“Diagnóstico inicial de parásitos gastrointestinales a ...
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UNIVERSIDAD DE SAN CARLOS DE GUATEMALA FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA ESCUELA DE MEDICINA VETERINARIA “Diagnóstico inicial de parásitos gastrointestinales a través de los métodos de Flotación, Hakarua Ueno y Graham modificado, en asnos (Equus asinus) de la aldea Maraxco del municipio de Chiquimula.” ARGELIA LUCÍA RUÍZ GONZÁLEZ GUATEMALA, OCTUBRE 2007.
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UNIVERSIDAD DE SAN CARLOS DE GUATEMALA
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
ESCUELA DE MEDICINA VETERINARIA
“Diagnóstico inicial de parásitos gastrointestinales a través de los
métodos de Flotación, Hakarua Ueno y Graham modificado, en
asnos (Equus asinus) de la aldea Maraxco del municipio de
Chiquimula.”
ARGELIA LUCÍA RUÍZ GONZÁLEZ
GUATEMALA, OCTUBRE 2007.
UNIVERSIDAD DE SAN CARLOS DE GUATEMALA
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
ESCUELA DE MEDICINA VETERINARIA
“Diagnóstico inicial de parásitos gastrointestinales a través de los métodos de Flotación,
Hakarua Ueno y Graham modificado, en asnos (Equus asinus) de la aldea Maraxco del
municipio de Chiquimula.”
TESIS
PRESENTADA A LA JUNTA DIRECTIVA DE LA FACULTAD DE MEDICINA
VETERINARIA Y ZOOTECNIA
POR
ARGELIA RUÍZ GONZÁLEZ
AL CONFERÍRSELE EL GRADO ACADÉMICO DE
MÉDICA VETERINARIA
GUATEMALA, OCTUBRE 2007.
JUNTA DIRECTIVA
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
UNIVERSIDAD DE SAN CARLOS DE GUATEMALA
DECANO: Lic. Zoot. Marco Vinicio de la Rosa Montepeque
SECRETARIO: Med. Vet. Marco Vinicio García Urbina
VOCAL I: Med. Vet. Yeri Edgardo Véliz Porras
VOCAL II: Mag. Sc. Fredy Rolando González Guerrero
VOCAL III: Med. Vet. Edgar Bailey Vargas
VOCAL IV: Br. José Abraham Ramírez Chang
VOCAL V: Br. José Antonio Motta Fuentes
ASESORES
Med. Vet. Manuel Rodríguez Zea
Med. Vet. Ludwig Figueroa
Med. Vet. Carlos Enrique Camey
HONORABLE TRIBUNAL EXAMINAR
En cumplimiento con lo establecido por los estatutos de la Universidad de San Carlos de
Guatemala, presento a su consideración el trabajo de tesis titulado:
“Diagnóstico inicial de parásitos gastrointestinales a través de los métodos de Flotación,
Hakarua Ueno y Graham modificado, en asnos (Equus asinus) de la aldea Maraxco del
municipio de Chiquimula.”
Que fuera aprobado por la Junta Directiva de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia
Como requisito previo a optar al título profesional de
MÉDICA VETERINARIA
AGRADECIMIENTOS
A Dios, por TODO.
A mi familia, por su apoyo y paciencia.
A mis amigos, por estar siempre con migo durante todos estos años de estudio
dándome su ayuda y apoyo.
En especial a la familia Motta Fuentes (mis brothers) y mis amigos (ángeles) para toda
la vida: Evelyn, Primor, Marta, Daniel, Gladys, Claudia, Asdrúbal, Carmen, Diana, Ruano….
A mis catedráticos, porque sin querer uno se convierte en un pedacito de conocimiento
de cada uno de ellos.
A muchas personas más que me brindaron su ayuda y amistad: Dr. Galicia, Karina
Reyna, Dra. Vivi Saenz, etc. Perdón pero aunque ya lo dije no puedo dejar de Mencionar a
Javier y Tono. Y a los que no menciono pero que saben que han estado, están y estarán en mis
recuerdos…
Y por supuesto a mis asesores (Dr. Rodríguez Zea, Dr. Camey y Dr. Figueroa) porque
son dignos de mi admiración.
