 MEST380 12.8 4.0-21.8 16.5 M
Date4 8 4.3 CiC1208-01 45.5 33.5-46.9 21.3 C
Forme du fruit
Date2
5 5.4 CiC5132-01 58.0 57.4-61.0 18.6
2 5.1 CiC3440-08 60.5 55.0-63.5 17.4
10 5.8 CiC1436-01 59.7 59.3-61.8 25.6 C
Date3
2 5.2 CiC0561-05 62.5 56.5-63.5 19.0
5 4.9 CiC1426-01 62.0 61.0-62.6 18.4
7 5.9 CiC1444-03 61.7 59.3-61.8 27.9 C
6 4.4 CiC3448-07 49.6 43.6-52.6 21.8 M
Date4 5 9.5 CiC5391-01 49.9 48.5-52.8 34.8
8 4.3 CiC0640-03 13.7 11.8-17.9 13.8
Diamètre polaire
(mm)
Date3 2 6.0 CiC5444-05 30.5 26.6-32.5 17.4
8 5.8 CiC4853-01 37.0 32.0-43.8 16.5
Date4 5 4.7 CiC1067-02 9.9 2.9-16.1 22.6
Diamètre équatorial Date3 8 4.9 LCY2-P-243 50.4 50.0-50.07 19.9 C
TSS (°Brix) Date3 7 5.2 CiC2401-02 37.2 30.2-47.8 24.9
Acidité (g/100g) Date4 8 5.0 CiC4853-01 42.8 38.0-44.7 24.5
FDF (N) Date3 2 4.5 PKF-M-186 119.3 118.9-122.3 21.9
pH
Date4
8 8.1 CiC4853-01 41.8 39.0-44.7 32.4
1 4.3 CiC5690-01 39.9 36.3-43.2 15.6
Masse du fruit (g) Date3 8 4.3 LCY2-M-376 47.7 43.8-49.8 21.4
Pourcentage du jus Date2 6 4.1 CiC1596-01 53.6 49.6-53.7 19.1 M DP : date de prélèvement/Date 2 : novembre/Date 3 : décembre, Date 4 : février
Les autres groupes contiennent chacun de 1 à 2 QTL. Il est à noter qu’aucun QTL n’a
été détecté pour les 6 caractères mesurés en octobre, à savoir la masse du fruit, la FDF, le
pourcentage du jus, la TSS, l’acidité, le pH. En revanche le nombre de QTL détectés en
novembre, janvier février est égal respectivement à 10, 17 et 12. Ainsi, on peut noter que le
nombre le plus élevé de QTL identifiés correspond au mois de janvier, le mois où la
mandarine atteint sa maturité commerciale. Le nombre de QTL ne varie pas seulement en
Chapitre III
153
fonction de la date de maturation mais aussi en fonction des caractères mesurés. Ce nombre
varie de 0 à 5 QTL par caractère et par date de maturation. Tous les QTL détectés
représentent une part relativement importante de la variance totale. En effet, la plus faible
valeur de R2
est égale à 12.9%. En outre, la plupart des QTL expliquent plus de 20% de la
variance totale. Cependant, 3 QTL seulement ont un effet majeur avec un R2 >30%, ceux de
l’indice de couleur a* mesurée au mois de novembre, du pH et de la forme du fruit mesurés
en février.
Figure 32. QTL détectés sur la carte consensus pour les paramètres mesurés aux différentes dates
de maturation en 2011/2012. Pour chaque QTL nous avons représenté l’intervalle de confiance et
la position la plus probable du QTL. Les QTL détectés en novembre, janvier et février sont
représentés en vert, bleu et orange respectivement.
MEST9400,0CiC6315-011,7Ci02G083,1
MEST3946,1
CiC3567-0411,4CiC6022-0112,3CiC5825-0112,7CiC0607-0114,0CiC4827-0116,4CiC2110-0219,0
MEST05727,9
CiC3739-0131,3
Ci04E02r36,9
CiC5690-0140,3
CiC1550-0143,3CiC1931-0443,5
CiC2809-0248,3CiC2093-0349,5CiC5085-0150,9CiC4643-0252,4
CiC0749-0458,8CiC4581-0160,2CiC5816-0161,9
CiC4614-0165,1
CiC6233-0171,0
CiC6193-0978,1CiC4383-0379,7CiC5757-0181,3CiC6193-0182,7CiC6259-0383,7CiC2151-0385,3Ci03H0587,3
MEST36291,7CiC0599-0193,2
TScMI33197,1CiC2648-0198,0
CiC5459-04102,0L
arg
eu
r du
pé
do
ncu
lep
H
GL1
CiC1723-01c10,0
CiC3315-01c1 CiC3315-01c42,8
ci02d09c4 ci02d0911,4
CiC6234-0121,9CiC4743-0222,5
CiC4905-0125,4Ci04H01b27,2
CiC5702-0137,0
MEST26841,3CiC1119-03 CiC1119-0145,5CiC5682-0147,0MEST46747,4CiC5785-0148,1CiC1752-0549,0CiC3452-0349,6
CiC6278-0159,0
CiC0561-0462,2CiC0301-0162,9CiC0561-0563,1
CiC3440-0867,2
CiC2590-1171,1
CiC1139-0275,6
CiC5355-0580,2MEST49581,9
CiC4440-0384,2
CiC4440-0186,3
CiC3712-0194,1
CiC5444-0596,2
CiC2708-08101,1CiC2708-04101,6
CiC0780-01105,1CiC4988-01107,0CiC0023-03 CiC0054-05107,3
CiC5465-01110,6CiC6122-04 CiC6122-02111,9CiC2532-01113,8CiC2533-03114,8
CiC3457-01121,0CiC0701-07121,6CiC1881-03122,7CiC5209-05124,8PKF-M-186126,7
Fo
rme d
u fru
itD
iam
ètre
po
laire
FD
F
Fo
rme d
u fru
it
GL2
CiC3931-040,0CiC0928-060,3CiC2524-041,7CiC0580-063,2CiC0580-053,4CiC3742-043,7CiC1876-038,0CiC2434-018,6
CiC0892-0114,2CiC0308-0214,9CiC5173-0115,6CiC5948-0318,1CiC5626-0320,0
CiC1155-0128,9MEST37030,8CiC2373-0132,5
CiC4858-0135,8CiC4857-0336,9
CiC0021-0140,9
CiC3948-0445,9
CiC4598-01 CiC6314-1449,3
CiC3873-0357,9CiC4125-0361,9MEST51163,2CiC0281-1068,9CiC1766-0169,3CiC1663-0570,1CiC0502-0172,4CiC1025-04 CiC3388-0172,5CiC3518-03 CiC1341-01CiC0804-06
72,7
CiC3248-0672,8CiC4681-0573,6CiC0281-1274,3HKT1c800F14176,4CiC0868-0277,8CiC5737-0682,2CiC0843-0183,6CiC5796-12 CiC5796-0385,5CiC4613-0286,4CiC0264-0189,2CiC5091-1389,8CiC1459-0392,1
Ind
ice d
e c
ou
leu
r a*
MEST9980,0
CiC1991-013,6
CiC3650-017,9CiC1453-018,7CiC3532-02 CiC3532-0110,7
CiC5266-0220,8
CiC2507-0323,9
GL3
CHI-M-1700,0CiC0279-033,6CiC5078-074,8CiC6458-125,1CiC5261-016,4CHI-M-1048,4CiC4884-019,0CiC0277-0310,8CiC5481-0611,3CiC2824-0112,4CiC4240-0412,8CiC1646-0714,1CiC5492-1015,5
CiC5365-0122,3
CiC1123-0124,5
CiC2788-0927,7CiC1505-0228,9MEST53030,7
CiC3740-0234,9CiC3740-0135,8MEST42537,6CiC5535-0139,9
CiC4542-0142,2
CiC3546-04 CiC3546-0648,0
CiC5534-0255,6
CiC0345-0359,5CiC3352-0160,9CiC0744-0162,2CiC0345-0264,2
CiC1478-0172,3
Ci03G0576,6
CiC0446-0281,4
CiC0446-0183,8
ci02D04b90,7CiC6324-0192,3CiC6213-0292,8CiC3459-0394,4CiC6213-0796,0
GL4
CiC1891-01 CiC1891-020,0CiC0094-02 CiC4633-070,7CiC3736-090,8CiC5362-052,6CiC0181-013,0
CiC1067-0210,9
MEST38016,2
CiC4640-0820,3
CiC1135-0124,5CiC0799-1026,4CiC1313-0227,7CiC4946-0228,4CiC5788-1629,0
MEST08839,5
CiC0004-0543,5
CiC5843-0346,1CiC5842-0248,5CiC5391-0148,9
CiC1041-0152,8CiC5718-0154,8Ci07C0957,4CiC1426-0657,9CiC5132-0158,1CiC4796-0261,4CiC1426-0162,0CiC1945-0162,7CiC4152-0265,4CiC3536-0165,7MEST05667,7CiC5485-0968,8CiC1638-0169,9CiC1441-0173,2CiC1441-0573,9
Ci02E0878,4
Ind
ice d
e c
ou
leu
r a*
Fo
rme d
u fru
it
Fo
rme d
u fru
it
Dia
mètre
po
laire
Fo
rme d
u fru
it
GL5
CiC0977-020,0CiC0977-090,1
MEST39216,6
CiC4048-0126,4
CiC1203-0529,5CiC0204-01 CiC1203-0129,8
CiC1702-0238,1
CiC4993-0342,2CiC2635-0443,4CiC2635-0645,4CiC0304-0145,8CiC4356-0645,9
CiC0265-01 CiC3918-0650,5CiC0265-0251,6
Ind
ice d
e c
ou
leu
r a*
GL6
CiC5979-030,0
CiC1858-012,3
CiC5979-085,7
CiC3503-01 CiC3503-029,0
CiC5471-0111,0
Ci03B0718,2
CiC2401-0244,6CiC6306-0145,2
CiC0832-0147,8
CiC3674-02 CiC3431-0657,4CiC1811-0257,5CiC4310-0159,8CiC5037-0160,6CiC5938-0161,9CiC1436-0162,2CiC1444-0364,4
MEST46471,2
Ci02D0373,9
Ind
ice d
e c
ou
leu
r a*
TS
S
GL7
MEST0050,0CiC4368-011,4
Ci01F04a5,4
CiC1014-038,6CiC0773-018,9
CiC0598-0112,4CiC0640-0313,8
MEST08618,0ci02c0919,1
CiC1412-0124,0CiC5164-0227,1CiC2458-0227,9CiC3490-0128,6CiC3474-0229,0
CiC4853-0141,9
CiC0100-0444,8
LCY2-M-37649,4LCY2-P-24349,8CiC0765-0150,1CiC0765-0350,3CiC1208-0153,3ci03b0356,5
MEST50365,1
Ma
sse d
u fru
it
Dia
mètre
po
laire
La
rgeu
r du
pé
do
ncu
le
Ind
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u fru
itA
cid
ité
Ind
ice d
e c
ou
leu
r b*
Ind
ice d
e c
ou
leu
r a*
pH
GL8
CiC5089-020,0CiC4473-010,6CiC0466-01 CiC5089-061,1CiC2938-024,5CiC5692-015,0CiC2768-016,7
CiC0518-0112,3CiC0046-0217,2CiC5567-0121,5CiC3258-0322,8Ci08C0523,6CiC3579-0624,4CiC3074-0225,3CiC4175-0626,1CiC2717-01 CiC2518-0426,7LCYB-M-20126,9CiC4120-0127,6CiC3258-0227,7CiC1260-0128,5MEST14930,1MEST30931,4MEST120135,0
CiC6249-0142,9CiC6249-0243,7
MEST01654,4
MEST49460,9
CiC6235-0164,4
MEST24067,5
CiC5332-0171,1CiC5087-0372,2
CiC0851-1280,9CiC0025-0281,1CiC5725-0281,6CiC4876-0782,8CiC4155-0183,3MEST29185,6ci02B0787,8
GL9
Chapitre III
154
Figure 33. QTLs détectés sur la carte du
clémentinier pour les paramètres mesurés
aux différentes dates de maturation. Pour
chaque QTL nous avons représenté
l’intervalle de confiance et la position la
plus probable du QTL. Les QTLs détectés
en novembre, janvier et février sont
représentés en vert, bleu et orange
respectivement.
Ci02G080,0CiC6315-011,3MEST9402,1MEST3943,8CiC5825-019,3CiC0607-0110,2CiC5256-0110,5CiC3567-0411,9CiC6022-0112,5CiC4827-0115,5CiC2110-0216,8
MEST05726,5
CiC3739-0129,6
Ci04E02r37,0CiC5690-0139,0CiC1550-0142,1CiC1931-0442,2
CiC2809-01 CiC2809-0247,4CiC2093-0348,8CiC1209-0250,4CiC5363-0151,3CiC4643-0352,1
CiC4581-0159,2CiC0749-0460,1CiC5816-0161,2
CiC4614-0166,1
CiC6233-0172,0CiC5766-0672,9CiC4383-0376,9CiC4383-0177,2CiC5757-0178,3CiC5950-03 CiC6193-0179,8CiC6259-0181,6
MEST36285,6
Ind
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cu
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H
GL1
CiC1723-010,0
ci02d095,9
CiC6234-0116,9
CiC4743-0220,3
CiC4905-0124,7Ci04H01b26,6
MEST26840,0
CiC5785-0146,5MEST46748,4
CiC6278-0157,0
CiC2590-1168,8
CiC4131-0173,3
MEST49578,7CiC5355-0579,9
CiC4440-0383,4CiC4440-0185,6
CiC3712-0192,7
CiC0780-01100,3
CiC2532-01109,7CiC2533-03111,1
CiC3457-01116,4CiC1881-03118,6CiC5209-05120,6PKF-M-186122,6
FD
F
GL2
MEST2620,0CiC0928-062,5CiC2524-044,0CiC0580-065,3CiC3742-045,8MEST2569,3MEST24410,1CiC1876-0311,4CiC2434-0112,4CiC0892-0117,6MEST36918,6CiC5173-0120,5CiC5948-0321,5CiC5626-0323,5
CiC1155-0132,8
MEST37035,2
CiC4858-0140,1CiC4857-0341,2
CiC0021-0145,4
CiC3948-0450,7CiC6314-1454,0MEST47059,7MEST44463,6CiC3873-0364,6CiC4831-0167,0CiC6391-0267,7CiC6243-0169,6CiC1229-0570,3CiC6116-0471,4CiC0528-0772,8CiC4385-0173,3CiC0281-1075,1CiC1766-0175,8CiC1663-0577,0CiC1341-0178,4CiC3388-0179,6HKT1c800F14182,7CiC2945-0183,4CiC0868-0183,8CiC0843-0188,9CiC6128-0689,4CiC4613-0191,2CiC5796-1292,7CiC0264-0196,3CiC4894-0996,6CiC1459-0298,3CiC0748-01100,9CiC0748-02106,2
Ind
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MEST1570,0
CiC1991-016,6
CiC3532-02 CiC3532-0110,8CiC3650-0112,7CiC1453-0113,8
MEST99819,4
CiC5266-02 CiC2644-0123,7
CiC6294-0230,1
CiC4576-0232,9
GL3
MEST2660,0CiC4975-033,3CiC5181-035,0CiC3879-025,5CiC5481-066,8CiC4240-047,2CHI-M-1048,6CiC5072-018,7CiC4884-019,1CiC2693-0110,0CiC5261-0111,1CiC2824-0412,8CiC1646-0714,2CiC1646-0514,4CiC5492-1015,7CiC5365-0122,1CiC1123-0124,1CiC2788-0927,6CiC1505-0228,7MEST53030,9CiC3740-0233,3MEST42535,1CiC5535-0138,0CiC5274-0140,7CiC4542-0141,0CiC3546-0647,1CiC3546-0447,2
CiC5534-0255,2CiC0345-0257,3
CiC3352-0160,8CiC0744-0161,5CiC0744-0762,6
CiC1478-0170,7CiC1478-0271,8
Ci03G0576,7
CiC0446-0279,4
CiC0446-0181,7
ci02D04b88,5CiC6324-0390,0CiC3459-0390,7CiC6213-0793,8
GL4
CiC0094-020,0CiC1891-011,1CiC1891-021,2
MEST38014,3
CiC4640-0819,1
CiC1135-0123,0CiC0799-1023,8CiC4946-0226,7CiC5788-1627,6
MEST08840,7
CiC5843-0350,0CiC5842-0252,0CiC5391-0152,8CiC1041-0156,9CiC5718-0159,0CiC5132-0161,0CiC1426-0661,5CiC1426-0164,6CiC4796-0264,8CiC1945-0165,8CiC1638-0167,5CiC3536-0169,7Ci02E0873,2MEST05674,0
CiC1441-0182,2CiC1441-0583,4
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GL5
CiC0977-020,0CiC0977-090,1
MEST39216,6
CiC4048-0126,4CiC1203-0529,5CiC0204-01 CiC1203-0129,8
CiC1702-0238,1CiC4993-0342,2CiC2635-0443,4CiC2635-0645,4CiC0304-0145,8CiC4356-0645,9
CiC0265-01 CiC3918-0650,5CiC0265-0251,6
Ind
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GL6
CiC1858-010,0
CiC5979-083,3CiC3503-016,6CiC3503-026,8CiC5471-018,6
Ci03B0715,8
CiC2401-0242,2CiC6306-0142,8CiC0832-0145,4
CiC3431-06 CiC3674-0255,0CiC1811-0255,1CiC4310-0157,2CiC5037-0158,2CiC5938-0159,4CiC1436-0159,7CiC1444-0361,9
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GL7
Ci01F04a0,0CiC4368-011,4
CiC1014-037,6CiC0773-018,0
CiC0598-0111,9CiC0640-0313,0
MEST08621,4CiC1412-0122,4CiC5164-0225,8CiC2458-0226,6CiC3490-0127,5CiC3474-0228,5
CiC1208-0147,0CiC0765-0350,0CiC0765-0150,1LCY2-P-24350,4LCY2-M-37650,7
CiC0100-0455,6
CiC4853-0159,3CiC4853-0459,7
ci02c0979,4
MEST00598,3
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GL8
CiC4473-010,0CiC0466-01 CiC5089-060,5CiC2938-023,8CiC5692-014,3CiC2768-016,0
CiC0518-0111,4
CiC0046-0216,2
CiC6249-0221,2MEST30921,9MEST14923,1CiC5567-0123,9CiC1260-0124,9CiC3258-0325,2CiC3258-0225,6CiC3653-0226,9CiC5860-0127,3CiC4620-0727,7CiC5414-0327,8CiC5833-0227,9CiC3946-0328,6CiC3074-0230,3CiC3579-0631,8CiC6249-0134,0MEST120136,4MEST01646,2MEST49449,8CiC6235-0156,2
CiC5332-0162,1CiC5087-0163,1
CiC0025-0272,1CiC0251-0372,5CiC5725-0873,8Ci08B0874,9MEST29177,4ci02B0779,5
GL9
Figure 33. QTL détectés sur la carte du clémentinier pour les paramètres mesurés aux différentes
dates de maturation en 2011/2012. Pour chaque QTL nous avons représenté l’intervalle de
confiance et la position la plus probable du QTL. Les QTL détectés en novembre, janvier et février
sont représentés en vert, bleu et orange respectivement.
Chapitre III
155
Figure 34. QTL détectés sur la carte du mandarinier pour les paramètres mesurés aux différentes dates
de maturation en 2011/2012. Pour chaque QTL nous avons représenté l’intervalle de confiance et la
position la plus probable du QTL. Les QTLs détectés en novembre, janvier et février sont représentés
en vert, bleu et orange respectivement.
MEST3620,0
CiC5766-063,8CiC6233-014,5
CiC4614-0110,3
CiC0749-0417,0
Ci04E02r25,2
CiC3573-0528,1
CiC2809-02 CiC2809-0133,8
GL1
CiC1723-010,0
ci02d0912,3
CiC4905-0123,4
Ci04H01b25,3
MEST26836,9CiC5702-0138,0
CiC5682-0145,7CiC1119-0146,1CiC5785-01 CiC4303-0147,2CiC5609-02 CiC5609-0148,0CiC3452-0348,4CiC1119-0348,9
Ci03B0560,1
CiC0301-0263,6
CiC5355-0581,7
CiC4440-0384,7
CiC4440-0186,7
CiC3712-01 CiC3712-0494,4CiC2506-0195,8
Fo
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GL2
CiC4894-090,0
MEST3077,3
CiC4613-0213,0
CiC2945-0121,9
CiC1663-0530,2
CiC0281-1234,3CiC4681-0235,2CiC4681-0536,2
MEST47043,6
CiC5513-0251,8
MEST51155,3
CiC6314-14 CiC4598-0167,9
CiC3948-0471,2
CiC0021-0177,4
CiC4857-0381,8
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CiC2693-010,0
CiC5492-105,5
CiC5365-0113,5
CiC1123-0116,2
CiC2788-0919,3CiC1505-0220,6CiC1216-0421,1MEST53023,2
CiC3740-0126,6MEST42527,6CiC5535-0129,3
CiC5274-0132,1
CiC3546-0639,1CiC3546-0439,2
CiC5534-0247,8
CiC3352-0153,5
CiC5851-0157,3
CiC1478-0265,0
Ci03G0570,3
CiC0446-0175,4
CiC3459-0383,4
ci02D04b91,0
GL4
CiC3234-020,0
CiC5438-044,9
MEST38014,9
CiC0799-1022,2
MEST22430,4
CiC3282-0140,1
Dia
mètre
po
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Ci02E080,0
MEST0562,2
CiC3536-017,0
CiC1638-019,5
Fo
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itGL5
CiC2159-010,0CiC5805-011,2
MEST1915,2
CiC4993-0311,8
CiC1702-0216,0
CiC0204-01 CiC1203-0124,8CiC1203-0525,0MEST13226,0CiC4048-0128,1
MEST39236,7
CiC3448-0749,6CiC1596-0153,6CiC2128-0153,7CiC5814-0154,2CiC2406-0155,5CiC0977-0955,7CiC0977-0255,8
Ci04E0263,0
Po
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GL6
CiC0832-010,0CiC6306-012,3CiC2401-022,9
CiC5226-0227,3
Ci03B0732,1
CiC5471-0138,8
CiC3503-0240,8
Ind
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GL7
CiC4368-010,0
CiC1014-036,4CiC0773-016,8
CiC0640-0311,5MEST08612,7
Ci01F04a17,0
CiC1412-0119,8
CiC3490-0123,0CiC2458-0223,8CiC5164-0224,5
CiC0100-0441,0
LCY2-M-37645,7LCY2-P-24346,1CiC0765-0146,4CiC0765-0346,6CiC1208-0149,6
ci03b0353,1
MEST50361,4
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CiC4790-010,0
MEST00510,9
GL8
MEST0160,0
MEST4946,6CiC6235-018,3
MEST24012,8
CiC5087-0315,7
CiC0025-0227,0
Ci08B0829,8
ci02B0735,0
CiC4473-010,0CiC0466-010,4CiC5089-060,5
CiC5692-014,2
CiC0518-0110,8
CiC0046-0214,8
Ci08C0520,5
CiC1260-0125,8CiC4120-0127,0CiC0604-0127,5CiC4620-0729,4CiC3946-0330,4CiC3780-0631,7
GL9
Chapitre III
156
2.1.3.1.Les QTL identifiés pour chaque caractère
Concernant la largeur du pédoncule, nous avons identifié 3 QTL avec 1 QTL par date
de mesure. Celui détecté en novembre est situé sur le GL1 alors que les deux autres ont été
détectés en janvier et en février et sont situés dans la partie inférieure du GL8, séparés par
environ 5 cM. Les pourcentages de variance expliquée par ces trois QTL sont estimés
respectivement à 22, 21 et 25% (Tableau 13).
En ce qui concerne la force de détachement du fruit, un seul QTL a pu être identifié au
cours de la période de maturation sur la carte consensus (Figure 32) et sur celle du
clémentinier (Figure 33). Ce QTL se situe sur la partie inférieure du GL2. Il explique 21.9%
de la variance totale en janvier (Tableau 13).
Les QTL contrôlant le CCI et les indices a* et b* sont au nombre de 4, 9 et 2
respectivement. L’indice de couleur a* est associée ainsi au nombre le plus élevé de QTL
dont 4 QTL additionnels localisés sur la carte du clémentinier. En effet, 5 QTL contrôlant la
variation de ce caractère en novembre ont été détectés. Les 5 QTL sont situés sur 5 GL
différents. Cependant, 4 QTL seulement ont pu être identifiés en janvier et en février à raison
de 2 QTL par date de maturation. Au cours de la maturation, 6 GL sont impliqués dans le
contrôle de ce caractère à savoir les GL 1, 3, 5, 6, 7 et 8. Le GL 3 contient 2 QTL contrôlant
l’indice de couleur a*, un en novembre et un deuxième en janvier. En revanche, le GL7
contient deux QTL détectés à deux dates de maturité différentes (novembre et février) mais
localisés au niveau de la même région. Sur le GL 8, un même QTL, a été détecté, en janvier et
en février. Sur les autres GL, chaque QTL n’est détecté qu’à une seule date. Parmi les 9 QTL
contrôlant l’indice de couleur a* pendant la maturation, 6 ont un R2
> 20%. Il s’agit de QTL à
effet fort dont le maximum est de R2
= 30.1% (Tableau 13). Parmi les trois QTL de l’indice de
couleur a* mesurée en novembre, 1 est cartographié sur les trois cartes génétiques et 2 sont
cartographiés sur la carte du mandarinier (Figures 32, 33 et 34).
En ce qui concerne l’indice de couleur b*, les deux QTL identifiés contrôlent 21 % et
21.7% de la variation totale identifiée en février. Le premier a été localisé au niveau du GL 7
de la carte du clémentinier et le deuxième est situé au niveau du GL 8 à la fois sur la carte du
clémentinier et la carte consensus (Tableau 13). On remarque que les deux QTL de a* et b*
co-localisent sur le GL 7 mais pas sur le GL 8.
Pour l’index de couleur CCI, trois QTL ont été détectés en janvier et un QTL pour le
mois de février. Sur le GL 8 un QTL de l’index de couleur CCI est détecté en janvier et en
février et si positionne dans la continuité de celui de l’indice de couleur a* sur la carte du
Chapitre III
157
clémentinier (Figure 33). Il explique à lui seul 21.3% de la variance totale. Enfin, sur le
groupe 3 de la carte du mandarinier, le QTL de CCI détecté en janvier co-localise avec celui
de l’indice de couleur a* (Tableau 13).
Parmi les 39 QTL détectés pour les paramètres étudiés au cours de la période de
mesure, 9 QTL contrôlent la forme du fruit. Ces QTL sont répartis sur 6 GL (2, 5, 6, 7, 8 et
10). Leur variance totale varie de 13.8 à 34.8%. Parmi eux, en novembre, 3 GL sont impliqués
dans le contrôle de la forme du fruit. En janvier, 4 QTL ont été identifiés sur les GL 2 et 5
dont 2 communs à ceux détectés en novembre. L’un des deux a un effet majeur (R2=34.8%).
Contrairement à la forme du fruit pour lequel le nombre de QTL était très important, un seul
QTL du diamètre équatorial a été détecté tout au long de la période de mesures, exprimant une
variance totale de 22.6%. Quant au diamètre polaire, deux QTL ont été identifiés en février.
L’un d’eux est situé sur le GL 2 à 20 cM du QTL de la forme du fruit. Le deuxième QTL a été
localisé sur le GL 8. Il chevauche avec le QTL de la masse du fruit. Ce dernier explique
21.4% de la variance totale (Tableau 13).
Deux QTL ont été identifiés pour le pH à une seule date (février). Les deux QTL sont
situés sur les GL1 et 8. On remarque que le QTL du GL8 possède un effet majeur (R2>30%).
Ce QTL se situe au même endroit que le QTL d’acidité mesuré en février. Comme c’est le cas
de l’acidité, un seul QTL a été détecté pour la TSS, mais pas en février mais en janvier. Il a
été identifié au niveau du GL 7. Les deux QTL d’acidité et de TSS expliquent à peu près le
même pourcentage de variance totale avec un R2 égale à 24.5 et 24.9% respectivement.
De même que pour l’acidité et la TSS, un seul QTL a été cartographié pour le
pourcentage du jus. Il se situe sur le groupe 6 de la carte du mandarinier et il explique 19.1%
de la variance totale (Tableau 13).
2.1.3.2.Co-localisations des QTL : pour le même caractère et entre caractères
Plusieurs QTL de caractères différents co-localisent. Sur la carte consensus dans le
GL8, les QTL d’acidité et de pH co-localisent avec un QTL de l’indice de couleur a* (Figure
32). Cependant, sur la carte du clémentinier, plusieurs autres co-localisations existent: les
QTL de l’indice de couleur a* et de la forme du fruit, ceux des indices a* et b* et ceux de la
masse du fruit et de la largeur du pédoncule (Figure 33). Sur la carte génétique du
mandarinier, les QTL de la forme du fruit et celui du pourcentage du jus se positionnent au
même endroit sur le GL6 (Figure 34). Sur le GL8, la position des quatre QTL des caractères
mesurés en février, l’acidité, l’indice de couleur a*, le CCI et la largeur du pédoncule, est
chevauchante. Une autre co-localisation est observée entre un QTL de l’indice de couleur a*
Chapitre III
158
et celui du CCI sur le GL3. Il est intéressant de noter que la co-localisation n’a pas été
observée seulement entre des QTL contrôlant des caractères différents mais aussi entre des
QTL impliqués dans le contrôle d’un même caractère mesuré à différents dates de maturation.
En effet, sur certains groupes de liaison les mêmes régions chromosomiques sont impliquées
dans le contrôle de la forme du fruit et du CCI au cours de la période de mesures.
2.1.4. Stabilité interannuelle des QTL
Le phénotype de la population clémentinier × mandarinier a été étudié sur deux
saisons de fructification successives : 2011/2012 et 2012/2013. Le jeu de données de la
première campagne a été exploité dans ce chapitre tandis que les données de la deuxième
campagne ont été exploitées dans le manuscrit soumis pour publication. Dans la mesure où
ces études présentaient plusieurs paramètres en commun à savoir la masse du fruit, le
diamètre équatorial, le pourcentage de jus, la TSS, le pH et l’acidité, nous avons pu étudier la
stabilité interannuelle des QTL. Les résultats de la compagne 2012/2013 montrent que pour la
force de détachement du fruit et ceci pour les trois dates de prélèvement au cours de la
maturation, un seul QTL à effet moyen a été détecté en décembre 2012 (R2
= 18.8%). Ce QTL
a été localisé sur le GL8 (Figure 35). En revanche, en 2011/2012, un seul QTL a été localisé
sur le GL 2 de la carte consensus et celle du clémentinier (Figure 32 et 33).
Chapitre III
159
Figure 35. QTL détectés sur le GL8 des 3 cartes génétiques lors de la fructification de
2012/2013. Pour chaque QTL nous avons représenté l’intervalle de confiance et la position la
plus probable du QTL. Les QTL détectés en octobre, décembre et février sont respectivement
représentés en vert, bleu et rose.
Pour les mêmes caractères mesurés au cours des deux saisons, uniquement 7 QTL ont
été identifiés en 2011/2012 contre 22 QTL identifiés en 2012/2013.
Parmi ces QTL, seulement 4 QTL sont communs aux deux campagnes. Il s’agit des
QTL contrôlant l’acidité, la masse du fruit et le diamètre équatorial pour décembre 2011 et
février 2012. Les 3 premiers QTL sont situés sur le GL8 (Figure 35). Pour les caractères
communs entre les deux campagnes l’héritabilité est plus importante en 2012/2013 qu’en
2011/2012 sur toute la période de mesures (Tableau 14). Prenons comme exemple le
pourcentage du jus, l’héritabilité de ce paramètre varie de 0.53 à 0.78 en 2011/2012 et de 0.75
à 0.82 en 2012/2013.
MEST0050,0CiC4368-011,4
Ci01F04a5,4CiC1014-038,6CiC0773-018,9CiC0598-0112,4CiC0640-0313,8
MEST08618,0ci02c0919,1
CiC1412-0124,0CiC5164-0227,1CiC2458-0227,9CiC3490-0128,6CiC3474-0229,0
CiC4853-0141,9
CiC0100-0444,8
LCY2-M-37649,4LCY2-P-24349,8CiC0765-0150,1CiC0765-0350,3CiC1208-0153,3ci03b0356,5
MEST50365,1M
alic
acid
DM
Malic
acid
DM
Fru
it we
igh
tF
DF
TS
S
Eq
ua
toria
l dia
me
ter
Fru
it we
igh
t
GL8 consensus
CiC4368-010,0
CiC1014-036,4CiC0773-016,8
CiC0640-0311,5MEST08612,7
Ci01F04a17,0CiC1412-0119,8CiC3490-0123,0CiC2458-0223,8CiC5164-0224,5
CiC0100-0441,0
LCY2-M-37645,7LCY2-P-24346,1CiC0765-0146,4CiC0765-0346,6CiC1208-0149,6ci03b0353,1
MEST50361,4
Malic
acid
FM
Malic
acid
DM
Fru
it weig
ht
Eq
uato
rial d
iam
ete
r
Malic
acid
DM
Eq
uato
rial d
iam
ete
r
Fru
it weig
ht
Su
cro
se D
M
FD
F
CiC4790-010,0
MEST00510,9
GL8 mandarine
Ci01F04a0,0CiC4368-011,4CiC1014-037,6CiC0773-018,0CiC0598-0111,9CiC0640-0313,0MEST08621,4CiC1412-0122,4CiC5164-0225,8CiC2458-0226,6CiC3490-0127,5CiC3474-0228,5
CiC1208-0147,0CiC0765-0350,0CiC0765-0150,1LCY2-P-24350,4LCY2-M-37650,7CiC0100-0455,6CiC4853-0159,3CiC4853-0459,7
ci02c0979,4
MEST00598,3
Malic
acid
DM
Fru
it we
igh
tA
cid
ity
Malic
acid
DM
Eq
ua
toria
l dia
me
ter
Fru
it we
igh
t
TS
S
FD
F
GL8 clémentine
Chapitre III
160
Tableau 14. Comparaison de l’héritabilité des caractères mesurée au cours des deux
campagnes de fructification de 2011/2012 et de 2012/2013
Campagne 2011/2012 Campagne 2012/2013
Caractère Dates de
prélèvement
Héritabilité
(H2)
Dates de
prélèvement
Héritabilité
(H2)
Masse du fruit (g)
10/2011 0.58 10/2012 0.81
11/2011 0.75 12/2012 0.81
01/2012 0.69 - -
02/2012 0.75 02/2013 0.80
Diamètre équatorial
(mm)
10/2011 - 10/2012 0.79
11/2011 0.74 12/2012 0.80
01/2012 0.63 - -
02/2012 0.73 02/2013 0.73
Pourcentage du jus (%)
10/2011 0.53 10/2012 0.82
11/2011 0.64 12/2012 0.75
01/2012 0.69 - -
02/2012 0.78 02/2013 0.80
pH
10/2011 0.59 10/2012 0.67
11/2011 0.86 12/2012 0.94
01/2012 0.88 - -
02/2012 0.80 02/2013 0.89
Acidité (g/100g)
10/2011 0.73 10/2012 0.81
11/2011 0.76 12/2012 0.65
01/2012 0.77 - -
02/2012 0.74 02/2013 0.75
TSS (°Brix)
10/2011 0.59 10/2012 0.82
11/2011 0.67 12/2012 0.71
01/2012 0.67 - -
02/2012 0.68 02/2013 0.61
FDF (N)
10/2011 0.30 10/2012 -
11/2011 0.30 12/2012 -
01/2012 0.34 - -
02/2012 0.45 02/2013 0.54
Une analyse de variance a été réalisée pour comparer les résultats des deux campagnes
(Tableau 15). L’analyse statistique montre qu’il y a un effet en fonction de l’année étudiée. En
effet, les valeurs d’un même caractère mesurées deux années de suite sont statistiquement
différentes sauf pour l’acidité en octobre.
Chapitre III
161
Tableau 15. Statistiques des différences observées entre les deux campagnes de 2011/2012 et
de 2012/2013 pour les principaux paramètres
Effet d’année FDF (N) Masse du
fruit (g)
Diamètre
équatorial
(mm)
TSS
(°Brix)
Acidité
(g/100g) pH
Pourcentage
du jus (%)
10/2011-10/2012 - < 2.2e-16
*** -
< 2.2e-
16 *** 0.09477
< 2.2e-
16 *** < 2.2e-16 ***
11/2011-12/2012 - < 2.2e-16
*** < 2.2e-16 ***
< 2.2e-
16 ***
< 2.2e-16
***
< 2.2e-
16 *** < 2.2e-16 ***
02/2012-02/2013 < 2.2e-
16 ***
1.123e-09
***
6.309e-07
***
< 2.2e-
16 ***
< 2.2e-16
***
< 2.2e-
16 *** < 2.2e-16 ***
Cette analyse a été complétée par une comparaison des données climatiques à savoir la
température moyenne, le degré jour, l’humidité relative et la radiation solaire globale mesurés
depuis l’anthèse jusqu’à la fin de la période de mesures pendant la maturation au cours des
deux campagnes de fructification 2011/2012 et en 2012/2013 (Annexe 3). Des différences ont
été notées entre les valeurs notamment pour la température moyenne et l’humidité relative.
Des températures plus élevées en juillet et août 2012 et une humidité relative plus élevée en
septembre et octobre 2012 que les mois respectifs de 2011. En revanche la radiation solaire
globale est légèrement plus forte en 2011 par rapport à 2012. Ces valeurs suggèrent que les
conditions climatiques n’ont pas été strictement identiques pour les deux campagnes de
mesures.
2.2.Discussion
2.2.1. Analyse des QTL
2.2.1.1.QTL de la FDF
Le QTL de la FDF détecté en 2011/2012 n’a pas été localisé sur le même chromosome
que le QTL identifié en 2012/2013. Ce dernier co-localise avec le QTL de la TSS sur la carte
consensus et celle du clémentinier et avec le saccharose (% matière sèche) sur la carte du
mandarinier. Ce résultat suggèrerait l’existence d’un lien génétique entre la teneur en sucres
d’une part, et la FDF d’autre part. Néanmoins aucune corrélation n’a été détectée entre ces
deux caractères au cours des 4 dates de mesures (à l’exception de la deuxième date de
mesures, en novembre, où la corrélation est cependant très faible (0.24). Par ailleurs, la masse
du fruit est modérément corrélée (0.6) à la teneur en sucre dans le sens où les fruits les plus
« lourds » donc les plus gros tendraient vers des teneurs en sucres solubles plus élevées sur les
deux premières dates (octobre et novembre). De même sur novembre et janvier la masse du
fruit est partiellement corrélée à la FDF (0.5) c’est-à-dire que les fruits les plus gros, ou les
Chapitre III
162
plus lourds, tendraient à être les plus fortement attachés au pédoncule. De telles co-
localisations pourraient indiquer la présence d’un seul QTL à effet pléiotrope ou de deux QTL
étroitement liés. Une analyse plus approfondie serait nécessaire pour pouvoir trancher entre
les deux hypothèses. Il est intéressant de noter que la position la plus probable du QTL de la
FDF, détecté en 2011/2012, correspond à la position du marqueur PKF-M-186. Le PKF est
l’abréviation de phosphofructokinase, une enzyme intervenant dans le métabolisme des sucres
au cours de la glycolyse. Le marqueur PKF-M-186 est un marqueur SNP créé à partir de la
séquence du gène codant pour cette enzyme (Garcia-Lor et al., 2013). Dans la mesure où le
marqueur PKF-M-186 représente à la fois la position la plus probable du QTL de la FDF et le
gène codant pour une enzyme impliquée dans la voie de synthèse des sucres, il est probable
que ces caractères puissent être contrôlés par le même groupe des gènes. Cette hypothèse est
renforcée par la co-localisation entre les QTL de la FDF et de la TSS détectés au cours de la
compagne 2012/2013.