ÍNDICE
I. INTRODUCCIÓN 1
II. HIPÓTESIS 2
III. OBJETIVOS 3
3.1 General 3
3.2 Específicos 3
IV. REVISIÓN DE LITERATURA 4
4.1 CLASIFICACION TAXONÓMICA 4
4.1.1 Hibridación 4
4.1.2 Utilización económica 5
4.2 Parasitismo 5
4.2.1 Consecuencias 6
4.2.2 Sintomatología 6
4.3 FAMILIA STRONGYLIDAE 7
4.3.1 Grandes estróngilos 7
4.3.1.1 Strongylus vulgaris 8
4.3.1.2 Strongylus equinus 9
4.3.1.3 Strongylus edentatus 9
4.3.2 Pequeños estróngilos (Cyathostomas) 10
4.3.2.1 Fase preparasítica 11
4.3.2.2 Fase parasitaria 11
4.4 GÉNERO OXYURIS 12
4.4.1 Oxyuris equi 12
4.5 GÉNERO PARASCARIS 13
4.5.1 Parascaris equorum 13
4.6 FAMILIA STRONGYLOIDIDAE 14
4.6.1 Strongyloides 14
4.6.2 Strongyloides westeri 15
4.7 COLECCIÓN Y ENVÍO DE MUESTRAS DE HECES 15
4.8 DIAGNÓSTICO 16
4.8.1 MÉTODO DE FLOTACIÓN 16
4.8.2 MÉTODO DE GRAHAM MODIFICADO 17
4.8.3 MÉTODO DE HAKARU UENO 17
4.9 MÉTODOS DE CONTROL 17
4.9.1 Tratamiento médico 17
V. MATERIALES Y MÉTODOS 20
5.1 RECURSOS HUMANOS 20
5.2 RECURSOS DE LABORATORIO 20
5.3 RECURSO DE CAMPO 20
5.4 RECURSOS BIOLÓGICOS 20
5.5 LOCALIZACIÓN Y DESCRIPCIÓN 21
5.6 MÉTODOS 21
5.6.1 Método de Flotación 21
5.6.2 Método de Grham modificado 21
5.6.3 Método de Hakarua-Ueno 21
5.7 ANÁLISIS ESTADÍSTICO 22
VI. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 23
6.1 DISCUSIÓN 25
VII. CONCLUSIONES 27
VIII. RECOMENDACIONES 28
IX. RESÚMEN 29
X. BIBLIOGRAFÍA 30
XI ANEXOS 32
11.1 SOLUCIÓN SOBRESATURADA DE AZÚCAR 32
11.2 MÉTODO DE FLOTACIÓN 33
11.3 MÉTODO DE GRAHAM MODIFICADO 34
11.4 MÉTODO DE HAKARU-UENO 35
11.5 HOJA DE REGISTRO 36
11.6 TABLAS Y GRÁFICAS DE RESULTADOS 37
TABLA 1: DISTRIBUCIÓN SEGÚN SEXO DE LOS ASNOS MUESTREADOS EN LA ALDEA MARAXCO, CHIQUIMULA. 38
TABLA 2: GÉNERO DE PARÁSITOS ENCONTRADOS POR EL MÉTODO DE FLOTACIÓN EN ASNOS DE AMBOS SEXOS DE LA ALDEA MARAXCO, CHIQUIMULA. 39
TABLA 3: GÉNERO DE PARÁSITOS ENCONTRADOS POR EL MÉTODO DE FLOTACIÓN SEGÚN SEXO DE LOS ASNOS DE LA ALDEA MARAXCO, CHIQUIMULA. 40 TABLA 4: DISTRIBUCIÓN DE Strongyloides sp. SEGÚN SEXO DE LOS ASNOS DE LA ALDEA MARAXCO, CHIQUIMULA. 41 TABLA 5: GRADO DE INFESTACIÓN A Strongyloides sp. EN ASNOS DE AMBOS SEXOS DE LA ALDEA MARAXCO, CHIQUI- MULA. 42 TABLA 6: GRADO DE INFESTACIÓN A Strongyloides sp. SEGÚN SEXO DE LOS ASNOS DE LA ALDEA MARAXCO, CHIQUIMU- LA. 43
TABLA 7: DISTRIBUCIÓN DE Strongylus sp. SEGÚN SEXO DE LOS ASNOS DE LA ALDEA MARAXCO, CHIQUIMULA. 44 TABLA 8: GRADO DE INFESTACIÓN A Strongylus sp. EN ASNOS DE AMBOS SEXOS DE LA ALDEA MARAXCO CHIQUIMULA. 45 TABLA 9: GRADO DE INFESTACIÓN A Strongylus sp.SEGÚN SEXO DE LOSASNOS DE LA ALDEA MARAXCO, CHIQUIMULA. 46 TABLA 10: MUESTREO POR MÉTODO HAKARUA-UENO SE GÚN SEXO DE LOS ASNOS DE LA ALDEA MARAXCO, CHI QUIMULA. 47 TABLA 11: LARVAS DE PARÁSITOS ENCONTRADAS POR MÉTODO HAKARUA-UENO EN ASNOS DE AMBOS SEXOS DE LA ALDEA MARAXCO, CHIQUIMULA. 48 TABLA 12: LARVAS DE PARÁSITOS ENCONTRADAS POR MÉ- TODO HAKARUA-UENO SEGÚN SEXO DE LOS ASNOS DE LA ALDEA MARAXCO, CHIQUIMULA. 49
TABLA 13: ASOCIACIÓN (Individual o Mixta) A PARÁSITOS TIPO STRONGYLUS EN ASNOS DE AMBOS SEXOS DE LA ALDEA MARAXCO, CHIQUIMULA. 50
TABLA 14: ASOCIACIÓN (Individual o Mixta) A PARÁSITOS TIPO STRONGYLUS SEGÚN SEXO DE LOS ASNOS DE LA ALDEA MARAXCO, CHIQUIMULA. 51
TABLA 15: FRECUENCIA DE STRONGYLOIDES Sp. SEGÚN EDAD Y SEXODE LOS ASNOS DE LA ALDEA MARAXCO, CHIQUIMULA. 52 TABLA 16: FRECUENCIA DE STRONGYLUS Sp. SEGÚN EDAD Y SEXO DE LOS ASNOS DE LA ALDEA MARAXCO, CHIQUIMU- LA. 53
TABLA 17: FRECUENCIA DE PEQUEÑOS STRONGYLUS SEGÚN EDAD Y SEXO DE LOS ASNOS DE LA ALDEA MARAXCO, CHIQUIMULA. 54 TABLA 18: FRECUENCIA DE LARVAS DE PARÁSITOS ENCONTRADAS SEGÚN LA EDAD DE LOS ASNOS MACHOS DE LA ALDEA MARAXCO, CHIQUIMULA. 55
TABLA 19: FRECUENCIA DE LARVAS DE PARÁSITOS ENCONTRADAS SEGÚN LA EDAD DE LOS ASNOS HEMBRAS DE LA ALDEA MARAXCO, CHIQUIMULA. 56
1
I. INTRODUCCIÓN
Es muy común que en muchas comunidades de escasos recursos del país que se dedican al
trabajo agrícola utilicen la ayuda de animales en el proceso productivo como asnos, mulas,
caballos o bueyes para el transporte de cargas pesadas y otros quehaceres.
La mayoría de estos animales son sobreexplotados y también mal nutridos, pues sus dueños no
disponen de los medios necesarios para alimentarlos adecuadamente, y mucho menos para
proveerles de planes profilácticos.
El presente estudio se realizó en la Aldea Maraxco, del Municipio de Chiquimula, ya que
cuenta con un gran población de asnos, en donde uno de los problemas que más los afecta, es el
parasitismo gastrointestinal, razón que contribuye a que el rendimiento de los animales sea bajo
y su vida útil corta. Por ser los asnos una especie tan poco estudiada se determinó por vez
primera tanto la carga parasitaria como el tipo de parásito que les afecta, mediante las técnicas
de Flotación, Graham Modificado y Hakarua-ueno, debido a que no se cuenta con servicios
profesionales oficiales o privados que lo realicen en dicho lugar. Así mismo para la realización
de dicho trabajo se recolectaron datos, sobre población de asnos, sexo, edad, estado físico,
carga parasitaria y especie de parásitos.
La desparasitación periódica de los animales permite romper el ciclo parasitario y limitar así
los riesgos de contaminación. Para ello es esencial establecer un programa antiparasitario que
deberá tomarse en cuenta para lograr el máximo desempeño de los animales, según el tipo y
número de parásitos presentes. De tal manera proporcionando información sobre la
frecuencia de los parásitos gastrointestinales diagnosticados mediante los métodos de
flotación, Hakarua Ueno y Graham modificado, en asnos de la aldea Maraxco, Chiquimula, se
ayudará a contribuir en la realización de un futuro programa de control de parásitos internos
en los asnos de dicha aldea, que se adapte a las condiciones de la Aldea y de los asnos.
2
II. HIPÓTESIS
• La presencia de parásitos gastrointestinales en asnos (Equus asinus) de la aldea
Maraxco del Municipio de Chiquimula es mayor al 10%.
3
III. OBJETIVOS
3.1 OBJETIVO GENERAL:
• Realizar un diagnóstico inicial de parásitos gastrointestinales a través de los
métodos de Flotación, Hakarua Ueno y Graham modificado en asnos de la aldea
Maraxco del Municipio de Chiquimula, en contribución con la sanidad de los
mismos y en beneficio de la actividad productiva de los propietarios.
3.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS:
• Determinar el tipo de parásitos y grado infestación que afectan a los asnos, a través
de los métodos de Flotación, Hakarua Ueno y Graham modificado.
• Realizar las recomendaciones a los propietarios en base al diagnóstico para el
tratamiento más eficaz.
4
IV. REVISIÓN DE LITERATURA
4.1 CLASIFICACIÓN TAXONÓMICA DE LOS ASNOS:
Reino: Animalia
Filo: Chordata
Clase: Mammalia
Orden: Perissodactyla
Familia: Equidae
Género: Equus
Especie: E. asinus
El burro o asno es un equino típico, generalmente más pequeño y con orejas más largas que el
caballo doméstico. El promedio de vida de éstos animales es de 25-50 años (1).
4.1.1 Hibridación:
Un burro macho puede ser cruzado con una yegua y producir una mula (mulo si es macho), y
un garañón puede ser cruzado con una burra y producir un burdégano.