2.2.1.2.Les QTL de la couleur du fruit
Certains QTL des indices de couleur a* et b* détectés en février sur la carte du
clémentinier et ceux du CCI et de l’indice a* détectés en janvier et en février sur la carte du
mandarinier, co-localisent. Ceci suggère qu’il y a un lien entre les QTL des trois paramètres
ou bien que certains QTL contrôlant une partie de la variation totale sont communs aux trois
paramètres. Etant donné que le CCI est calculé à partir des 3 indices de couleur L, a et b selon
l’équation CCI = (1 000 x a) / (L x b) (Jiménez-Cuesta et al., 1982) et dans notre cas avec L*, a* et
b*, il est donc logique de trouver des corrélations élevées de 0.97 (janvier) et 0.95 (février)
entre CCI et a* de même que des QTL communs. Par ailleurs, les QTL qui contrôlent l’indice
a* en novembre sont différents des QTL détectés en janvier, bien qu’ils soient tous situés sur
le même groupe de liaison (GL3). Au cours de la maturation des fruits la coloration de la peau
résulte de deux réactions physiologiques : la synthèse de caroténoïdes et la dégradation de la
chlorophylle (Tadeo et al., 2008). La chlorophylle et les caroténoïdes ont les mêmes précurseurs
dans la voie de biosynthèse. Sous l’induction de la baisse des températures et /ou de la
luminosité, la chlorophylle est dégradée, sa synthèse est stoppée et la voie de synthèse est
orientée vers celle des caroténoïdes xantophylles apportant une coloration orange (Iglesias et al.,
2007; Kato et al., 2004). Ce virage de couleur (« color break » en anglais) pour la clémentine et
autres agrumes apparentés au mandarinier, s’initie en Corse, environ vers le mois de
novembre. Il est donc tout à fait logique que dans notre étude le CCI soit plus corrélé avec
l’indice b* ce mois-là qu’avec a*, puisque b* varie beaucoup à cette date. L’indice b*
Chapitre III
163
renseigne du passage de vert au jaune (dégradation de la chlorophylle). Les mois suivants
c’est l’inverse, car la chlorophylle est entièrement dégradée chez tous les hybrides de la
population, laissant apparaître la variation de couleur dans la gamme de l’orange qui est
représentée par l’indice a*. Les deux indices de la chromaticité a* et b* sont des mesures
indirectes de la concentration des pigments présents dans le flavédo du fruit. Selon Meléndez-
Martínez et al. (2007), il existe une forte corrélation entre les valeurs de a* et de b* et les
concentrations en caroténoïdes tels que le lycopène, la canthaxanthine... Ces composés sont
très diversifiés chez les agrumes et leurs concentrations ainsi que leur type varient
énormément selon les espèces (Tadeo et al., 2008). Le flavédo de la mandarine Willow leaf
contient à peu près 56% de violaxanthins et 20% de cryptoxanthins (Matsumoto et al., 2007)
tandis que celui de la clémentine contient entre 5 à 32% de β-citraurin (coloration rouge), 15 à
50% de violaxanthin et 17% de β-cryptoxanthin (Ríos et al., 2010). D’après Sugiyama et al. (2011),
13 QTL de la teneur en violaxanthin et 3 QTL pour celle de la cryptoxanthin localisés sur 14
groupes de liaison ont été identifiés à partir de l’analyse de ségrégation dans une descendance
issue de plusieurs croisements de différentes espèces d’agrumes. Ces résultats pourraient donc
expliquer le nombre élevé de QTL associés au caractère couleur de la peau, détectés dans
notre étude.
2.2.1.3.QTL de la forme du fruit, du diamètre équatorial et du diamètre polaire
Concernant la forme du fruit, plusieurs QTL localisés sur 6 groupes de liaison ont été
identifiés aux mois de novembre, janvier et février avec une même position à chaque date sauf
pour le groupe 5 de la carte consensus. Sur ce groupe de liaison, les QTL des mois de
novembre, janvier et février se situent à proximité les uns des autres. Ceci laisse supposer que
le contrôle génétique de la forme du fruit ne change pas au cours de la maturation car ce
paramètre est contrôlé par le même groupe de gènes quel que soit la date de maturation. Chez
la tomate un QTL majeur fs8.1de la forme du fruit a été mis en évidence, six jours avant
anthèse (Ku et al., 2000). Dans notre étude, les QTL de la forme du fruit ne co-localisent pas
avec ceux du diamètre équatorial et du diamètre polaire malgré la significativité de leurs
coefficients de corrélation génétique. Ces résultats ne sont pas en accord avec les résultats
de Chang et al. (2014) qui montrent une forte corrélation entre la forme de la pomme et le
diamètre équatorial et le diamètre polaire traduite par une co-localisation de leur QTL sur la
carte génétique. Il est à noter que les QTL de ces deux caractères mesurés au cours de la
campagne 2012/2013 co-localisent. On peut donc supposer que l’absence de co-localisation
entre ces trois caractères n’est pas due à l’absence d’un lien génétique mais plutôt à la non
Chapitre III
164
détection des QTL des diamètres équatorial et polaire. En effet, sur les 3 dates de maturation,
seulement trois QTL ont été détectés. Deux QTL du diamètre polaire au mois de janvier
expliquant 33.9% de la variance totale et un QTL du diamètre polaire mesuré en février
expliquant 22.6% de la variance totale. Au final, ces trois QTL sont loin d’expliquer la
variance phénotypique totale de ces deux caractères.
2.2.1.4.QTL de la TSS et de l’acidité
Deux QTL ont été identifiés pour la TSS et l’acidité. Le QTL de TSS a été détecté au
mois de janvier et celui de l’acidité au mois de février. Le QTL de l’acidité correspond à la
période où la variation de l’acidité et les valeurs sont les plus faibles au sein de la population.
Cette observation ne vaut pas pour la TSS. Bien que ces deux QTL aient un effet important
(R2
> 24%), ils n’expliquent pas la variance totale. Il est très probable que ces deux caractères
sont contrôlés par d’autres QTL qui n’ont pas été détectés notamment pendant les mois où ces
caractères présentent la plus forte variation. Chez plusieurs autres espèces telles que la tomate
(Saliba-Colombani et al., 2001) et le melon (Monforte et al., 2004), la TSS et l’acidité sont souvent
contrôlés par plusieurs QTL suggérant la complexité de leur déterminisme génétique.
L’acidité décroit au cours de la phase de maturation (Albertini, 2006).Cette décroissance
est variable selon la variété ou l’espèce: elle peut s’initier à partir de valeurs maximales
différentes et avoir la même vitesse de décroissance, elle peut aussi être décalée dans le
temps, ou alors avoir une vitesse variable. Seulement notre étude ne porte pas sur la cinétique
d’accroissement ou de décroissance mais sur la variation au sein de la population à une
période donnée. Les seules explications à l’absence de détection de QTL sur toute la période
d’observation que nous puissions évoquer sont : un sous-effectif d’hybrides ne permettant pas
une distribution normale de la variation du caractère au sein de la population ou un nombre
d’échantillons trop restreint à chaque date de mesure donnant ainsi des écarts par rapport à la
moyenne trop importants.
2.2.2. Variance phénotypique expliquée par les QTL
Les QTL des caractères détectés au cours de la période de mesure possèdent un effet
important. En effet, la plupart des QTL expliquent plus de 20 % de la variance. Il est à noter
aussi qu’aucun QTL à effet faible n’a été identifié. On peut donc supposer que le reste de la
variance totale des caractères étudiés est expliquée par des QTL à effets faibles ou modérés
qui n’ont pas pu être détectés. Ces derniers résultats seraient très certainement dus à l’effectif
insuffisant de la population. En fait, bien que la population étudiée ne soit pas si petite (116
individus) comparativement à d’autres études de QTL, l’effectif n’est pas suffisant pour
Chapitre III
165
pouvoir détecter des QTL à effet très faible ou modéré. En effet, un très grand nombre
d’études montrent que l’augmentation de la taille de la population a des effets sur la puissance
de détection des QTL. Plus la taille de la population est grande, plus le nombre de QTL
détectés et la précision de leur localisation augmente (Vales et al., 2005).
2.2.3. Co-localisations des QTL
Il est clair que les larges intervalles de confiance et la présence de plusieurs QTL dans
un même groupe de liaison peut donner lieu parfois à des co-localisations par chance. Ainsi,
une analyse précise des co-localisations nécessite un retour aux données biologiques et aux
analyses statistiques faites sur les données phénotypiques initiales. L’association des résultats
des corrélations phénotypiques et génétiques avec ceux de la cartographie des QTL permet
ainsi d’identifier des corrélations intéressantes mais aussi sûres.
Comme nous l’avons déjà signalé, les QTL de l’acidité et du pH sont localisés au
même endroit. En outre, d’après l’analyse des coefficients de corrélations, ces deux
paramètres sont fortement corrélés surtout aux mois de novembre, janvier et février. Cette co-
localisation parait évidente et ne peut pas être due au hasard dans la mesure où ces deux
paramètres sont liés du point de vue biologique. En effet, l’accumulation et le transport des
acides sont fonction du pH de la vacuole et du cytosol (Etienne et al., 2013). Une telle liaison
traduite par une co-localisation a été identifiée dans plusieurs études sur plusieurs espèces
autres que les agrumes connues par leur teneur important en acides comme par exemple le
pêcher (Eduardo et al., 2011). Il est très probable qu’il s’agisse d’un QTL à effet pléiotrope au vu
de la relation causale qui existe entre l’acidité et le pH.
Les QTL d’acidité et de pH se chevauchent avec celui de la largeur du pédoncule. Par
ailleurs aucune corrélation significative n’a été détectée au cours de la maturation entre ces
deux paramètres chimiques et la largeur du pédoncule.
L’absence de QTL communs et de corrélation entre l’acidité et la TSS suggèrent
l’indépendance du contrôle génétique de ces deux caractères, bien que liés biochimiquement
(Etienne et al., 2013). Les deux caractères peuvent donc être améliorés indépendamment. Cette
relation d’indépendance a été mise en évidence également chez la tomate (Causse et al., 2001).
La co-localisation du QTL contrôlant la largeur du pédoncule avec celui de la masse
du fruit, les deux mesurés en novembre, confirment les corrélations génétiques. En effet, ces
deux paramètres sont significativement corrélés tout au long de la maturation. En revanche,
selon le coefficient de corrélation de Spearman, il apparait que ces deux caractères sont
davantage corrélés au mois de novembre, d’où la co-localisation de leur QTL détectés à cette
Chapitre III
166
date de maturation. Plusieurs études ont démontré la corrélation positive qui existe entre ces
deux paramètres chez les agrumes (El-Otmani et al., 1993 ; Bustan et al., 1995). Le taux de
croissance du fruit et ainsi son poids et sa taille sont reliés directement à la formation de
xylème et de phloème au niveau du pédoncule (Garcias‐Luis et al., 2002). Ce lien physiologique
explique la co-localisation des QTL contrôlant la largeur du pédoncule et le poids du fruit.
Cette co-localisation a été observée également chez le piment. En effet, une corrélation entre
la masse du fruit et la largeur du pédoncule (valeur proche de 0.6) s’est traduite par une co-
localisation de leur QTL sur 3 groupes de liaison (Chaim et al., 2001).
Une co-localisation concernant les QTL de l’indice de couleur a*et de la masse du
fruit a pu être mise en évidence sur la carte du mandarinier et la carte consensus. C’est
également le cas pour le CCI et la masse du fruit sur la carte du mandarinier. Les mêmes
résultats ont été mis en évidence chez le piment (Chaim et al., 2001) et la tomate (Saliba-Colombani
et al., 2001). En effet, au cours de ces deux études, il a été démontré que la couleur et la masse
du fruit sont corrélés d’où la co-localisation de leur QTL. Cependant dans notre étude, quelle
que soit la date, ces deux caractères ne sont pas corrélés. Il est donc possible que les QTL sont
différents même s’ils se localisent dans une région proche.
2.2.4. Stabilité des QTL
La stratégie de détection des QTL au cours de deux ou plusieurs années ou dans des
environnements différents permet de vérifier la stabilité des QTL détectés et de les classer en
fonction de leur stabilité (Sewell et Neale, 2000). En effet, l’identification des QTL stables permet
d’identifier les régions génomiques qui contribuent, dans plusieurs conditions
environnementales à la variance totale du caractère. Quelques QTL contrôlant la masse du
fruit, l’acidité et le diamètre équatorial ont été détectés au cours des deux campagnes de
fructification successives et sur les mêmes groupes de liaison. Ce sont les seuls QTL stables
identifiés au cours de cette étude. En revanche cette stabilité ne caractérise pas la majorité des
QTL détectés. Le nombre de QTL détectés en 2012/2013 est de loin supérieur au nombre de
QTL détectés au cours de la fructification de 2011/2012. Ceci est probablement dû à la
différence de l’héritabilité des caractères étudiés au cours de deux compagnes. En effet,
l’héritabilité des caractères mesurés en 2012/2013 est plus forte que leur héritabilité en
2011/2012. Il a été démontré à plusieurs reprises que plus l’héritabilité est élevée plus la
puissance de détection des QTL augmente (Charmet, 2000). En outre, la maturation est un
processus qui dépend énormément des conditions environnementales y compris les conditions
climatiques (Iglesias et al., 2007). Dans notre étude, on suppose que la variation
Chapitre III
167
environnementale observée sur les données climatiques entre les deux années soit à l’origine
de la variation de détection des QTL. Cela est très courant et rend compte de l’influence de
l’environnement sur les caractères quantitatifs (Samouelian et Gaudin, 2009) et du climat sur la
maturation du fruit (Ladanyia, 2008).
3. Manuscrit sur la detection des QTL de la qualité des fruits
Mapping of QTL for citrus fruit quality traits along maturation on clementine and
mandarin genetic maps
Hajer Khefifi1,2
, Doriane Bancel3,
Agnès Doligez4, Gilles Costantino
2, Brito AC
1,5,
Dominique Brunel, Ollitrault Patrick1, Morillon Raphael
1 and Luro, François
2
1CIRAD, UMR AGAP, Avenue Agropolis - TA A-75/02 – 34398 Montpellier cedex 5,
France
2INRA, UMR AGAP Corse, F-20230 San Giuliano, France
3INRA UR-PSH Plantes et Systèmes de culture Horticoles 84914 Avignon Cédex 9 France
4INRA, UMR AGAP, F-34060 Montpellier, France
5Universidade Estadual de Santa Cruz, Campus Soane Nazaré, Km 16, Rodovia Jorge Amado,
45662-900, Ilhéus- Bahia, Brazil
6INRA, UR EPGV, 2 rue Gaston Cremieux, 91057 Evry, France
*Corresponding author: [email protected]
Number of tables: 6; Number of figures: 4, Number of supplementary figures: 2, Number of
supplementary tables: 1
Article en préparation pour soumission à TGG
Abstract
Citrus fruit quality is defined as the combination of physical and chemical traits, some of
them changing during the ripening phase such as acidity and sugar content. The understanding
of their genetic control would be very helpful for breeding programs because the longevity of
juvenile phase and some reproductive features limit the production of hybrid populations. In
this context, a genetic study was performed on the heredity of quality traits and the detection
of QTLs, based on segregation in a progeny generated from a cross between clementine cv
‘Commun’ (Citrus reticulata × C. sinensis) and mandarin cv ‘Willow leaf’ (C.
reticulata Blanco). Parental and consensus genetic linkage maps were established using 645
SNP and SSR markers. These maps were represented by 10 linkage groups in consensus and
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clementine maps representing and 12 linkage groups in mandarin map, representing 74%,
75% and 58% of the reference map, respectively. A total of 16 traits including fruit mass,
equatorial diameter, juice percentage, TSS, acidity, pH, glucose, fructose, sucrose, citric and
malic acid concentrations were evaluated at three maturation dates. High variation showing
transgressive segregation was found for all traits, with normal or close to normal distribution.
QTL analysis performed by Multiple QTL Model allowed the detection of 45 QTLs on the
three maps. QTLs were distributed in several different linkage groups and detected most of
the time at only one date of ripening phase. The percentage of total variation explained ranged
from 12% to 37% per QTL. Major QTLs (R2
30%) were detected for equatorial diameter,
glucose and fructose in percent dry matter. Co-localization of QTLs controlling correlated and
uncorrelated traits were mainly found on chromosomes 2, 4, 8 and 9, in particular between
fruit mass and acidity.
Introduction
Modern citriculture requires the development of new varieties with higher yield and
nutritional quality but also better tolerance to biotic and abiotic constraints to be respectful of
the environment (Gmitter Jr et al. 2007). Fruit quality and its evolution during maturation
progress are based on external and internal complex traits where juice percentage, acid and
sugar contents are major determinants of internal fruit quality (Iglesias et al. 2007). Some of
them show continuous variation (Spiegel-Roy and Goldschmidt 1996). During maturation of
orange and mandarin-like varieties, fruit acidity, mainly due to citric and malic acids,
decreases and fruit sweetness increases (Bain 1958). In addition to the ratio between sugar
content and acidity, date is used as an indicator of fruit maturity and thus determines the start
of fruit harvest (Iglesias et al. 2007).
A comprehensive understanding of the genetic determinism of fruit quality during
maturation is necessary to facilitate the breeding of new varieties (Gmitter Jr et al. 2007).
However, conventional citrus breeding programs are facingto many constraints such as
juvenility phase which extends generally from 5 to 7 years, large plant size, high
heterozygosity of main cultivars, polyembryony which reduces chances of zygotic seedlings
and self-incompatibility (Ollitrault and Luro 1997). Thus, marker assisted selection (MAS) is
potentially highly advantageous to citrus breeding since it allows selection at the seedling
stage and thus overcomes mentioned breeding difficulties related to some of these citrus
reproductive constraints (Roose 2007). The development of this approach depends on the
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development of molecular markers with known map positions to detect linkage with
economically important traits (Staub et al. 1996). Consequently, several citrus genetic maps
have been established (Jarrell et al. 1992; Ruiz and Asins 2003; Chen et al. 2008). The
majority of these linkage maps were generated mainly from intergeneric crosses and
sometimes only with dominant markers which are less informative and reproducible than co-
dominant ones. A first reference genetic map in Citrus (C. clementina) was established by
using an interspecific cross between clementine and pummelo and co-dominant markers
(SSRs, Indels and SNPs) (Ollitrault et al. 2012a). This kind of cross is not directly useful for
genetic studies of QTL for fruit quality traits, but it is a starting point to build genetic maps of
genome cultivars and to locate QTL associated to specific traits.
Although QTL mapping of fruit quality has received a surge of interest during the last
years in many species such as cucumber (Serquen et al. 1997), melon (Verde et al. 2002),
apple (Calenge et al. 2005), peach (Quilot et al. 2005), grapevine (Doligez et al. 2013), tomato
(Ashrafi and Foolad 2015), it has been developed to a lesser extent in Citrus. The majority of
Citrus reports dealt with QTLs related to fruit yield (García et al. 2000) or tolerance/resistance
to diseases such as Tristeza (Asins et al. 2004), Phytophthora (Siviero et al. 2006) or salinity
(Tozlu et al. 1999). Only a few reports related to fruit quality traits such as acidlessness,
carotenoid content and some morphological fruit traits have been published (Fang et al. 1997;
Sugiyama et al. 2011, Şahin-Çevik and Moore 2012). Thus, knowledge of the genetic
variation control of citrus fruit traits related to fruit maturation is still quite limited.
In order to analyse the genetic determinants of citrus fruit quality during maturation,
the phenotypic variation of physical and chemical attributes of fruit were studied in a
population derived from a cross between two genetically close cultivars, clementine and
mandarin. The objective of this work was to map QTLs associated to citrus fruit quality traits.
Genetic maps were built with codominant markers. Fruit attributes such as mass, equatorial
diameter, pH, acidity, sugars content, glucose, fructose, sucrose, citric acid and malic acid
contents were monitored at different dates during fruit set.
Material and Methods
Experimental population
This study was based on a segregating population derived from a cross between
clementine cv ‘Commun’ (Citrus reticulata x C. sinensis) (C) and mandarin cv ‘Willow leaf’
(C. reticulata Blanco) (M), with clementine as the female parent. The direction of this cross
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was chosen because of the gametic self-incompatibility and the absence of apomictic
reproduction of clementine, which allowed to regenerate only hybrids coming from cross
hybridization. This cross is similar to a backcross because clementine is originated from a
cross between mandarin and orange and orange probably came from a cross between two
(mandarin x pummelo) hybrids (Ollitrault et al. 2012a; Wu et al. 2014). Due to its pedigree
(additional figure 1), clementine is close to mandarin phenotype but heterozygous due to
alleles inherited from pummelo (C. maxima) (Ollitrault et al. 2012a). This offspring
segregated for several different fruit traits such as maturity period and acidity level, fruit
color, seedless etc. This progeny consisted of 116 hybrids grafted onto 20-year-old Carrizo
citrange (C. sinensis x Poncirus trifoliata) without replicate. The parents of the cross were
grown in the same conditions. The orchard was located at the INRA-CIRAD citrus
Germplasm repository in Corsica.Standard cultural practices were applied regularly in order
to maintain the orchard healthy. Fruit quality traits were evaluated during one maturation
period over years 2012 and 2013.
Phenotyping
The CxM progeny trees and the two parents were evaluated during fruit maturation.
Because the maturation periods of clementine and mandarin in Corsica correspond
respectively to November and January-February (Jacquemond et al. 2013), fruit
measurements were performed at three different periods in October and December 2012 and
in February 2013. At each date, 10 randomly selected fruits per genotype were collected
around the tree and several quality trait attributes were evaluated: fruit mass, equatorial
diameter, juice percentage, pH, titratable acidity (TA expressed in g of citrate/100 g of juice),
sugar content (TSS in °Brix), citric and malic acids and soluble sugars (glucose, fructose,
sucrose) content expressed in % of dry and fresh matter.
Fruit diameter was measured using a digital caliper (Mitutoya, Absolute digimatic).
Fruit juice was extracted with an electric press, filtered and weighted, according to the
standardized and normative method for citrus fruit commercialisation (CEE-ONU FFV-14).
The pH and titratable acidity were determined using an autotitrator (Mettler Toledo) as
described in (Albertini et al. 2006). Sugar content was measured using a digital refractometer
(RFM710).
Measurement of sugars and organic acids
Organic acids and soluble sugars were extracted and analyzed by enzymatic assay
according to (Gomez et al. 2007), adapted to citrus fruit. Briefly, fruit pulp was lyophilized
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using a lyophilizer (Christ BETA 1-8-LD). 2 mL of water were added to 20 mg of lyophilized
pulp powder ground using tissue lyser II (QIAGEN). Samples were centrifuged for 5 min
(17000 g, 4°C, Sigma 4-16K). 1650 µL of supernatant were recovered and supplemented with
10 mg of polyvinylpyrrolidone (PVP) (part no. 25 249/54/1, Sigma-Aldrich Corp., Lyon,
France) to eliminate residual phenols. After homogenization of samples using a vortex and
agitation for 20 min at 4°C on a rotating wheel, the Eppendorf tube was centrifuged (10 min,
17000 g, +4°C). Then supernatant was recovered and stored at -80°C prior to analysis.
Soluble sugars and organic acids were quantified using an absorbance microplate
reader (Biotek, ELx808) according to (Gomez et al. 2007). Some modifications were done to
adapt these procedures to citrus fruit samples. The only difference with the initial protocol of
Gomez et al. (2007) was the duration of enzymatic reaction. For glucose and fructose, NADH
concentration became stable after three hours instead of two after starting reaction. For the
two organic acids, NADH concentration reached the plateau two hours after the beginning of
reaction instead of three. During enzymatic reaction, microplate was placed in an oven at
25°C, the optimal temperature for all used reagents.
Statistical analysis and BLUPs
Statistical analysis was performed using Statistica 10 and R softwares. The mean and
standard deviation of each trait were estimated for the two parents and their hybrids
separately. Distribution normality was evaluated using Shapiro-Wilk test (Royston 1995). As
many traits did not follow a normal distribution, phenotypic correlations among traits were
calculated using the non-parametric Spearman correlation coefficient. For traits deviating
from normality, several transformations (ln, square root and cubic root) were tested. The
least-skewed transformed data were used to extract the Best Linear Unbiased Predictors
(BLUP) of genetic values for each date (Robinson 1991) using a linear model with a random
genotypic effect: Pij=µ+Gi+eij, where Pij was the transformed phenotypic value of fruit j of
genotype i, µ the overall mean, Gi the random effect of genotype i and eij the residual error
effect. BLUPs of genotypic values were used for genetic correlation estimation and QTL
detection. Variance estimates were used to estimate broad-sense heritability (H2) as: 2
G/(2G
+ 2e).
Genotyping of the CxM population
To genotype the progeny with molecular markers, young leaves were harvested from
each genotype. Total DNA was extracted from leaf tissue using the method described by
(Doyle 1987). SSR amplification and detection of amplified DNA fragments were performed
according to (Luro et al. 2008). The genetic map was constructed using SSR markers
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heterozygotes in at least one parent and developed from genomic mandarin DNA library
(Ci*****) (Froelicher et al. 2008) or clementine EST library (MEST***) (Luro et al. 2008).
SNP markers (CiC****-**) were mined from clementine BACend Sequence database (Terol
et al. 2008). They were selected among a total of 1536 SNPs used to implement an Illumina
GoldenGate assay (Ollitrault et al. 2012a) on their quality and segregation in our population
for at least one parent. Aoc****, CHI-*-***, LCY2-*-***, TScMI1331, HKT1c800F141,
PSY-M-289, PKF-M-186 were also SNP markers, mined by Sanger sequencing of 44
genotypes representative of Citrus and relatives. These markers were obtained from some
genes involved in the primary and secondary metabolite biosynthesis pathway and salt
tolerance (Garcia-Lor et al. 2012). Some of these markers have been published in Ollitrault et
al. (2012b). The SNPs markers used in our study have been previously mapped on the
clementine genetic map which is also the citrus reference genome map (Ollitrault et al.
2012a).
Genetic linkage maps
Genetic linkage analysis and map construction were performed with Join Map 4 (Van
Ooijen 2006) and maps were drawn with Mapchart 2.3 (Voorrips 2002). Framework
consensus and parental maps were constructed based on 645 markers and 105 CxM hybrids
trees, with population type CP. Segregation distortion for parental and consensus data was
assessed with χ2 tests according to the segregating type of each marker. For subsequent QTL
analysis, the number of markers was reduced in very densified mapped regions by
maintaining only one marker per locus and removing all others mapped at the same position.
Grouping was achieved using a minimum LOD score of 4. Regression mapping algorithm
(round 2) and Kosambi mapping function were used to establish map order and distances in
centiMorgans (Kosambi 1943; Stam 1993) within each linkage group. Linkage group
nomenclature was the same as in the Clementine reference map (Ollitrault et al. 2012a).
QTL detection
The association of markers with phenotypes for each trait was tested by interval mapping
(IM) and Multiple QTL Model (MQM; Composite Interval Mapping equivalent) using the
software Map QTL version 6 (Van Ooijen 2009). This analysis was performed on the BLUPs
of genetic values for each date, on parental and consensus maps. For each trait, we determined
the IM LOD threshold through 1000 permutations of traits over marker data, for a genome
wide first type error rate of 5%. Thereafter, MQM was performed by selecting as cofactors the
markers nearest to the QTLs detected with IM. The manual selection of cofactors increased
the number of identified QTLs. It allowed the detection of several QTLs which could not be
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detected only by IM. The non-parametric Kruskal-Wallis rank-sum test was also used to
check results obtained by MQM, especially for QTLs detected in large intervals between
adjacent markers, with a stringent significance level of 0.001. Confidence intervals of QTL
positions were determined as one-LOD support intervals. QTL results were drawn using
MapChart 2.3 software.
Results
Distribution of phenotypic traits
The distribution of the different traits investigated is presented in Fig. 1. As expected,
the majority of the traits such as equatorial diameter, juice percentage, and sucrose content in
% DM presented a normal distribution. However some traits such as acidity and pH deviated
from normality. Therefore appropriate transformations (ln or square root) (Table 1) were
applied to unskew their distribution. The continuous variation indicates that the studied traits
are possibly controlled by several genes, and thus, were classified as quantitatively inherited.
Mean, maximum and minimum values and standard deviation of fruit traits in the
progeny and in parents for the three dates evaluated along maturation, are presented in Tables
2 and 3. During maturation, mandarin fruits were significantly more acid than clementine
ones, which showed lower concentration of citric acid but higher concentration of malic acid
(Table 3). Minor differences were observed between the two parents regarding glucose
content (% of DM and % of FM). For other traits such as TSS and juice percentage,
differences were minor between clementine and mandarin for the first two dates (October and
December) but they increased afterwards (Table 2). During maturation in parents, fruit mass
and equatorial diameter increased until December and then stabilized in clementine, while
these two parameters continuously increased in mandarin. However, juice percentage
increased until December and then decreased considerably in the two parents (Table 2).
In the CxM offspring and parents, sucrose was the major sugar during maturation. Its
concentration was about three to fivefold higher than glucose and fructose ones, which were
equivalent (Table 3). All sugar concentrations increased between October and December and
then remained relatively constant.
Among acids, citric acid presented the highest concentration, especially in October
where it was about 13-fold higher than malic acid concentration. During maturation, citric
acid decreased while malic acid increased, except for mandarin. Despite these evolutions
during fruit maturation, citric acid remained the predominant organic acid (Fig.1). During
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maturation, the progeny followed an evolution trend similar to the one of clementine (Table
3). Total acidity and citric acid concentration continuously declined from December until
February, especially for mandarin. Nevertheless, malic acid did not show the same evolution
since its concentration increased until December and then kept constant (Table 3, Fig.1).
A wide variability was observed within the population. Average trait means varied
over the three dates. For equatorial diameter, pH and TSS, the range of variation was
approximately 1.5 to twofold. For juice percentage, fruit mass and acidity, the range of
variation was about 5 to sevenfold (Table 2).
For organic acids and sugars, the range of variation was 3 to fiftyfold. However,
variability decreased during maturation for sugars calculated in % of DM, i.e. sucrose
concentration varied in the population between 5.3 and 33% of DM in October, while it
ranged from 26.5 to 52.8% DM in February. Conversely, the range of variation increased for
citric acid (% DM) (Table 3).
Phenotypes with much larger and/or lower values than the highest and lowest values
estimated for the two parents were observed for juice percentage, fruit mass, equatorial
diameter, TSS, glucose, fructose, sucrose. Indeed, the majority of fruit traits segregated in a
transgressive manner. For example, fruit mass ranged from 15.7 to 78.5 g in the population,
despite the very small difference between parents (39.4-39.1g). Conversely, acidity and citric
acid were distributed essentially within the range of parental values (Fig.1).
Genetic correlation and heritability
Correlation coefficients calculated between BLUPs of the genetic value are detailed in
Table 4. Several traits appeared to be correlated together. Fruit mass and equatorial diameter,
highly correlated with each other, were also correlated to most studied traits measured in
October such as juice percentage, glucose and fructose. Fruit mass and equatorial diameter
were negatively correlated to acidity and citric acid all along maturation. For all biochemical
traits, high correlations were observed between concentrations in DM and FM. Among sugars,
the strongest positive correlations all along maturation were observed between glucose and
fructose, ranging from 0.50 to 0.98 depending on the date. Sucrose and TSS were positively
correlated together all along maturation. Significance of some correlations between traits
varied during maturation. For example, sucrose FM and glucose DM were correlated in
October but uncorrelated in December and February. Both acidity and pH, which were
negatively correlated, presented correlations with citric and malic acids. In October, the two
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acids DM were not correlated, while later on in December and February, both acids became
negatively correlated. Fructose FM and DM were negatively correlated to citric acid DM.
Last, a few weak but significant correlations were observed between malic acid and sugars.
For all traits, broad-sense heritability (H2) values were quite high (> 0.5) (Table 1).
They varied from 0.64 to 0.82, 0.50 to 0.94 and 0.61 to 0.89 for traits measured in October,
December and February, respectively. The average value of heritability for the different
studied traits was 0.7 for each date. In October, fruit mass, acidity and TSS showed the
highest heritability (> 0.8). In December, the highest heritability values (> 0.8) were observed
for fruit mass, equatorial diameter, pH and malic acid. However, in February, the traits
showing heritability higher than 0.8 were fruit mass, juice percentage, pH, citric acid FM and
DM, malic acid FM and glucose FM (Table 1).
Genetic linkage maps
A total of 645 SNP and SSR markers were genotyped in clementine x mandarin
offspring. Out of these, 622, 618 and 275 markers were selected to construct the consensus,
clementine and mandarin maps, respectively. Consensus and citrus reference (clementine)
maps shared 551 common SNP markers (Ollitrault et al. 2012a). Thus a comparison between
these two maps could be performed. The comparative analysis showed conservation of
synteny. Furthermore, the colinearity was highly conserved between the two maps, with very
few inversions and distance differences (Additional figure 2). To facilitate QTL analysis, the
map density was reduced by removing markers with several missing data and with the same
or very close positions (< 1cM), without modifying map coverage. The final number of
markers retained for the framework consensus clementine and mandarin maps were
respectively 310, 277, and 147. SSR and SNP markers were grouped in ten linkage groups on
consensus and clementine maps and on 12 linkage groups in mandarin map. On consensus
and clementine maps, the third linkage group consisted of two parts. On mandarin map the
number of linkage groups divided into several parts was more important due to the lower
number of markers: three linkage groups consisted of two parts each. The consensus,
clementine and mandarin maps covered respectively 795.7 cM, 809.8 cM and 629.7 cM,
which corresponded to 74%, 75% and 58% of the genome, respectively, when compared to
the saturated clementine genome map reference (Ollitrault et al. 2012a). Linkage groups had a
mean distance of 2.6, 3.3 and 4.7 cM between adjacent markers on consensus, clementine and
mandarin maps, respectively. Some linkage groups had large marker intervals. The linkage
groups 6 and 7 had intervals ranging between 16 and 24 cM on the three maps. Additionally,
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the linkage group 2 on mandarin map had one interval marker of 18 cM. Another large
interval was observed in the extremity of the linkage group 8 in clementine map.
QTL identification
Overview of QTL analysis
QTL detection was performed using genotypic BLUPs for each date on concensus (C)
and both parental (Cl and M) framework maps. LOD score of significant QTLs ranged from
3.6 to 8.3. We retained only QTLs detected by MQM and confirmed by Kruskal-Wallis test.
A total of 29 QTLs were identified in the consensus map, for all traits along
maturation except glucose FM and citric acid FM (Table 5), with 1-3 QTLs per trait and date.
Nine QTLs were detected in October, 10 in December and 10 in February. QTLs were found
on all LGs, except LG6. The individual percentage of explanation of the total variation (R2)
ranged from 13.1% to 34.1%. 17 QTLs showed a R2
between 10% and 20%, 10 QTLs
between 20% and 30% and 2 QTLs higher than 30%. Colocalization between QTLs for
different traits was observed at several places.
The majority of QTLs detected in consensus map were also detected in clementine
map (Additional table 1). Less QTLs were detected in mandarin map than in consensus and
clementine maps. 26 additional QTLs were detected in the two parental maps including one
on LG6 (Additional table 1)
Fruit mass and equatorial diameter
For fresh mass, the largest number of QTLs was found in February, on LGs 1 (Cl
map), 2 (C and Cl maps), 3 (C and Cl maps) and 8 (bottom part, on the 3 maps) (Fig. 2, 3 and
4). The QTL on LG 2 was also present in October. On the upper part of LG8, an additional
QTL for fresh mass was detected in December on the 3 maps. In October, two QTLs were
found on LGs 4 and 5, either on the consensus or clementine maps. The percentage of total
variance explained by each of these fruit mass QTLs ranged from 13.1 to 22.7.
QTLs for equatorial diameter colocalized with QTLs for fresh mass at the same dates on LGs
2, 4 and 8 (bottom part). An additional QTL for equatorial diameter on LG1 did not colocalize
with any fruit mass QTL. Diameter QTLs explained from 13.7 to 25.1% of total variance (Fig.
2, 3 and 4).
Chapitre III
177
Juice percentage
Only one QTL, located on LG9, was associated to juice percentage in December on
the consensus and clementine maps, and explained 27.3% of total variation (Fig. 2 and 3). It
was colocalized with a QTL detected in February on the mandarin map (Fig. 4).
TSS
On the consensus and clementine maps, one QTL explaining 19.8% of total variation
was identified on LG8 in February (Fig. 2 and 3). On the mandarin map, no QTL for TSS was
detected whatever the maturation date.
pH and acidity
In October, one QTL for pH, explaining 16.2% of variance, was detected on LG2 in
consensus and clementine maps (Fig. 2 and 3). A second QTL accounting for 26.1% of total
variance was located on LG7 in December only, in consensus and clementine maps. One QTL
was located on LG3 of clementine map and one on LG5 of mandarine map, in December. For
acidity, one October QTL colocated with the pH QTL on LG2 in consensus and clementine
maps. A single acidity QTL was found in December on LG8 for clementine only.
Sugars
In February, QTLs associated with glucose, fructose and sucrose expressed in DM
were mapped in the same linkage group, LG9, of the consensus and clementine maps. The
QTL for fructose overlapped with the QTL for glucose. They were the largest effect QTLs in
this study, contributing by more than 30% to total variance (Table 5). Other consensus QTLs
were detected for sucrose on LG5 and fructose on LGs 2 and 3 in December, among which
only the LG2 QTL was also found in clementine map. In mandarin map, while fructose and
glucose February QTLs colocalized on LG 9, QTLs for sucrose were also detected on LG2,
LG3, LG6 and LG8 for the same date (Fig. 4). Two QTLs for fructose DM were found on
LG2 and LG3 in December, which accounted for 27.3 and 14.8%, respectively. QTLs
controlling fructose FM and sucrose FM in December were found on LG9 and LG5
respectively. The variance explained was 17.8 and 17.9%, respectively (Table 5).
Organic acids
One QTL for citric acid DM was identified in October on LG2 of consensus and
clementine maps. This QTL overlapped with the unique QTL of acidity and explained 24.1%
of total variance. One QTL for citric acid FM was found in February on LG1 of mandarin
map. Two QTLs were detected for malic acid DM on the consensus and both parental maps,
one in October and the other one in December. These two QTLs overlapped on LG8. For
malic acid expressed in FM, two QTLs were located on LG 4 (20.1 %) and LG9 (15.5%) of
Chapitre III
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consensus and clementine maps in December. A third QTL was mapped on LG1 in February
on consensus and mandarin maps.
Discussion
Accuracy and power of QTL detection
To optimize QTL detection especially in the case of two linked QTLs, we used MQM
since it increases the power of QTL detection and the precision of QTL position estimation,
and allows to map additional QTLs located on the same chromosome (Paterson 1997). 29
QTLs of quality attributes in citrus were found on the consensus map, most of which (25) had
a relatively important effect (R2 > 15%). Both parental and consensus maps were used to yield
complementary results. Indeed, QTLs with dominant allelic effects like fructose DM
identified on chromosomes 2 and 3 and pH mapped on chromosome 7 in December were
detected only on the consensus map. Conversely, detection power could be larger in parental
maps for QTLs with additive effects only, as shown by the 16 additional QTLs identified only
on parental maps and not on consensus map. In total, 45 QTLs were identified along
maturation.
In addition, the use of BLUP values improved the QTL detection power by removing
part of the environmental variance. Indeed, several studies demonstrated the effectiveness of
this method such as in apple (Segura et al. 2009) or grapevine (Doligez et al. 2013).
QTL detection
In our case, all traits along maturation had high heritability (H2 > 0.56), which
increased our chances to detect QTLs. However, in our study, the main power limitation was
related to the number of individuals present in the population. In fact, even though the size of
population size was not very small (105 individuals), it may be not have been enough to
detect QTLs with minor effects (Staub et al. 1996). The only detected QTLs were the ones
with large effects that could reach statistical significance (Beavis 1998).
The percentage of variation explained by QTLs detected along maturation varied
between 13.1 and 34.1. Fruit mass, equatorial diameter, malic acid FM and fructose DM were
controlled by more than one QTL. The presence of several QTLs showed the complexity of
metabolic pathways. QTLs of fruit mass detected during maturation did not explain 100% of
total variance which suggest the presence of other undetectable QTLs and/or epistatic effects
which may explain the remaining percentage of total variation.