Las mulas son extraordinariamente dóciles, fuertes y resistentes, por lo que se consideran
animales particularmente valiosos para llevar cargas pesadas durante largas distancias, sobre
todo en terrenos montañosos y desérticos. Los burdéganos, en cambio, son bastante pequeños
y débiles. Todos estos híbridos son estériles, ya que las especies del género Equus tienen
diferente número de cromosomas. Así, los caballos, que tienen 64 cromosomas, y los burros,
que tienen 62, producen crías con 63 cromosomas (1).
4.1.2 Utilización económica:
Los burros son utilizados para trasladar cargas, tirar de carros y transportar personas. A pesar
de no ser tan rápidos como el caballo, tienen una larga vida, su mantenimiento es menos
costoso, tienen una gran resistencia y son ágiles en caminos deteriorados. Continúan siendo
de crucial importancia económica en muchos países en vías de desarrollo (6).
5
4.2 Parasitismo:
Los équidos son animales susceptibles a padecer problemas sanitarios, como lo son los
parásitos internos; los cuales llegan a provocar grandes daños en su salud, ya que favorecen la
presencia de otras enfermedades, disminuyen la función zootécnica y algunas veces provocan
su muerte (3, 10).
Los efectos que pueden llegar a ocasionar las parasitosis son:
• Efecto obstructivo:
Debido a la obstrucción intestinal, pulmonar o por obstrucción en vasos sanguíneos, alterando
el tránsito del alimento, el aire o de la sangre.
• Efecto irritativo:
Los parásitos ejercen un efecto irritativo con su presencia sobre la mucosa, provocando cólicos
intermitentes.
• Efecto exfoliatriz:
Lesionan la mucosa intestinal con sus ganchos de adherencia y succionan sangre, lo que
provoca no sólo una irritación, sino también anemia, por la falta de absorción de nutrientes y
por la pérdida de sangre.
• Efecto tóxico:
Los parásitos eliminan sustancias resultado de su metabolismo y estas sustancias actúan como
alergenos o a veces como tóxicos, provocando una mayor inflamación local y en ocasiones
cuadros de intoxicación generalizada.
• Inmunosupresor :
Un animal parasitado no aprovecha los nutrientes, presenta hipoproteinemia y por lo tanto
poca producción de anticuerpos.
6
4.2.1 Consecuencias:
• Animales en malas condiciones.
• Que no se desarrollan adecuadamente.
• Que presentan enfermedad digestiva o neumónica que no cede a los tratamientos
antibióticos.
• Problemas de trombosis.
• Infecciones bacterianas secundarias debidas a las lesiones causadas por los parásitos y a la
baja de defensas de los animales.
• Muerte.
4.2.2 Sintomatología:
La sintomatología que se presenta por parasitosis interna puede variar, desde pasar por
desapercibida, mostrarse ligeramente, hasta llegar a manifestarse por diarrea, cólico y la
muerte (10).
Dichos signos pueden variar dependiendo de los siguientes factores:
· Número de parásitos presentes
· Edad (los jóvenes son más susceptibles)
· Patogenicidad de la especie parásita
Algunos de los signos son:
• Pelaje opaco
• Letargia
• Pérdida de peso
• Tos y/o descarga nasal
• Cola maltratada que pierde pelo
• Resistencia a masticar debida a lesiones en cavidad oral
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• Cólicos recurrentes
• Lesiones en la piel
• Depresión
• Anorexia
• Pérdida de condición
• Diarrea
A continuación se enlistan en orden de importancia los parásitos más comunes en los équidos:
• Strongylus vulgaris
• Strongylus equinus
• Strongylus edentatus
• Pequeños estróngilos
• Parascaris equorum
• Oxyuris equi
• Strongyloides westeri
• Anoplocephala perfoliata
4.3 FAMILIA STRONGYLIDAE
4.3.1 Grandes estróngilos:
Son los parásitos más frecuentes y con mayor grado de patogenicidad.
Son lombrices grandes y gruesas. Strongylus vulgaris mide 2 cm. Strongylus equinus 3.5 cm y
Strongylus edentatus 5 cm. Son de color marrón, por estar llenas de sangre (2).
Los huevos del parásito salen con las heces del hospedador. El embrionamiento comienza
inmediatamente, pero depende de las condiciones ambientales como humedad, oxígeno y calor
para desarrollarse (9).
8
El primer estado larvario ocurre en 20-24 horas. Este eclosiona del huevo y se hace libre. La
larva se alimenta principalmente de bacterias, crece y entra a continuación en un estado
letárgico que prepara la primera muda, que conducirá al segundo estado larvario.
Se repite el proceso de alimentación y crecimiento seguido de letargo. La cutícula vieja se
desprende, pero no se separa, quedando como una vaina que envuelve a la larva de tercer
estado. Esta larva es la única que puede infestar a un nuevo hospedador, y se denomina por
ello larva infestante. Esta larva no se alimenta, sino que se nutre de gránulos alimenticios de
reserva, almacenados en sus células intestinales (9).