Chapitre III
179
To our knowledge, this work is the first report of QTL mapping of fruit attributes in
citrus during maturation. Şahin-Çevik and Moore (2012) studied QTLs of morphological
traits in citrus including three fruit characteristics: fruit length, width and segment number.
Their population was composed of 98 hybrids derived from an intergeneric cross, but fruit
characteristics were evaluated from only 48 fruiting plants by measuring five fruit samples for
each genotype. The genetic map was constructed using 69 dominant RAPD markers and no
QTL of fruit width was identified, probably as a result of small sample size and partial map
coverage. In our case, the use of a larger population, a more complete map and a higher
number of measurements (replicates) increased chances to identify QTLs for fruit size.
Indeed, QTL detection is known to be affected by environmental conditions, which represent
an important source of variability (Rousseaux et al. 2005; Kenis et al. 2008).
Trait correlations and QTL co-localization
Several traits were clustered mainly on chromosomes 2, 4, 8 and 9 whatever the
evaluated dates. These clusters may reveal a pleiotropic effect of one QTL or a tight linkage
between at least two QTLs. A QTL with pleiotropic effect indicates the segregation of a
unique QTL controlling several traits due to related metabolisms or causal relationships
between traits (De Vienne and Causse 1998). Several QTL clusters for fruit maturation and
agronomical traits were detected in previous studies in many species, including tomato
(Monforte et al. 1999), peach (Etienne et al. 2002), apple (Liebhard et al. 2003) and citrus
(Sugiyama et al. 2011). Common or close locations of QTLs were often observed for
correlated attributes (Paterson et al. 1991).
In this study, QTL co-location was observed for the majority of studied fruit traits
including fruit mass, equatorial diameter, pH, acidity, sugar and acid contents. QTL clusters
varied during maturation. Indeed, some of them were stable along maturation but other ones
were identified for only one or two maturation dates. This lack of stability of fruit quality
QTLs during maturation suggests that some fruit traits are not governed by the same
chromosomes along maturation.
Ting and Attaway (1971) reported that fruit mass and equatorial diameter evolution
are interrelated during fruit development and maturation. The strong correlation of these two
attributes was corroborated by more than one QTL co-location in different chromosomes at
two maturation dates in the consensus map: 2 and 4 in October, 2 and 8 in February.
Probability of pleitropic effect is higher when co-location between the same traits is found in
different chromosomes. Thus, the co-location between QTLs of these two traits was probably
Chapitre III
180
not due to fortuitous linkage or to chance (De Vienne and Causse 1998). Instead, it is
probable that fruit mass and equatorial diameter were controlled by QTLs with pleiotropic
effects. The implication of several regions of different chromosomes in the control of these
two traits revealed their complexity as in other species such as apple (Kenis et al. 2008) or
tomato (Grandillo et al. 1999).
QTLs of titratable acidity and fruit mass measured in October were mapped at the end
of chromosome 2 on the consensus map, and negative correlations were obtained between
acidity and fruit mass. The negative correlation between acidity and pH is corroborated by the
co-localization of QTLs for these traits on linkage group 2 in the consensus map. The same
QTL cluster was found in peach (Dirlewanger et al. 1999) and grape berries (Chen et al.
2015). This correlation is probably due to the causal effect of pH on acidity. Indeed, pH is
considered as one of the main determinants of citrate and malate accumulation (Etienne et al.
2013).
In this study, acidity and citric acid shared a common QTL on the consensus map. In
addition to their high correlation, this suggests that citric acid contributes markedly to acidity.
Indeed, fruit acidity in citrus is primarily determined by the concentration of citric acid
considered as the major organic acid (Monselise 1986) with 80-90% of total organic acids
(Baldwin 1993). It is interesting to note that while only one QTL was found for citric acid and
acidity, malic acid seems to be controlled by a much more complex scheme since 5 QTLs
located in different chromosomes during maturation were identified.
The SNP marker PKF-M-186 was the marker with the highest LOD score for fruit
mass, diameter and citric acid DM colocated in LG2. PKF-M-186 marker was obtained from
genes involved in primary biosynthesis pathways by Ollitrault et al. (2012b). It is coding for
phosphofructokinase, an enzyme involved in sugars and acids pathways (Echeverria and
Valich 1989; Etienne et al. 2013). Therefore, this marker comes from a potential candidate
gene for citric acid variation.
On chromosome 8, a QTL for TSS was very near but did not overlap a QTL for fruit
mass in February, whereas these traits were not significantly correlated. In agreement with our
results, (Monforte, 2004) showed the independence of these two traits measured in melon.
However, in tomato a clear co-localization between QTLs of fruit mass and TSS was shown,
suggesting pleiotropic effects of QTLs (Goldman et al. 1995; Saliba-Colombani et al. 2001).
Chapitre III
181
The very high correlation between fructose and glucose DM (r = 0.95) was consistent
with a co-localization of QTLs for those traits on chromosome 9 in February. Both QTLs
presented major effects (R2 > 30%). In grape berries, one QTL was detected for these two
hexoses, which were highly correlated (Chen et al. 2015). These QTLs can facilitate breeding
programs by controlling fruit sweetness. However, while fructose and glucose contribute to
total sugars, their QTLs were not co-located with the QTL for TSS, whereas they were
expected to be related. In February, both fructose and glucose were negatively correlated to
sucrose DM. A QTL for sucrose was found in the same chromosome region as glucose and
fructose QTLs. Sucrose is the main form of translocated carbon in Citrus (Garcia-Luis et al.
1991). It is transported from leaves until the juice sac head where it is partitioned into glucose
and fructose (Goldschmidt and Koch 1996). The conversion of sucrose to hexoses explains
the negative correlation between these three sugars and the co-localization of their QTLs.
Four additional QTLs of sucrose DM were identified in mandarin map. These QTLs were
mapped in four different chromosomes showing that this trait is influenced by several genes.
Our results showed that QTLs of acidity did not co-localize with sugar QTLs. The
same result was obtained for tomato in the study conducted by (Causse et al. 2001). Thus, the
different locations of QTLs for sweetness and sourness, which play an important role in fruit
taste, flavor and organoleptic quality (Iglesias et al. 2007), revealed the possibility to improve
both traits independently.
Conclusion
Fruit quality traits showed large variation in the progeny during maturation. Using the
consensus and parental genetic maps, QTLs related to fruit quality traits were localized on
several linkage groups. Many of these traits were correlated. Forty five QTLs for the major
physical and chemical components of fruit were detected at three different dates of fruit
maturation. Malic acid is controlled by several QTLs during maturation, revealing a more
complex genetic determinism than citric acid, for which only one QTL was found. Several
QTL clusters were identified. The majority of QTLs were mapped in three linkage groups (2,
8 and 9). This suggests that some QTLs may have pleiotropic effects. Although fine mapping
is required to decipher such clusters, they could be useful in marker-assisted selection.
Chapitre III
182
References
Albertini M-V, Carcouet E, Pailly O, Gambotti C, Luro F, Berti L (2006) Changes in organic
acids and sugars during early stages of development of acidic and acidless citrus fruit
Journal of agricultural and food chemistry 54:8335-8339
Ashrafi H, Foolad MR (2015) Characterization of Early Blight Resistance in a Recombinant
Inbred Line Population of Tomato: II. Identification of QTLs and Their Co-
localization with Candidate Resistance Genes Advanced Studies in Biology 7:149-168
Asins MJ, Bernet GP, Ruiz C, Cambra M, Guerri J, Carbonell EA (2004) QTL analysis of
citrus tristeza virus-citradia interaction Theoretical and Applied Genetics 108:603-611
doi:10.1007/s00122-003-1486-7
Bain JM (1958) Morphological, anatomical, and physiological changes in the developing fruit
of the Valencia orange, Citrus sinensis (L) Osbeck Australian Journal of Botany 6:1-
23
Baldwin EA (1993) Citrus fruit. In: Seymour G, Taylor J, Tucker G (eds) Biochemistry of
Fruit Ripening. Springer Netherlands, pp 107-149. doi:10.1007/978-94-011-1584-1_4
Beavis WD QTL analyses: power, precision, and accuracy. In: Molecular dissection of
complex traits, 1998. pp 145-162
Calenge F, Drouet D, Denancé C, Van de Weg W, Brisset M-N, Paulin J-P, Durel C-E (2005)
Identification of a major QTL together with several minor additive or epistatic QTLs
for resistance to fire blight in apple in two related progenies Theoret Appl Genetics
111:128-135
Causse M, Saliba-Colombani V, Lesschaeve I, Buret M (2001) Genetic analysis of
organoleptic quality in fresh market tomato. 2. Mapping QTLs for sensory attributes
Theoretical and Applied Genetics 102:273-283
Chen C et al. (2008) EST-SSR genetic maps for Citrus sinensis and Poncirus trifoliata Tree
Genetics & Genomes 4:1-10 doi:10.1007/s11295-007-0083-3
Chen J, Wang N, Fang L-C, Liang Z-C, Li S-H, Wu B-H (2015) Construction of a high-
density genetic map and QTLs mapping for sugars and acids in grape berries BMC
plant biology 15:28
De Vienne D, Causse M (1998) La cartographie et la caractérisation des locus contrôlant la
variation des caractères quantitatifs Proc Les marqueurs moléculaires en génétique et
biotechnologies végétales Edit INRA:200
Dirlewanger E et al. (1999) Mapping QTLs controlling fruit quality in peach (Prunus persica
(L.) Batsch) Theoret Appl Genetics 98:18-31 doi:10.1007/s001220051035
Doligez A et al. (2013) New stable QTLs for berry weight do not colocalize with QTLs for
seed traits in cultivated grapevine (Vitis vinifera L.) BMC plant biology 13:217
Doyle JJ (1987) A rapid DNA isolation procedure for small quantities of fresh leaf tissue
Phytochem Bull 19:11-15
Echeverria E, Valich J (1989) Enzymes of sugar and acid metabolism in
stored'Valencia'oranges Journal of the American Society for Horticultural Science
(USA)
Etienne A, Génard M, Lobit P, Mbeguié-A-Mbéguié D, Bugaud C (2013) What controls
fleshy fruit acidity? A review of malate and citrate accumulation in fruit cells Journal
of experimental botany 64:1451-1469
Etienne C et al. (2002) Candidate genes and QTLs for sugar and organic acid content in peach
[Prunus persica (L.) Batsch] Theoretical and Applied Genetics 105:145-159
doi:10.1007/s00122-001-0841-9
Fang DQ, Federici CT, Roose ML (1997) Development of molecular markers linked to a gene
controlling fruit acidity in citrus Genome 40:841-849 doi:10.1139/g97-809
Chapitre III
183
Froelicher Y et al. (2008) Characterization of microsatellite markers in mandarin orange
(Citrus reticulata Blanco) Molecular Ecology Resources 8:119-122
doi:10.1111/j.1471-8286.2007.01893.x
Garcia-Lor A, Curk F, Morillon R, Ancillo G, Luro F, Navarro L, Ollitrault P (2012) Nuclear
phylogeny within Citrus (Rutaceae) and four related genera Ann Bot
Garcia-Luis A, Didehvar F, Guardiola J, Baker D (1991) The transport of sugars in
developing fruits of satsuma mandarin Annals of Botany 68:349-357
García MR, Asíns MJ, Carbonell EA (2000) QTL analysis of yield and seed number in Citrus
Theoretical and Applied Genetics 101:487-493 doi:10.1007/s001220051507
Gmitter Jr F, Grosser J, Castle W, Moore G, Khan I (2007) A comprehensive citrus genetic
improvement programme Citrus genetics, breeding and biotechnology:9-18
Goldman IL, Paran I, Zamir D (1995) Quantitative trait locus analysis of a recombinant
inbred line population derived from a Lycopersicon esculentum x Lycopersicon
cheesmanii cross Theoret Appl Genetics 90:925-932 doi:10.1007/BF00222905
Goldschmidt E, Koch K (1996) Citrus.
Gomez L, Bancel D, Rubio E, Vercambre G (2007) The microplate reader: an efficient tool
for the separate enzymatic analysis of sugars in plant tissues—validation of a micro-
method Journal of the Science of Food and Agriculture 87:1893-1905
doi:10.1002/jsfa.2924
Grandillo S, Ku H, Tanksley S (1999) Identifying the loci responsible for natural variation in
fruit size and shape in tomato Theoret Appl Genetics 99:978-987
Henderson CR, Kempthorne O, Searle SR, Von Krosigk C (1959) The estimation of
environmental and genetic trends from records subject to culling Biometrics 15:192-
218
Iglesias DJ et al. (2007) Physiology of citrus fruiting Brazilian Journal of Plant Physiology
19:333-362
Jacquemond C, Curk F, Heuzet M (2013) Les clémentiniers et autres petits agrumes. Editions
Quae,
Jarrell DC, Roose ML, Traugh SN, Kupper RS (1992) A genetic map of citrus based on the
segregation of isozymes and RFLPs in an intergeneric cross Theoretical and Applied
Genetics 84:49-56 doi:10.1007/BF00223980
Kenis K, Keulemans J, Davey MW (2008) Identification and stability of QTLs for fruit
quality traits in apple Tree Genetics & Genomes 4:647-661
Kosambi D (1943) The estimation of map distances from recombination values Annals of
Eugenics 12:172-175
Liebhard R, Kellerhals M, Pfammatter W, Jertmini M, Gessler C (2003) Mapping quantitative
physiological traits in apple (Malus × domestica Borkh.) Plant Molecular Biology
52:511-526 doi:10.1023/A:1024886500979
Luro FL et al. (2008) Transferability of the EST-SSRs developed on Nules clementine (Citrus
clementina Hort ex Tan) to other Citrus species and their effectiveness for genetic
mapping BMC genomics 9:287
Monforte AJ, Asíns MJ, Carbonell EA (1999) Salt tolerance in Lycopersicon spp. VII.
Pleiotropic action of genes controlling earliness on fruit yield Theoretical and Applied
Genetics 98:593-601 doi:10.1007/s001220051109
Monselise S (1986) Citrus. In: Monselise S (ed) Handbook of fruit set development. CRC
Press, Boca Raton edn., pp 87-108
Ollitrault P, Luro F (1997) Les agrumes. In: Charrier A, Jacquot M, Hamon S, Nicolas D
(eds) Amélioration des plantes tropicales. CIRAD-Orstom, p 623
Ollitrault P et al. (2012a) A reference genetic map of C. clementina hort. ex Tan.; citrus
evolution inferences from comparative mapping BMC Genomics 13:593
Chapitre III
184
Ollitrault P et al. (2012b) SNP mining in C. clementina BAC end sequences; transferability in
the Citrus genus (Rutaceae), phylogenetic inferences and perspectives for genetic
mapping Bmc Genomics 13:13
Paterson AH (1997) Molecular Dissection of Complex Traits. Taylor & Francis,
Paterson AH et al. (1991) Mendelian factors underlying quantitative traits in tomato:
comparison across species, generations, and environments Genetics 127:181-197
Quilot B, Kervella J, Génard M, Lescourret F (2005) Analysing the genetic control of peach
fruit quality through an ecophysiological model combined with a QTL approach
Journal of Experimental Botany 56:3083-3092
Robinson GK (1991) That BLUP is a good thing: the estimation of random effects Statistical
science:15-32
Roose ML (2007) Mapping and marker-assisted selection. In: Khan I (ed) Citrus genetics,
breeding and biotechnology. UK, pp 275-285
Rousseaux MC, Jones CM, Adams D, Chetelat R, Bennett A, Powell A (2005) QTL analysis
of fruit antioxidants in tomato using Lycopersicon pennellii introgression lines
Theoretical and Applied Genetics 111:1396-1408
Royston P (1995) Remark AS R94: A remark on algorithm AS 181: The W-test for normality
Applied Statistics:547-551
Ruiz C, Asins M (2003) Comparison between Poncirus and Citrus genetic linkage maps
Theoretical and Applied Genetics 106:826-836 doi:10.1007/s00122-002-1095-x
Şahin-Çevik M, Moore G (2012) Quantitative trait loci analysis of morphological traits in
Citrus Plant Biotechnol Rep 6:47-57 doi:10.1007/s11816-011-0194-z
Saliba-Colombani V, Causse M, Langlois D, Philouze J, Buret M (2001) Genetic analysis of
organoleptic quality in fresh market tomato. 1. Mapping QTLs for physical and
chemical traits Theoret Appl Genetics 102:259-272 doi:10.1007/s001220051643
Segura V, Durel C-E, Costes E (2009) Dissecting apple tree architecture into genetic,
ontogenetic and environmental effects: QTL mapping Tree genetics & genomes
5:165-179
Serquen FC, Bacher J, Staub J (1997) Mapping and QTL analysis of horticultural traits in a
narrow cross in cucumber (Cucumis sativus L.) using random-amplified polymorphic
DNA markers Molecular Breeding 3:257-268
Siviero A, Cristofani M, Furtado E, Garcia AF, Coelho AG, Machado M (2006) Identification
of QTLs associated with citrus resistance toPhytophthora gummosis Journal of
Applied Genetics 47:23-28 doi:10.1007/BF03194595
Spiegel-Roy P, Goldschmidt EE (1996) The biology of citrus. Cambridge University Press,
Stam P (1993) Construction of integrated genetic linkage maps by means of a new computer
package: Join Map The Plant Journal 3:739-744
Staub JE, Serquen FC, Gupta M (1996) Genetic markers, map construction, and their
application in plant breeding HortScience 31:729-741
Stenzel NMC, Neves CSVJ, Marur CJ, Scholz MBdS, Gomes JC (2006) Maturation curves
and degree-days accumulation for fruits of'Folha Murcha'orange trees Scientia
Agricola 63:219-225
Sugiyama A, Omura M, Matsumoto H (2011) Quantitative trait loci (QTL) analysis of
carotenoid content in Citrus fruit Journal of the Japanese Society for Horticultural
Science 80:136-144
Terol J, Naranjo MA, Ollitrault P, Talon M (2008) Development of genomic resources for
Citrus clementina: characterization of three deep-coverage BAC libraries and analysis
of 46,000 BAC end sequences BMC genomics 9:423
Ting S, Attaway J (1971) Citrus fruits The biochemistry of fruits and their products 2:107-169
Chapitre III
185
Tozlu I, Guy CL, Moore GA (1999) QTL analysis of Na+ and Cl-accumulation related traits
in an intergeneric BC1 progeny of Citrus and Poncirus under saline and nonsaline
environments Genome 42:692-705
Van Ooijen J (2006) JoinMap® 4, Software for the calculation of genetic linkage maps in
experimental populations Kyazma BV, Wageningen 33
Van Ooijen J (2009) MapQTL 6 Software for the mapping of quantitative trait loci in
experimental populations of diploid species Kyazma BV: Wageningen, Netherlands
Verde I, Quarta R, Cedrola C, Dettori M (2002) QTL analysis of agronomic traits in a BC1
peach population Acta Horticulturae
Voorrips RE (2002) MapChart: Software for the Graphical Presentation of Linkage Maps and
QTLs Journal of Heredity 93:77-78 doi:10.1093/jhered/93.1.77
Wu GA et al. (2014) Sequencing of diverse mandarin, pummelo and orange genomes reveals
complex history of admixture during citrus domestication Nature biotechnology
Chapitre III
186
Table 1. Transformations of raw phenotypic values to unskew distributions, and broad sense
heritability
Fruit traits Sampling dates Transformations Heritability (H2)
Fruit mass (g)
October 2012 ln 0.81
December 2012 - 0.81
February 2013 ln 0.80
Equatorial diameter
(mm)
October 2012 ln 0.79
December 2012 - 0.80
February 2013 ln 0.73
Juice percentage
(%)
October 2012 - 0.82
December 2012 - 0.75
February 2013 - 0.8
pH
October 2012 - 0.67
December 2012 ln 0.94
February 2013 - 0.89
Acidity (g/100g)
October 2012 ln 0.81
December 2012 - 0.65
February 2013 ln 0.75
TSS
October 2012 square root 0.82
December 2012 ln 0.71
February 2013 Square 0.61
Citric acid DM
October 2012 Square 0.78
December 2012 ln 0.73
February 2013 ln 0.83
Citric acid FM
October 2012 Square 0.78
December 2012 ln 0.74
February 2013 ln 0.82
Malic acid DM
October 2012 ln 0.79
December 2012 ln 0.81
February 2013 Square 0.77
Malic acid FM
October 2012 ln 0.79
December 2012 ln 0.73
February 2013 ln 0.85
Glucose DM
October 2012 Square 0.64
December 2012 - 0.60
February 2013 Square 0.75
Glucose FM October 2012 Square 0.67
December 2012 - 0.56
Chapitre III
187
February 2013 ln 0.82
Fructose DM
October 2012 - 0.68
December 2012 - 0.63
February 2013 Square 0.73
Fructose FM
October 2012 Square 0.70
December 2012 - 0.59
February 2013 Square 0.72
Sucrose DM
October 2012 - 0.71
December 2012 - 0.50
February 2013 - 0.61
Sucrose FM
October 2012 Square 0.74
December 2012 - 0.54
February 2013 Square 0.62
DM: Dry matter/FM: Fresh matter/ (-) No transformation/ ln: neperian logarit
Table2. Mean values, standard deviations and phenotypic range of agronomic traits for
parents and progeny
Trait Sampling
dates
Mandarin
mean
Clementine
mean
ClementinexMandarin population
Mean Standard
Deviation Min Max
Fruit mass
(g)
October 2012 39.4 39.1 32.3 9.7 15.6 69.9
December 2012 59.4 80 58.6 16.7 22.1 109.9
February 2013 82.4 84.9 58.0 17.3 27.0 107.1
Juice
percentage
(%)
October 2012 35.4 37.8 26.4 7.8 9.7 51.3
December 2012 42.2 32.8 30.1 8.8 12.5 46.6
February 2013 37.4 24.3 19.0 8.8 0.1 39.9
pH
October 2012 2.7 3.3 2.9 0.1 2.7 3.3
December 2012 2.7 3.4 3.6 0.7 2.7 6.1
February 2013 3.7 4.7 4.7 0.6 3.6 6.7
TSS
(°Brix)
October 2012 9.4 9.9 8.2 1.2 6.4 11.2
December 2012 8.6 8.4 8.7 0.9 6.1 11.6
February 2013 10.4 8.6 10.0 1.4 7.0 14.6
Acidity
(g/100g)
October 2012 5.6 1.5 3.1 1.2 0.9 6.5
December 2012 3.0 0.7 1.1 0.3 0.4 3.1
February 2013 1.0 0.3 0.6 0.3 0.1 1.6
Equatorial October 2012 43.2 43.0 39.7 4.0 31.2 48.3
Chapitre III
188
diameter
(mm)
December 2012 48.9 59.0 49.6 5.0 36.0 64.8
February 2013 56.8 60.5 51.1 5.5 39.5 63.3
Table 3. Mean values, standard deviations and phenotypic range of acid and sugar contents in
parents and progeny.
Traits
%
Sampling dates
Mandarin
mean
Clementine
mean
ClementinexMandarin population
Mean Standard
Deviation Min Max
Glucose
DM
October 2012 3.0 5.8 5.0 1.6 1.4 8.5
December 2012 7.3 8.1 7.1 1.4 3.3 11.9
February 2013 5.7 7.8 6.9 2.1 3.1 14.2
FM
October 2012 0.4 0.6 0.6 0.2 0.0 1.4
December 2012 1.1 0.9 0.9 0.2 0.1 1.7
February 2013 0.8 0.9 1.2 1.0 0.3 6.6
Fructose
DM
October 2012 2.7 7.8 5.3 1.9 0.8 9.3
December 2012 5.2 10.7 8.3 1.7 4.2 13.6
February 2013 6.6 9.3 8.5 2.2 4.6 16.3
FM
October 2012 0.3 0.8 0.6 0.2 0.1 1.5
December 2012 0.8 1.2 1.0 0.2 0.2 1.9
February 2013 0.9 1.1 1.5 1.2 0.5 8.1
Sucrose
DM
October 2012 6.3 27.4 19.6 6.6 5.3 33.0
December 2012 26.0 41.0 38.6 5.0 27.1 51.6
February 2013 42.9 34.7 40.9 5.6 26.5 52.8
FM
October 2012 0.9 2.8 2.3 1.0 0.2 6.0
December 2012 3.9 4.8 4.9 0.9 1.4 7.6
February 2013 6.1 4.2 7.2 5.7 2.1 46.7
Malic
acid
DM
October 2012 2.1 2.5 0.9 0.4 0.2 2.5
December 2012 0.6 2.9 1.3 0.4 0.4 2.9
February 2013 0.6 2.9 1.3 0.4 0.5 2.5
FM
October 2012 0.3 0.2 0.1 0.0 0.0 0.3
December 2012 0.1 0.3 0.1 0.0 0.0 0.3
February 2013 0.0 0.3 0.2 0.1 0.0 0.7
Citric
acid
DM
October 2012 21.1 8.3 13.9 4.6 4.3 26.8
December 2012 17.2 3.4 5.7 2.5 1.5 19.3
February 2013 5.4 1.7 2.9 1.4 0.6 8.2
FM
October 2012 3.0 0.8 1.6 0.6 0.1 3.4
December 2012 2.637 0.2 0.7 0.3 0.1 2.4
February 2013 0.788 0.2 0.4 0.2 0.0 1.6
DM: Dry matter/FM: Fresh matt
Chapitre III
189
Table 4. Genotypic correlations (Spearman r ) between fruit characteristics measured during maturation in 10/08/2012 (first value), 12/03/2012
(second value) and 02/27/2013 (third value) based on genotypic BLUPs. Significant correlations are in bold.
Fruit
weight
(g)
Equatorial
diameter
(mm)
Juice
percentage
(%)
TSS
(°Brix)
Acidity
(g/100g)
pH
Glucose
(DM)
Glucose
(FM)
Fructose
(DM)
Fructose
(FM)
Sucrose
(DM)
Sucrose
(FM)
Malic
acid
(DM)
Malic
acid
(FM)
Citric
acid
(DM)
Citric
acid
(FM)
Equatorial
diameter
(mm)
0.97
0.95
0.89
1.00
Juice
percentage
0.55
0.16
-0.17
0.55
0.08
-0.17
1.00
TSS
(°Brix)
0.33
-0.05
-0.03
0.32
-0.06
-0.17
0.27
0.17
0.23
1.00
Acidity
(g/100)
-0.60
-0.45
-0.32
-0.63
-0.49
-0.49
-0.42
0.23
0.37
-0.14
0.21
0.40
1.00
pH
0.44
0.13
0.19
0.49
0.22
0.39
0.26
-0.40
-0.44
0.18
-0.22
-0.31
-0.72
-0.57
-0.76
1.00
Glucose
(% DM)
0.38
0.00
0.05
0.38
-0.06
-0.02
0.48
0.04
0.02
0.33
0.35
0.16
-0.54
-0.04
-0.16
0.33
-0.07
0.01
1.00
Glucose
(% FM)
0.24
-0.13
0.06
0.25
-0.19
-0.03
0.26
-0.07
-0.10
0.10
0.42
0.14
-0.46
0.11
-0.29
0.20
-0.16
0.17
0.76
0.85
0.78
1.00
Chapitre III
190
Fructose
(% DM)
0.46
0.04
0.04
0.45
0.00
0.00
0.48
0.00
-0.04
0.32
0.30
0.04
-0.60
-0.15
-0.23
0.40
0.05
0.11
0.93
0.94
0.95
0.68
0.77
0.76
1.00
Fructose
(% FM)
0.35
0.66
0.05
0.35
0.60
-0.01
0.30
0.18
-0.16
0.11
0.21
0.08
-0.54
-0.33
-0.34
0.29
0.03
0.25
0.75
0.55
0.74
0.93
0.50
0.98
0.80
0.59
0.77
1.00
Sucrose
(% DM)
0.49
0.24
0.10
0.51
0.27
0.00
0.46
0.02
0.13
0.31
0.24
0.44
-0.73
-0.28
0.09
0.57
0.22
-0.16
0.77
0.17
-0.27
0.57
0.16
-0.16
0.86
0.20
-0.32
0.70
0.31
-0.20
1.00
Sucrose
(% FM)
0.39
0.01
0.07
0.40
0.02
-0.04
0.26
-0.15
0.00
0.10
0.35
0.31
-0.64
-0.07
-0.13
0.44
0.09
0.10
0.61
0.16
-0.09
0.81
0.37
0.38
0.68
0.14
-0.11
0.89
0.21
0.37
0.80
0.76
0.58
1.00
Malic acid
(% DM)
0.21
0.25
-0.02
0.27
0.32
0.16
0.21
-0.15
-0.40
-0.01
-0.21
-0.34
-0.39
-0.41
-0.40
0.33
0.35
0.42
0.08
-0.01
0.12
0.00
-0.16
0.05
0.18
0.12
0.22
0.11
0.09
0.12
0.34
0.14
-0.28
0.21
-0.08
-0.24
1.00
Malic acid
(% FM)
0.13
0.18
0.08
0.19
0.25
0.19
0.07
-0.23
-0.40
-0.13
-0.12
-0.19
-0.36
-0.35
-0.53
0.24
0.32
0.58
0.03
-0.01
0.11
0.27
-0.01
0.38
0.11
0.10
0.20
0.35
0.13
0.46
0.27
0.15
-0.15
0.45
0.06
0.27
0.83
0.95
0.76
1.00
Citric acid
(% DM)
-0.43
-0.41
-0.27
-0.46
-0.47
-0.46
-0.16
0.21
0.49
-0.27
-0.02
0.20
0.72
0.74
0.68
-0.72
-0.56
-0.70
-0.39
-0.18
-0.18
-0.33
-0.10
-0.21
-0.47
-0.31
-0.27
-0.43
-0.45
-0.29
-0.63
-0.39
0.09
-0.57
-0.26
-0.02
-0.17
-0.47
-0.52
-0.18
-0.46
-0.54
.00
Citric acid
(% FM)
-0.39
-0.48
-0.17
-0.41
-0.53
-0.40
-0.28
0.13
0.41
-0.35
0.07
0.27
0.55
0.79
0.40
-0.63
-0.56
-0.40
-0.36
-0.16
-0.12
0.05
0.03
0.19
-0.44
-0.30
-0.17
-0.07
-0.40
0.14
-0.56
-0.40
0.14
-0.17
-0.14
0.46
-0.21
-0.53
-0.50
0.10
-0.44
-0.15
0.77
0.95
0.76
1.00
Chapitre III
191
Table 5. List of QTLs detected on the consensus map
Traits Date LG
Max
LOD
peak
LOD
GW
Nearest
marker
Map
position
(cM)
Confidence
interval
R2
(%)
Kruskal-
Wallis
analysis
Fruit mass
(g)
October
2012
2 5.1 4.1 CiC5209-05 118.9 116.9-120.8 21 *******
4 4.6 4.1 CiC0279-03 1.0 0.0/7.3 15 ****
5 4.1 4.1 CiC1891-02 0.0 0.0-5.9 14 *******
December
2012 8 5.2 4.1 CiC0598-01 10.8 8.6/13.7 19 *****
February
2013
2 5.3 4.2 PKF-M-186 118.9 116.9/120.8 17 *******
3 5.3 4.2 CiC5796-12 85.4 83.6-86.4 13 ****
8 6.9 4.2 CiC0100-04 44.7 41.0/48.7 23 ******
Equatorial
diameter
(mm)
October
2012
2 4.5 4.2 PKF-M-186 118.9 116.9-120.8 19 *******
4 4.7 4.2 CHI-M-170 0.0 0.0-3.6 16 ****
February
2013
2 4.4 4.2 PKF-M-186 119.3 116.9-120.8 14 ******
8 7.6 4.2 CiC0100-04 45.7 41.8/48.7 25 *******
Juice
percentage
December
2012 9 6.8 4.2 MEST1201 52.7 46.7-56.3 27 ******
pH
October
2012 2 3.7 3.5 CiC3457-01 124.8 122.3-124.8 16 *****
December
2012 7 6.5 4.4 CiC5979-03 0.0 0.0-2.0 26 ****
TSS
(°Brix)
February
2013 8 4.3 4.3
LCY2-P-
243 49.8 48.7-50.1 20 ******
Acidity
(g/100g)
October
2012 2 4.0 4 CiC3457-01 124.8 119.3-124.8 18 *******
Malic acid
DM
October
2012 8 5.9 4.2 CiC0598-01 11.8 8.6-13.7 24 *******
December
2012 8 4.4 4.2 MEST086 16.7 13.3-18.9 19 ****
Citric acid
DM
October
2012 2 5.9 4.2 PKF-M-186 118.9 116.9-120.8 24 *******
Malic acid
FM
December
2012
4 4.7 3.5 CiC5078-07 4.6 0.0-9.0 20 ****
9 3.6 3.5 CiC2768-01 69.0 64.1-86.6 16 ******
February
2013 1 4.1 4.6 Ci04E02r 36.9 34.3-38.9 19 ***
Glucose
DM
February
2013 9 8.1 4.3 MEST149 58.2 56.6-60.0 33 *******
Fructose December 2 4.7 4.2 CiC6122-04 108.4 99.5-111.2 27 ******
Chapitre III
192
DM 2012 3 4.6 4.2 CiC3742-04 4.6 3.3-7.6 15 ****
February
2013 9 8.3 4.3 MEST149 57.6 56.6-59.2 34 *******
Sucrose
DM
February
2013 9 5.4 4.3 CiC5567-01 66.2 65.2-68.5 24 *******
Fructose
FM
December
2012 9 4.2 4.2 MEST149 57.6 56.6-59.2 18 ******
Sucrose
FM
December
2012 5 4.2 4.2 CiC3536-01 65.7 64.6-67.7 18 ****
DM: Dry matter/FM: Fresh matter /LG: Linkage group/GW: Genome wide Significance levels ****:0.005 *****:0.001 ******:0.0005 *******:0.0001
Chapitre III
193
Juice percentage (%)
K-S d=.04993, p> .20; Lilliefors p> .20
Shapiro-Wilk W=.98203, p=.12978
5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 550
5
10
15
20
25
30
35
40
No. of obs.
pH
K-S d=.11804, p<.10 ; Lilliefors p<.01
Shapiro-Wilk W=.95979, p=.00192
2.6 2.7 2.8 2.9 3.0 3.1 3.2 3.3 3.40
5
10
15
20
25
30
35
40
45
No. of obs.
Acidity (g/100g)
K-S d=.09003, p> .20; Lilliefors p<.05
Shapiro-Wilk W=.95875, p=.00160
0.0 0.5 1.0 1.5 2.0 2.5 3.0 3.5 4.0 4.5 5.0 5.5 6.0 6.5 7.00
2
4
6
8
10
12
14
16
18
20
22
No. of obs.
Equatorial diameter (mm)
K-S d=.07184, p> .20; Lilliefors p<.20
Shapiro-Wilk W=.98816, p=.42941
28 30 32 34 36 38 40 42 44 46 48 500
5
10
15
20
25
30
No
. o
f o
bs
.
Fruit weight (g)
K-S d=.07709, p> .20; Lilliefors p<.10
Shapiro-Wilk W=.93646, p=.00004
10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 700
5
10
15
20
25
30
No. of obs.
Equatorial diameter (mm)
K-S d=.05373, p> .20; Lilliefors p> .20
Shapiro-Wilk W=.98738, p=.38721
35 40 45 50 55 60 650
5
10
15
20
25
30
35
40
45
No. of obs.
pH
K-S d=.13905, p<.05 ; Lilliefors p<.01
Shapiro-Wilk W=.92972, p=.00003
3.0 3.5 4.0 4.5 5.0 5.5 6.0 6.5 7.00
5
10
15
20
25
30
35
40
45
No. of obs.
Juice percentage (%)
K-S d=.06027, p> .20; Lilliefors p> .20
Shapiro-Wilk W=.98755, p=.39872
-5 0 5 10 15 20 25 30 35 400
5
10
15
20
25
30
35
No. of obs.
Acidity (g/100g)
K-S d=.15325, p<.05 ; Lilliefors p<.01
Shapiro-Wilk W=.89028, p=.00000
-0.2 0.0 0.2 0.4 0.6 0.8 1.0 1.2 1.4 1.6 1.80
5
10
15
20
25
30
35
40
45
No. of obs.
Fruit weight (g)
K-S d=.08842, p> .20; Lilliefors p<.05
Shapiro-Wilk W=.96714, p=.00773
10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 1100
5
10
15
20
25
30
35
No. of obs.
Fruit weight (g)
K-S d=.07947, p> .20; Lilliefors p<.10
Shapiro-Wilk W=.97272, p=.01973
10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 1100
5
10
15
20
25
30
35
No. of obs.
Equatorial diameter (mm)
K-S d=.05396, p> .20; Lilliefors p> .20
Shapiro-Wilk W=.99309, p=.84369
30 35 40 45 50 55 60 650
5
10
15
20
25
30
35
40
45
50
No. of obs.
Acidity (g/100g)
K-S d=.10754, p<.15 ; Lilliefors p<.01
Shapiro-Wilk W=.86181, p=.00000
0.0 0.2 0.4 0.6 0.8 1.0 1.2 1.4 1.6 1.8 2.0 2.2 2.4 2.6 2.8 3.0 3.20
5
10
15
20
25
30
No. of obs.
Juice percentage (%)
K-S d=.04646, p> .20; Lilliefors p> .20
Shapiro-Wilk W=.99217, p=.77197
5 10 15 20 25 30 35 40 45 500
5
10
15
20
25
30
35
40
No. of obs.
pH
K-S d=.22645, p<.01 ; Lilliefors p<.01
Shapiro-Wilk W=.83935, p=.00000
2.0 2.5 3.0 3.5 4.0 4.5 5.0 5.5 6.0 6.50
10
20
30
40
50
60
70
80
No. of obs.
Chapitre III
194
Sucrose (% of DM)
K-S d=.05740, p> .20; Lilliefors p> .20
Shapiro-Wilk W=.98060, p=.09711
0 5 10 15 20 25 30 35 400
5
10
15
20
25
30
35
40
No. of obs.
Sucrose (% of FM)
K-S d=.07285, p> .20; Lilliefors p<.15
Shapiro-Wilk W=.97082, p=.01356
-1 0 1 2 3 4 5 6 70
5
10
15
20
25
30
35
40
45
50
55
No. of obs.
Malic acid (% of DM)
K-S d=.14208, p<.05 ; Lilliefors p<.01
Shapiro-Wilk W=.90397, p=.00000
0.0 0.5 1.0 1.5 2.0 2.5 3.00
10
20
30
40
50
60
70
No
. o
f o
bs
.
Malic acid (% of FM)
K-S d=.11438, p<.15 ; Lilliefors p<.01
Shapiro-Wilk W=.94307, p=.00011
-0.05 0.00 0.05 0.10 0.15 0.20 0.25 0.30 0.350
5
10
15
20
25
30
35
40
45
50
55
No. of obs.
Citr ic acid (% of DM)
K-S d=.05139, p> .20; Lilliefors p> .20
Shapiro-Wilk W=.98768, p=.38843
0 5 10 15 20 25 300
5
10
15
20
25
30
35
40
45
50
55
No. of obs.
Sucrose (% of DM)
K-S d=.04966, p> .20; Lilliefors p> .20
Shapiro-Wilk W=.98693, p=.37039
20 25 30 35 40 45 50 550
5
10
15
20
25
30
35
40
45
No. of obs.
Malic acid (% fresh-matter)
K-S d=.19750, p<.01 ; Lilliefors p<.01
Shapiro-Wilk W=.82931, p=.00000
0.0 0.1 0.2 0.3 0.4 0.5 0.6 0.7 0.80
5
10
15
20
25
30
35
40
45
50
55
No. of obs.
Malic acid (% of DM)
K-S d=.07582, p> .20; Lilliefors p<.15
Shapiro-Wilk W=.97790, p=.06670
0.0 0.5 1.0 1.5 2.0 2.5 3.00
5
10
15
20
25
30
35
40
45
50
55
No. of obs.
Sucrose (% of FM)
K-S d=.34238, p<.01 ; Lilliefors p<.01
Shapiro-Wilk W=.51310, p=.00000
-5 0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 500
10
20
30
40
50
60
70
No. of obs.
Citr ic acid (% of DM)
K-S d=.12000, p<.10 ; Lilliefors p<.01
Shapiro-Wilk W=.92260, p=.00001
-1 0 1 2 3 4 5 6 7 8 90
5
10
15
20
25
30
35
40
45
No. of obs.
Sucrose (% of DM)
K-S d=.06120, p> .20; Lilliefors p> .20
Shapiro-Wilk W=.99316, p=.85226
20 25 30 35 40 45 50 550
5
10
15
20
25
30
35
40
45
50
No. of obs.
Citr ic acid (% of DM)
K-S d=.16516, p<.01 ; Lilliefors p<.01
Shapiro-Wilk W=.82199, p=.00000
-2 0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 200
10
20
30
40
50
60
No. of obs.
Malic acid (% of FM)
K-S d=.08390, p> .20; Lilliefors p<.05
Shapiro-Wilk W=.92778, p=.00001
0.02 0.04 0.06 0.08 0.10 0.12 0.14 0.16 0.18 0.20 0.22 0.24 0.26 0.28 0.30 0.32 0.34 0.36 0.380
5
10
15
20
25
No. of obs.
Malic acid (% of DM)
K-S d=.09829, p> .20; Lilliefors p<.01
Shapiro-Wilk W=.92593, p=.00001
0.0 0.5 1.0 1.5 2.0 2.5 3.00
5
10
15
20
25
30
35
40
45
50
55
No. of obs.
Sucrose (% of FM)
K-S d=.05947, p> .20; Lilliefors p> .20
Shapiro-Wilk W=.97232, p=.01902
0 1 2 3 4 5 6 7 80
5
10
15
20
25
30
35
40
45
50
55
No. of obs.
Chapitre III
195
Glucose (% of DM)
K-S d=.06028, p> .20; Lilliefors p> .20
Shapiro-Wilk W=.98393, p=.19036
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 110
5
10
15
20
25
30
35
No. of obs.
TSS (°Brix)
K-S d=.15462, p<.01 ; Lilliefors p<.01
Shapiro-Wilk W=.91435, p=.00000
5 6 7 8 9 10 11 120
5
10
15
20
25
30
35
40
45
50
55
No. of obs.
Glucose (% of FM)
K-S d=.08121, p> .20; Lilliefors p<.10
Shapiro-Wilk W=.97760, p=.05266
-0.2 0.0 0.2 0.4 0.6 0.8 1.0 1.2 1.4 1.60
5
10
15
20
25
30
35
40
No. of obs.
Fructose (% of DM)
K-S d=.07826, p> .20; Lilliefors p<.10
Shapiro-Wilk W=.98034, p=.09204
-2 0 2 4 6 8 10 120
5
10
15
20
25
30
35
40
45
50
No. of obs.
Fructose (% of FM)
K-S d=.09444, p> .20; Lilliefors p<.05
Shapiro-Wilk W=.96217, p=.00294
-0.2 0.0 0.2 0.4 0.6 0.8 1.0 1.2 1.4 1.60
5
10
15
20
25
30
35
40
No. of obs.
TSS (°Brix)
K-S d=.05756, p> .20; Lilliefors p> .20
Shapiro-Wilk W=.98334, p=.20176
6 7 8 9 10 11 12 13 14 150
5
10
15
20
25
30
35
No. of obs.
Glucose (% of DM)
K-S d=.07186, p> .20; Lilliefors p<.20
Shapiro-Wilk W=.95748, p=.00154
2 4 6 8 10 12 14 160
5
10
15
20
25
30
35
40
45
No. of obs.
Glucose (% of FM)
K-S d=.27387, p<.01 ; Lilliefors p<.01
Shapiro-Wilk W=.60296, p=.00000
-1 0 1 2 3 4 5 6 70
10
20
30
40
50
60
70
No. of obs.
Fructose (% of DM)
K-S d=.09194, p> .20; Lilliefors p<.05
Shapiro-Wilk W=.95438, p=.00091
2 4 6 8 10 12 14 16 180
5
10
15
20
25
30
35
40
45
No. of obs.
Fructose (% of FM)
K-S d=.28963, p<.01 ; Lilliefors p<.01
Shapiro-Wilk W=.55842, p=.00000
-1 0 1 2 3 4 5 6 7 8 90
10
20
30
40
50
60
70
No. of obs.
Fructose (% of DM)
K-S d=.07100, p> .20; Lilliefors p<.20
Shapiro-Wilk W=.98463, p=.22358
2 4 6 8 10 12 140
10
20
30
40
50
60
No. of obs.
Fructose (% of FM)
K-S d=.05989, p> .20; Lilliefors p> .20
Shapiro-Wilk W=.98073, p=.09970
0.0 0.2 0.4 0.6 0.8 1.0 1.2 1.4 1.6 1.8 2.00
5
10
15
20
25
30
35
40
No. of obs.
Glucose (% of FM)
K-S d=.05638, p> .20; Lilliefors p> .20
Shapiro-Wilk W=.98298, p=.16143
0.0 0.2 0.4 0.6 0.8 1.0 1.2 1.4 1.6 1.80
5
10
15
20
25
30
35
40
45
50
No. of obs.
Glucose (% of DM)
K-S d=.04939, p> .20; Lilliefors p> .20
Shapiro-Wilk W=.99174, p=.73466
2 4 6 8 10 120
10
20
30
40
50
60
70N
o. of obs.
TSS (°Brix)
K-S d=.06454, p> .20; Lilliefors p> .20
Shapiro-Wilk W=.99052, p=.63091
5 6 7 8 9 10 11 120
5
10
15
20
25
30
35
40
45
50
55
No. of obs.
Chapitre III
196
Figure 1. Distribution of raw phenotypes for fruit attributes in the CxM population measured
in 10/08/2012 (first column), 12/03/2012 (second column) and 02/27/2013 (third column). Y
axis= number of genotypes in class. Mean values of the two parents are indicated by arrows:
clementine (green) and mandarin (orange).
Citr ic acid (% of FM)
K-S d=.15763, p<.05 ; Lilliefors p<.01
Shapiro-Wilk W=.85634, p=.00000
-0.2 0.0 0.2 0.4 0.6 0.8 1.0 1.2 1.4 1.6 1.80
5
10
15
20
25
30
35
40
45
50
No. of obs.
Citr ic acid (% of FM)
K-S d=.14485, p<.05 ; Lilliefors p<.01
Shapiro-Wilk W=.81760, p=.00000
-0.5 0.0 0.5 1.0 1.5 2.0 2.5 3.00
10
20
30
40
50
60
70
80
No. of obs.
Citr ic acid (% of FM)
K-S d=.07525, p> .20; Lilliefors p<.15
Shapiro-Wilk W=.98129, p=.11173
-0.5 0.0 0.5 1.0 1.5 2.0 2.5 3.0 3.5 4.00
5
10
15
20
25
30
35
40
No. of obs.
MEST9400,0CiC6315-011,7Ci02G08***3,1
MEST3946,1
CiC3567-0411,4CiC6022-0112,3CiC5825-0112,7CiC0607-0114,0CiC4827-0116,4CiC2110-0219,0
MEST057***27,9
CiC3739-0131,3
Ci04E02r***36,9
CiC5690-0140,3CiC1550-01***43,3CiC1931-0443,5
CiC2809-02***48,3CiC2093-03***49,5CiC5085-0150,9CiC4643-0252,4
CiC0749-04***58,8CiC4581-0160,2CiC5816-0161,9
CiC4614-01***65,1
CiC6233-01***71,0
CiC6193-09***78,1CiC4383-03***79,7CiC5757-01***81,3CiC6193-01***82,7CiC6259-0383,7CiC2151-03***85,3Ci03H05***87,3MEST362***91,7CiC0599-01***93,2
TScMI33197,1CiC2648-0198,0
CiC5459-04102,0
Ma
lic a
cid
FM
18.5
%
LG1
CiC1723-010,0
CiC3315-012,9
ci02d0911,5
CiC6234-0122,3CiC4743-0222,6CiC4905-0125,3Ci04H01b***27,1
CiC5702-0137,4
MEST26841,6CiC1119-03 CiC1119-0145,9CiC1752-0547,1CiC5682-0147,5CiC5785-0148,5CiC3452-0349,9MEST46752,3
CiC6278-0159,6
CiC5355-0584,4
CiC4440-0388,1CiC4440-0190,3
CiC3712-0197,6
CiC0780-01105,5
CiC6122-04111,3CiC5465-01111,9
CiC2533-03117,0PKF-M-186119,3CiC5209-05120,9CiC1881-03122,3CiC0701-07123,0CiC3457-01124,9
Fru
it weig
ht 2
1.2
%
Eq
ua
toria
l dia
mete
r 18.9
%
Acid
ity 1
7.5
%
Citric
acid
DM
24.1
%
pH
16.2
%
Frc
uto
se D
M 2
7.3
%
Eq
ua
toria
l dia
mete
r 13.7
%
Fru
it weig
ht 1
6.8
%
LG2
CiC3931-040,0CiC0928-060,3CiC2524-041,7CiC0580-063,2CiC0580-053,4CiC3742-043,7CiC1876-038,0CiC2434-018,6CiC0892-0114,2CiC0308-0214,9CiC5173-0115,6CiC5948-0318,1CiC5626-0320,0
CiC1155-0128,9MEST37030,8CiC2373-0132,5
CiC4858-0135,8CiC4857-0336,9
CiC0021-0140,9
CiC3948-0445,9
CiC4598-01 CiC6314-1449,3
CiC3873-0357,9CiC4125-0361,9MEST51163,2CiC0281-1068,9CiC1766-0169,3CiC1663-0570,1CiC0502-0172,4CiC1025-04 CiC3388-0172,5CiC3518-03 CiC1341-01CiC0804-06
72,7
CiC3248-0672,8CiC4681-0573,6CiC0281-1274,3HKT1c800F14176,4CiC0868-0277,8CiC5737-0682,2CiC0843-0183,6CiC5796-12 CiC5796-0385,5CiC4613-0286,4CiC0264-0189,2CiC5091-1389,8CiC1459-0392,1
Fru
cto
se D
M 1
4.8
%F
ruit w
eig
ht 1
3.1
%
MEST998***0,0
CiC1991-01***3,6
CiC3650-017,9CiC1453-018,7CiC3532-02 CiC3532-0110,7
CiC5266-0220,8
CiC2507-0323,9
LG3
CHI-M-1700,0CiC0279-033,6CiC5078-074,8CiC6458-125,1CiC5261-016,4CHI-M-1048,4CiC4884-019,0CiC0277-0310,8CiC5481-0611,3CiC2824-0112,4CiC4240-0412,8CiC1646-0714,1CiC5492-1015,5CiC5365-0122,3CiC1123-0124,5CiC2788-0927,7CiC1505-0228,9MEST53030,7CiC3740-0234,9CiC3740-0135,8MEST42537,6CiC5535-0139,9CiC4542-0142,2
CiC3546-04 CiC3546-0648,0
CiC5534-0255,6
CiC0345-0359,5CiC3352-0160,9CiC0744-0162,2CiC0345-0264,2
CiC1478-0172,3
Ci03G0576,6
CiC0446-0281,4
CiC0446-0183,8
ci02D04b90,7CiC6324-0192,3CiC6213-0292,8CiC3459-0394,4CiC6213-0796,0
Fru
it weig
ht 1
5.1
%
Eq
ua
toria
l dia
mete
r 15.9
%
Ma
lic a
cid
FM
20.1
%
LG4
CiC1891-01 CiC1891-020,0CiC0094-02 CiC4633-070,7CiC3736-090,8CiC5362-052,6CiC0181-013,0
CiC1067-0210,9
MEST380***16,2
CiC4640-0820,3CiC1135-0124,5CiC0799-1026,4CiC1313-0227,7CiC4946-0228,4CiC5788-1629,0
MEST08839,5CiC0004-0543,5CiC5843-0346,1CiC5842-0248,5CiC5391-0148,9CiC1041-0152,8CiC5718-0154,8Ci07C0957,4CiC1426-0657,9CiC5132-0158,1CiC4796-0261,4CiC1426-0162,0CiC1945-0162,7CiC4152-0265,4CiC3536-0165,7MEST056***67,7CiC5485-0968,8CiC1638-0169,9CiC1441-0173,2CiC1441-05***73,9Ci02E0878,4
Fru
it weig
ht 1
3.8
%S
uc
ros
e F
M 1
7.9
%
LG5
CiC0265-020,0CiC3918-06 CiC0265-011,1
CiC4356-06 CiC0304-01***5,7CiC2635-066,2CiC2635-048,2CiC4993-03***9,3
CiC1702-02***13,4
CiC1203-01 CiC0204-0121,8CiC1203-0522,1CiC4048-0125,1
MEST39235,0
CiC0977-0951,5CiC0977-0251,6
LG6
CiC5979-030,0CiC1858-012,3
CiC5979-085,7
CiC3503-01 CiC3503-029,0CiC5471-0111,0
Ci03B07***18,2
CiC2401-02***44,6CiC6306-01***45,2CiC0832-01***47,8
CiC3674-02 CiC3431-0657,4CiC1811-0257,5CiC4310-0159,8CiC5037-0160,6CiC5938-0161,9CiC1436-0162,2CiC1444-0364,4
MEST46471,2
Ci02D03***73,9
pH
26.1
%
LG7
MEST0050,0CiC4368-011,4
Ci01F04a5,4CiC1014-038,6CiC0773-018,9CiC0598-0112,4CiC0640-0313,8
MEST08618,0ci02c0919,1
CiC1412-0124,0CiC5164-0227,1CiC2458-0227,9CiC3490-0128,6CiC3474-0229,0
CiC4853-0141,9
CiC0100-0444,8
LCY2-M-37649,4LCY2-P-24349,8CiC0765-0150,1CiC0765-0350,3CiC1208-0153,3ci03b0356,5
MEST50365,1
Ma
lic a
cid
DM
24%
Ma
lic a
cid
DM
18.9
%
Fru
it weig
ht 1
8.7
%T
SS
19.8
%
Eq
ua
toria
l dia
mete
r 25.1
%
Fru
it weig
ht 2
2.7
%
LG8
ci02B070,0MEST2912,1CiC4155-014,5CiC4876-074,9CiC5725-026,2CiC0025-026,7CiC0851-126,8
CiC5087-0315,6CiC5332-0116,7
MEST24020,3
CiC6235-0123,3
MEST49426,9
MEST01633,4
CiC6249-0244,1CiC6249-0144,9MEST120152,8MEST30956,4MEST14957,7CiC1260-0159,2CiC3258-0260,1CiC4120-0160,2LCYB-M-20160,9CiC2518-0461,0CiC2717-0161,1CiC4175-0661,6CiC3074-0262,4CiC3579-0663,3Ci08C0564,2CiC3258-0365,0CiC5567-0166,2CiC0046-0270,6CiC0518-0175,5CiC2768-01***81,0CiC5692-0182,8CiC2938-02***83,3CiC5089-06 CiC0466-01***86,7CiC4473-0187,1CiC5089-02***87,8
Fru
cto
se F
M 1
7.8
%
Ju
ice p
erc
en
tag
e 2
7.3
%
Ma
lic a
cid
FM
15.5
%
Glu
co
se D
M 3
3.2
%
Fru
cto
se D
M 3
4.1
%
Su
cro
se D
M 2
4%
LG9
Figure 2. QTL location on consensus genetic map for fruit attributes analyzed
during three maturation dates and determined by Interval Mapping and
Multiple QTL Model. Linkage groups are labelled as LG1-LG9. QTLs are
listed on the right of each linkage group. Distances are in cM (Kosambi’s
function).Vertical lines represent LOD-1 confidence intervals and horizontal
ticks indicate the positions of the LOD peaks. For each confidence interval, the
trait is followed by the percentage of total variance explained by the QTL.
QTLs detected in October, December and February are drawn in green, blue
and red, respectively
Ci02G080,0CiC6315-011,3MEST9402,1MEST3943,8CiC5825-019,3CiC0607-0110,2CiC5256-0110,5CiC3567-0411,9CiC6022-0112,5CiC4827-0115,5CiC2110-0216,8
MEST057***26,5
CiC3739-0129,6
Ci04E02r***37,0CiC5690-0139,0CiC1550-01***42,1CiC1931-0442,2
CiC2809-01*** CiC2809-02***47,4CiC2093-03***48,8CiC1209-0250,4CiC5363-0151,3CiC4643-0352,1
CiC4581-0159,2CiC0749-04***60,1CiC5816-0161,2
CiC4614-01***66,1
CiC6233-01***72,0CiC5766-06***72,9CiC4383-03***76,9CiC4383-01***77,2CiC5757-01***78,3CiC5950-03*** CiC6193-01***79,8CiC6259-01***81,6
MEST36285,6
Ma
lic a
cid
DM
20.1
%
Fru
it weig
ht 1
6.6
%
LG1
CiC1723-010,0
ci02d09***5,9
CiC6234-0116,9
CiC4743-0220,3
CiC4905-0124,7Ci04H01b26,6
MEST26840,0
CiC5785-0146,5MEST46748,4
CiC6278-0157,0
CiC2590-1168,8
CiC4131-0173,3
MEST49578,7CiC5355-0579,9
CiC4440-0383,4CiC4440-0185,6
CiC3712-0192,7
CiC0780-01100,3
CiC2532-01109,7CiC2533-03111,1
CiC3457-01116,4CiC1881-03118,6CiC5209-05120,6PKF-M-186122,6
Citric
acid
DM
24.2
%
pH
19.9
%
Aid
ity 1
9.2
%
Eq
ua
toria
l dia
mete
r 19%
Fru
it weig
ht 1
7.1
%
Fru
cto
se F
M 1
8.3
%
Eq
ua
toria
l dia
mete
r 15.2
%
Fru
it weig
ht 1
1.7
%
LG2
MEST2620,0CiC0928-062,5CiC2524-044,0CiC0580-065,3CiC3742-045,8MEST2569,3MEST244****10,1CiC1876-0311,4CiC2434-0112,4CiC0892-0117,6MEST36918,6CiC5173-0120,5CiC5948-0321,5CiC5626-0323,5
CiC1155-0132,8
MEST37035,2
CiC4858-0140,1CiC4857-0341,2
CiC0021-0145,4
CiC3948-0450,7CiC6314-1454,0MEST470***59,7MEST44463,6CiC3873-0364,6CiC4831-01***67,0CiC6391-0267,7CiC6243-0169,6CiC1229-0570,3CiC6116-0471,4CiC0528-0772,8CiC4385-0173,3CiC0281-1075,1CiC1766-0175,8CiC1663-0577,0CiC1341-0178,4CiC3388-0179,6HKT1c800F14182,7CiC2945-0183,4CiC0868-0183,8CiC0843-0188,9CiC6128-0689,4CiC4613-01***91,2CiC5796-1292,7CiC0264-0196,3CiC4894-0996,6CiC1459-0298,3CiC0748-01100,9CiC0748-02106,2
Fru
it weig
ht 1
2%
MEST157***0,0
CiC1991-01***6,6
CiC3532-02 CiC3532-0110,8CiC3650-0112,7CiC1453-0113,8
MEST998***19,4
CiC5266-02 CiC2644-0123,7
CiC6294-0230,1
CiC4576-0232,9
pH
17.3
%
LG3
CiC4975-030,0CiC4884-011,4CiC3879-022,8CiC5481-063,1CiC4240-043,8CHI-M-1045,3CiC1646-077,0CiC5261-017,6CiC5492-108,5
CiC5365-0115,1
CiC1123-0117,5
CiC2788-0920,7CiC1505-0221,8MEST53024,0
MEST42527,3
CiC3740-0229,9CiC5535-0132,1
CiC4542-0136,3
CiC3546-0440,0CiC3546-0640,2
CiC5534-0248,3
CiC3352-0153,6CiC0744-0755,1CiC0744-0155,5CiC0345-0258,2
CiC1478-0165,1CiC1478-0265,4
Ci03G05***70,4
CiC0446-0273,7CiC0446-0175,4
ci02D04b82,7CiC3459-0384,3
CiC6213-0787,8
Ma
lic a
cid
FM
23.2
%
Ma
lic a
cid
DM
19.4
%
LG4
CiC0094-020,0CiC1891-011,1CiC1891-021,2
MEST38014,3
CiC4640-0819,1
CiC1135-0123,0CiC0799-1023,8CiC4946-0226,7CiC5788-1627,6
MEST08840,7
CiC5843-0350,0CiC5842-0252,0CiC5391-0152,8CiC1041-0156,9CiC5718-0159,0CiC5132-0161,0CiC1426-0661,5CiC1426-0164,6CiC4796-0264,8CiC1945-0165,8CiC1638-0167,5CiC3536-0169,7Ci02E08***73,2MEST05674,0
CiC1441-0182,2CiC1441-05***83,4
Fru
it weig
ht 1
3.6
%
LG5
CiC0265-020,0CiC3918-06 CiC0265-011,1
CiC4356-06 CiC0304-01***5,7CiC2635-066,2CiC2635-048,2CiC4993-03***9,3
CiC1702-02***13,4
CiC1203-01 CiC0204-0121,8CiC1203-0522,1CiC4048-0125,1
MEST39235,0
CiC0977-0951,5CiC0977-0251,6
LG6
CiC1858-010,0
CiC5979-083,3CiC3503-016,6CiC3503-026,8CiC5471-018,6
Ci03B07***15,8
CiC2401-02***42,2CiC6306-01***42,8CiC0832-01***45,4
CiC3431-06 CiC3674-0255,0CiC1811-0255,1CiC4310-0157,2CiC5037-0158,2CiC5938-0159,4CiC1436-0159,7CiC1444-0361,9
pH
26.6
%
LG7
Ci01F04a0,0CiC4368-011,4
CiC1014-037,6CiC0773-018,0
CiC0598-0111,9CiC0640-0313,0
MEST08621,4CiC1412-0122,4CiC5164-0225,8CiC2458-0226,6CiC3490-0127,5CiC3474-0228,5
CiC1208-0147,0CiC0765-0350,0CiC0765-0150,1LCY2-P-24350,4LCY2-M-37650,7
CiC0100-0455,6
CiC4853-0159,3CiC4853-0459,7
ci02c0979,4
MEST00598,3
Ma
lic a
cid
DM
23.5
%
Fru
it weig
ht 1
6.6
%A
cid
ity 1
9.8
%
Ma
lic a
cid
DM
14.8
%E
qu
ato
rial d
iam
ete
r 24.5
%
Fru
it weig
ht 2
2.7
%
TS
S 1
8.9
%
LG8
ci02B070,0MEST291***2,0Ci08B084,5CiC5725-085,7CiC0251-037,0CiC0025-027,4
CiC5087-0116,3CiC5332-0117,4
CiC6235-0123,2
MEST49429,7
MEST01633,2
MEST1201***43,1CiC6249-0145,4CiC3579-0647,7CiC3074-0249,2CiC3946-0350,8CiC5833-0251,6CiC5414-0351,7CiC4620-0751,8CiC5860-0152,2CiC3653-0252,6CiC3258-0253,9CiC3258-0354,3CiC1260-0154,6CiC5567-0155,5MEST14956,3MEST30957,5CiC6249-0258,3CiC0046-0263,2CiC0518-0168,1CiC2768-01***73,5CiC5692-0175,2CiC2938-02***75,6CiC5089-06 CiC0466-01***79,0CiC4473-0179,5
Ma
lic a
cid
FM
15.6
%
Fru
cto
se F
M 1
8.2
%
Ju
ice p
erc
en
tag
e 2
8.3
%
Glu
co
se D
M 3
3.9
%
Fru
cto
se D
M 3
7%
Su
cro
se D
M 2
5.9
%
LG9
Figure.3. QTL location on clementine genetic map for fruit attributes
analyzed during three maturation dates and determined by Interval
Mapping and Multiple QTL Model. Linkage groups are labelled as LG1-
LG9. Names of the markers and QTLs are listed on the right of each
linkage group. Distances in cM (Kosombi’s function) are in the left of
each linkage group. With respect to QTL localization the highest
probabibilty is indicated by vertical line within the confidence interval
situated between two vertical lines. For each confidence interval, the trait
is followed by the percentage of total variance explained by the
QTL.QTLs detected in October, December and February are drawn in
green, blue and red respectively
MEST3620,0
CiC5766-06***3,8CiC6233-01***4,5
CiC4614-01***10,3
CiC0749-04***17,0
Ci04E02r***25,2
CiC3573-05***28,1
CiC2809-02*** CiC2809-01***33,8
Eq
ua
toria
l dia
mete
r 15.6
%
Citric
acid
FM
18.3
%
Ma
lic a
cid
FM
24.7
%
LG1
CiC1723-010,0
ci02d0912,3
CiC4905-0123,4Ci04H01b***25,3
MEST26836,9CiC5702-0138,0
CiC5682-0145,7CiC1119-0146,1CiC5785-01 CiC4303-0147,2CiC5609-02 CiC5609-0148,0CiC3452-0348,4CiC1119-0348,9
Ci03B0560,1
CiC0301-0263,6
CiC5355-0581,7
CiC4440-0384,7CiC4440-0186,7
CiC3712-01 CiC3712-0494,4CiC2506-0195,8
Su
cro
se D
M 1
7.4
%
LG2
CiC4894-090,0
MEST307***7,3
CiC4613-0213,0
CiC2945-0121,9
CiC1663-0530,2
CiC0281-1234,3CiC4681-0235,2CiC4681-0536,2
MEST47043,6
CiC5513-0251,8
MEST51155,3
CiC6314-14 CiC4598-0167,9
CiC3948-0471,2
CiC0021-0177,4
CiC4857-0381,8
Su
cro
se D
M 1
7.1
%
LG3
CiC6177-04***0,0
CiC0277-0212,7
CHI-M-17023,7
CiC0279-0328,4CiC4112-0229,2CiC1428-0529,6CiC6458-1229,7CiC5181-03 CiC2840-0130,1CiC5078-0730,3CiC3275-0233,8CiC5072-0134,0CiC5072-0234,4CiC4884-0134,5CiC2693-0135,2CiC2824-0137,8CiC2824-0438,1CiC1646-0539,3CiC1646-0739,6CiC5492-1040,9CiC5365-0148,1CiC1123-0150,2CiC5492-04***53,1CiC2788-0954,4CiC1505-0255,6CiC1216-0456,1MEST53058,2CiC3740-0161,4MEST42562,6CiC5535-0164,2CiC5274-0166,9CiC3546-0674,0CiC3546-0474,1CiC5534-0282,6CiC3352-0188,4CiC5851-0192,2
CiC1478-0299,9
Ci03G05105,1
CiC0446-01110,3
CiC3459-03118,3
ci02D04b125,9
LG4
CiC3282-01***0,0
MEST2249,7
CiC0799-1017,9
MEST380***25,3
CiC5438-0435,3
CiC3234-02***40,1
pH
27%
Ci02E080,0MEST056***2,2
CiC3536-017,0
CiC1638-019,5
LG5
CiC2159-01***0,0CiC5805-01***1,2
MEST191***5,2
CiC4993-03***11,8
CiC1702-02***16,0
CiC0204-01 CiC1203-0124,8CiC1203-0525,0MEST13226,0CiC4048-0128,1
MEST39236,7
CiC3448-0749,6CiC1596-0153,6CiC2128-0153,7CiC5814-0154,2CiC2406-0155,5CiC0977-0955,7CiC0977-0255,8
Ci04E0263,0
Su
cro
se D
M 1
8.4
%
LG6
CiC3503-020,0CiC5471-012,0
Ci03B07***8,7
CiC5226-02***13,6
CiC2401-02***37,9CiC6306-01***38,5CiC0832-01***40,8
LG7
CiC4368-010,0
CiC1014-036,4CiC0773-016,8
CiC0640-0311,5MEST08612,7
Ci01F04a17,0CiC1412-0119,8CiC3490-0123,0CiC2458-0223,8CiC5164-0224,5
CiC0100-0441,0
LCY2-M-37645,7LCY2-P-24346,1CiC0765-0146,4CiC0765-0346,6CiC1208-0149,6ci03b0353,1
MEST50361,4
Ma
lic a
cid
FM
17.1
%
Ma
lic a
cid
DM
25.6
%
Fru
it weig
ht 1
9.5
%E
qu
ato
rial d
iam
ete
r 16.4
%
Ma
lic a
cid
DM
18.2
%
Eq
ua
toria
l dia
mete
r 29.5
%
Fru
it weig
ht 2
6.7
%
Su
cro
se D
M 2
1.4
%
CiC4790-010,0
MEST00510,9
LG8
ci02B07***0,0
Ci08B08***5,2
CiC0025-027,9
CiC5087-0319,2
MEST24022,1
CiC6235-0126,7MEST49428,4
MEST01635,0
CiC3780-060,0CiC3946-031,3CiC4620-072,3CiC0604-014,2CiC4120-014,7CiC1260-015,9
Ci08C0511,2
CiC0046-0216,9
CiC0518-0120,9
CiC5692-0127,5
CiC5089-06 CiC0466-01***31,2CiC4473-0131,7
Ju
ice p
erc
en
tag
e 1
9.2
%
Ju
ice p
erc
en
tag
e 1
7.9
%
Glu
co
se D
M 2
2.4
%
Fru
cto
se D
M 2
1.5
%
LG9
Figure. 4: QTL location on mandarin genetic map for fruit attributes analyzed
during three maturation dates and determined by Interval Mapping and Multiple
QTL Model. Linkage groups are labelled as LG1-LG9. Names of the markers and
QTLs are listed on the right of each linkage group. Distances in cM (Kosombi’s
function) are in the left of each linkage group. With respect to QTL localization
the highest probabibilty is indicated by vertical line within the confidence interval
situated between two vertical lines. For each confidence interval, the trait is
followed by the percentage of total variance explained by the QTL. QTLs
detected in October, December and February are drawn in green, blue and red
respectively
Chapitre III
200
Additional figure 1. Population clementine x mandarin pedigree
Chapitre III
201
IDCAX0,0CX20191,8CiBE61262,7CiC6315-016,2CF-TA1010,8CID557312,2CiC4172-0113,2CiBE614714,4mCrCIR02G0816,7CiC3567-0217,8CiC3567-0418,3CiC6022-0318,7CiC6022-0118,8MEST39419,9CiC4827-0120,5CiC5825-03 CiC1447-07CiC5256-01 CiC5825-01
21,3
CiBE284322,3CiC0607-0123,6CiC3807-0625,5CiC3807-0425,9JI-AAG0128,3CiC2110-0128,8CiC2110-0229,6CiC5650-0130,0MEST05732,2CiC3739-02 CiC3739-0135,9CiC5690-0140,4CiBE173541,1CiC1550-0143,9CiC1550-0244,0CiC1931-0444,4CiC0391-0149,5CiC2809-0150,2CiC2809-02 mCrCIR06B0550,3CF-GA0851,4CiC2093-0352,5CiC2093-0252,6CiC1209-04 CiC1209-0254,6CiC5085-0154,9CID080655,2CiC3519-0155,7CiC3519-0456,6CiC4415-0157,4CiC3575-0457,5CiC3573-01 CiC1655-02CiC3261-01 CiC3261-02CiC4616-01 CiC5363-01CiC5720-01 CiC2472-03CiC5363-08 CiC4643-02
57,8
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Chapitre III
202
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11,9
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17,4
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22,0
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99,5
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105,0
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LG5 reference
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LG5 consensus
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6,4
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7,0
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61,2
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91,4
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LG6 reference
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LG6 consensus
Chapitre III
203
Additional figure 2. Comparison between citrus reference and consensus maps Common markers between
citrus reference and consenus map are written in blue
CF-TG020,0MEST1078,9mCrCIR02D039,9CF-CA0512,5CiC1444-0313,6mCrCIR07E0514,4MEST47315,8MEST20220,6CiC1436-01 CiC5938-0221,2CiC5938-0121,5CiC5037-0121,9CiC4310-0522,6CF-CAA0222,8CiC4310-0123,0CiC3674-0223,6CiC3674-0123,7CiC4877-06 CiC1811-02CiC3431-06
24,4
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LG7 reference
Ci02D030,0MEST4642,7CiC1444-039,5CiC1436-0111,7CiC5938-0112,0CiC5037-0113,3CiC4310-0114,2CiC1811-0216,4CiC3431-06 CiC3674-0216,5
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CiC5979-0340,3
CiC5979-0847,8CiC3503-0149,1CiC3503-0249,3CiC5471-0151,3CiC1858-0152,8Ci03B0758,7
CiC0215-0165,3
LG7 consensus
CiC4368-010,0MEST15272,7cms043,5NB-GT033,7CiC1014-034,4CiC0773-01 JI-GAA034,5CiC1014-015,6mCrCIR01F04a5,9CiC0598-0112,1CiC0640-0512,4CiC0640-0312,8MEST08615,0CF-CT02 CX201515,4CiC5765-0121,4mCrCIR07B0531,7MEST11236,8CiBE021440,4CiC1412-0141,2CiC2458-0241,3MEST83042,2CiC6423-0242,3CiC3474-0242,5CiC5164-0242,6MEST50243,5MEST47256,7NB-AC0157,8LCY2-P-24357,9CiC4770-1158,0CiC2494-02 LCY2-M-37658,1CiC1208-01 CiC0368-01CF-GGT05
58,2
CiC4770-0158,3CiC1208-0858,5CiC0765-0159,4CiC0765-0359,7CX411159,9CiC0100-04 MEST23660,4CiC1897-0360,7CiC3289-0861,3CX4F6363,1CiC4853-01 CiC4853-0465,3CiC3541-1466,4CiBE116872,3mCrCIR02C0995,4mCrCIR02A0998,6MEST320 MEST319100,1CiC1749-05103,0CiC1749-04103,1CiC2424-01 CiC2424-02104,0CiC4790-01105,6CiC4790-02106,1CiC3809-01108,6CX0139118,0
LG8 reference
MEST0050,0CiC4368-011,4Ci01F04a5,4CiC1014-038,6CiC0773-018,9CiC0598-0112,4CiC0640-0313,8MEST08618,0ci02c0919,1CiC1412-0124,0CiC5164-0227,1CiC2458-0227,9CiC3490-0128,6CiC3474-0229,0CiC4853-0141,9CiC0100-0444,8LCY2-M-37649,4LCY2-P-24349,8CiC0765-0150,1CiC0765-0350,3CiC1208-0153,3ci03b0356,5
MEST50365,1
LG8 consensus
Ci02B070,0CiC4155-011,1CX6F242,1CiC4876-022,5CiC4876-072,7CF-CA24 MEST1872,9CiC5725-08 CiC5725-023,6mCrCIR08B083,8CID57254,0CiC0251-035,4MEST3306,0CiC0851-126,3CiC0025-026,4CX4F979,0CX00199,7CX303213,1CiC5087-01 CiC5087-0315,9CiC5332-0117,2CiC6235-0126,6MEST49429,0CiC1528-0132,8MEST08933,5CiC6249-0140,5CiC6249-0240,6CiC3579-0649,1CiC5559-0249,5mCrCIR07F1149,6JI-AAG0350,1CiC3074-0250,2CiC2700-0150,3CiC1315-0350,5MEST06550,8CiBE609251,1CiC5003-0151,9MEST30852,0CiC0096-0552,1CiC3005-01 CiC1422-01CiC4465-08
52,2
CiBE396652,3CiC1525-0152,4CiC5118-03 CiC4244-02CiC4446-01 CiC5118-01
52,5
JI-TCT0152,8CX4F5952,9CiC4570-0153,1CiC4714-0153,2CX304053,3LCYB-M-201 CiC2518-02CiC2518-04 CiC1873-02CiC3401-01 CiC3780-06LCYB-M-480
53,5
MEST48453,6CiC1873-03 CiC1986-04CiC5833-02
53,7
CiC0019-0153,8CiC0019-05 CiC6441-1753,9CiC4620-07 CiC3096-0254,2CiBE5156a CiBE0890CiC1763-01 CiC1763-03CiC3946-03
54,3
CiC1884-0354,8CiC0416-01 CiC0604-01CiC1862-01 CiC2699-01CiC5781-07 CiC0571-01CiC4120-01 CiC5781-04
54,9
CiC1260-01 Ci08C0555,1CiC5414-02 CiC5414-0355,2CiC4175-0655,9CiC5860-01 CiC3653-0256,5CiC3653-0156,6CiC0908-0357,3CiC3258-0257,6CiC5567-0158,2CiC0046-02 CiC0046-0363,7CiC0518-0168,0CiC2768-0173,3CiC2938-0274,0CiC5692-0175,1CiC0466-0279,4CiC0466-01 CiC5089-0680,8CiC4473-0180,9CiC5089-0281,7CiC0465-0486,9CiC4473-0287,5
LG9 reference
ci02B070,0MEST2911,7CiC4155-014,0CiC4876-074,6Ci08B085,2CiC5725-085,7CiC5725-026,0CiC0851-126,6CiC0251-03 CiC0025-027,2CiC5087-0315,7CiC5087-0115,9CiC5332-0117,0MEST24020,8CiC6235-0123,6MEST49427,5MEST01633,8CiC6249-0244,9CiC6249-0145,6MEST120153,2CiC3579-0656,7CiC3074-0258,2CiC1260-01 CiC4465-0859,2CiC5003-0159,7CiC4120-0160,3CiC0604-0160,4CiC5860-02 CiC3653-0260,5CiC3653-0160,7CiC1873-0360,9CiC5414-03 CiC5781-04CiC4570-01
61,1
CiC0019-05 CiC4102-03CiC2717-01 CiC5833-02CiC2518-04 CiC2518-02CiC3890-02
61,2
LCYB-M-20161,3CiC3780-0661,5CiC5118-01 CiC4244-0261,6CiC4175-0661,9CiC4620-0762,1CiC3946-0362,6CiC5860-0163,1CiC3258-0264,0CiC3258-0364,4CiC5567-0165,0MEST14965,7MEST30966,4Ci08C0568,0CiC0046-0271,1CiC0518-0177,0CiC2768-0181,9CiC5692-0184,0CiC2938-0284,7CiC5089-06 CiC0466-0187,8CiC4473-0188,3CiC5089-0289,5
LG9 consensus
Chapitre III
204
Additional table1. QTLs detected in parental maps
Parental
map Traits
Sampling
dates
Linkage
group
Max
LOD
peak
Map
position
(cM)
Confidence
interval R2 (%)
Mandarin
map
Fruit mass (g)
December
2012 8 5.4 3.0 0.0-6.3 20
February
2013 8 6.4 40.5 33.5-42.9 27
Equatorial
diamter (mm)
October
2012
1 4.2 4.4 3.0-7.4 16
8 4.4 52.5 49.5-56.1 16
February
2013 8 7.2 40.5 36.5-40.9 30
Juice
percentage
(%)
October
2012 4 4.5 1.3 1.0-4.1 19
February
2013 9 4.0 34.3 27.6-34.9 18
PH December
2012 7 6.7 40.1 38.3-40.1 27
Malic acid DM
October
2012 8 6.3 4.0 0.0-6.8 26
December
2012 8 4.2 9.8 6.3-12.7 18
Malic acid FM
October
2012 8 4.0 30.51 19.0-37.5 17
February
2013 1 5.7 25.2 22.9-28.0 25
Citric acid FM February
2013 1 4.0 28.0 24.9-29.0 18
Glucose DM February
2013 9 5.1 4.6 3.2-5.9 22
Fructose DM February
2013 9 4.8 4.6 3.2-5.9 22
Sucrose DM February
2 4.3 7 5.0-9.0 17
Chapitre III
205
2013 3 4.2 67.9 45.5-70.9 17
6 4.0 63.0 60.8-63.0 18
8 5.4 48.5 46.4-55.1 21
Clementine
map
Fruit mass (g)
October
2012
2 5.0 122.5 115.0-122.5 17
5 4.1 1.0 0.0-1.1 14
December
2012 8 4.8 0.0 0.0-1.4 17
February
2013
1 4.6 37.0 33.5-38.9 12
2 5.2 122.5 119.6-121.5 17
3 4.8 81.5 78.3-89.4 12
8 6.9 58.5 54.7-59.6 23
Equatorial
diameter (mm)
October
2012 2 4.5 121.5 119.6-121.5 19
February
2013
2 4.9 118.6 116.0-120.6 15
8 7.4 59.6 58.5-65.6 25
Juice
percentage (%)
December
2012 9 7.1 43.0 40.2-45.0 28
PH
October
2012 2 4.6 116.3 113.0-118.6 20
December
2012
3 4.1 6.6 5.0-9.6 17
7 6.6 61.7 59.3-61.8 27
TSS (°Brix) February
2013 8 4.1 50.7 50.0-53.7 19
Acidity
(g/100g°)
October
2012 2 4.48 115.0 111.0-118.6 19
December
2012 8 4.74 67.6 55.6-77.6 20
Malic acid DM
October
2012 8 5.77 9.9 7.5-12.9 24
December 4 4.6 7.5 6.2-8.4 19
Chapitre III
206
2012 8 4.3 10.9 0.0-22.3 15
February
2013 1 4.5 37.0 34.5-38.9 20
Malic acid FM December
2012
4 6.8 6.2 3.8-7.0 23
9 4.7 73.4 68.05-75.1 16
Citric acid DM October
2012 2 5.9 122.5 119.6-122.5 24
Glucose DM February
2013 9 8.3 55.5 54.5-56.3 34
Fructose DM February
2013 9 9.2 55.5 54.5-56.3 37
Fructose FM December
2012 2 4.3 121.6 118.3-121.6 18
Fructose FM December
2012 9 4.3 56.3 55.5-57.3 18
Sucrose DM February
2012 9 5.9 55.5 54.5-56.3 26
207
Discussion et perspectives
Discussion et perspectives
208
1. L’abscission au cours de la maturation
1.1. Méthodologie et évaluation de l’abscission
Dans l’étude de l’abscission nous avons constaté qu’à l’exception de la variété
d’orange Maltaise blonde et de quelques génotypes hybrides de la population clémentinier x
mandarinier, les fruits restent majoritairement sur l’arbre et qu’aucune chute massive et
brutale ne se produit ni avant, ni après, la maturité commerciale. L’abscission des fruits en
Corse est très étalée dans le temps et n’occasionne pas de perte de récolte. Contrairement à
ce qui était attendu, la Force de Détachement du Fruit (FDF) n’a pas diminué au cours de la
maturation même chez les fruits dont la maturité était dépassée. Ceci suggère que
l’abscission ne se produit pas selon un ordre séquentiel et ne dépend pas de la maturité
physiologique et/ou commerciale dans le contexte environnemental de la Corse. La Corse
est une région très proche de la limite nord de l’aire de culture des agrumes en Méditerranée,
donc avec des conditions différentes des habitats naturels dans l’aire d’origine des agrumes
(Ollitrault et Luro, 1997). Cependant, notre étude ne concerne que quelques variétés cultivées
(ou hybrides entre variétés cultivées) qui ont été sélectionnées pour leur adaptation à
certaines conditions de culture. Elles ne sont pas forcément représentatives du
comportement de l’ensemble des variétés et espèces. On ne peut donc pas soutenir l’idée
que l’environnement de la Corse ne permet pas l’abscission des agrumes car, nous avons
remarqué qu’en collection, les fruits de certaines variétés chutaient abondamment sur une
courte période, notamment en hiver (F. Luro communication personnelle).