La transmisión se realiza por medio de la ingestión de las larvas infestantes que son ingeridas
por el equino en los pastos. Al ser ingeridas, las larvas liberan la vaina del segundo estado
larvario y siguen distintos desarrollos, según la especie (2, 9).
4.3.1.1 Strongylus vulgaris:
Adultos: Intestino grueso (ciego y colon)
Larvas: Del sistema arterial, ganglios linfáticos, nódulos submucosos del intestino.
Las larvas son las responsables de las arteritis parasitarias. Las larvas infestantes penetran la
mucosa intestinal, recorren las arterias por 15 días y se instalan en la arteria mesentérica
durante 4 meses antes de convertirse en adultos. Esta migración en las arterias conlleva la
formación de coágulos que van a obturar y deformar la pared de las arterias provocando la
formación de aneurismas.
Las larvas forman nódulos sobre la pared intestinal donde se transforman en adultos. Una vez
desarrollados como adultos se alojan en el intestino grueso para poner miles de huevos
diariamente que se van a transformar rápidamente en larvas en el medio exterior. Los adultos
no tienen un papel patógeno importante, salvo en el caso de parasitismo masivo.
El ciclo completo de desarrollo de estos vermes es invernal, y dura de 6 a 7 meses.
9
Los problemas ocasionados por las larvas de Strongylus son variados en función del tamaño
de los aneurismas y de su localización. En los casos menos graves se observa un cierto
cansancio y una bajada del rendimiento acompañadas de cólicos más o menos intensos. En los
casos más graves, se puede ocasionar una rotura brutal de los aneurismas, y la muerte se
produce entonces por hemorragia interna.
Esta especie es la más patogénica (2).
4.3.1.2 Strongylus equinus:
Adultos: Intestino grueso (Colon ventral y ciego)
Larvas: Hígado, páncreas, pulmones, testículos, tejido conjuntivo subperitoneal y subpleural,
ligamento gastro-hepático, nódulos subserosos del intestino. "El gusano de las parenquimas".
Las larvas infestantes se alojan en la mucosa intestinal del ciego y colón, y entran en la
subserosa, donde provocan la formación de nódulos. Aquí se desarrollan en el cuarto estado
larvario, que emigran luego hacia la cavidad peritoneal y el hígado, donde se alojan de 6 a 7
semanas. Luego las larvas abandonan el hígado por los ligamentos hepáticos y, a través del
páncreas, vuelven a la cavidad peritoneal para mudar al quinto estado larvario. Las larvas
migran al ciego y colón para transformarse en adultos y poner huevos. Se requieren más de 8
meses para el desarrollo larvario completo. El período prepatente es de 260 días (2, 8, 9).
Los adultos son rígidos y de color gris oscuro, aunque a veces puede verse el color rojo de la
sangre en el intestino (9).
4.3.1.3 Strongylus edentatus:
Adultos: intestino grueso (Colon ventral)
Larvas (Parásitos erráticos en diversos órganos)
10
Las larvas penetran la mucosa intestinal, y por la vena porta emigran hacia el hígado, donde se
desarrollan en el cuarto estado larvario. Tales formas larvarias pueden migrar por el hígado
durante 9 semanas o más y pasar después entre los cordones peritoneales de los ligamentos
hepáticos, para dirigirse a la región parietal peritoneal del flaco abdominal derecho y
convertirse en el quinto estado larvario. Las larvas maduras causan la formación de nódulos
en el peritoneo, para instalarse como adultas, formando nódulos hemorrágicos en la pared del
intestino grueso. El período prepatente es de 200-320 días (2, 8, 9).
El uso de efectivos antihelmínticos ha reducido la prevalencia de grandes estróngilos, los
cuales en el pasado causaban los peores daños. Hoy en día, debido a la reducción y cercana
eliminación de enfermedades clínicas causadas por los grandes estróngilos, los pequeños
estróngilos son considerados los parásitos más comunes del caballo, ya que la mayoría de los
antiparasitarios no son efectivos contra ellos durante su etapa de enquistamento (2, 8).
4.3.2 Pequeños estróngilos (Cyathostomas):
Existen entre 40 y 50 especies de pequeños estróngilos, son pequeñas lombrices que miden
entre 6 y 22 mm y viven en la superficie de la mucosa intestinal, eliminando grandes
cantidades de huevos con las heces los cuales evolucionan muy rápidamente en larvas.
Son los parásitos intestinales más frecuentes encontrados en los équidos que se localizan a
nivel del intestino grueso. Los cyathostomas se caracterizan por causar efectos subclínicos
como mal aprovechamiento de nutrientes y bajo rendimiento.
Estas larvas son ingeridas con los alimentos y se localizan en el intestino grueso. Penetran
entonces en el interior de la mucosa intestinal. Las numerosas larvas son el origen de
problemas digestivos variados y constituyen un factor que favorece la aparición de cólicos y
diarreas.