La FDF est le paramètre le plus utilisé pour suivre l’évolution de l’abscission au
cours du temps. Toutefois, ce n’est pas tant la valeur absolue de la FDF qui est informative
du déroulement de l’abscission, mais plutôt la vitesse de diminution de ses valeurs jusqu’à
des niveaux inférieurs à 10 N. Dans notre situation les valeurs moyennes de FDF sont
relativement faibles comparativement à l’Espagne et la Tunisie, mais avec une très forte
variation intra-arbre qui ne permet pas la mise en évidence d’une quelconque décroissance
dans le temps. Cette variabilité intra arbre de la FDF n’a jamais été signalée, au contraire de
faibles et significatives variations au cours de la journée ont été observées sur oranges (Pozo
et al., 2007). Le comptage périodique de tous les fruits qui ont chuté pourrait être un autre
moyen d’évaluer le phénomène d’abscission. Cette méthode n’a pas été adoptée car nous
voulions étudier la phase antérieure à la chute c’est-à-dire la mise en place de ce processus à
travers la diminution de la résistance d’attachement du fruit au calice.
Discussion et perspectives
209
1.2.Comment l’environnement influence-t-il l’abscission ?
1.2.1. L’abscission des fruits est-elle due à l’évolution des paramètres des fruits au cours
de la maturation ?
Effet de l’environnement sur la maturation
Comme il était attendu, les fruits produits sur les trois sites présentent des différences
significatives au niveau des paramètres du fruit à savoir le poids, la fermeté, le pourcentage
du jus, la couleur de la peau, l’acidité et la TSS. L’implication de l’environnement dans la
maturation et dans la modulation de la qualité des fruits a été décrite dans plusieurs études
(Sinclair et Bartholomew, 1944 ; Reuther et al., 1973 ; Dhuique-Mayer et al., 2009). Les oranges
produites en Corse sont plus grosses que celles produites en Tunisie pour la plupart des
orangers. Ces résultats sont en contradiction avec les résultats de Marsh et al. (1999) qui
montrent l’existence d’une corrélation positive entre le poids du fruit et la température dans
la mesure où des températures importantes favoriseraient le transport des carbohydrates et
l’augmentation in fine de la masse et de la taille du fruit.
Les variétés cultivées en Tunisie et en Corse ne sont pas greffées sur le même porte-
greffe car les caractéristiques physico-chimiques des sols imposent des choix de porte-greffe
adaptés. Ces différences de taille et de poids du fruit peuvent-elles être dues au porte-greffe.
L’influence du porte-greffe sur les caractères physico-chimiques des fruits est connue (Castle,
1995 ; Cantuarias-Aviles et al., 2010). Toutefois, dans la mesure où les variétés étudiées en Corse
et en Espagne étaient cultivées sur le même porte-greffe, le citrange Carrizo, et que
néanmoins les différences de masse de fruit étaient très marquées, ces différences ne
peuvent donc pas résulter uniquement de l’effet du porte-greffe, mais peut-être de son
interaction avec le type de sol.
Les fruits en Tunisie présentent des acidités les plus faibles contrairement aux fruits
produits en Corse. Les températures élevées favorisent la conversion des carbohydrates en
sucres au dépend des acides organiques, ce qui se traduit par une diminution de l’acidité
(Utsunomiya et al., 1982 ; Richardson et al., 1997). Les fruits les plus sucrés ont étés mesurés en
Espagne. La teneur en sucres dépend de la température et de la radiation solaire qui
influencent la photosynthèse et par conséquent élève les teneurs en sucres (Bain, 1949; Kimball
et Box, 1984). Les résultats de notre étude, confirment cette observation. Les différences de
température se répercutent aussi sur la vitesse de maturation. La vitesse de maturation des
fruits est fortement dépendante des degré-jours accumulés (Spiegel-Roy et Goldschmidt, 1996 ;
Discussion et perspectives
210
Richardson et al., 1997; Stenzel et al., 2006). Ceci explique donc pourquoi la maturité des oranges
produites en Tunisie, est atteinte bien avant (environ deux mois) celles des oranges cultivées
en Espagne et en Corse.
Effet de la maturation sur l’abscission
La variabilité des principaux paramètres de la qualité évoluant au cours de la
maturation, observée sur les trois sites, n’a pas pu expliquer les différences observées de la
FDF. Les résultats de cette étude ne sont pas en accord avec les résultats obtenus par Tadeo et
al. (2007). Dans cette étude, la FDF de l’oranger Washington navel diminue fortement
parallèlement à une brusque augmentation de la concentration en sucres. Toutefois, dans
l’étude multi-sites que nous avons réalisée, les valeurs de TSS mesurées en Espagne restent
constantes pour cette variété tandis qu’une chute concomitante des valeurs de FDF est
observée. Ce résultat contradictoire montre que la corrélation entre l’abscission et la
maturation n’est pas toujours vérifiée en Espagne.
1.2.2. L’abscission des fruits est-elle due à l’effet direct de l’environnement ?
Notre étude multi site a mis en exergue l’effet de l’environnement sur l’abscission
traduit par l’évolution différente de la FDF sur les trois sites. Cet effet environnemental a été
précédemment mentionné sans préciser les facteurs (Addicott, 1982). Notre étude a montré que
le porte-greffe, le vent, la pluviométrie, les degré-jours et la radiation solaire ne sont pas
impliqués dans le déclenchement du processus d’abscission massif. Le degré-jour est
souvent utilisé pour estimer la maturité des fruits (Reuther et al., 1973; Spiegel-Roy et Goldschmidt,
1996) mais ne semble pas avoir d’effet sur l’abscission malgré les différences notées entre les
trois sites.
Si les températures supérieures à 13°C favorisent la croissance végétative, les
températures inférieures à 13°C (zéro végétatif des agrumes) entrainent le ralentissement ou
l’arrêt du développement végétatif des différents organes (Spiegel-Roy et Goldschmidt, 1996).
Etant donné que la Corse se situe à la limite nord de la zone de production des agrumes, elle
a des températures plus faibles qu’en Espagne et en Tunisie. En Corse, le nombre de jours à
température moyenne inférieure à 13°C reste élevé jusqu’au mois d’avril. Contrairement à la
Corse, la chute des fruits en Tunisie et en Espagne coïncide avec l’augmentation rapide du
nombre de jours à température moyenne supérieure à 13°C (de 5 jours en janvier on passe à
25 jours en février). Cette augmentation de température favoriserait la reprise végétative
caractérisée par une augmentation forte de la force puits dans les méristèmes donc une
Discussion et perspectives
211
mobilisation des ressources en carbohydrates. A ce stade critique de maturation des fruits,
une déficience en carbohydrates peut entrainer une chute des fruits (Bustan et Goldschmidt,
1998). On peut donc supposer l’existence d’une relation indirecte entre l’augmentation de la
température et la chute du fruit.
En Corse, l’augmentation du nombre de jours à température moyenne supérieure à
13°C se produit au mois d’avril mais n’est pour autant pas suivie d’une chute massive de
fruits. Cela suggère l’implication d’autres facteurs. Plusieurs études ont montré le rôle
crucial des hormones dans la régulation de l’abscission (Tadeo et al., 2008). Cette
augmentation des températures en Corse coïncide avec la floraison (avril). A ce stade les
teneurs en gibbérellines et en auxines connues par leur rôle inhibiteur d’abscission sont très
élevées (Crane, 1969; Goldschmidt, 1976; Hofman, 1990) et pourraient expliquer pourquoi les fruits
ne chutent pas. Il est à noter qu’en Tunisie et en Espagne les fruits chutent avant la floraison.
Notre hypothèse est en accord avec les études conduites sur l’action des produits de
synthèse chimique favorisant l’abscission des fruits, utilisés lors de la récolte, qui diminue
quand l’application est faite pendant la floraison et la nouaison (Yuan et al. (2001); Yuan et al.
(2003)). L’augmentation des teneurs en auxines et la diminution des teneurs en acide
abscissique au cours de cette phase empêchent les fruits de répondre au traitement
d’abscission.
Pour compléter ce travail et vérifier les hypothèses proposées, il faudrait mener une
étude comparative entre un essai sous conditions contrôlées et un essai au champ qui
servirait de témoin. Dans l’essai réalisé sous conditions contrôlées, une augmentation nette
de la température à la fin d’hiver serait réalisée en transférant l’arbre en pot sous serre
chauffée. Il serait alors possible de vérifier si l’abscission des fruits est induite dans ces
conditions. De même pour vérifier si cela repose sur une mobilisation des ressources
carbonées et donc une diminution de leur disponibilité pour les fruits, on pourrait simuler
cette déficience par la rupture de la conduction phloémienne en réalisant des annélations aux
mois de février-mars pour isoler les fruits des organes producteurs (feuilles).
Nos résultats suggèrent que la chute des fruits au cours de la maturation pourrait être
liée aux balances hormonales au niveau de la zone d’abscission (ZA-C) du calice. Pour
vérifier cette hypothèse, il serait nécessaire d’effectuer des dosages hormonaux comme
l’éthylène, les auxines et l’acide abscissique.
Discussion et perspectives
212
Enfin, les polyamines interviennent au cours des phénomènes de maturation et
d’abscission (Kumar et al., 1997). Les polyamines possèdent le même précurseur que l’éthylène
(Pandey et al., 2000). Chez plusieurs espèces telles que l’olivier (Gomez-Jimenez et al., 2010) et le
manguier (Malik et Singh, 2003), des concentrations élevées de polyamines inhibent la synthèse
d’éthylène et retardent l’abscission. Par ailleurs, il a été démontré que des températures
basses favorisent la synthèse des polyamines chez les agrumes (Kushad et Yelenosky, 1987). On
peut donc supposer l’existence d’un lien entre le maintien de températures basses, la
synthèse de polyamines et une inhibition de l’action de l’éthylène conduisant à une absence
d’abscission. Il serait donc intéressant de réaliser des dosages de polyamines pour confirmer
ou rejeter cette hypothèse.
2. Contrôle génétique de l’abscission et des principaux caractères du fruit à différents
dates au cours de la phase de maturation
2.1. Cartes génétiques
Nous avons réalisé une carte consensus à l’aide de marqueurs microsatellites et SNP.
Cette carte créée à partir d’une population d’hybrides issue d’un backcross clémentinier ×
mandarinier couvre 871.6 cM et comporte 10 groupes de liaison. Il a été démontré que la
distorsion des marqueurs peut entrainer un biais dans la construction de la carte génétique et
par conséquent fausser les résultats de l’analyse des QTL (Diouf et Mergeai, 2012). Cependant,
dans notre étude, les marqueurs à ségrégation distordue n’ont pas affecté l’ordre des
marqueurs sur les groupes de liaison. Leur nombre est très limité 11% chez le parent femelle
et 14% chez le parent mâle et se localisent pour moitié sur un seul groupe de liaison (GL1).
Les marqueurs ayant une ségrégation non mendélienne ont toutefois permis d’augmenter la
couverture et la densité des trois cartes génétiques. A l’exception de la carte de référence des
agrumes, la majorité des cartes génétiques construites jusqu’à maintenant sont issues de
croisements inter génériques (Talon et Gmitter, 2008). Notre carte est ainsi l’une des premières
cartes génétiques établies à partir d’une population issue d’un croisement intra-spécifique.
Les cartes du mandarinier et du clémentinier ne couvrent qu’environ que 70% de la carte de
référence. Elles ne sont donc pas complètes et saturées (Samouelian et Gaudin (2009). La qualité
de ces cartes pourrait être encore améliorée en augmentant le nombre de marqueurs surtout
dans les régions chromosomiques à faible densité de marqueurs. L’augmentation du nombre
de marqueurs sur la carte du mandarinier est nécessaire pour permettre un marquage de
proximité des locus contrôlant des caractères hérités du mandarinier. Les nouvelles
techniques comme la GBS (« Genotyping By Sequencing ») devraient permettre le
Discussion et perspectives
213
développement rapide de plusieurs milliers de marqueurs SNP et saturer ainsi les deux
cartes génétiques parentales.
2.2. Variabilité et héritabilité des caractères
La variabilité observée dans notre descendance est importante pour tous les
caractères mesurés. Elle peut s’expliquer en partie par l’hétérozygotie des parents de ce
croisement. Le mandarinier et surtout le clémentinier sont connus pour avoir une
hétérozygotie élevée (Wu et al., 2014). Le clémentinier est un hybride naturel de mandarinier
(C. deliciosa) et d’un oranger qui lui-même découlerait d’un croisement entre deux hybrides
interspécifiques (mandarinier × pamplemoussier). Quant au mandarinier, les travaux de
séquençage des génomes ont permis de découvrir des introgressions dans son génome de
fragments chromosomiques de pamplemoussier (Wu et al., 2014). Au cours de la période
d’étude, la variabilité reste constante pour la plupart des paramètres et change pour d’autres.
Le choix de deux parents qui différent de par leur dates de maturité (novembre pour le
clémentinier et janvier pour le mandarinier) et de par leur couleur et leur taux d’acidité peut
expliquer le changement de la variabilité au cours de la phase de maturation. Il est à noter
que la variabilité des principaux caractères diminue au cours de la période de mesures.
Au cours de notre étude nous avons mis en évidence que les valeurs d’héritabilité
sont élevées à l’exception de la force de détachement du fruit. La faible héritabilité pour ce
caractère a été observée lors de deux campagnes de fructification successives et rejoint donc
la conclusion de notre étude du chapitre I comme quoi l’environnement a un effet important
sur l’expression de la FDF.
2.3. QTL détectés
De nombreux QTL contrôlant la FDF et les caractères physico-chimiques des fruits à
différents dates de maturation ont été mis en évidence. Le nombre de QTL varie de 1 à 5 par
caractère et par date. La plupart de ces QTL possèdent un effet important. En effet, sur les
deux années d’étude, certains QTL détectés ont des effets majeurs (R2 ≥ 30%) tels que ceux
de l’indice de couleur a*, de la forme du fruit, du pH mesurés en 2011/2012 et ceux du
diamètre équatorial, du glucose et du fructose mesurés en 2012/2013. Bien que ces QTL
expliquent une part importante de la variance, la variance totale n’a pas été entièrement
expliquée. Ceci montre que plusieurs autres QTL intervenant dans le contrôle de ces
caractères n’ont pas été détectés. Il s’agit probablement de QTL à effet mineur. Selon Collard
et al. (2005), la détection des QTL mineurs dépend fortement de la taille de la population.
Pour détecter ce type de QTL, il faut disposer d’une population constituée d’un nombre
Discussion et perspectives
214
élevé d’hybrides (Tanksley, 1993). D’après Collard et al. (2005), le nombre d’hybrides idéal
devrait être supérieur à 250 individus mais cela dépend aussi du type de la population
(baccross, F2, RILs…) et du caractère étudié. La taille de la population que nous avons
étudiée étant beaucoup plus petite (116 individus) pourrait donc expliquer l’absence de
détection des QTL à effet faible.
Il est intéressant de mentionner que l’utilisation du BLUP a permis d’augmenter le
nombre de QTL détectés. Cette méthode permet de calculer la valeur génétique à partir
d’une valeur phénotypique conduisant à une amélioration de la précision de la détection des
QTL (Piepho et al., 2008). En revanche, malgré son utilisation très fréquente en génétique
quantitative animale (Grossman, 1989), cette approche est encore très peu utilisée chez les
plantes à quelques exceptions près comme la pomme (Segura et al., 2009) et la vigne (Doligez et
al., 2013).
Les intervalles de confiance de certains QTL sont larges et ne contiennent pas
beaucoup de marqueurs. Pour utiliser ces QTL dans nos programmes de sélection, il serait
donc nécessaire de réaliser une cartographie plus fine. Selon Darvasi et al. (1993), la puissance
de détection des QTL est plus importante dans un intervalle de 10 cM que dans un intervalle
de 20 cM. Davantage de marqueurs moléculaires doivent donc être positionnés sur les cartes
génétiques parentales afin de réduire les intervalles entre les marqueurs, permettant ainsi de
localiser de manière plus précise les QTL.
2.4. Intérêt de l’approche QTL pour l’étude des relations entre caractères et pour
l’amélioration
La co-localisation d’un QTL peut être expliquée par un QTL à effet pléïotrope, s’il y
a des relations causales entre les caractères, mais aussi par deux QTL génétiquement liés (de
Vienne, 1998; Gardner et Latta, 2007). De telles co-localisations peuvent avoir des répercussions
sur l’amélioration génétique : L’allèle au marqueur de QTL peut entrainer l’amélioration
d’un des deux caractères comme il peut être aussi défavorable au deuxième caractère et dans
ce cas il ne peut pas être utilisé en amélioration (Chen et Lübberstedt, 2010). Si un allèle est
favorable pour les deux caractères, cette région présente alors un intérêt pour l’amélioration
simultanée des deux caractères. C’est pour cela qu’il est important de considérer l’ensemble
des co-localisations de QTL différents caractères. Dans notre étude, le QTL contrôlant la
masse du fruit co-localise avec le QTL de l’acidité. Les deux caractères présentent une
corrélation négative qui bien que faible est néanmoins intéressante pour la sélection mais
dans certaines proportions. En effet pour la production de petits agrumes destinés au marché
Discussion et perspectives
215
du fruit frais on recherche des fruits plutôt acides et d’une masse avoisinant 100 g. Une autre
co-localisation intéressante existe entre le fructose, le glucose et le saccharose. En revanche
aucune corrélation ne s’est révélée être favorable pour un caractère et défavorable pour le
deuxième. Par ailleurs pour certains caractères les variations phénotypiques sont non
corrélées et leurs QTL ne co-localisent pas comme c’est le cas pour l’acidité et la TSS. Il
semble donc que l’amélioration des caractères de sucrosité et d’acidité peut se faire
indépendamment. Nos résultats montrent aussi que certaines co-localisations perdurent. En
effet, un même caractère est contrôlé parfois par le même QTL au cours de deux ou trois
dates de maturations tels que la forme du fruit, le CCI, l’indice de couleur a*. Ceci montre
que le contrôle génétique de ces caractères se situe dans les mêmes régions chromosomiques
au cours de la maturation. En revanche, les QTL de plusieurs autres caractères à savoir le
diamètre polaire, la largeur du pédoncule, la masse du fruit et le saccharose, changent de
position au cours de la maturation. Plusieurs QTL sont donc probablement impliqués dans le
contrôle de ces caractères mais qui interviennent à différents stades de la phase de
maturation des fruits.
2.5. Stabilité des QTL
L’identification des régions chromosomiques portant des QTL stables est une
première étape vers l’identification de cibles potentielles pour l’amélioration génétique des
caractères étudiés (Hospital, 2009). La stabilité des QTL est un critère crucial pour la sélection
assistée par marqueur (Hittalmani et al., 2002). Pour cela, certains caractères ont été étudiés sur
deux campagnes de production successives. Seuls quelques QTL contrôlant la masse du
fruit, le diamètre équatorial et l’acidité, ont été détectés sur les mêmes groupes de liaison au
cours des deux campagnes. Plusieurs autres QTL de ces mêmes paramètres ainsi que les
QTL de la FDF, la TSS, le pH et le pourcentage de jus n’étaient pas stables. Certains QTL
ont été détectés en 2011/2012 et pas en 2012/2013 et vice versa. de Vienne (1998) rapporte que
l’environnement peut avoir une incidence importante sur la détection de QTL. Des QTL
détectés dans un milieu ne le sont plus dans un autre. Ainsi, l’instabilité des QTL notée dans
notre étude est peut-être due à l’effet de l’environnement et probablement à celui de facteurs
climatiques variables. Il semble donc que ces caractères sont fortement influencés par les
facteurs environnementaux (Spiegel-Roy et Goldschmidt, 1996). Il faudrait étudier la stabilité des
QTL de la totalité des caractères au cours d’une troisième année de manière à vérifier la
stabilité interannuelle. D’autre part, afin de cibler plus finement les régions du génome les
moins sensibles aux variations de conditions environnementales et apporter des informations
complémentaires sur la pertinence et la stabilité des régions chromosomiques que nous
Discussion et perspectives
216
avons identifiées, il paraitrait intéressant de réaliser des analyses QTL en diversifiant les
populations d’étude, ainsi que les conditions environnementales étudiées (pratiques
culturales, température, stress abiotiques…).
2.6. Abscission et maturation
La synthèse des résultats issus des analyses QTL au cours des deux campagnes
2011/2012 et 2012/2013 montre que les QTL impliqués dans le contrôle de la FDF sont
instables. Une telle instabilité est probablement due à la faible héritabilité de ce caractère en
lien avec une forte variation intra-arbre. Les résultats de la première partie de ce travail
consacrée à l’étude de l’effet environnemental sur l’abscission confirment cette faible
héritabilité. En effet, la différence de l’évolution de la FDF entre les trois sites
expérimentaux a mis en évidence la forte influence de l’environnement sur ce caractère.
Selon Pozo et al. (2007), la FDF est un caractère qui varie dans la journée. Sa fluctuation est
dépendante des conditions climatiques journalières notamment la température et l’humidité
relative. D’après nos observations, elle est aussi très variable d’un fruit à un autre d’un
même arbre sans lien apparent avec la position ou la constitution physico-chimique du fruit.
Pour toutes ces raisons les QTL de la FDF ne sont pas stables. Nos résultats ont montré une
co-localisation des QTL de la FDF et de la TSS en 2012/2013. Par ailleurs le QTL de la
FDF détecté en 2011/2012 est associé au marqueur PKF-M-186 impliqué dans le
métabolisme des sucres (Garcia-Lor et al., 2013). Ceci pourrait suggérer qu’il existerait un lien
génétique entre la FDF et la TSS. Toutefois, aucune corrélation n’a été détectée entre ces
deux caractères sauf d’une part entre la masse du fruit et la FDF et d’autre part entre la
masse du fruit et la teneur en sucres (corrélations positives). Par effets associés on aurait
donc une FDF plus élevée pour des fruits plus lourds qui seraient aussi plus sucrés. Cela ne
corrobore pas l’hypothèse d’une abscission induite par une élévation du taux de sucres
(Tadeo et al., 2007). Par ailleurs l’indication d’une abscission en cours par la FDF réside
surtout dans la décroissance rapide des valeurs de ce caractère.
217
Conclusion générale
Conclusion générale et perspectives
218
1. Existe-t-il des relations entre l’environnement, la maturation et l’abscission?
A notre connaissance, l’étude que nous avons réalisée est l’une des premiers travaux
sur agrumes qui s’intéressent à l’effet de l’environnement sur l’abscission au cours de la
maturation et à la nature du lien qui pourrait exister entre l’abscission et les paramètres
physico-chimiques de la qualité. Les résultats obtenus ont permis d’apporter des nouvelles
connaissances sur les deux processus, la maturation des fruits et l’abscission et de donner
des nouvelles pistes de recherche. Il en ressort que bien que la chute massive des fruits avant
récolte est un problème souvent rencontré dans plusieurs régions productrices d’agrumes
dans le bassin méditerranéen, cette problématique ne touche pas tous les pays producteurs.
La cinétique et l’intensité d’abscission dépend fortement des conditions
environnementales. En effet, si en Tunisie et en Espagne l’abscission est un phénomène
brutal très fréquent, en Corse ce phénomène est moins présent. Ceci se traduit par une
évolution différente de la force de détachement du fruit. Ce paramètre diminue
progressivement au cours de la maturation des fruits en Tunisie et en Espagne et reste
constant en Corse, bien au-delà de la période de maturité commerciale. Bien que plusieurs
facteurs environnementaux différencient la Corse, l’Espagne et la Tunisie, presqu’aucun
d’entre eux n’a pu expliquer la différence de l’évolution de la FDF. Le seul qui puisse être à
l’origine de la diminution de la FDF est l’augmentation rapide et soudaine de la température
au-dessus du seuil de zéro végétatif des agrumes (13°C) en fin d’hiver. Cette augmentation
de température favoriserait la reprise de croissance végétative et l’installation d’une
concurrence nutritionnelle entre les différents organes de l’arbre entrainant un déficit de
carbohydrates et par voie de conséquence, la chute des fruits. Cette chute de fruit ne pourrait
pas se produire en Corse car la période de l’augmentation de la température coïnciderait
avec la période où l’arbre est insensible aux signaux de déclenchement de l’abscission. Nous
supposons qu’à ce stade la balance hormonale empêche la mise en place du processus
d’abscission.
A travers cette étude nous avons pu montrer que la maturation et l’abscission sont
deux phénomènes indépendants. L’évolution de la FDF ne dépend pas de l’évolution des
paramètres physico-chimiques des fruits. Il est à noter que même si l’environnement influe
sur ces paramètres du fruit son action sur l’abscission ne s’exprime pas via la maturation.
Pour approfondir cette étude, il est intéressant de refaire la même étude mais dans
des conditions contrôlées. Une telle étude permettra de voir l’influence de chacun des
facteurs étudiés y compris la température sur l’abscission. En outre, un dosage hormonal est
Conclusion générale et perspectives
219
fortement recommandé pour comprendre le type de signal envoyé par les facteurs externes
de l’environnement afin de déclencher l’abscission.
Suite à cette étude, on a conclu que l’abscission évolue indépendamment de
l’évolution des métabolites primaires notamment les sucres et les acides organiques.
2. Etude de déterminisme génétique de la FDF et des paramètres physico-chimiques
des fruits
Ce travail a permis d’étudier le contrôle génétique de la FDF et des paramètres
physico-chimiques des fruits. Trois cartes génétiques (consensus et parentales) ont été
construites à partir d’un total de 645 marqueurs SNP et SSR. La carte génétique du
clémentinier présente une grande similarité avec la carte consensus et est plus fournie en
marqueurs que celle du mandarinier. Les trois cartes couvrent environ 85% du génome. Il
est à noter qu’une bonne macro-synténie a été remarquée entre la carte consensus et la carte
de référence des agrumes. Ces trois cartes génétiques ont été utiles pour la localisation des
QTL associés à la variance de la FDF et des paramètres physico-chimiques.
Au total 39 et 45 QTL ont été détectés sur deux campagnes successives de
production au cours de trois et quatre dates de la phase de maturation. Leur variance totale
varie de 12.9% pour l’indice de couleur a* en novembre 2011 à 34.8% pour la forme du
fruit en janvier 2012. Le nombre de QTL détectés par caractère et par date varie de 1 à 5. Le
nombre élevé de QTL révèle la complexité de certains caractères. Nos résultats ont montré
que tous les groupes de liaison sont impliqués dans le contrôle des paramètres de la qualité.
Dans de nombreux cas, une même région du génome associe plusieurs QTL de différents
caractères. Par exemple dans le groupe de liaison 7, les QTL de la masse du fruit, du
diamètre équatorial, de l’acidité, de l’acide citrique et du pH mesurés en octobre 2012 se
chevauchent suggérant l’existence d’un QTL à effet pleitropique ou de QTL différents liés
génétiquement mais sans effet croisé sur plusieurs caractères. Bien que le métabolisme des
sucres et celui de l’acide citrique soient liés biochimiquement, la sucrosité et l’acidité, deux
critères majeurs de la qualité, ne sont pas contrôlés par les mêmes régions chromosomiques.
Pour 6 paramètres mesurés en commun entre les deux campagnes, nous avons
détecté seulement 3 QTL stables. Il s’agit d’un QTL de la masse du fruit, d’un QTL du
diamètre équatorial et d’un QTL d’acidité. Cette instabilité temporelle (sur les deux années
mais aussi au cours de la phase de maturité) est probablement due à la conjonction de
différents facteurs tels qu’une variation environnementale, une héritabilité des caractères
Conclusion générale et perspectives
220
moins forte qu’on ne le croit et d’un sous-effectif de la population ségrégeante qui limite la
détection des QTL à effet faible (< 10%).
Pour une meilleure précision, il est intéressant de rajouter des marqueurs spécifiques
à la mandarine et de densifier les régions chromosomiques contenant les QTL mais aussi de
refaire l’étude sur d’autres populations et sur plusieurs années. Nous envisageons aussi
d’étudier les QTL de la variation dans le temps des caractères (pentes des courbes de
cinétique). De plus les approches gènes candidats et de la variation quantitative de leur
expression (eQTL) seront abordées pour tenter de décrypter les étapes clés du contrôle des
voies métaboliques.
Ces résultats doivent donc être consolidés avant d’envisager l’utilisation de la
sélection assistée par marqueur pour l’amélioration de la qualité des fruits chez les agrumes.
221
Références bibliographiques
Références bibliographiques
222
Abrouk M., Murat F., Pont C., et al. (2010), Palaeogenomics of plants: synteny-based
modelling of extinct ancestors. Trends in Plant Science, 15, 9, pp. 479-487.
Addicott F. T. (1982). Abscission. Univ of California Press, 369 p.
Agustí J., Zapater M., Iglesias D. J., et al. (2007), Differential expression of putative 9-cis-
epoxycarotenoid dioxygenases and abscisic acid accumulation in water stressed vegetative
and reproductive tissues of citrus. Plant Science, 172, 1, pp. 85-94.
Agustı M. (2000). Citricultura. 422 p.
Ahmad R., Struss D., Southwick S. M. (2003), Development and Characterization of
Microsatellite Markers in Citrus. Journal of the American Society for Horticultural Science,
128, 4, pp. 584-590.
Albertini M.-V., Carcouet E., Pailly O., et al. (2006), Changes in organic acids and sugars
during early stages of development of acidic and acidless citrus fruit. Journal of Agricultural
and Food Chemistry, 54, 21, pp. 8335-8339.
Alexander L., Grierson D. (2002), Ethylene biosynthesis and action in tomato: a model for
climacteric fruit ripening. Journal of experimental botany, 53, 377, pp. 2039-2055.
Aleza P., Cuenca J., Hernández M., et al. (2015), Genetic mapping of centromeres in the
nine Citrus clementina chromosomes using half-tetrad analysis and recombination patterns
in unreduced and haploid gametes. BMC plant biology, 15, 1, pp. 80.
Ali Z. M., Armugam S., Lazan H. (1995), β-Galactosidase and its significance in ripening
mango fruit. Phytochemistry, 38, 5, pp. 1109-1114.
Alquézar B., Zacarías L., Rodrigo M. J. (2009), Molecular and functional characterization of
a novel chromoplast-specific lycopene β-cyclase from Citrus and its relation to lycopene
accumulation. Journal of experimental botany, 60, 6, pp. 1783-1797.
Asins M., Bernet G., Ruiz C., et al. (2004), QTL analysis of citrus tristeza virus-citradia
interaction. Theoretical and Applied Genetics, 108, 4, pp. 603-611.
Bain F. (1949), Citrus and climate. The California Citrograph, Los Angeles, 34, 9, pp. 382.
Bain J. M. (1958), Morphological, anatomical, and physiological changes in the developing
fruit of the Valencia orange, Citrus sinensis (L) Osbeck. Australian Journal of Botany, 6, 1,
pp. 1-23.
Barkley N. A., Roose M. L., Krueger R. R., et al. (2006), Assessing genetic diversity and
population structure in a citrus germplasm collection utilizing simple sequence repeat
markers (SSRs). Theoretical and Applied Genetics, 112, 8, pp. 1519-1531.
Barrett H., Rhodes A. (1976), A numerical taxonomic study of affinity relationships in
cultivated Citrus and its close relatives. Systematic Botany, pp. 105-136.
Barry C. S., Giovannoni J. J. (2007), Ethylene and fruit ripening. Journal of plant growth
regulation, 26, 2, pp. 143-159.
Références bibliographiques
223
Barry G. H., van Wyk A. A. (2006), Low-temperature cold shock may induce rind colour
development of 'Nules Clementine'mandarin (Citrus reticulata Blanco) fruit. Postharvest
biology and technology, 40, 1, pp. 82-88.
Bean R. (1960), Carbohydrate metabolism of citrus fruits. I. Mechanisms of sucrose
synthesis in oranges and lemons. Plant Physiology, 35, 4, pp. 429.
Beavis W. D. (1998), QTL analyses: power, precision, and accuracy. Molecular dissection
of complex traits, 1998, pp. 145-162.
Bernet G., Fernandez-Ribacoba J., Carbonell E., et al. (2010), Comparative genome-wide
segregation analysis and map construction using a reciprocal cross design to facilitate citrus
germplasm utilization. Molecular breeding, 25, 4, pp. 659-673.
Beuzen N., Stear M., Chang K. (2000), Molecular markers and their use in animal breeding.
The Veterinary Journal, 160, 1, pp. 42-52.
Blanke M. M., Bower J. P. (1991), Small fruit problem in Citrus trees. Trees, 5, 4, pp. 239-
243.
Bleecker A. B. (1998), The ethylene–receptor family from Arabidopsis: structure and
function. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B: Biological
Sciences, 353, 1374, pp. 1405-1412.
Bleecker A. B., Schaller G. E. (1996), The mechanism of ethylene perception. Plant
Physiology, 111, 3, pp. 653-660.
Bonghi C., Tonutti P., Ramina A. (2000), Biochemical and molecular aspects of fruitlet
abscission. Plant Growth Regulation, 31, 1-2, pp. 35-42.
Borisjuk L., Walenta S., Rolletschek H., et al. (2002), Spatial analysis of plant metabolism:
sucrose imaging within Vicia faba cotyledons reveals specific developmental patterns. The
Plant Journal, 29, 4, pp. 521-530.
Bouzayen M. (2002), Biology and Biotechnology of the plant hormone ethylene II. pp. 105.
Brown K. M. (1997), Ethylene and abscission. Physiologia Plantarum, 100, 3, pp. 567-576.
Brune A., Gonzalez P., Goren R., et al. (1998), Citrate uptake into tonoplast vesicles from
acid lime (Citrus aurantifolia) juice cells. The Journal of membrane biology, 166, 3, pp. 197-
203.
Burns J. (1998). Abscission in citrus fruit, leaves and flowers: physiology, molecular
biology and possible points of control. Proceeding of the citrus abscission workshop, Citrus
Research and Education Center, Lake Alfred, pp. 28-36.
Burns J. K. (1998). Citrus Fruit Abscission. Citrus research and education center. pp. 130-
136.
Burns J. K., Baldwin E. A. (1994), Glycosidase activities in grapefruit flavedo, albedo and
juice vesicles during maturation and senescence. Physiologia Plantarum, 90, 1, pp. 37-44.
Burns J. K., Buker R. S., Roka F. M. (2005), Mechanical harvesting capacity in sweet
orange is increased with an abscission agent. HortTechnology, 15, 4, pp. 758-765.
Références bibliographiques
224
Bustan A., Erner Y., Goldschmidt E. (1995), Interactions between developing citrus fruits
and their supportive vascular system. Annals of Botany, 76, 6, pp. 657-666.
Bustan A., Goldschmidt E. (1998), Estimating the cost of flowering in a grapefruit tree.
Plant, cell & environment, 21, 2, pp. 217-224.
Cancel J. D., Larsen P. B. (2002), Loss-of-Function Mutations in the Ethylene
ReceptorETR1 Cause Enhanced Sensitivity and Exaggerated Response to Ethylene in
Arabidopsis. Plant Physiology, 129, 4, pp. 1557-1567.
Canny M., Nairn B., Harvey M. (1968), The velocity of translocation in trees. Australian
Journal of Botany, 16, 3, pp. 479-485.
Cantuarias-Aviles T., Mourão Filho F. d. A. A., Stuchi E. S., et al. (2010), Tree performance
and fruit yield and quality of ‘Okitsu’Satsuma mandarin grafted on 12 rootstocks. Scientia
horticulturae, 123, 3, pp. 318-322.
Castle W. S. (1995), Rootstock as a fruit quality factor in citrus and deciduous tree crops.
New Zealand Journal of Crop and Horticultural Science, 23, 4, pp. 383-394.
Castro P., Rubio J., Cabrera A., et al. (2011), A segregation distortion locus located on
linkage group 4 of the chickpea genetic map. Euphytica, 179, 3, pp. 515-523.
Causse M., Saliba-Colombani V., Lesschaeve I., et al. (2001), Genetic analysis of
organoleptic quality in fresh market tomato. 2. Mapping QTLs for sensory attributes.
Theoretical and Applied Genetics, 102, 2-3, pp. 273-283.
Cercós M., Soler G., Iglesias D. J., et al. (2006), Global analysis of gene expression during
development and ripening of citrus fruit flesh. A proposed mechanism for citric acid
utilization. Plant molecular biology, 62, 4-5, pp. 513-527.
Chaim A. B., Paran I., Grube R., et al. (2001), QTL mapping of fruit-related traits in pepper
(Capsicum annuum). Theoretical and Applied Genetics, 102, 6-7, pp. 1016-1028.
Chalh A. (2012). Modèle animal additif plus dominance Nouvelles méthodes d'estimation:
Etude sur populations non consanguines simulées. Éditions Universitaires Européenes,240
p.
Chang C., Kwok S. F., Bleecker A. B., et al. (1993), Arabidopsis ethylene-response gene
ETR1: similarity of product to two-component regulators. Science, 262, 5133, pp. 539-544.
Chang Y., Sun R., Sun H., et al. (2014), Mapping of quantitative trait loci corroborates
independent genetic control of apple size and shape. Scientia horticulturae, 174, pp. 126-
132.
Charmet G. (2000), Power and accuracy of QTL detection: simulation studies of one-QTL
models. Agronomie, 20, 3, pp. 309-323.
Chelong I.-a., Sdoodee S. (2013), Effect of Climate Variability and Degree-Day on
Development, Yield and Quality of Shogun (Citrus reticulata Blanco) in Southern Thailand.
Kasetsart Journal (Natural Science), 47, pp. 333-341.
Chen C., Bowman K. D., Choi Y. A., et al. (2008), EST-SSR genetic maps for Citrus
sinensis and Poncirus trifoliata. Tree Genetics & Genomes, 4, 1, pp. 1-10.
Références bibliographiques
225
Chen Y., Lübberstedt T. (2010), Molecular basis of trait correlations. Trends in Plant
Science, 15, 8, pp. 454-461.
Churchill G. A., Doerge R. W. (1994), Empirical threshold values for quantitative trait
mapping. Genetics, 138, 3, pp. 963-971.
CIE (1986). Colorimetry. Central Bureau de la commission Internationale de l'Eclairage
Vienne. pp. 1-83.
Clements R. L. (1964), Organic Acids in Citrus Fruits. I. Varietal Differencesa. Journal of
Food Science, 29, 3, pp. 276-280.
Colclasure G. C., Yopp J. H. (1976), Galactose‐induced Ethylene Evolution in Mung Bean
Hypocotyls: A Possible Mechanism for Galactose Retardation of Plant Growth. Physiologia
Plantarum, 37, 4, pp. 298-302.
Collard B., Jahufer M., Brouwer J., et al. (2005), An introduction to markers, quantitative
trait loci (QTL) mapping and marker-assisted selection for crop improvement: the basic
concepts. Euphytica, 142, 1-2, pp. 169-196.
Cooper W., Henry W. (1968). Field trials with potential abscission chemicals as an aid to
mechanical harvesting of citrus in Florida. Proc. Fla. State Hort. Soc, pp. 62-68.
Cooper W. C., Henry W. H. (1973), Chemical control of fruit abscission. Shedding of Plant
Parts, pp. 476-524.
Council N. R. (2010). Strategic Planning for the Florida Citrus Industry: Addressing Citrus
Greening Disease. National Academies Press, 328p.
Crane J. C. (1969), The role of hormones in fruit set and development. HortScience, 4, 2, pp.
1969-1970.
Cunningham Jr F., Gantt E. (1998), Genes and enzymes of carotenoid biosynthesis in plants.
Annual review of plant biology, 49, 1, pp. 557-583.
Curk F., Ancillo G., Garcia-Lor A., et al. (2014), Next generation haplotyping to decipher
nuclear genomic interspecific admixture in Citrus species: analysis of chromosome 2. BMC
genetics, 15, 1, pp. 152.
Curk F., Ancillo G., Ollitrault F. et al. (2015), Nuclear Species-Diagnostic SNP Markers
Mined from 454 Amplicon Sequencing Reveal Admixture Genomic Structure of
Modern Citrus Varieties. PloS One, 10, 5, 25 p.
Curl A., Bailey G. (1956), Orange Carotenoids, Part I-Comparison of Carotenoids of
Valencia Orange Peel and Pulp, Part II-Carotenoids Aged Canned Valencia Orange Juice.
Journal of Agricultural and Food Chemistry, 4, 2, pp. 156-162.
Daito H., Sato Y. (1985), Changes in the sugar and organic acid components of satsuma
mandarin fruit during maturation. Journal of the Japanese Society for Horticultural Science
(Japan), pp. 155-162.
Dal Cin V., Barbaro E., Danesin M., et al. (2009), Fruitlet abscission: A cDNA-AFLP
approach to study genes differentially expressed during shedding of immature fruits reveals
the involvement of a putative auxin hydrogen symporter in apple (Malus domestica L.
Borkh). Gene, 442, 1, pp. 26-36.
Références bibliographiques
226
Dalkilic Z., Timmer L., Gmitter F. G. (2005), Linkage of an Alternaria disease resistance
gene in mandarin hybrids with RAPD fragments. Journal of the American Society for
Horticultural Science, 130, 2, pp. 191-195.
Darvasi A., Weinreb A., Minke V., et al. (1993), Detecting marker-QTL linkage and
estimating QTL gene effect and map location using a saturated genetic map. Genetics, 134,
3, pp. 943-951.
Davies F., Albrigo L. G. (1994), Citrus. CAB International. Wallingford, UK, pp. 30-33.
Davis K., Stover E., Wirth F. (2004), Economics of fruit thinning: A review focusing on
apple and citrus. HortTechnology, 14, 2, pp. 282-289.
de Moraes A. P., dos Santos Soares Filho W., Guerra M. (2007), Karyotype diversity and
the origin of grapefruit. Chromosome Research, 15, 1, pp. 115-121.
de Oliveira A. C., Bastianel M., Cristofani-Yaly M., et al. (2007), Development of genetic
maps of the citrus varieties ‘Murcott’tangor and ‘Pêra’sweet orange by using fluorescent
AFLP markers. Journal of applied genetics, 48, 3, pp. 219-231.
De Rocca Serra D., Ollitrault P. (1992). Les ressources génétiques chez les agrumes.
Fruits,47, pp. 115-123.
de Vienne D. (1998). Les marqueurs moléculaires en génétique et biotechnologies végétales.
Editions Quae, 200 p.
Del Río J. A., Arcas M. C., Benavente O., et al. (1998), Changes of polymethoxylated
flavones levels during development of Citrus aurantium (cv. sevillano) fruits. Planta
medica, 64, 06, pp. 575-576.
Del Río J. A., Arcas M. C., Benavente O., et al. (1998), Changes of Polymethoxylated
Flavones Levels during Development of Citrus aurantium (cv.Sevillano) fruits. Planta
medica, 64, 06, pp. 575-576.
Deng Z., Gentile A., Nicolosi E., et al. (1996). Parentage determination of some citrus
hybrids by molecular markers. Proc Int Soc Citricul, pp. 849-854.
Dhuique-Mayer C., Fanciullino A.-L., Dubois C., et al. (2009), Effect of genotype and
environment on citrus juice carotenoid content. Journal of Agricultural and Food
Chemistry, 57, 19, pp. 9160-9168.
Diouf F. B. H., Mergeai G. (2012), Distorsions de ségrégation et amélioration génétique des
plantes (synthèse bibliographique). Biotechnologie, Agronomie, Société et Environnement,
16, 4, pp. 499-508.
Doligez A., Bertrand Y., Farnos M., et al. (2013), New stable QTLs for berry weight do not
colocalize with QTLs for seed traits in cultivated grapevine (Vitis vinifera L.). BMC plant
biology, 13, 1, pp. 217.
Doyle J., Doyle J. (1987), A rapid procedure for DNA purification from small quantities of
fresh leaf tissue. Phytochemical Bulletin, 19, pp. 11-15.
Durham R., Liou P., Gmitter Jr F., et al. (1992), Linkage of restriction fragment length
polymorphisms and isozymes in Citrus. Theoretical and Applied Genetics, 84, 1-2, pp. 39-
48.
Références bibliographiques
227
Echeverria E., Burns J. K. (1989), Vacuolar acid hydrolysis as a physiological mechanism
for sucrose breakdown. Plant Physiology, 90, 2, pp. 530-533.
Echeverria E. E. (1996), Sugar, acid accumulation and metabolism. Citrus Flowering and
Fruiting Short Course, CREC, Lake Alfred, FL, pp. 100-107.
Echt C., Knapp S., Liu B. (1992), Genome mapping with non-inbred crosses using GMendel
2.0. Maize Genet. Coop. Newsl, 66, pp. 27-29.
Eduardo I., Pacheco I., Chietera G., et al. (2011), QTL analysis of fruit quality traits in two
peach intraspecific populations and importance of maturity date pleiotropic effect. Tree
Genetics & Genomes, 7, 2, pp. 323-335.
El-Otmani M., Agustí M., Aznar M., et al. (1993), Improving the size of ‘Fortune’mandarin
fruits by the auxin 2, 4-DP. Scientia horticulturae, 55, 3, pp. 283-290.
Emmerlich V., Linka N., Reinhold T., et al. (2003), The plant homolog to the human
sodium/dicarboxylic cotransporter is the vacuolar malate carrier. Proceedings of the
National Academy of Sciences, 100, 19, pp. 11122-11126.
Estornell L. H., Agustí J., Merelo P., et al. (2013), Elucidating mechanisms underlying
organ abscission. Plant Science, 199, pp. 48-60.
Etienne A., Génard M., Lobit P., et al. (2013), What controls fleshy fruit acidity? A review
of malate and citrate accumulation in fruit cells. Journal of experimental botany, 64, 6, pp.
1451-1469.
Fanciullino A.-L., Dhuique-Mayer C., Froelicher Y., et al. (2008), Changes in carotenoid
content and biosynthetic gene expression in juice sacs of four orange varieties (Citrus
sinensis) differing in flesh fruit color. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 56, 10,
pp. 3628-3638.
Fanciullino A.-L., Dhuique-Mayer C., Luro F., et al. (2006), Carotenoid diversity in
cultivated citrus is highly influenced by genetic factors. Journal of Agricultural and Food
Chemistry, 54, 12, pp. 4397-4406.
Fang D., Roose M. (1997), Identification of closely related citrus cultivars with inter-simple
sequence repeat markers. Theoretical and Applied Genetics, 95, 3, pp. 408-417.
FAO. 2014. FAOSTAT http://faostat3.fao.org/home/E.
Ferguson L., Grafton-Cardwell, Elliot E. (2014). Citrus Production Manual. UCANR
Publications, 433 p.
Ferrarese L., Moretto P., Trainotti L., et al. (1996), Cellulase involvement in the abscission
of peach and pepper leaves is affected by salicylic acid. Journal of experimental botany, 47,
2, pp. 251-257.
Frémont T. (1935), Etude sur quelques caractères botaniques et agronomiques du genre
Citrus. Revue de botanique appliquée et d'agriculture coloniale, 15, 164, pp. 235-242.
Froelicher Y., Dambier D., Bassene J., et al. (2008), Characterization of microsatellite
markers in mandarin orange (Citrus reticulata Blanco). Molecular Ecology Resources, 8, 1,
pp. 119-122.
Références bibliographiques
228
Frost H. B., Soost R. K. (1968). Seed reproduction: development of gametes and embryos.
In: The citrus industry. Reuther W., Batchelor H. J. ,Batchelor L. D. eds., Univ. of
California Press, Berkeley, vol. 1, pp. 290-324.
Fujii H., Shimada T., Sugiyama A., et al. (2007), Profiling ethylene-responsive genes in
mature mandarin fruit using a citrus 22K oligoarray. Plant Science, 173, 3, pp. 340-348.
Füzfai Z., Molnár-Perl I. (2007), Gas chromatographic–mass spectrometric fragmentation
study of flavonoids as their trimethylsilyl derivatives: Analysis of flavonoids, sugars,
carboxylic and amino acids in model systems and in citrus fruits. Journal of
Chromatography A, 1149, 1, pp. 88-101.
Garcia-Lor A., Curk F., Snoussi-Trifa H., et al. (2013), A nuclear phylogenetic analysis:
SNPs, indels and SSRs deliver new insights into the relationships in the ‘true citrus fruit
trees’ group (Citrinae, Rutaceae) and the origin of cultivated species. Annals of Botany, 111,
1, pp. 1-19.
García-Lor A., Luro F., Navarro L., et al. (2012), Comparative use of InDel and SSR
markers in deciphering the interspecific structure of cultivated citrus genetic diversity: a
perspective for genetic association studies. Molecular genetics and genomics, 287, 1, pp. 77-
94.
Garcia M., Asins M., Carbonell E. (2000), QTL analysis of yield and seed number in Citrus.
Theoretical and Applied Genetics, 101, 3, pp. 487-493.
Garcias‐Luis A., Oliveira M., Bordón Y., et al. (2002), Dry matter accumulation in citrus
fruit is not limited by transport capacity of the pedicel. Annals of Botany, 90, 6, pp. 755-764.
Gardner K. M., Latta R. G. (2007), Shared quantitative trait loci underlying the genetic
correlation between continuous traits. Molecular ecology, 16, 20, pp. 4195-4209.
Geldermann H. (1975), Investigations on inheritance of quantitative characters in animals by
gene markers I. Methods. TAG Theoretical and Applied Genetics, 46, 7, pp. 319-330.
Givan C. V. (1999), Evolving concepts in plant glycolysis: two centuries of progress.
Biological Reviews, 74, 3, pp. 277-309.
Godfrey-Sam-Aggrey W. (1973), A preliminary evaluation of effects of environment and
rootstock types on fruit quality of sweet orange cultivars in Ghana. II: Internal quality and
maturity standards. Ghana journal of agricultural science, pp. 75-85.
Goldschmidt E. (1976), Endogenous growth substances of Citrus tissues. HortScience, 11,
pp. 95-99.
Gómez-Cadenas A., Mehouachi J., Tadeo F. R., et al. (2000), Hormonal regulation of
fruitlet abscission induced by carbohydrate shortage in citrus. Planta, 210, 4, pp. 636-643.
Gomez-Jimenez M. C., Paredes M. A., Gallardo M., et al. (2010), Mature fruit abscission is
associated with up-regulation of polyamine metabolism in the olive abscission zone. Journal
of plant physiology, 167, 17, pp. 1432-1441.
Gomez L., Bancel D., Rubio E., et al. (2007), The microplate reader: an efficient tool for the
separate enzymatic analysis of sugars in plant tissues—validation of a micro‐method.
Journal of the Science of Food and Agriculture, 87, 10, pp. 1893-1905.
Références bibliographiques
229
Goren R. (1993), Anatomical, physiological, and hormonal aspects of abscission in citrus.
Hort. Rev, 15, pp. 145-182.
Goren R., Goldschmidt E. (1970), Regulative Systems in the Developing Citrus Fruit I. The
Hormonal Balance in Orange Fruit Tissues. Physiologia Plantarum, 23, 5, pp. 937-947.
Goren R., Huberman M. (1976), Effects of Ethylene and 2, 4‐D on the Activity of
Cellulase Isoenzymes in Abscission Zones of the Developing Orange Fruit. Physiologia
Plantarum, 37, 2, pp. 123-130.
Gross J. (1987). Pigments in fruits. Academic Press London, 313 p.
Grossman R. F. M. (1989), unbiased prediction. pp. 467-477.
Gulsen O., Uzun A., Canan I., et al. (2010), A new citrus linkage map based on SRAP, SSR,
ISSR, POGP, RGA and RAPD markers. Euphytica, 173, 2, pp. 265-277.
Gupta P., Balyan H., Edwards K., et al. (2002), Genetic mapping of 66 new microsatellite
(SSR) loci in bread wheat. Theoretical and Applied Genetics, 105, 2-3, pp. 413-422.
Hackett C., Broadfoot L. (2003), Effects of genotyping errors, missing values and
segregation distortion in molecular marker data on the construction of linkage maps.
Heredity, 90, 1, pp. 33-38.
Haldane J. B. S. (1919), The combination of linkage values and the calculation of distance
between linked factors. J.Genet., 8, pp. 299-309.
Haley C. S., Andersson L. (1997), Linkage mapping of quantitative trait loci in plants and
animals. Genome mapping: a practical approach, pp. 49-71.
Hall A. E., Findell J. L., Schaller G. E., et al. (2000), Ethylene perception by the ERS1
protein in Arabidopsis. Plant Physiology, 123, 4, pp. 1449-1458.
Hayes P., Liu B., Knapp S., et al. (1993), Quantitative trait locus effects and environmental
interaction in a sample of North American barley germ plasm. Theoretical and Applied
Genetics, 87, 3, pp. 392-401.
Henderson C. (1974), General flexibility of linear model techniques for sire evaluation.
Journal of Dairy Science, 57, 8, pp. 963-972.
Henderson C. R. (1963), Selection index and expected genetic advance. Statistical genetics
and plant breeding, 982, pp. 141-163.
Henderson C. R., Kempthorne O., Searle S. R., et al. (1959), The estimation of
environmental and genetic trends from records subject to culling. Biometrics, 15, 2, pp. 192-
218.
Hendrickson R., Kesterson J. (1964). Hesperidin in Florida oranges. University of Florida
Agricultural Experiment Station, 42 p.
Hensz R. (1971), Star Ruby, a new deep-red-fleshed grapefruit variety with distinct tree
characteristics. Rio Grande Val Hort Soc J, pp. 54–58.
Hensz R. (1977). Mutation breeding and the development of the ‘Star Ruby’grapefruit.
Proc. Intl. Soc. Citriculture, pp. 582-585.
Références bibliographiques
230
Hirel B., Le Gouis J., Perez P., et al. (2004). Le maïs et le blé, céréales modèles pour la
recherche en biologie intégrative et son application à la sélection. In: La génomique en
biologie végétale. Morot-Gaudry J. F. ,Briat J. F. eds., pp. 453-471.
Hittalmani S., Shashidhar H., Bagali P. G., et al. (2002), Molecular mapping of quantitative
trait loci for plant growth, yield and yield related traits across three diverse locations in a
doubled haploid rice population. Euphytica, 125, 2, pp. 207-214.
Ho L. C. (1988), Metabolism and compartmentation of imported sugars in sink organs in
relation to sink strength. Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology,
39, 1, pp. 355-378.
Hockema B. R., Echeverria E. (2000). Factors involved in soluble solids accumulation in
citrus fruits. Proc. Fla. State Hort. Soc, pp. 126-130.
Hodgson R. W. (1967). Horticultural varieties of citrus. In: The citrus industry. Reuther W.,
Webber H. J. ,Batchelor L. D. eds., Univ. of California Press, Riverside, vol. 1, pp. 431–
591.
Hofman P. J. (1990), Abscisic acid and gibberellins in the fruitlets and leaves of
‘Valencia’orange in relation to fruit growth and retention. Scientia horticulturae, 42, 3, pp.
257-267.
Holland N., Sala J., Menezes H., et al. (1999), Carbohydrate content and metabolism as
related to maturity and chilling sensitivity of cv. fortune mandarins. Journal of Agricultural
and Food Chemistry, 47, 7, pp. 2513-2518.
Hommel M. (2007). La régulation transcriptionnelle de l'expression génique dans le fruit de
tomate: Caractérisation fonctionnelle de promoteurs fruit-spécifiques et d'un co-facteur de la
transcription de type MBF1, 137p.
Hopkins W. G. (2003). Physiologie végétale. De Boeck Supérieur, 532 p.
Hospital F. (2009), Challenges for effective marker-assisted selection in plants. Genetica,
136, pp. 303-310.
Huber D. J. (1983), The role of cell wall hydrolases in fruit softening. Horticultural
Reviews, Volume 5, pp. 169-219.
Huberman M., Goren R. (1979), Exo‐and Endo‐Cellular Cellulase and Polygalacturonase
in Abscission Zones of Developing Orange Fruits. Physiologia Plantarum, 45, 2, pp. 189-
196.
Hui Y. H., Barta J., Cano P., et al. (2008). Handbook of Fruits and Fruit Processing. Wiley,
697 p.
Hulme A. C. (1971). The biochemistry of fruits and their products. 788 p.
Hyodo H., Nishino T. (1981), Wound-induced ethylene formation in albedo tissue of citrus
fruit. Plant Physiology, 67, 3, pp. 421-423.
Iglesias D. J., Cercós M., Colmenero-Flores J. M., et al. (2007), Physiology of citrus
fruiting. Brazilian Journal of Plant Physiology, 19, 4, pp. 333-362.
Références bibliographiques
231
Jacquemond C., Agostini D. (2013). Connaître l'arbre et son fonctionnement. In: Les
clémentiniers et autres petits agrumes. Jacquemond C., Curk F. ,Marion H. eds., Versaille,
France, pp. 165-182.
Jacquemond C., Curk F., Heuzet M. (2013). Les clémentiniers et autres petits agrumes.
Editions Quae, 363 p.
Jacquemond C., Curk F., Yann F., et al. (2013). Variétés et porte-greffes: création,
description et sélection. In: Les clémentiniers et autres petits agrumes. Jacquemond C., Curk
F. ,Marion H. eds., pp. 37-107.
Jansen R. (1993), Maximum likelihood in a generalized linear finite mixture model by using
the EM algorithm. Biometrics, pp. 227-231.
Jansen R. C. (1994), Controlling the type I and type II errors in mapping quantitative trait
loci. Genetics, 138, 3, pp. 871-881.
Jiménez-Cuesta M., Cuquerella J., Martinez-Javaga J. (1982). Determination of a color
index for citrus fruit degreening. Proceedings of the International Society of
Citriculture/[International Citrus Congress, Tokyo, Japan, November 9-12, 1981, pp. 750-
753.
John-Karuppiah K.-J., Burns J. K. (2010), Expression of ethylene biosynthesis and signaling
genes during differential abscission responses of sweet orange leaves and mature fruit.
Journal of the American Society for Horticultural Science, 135, 5, pp. 456-464.
Joseph Nairn C., Lewandowski D. J., Burns J. K. (1998), Genetics and expression of two
pectinesterase genes in Valencia orange. Physiologia Plantarum, 102, 2, pp. 226-235.
Kader A. A. (1997). Fruit maturity, ripening, and quality relationships. International
Symposium Effect of Pre-& Postharvest factors in Fruit Storage 485, pp. 203-208.
Kanellis A. (1999). Biology and Biotechnology of the Plant Hormone Ethylene II.
proceedings of the EU-TMR-Euroconference Symposium on Biology and Biotechnology of
the Plant Hormone Ethylene II, Thira (Santorini), Greece, pp. 5-8
Kato M., Ikoma Y., Matsumoto H., et al. (2004), Accumulation of carotenoids and
expression of carotenoid biosynthetic genes during maturation in citrus fruit. Plant
Physiology, 134, 2, pp. 824-837.
Katz E., Boo K. H., Kim H. Y., et al. (2011), Label-free shotgun proteomics and metabolite
analysis reveal a significant metabolic shift during citrus fruit development. Journal of
experimental botany, 62, 15, pp. 5367-5384.
Katz E., Fon M., Lee Y., et al. (2007), The citrus fruit proteome: insights into citrus fruit
metabolism. Planta, 226, 4, pp. 989-1005.
Katz E., Lagunes P. M., Riov J., et al. (2004), Molecular and physiological evidence
suggests the existence of a system II-like pathway of ethylene production in non-climacteric
Citrus fruit. Planta, 219, 2, pp. 243-252.
Kazokas W. C., Burns J. K. (1998), Cellulase activity and gene expression in citrus fruit
abscission zones during and after ethylene treatment. Journal of the American Society for
Horticultural Science, 123, 5, pp. 781-786.
Références bibliographiques
232
Kende H. (1993), Ethylene biosynthesis. Annual review of plant biology, 44, 1, pp. 283-307.
Kijas J., Thomas M., Fowler J., et al. (1997), Integration of trinucleotide microsatellites into
a linkage map of Citrus. Theoretical and Applied Genetics, 94, 5, pp. 701-706.
Kimball D. A., Box C. (1984). Factors affecting the rate of maturation of citrus fruits.
Proceedings of the Florida State Horticultural Society, pp. 40-44.
Kimball D. A., Box C. (1984). Factors affecting the rate of maturation of citrus fruits.
Proceedings of the Florida State Horticultural Society, pp. 40-44.
Knee M. (2002). Fruit Quality and Its Biological Basis. Sheffield Academic Press, 294 p.
Koch K. (2004), Sucrose metabolism: regulatory mechanisms and pivotal roles in sugar
sensing and plant development. Current opinion in plant biology, 7, 3, pp. 235-246.
Koch K. E., Avigne W. T. (1990), Postphloem, nonvascular transfer in citrus kinetics,
metabolism, and sugar gradients. Plant Physiology, 93, 4, pp. 1405-1416.
Koch K. E., Jones P. H., Avigne W. T., et al. (1986), Growth, dry matter partitioning, and
diurnal activities of RuBP carboxylase in citrus seedlings maintained at two levels of CO2.
Physiologia Plantarum, 67, 3, pp. 477-484.
Komatsu A., Moriguchi T., Koyama K., et al. (2002), Analysis of sucrose synthase genes in
citrus suggests different roles and phylogenetic relationships. Journal of experimental
botany, 53, 366, pp. 61-71.
Kosambi D. (1943), The estimation of map distances from recombination values. Annals of
Eugenics, 12, 1, pp. 172-175.
Kossuth S., Biggs R. (1977). Cellulase isoenzymes in citrus. Proc. Int. Soc. Citriculture, pp.
683-686.
Kovermann P., Meyer S., Hörtensteiner S., et al. (2007), The Arabidopsis vacuolar malate
channel is a member of the ALMT family. The Plant Journal, 52, 6, pp. 1169-1180.
Krezdorn A. (1970). Citrus cultivars for the tropics. Proc. Fla. State Hort. Soc, pp. 336-341.
Krug CA, 1943. Chromosome numbers in the subfamily arantioideae, with special reference
in the genus Citrus. Citrus Botanical Gazette, 104:602-611.
Ku H.-M., Grandillo S., Tanksley S. (2000), fs8. 1, a major QTL, sets the pattern of tomato
carpel shape well before anthesis. Theoretical and Applied Genetics, 101, 5-6, pp. 873-878.
Kumar A., Taylor M., Altabella T., et al. (1997), Recent advances in polyamine research.
Trends in Plant Science, 2, 4, pp. 124-130.
Kushad M. M., Yelenosky G. (1987), Evaluation of polyamine and proline levels during low
temperature acclimation of citrus. Plant Physiology, 84, 3, pp. 692-695.
Ladanyia M. (2008). Citrus fruit: biology, technology and evaluation. Academic press, 542
p.
Lahey K. A., Yuan R., Burns J. K., et al. (2004), Induction of phytohormones and
differential gene expression in citrus flowers infected by the fungus Colletotrichum
acutatum. Molecular plant-microbe interactions, 17, 12, pp. 1394-1401.
Références bibliographiques
233
Lander E. S., Botstein D. (1989), Mapping mendelian factors underlying quantitative traits
using RFLP linkage maps. Genetics, 121, 1, pp. 185-199.
Lander E. S., Green P., Abrahamson J., et al. (1987), MAPMAKER: an interactive computer
package for constructing primary genetic linkage maps of experimental and natural
populations. Genomics, 1, 2, pp. 174-181.
Lee Y., Derbyshire P., Knox J. P., et al. (2008), Sequential cell wall transformations in
response to the induction of a pedicel abscission event in Euphorbia pulcherrima
(poinsettia). The Plant Journal, 54, 6, pp. 993-1003.
Lewis M. W., Leslie M. E., Liljegren S. J. (2006), Plant separation: 50 ways to leave your
mother. Current opinion in plant biology, 9, 1, pp. 59-65.
Li K.-T., Burns J. K., Syvertsen J. P. (2008), Recovery from phytotoxicity after foliar
application of fruit-loosening abscission compounds to citrus. Journal of the American
Society for Horticultural Science, 133, 4, pp. 535-541.
Li W., Yuan R., Burns J. K., et al. (2003), Genes for hormone biosynthesis and regulation
are highly expressed in citrus flowers infected with the fungus Colletotrichum acutatum,
causal agent of postbloom fruit drop. Journal of the American Society for Horticultural
Science, 128, 4, pp. 578-583.
Li X., Quigg R. J., Zhou J., et al. (2006), A critical evaluation of the effect of population
size and phenotypic measurement on QTL detection and localization using a large F2
murine mapping population. Genetics and Molecular Biology, 29, 1, pp. 166-173.
Liebhard R., Koller B., Gianfranceschi L., et al. (2003), Creating a saturated reference map
for the apple (Malus× domestica Borkh.) genome. Theoretical and Applied Genetics, 106, 8,
pp. 1497-1508.
Lobit P., Genard M., Soing P., et al. (2006), Modelling malic acid accumulation in fruits:
relationships with organic acids, potassium, and temperature. Journal of experimental
botany, 57, 6, pp. 1471-1483.
Lorieux M., Goffinet B., Perrier X., et al. (1995), Maximum-likelihood models for mapping
genetic markers showing segregation distortion. 1. Backcross populations. Theoretical and
Applied Genetics, 90, 1, pp. 73-80.
Lowell C. A., Tomlinson P. T., Koch K. E. (1989), Sucrose-metabolizing enzymes in
transport tissues and adjacent sink structures in developing citrus fruit. Plant Physiology, 90,
4, pp. 1394-1402.
Lu C., Hawkesford M., Barraclough P., et al. (2005), Markedly different gene expression in
wheat grown with organic or inorganic fertilizer. Proc Biol Sci, 272, 1575, pp. 1901 - 1908.
Lu H., Romero-Severson J., Bernardo R. (2002), Chromosomal regions associated with
segregation distortion in maize. Theoretical and Applied Genetics, 105, 4, pp. 622-628.
Luro F., Gatto J., Costantino G., et al. (2011), Analysis of genetic diversity in Citrus. Plant
Genetic Resources, 9, 02, pp. 218-221.
Références bibliographiques
234
Luro F., Jacquemond C., Curk F. (2013). La clémentine dans la diversité génétique des
agrumes. In: Les clémentiniers et autres petits agrumes. Jacquemond C., Curk F. ,Heuzet M.
eds., Versailles, France, pp. 17-36.
Luro F., Lorieux M., Laigret F., et al. (1994), Genetic mapping of an intergeneric citrus
hybrid using molecular markers. Fruits, 49, 5-6, pp. 483-485.
Luro F., Lorieux M., Laigret F., et al. (1995), Cartographie du génome des agrumes à l'aide
des marqueurs moléculaires et distorsions de ségrégation. COLLOQUES-INRA, pp. 69-69.
Luro F., Maddy F., Ollitrault P., et al. (2000). Identification of 2n gamete parental origin
and mode of nuclear restitution of spontaneous triploid Citrus hybrids. Proc Int Soc Citric,
pp. 168-169.1).
Luro F. L., Costantino G., Terol J., et al. (2008), Transferability of the EST-SSRs developed
on Nules clementine (Citrus clementina Hort ex Tan) to other Citrus species and their
effectiveness for genetic mapping. BMC genomics, 9, 1, pp. 1-13.
Lynch M., Walsh B. (1998). Genetics and analysis of quantitative traits. Sinauer
Sunderland, MA, 803 p.
Mabberley D. J. (1997), A classification for edible Citrus (Rutaceae). Telopea, 7, 2, pp. 167-
172.
Macrae A. R., Moorhouse R. (1970), The oxidation of malate by mitochondria isolated from
cauliflower buds. European Journal of Biochemistry, 16, 1, pp. 96-102.
Mahouachi J., Iglesias D. J., Agustí M., et al. (2009), Delay of early fruitlet abscission by
branch girdling in citrus coincides with previous increases in carbohydrate and gibberellin
concentrations. Plant Growth Regulation, 58, 1, pp. 15-23.
Malik A., Singh Z. (2003), Abscission of mango fruitlets as influenced by biosynthesis of
polyamines. Journal of horticultural science & biotechnology, 78, 5, pp. 721-727.
MAPM (2013). Note de veille du secteur agrumicole Novembre 2013. pp. 20. Direction de
la Stratégie et des Statistiques, Maroc.
Marsh K., Richardson A., Macrae E. (1999), Early-and mid-season temperature effects on
the growth and composition of satsuma mandarins. Journal of Horticultural Science and
Biotechnology, 74, 4, pp. 443-451.
Martinoia E., Maeshima M., Neuhaus H. E. (2007), Vacuolar transporters and their essential
role in plant metabolism. Journal of experimental botany, 58, 1, pp. 83-102.
Matsumoto H., Ikoma Y., Kato M., et al. (2007), Quantification of carotenoids in citrus fruit
by LC-MS and comparison of patterns of seasonal changes for carotenoids among citrus
varieties. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 55, 6, pp. 2356-2368.
Mehouachi J., Serna D., Zaragoza S., et al. (1995), Defoliation increases fruit abscission and
reduces carbohydrate levels in developing fruits and woody tissues of Citrus unshiu. Plant
Science, 107, 2, pp. 189-197.
Meléndez-Martínez A. J., Britton G., Vicario I. M., et al. (2007), Relationship between the
colour and the chemical structure of carotenoid pigments. Food Chemistry, 101, 3, pp. 1145-
1150.
Références bibliographiques
235
Mesejo C., Gambetta G., Gravina A., et al. (2012), Relationship between soil temperature
and fruit colour development of ‘Clemenpons’ Clementine mandarin (Citrus clementina
Hort ex. Tan). Journal of the Science of Food and Agriculture, 92, 3, pp. 520-525.
Michelmore R. (2000), Genomic approaches to plant disease resistance. Current opinion in
plant biology, 3, 2, pp. 125-131.
Monforte A., Oliver M., Gonzalo M., et al. (2004), Identification of quantitative trait loci
involved in fruit quality traits in melon (Cucumis melo L.). Theoretical and Applied
Genetics, 108, 4, pp. 750-758.
Moobi S. N. a. M. (2013). South africain fruit trade flow: january 2013. pp. 18.
Morot-Gaudry J.-F., Briat J.-F. (2004). La génomique en biologie végétale. Editions
Quae,582p.
Morre D. J. (1968), Cell wall dissolution and enzyme secretion during leaf abscission. Plant
Physiology, 43, 9 Pt B, pp. 1545-1559.
Navarro J. M., Pérez-Pérez J. G., Romero P., et al. (2010), Analysis of the changes in
quality in mandarin fruit, produced by deficit irrigation treatments. Food Chemistry, 119, 4,
pp. 1591-1596.
Nicolosi E., Deng Z., Gentile A., et al. (2000), Citrus phylogeny and genetic origin of
important species as investigated by molecular markers. Theoretical and Applied Genetics,
100, 8, pp. 1155-1166.
Niederhuth C. E., Cho S. K., Seitz K., et al. (2013), Letting Go is Never Easy: Abscission
and Receptor‐Like Protein Kinases. Journal of integrative plant biology, 55, 12, pp. 1251-
1263.
Ocampo J. A. (2008). Atlas des produits de base. Uniated Nations Publications, 56 p.
Oliveira R. P. d., Aguilar-Vildoso C. I., Cristofani M., et al. (2004), Skewed RAPD markers
in linkage maps of Citrus. Genetics and Molecular Biology, 27, 3, pp. 437-441.
Ollitrault P., Dambier D., Luro F., et al. (1994), Nuclear genome size variations in Citrus.
Fruits, 49, 5-6, pp. 475-476.
Ollitrault P., Dambier D., Luro F., et al. (2008), Ploidy manipulation for breeding seedless
triploid citrus. Plant Breeding Reviews, Volume 30, pp. 323-352.
Ollitrault P., Jacquemond C., Dubois C., et al. (2003), Botany and genetic ressources.
Genetic Diversity of Cultivated Tropical Plants, pp. 193.
Ollitrault P., Jaquemond C., Dubois C., et al. (1999), Les agrumes. Diversité génétique des
plantes tropicales cultivées, pp. 89-111.
Ollitrault P., Luro F. (1995), Amélioration des agrumes et biotechnologie. Fruits, 50, 4, pp.
267-279.
Ollitrault P., Luro F. (1997). Les agrumes. In: Amélioration des plantes tropicales. Charrier
A., Jacquot M., Hamon S. ,Nicolas D. eds., CIRAD-Orstom, pp. 623.
Ollitrault P., Navarro L. (2012). Citrus. In: Fruit Breeding. Springer, pp. 623-662.
Références bibliographiques
236
Ollitrault P., Terol J., Chen C., et al. (2012), A reference genetic map of C. clementina hort.
ex Tan.; citrus evolution inferences from comparative mapping. BMC genomics, 13, 1, pp.
593.
Ollitrault P., Terol J., Garcia-Lor A., et al. (2012), SNP mining in C. clementina BAC end
sequences; transferability in the Citrus genus (Rutaceae), phylogenetic inferences and
perspectives for genetic mapping. BMC genomics, 13, 1, pp. 13.
Osborne D. J. (1959), Control of leaf senescence by auxins. pp. 1459-1460.
Pandey S., Ranade S., Nagar P., et al. (2000), Role of polyamines and ethylene as
modulators of plant senescence. Journal of biosciences, 25, 3, pp. 291-299.
Pang X.-M., Hu C.-G., Deng X.-X. (2007), Phylogenetic relationships within Citrus and its
related genera as inferred from AFLP markers. Genetic Resources and Crop Evolution, 54,
2, pp. 429-436.
Paterson A. H., Damon S., Hewitt J. D., et al. (1991), Mendelian factors underlying
quantitative traits in tomato: comparison across species, generations, and environments.
Genetics, 127, 1, pp. 181-197.
Patterson S. E. (2001), Cutting loose. Abscission and dehiscence in Arabidopsis. Plant
Physiology, 126, 2, pp. 494-500.
Peña L., Martín-Trillo M., Juárez J., et al. (2001), Constitutive expression of Arabidopsis
LEAFY or APETALA1 genes in citrus reduces their generation time. Nature biotechnology,
19, 3, pp. 263-267.
Penjor T., Yamamoto M., Uehara M., et al. (2013), Phylogenetic relationships of Citrus and
its relatives based on matK gene sequences. PloS one, 8, 4, pp. 62574.
Pérez-Pérez J., Romero P., Navarro J., et al. (2008), Response of sweet orange cv ‘Lane
late’to deficit-irrigation strategy in two rootstocks. II: Flowering, fruit growth, yield and
fruit quality. Irrigation Science, 26, 6, pp. 519-529.
Piepho H., Möhring J., Melchinger A., et al. (2008), BLUP for phenotypic selection in plant
breeding and variety testing. Euphytica, 161, 1-2, pp. 209-228.
Pierik R., Abbadi S. (1972), The effect of cytokinins on auxin-induced secondary abscission
in isolated apple pedicels. Zeitschrift für Pflanzenphysiologie, 68, 3, pp. 281-282.
Pozo L., Malladi A., John-Karuppiah K.-J., et al. (2007). Daily fluctuation in fruit
detachment force of ‘Valencia’orange is related to time of day, temperature, relative
humidity, fruit weight and juice percentage. Proceedings of the Florida State Horticultural
Society, pp. 41-44.120.
Pracharoenwattana I., Cornah J. E., Smith S. M. (2007), Arabidopsis peroxisomal malate
dehydrogenase functions in β‐oxidation but not in the glyoxylate cycle. The Plant
Journal, 50, 3, pp. 381-390.
Praloran J. (1971), Citrus. Les agrumes. Maisonneuve et Larose, 565p.
Prinsloo J. A. (2007). Ecophysiological responses of citrus trees and sugar accumulation of
fruit in response to altered plant water relations. pp. 92. Stellenbosch: University of
Stellenbosch.
Références bibliographiques
237
Racskó J., Leite G., Petri J., et al. (2007), Fruit drop: The role of inner agents and
environmental factors in the drop of flowers and fruits. International Journal of
Horticultural Science, 13, 3, pp. 13-23.
Racskó J., Nagy J., Soltész M., et al. (2006), Fruit drop: I. Specific characteristics and
varietal properties of fruit drop. International Journal of Horticultural Science, 12, 2, pp.
59-67.
Racskó J., Soltész M., Szabó Z., et al. (2006), Fruit drop: II. Biological background of
flower and fruit drop. Int. J. hort. Sci, 12, pp. 103-108.
Raga V., Bernet G., Carbonell E., et al. (2012), Segregation and linkage analyses in two
complex populations derived from the citrus rootstock Cleopatra mandarin. Inheritance of
seed reproductive traits. Tree Genetics & Genomes, 8, 5, pp. 1061-1071.
Rasmussen G. K. (1975), Cellulase Activity, Endogenous Abscisic Acid, and Ethylene in
Four Citrus Cultivars during Maturation. Plant Physiology, 56, 6, pp. 765-767.
Ratner A., Goren R., Monselise S. (1969), Activity of pectin esterase and cellulase in the
abscission zone of citrus leaf explants. Plant Physiology, 44, 12, pp. 1717-1723.