Estas larvas pueden evolucionar normalmente y dar de nuevo a adultos o bien enquistarse en
la pared del intestino grueso (fase hipobiótica), y llegar a permanecer ahí por periodos
prolongados (un año o más).
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Desde los quistes de la pared intestinal, las larvas se despiertan muy rápidamente saliendo de
ellos, lo que implica una fuerte diarrea con adelgazamiento y deshidratación, provocando una
fuerte inflamación. La severidad de los signos clínicos se relaciona directamente con el daño
causado a los intestinos que varía con el grado de infestación. El período prepatente es de 2
meses (2, 8).
4.3.2.1 Fase preparasítica:
Huevos "tipos estrongilos" son puestos por las hembras adultas, los mismos pasan en los
excrementos de los équidos infectados.
La primera etapa larvaria (L1) se desarrolla dentro de cada huevo, y luego sale del cascarón.
Esta L1 se desarrolla y pasan por una muda para transformarse en una larva de segunda etapa
(L2), la cual se desarrollará y de igual manera pasará por una muda para convertirse en una
larva de tercera etapa (L3), pero retiene la cutícula de L2 como una vaina o capa protectora.
Las L3 envainadas son las etapas infectivas para los hospedadores definitivos (équidos) de
estos cyathostomas.
La temperatura y la humedad controlan tanto el desarrollo y la supervivencia de estas etapas
de vida libre. El desarrollo óptimo toma lugar a una temperatura aproximada de 25°C y una
humedad de 80%. Bajo condiciones óptimas, el desarrollo desde los huevos hasta alcanzar la
etapa infectiva (tercera etapa larval) puede llevarse a cabo de 2 a 3 días (2).
4.3.2.2 Fase parasitaria:
Los animales son infectados al ingerir L3 envainadas mientras pastan. Estas L3 pasan por el
estómago y desenvainan en el intestino delgado. Luego, pasan al ciego y al colon, en donde
entran a las criptas de Lieberkhun y penetran la mucosa y la submucosa. Es aquí en donde las
larvas son enquistadas por los fibroblastos del hospedador y mudan a L4. La mayoría (98%)
de las larvas enquistadas se encuentran en las paredes del ciego y el colon ventral. Las L4
emergen de los quistes y reasumen el desarrollo en el lumen del intestino grueso. La mayoría
(alrededor del 95%) de los adultos maduros pueden ser encontrados en el lumen del colon
dorsal y ventral.
12
Dependiendo de la especie, el periodo prepatente es de 6 a 14 semanas. El mismo puede ser
considerablemente extendido cuando las larvas se retrasan en emerger de la mucosa a
consecuencia de la detención del desarrollo ó hipobiosis en la tercera etapa larvaria temprana
(L3) (2).
4.4 GÉNERO OXYURIS
4.4.1 Oxyuris equi:
Son gusanos que se encuentran en el intestino grueso y en el recto, son de color blanco, los
machos miden de 9 a 12 mm y las hembras 10 cm o más.
Las hembras grávidas migran hacia el ano para depositar sus huevos en los pliegues perianales
del caballo, en donde mezclados con una sustancia geliforme de color amarillento se forman
costras que quedan adheridas a la piel, provocando comezón intensa. El desarrollo de los
huevos es rápido, alcanzando el estado infestante en 3-5 días. Este estado infestante puede
alcanzarse en la región perineal, pero es más frecuente que los huevos caigan al suelo (2, 9).
Una vez que se desarrolló la larva en la piel del huésped o en el suelo, espera a ser ingerida
para emigrar hacia las criptas de la mucosa del ciego y colon. El cuarto estado se produce
hacia el octavo o décimo día post-infestación y se alimentan de la mucosa. La fase
sexualmente madura se alcanza entre el cuarto y el quinto mes post-infestación, pero éstos no
se encuentran fijados a la mucosa, por lo que probablemente también ingieren parte del
contenido intestinal (9).
Los animales ingieren los huevecillos o las larvas en el agua de bebida o en el pasto. La mayor
parte de la importancia clínica de este parásito se debe a la picazón intensa causada por el
líquido pegajoso a través del cual los huevos se unen a la mucosa perianal.
Como consecuencia de este prurito, los animales infestados se frotan continuamente contra las
paredes, los comederos, etc., lo que produce depilaciones de la base de la cola (cola de rata).
13
Estos oxiuros son específicos de los équidos y no pueden transmitirse al hombre o a otros
animales (2).
4.5 GÉNERO PARASCARIS
4.5.1 Parascaris equorum:
Los áscaris de los équidos son vermes muy grandes (de 15 a 35 cm de longitud) de color
blanquecino, que se localizan en el intestino delgado de los potros. Este parásito está sobre
todo presente en los potros de menos de 2 años. Los adultos crean una cierta inmunidad que
impide un desarrollo masivo de estos parásitos sin presentar manifestaciones clínicas (2, 9).