Reuther W., Nauer E., Summers L. (1973). Effects of seasonal temperature regimes on
development and maturation of citrus fruits. Proc. Intl. Soc. Citricult, pp. 63-71.
Richardson A. C., Marsh K., Macrae E. (1997), Temperature effects on satsuma mandarin
fruit development. Journal of Horticultural Science (United Kingdom), pp. 7-12.
Richardson A. C., Marsh k. b., Rae E. A. M. (2000). Temperature effects on the composition
of Satsuma Mandarins in New Zealand. Proceeding of international society of citriculture,
pp. 303-307.
Ríos G., Naranjo M. A., Rodrigo M.-J., et al. (2010), Identification of a GCC transcription
factor responding to fruit colour change events in citrus through the transcriptomic analyses
of two mutants. BMC plant biology, 10, 1, pp. 276.
Roberts J. A., Elliott K. A., Gonzalez-Carranza Z. H. (2002), Abscission, dehiscence, and
other cell separation processes. Annual review of plant biology, 53, 1, pp. 131-158.
Roberts J. A., Whitelaw C. A., Gonzalez-Carranza Z. H., et al. (2000), Cell separation
processes in plants—models, mechanisms and manipulation. Annals of Botany, 86, 2, pp.
223-235.
Rodrigo M.-J., Alquezar B., Zacarías L. (2006), Cloning and characterization of two 9-cis-
epoxycarotenoid dioxygenase genes, differentially regulated during fruit maturation and
under stress conditions, from orange (Citrus sinensis L. Osbeck). Journal of experimental
botany, 57, 3, pp. 633-643.
Roka F. M., Burns J. K., Syvertsen J., et al. (2009). Improving the economic viability of
Florida citrus by enhancing mechanical harvesting with the abscission agent CMNP. pp. 37.
University of Florida institute of food and agricultural sciences.
Roose M. (2007), 12 Mapping and Marker-assisted Selection. Citrus genetics, breeding and
biotechnology, pp. 275.
Références bibliographiques
238
Roose M. L., Close T. J. (2008). Genomics of citrus, a major fruit crop of tropical and
subtropical regions. In: Genomics of Tropical Crop Plants. Springer, pp. 187-202.
Sadka A., Dahan E., Cohen L., et al. (2000), Aconitase activity and expression during the
development of lemon fruit. Physiologia Plantarum, 108, 3, pp. 255-262.
Saliba-Colombani V., Causse M., Langlois D., et al. (2001), Genetic analysis of
organoleptic quality in fresh market tomato. 1. Mapping QTLs for physical and chemical
traits. Theoretical and Applied Genetics, 102, 2-3, pp. 259-272.
Salisbury F., Ross C. (1992). Plant physiology. 4 éd., Belmont, Calif. : Wadsworth Pub, 682
p.
Salunkhe D. K., Kadam S. (1995). Handbook of fruit science and technology: production,
composition, storage, and processing. CRC Press, 632 p.
Sambrook J., Fritsch E. F., Maniatis T. (1989). Molecular cloning. Cold spring harbor
laboratory press New York, 2028p.
Samouelian F., Gaudin V. (2009). Génétique moléculaire des plantes. Editions Quae, 208 p.
Sankar A. A., Moore G. (2001), Evaluation of inter-simple sequence repeat analysis for
mapping in Citrus and extension of the genetic linkage map. Theoretical and Applied
Genetics, 102, 2-3, pp. 206-214.
Sayegh M. (2009). La résistance du cotonnier Gossypium hirsutum à la bactériose causée
par Xanthomonas campestris pathovar malvacearum: rôle du gène GhLOX1 dans la réaction
hypersensible, Vandoeuvre-les-Nancy, INPL, 250p.
Segura V., Durel C.-E., Costes E. (2009), Dissecting apple tree architecture into genetic,
ontogenetic and environmental effects: QTL mapping. Tree Genetics & Genomes, 5, 1, pp.
165-179.
Sewell M. M., Neale D. B. (2000). Mapping quantitative traits in forest trees. In: Molecular
biology of woody plants. Springer, pp. 407-423.
Sexton R., Redshaw A. (1981), The role of cell expansion in the abscission of Impatiens
sultani leaves. Annals of Botany, 48, 5, pp. 745-756.
Sexton R., Roberts J. A. (1982), Cell biology of abscission. Annual Review of Plant
Physiology, 33, 1, pp. 133-162.
Shimada T., Nakano R., Shulaev V., et al. (2006), Vacuolar citrate/H+ symporter of citrus
juice cells. Planta, 224, 2, pp. 472-480.
Shimizu, T. Yoshiuka, T. Nagasaki, H. Kaminuma, E. Toyoda, A. Fujiyama, A. and
Nakamura, Y. 2012. Whole genome sequencing and mapping analysis for identifiying
polymorphism among 11 citrus varieties. XII International Citrus Congress - Valencia,
Spain S03O03:62.
Shiu O. Y., Oetiker J. H., Yip W. K., et al. (1998), The promoter of LE-ACS7, an early
flooding-induced 1-aminocyclopropane-1-carboxylate synthase gene of the tomato, is
tagged by a Sol3 transposon. Proceedings of the National Academy of Sciences, 95, 17, pp.
10334-10339.
Références bibliographiques
239
Sinclair W. B., Bartholomew E. T. (1944), Effects of rootstock and environment on the
composition of oranges and grapefruit. Hilgardia, 16, 3, pp. 125.
Sinha N., Sidhu J., Barta J., et al. (2012). Handbook of fruits and fruit processing. John
Wiley & Sons, 57 p.
Sipes D. L., Einset J. W. (1983), Cytokinin stimulation of abscission in lemon pistil
explants. Journal of plant growth regulation, 2, 1-4, pp. 73-80.
Smith A. M., Coupland G., Dolan L., et al. (2009). Plant Biology. In: Science G. ed., pp.
680.
Smith D. L., Abbott J. A., Gross K. C. (2002), Down-Regulation of Tomato β-Galactosidase
4 Results in Decreased Fruit Softening. Plant Physiology, 129, 4, pp. 1755-1762.
Song X., Wang K., Guo W., et al. (2005), A comparison of genetic maps constructed from
haploid and BC1 mapping populations from the same crossing between Gossypium
hirsutum L. and Gossypium barbadense L. Genome, 48, 3, pp. 378-390.
Spiegel-Roy P., Goldschmidt E. E. (1996). Reprodutive physiology: flowering and fruiting.
In: The biology of citrus. press C. u. ed., Cambridge, UK, pp. 70-118.
Stam P. (1993), Construction of integrated genetic linkage maps by means of a new
computer package: Join Map. The Plant Journal, 3, 5, pp. 739-744.
Staub J. E., Serquen F. C., Gupta M. (1996), Genetic markers, map construction, and their
application in plant breeding. HortScience, 31, 5, pp. 729-741.
Stenzel N. M. C., Neves C. S. V. J., Marur C. J., et al. (2006), Maturation curves and
degree-days accumulation for fruits of'Folha Murcha'orange trees. Scientia Agricola, 63, 3,
pp. 219-225.
Sugiyama A., Omura M., Matsumoto H., et al. (2011), Quantitative Trait Loci (QTL)
Analysis of Carotenoid Content in Citrus Fruit. J. Japan. Soc. Hort. Sci, 80, 2, pp. 136-144.
Susanto S., Nakajima Y. (1990), Effect of winter heating on flowering time, fruiting and
fruit development in pummelo grown in a plastic house. Journal of the Japanese Society for
Horticultural Science, 59, 2, pp. 245-253.
Sweetman C., Deluc L. G., Cramer G. R., et al. (2009), Regulation of malate metabolism in
grape berry and other developing fruits. Phytochemistry, 70, 11, pp. 1329-1344.
Swingle W. T. (1967), The botany of Citrus and its wild relatives. The citrus industry, pp.
190-430.
Tadeo F., Simó A., Agustí J., et al. (2007), La abscisión de frutos maduros en naranjos
dulces del grupo Navel correlaciona con la acumulación de azúcares en el zumo. Levante
Agrícola: Revista internacional de cítricos, 389, pp. 393-402.
Tadeo F. R., Cercós M., Colmenero‐Flores J. M., et al. (2008), Molecular physiology of
development and quality of citrus. Advances in Botanical Research, 47, pp. 147-223.
Talon M., Gmitter F. G. (2008), Citrus Genomics. International Journal of Plant Genomics,
2008, pp. 17.
Références bibliographiques
240
Tanaka T. (1954), Species problem in Citrus, 152p.
Tanaka T. (1961). Citologia: semi-centennial commemoration papers on citrus studies. In
Osaka: Citrologia Supporting Foundation, Vol. 114, pp. 152.
Tanksley S., Ganal M., Prince J., et al. (1992), High density molecular linkage maps of the
tomato and potato genomes. Genetics, 132, 4, pp. 1141-1160.
Tanksley S. D. (1993), Mapping polygenes. Annual review of genetics, 27, 1, pp. 205-233.
Tao N., Hu Z., Liu Q., et al. (2007), Expression of phytoene synthase gene (Psy) is
enhanced during fruit ripening of Cara Cara navel orange (Citrus sinensis Osbeck). Plant
cell reports, 26, 6, pp. 837-843.
Tao W., Qinge X., Weiguang C. (2001), Study on the Change of Organic Acid Synthetase
Activity During Fruit Development of Navel Orange (Citrus Sinesis Osbeck). Journal of
Sichuan Agricultural University, 1, pp. 161-163.
Taylor J. E., Tucker G. A., Lasslett Y., et al. (1991), Polygalacturonase expression during
leaf abscission of normal and transgenic tomato plants. Planta, 183, 1, pp. 133-138.
Terol J., Conesa A., Colmenero J. M., et al. (2007), Analysis of 13000 unique Citrus clusters
associated with fruit quality, production and salinity tolerance. BMC genomics, 8, 1, pp. 31.
Terol J., Naranjo M. A., Ollitrault P., et al. (2008), Development of genomic resources for
Citrus clementina: characterization of three deep-coverage BAC libraries and analysis of
46,000 BAC end sequences. BMC genomics, 9, 1, pp. 423.
Terol J., Soler G., Talon M., et al. (2010), The aconitate hydratase family from Citrus. BMC
plant biology, 10, 1, pp. 222.
Ting S., Attaway J. (1971), Citrus fruits. The biochemistry of fruits and their products, 2, pp.
107-169.
Ting S., Vines H. (1966). Organic acids in the juice vesicles of Florida ‘Hamlin’orange and
‘Marsh Seedless’ grapefruit. Proc. Amer. Soc. Hort. Sci, pp. 291-297.
Torres A. M., Soost R. K., Diedenhofen U. (1978), Leaf isozymes as genetic markers in
Citrus. American Journal of Botany, pp. 869-881.
Tozlu I., Guy C. L., Moore G. A. (1999), QTL analysis of Na+ and Cl-accumulation related
traits in an intergeneric BC1 progeny of Citrus and Poncirus under saline and nonsaline
environments. Genome, 42, 4, pp. 692-705.
Tudela D., Primo-Millo E. (1992), 1-Aminocyclopropane-1-carboxylic acid transported
from roots to shoots promotes leaf abscission in Cleopatra mandarin (Citrus reshni Hort. ex
Tan.) seedlings rehydrated after water stress. Plant Physiology, 100, 1, pp. 131-137.
Turk R., AC't Hoen P., Sterrenburg E., et al. (2004), Gene expression variation between
mouse inbred strains. BMC genomics, 5, 1, pp. 57.
UNCTAD.Agricultural products-Citrus.http://www.unctad.info/en/Infocomm/
Utsunomiya N., Yamada H., Kataoka I., et al. (1982). The effect of fruit temperatures on the
maturation of Satsuma mandarin (Citrus unshiu Marc.) fruits. In Journal of the Japanese
Society for Horticultural Science (Japan).
Références bibliographiques
241
Vales M., Schön C., Capettini F., et al. (2005), Effect of population size on the estimation of
QTL: a test using resistance to barley stripe rust. Theoretical and Applied Genetics, 111, 7,
pp. 1260-1270.
Van Ooijen J. (2006), JoinMap 4. Software for the calculation of genetic linkage maps in
experimental populations. Kyazma BV, Wageningen, Netherlands, 147p.
Van Ooijen J., Kyazma B. (2009), MapQTL 6. Software for the mapping of quantitative
trait loci in experimental populations of diploid species. Kyazma BV: Wageningen,
Netherlands, 90 p.
Vettore A., da Silva F., Kemper E., et al. (2003), Analysis and Functional Annotation of an
Expressed Sequence Tag Collection for Tropical Crop Sugarcane. Genome Res, 13, 12, pp.
2725 - 2735.
Vignal A., Milan D., SanCristobal M., et al. (2002), A review on SNP and other types of
molecular markers and their use in animal genetics. Genetics Selection Evolution, 34, 3, pp.
275-306.
Voorrips R. (2002), MapChart: software for the graphical presentation of linkage maps and
QTLs. Journal of Heredity, 93, 1, pp. 77-78.
Vu J. C., Yelenosky G. (1991), Photosynthetic responses of citrus trees to soil flooding.
Physiologia Plantarum, 81, 1, pp. 7-14.
Wardowski W. F., Nagy S., Grierson W. (1986). Fresh citrus fruits. Avi Publishing
Company, Inc., 571 p.
Webber H. J. (1943), Cultivated varieties of citrus. The citrus industry, 1, pp. 475-668.
Weschke W., Panitz R., Gubatz S., et al. (2003), The role of invertases and hexose
transporters in controlling sugar ratios in maternal and filial tissues of barley caryopses
during early development. The Plant Journal, 33, 2, pp. 395-411.
Wilson W., Hendershott C. (1968). Anatomical and histochemical studies of abscission of
oranges. Proc. Amer. Soc. Hort. Sci, pp. 203-10.
Wu G. A., Prochnik S., Jenkins J., et al. (2014), Sequencing of diverse mandarin, pummelo
and orange genomes reveals complex history of admixture during citrus domestication.
Nature biotechnology, pp. 656–662.
Wu J.,* Li LT., Li M., et al., (2014). High-density genetic linkage map construction and
identification of fruit-related QTLs in pear using SNP and SSR markers. Journal of
Experimental Botany, 11 p.
Wu Z., Burns J. (2000). Expression of polygalacturonase, bgalactosidase, chitinase, b-1, 3-
glucanase and expansin during mature fruit abscission of Valencia orange. Proceedings of
the International Society of Citriculture, pp. 689-690.
Wu Z., Burns J. K. (2004), A β-galactosidase gene is expressed during mature fruit
abscission of ‘Valencia’ orange (Citrus sinensis). Journal of experimental botany, 55, 402,
pp. 1483-1490.
Références bibliographiques
242
Wurgler-Murphy S. M., Saito H. (1997), Two-component signal transducers and MAPK
cascades. Trends in biochemical sciences, 22, 5, pp. 172-176.
Xu, Q. Chen, L.L. Ruan, X. Chen, D. et al. (2013). The draft genome of sweet orange
(Citrus sinensis). Nat.Genet. 45:1:59-66.
Yakushiji H., Morinaga K., Nonami H. (1998), Sugar accumulation and partitioning in
Satsuma mandarin tree tissues and fruit in response to drought stress. Journal of the
American Society for Horticultural Science, 123, 4, pp. 719-726.
Young R. E., Romani R. J., Biale J. B. (1962), Carbon dioxide effects on fruit respiration. II.
Response of avocados, bananas, & lemons. Plant Physiology, 37, 3, pp. 416.
Ytournel F., Gilbert H., Boichard D. (2008), Comment affiner la localisation d’un QTL?
INRA Prod. Anim, 21, 2, pp. 147-158.
Yuan R., Hartmond U., Kender W. J. (2001), Physiological Factors Affecting Response of
MatureValencia'Orange Fruit to CMN-Pyrazole. II. Endogenous Concentrations of Indole-3-
Acetic Acid, Abscisic Acid, and Ethylene. Journal of the American Society for Horticultural
Science, 126, 4, pp. 420-426.
Yuan R., Kender W. J., Burns J. K. (2003), Young Fruit and Auxin Transport Inhibitors
Affect the Response of MatureValencia'Oranges to Abscission Materials via Changing
Endogenous Plant Hormones. Journal of the American Society for Horticultural Science,
128, 3, pp. 302-308.
Yuan R., Wu Z., Kostenyuk I. A., et al. (2005), G-protein-coupled α2A-adrenoreceptor
agonists differentially alter citrus leaf and fruit abscission by affecting expression of ACC
synthase and ACC oxidase. Journal of experimental botany, 56, 417, pp. 1867-1875.
Zeng Z.-B. (1994), Precision mapping of quantitative trait loci. Genetics, 136, 4, pp. 1457-
1468.
Ziaf K., Nafees M., Saleem B. A., et al. (2004). Prospect of mechanical harvesting and
abscission in citrus. pp. 5.
243
Annexes
Annexes
244
1. Annexes des chapitres II et III
MEST9400,0CiC6315-011,5Ci02G082,9MEST3947,2CiC3567-0411,3CiC6022-0112,2CiC5256-0112,8CiC5825-0313,2CiC5825-0113,7CiC0607-0114,6CiC4827-0116,6CiC2110-01 CiC2110-0219,7
MEST05730,6CiC3739-0131,9
CiC5690-0141,2CiC1550-01 CiC1550-0244,0CiC1931-0444,6CiC2809-01 CiC2809-0249,3CiC2093-0350,4CiC2093-0251,4CiC1209-04 CiC5085-0152,4CiC1209-0252,7CiC5363-01 CiC5363-0853,7Ci04E02r53,8MEST090 CiC4643-02CiC3261-01 MEST246
54,0
CiC3519-0154,4CiC3573-0554,7CiC4643-0354,9CiC2810-02 CiC2810-0160,2CiC4581-0161,9CiC5816-0163,7CiC0749-0464,3CiC4614-0169,2CiC6233-0176,1CiC5766-0677,1MEST36279,0CiC4383-0383,0CiC4383-0183,6CiC5757-0184,8CiC6193-0985,7CiC5950-0386,7CiC6193-0187,1CiC6259-0188,9CiC6259-0389,4CiC2151-0389,8Ci03H0592,0CiC0599-0196,1TScMI331100,1CiC2648-03 CiC2648-01101,0CiC5459-04104,9MEST280108,2MEST354110,5CiC2790-03113,2MEST461117,8
GL1 clémentine
MEST9400,0CiC6315-011,5Ci02G082,9MEST3947,2CiC3567-0411,3CiC6022-0112,2CiC5256-0112,8CiC5825-0313,2CiC5825-0113,7CiC0607-0114,6CiC4827-0116,6CiC2110-01 CiC2110-0219,7
MEST05730,5CiC3739-0131,9
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54,0
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MEST461118,5
GL1 consensus
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MEST05730,5CiC3739-0131,9
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54,0
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CiC2790-03113,1
MEST461118,5
GL1 consensus
MEST3940,0
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CiC3739-0124,2
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CiC0749-0460,2
CiC4614-0166,5
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MEST36279,9
CiC6259-0392,3
GL1 mandarine
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CiC2590-1165,8
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105,0
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GL2 clémentine
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CiC3315-012,8
ci02d0911,4
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GL2 consensus
CiC1723-010,0
CiC3315-012,8
ci02d0911,4
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GL2 Consensus
CiC1723-010,0
ci02d0912,3
CiC4905-0123,4Ci04H01b25,3
MEST26836,9CiC5702-0138,0
CiC5682-0145,7CiC1119-0146,1CiC5785-01 CiC4303-0147,2CiC5609-02 CiC5609-0148,0CiC3452-0348,4CiC1119-0348,9
Ci03B0560,1
CiC0301-0263,6
CiC5355-0581,7
CiC4440-0384,7CiC4440-0186,7
CiC3712-01 CiC3712-0494,4CiC2506-0195,8
CiC2533-030,0
CiC5465-016,6
CiC0780-0113,2
GL2 mandarine
Annexes
245
MEST4690,0MEST2620,9CiC3931-043,3CiC0928-063,5CiC2524-044,7CiC0580-066,1CiC0580-056,5CiC3742-046,6MEST2569,7MEST24410,6CiC1876-0311,6CiC2434-0112,6CiC0892-0117,8MEST36918,3CiC0308-0219,9CiC5173-0120,5CiC5948-0321,8CiC5626-0323,6CiC1155-0132,5MEST37034,5CiC2373-0136,6CiC4858-0139,4CiC4857-0340,5CiC0021-0144,5CiC3948-0449,4CiC6314-14 CiC4598-0152,6MEST47059,1CiC3873-0362,7CiC3873-0262,8MEST44463,7CiC4831-0166,1CiC5513-0266,3CiC3863-0266,5CiC6391-0266,8CiC6391-0367,0CiC4125-0367,3CiC6243-01 CiC6243-0369,0CiC1229-0569,6CiC1229-0169,7CiC6116-0470,7CiC0528-0772,2CiC4385-0172,6CiC4950-0673,0CiC4681-0573,3CiC4681-0273,6CiC1566-0374,1CiC1840-0174,2CiC0281-1074,3CiC0281-1274,4CiC1766-0175,0CiC1663-0577,4CiC1341-01 CiC0804-0677,7CiC3248-0678,0CiC3388-01 CiC1025-0478,8CiC3518-0379,0CiC0502-0179,3HKT1c800F14182,1CiC0868-0183,1CiC0868-0283,4CiC2945-0183,7CiC5091-1384,3CiC5737-0687,5CiC6128-0687,8CiC0843-0188,6CiC4613-0189,6CiC4613-02 CiC0843-1789,9CiC5796-1291,2CiC5796-0391,3CiC0264-0194,6CiC4893-0195,0CiC4894-0995,6CiC1459-0296,8CiC5774-0196,9CiC1459-0397,2CiC0748-0199,5CiC0748-02103,4MEST307106,5
MEST9980,0
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MEST15717,6
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CiC2507-01 CiC2507-0325,1CiC1997-0126,6CiC6294-0328,0CiC6294-0228,8CiC4576-0230,9
GL3 clémentine
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78,5
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MEST9980,0
CiC1991-014,8
CiC3532-01 CiC3532-028,5CiC3650-0110,5CiC1453-0111,6
MEST15717,6
CiC2644-01 CiC5266-0222,1
CiC2507-01 CiC2507-0325,1CiC1997-0126,6CiC6294-0328,0CiC6294-0228,8CiC4576-0230,9
GL3 consensus
MEST2440,0MEST4691,7MEST2622,8CiC3931-045,3CiC0928-065,5CiC2524-046,6CiC0580-06 CiC0580-057,9CiC3742-048,3CiC1876-0312,2CiC2434-0112,3CiC0308-02 CiC0892-0118,1CiC5173-0118,8CiC5948-0321,8CiC5626-0323,6CiC1155-0132,3MEST37034,2CiC2373-0136,4CiC4858-0139,2CiC4857-0340,2CiC0021-0144,2CiC3948-0449,3CiC6314-14 CiC4598-0152,4CiC5091-1356,7CiC3873-03 CiC3873-0262,2MEST44463,8CiC4831-0165,2CiC5513-0265,6CiC3863-0266,0CiC6391-0266,3CiC4125-0366,8CiC6391-0367,0MEST51168,3CiC6243-0368,5CiC6243-0168,7CiC1229-0569,3CiC1229-0169,4CiC6116-0470,6CiC0528-0771,9CiC4385-0172,3CiC4950-0672,5CiC4681-0573,0CiC4681-0273,3CiC1566-0373,8CiC1840-0173,9CiC0281-12 CiC0281-1074,1CiC1766-0174,7CiC1663-0576,8CiC0804-06 CiC1341-0177,5CiC3248-0677,7CiC3388-01 CiC1025-04CiC3518-03
78,5
CiC0502-0179,0HKT1c800F14181,9CiC0868-0182,8CiC0868-0282,9CiC2945-0183,6CiC5737-0687,0CiC6128-0687,4CiC0843-0188,2CiC4613-0189,2CiC4613-0289,3CiC0843-1789,5CiC5796-1290,8CiC5796-0391,3CiC0264-0193,6CiC4893-0194,5CiC4894-0994,9CiC1459-0296,2CiC5774-0196,4CiC1459-0396,6CiC0748-0198,9CiC0748-02102,7MEST307107,6
MEST9980,0
CiC1991-014,8
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MEST15717,6
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GL3 consensus
MEST2440,0MEST4692,1MEST2623,6CiC3742-046,4CiC0580-066,7CiC0580-056,8CiC2524-047,3CiC0928-068,2CiC3931-048,6CiC1876-0312,2
CiC0892-0118,1
CiC5948-0321,5CiC5626-0323,5
CiC1155-0132,7MEST37034,9
CiC4858-0139,8CiC4857-0340,9
CiC0021-0145,2
CiC3948-0450,7
CiC6314-14 CiC4598-0154,1
MEST51166,3
CiC5513-0270,3
MEST47078,5
CiC4681-0585,9CiC4681-0286,8CiC0281-1287,7
CiC1663-0591,9
CiC2945-01100,2
CiC4613-02109,0
MEST307114,8
CiC4894-09122,0
CiC1991-010,0
CiC3532-01 CiC3532-023,8CiC3650-015,8CiC1453-016,9
CiC2644-01 CiC5266-0217,1CiC2507-01 CiC2507-0320,1CiC1997-0121,6CiC6294-0323,0CiC6294-0223,8CiC4576-0225,9
GL3 mandarine
MEST2660,0CiC4975-03 CiC4975-013,3CHI-M-1703,6CiC3879-025,6CiC4240-046,9CiC5481-067,3CHI-M-1048,1CiC1428-058,7CiC6458-128,8CiC5181-03 CiC2840-019,2CiC5078-079,9CiC5261-0111,3CiC3275-0212,7CiC5072-02 CiC5072-0112,9CiC4884-0113,3CiC2470-0113,6CiC2693-0114,1CiC2824-0116,6CiC2824-0416,8CiC1646-0518,0CiC1646-0718,3CiC5492-1019,4CiC5365-0126,0CiC1123-0128,3CiC2788-0930,5CiC1505-0232,2CiC1216-0432,6MEST53034,6MEST42535,6CiC3740-0237,3CiC3740-0137,7CiC5535-0140,5CiC5274-0142,8CiC4542-0143,3CiC3546-0448,9CiC3546-0649,0
CiC5534-0256,9
CiC0345-0260,0CiC3352-0162,4CiC0744-0164,1CiC0744-0765,1CiC5851-0165,5
CiC1478-0172,9CiC1478-0273,1
Ci03G0578,3
CiC0446-0281,5
CiC0446-0183,3
ci02D04b90,6CiC3459-0391,8CiC6324-0392,3CiC6324-0192,4CiC6213-0292,9CiC6213-0796,0
GL4 clémentine
CHI-M-1700,0CiC4975-03 CiC4975-010,4CiC3879-021,2CiC0277-031,7CiC4240-043,0CiC5481-063,6CiC0279-034,4CiC6458-125,0CiC1428-055,2CiC4112-025,3CiC2840-015,6CiC5181-035,7CiC5078-076,0CHI-M-1046,7CiC5261-017,4CiC3275-029,3CiC5072-019,4CiC5072-029,8CiC4884-019,9CiC2693-0110,6CiC2470-0111,2CiC2824-0113,0CiC2824-0413,3CiC1646-0514,4CiC1646-0714,7CiC5492-1017,9CiC5365-0121,5CiC1123-0122,5CiC5492-0425,1CiC2788-0927,6CiC1505-0228,8CiC1216-0429,2MEST53031,1CiC3740-0233,3CiC3740-0134,7MEST42536,5CiC5535-0138,3CiC5274-0140,3CiC4542-0141,6CiC3546-0646,0CiC3546-0446,1CiC5534-0253,3CiC0345-0256,6CiC3352-0158,6CiC0345-0359,3CiC0744-0161,0CiC0744-0761,4CiC5851-0161,9CiC1478-0169,4CiC1478-0270,0Ci03G0574,9CiC0446-0278,1CiC0446-0180,0
ci02D04b87,1CiC6324-0388,7CiC6324-0188,8CiC6213-0289,4CiC3459-0390,4CiC6213-0792,5
GL4 consensus
CHI-M-1700,0CiC4975-03 CiC4975-010,4CiC3879-021,2CiC0277-031,7CiC4240-043,0CiC5481-063,6CiC0279-034,4CiC6458-125,0CiC1428-055,2CiC4112-025,3CiC2840-015,6CiC5181-035,7CiC5078-076,0CHI-M-1046,7CiC5261-017,4CiC3275-029,3CiC5072-019,4CiC5072-029,8CiC4884-019,9CiC2693-0110,6CiC2470-0111,2CiC2824-0113,0CiC2824-0413,3CiC1646-0514,4CiC1646-0714,7CiC5492-1017,9CiC5365-0121,5CiC1123-0122,5CiC5492-0425,1CiC2788-0927,6CiC1505-0228,8CiC1216-0429,2MEST53031,1CiC3740-0233,3CiC3740-0134,7MEST42536,5CiC5535-0138,3CiC5274-0140,3CiC4542-0141,6CiC3546-0646,0CiC3546-0446,1CiC5534-0253,3CiC0345-0256,6CiC3352-0158,6CiC0345-0359,3CiC0744-0161,0CiC0744-0761,4CiC5851-0161,9CiC1478-0169,4CiC1478-0270,0Ci03G0574,9CiC0446-0278,1CiC0446-0180,0ci02D04b87,1CiC6324-0388,7CiC6324-0188,8CiC6213-0289,4CiC3459-0390,4CiC6213-0792,5
GL4 consensus
CiC6177-040,0
CiC0277-0212,7
CHI-M-17023,7
CiC0279-0328,4CiC4112-0229,2CiC1428-0529,6CiC6458-1229,7CiC5181-03 CiC2840-0130,1CiC5078-0730,3CiC3275-0233,8CiC5072-0134,0CiC5072-0234,4CiC4884-0134,5CiC2693-0135,2CiC2824-0137,8CiC2824-0438,1CiC1646-0539,3CiC1646-0739,6CiC5492-1040,9CiC5365-0148,1CiC1123-0150,2CiC5492-0453,1CiC2788-0954,4CiC1505-0255,6CiC1216-0456,1MEST53058,2CiC3740-0161,4MEST42562,6CiC5535-0164,2CiC5274-0166,9CiC3546-0674,0CiC3546-0474,1CiC5534-0282,6CiC3352-0188,4CiC5851-0192,2
CiC1478-0299,9
Ci03G05105,1
CiC0446-01110,3
CiC3459-03118,3
ci02D04b125,9
GL4 mandarine
Annexes
246
CiC0181-010,0CiC5362-050,5CiC0094-02 CiC4633-07CiC4652-02
2,9
CiC3736-093,0CiC1891-013,9CiC1891-024,0
MEST38018,3
CiC4640-0822,2
CiC0799-1025,8CiC1135-0126,6
CiC4946-0229,6CiC1313-0230,3CiC5788-1630,9
MEST08843,0
CiC0004-0548,0
CiC5843-0350,6
CiC5842-0252,7CiC5391-0153,5
Ci02E0855,3
CiC1041-0157,5
CiC5718-0159,5
Ci07C0962,2CiC1426-0662,7CiC5132-0163,0CiC4796-0265,8CiC1426-0166,8CiC1945-0167,0CiC1638-0167,7CiC3536-0169,7
MEST05673,5CiC5485-0974,1
CiC1441-0178,2CiC1441-0579,0
GL5 clémentine
CiC1891-01 CiC1891-020,0CiC0094-02 CiC4633-070,7CiC3736-090,8CiC5362-052,6CiC0181-013,0
CiC1067-0210,9
MEST38016,2
CiC4640-0820,3
CiC1135-0124,5CiC0799-1026,4CiC1313-0227,7CiC4946-0228,4CiC5788-1629,0
MEST08839,5
CiC0004-0543,5
CiC5843-0346,1
CiC5842-0248,5CiC5391-0148,9
CiC1041-0152,8
CiC5718-0154,8
Ci07C0957,4CiC1426-0657,9CiC5132-0158,1
CiC4796-0261,4CiC1426-0162,0CiC1945-0162,7
CiC4152-0265,4CiC3536-0165,7MEST05667,7CiC5485-0968,8CiC1638-0169,9
CiC1441-0173,2CiC1441-0573,9
Ci02E0878,4
GL5 consensus
CiC1891-01 CiC1891-020,0CiC0094-02 CiC4633-070,7CiC3736-090,8CiC5362-052,6CiC0181-013,0
CiC1067-0210,9
MEST38016,2
CiC4640-0820,3
CiC1135-0124,5CiC0799-1026,4CiC1313-0227,7CiC4946-0228,4CiC5788-1629,0
MEST08839,5
CiC0004-0543,5
CiC5843-0346,1
CiC5842-0248,5CiC5391-0148,9
CiC1041-0152,8
CiC5718-0154,8
Ci07C0957,4CiC1426-0657,9CiC5132-0158,1
CiC4796-0261,4CiC1426-0162,0CiC1945-0162,7
CiC4152-0265,4CiC3536-0165,7MEST05667,7CiC5485-0968,8CiC1638-0169,9
CiC1441-0173,2CiC1441-0573,9
Ci02E0878,4
GL5 consensus
CiC3234-020,0
CiC5438-044,9
MEST38014,9
CiC0799-1022,2
MEST22430,4
CiC3282-0140,1
CiC0004-050,0
CiC5843-032,4
CiC5391-015,7
CiC1041-019,8
CiC5718-0111,8
Ci07C0915,2
CiC1426-0120,5
Ci02E080,0
MEST0562,2
CiC3536-017,0
CiC1638-019,5
GL5 mandarine
CiC0265-020,0CiC3918-06 CiC0265-011,1
CiC4356-06 CiC0304-015,7CiC2635-066,2CiC2635-048,2CiC4993-039,5
CiC1702-0213,5
CiC1203-0521,7CiC1203-0121,8CiC0204-0121,9
CiC4048-0125,2
MEST39233,1
CiC0977-0949,6CiC0977-0249,7CiC2406-0150,1CiC5814-0150,9CiC1596-0151,5CiC2128-0151,7MEST34653,0CiC3448-07 CiC3448-0655,7CiC5260-0157,7CiC4015-0258,6CiC5260-02 CiC4015-0359,1Ci04E0260,2MEST48861,5PSY-M-28962,1CiC4747-0262,7CiC4747-0662,9CiC0771-0163,6CiC0550-1063,8CiC0771-0364,2CiC3056-0264,8CiC5874-0565,2CiC2011-0266,2CiC2011-0566,3CiC6320-0467,8CiC6320-0267,9CiC0474-0170,0CiC6288-0472,5CiC6288-0272,7CiC0475-0773,5CiC0521-0174,6CiC2931-0575,1CiC2931-0175,3CiC3334-0180,4CiC0948-0580,5CiC0948-0181,3AocM50382,4CiC4370-01 CiC4370-0284,3CiC4689-0485,2CiC4689-0285,5CiC3394-0185,6
GL6 clémentine
CiC0265-020,0CiC3918-06 CiC0265-011,1
CiC4356-06 CiC0304-015,7CiC2635-066,2CiC2635-048,2CiC4993-039,5
CiC1702-0213,5
CiC1203-0521,7CiC1203-0121,8CiC0204-0121,9
CiC4048-0125,2
MEST39233,1
CiC0977-0949,6CiC0977-0249,7CiC2406-0150,1CiC5814-0150,9CiC1596-0151,5CiC2128-0151,7MEST32653,0CiC3448-07 CiC3448-0655,7CiC5260-0157,7CiC4015-0258,6CiC5260-02 CiC4015-0359,1Ci04E0260,2MEST48861,5PSY-M-28962,1CiC4747-0262,7CiC4747-0662,9CiC0771-0163,6CiC0550-1063,8CiC0771-0364,2CiC3056-0264,8CiC5874-0565,2CiC2011-0266,2CiC2011-0566,3CiC6320-0467,8CiC6320-0267,9CiC0474-0170,0CiC6288-0472,5CiC6288-0272,7CiC0475-0773,5CiC0521-0174,6CiC2931-0575,1CiC2931-0175,3CiC3334-0180,4CiC0948-0580,5CiC0948-0181,3AocM50382,4CiC4370-01 CiC4370-0284,3CiC4689-0485,2CiC4689-0285,5CiC3394-0185,6
GL6 consensus
CiC0265-020,0CiC3918-06 CiC0265-011,1
CiC4356-06 CiC0304-015,7CiC2635-066,2CiC2635-048,2CiC4993-039,5
CiC1702-0213,5
CiC1203-0521,7CiC1203-0121,8CiC0204-0121,9
CiC4048-0125,2
MEST39233,1
CiC0977-0949,6CiC0977-0249,7CiC2406-0150,1CiC5814-0150,9CiC1596-0151,5CiC2128-0151,7MEST32653,0CiC3448-07 CiC3448-0655,7CiC5260-0157,7CiC4015-0258,6CiC5260-02 CiC4015-0359,1Ci04E0260,2MEST48861,5PSY-M-28962,1CiC4747-0262,7CiC4747-0662,9CiC0771-0163,6CiC0550-1063,8CiC0771-0364,2CiC3056-0264,8CiC5874-0565,2CiC2011-0266,2CiC2011-0566,3CiC6320-0467,8CiC6320-0267,9CiC0474-0170,0CiC6288-0472,5CiC6288-0272,7CiC0475-0773,5CiC0521-0174,6CiC2931-0575,1CiC2931-0175,3CiC3334-0180,4CiC0948-0580,5CiC0948-0181,3AocM50382,4CiC4370-01 CiC4370-0284,3CiC4689-0485,2CiC4689-0285,5CiC3394-0185,6
GL6 consensus
CiC2159-010,0CiC5805-011,2
MEST1915,2
CiC4993-0311,8
CiC1702-0216,0
CiC1203-0524,7CiC1203-0124,8CiC0204-0124,9MEST13227,0CiC4048-0128,1
MEST39236,0
CiC0977-09 CiC0977-0252,2CiC2406-0152,6CiC5814-0153,4CiC1596-0154,0CiC2128-0154,2CiC3448-07 CiC3448-0657,9CiC5260-0159,9CiC4015-0260,8CiC4015-03 CiC5260-0261,3Ci04E0262,3MEST48863,7PSY-M-28964,3CiC4747-0264,9CiC4747-0665,1CiC0771-0165,8CiC0550-1066,0CiC0771-0366,4CiC3056-0267,0CiC5874-0567,4CiC2011-0268,4CiC2011-0568,5CiC6320-0470,0CiC6320-0270,1CiC0474-0172,2CiC6288-0474,7CiC6288-0274,9CiC0475-0775,7CiC0521-0176,7CiC2931-0577,3CiC2931-0177,5CiC3334-0182,5CiC0948-0582,7CiC0948-0183,5AocM50384,6CiC4370-02 CiC4370-0186,5CiC4689-0487,4CiC4689-0287,7CiC3394-0187,8
GL6 mandarine
Annexes
247
00
Ci02D030,0
MEST4642,7
CiC1444-039,5
CiC1436-0111,7CiC5938-0112,0CiC5037-0113,3CiC4310-0114,1
CiC1811-02 CiC3431-0616,4CiC3674-0216,5
CiC0832-0126,1
CiC6306-0128,7CiC2401-0229,3
CiC5979-0847,8CiC3503-0149,1CiC3503-0249,4
CiC5471-0151,2
CiC1858-0152,8
Ci03B0758,6
CiC0215-0165,3
GL7 clémentine
Ci02D030,0
MEST4642,7
CiC1444-039,5
CiC1436-0111,7CiC5938-0112,0CiC5037-0113,3CiC4310-0114,2
CiC1811-0216,4CiC3431-06 CiC3674-0216,5
CiC0832-0126,1
CiC6306-0128,7CiC2401-0229,3
CiC5979-0340,3
CiC5979-0847,8CiC3503-0149,1CiC3503-0249,3
CiC5471-0151,3
CiC1858-0152,8
Ci03B0758,7
CiC0215-0165,3
GL7 consensus
Ci02D030,0
MEST4642,7
CiC1444-039,5
CiC1436-0111,7CiC5938-0112,0CiC5037-0113,3CiC4310-0114,2
CiC1811-0216,4CiC3431-06 CiC3674-0216,5
CiC0832-0126,1
CiC6306-0128,7CiC2401-0229,3
CiC5979-0340,3
CiC5979-0847,8CiC3503-0149,1CiC3503-0249,3
CiC5471-0151,3
CiC1858-0152,8
Ci03B0758,7
CiC0215-0165,3
GL7 consensus
CiC0832-010,0
CiC6306-012,3CiC2401-022,9
CiC5226-0227,3
Ci03B0732,1
CiC5471-0138,8
CiC3503-0240,8
GL7 mandarine
Ci01F04a0,0CiC4368-011,4
CiC1014-037,6CiC0773-018,0
CiC0598-0111,9CiC0640-0313,0
MEST08621,4CiC1412-0122,4
CiC5164-0225,8CiC2458-0226,6CiC3490-0127,5CiC3474-0228,5
CiC1208-0147,0CiC0765-0350,0CiC0765-0150,1LCY2-P-24350,4LCY2-M-37650,7
CiC0100-0455,6
CiC4853-0159,3CiC4853-0459,7
ci02c0979,4
MEST00598,3
GL8 clémentine
MEST0050,0CiC4368-011,4
Ci01F04a5,4
CiC1014-038,6CiC0773-018,9
CiC0598-0112,4CiC0640-0313,8
MEST08618,0ci02c0919,1
CiC1412-0124,0CiC5164-0227,1CiC2458-0227,9CiC3490-0128,6CiC3474-0229,0
CiC4853-0141,9
CiC0100-0444,8
LCY2-M-37649,4LCY2-P-24349,8CiC0765-0150,1CiC0765-0350,3CiC1208-0153,3ci03b0356,5
MEST50365,1
GL8 consensus
MEST0050,0
CiC4368-011,4
Ci01F04a5,4
CiC1014-038,6CiC0773-018,9
CiC0598-0112,4
CiC0640-0313,8
MEST08618,0ci02c0919,1
CiC1412-0124,0
CiC5164-0227,1CiC2458-0227,9CiC3490-0128,6CiC3474-0229,0
CiC4853-0141,9
CiC0100-0444,8
LCY2-M-37649,4LCY2-P-24349,8CiC0765-0150,1CiC0765-0350,3
CiC1208-0153,3
ci03b0356,5
MEST50365,1
GL8 consensus
CiC4790-010,0
MEST00510,9
CiC4368-010,0
CiC1014-036,4CiC0773-016,8
CiC0640-0311,5MEST08612,7
Ci01F04a17,0
CiC1412-0119,8
CiC3490-0123,0CiC2458-0223,8CiC5164-0224,5
CiC0100-0441,0
LCY2-M-37645,7LCY2-P-24346,1CiC0765-0146,4CiC0765-0346,6
CiC1208-0149,6
ci03b0353,1
MEST50361,4
GL8 mandarine
Annexes
248
Annexe 1. Comparaison de la linéarité des marqueurs de chaque groupe de liaison entre la
carte consensus et la carte de référence
ci02B070,0MEST2911,5Ci08B083,1CiC4155-014,0CiC4876-074,7CiC5725-085,5CiC5725-025,9CiC0025-026,1CiC0851-126,4CiC0251-037,0
CiC5087-03 CiC5087-0115,6CiC5332-0116,7
CiC6235-0123,1
MEST49427,5
MEST01631,9
CiC6249-0244,4CiC6249-0145,1CiC3579-0655,7CiC3074-0257,2CiC1260-01 CiC5003-0158,3CiC4465-0858,5CiC4120-0159,0CiC0604-0159,3CiC5860-0259,4CiC3653-01 CiC3653-0259,6CiC1873-0359,8CiC5414-0360,0CiC5781-04 CiC4570-01CiC0019-05 CiC4102-03
60,1
CiC2717-01 CiC3890-02CiC2518-02 CiC5833-02CiC2518-04 LCYB-M-201
60,2
CiC3780-0660,4CiC4244-0260,5CiC5118-0160,6CiC4175-0660,9CiC4620-0761,0CiC3946-0361,5CiC5860-0161,9CiC3258-0262,7CiC3258-0363,3MEST14964,3MEST30965,0CiC5567-0165,5MEST120168,0CiC0046-0270,2CiC0518-0176,1CiC2768-0181,2CiC5692-0183,1CiC2938-0283,8CiC5089-06 CiC0466-0186,9CiC4473-0187,4CiC5089-0288,7
GL9 clémentine
ci02B070,0MEST2911,7CiC4155-014,0CiC4876-074,6Ci08B085,2CiC5725-085,7CiC5725-026,0CiC0851-126,6CiC0251-03 CiC0025-027,2
CiC5087-0315,7CiC5087-0115,9CiC5332-0117,0
MEST24020,8
CiC6235-0123,6
MEST49427,5
MEST01633,8
CiC6249-0244,9CiC6249-0145,6MEST120153,2CiC3579-0656,7CiC3074-0258,2CiC1260-01 CiC4465-0859,2CiC5003-0159,7CiC4120-0160,3CiC0604-0160,4CiC5860-02 CiC3653-0260,5CiC3653-0160,7CiC1873-0360,9CiC5414-03 CiC5781-04CiC4570-01
61,1
CiC0019-05 CiC4102-03CiC2717-01 CiC5833-02CiC2518-04 CiC2518-02CiC3890-02
61,2