En los potros se pueden encontrar numerosas decenas de estos grandes vermes. Conlleva un
neto retraso del crecimiento, problemas digestivos y pueden, en algunos casos, provocar
obstrucciones intestinales hasta una rotura del intestino delgado.
Los áscaris adultos ponen millares de huevos (hasta 200.000 huevos por hembra y día) y las
heces de ciertos potros contienen más de 50 millones de éstos por día.
Estos huevos eliminados por las heces son extremadamente resistentes en el medio exterior
puesto que están protegidos por una cubierta externa. Dispersos en los pastos, camas, corrales
y establos, son absorbidos por los animales. En el intestino, estos huevos producen pequeñas
larvas que van a atravesar la pared intestinal y después van a migrar hacia el hígado y
posteriormente a los alvéolos pulmonares por vía sanguínea. En el pulmón se localizan en el
mucus y son posteriormente deglutidos con las expectoraciones. Caminan a lo largo del
esófago y del estómago para volver al intestino donde en algunas semanas darán nuevos
adultos.
El ciclo completo dura de 10 a 16 semanas y no es raro encontrar áscaris adultos en gran
número en los potros de 3 meses a de 2 años y medio. En efecto, los potros recién nacidos
ingieren las heces de sus madres y pueden contaminarse desde los primeros días de vida.
14
Es importante, por tanto, comenzar la desparasitación de los potros a la edad de 10 a 12
semanas para eliminar las primeras formas adultas. Seguidamente, durante el primer año de
vida se desparasitará contra los áscaris cada 2 meses. Es importante igualmente desparasitar la
hembra en el momento del parto, y después cada 2-3 meses de manera a limitar los riesgos de
contaminación de su potro. La recogida regular de las heces es recomendable para cortar el
ciclo del parásito (2).
4.6 FAMILIA STRONGYLOIDIDAE
4.6.1 Strongyloides:
La estrongyloidosis es una afección parasitaria intestinal que se observa en el potro recién
nacido. Los Strongyloides son vermes muy finos (2 a 9 mm de largo y 0,5 mm de ancho).
Los strongyloides presentan un ingenioso recurso natural para preservarse como especie en
condiciones adversas, y que sirve para su eventual evolución: las hembras adultas, que se
alojan en el intestino de la yegua, ponen huevos embrionados que no requieren fertilización
para eclosionar en los pastos o larvas que se eliminan al exterior con las heces. Las larvas
nacidas de estos huevos pueden comportarse según:
a) Ciclo homogónico: comportarse como larvas infectivas (son ingeridas) que penetran en
los equinos.
b) Ciclo heterogónico: desarrollarse sexualmente en el pasto, libre vivientes, poniendo
huevos que eclosionan y se convierten en larvas infectivas que penetran en los equinos.
Seguidamente, estas larvas son ingeridas por el animal o bien penetran directamente a través
de la piel. Efectúan varias migraciones en el organismo, conduciéndose por sangre a los
pulmones, de allí a la boca de los équidos, donde son ingeridos, parasitando su intestino.
Aquí mudan al cuarto estadio larvario y después hasta adulto. Sin embargo, gran número de
estas larvas van a localizarse en la mama de la yegua, y pueden pasar al calostro y la leche.
De esta manera el potro recién nacido se contamina desde, las primeras tomas de leche. Entre
15
el noveno y treceavo día de vida, el potro va a presentar una diarrea abundante, de color verde
y de olor no fétido. Esta diarrea profusa se acompaña de fuerte deshidratación, adelgazamiento
y anemia y puede conllevar la muerte (2).
El intestino parasitado pierde su revestimiento. Se suceden las diarreas sanguinolientas, con
sus secuelas previsibles. También dañan los tejidos pulmonares, causando hemorragias y
desórdenes respiratorios. Es muy importante esta parasitosis en potros y potrillos. Existe la
infección transmamaria.
La mayor parte de los antiparasitarios son activos contra este parásito, y particularmente la
ivermectina. La prevención de esta afección en el potro pasa por la desparasitación de la yegua
el día del parto o durante las 12 horas siguientes. Cuando el potro está con diarrea, se necesita
desparasitarlo cada 2 semanas, acompañado de tratamientos sintomáticos para luchar contra la
deshidratación (2).
Se requieren menos de 2 días para que las larvas infestivas se desarrollen en condiciones
óptimas en el ciclo vital homogónico y quizá un día más en el heterogónico. El periodo
prepatente es de 2 días a 2 semanas o más, según las especies (7).
4.6.2 Strongyloides westeri:
Parasita la mucosa del intestino delgado del caballo, asno y cebra. Las hembras parásitas
miden 8-9 mm de longitud y 80-95 µm de diámetro; producen huevos embrionados
elipsoidales de cubierta delgada y de 40-52 por 32-40 µm. El período prepatente es de unas 2
semanas (7).