LCYB-M-20161,3CiC3780-0661,5CiC5118-01 CiC4244-0261,6CiC4175-0661,9CiC4620-0762,1CiC3946-0362,6CiC5860-0163,1CiC3258-0264,0CiC3258-0364,4CiC5567-0165,0MEST14965,7MEST30966,4Ci08C0568,0CiC0046-0271,1CiC0518-0177,0CiC2768-0181,9CiC5692-0184,0CiC2938-0284,7CiC5089-06 CiC0466-0187,8CiC4473-0188,3CiC5089-0289,5
GL9 consensus
ci02B070,0MEST2911,7CiC4155-014,0CiC4876-074,6Ci08B085,2CiC5725-085,7CiC5725-026,0CiC0851-126,6CiC0251-03 CiC0025-027,2
CiC5087-0315,7CiC5087-0115,9CiC5332-0117,0
MEST24020,8
CiC6235-0123,6
MEST49427,5
MEST01633,8
CiC6249-0244,9CiC6249-0145,6MEST120153,2CiC3579-0656,7CiC3074-0258,2CiC1260-01 CiC4465-0859,2CiC5003-0159,7CiC4120-0160,3CiC0604-0160,4CiC5860-02 CiC3653-0260,5CiC3653-0160,7CiC1873-0360,9CiC5414-03 CiC5781-04CiC4570-01
61,1
CiC0019-05 CiC4102-03CiC2717-01 CiC5833-02CiC2518-04 CiC2518-02CiC3890-02
61,2
LCYB-M-20161,3CiC3780-0661,5CiC5118-01 CiC4244-0261,6CiC4175-0661,9CiC4620-0762,1CiC3946-0362,6CiC5860-0163,1CiC3258-0264,0CiC3258-0364,4CiC5567-0165,0MEST14965,7MEST30966,4Ci08C0568,0CiC0046-0271,1CiC0518-0177,0CiC2768-0181,9CiC5692-0184,0CiC2938-0284,7CiC5089-06 CiC0466-0187,8CiC4473-0188,3CiC5089-0289,5
GL9 consensus
ci02B070,0
Ci08B085,2
CiC0025-027,9
CiC5087-0319,2
MEST24022,1
CiC6235-0126,7
MEST49428,4
MEST01635,0
CiC3780-060,0CiC3946-031,3CiC4620-072,3CiC0604-014,2CiC4120-014,7CiC1260-015,9
Ci08C0511,2
CiC0046-0216,9
CiC0518-0120,9
CiC5692-0127,5
CiC5089-06 CiC0466-0131,2CiC4473-0131,7
GL9 mandarine
Annexes
249
Annexe 2. Résumé des valeurs des caractères mesurés au sein de la population et des deux
parents, clémentinier et mandarinier à chacune des 4 dates de mesure
Population clémentinier × mandarinier
Caractère Date de
prélèvement
Moyenne
de la
mandarine
Moyenne
de la
clémentine
Moyenne
de la
population
Ecart type Min Max
Masse du fruit
(g)
Octobre 2011 26.2 33.6 24.4 7.1 13.8 49.8
Novembre 2011 44.7 56.7 44.3 16.7 17.2 90.7
Janvier2012 69.6 75 57.0 17.2 15.1 108.2
Février 2012 85.1 81.0 60.1 17.3 19.7 107.9
Pourcentage
du jus (g)
Octobre 2011 26.3 22.8 19.1 7.0 3.2 39.6
Novembre 2011 45.5 40.8 31.8 7.8 9.0 46.5
Janvier2012 51.8 39.0 31.2 8.6 6.8 48.1
Février 2012 50.1 39.3 28.0 10.1 2.6 80.9
pH
Octobre 2011 3.3 3.4 3.4 0.3 1.1 4.0
Novembre 2011 3.1 3.8 3.6 0.3 3.1 5.0
Janvier2012 3.3 4.1 4.2 0.4 3.4 5.7
Février 2012 3.5 4.5 4.2 0.4 3.4 5.1
TSS (°Brix)
Octobre 2011 6.8 7.4 2.7 1.3 2.9 9.8
Novembre 2011 7.0 8.3 6.1 1.1 4.7 10.7
Janvier2012 9.6 10.0 8.7 1.4 5.1 14.4
Février 2012 10.5 10.2 9.1 1.4 5.2 14.1
Acidité
(g/100g)
Octobre 2011 4.9 2.5 1.4 0.8 0.8 4.6
Novembre 2011 2.7 1.1 1.3 0.5 0.5 3.0
Janvier2012 1.6 0.5 0.7 0.3 0.2 2.4
Février 2012 1.3 0.4 0.7 0.3 0.2 1.6
Force de
détachement
du fruit (N)
Octobre 2011 30.4 46.5 28.2 8.0 9.7 43.8
Novembre 2011 23.9 43.2 22.2 7.9 3.1 42.2
Janvier2012 27.3 36.7 23.2 7.2 8.5 44.8
Février 2012 33.2 31.0 20.5 9.1 2.9 43.1
Diamètre
équatorial
(mm)
Octobre 2011 - - - - - -
Novembre 2011 44.7 48.0 43.8 6.0 32.2 58.7
Janvier2012 52.1 59.6 49.0 5.3 30.7 61.6
Février 2012 56.6 56.9 50.1 5.4 33.0 60.4
Diamètre
polaire
(mm)
Octobre 2011 - - - - - -
Novembre 2011 38.5 43.9 39.1 5.4 29.7 53.2
Janvier2012 42.8 52.7 42.0 5.7 26.9 57.8
Février 2012 46.1 50.3 42.6 5.7 30.6 57.2
Largeur du
pédoncule
(mm)
Octobre 2011
Novembre 2011 2.4 3.0 2.7 0.4 1.9 3.8
Janvier2012 2.5 3.3 2.5 0.4 1.5 3.4
Février 2012 2.3 2.8 2.7 0.4 1.7 3.5
Annexes
250
CCI
Octobre 2011 - - - - - -
Novembre 2011 -14.0 -7.1 -9.1 7.4 -25.1 4.9
Janvier2012 -1.3 1.0 4.1 3.7 -7.0 11.0
Février 2012 4.7 8 5.5 2.6 -3.9 10.4
Indice de
couleur b*
Octobre 2011 - - - - - -
Novembre 2011 -16.1 -12.8 -9.1 7.5 -18.8 19.8
Janvier2012 -4.0 34.7 16.6 11.9 -9.1 35.9
Février 2012 18.5 35.3 21.6 8.9 -7.5 35.2
Indice de
couleur b*
Octobre 2011 - - - - - -
Novembre 2011 28.0 36.6 34.5 14 12.3 63.3
Janvier2012 58.5 58.8 58.7 6.2 39.9 69.1
Février 2012 58.9 61.6 60.2 5.1 39.2 68.4 (-) pas des données
Annexes
251
Annexe 3. Comparaison des données climatiques sur deux campagnes de fructification successives 2011/2012 et 2012/2013
0
5
10
15
20
25
30
Tem
pé
ratu
re m
oye
nn
e (
°C)
2011/2012
2012/2013
0
200
400
600
800
1000
1200
1400
1600
De
gré
jou
r (°
C)
2011/2012
2012/2013
0
1000
2000
3000
4000
5000
6000
Rad
iati
on
so
lair
e g
lob
ale
(J/
cm2)
2011/2012
2012/2013
65
70
75
80
85
Hu
mid
ité
re
lati
ve (
%)
2011/2012
2012/2013
Annexes
252
2. Proceeding et participations aux congrès
Annexe 4. Proceeding publié dans Acta Horticulturae.1065, International Citrus Congress
Valencia, 2015
ABSCISSION STUDY DURING CITRUS FRUIT MATURATION IN
CORSICA: UNFAVORABLE ENVIRONMENTAL CONDITIONS FOR
FRUIT SHEDDING
Hajer Khefifi1,2
, M. Ben Mimoun 2, R. Morillon
1 and F. Luro
1
1INRA/CIRAD (UR 'GEQUA'/'APMV'), 20230 San Giuliano, France,
2INAT, 43, Avenue Charles
Nicolle 1082 -Tunis- Mahrajène, Tunisie
ABSTRACT
Citrus fruit development and ripening are complex processes involving
physiological and biochemical changes that are under hormonal, nutritional and
environmental control. One of the most evident phenomena in late maturation is
shedding of ripe fruit. A study made in Spain on sweet oranges showed that fruit
shedding was related to the increase of sugars content of fruit pulp juice. To investigate
this potential relationship between fruit abscission and internal maturity parameters we
investigated the fruit maturity process of 10 Clementine x Mandarin hybrids and 9
commercial sweet orange varieties with different maturity period. Morphological and
biochemical analyses (acidity, total soluble solids, fruit weight thickness of the flavedo,
thickness of the peduncle, external colo) were carried out on fruit sets of the different
varieties during the maturation process, from December to June. The abscission
initiation was evaluated by measuring the force required to detach the fruit of the
peduncle. Analysis showed that under the local conditions, abscission was generally not
expressed even through fruit maturation was evolving. Therefore, we suppose that even
though the local conditions have an important effect, abscission of citrus fruit results
also from environmental-genotype interactions. Moreover, evolution of abscission and
fruit parameters are not correlated suggesting the independence in the process of
maturation and abscission under the environmental conditions of Corsica.
Key words: Oranges, Fruit development, acidity, total soluble solid, Fruit drop, FDF
INTRODUCTION
Citrus fruit maturation is a well-coordinated and genetically determined biological
process involving sugar conversion, acids accumulation, biosynthesis of pigment, flavor and
aroma volatiles and changes in cell wall polysaccharide composition (Iglesias et al., 2007;
Ladaniya, 2008). All these physiological and biochemical changes occurring during fruit
maturation lead generally to fruit shedding in many varieties (Racsko et al., 2006). As other
non-climacteric fruit, the physiological maturity of citrus fruit corresponding to the
commercial maturity status happens on tree (Katz et al., 2004). Early citrus fruit shedding that
may occur before commercial maturity is reached remains a major problem for maturity citrus
cultivars in many producing countries. Therefore, to improve fruit production it is necessary
to evaluate the conditions of expression of the fruit drop taking account of climate and
genotype impact. Furthermore, limited information is available on the initiation of this process and
plant internal factors that cause this fruit drop. Some studies of this process during sweet orange
maturation show that there is a relationship between evolution in sugar and acidity
Annexes
253
concentration and fruit drop (Tadeo et al.,2007). For example the study conducted in sweet
oranges of the navel group under Valencia (Spain) conditions revealed a strong correlation
between the sugar accumulation and the Fruit Detachment Force drop. Indeed, meanwhile the
sugar concentration increases the FDF decreases leading to the shedding fruit. Thus, it is
suggested that sugars and acidity may also be implicated in the regulation of fruit abscission
that occurs in the end of maturation phase. Basing in this we propose that fruit shedding is
more or less related to the fruit parameter maturation.
The aim of the present work was to determine whether a possible correlation could be
established, depending of the investigated cultivar, between fruit maturation and abscission.
MATERIALS AND METHODS
Plant material
A progeny of 100 Clementine (C. clementina) x Mandarin Willow leaf (C. deliciosa)
hybrids and nine orange varieties (C. sinensis) with different maturity time were chosen: three
early varieties (‘Salustiana’,’Navelina’, ‘Hamlin’), three varieties of mid-season (‘Washington
navel’, ‘Shamouti’, ‘Moro’) and three late varieties (‘Navelate’, ‘Valencia late’, ‘Maltaise
blonde’). All genotypes were grafted on Carrizo citrange and were grown under the same
conditions in INRA-CIRAD collection at the INRA research unit in Corsica. Fruits were
harvested monthly from the southeast tree side. Fruits were selected by uniformity of size,
appearance and absence of abiotic and biotic stress symptoms. The sampling periods ranged
from 3 Oct 2011 to 7 Feb 2012 for Clementine x Mandarin hybrids and from 20 Dec 2011 to
31 May 2012 for commercial orange varieties.
Physical and chemical Measurements
Morphological and biochemical analyses (weight, polar and equatorial diameter,
external color, peduncle thickness, peel thickness, juice percentage, juice acidity and total
soluble solid (TSS)) were carried out monthly on fruit sets of the different varieties during the
maturation process. Nine fruits of each genotype were used for analysis.
Fruit acidity was determined along fruit growth by titration of 1 ml of fresh juice extract with
0.1M NaOH using automatic titrator. Total acidity was used as indirect measurement of the
citric acid concentration, the dominant acidic compound in citrus fruit juice and major
responsible of fruit acidity. The results were presented as melliequivalent of citrate. The
soluble solid content was determined by digital refractometry at room temperature. Fruit color
was measured through the CIE L*a*b* system using Minolta chroma-meter CR-200 (Minolta,
Ramsey, NJ).
Determination of fruit detachment force
Fruits were harvested from the trees with 5-7 cm attached stems. Fruit detachment
force (FDF) was determined by using a digital force gauge. Fruit stems were inserted into the
gauge and the stem pulled parallel to the fruit axis until it separated from the fruit. FDF was
expressed in Newtons.
Statistical Analysis
Statistical analyses were made with Statistica 10. Correlation coefficients and their
probabilities were analyzed with a Pearson’s correlation coefficient.
Annexes
254
RESULT AND DISCUSSION
Differences between citrus genotypes in term of FDF intensity
The FDF parameter varied between genotypes of the two populations especially in the
progeny (Fig.1). The intensity of FDF in February was on average higher for sweet oranges
than for the Clementine x Mandarin hybrids, which ranged from 105 N (‘Valencia late’) to 3
N (hybrid I6). The variation of FDF between orange varieties was lowest than observed in the
progeny. Between the smallest and the highest value, 3 and 10 folds changes were observed
for orange and hybrids of the progeny, respectively. This could be partially explained by the
degree of genetic variability between the two populations. Between oranges, the variability is
based on mutations while in progeny population, variability depends on allelic combinations
obtained by sexual cross. Then, the FDF may be under genetic control.
Fig. 1. Fruit detachment force determined for sweet oranges and few Clementine x Mandarin
hybrids in 02/20/2012
The ‘Maltaise blonde’ presents the lowest average value of the FDF while ‘Valencia
late’ presents the highest value (fig. 1A). These two varieties belong both to the late maturing
varieties group. The second homogenous group includes early maturing varieties (‘Navelina’,
‘Salustiana’, and ‘Hamlin’), mid-season maturing varieties (‘Shamouti,’ Washington Navel)
and late maturing varieties (‘Navelate’). No correlation between the intensity of the FDF and
the classification of varieties according to their maturity periods was observed. This result
suggests that fruit abscission measured through FDFs do not depend on the commercial fruit
maturation stage.
Annexes
255
Variation of FDF and fruit parameters during maturation stage
Contrary to the results obtained in Spain (Tadeo et al., 2007) and to our initial
hypothesis which supposed that FDFs gradually decrease during citrus fruit maturation
regardless the genotype studied, Fig.1 shows that this parameter did not change for most
varieties (‘Hamlin’, ‘Washington Navel’, ‘Salustiana’, ‘Valencia late’, ‘Navelate’,
‘Shamouti’) except for the ‘Maltaise blonde’ throughout all the experimental period. In
orchard, the decrease in FDF observed in the ‘Maltaise blonde’, a late maturing variety, was
traduced by the shedding of a high number of fruit. By the end of February, this variety lost
all their fruits. However, five months after this date the other varieties still retained their
fruits. For Clementine x Mandarin progeny, this parameter decreased for a few genotypes
(B5, C8, and N7) and remained constant for a large majority of the offspring and parents. In
parallel, TSS and acidity presented the same profile for all genotypes regardless of their FDF
behavior. In fact, when the concentration of soluble sugars increased, the acidity decreased
regardless of the biological material. These results suggest that the evolution of maturation
does not trigger fruit shedding under the environmental conditions of Corsica. These results
are not in agreement with the results obtained in Spain where the accumulation of sugar in the
juice of citrus fruit was closely related to pre-harvest abscission in sweet oranges of the navel
group. In fact, during maturation process in ‘Washington navel’ fruit under Spanish
conditions, from the beginning of august, the evolution curve of TSS shows an accelerated
slope revealing an acceleration of sugars accumulation which is accompanied by a rapid
decrease of FDF (Tadeo et al. 2007). The synchronization of these two events reveals a strong
relationship between the TSS, parameter of fruit maturation, and abscission. Under the
environmental conditions of Corsica, this kind correlation is not observed. The comparison of
the results of the two studies suggests the strong effect of the environmental conditions in fruit
maturation and by consequence, in abscission. Indeed, many studies showed that climatic
conditions have a very significant effect on fruit quality and in some cases this effect is more
predominant than any other factor including even genetic factors. For example, for the same
varieties, the accumulation speed of TSS varies under climatic conditions (Ladaniya, 2008).
Annexes
256
Fig. 2. Kinetic of FDF, TSS and acidity evolution during fruit maturation in sweet orange
varieties (left) and in the Clementine x Mandarin progeny (right)
Does fruit abscission represented by the decrease in FDF, depend on fruit characteristics or
maturity parameters?
The Pearson’s correlation coefficient between FDF and other fruit parameters varied
between 0.06 and 0.3 (Table 1). These results demonstrate that there is no significant
correlation between FDF and chemical parameters of maturation either in orange varieties or
in hybrids. Furthermore, fruit weight and peduncle thickness do not have any influence on
fruit abscission. Therefore we consider that FDF cannot be considered as dependent from the
parameters of maturation and fruit morphology investigated in this study.
Table 1. Pearson’s correlation coefficients between FDF and fruit parameters within
oranges and Clementine X Mandarin progeny
Fruit
weight
(g)
Peduncle
thickness
(mm)
% of
juice
TSS
(°Brix)
pH Acidity
(meq
citrate/100g
Fruit Pulp)
Maturity
index
Color
index
Oranges -0.1081 0.1156 -0.0710 -0.1819 -0.0904 0.0535 -0.0648 0.3709
Progeny 0.3823 0.2489 -0.0185 -0.0291 0.0623 -0.0522 0.0452 -0.0468
CONCLUSION
The local conditions of Corsica Island appear to be unfavorable for fruit abscission for
the majority of the sweet oranges, clementine, mandarin and their related hybrids. Fruit
Annexes
257
abscission is independent of juice sweetness and acidity evolution during fruit maturation.
These results suggest that the environment could have a significant effect on fruit abscission
and genotype x environment interactions could be the basis for the observed effect. Thus there
is still an intense effort that must be invested in order to obtain further information on citrus
fruit shedding during maturation.
ACKNOWLEDGEMENTS
This Work was supported by INRA, CIRAD and Carthage University.
REFERENCES
Iglesias, D.J. Cercós, M. Colmenero-Flores, JM. Naranjo, M.A. Ríos, G. Carrera, E. Ruiz-
Rivero, O. Lliso, I. Morillon, R. Tadeo, F.R. and Talon, M. 2007. Physiology of citrus
fruiting. Brazilian Journal of Plant Physiology.19: 333-362.
Katz, E. Lagunes, P.M. Riov, A.J. Weiss, D. and Goldschmidt, E. 2004. Molecular and
physiological evidence suggests the existence of a system II-like pathway of ethylene
production in non-climacteric Citrus fruit. Plantae. 219:243–252.
Ladaniya, S.M. 2008. Citrus fruit: Biology, technology and evaluation. Elsevier, USA.
Racsko, J. Soltész, M. Szabo, Z. and NyékiJ. 2006. Fruit drop: II.Biological background
of flower and fruit drop. International journal of horticulture science. 12: 13-108.
Tadeo, F.R. Simó, A. Agustí, J. Merelo, P.Iglesias, D.J. Usach, A. Boix, A. Buj, A. Bono,
R. and Talón, M. 2007. La abscisión de frutos maduros en naranjos dulces del grupo Navel
correlaciona con la acumulación de azúcares en el zumo. Levante Agricola. 4:1-7.
Annexes
258
Annexe 5. Poster présenté au congrès international des agrumes à Valence, Espagne, Novembre, 2012
Annexes
259
Annexe 6. Proceeding accepté par Acta Horticulturae, IHS, Brisbane, Août 2015
Effect of Environment on Citrus Fruit Abscission and Maturation
H. Khefif
1,2, FR. Tadeo
3, R. Selmane
2,M. Ben Mimoun
2, R. Morillon
1 and F. Luro
1
1INRA/CIRAD (UR 'GEQUA'/'APMV'), 20230 San Giuliano, France,
2INAT, 43, Avenue Charles Nicolle 1082 – Mahrajène, Tunis, Tunisia
3IVIA- 46113 Moncada, Valencia, Spain
Keywords: citrus orange, fruit quality, fruit shedding, climatic data, temperature
Abstract
Fruit shedding is an important cause of citrus fruit loss in different citrus-
producing areas in the world. This physiological process can occur in certain citrus
varieties during the final stage of fruit maturation. The fruit maturation process
interacts with the environment and more precisely with climatic factors such as
temperature. The interaction between citrus fruit abscission and climate is not known,
as well as the maturity parameters that induce fruit drop. To evaluate the effect of
environment on fruit maturation and abscission, a multi-site study was carried out in
Spain, Tunisia and Corsica on six orange varieties. The examined parameters were fruit
detachment force (FDF), weight, diameter, colour, total soluble sugar (TSS) and
titratable acidity (TA). We observed that FDF did not evolve in the same way in the
three sites. While in Tunisia and in Spain it decreased, in Corsica, it remained constant
throughout the fruit maturation process whatever the orange variety. Variation of
temperature and radiation measured between the three sites cannot be the direct factors
controlling this fruit process. Moreover, FDF seems not to be dependent on the evolution
of any fruit quality parameters. Considering these results, fruit abscission and fruit
maturation could be two independent phenomena at least under the environmental
conditions in Corsica. Furthermore, we can assess the interaction between genotype,
environment and citrus fruit abscission.
INTRODUCTION
Maturation of citrus fruit pulp and peel is characterized by gradual changes in different
parameters such as Total soluble content (TSS), titratable acidity (TA), TSS/TA ratio, pulp
juice content and peel colour (Iglesias et al., 2007). All of these traits are known to be
modified by environmental factors such as temperature (Chelong and Sdoodee, 2013; Spiegel-
Roy and Goldschmidt, 1996). Oranges and more specifically those of the Navel group exhibit
a tendency to lose their fruits before the harvest period corresponding to the optimal maturity.
Although the preharvest drops are frequent in several citrus-producing areas, the
environmental effects in this process are still poorly documented. For a deeper understanding
of fruit maturation and abscission, the goal of our work was to identify what environmental
factors may influence fruit abscission as well as maturation.
MATERIALS AND METHODS
Plant Material
Experiments were conducted during the season (2012-2013) in three sites: Spain
(Valencia), France (Corsica) and Tunisia (Cap Bon). A total of six orange varieties with
different maturity periods were assessed by measuring the fruit-pedicel force detachment
(FDF) and fruit quality attributes. The chosen varieties were Navelina, Newhall Navel,
Annexes
260
Washington navel, Maltaise demi-sanguine, Lane late and Navelate. Twelve fruits were
randomly sampled from each cultivar every month along fruit development from October to
April. Orange trees are grafted on citrange Carrizo rootstock in Spain and France and on sour
orange in Tunisia.
Pedicel-Fruit Retention
FDF was measured in laboratory using a push-pull force gauge and it expressed in
Newton (N).
Fruit Quality Attributes
To follow fruit maturation physical and chemical parameters such as fresh fruit
weight, equatorial diameter, peel thickness, color index, firmness, juice percentage, acidity,
TSS were measured periodically. Fruit size was recorded with a weighing scale and fruit
weight and peel thickness with a caliper. Fruit color was measured through the CIE L*a*b
system using a Minolta chroma-meter CR 200 (Minolta, Ramsey, NJ). The fruit firmness was
measured in Tunisia and France with a digital penetrometer (Agrosta® 14) and in Spain with
a texturometer (INSTRON texturometer mod- 3343).The total acidity was determine by
titration with 0.1N NaOH and expressed as gram of citric acid by 100 g of fresh juice. The
total soluble solids content were determined by digital refractometer and expressed as °Brix.
Climatic Data
Climatic data was collected from meteorological stations located in each orchard. In
this work we proceeded to calculate cumulative degree days by using 13°C as the threshold of
temperature of vegetative growing (Ladaniya, 2008).
RESULT AND DISCUSSION
Fruit Maturation
In our study, fruits produced in Corsica, in Tunisia and in Spain did not present the
same quality by the end of maturation (Table1). Fruit morphological and biochemical
characteristics differed depending on the investigated site. In this experiment, in Corsica,
orange fruit were heavier than fruit collected in Tunisia. Regarding fruit firmness and peel
thickness, no significant difference between varieties cultivated in Tunisia and in Corsica was
observed. The fruit rind color index measured in Corsica was higher than in Spain. Orange
varieties cultivated under Tunisian and Spanish conditions were similar in juice percentage.
However, large differences regarding acidity and sweetness were measured (Table1). In fact,
we observed that fruit harvested originating from Corsican orchards were more acid than
fruits from Tunisia. Also, fruit collected from Spanish orchards were sweeter than those
collected in Corsica (Fig.2, Table1) while Tunisian fruits were characterized by earlier
maturity. These observations demonstrate the strong impact of environment on fruit
maturation and fruit quality as previously proposed Goldschmidt (2000) and Chelong and
Sdoodee (2013).
Fruit Abscission
To understand the influence of environment on fruit detachment force (FDF), we
compared data collected from the three sites. Significant differences were observed for FDF
of Washington navel depending of the orchards (Fig.1). This is was true for all other varieties
Annexes
261
(Data not shown). At an early stage of fruit maturation, 200 days after anthesis, the FDF was
higher in Spain than in the two other experimental sites. At the beginning of maturation
process which corresponds to 200 days after anthesis, FDF values ranged from 95N to131 N.
However, varieties in Corsica presented the lowest FDF (50 to 68 N). Interestingly, along the
maturation, FDF decreased in Spain and in Tunisia but not in Corsica whatever the varieties
and whatever their period of maturity. Under Corsican conditions, FDF was quite constant for
a quite long period. Even in July, 15 months after anthesis, the FDF was still quite important
(40 to 49 N). Meanwhile, by the end of maturation (300 days after anthesis), FDF in Tunisia
was below 20 N. For example, the FDF measured in March for the Maltaise demi-sanguine
was equal to 9 N (No Data not shown). These results strongly suggested that FDF is also
significantly influenced by the environmental factors. Tunisian and Spanish conditions are
associated to early fruit abscission and Corsican conditions delayed it.
Comparison of Environmental Conditions
Our finding strongly suggested the consistent effect of the environment on the two
processes: maturation and fruit shedding. Environment includes many variables such as
climatic factors, rootstocks and soils characteristics. According to Ladaniya (2008), the effect
of climatic factors is more predominant than any other factors. In our study, we compared
climatic data among sites in order to determine the reasons of the differences in fruit quality
and fruit abscission observed among the three sites. During the period of orange abscission in
Tunisia and Spain (February to March), temperature was the most variable factor with a great
range of variation between Corsica and the two other sites (Fig.3). In Tunisia, average
temperatures were higher than those in Spain and in Corsica. Therefore, varieties accumulated
more degree-days in Tunisia, while in Corsica, varieties accumulated the lowest degree-days
(Fig.3). According to Richardson (2000) and Ladaniya (2008), higher temperatures accelerate
the maturation process and decrease fruit acidity. Although the degree-days are an important
factor in fruit maturation, this factor did not appear to have a significant impact on fruit
abscission. However, a sudden decrease in the number of days showing a temperature lower
than 13°C was noticed in Spain and in Tunisia during the abscission period (No data shown).
This abrupt decline was not noticed in Corsica. Therefore we may suppose that thermal
variation could promote fruit abscission.
Did Maturation Have an Effect on Fruit Abscission?
For Washington navel and the other varieties, there was no difference in the TSS
curve shape among sites (Fig.2). In Tunisia, Spain and Corsica, this parameter evolved slowly
and in the same way along the maturation. In contrast to the results reported by Tadeo and co-
workers (2007) showing that the sugar accumulation in the juice (TSS) was the variable with
higher explanatory weight on the evolution of FDF along the fruit maturation period, our
results did not reveal any correlation between these parameters. Similarly, coefficient of
correlation between all the other fruits quality attributes and FDF were low; inferior to 0.6
(No data shown) suggesting an absence of specific relation between fruit maturation and
abscission.
CONCLUSION
The results of this study strongly suggested a great influence of the environment on
maturation and abscission. Both fruit quality and fruit attachment force changed depending on
the sites. Under Corsican conditions, abscission was not promoted. Temperature was the most
variable climatic parameter between the three sites hence the differences in degree-days.
Annexes
262
Although, the heat unit accumulated could explain the differences in fruit quality between
orchards, this parameter was not a suitable index to explain differences in fruit abscission.
However we may suppose that fruit shedding could be associated to the degree of thermal
variation measured in February and March. Our results showed also the absence of any
correlation between fruit maturation and fruit abscission, and therefore we conclude that fruit
abscission seemed to occur independently from fruit maturation.
ACKNOWLEDGMENTS
This work is part of Miss Khefifi’s PhD who was granted by CIRAD, INRA (France)
and the University of Carthage (Tunisia).
Literature Cited
Chelong, I. and Sdoodee, S. 2013. Effect of climate variability and degree-day on
development, yield and quality of Shogun (Citrus reticulate Blanco) in Southern
Thailand. Kasetsart J. (Nat.Sci.). 47:333-341.
Goldscmidt, E.E. 2000. Reassessment of climate effects on fruit maturation in Citrus towards
the development of a fruit maturation and quality model. Proc. Intl. Soc. Citricult.
IXCongr: 300-302.
Iglesias, D.J., Cercós, M., Colmenero-Flores, J.M., Naranjo, M.A., Ríos, G., Carrera, E.,
Ruiz-Rivero, O., Lliso, I., Morillon, R., Tadeo, F.R. and Talon, M. 2007. Physiology
of citrus fruiting. Brazilian Journal of Plant Physiol.19 (4): 333-362.
Ladaniya, S.M.2008. Citrus fruit: Biology, technology and evaluation. Elsevier, USA.
Richardson, A.C.2000. Temperature effects on the composition of Satsuma mandarins in New
Zealand. Proc. Intl. Soc. Citricult. IXCongr: 303-307
Spiegel-Roy, P and Goldschmidt, E.E. 1996. Biology of Citrus. Cambridge University Press,
UK.
Tadeo, F.R., Simó A, Agustí, J., Merelo, P.,Iglesias, D.J., Usach, A., Boix, A., Buj, A.,Bono,
R., Talón, M. 2007. La abscisión de frutos maduros en naranjos dulces del grupo
Navel correlaciona con la acumulación de azúcares en el zumo. Levante Agricola, 4:1-
7.
Tables
Table1. Fruit parameters measured at mid January in Corsica, Spain and Tunisia
Fruit
parameters
Site
Washington
navel
Navelina
Maltaise
demi
sanguine
Newhall
navel
Lane late
Navelate
Mean SE Mean SE Mean SE Mean SE Mean SE Mean SE
Fruit weight
(g)
Corsica 332.3 41.2 245.6 12.6 225.1 23 213 23 309 50 236.5 31.7
Spain 294.12 42 248 13.2 - - - - - - 239.7 23.4
Tunisia 226.6 33.2 219.7 10.1 170.6 25.4 197.4 67 209.6 39 - -
Firmness
(Kg/cm2 )
Corsica 6.8 2.3 6.1 1 5 1 6.4 0.8 6.5 3 6.6 2
Spain - - - - - - - - - - - -
Tunisia 7 0.7 5.4 1 6.5 0.5 7 1 6 1.8 - -
Colour peel
(CCI)
Corsica 38.9 6.2 50.7 5.2 33.5 8.3 73.2 24 28.5 14.4 35.3 5
Spain 10.1 1.7 16.1 1.8 - - - - - - 8.9 1
Tunisia - - - - - - - - - - - -
Annexes
263
Juice
percentage
(%)
Corsica 29.4 4.4 36.9 2.9 41.5 2 32.9 4.8 4.6 2.8 35.6 3
Spain 39.4 1.7 36.7 1.6 - - - - - - 36.7 3
Tunisia 40.6 4.3 36.2 3.4 43.4 4.2 47.2 2.5 39.7 3.9 - -
Acidity
(g/100g)
Corsica 0.9 0.3 2.2 0.7 2.1 0.6 1.5 0.5 1.7 0.3 1.6 0.1
Spain 1.3 0.4 1.5 0.3 - - - - - - 1.1 0.1
Tunisia 0.6 0.09 0.4 0.08 0.9 0.1 0.6 0.1 0.6 0.1 - -
TSS (°Brix)
Corsica 8.6 0.6 10.3 1.1 9.9 0.4 10 1 7.5 0.4 8 0.7
Spain 12 0.7 13.4 0.3 - - - - - - 12.8 0.8
Tunisia 11.2 0.5 11 1 9.6 0.5 9.5 0.4 10.3 0.5 - -
Maturity
index
Corsica 8.6 2 4.7 1.1 5.4 2 7.3 3.2 5.4 1.3 5.8 2.2
Spain 8 1 9.2 1.9 - - - - - - 11 1.2
Tunisia 16.7 2.4 27.7 7.2 9.9 1 12.7 3.6 15.2 2.9 - - SD:Standard Error
(-) No data
Figures
Fig. 1. Kinetics of FDF during maturation for Washington Navel in Corsica (▼), Spain (●)
and Tunisia (■). Each point represents the mean value of twelve samples and vertical bars
correspond to SE. Anthesis occurred the second and the fourth week of April /2012
respectively in Tunisia, Spain and Corsica. The Fruit-drop threshold is approximate and refers
only to values of FDF close to the fruit abscission.
Days after anthesis
100 150 200 250 300 350 400 450 500
Fo
rce D
eta
ch
men
t F
ruit
(N
)
0
20
40
60
80
100
120
140
a
b
a
b
a
b
a
a
b
a
bc
ab
a
b
a
b
Annexes
264
Days after anthesis
50 100 150 200 250 300 350
TS
S
0
2
4
6
8
10
12
14
a
c
a
a
a
ba
a
b
c
b
Fig.2. Kinetics of TSS along fruit maturation for Washington navel in Corsica (▼), Spain (●)
and Tunisia (■). Each point represents the mean value of twelve samples and vertical bars
correspond to standard error. Anthesis occurred in the first, the second and the fourth week of
April /2012 respectively in Tunisia, Spain and Corsica.
AprMay
Jun JulAug
SeptOct
NovDec
JanFeb
Mar
Gro
win
g d
eg
ree-d
ays (
°C)
0
500
1000
1500
2000
2500
3000
a a
ba
b
a
b
c
a
b
c
a
b
c
a
b b b b b b
a a a a a
ccccc
c
20132012 Fig.3. Cumulated degree-days from April 2012 (period of anthesis) until Marsh 2013 in
Corsica (▼), Spain (●) and Tunisia (■).