4.7 COLECCIÓN Y ENVÍO DE MUESTRAS DE HECES:
Las heces para exámenes coprológicos deben ser frescas y por eso se recomienda tomarlas
directamente del recto. Las muestras tomadas del suelo pueden estar contaminadas con
nemátodos de vida libre. En muestras viejas, los huevos pueden estar distorsionados por la
16
deshidratación o pueden haber progresado en su desarrollo, haciendo muy difícil su
identificación.
Muestras que tardan en ser procesadas en el laboratorio, se deben guardar en refrigeración y
adicionarles solución de formol al 10 % (1ml por 10 gramos de muestra) excepto cuando se
desean emplear para cultivos con el fin de obtener larvas (5).
4.8 DIAGNÓSTICO:
Mediante el examen de una pequeña cantidad de heces (coprología microscópica). Es
recomendable tomar la materia fecal directamente del recto del animal, para lo cual son de
gran utilidad los guantes plásticos para palpaciones rectales o una simple bolsa plástica
invertida colocada a manera de guante en la mano. Las muestras deben ser adecuadamente
identificadas y colocadas en hieleras, para su traslado al laboratorio para ser procesadas a la
brevedad posible (< 48 horas) (5).
4.8.1 MÉTODO DE FLOTACIÓN:
Es un método cualitativo y cuantitativo, ya que permite identificar las especies parasitarias y
determinar el grado de infestación. Los huevos de los parásitos se separan de las masas
fecales mediante una técnica de flotación usando soluciones de peso específico elevado. Los
huevos de estróngilos se identifican bien, pero es difícil distinguir entre especies grandes y
pequeñas.
Interpretación:
Es imposible determinar el número de parásitos que hay dentro del intestino en base al
hallazgo y recuento de huevos fecal. La producción varía considerablemente entre, las
especies de vermes, hospedador, estado la larvas, etc. Sin embargo algunos recuentos
positivos reflejan la gravedad de la carga parasitaria, siendo leve, moderada o grave (4).
Consultar Anexo1-2.
17
4.8.2 MÉTODO DE GRAHAM MODIFICADO:
Es un método específico para diagnosticar especímenes de la familia Oxyuridae, debido a que
las hembras tienen el hábito de emigrar a la región perianal para realizar la puesta de huevos,
los cuales se quedan adheridos en dicha región.
Se recomienda el examen en las primeras horas de la mañana, antes de que el animal haya
tenido varias defecaciones, ya que las hembras suelen ovopositar durante la noche.
Consultar Anexo 3.
4.8.3 MÉTODO DE HAKARU UENO:
Método que se basa en la utilización de termotropismo e hidrotropismo positivos, lo que hace
que cuando la muestra de heces se ponga en contacto con agua con una temperatura entre 25-
37°C, se permita el desarrollo de los huevos de helmintos y la eclosión de los mismos a larva,
hasta llegar a su estado infectivo. Así, las larvas se pueden diferenciar y hacen posible
distinguir el género y en algunos casos las especies (4).
Consultar Anexo 4.
4.9 MÉTODOS DE CONTROL:
Los métodos de control del parasitismo gastrointestinal, y muy específicamente de la
estrongilosis digestiva, se basan en la reducción de las poblaciones de parásitos, que se logra
mediante los tratamientos antihelmínticos adecuados y la restricción de la reinfestación,
mediante la implementación de sistemas de pastoreo que disminuyan las probabilidades de
contacto entre las formas infestantes de los parásitos y los animales del rebaño.
4.9.1 Tratamiento médico:
Existen en el mercado una gran cantidad de antiparasitarios que actúan de diferentes maneras
y que son disponibles en diferentes presentaciones como: pastas, pellets, polvos y líquidos.
Cada uno tiene ventajas y desventajas y su predilección dependerá del Médico Veterinario.
18
Existen muchas variables como son edad, población, tipo de manejo, experiencias de manejo,
localización geográfica, costo del desparasitante, etc. Deberá escogerse el que se ajuste a las
necesidades del animal, tomando en cuenta la prevalencia de la región, para lo que será de
utilidad analizar el excremento de los animales presentes en la zona.
Se considera representativa una muestra el 20% de la población. Una vez realizado dicho
examen se deberá elegir el fármaco.
BENZIMIDAZOLES: Albendazol, Cambendazol, Ciclobendazol, Fenbendazol,
Fluobendazol, Luxabendazol, Mebendazol, Oxfendazol, Oxibendazol, Parbendazol,
Ricobendazol, Tiabendazol, Triclabendazol.
La mayoría de estos químicos poseen una adecuada actividad frente a los nematodos; en
general los antihelmínticos de este grupo poseen una baja toxicidad. La administración de la
mayoría de estos antihelmínticos es por vía oral.
LACTONAS MACROCÍCLICAS: Avermectinas (Ivermectina, Doramectina) y
Milbemicinas (Moxidectinas).
Constituyen los antiparasitarios endectocidas por excelencia y permiten una eficaz lucha
terapéutica contra nematodos y artrópodos de forma simultánea.
Ivermectina:
La ivermectina, principio activo del grupo de las avermectinas que comprende también a la
abamectina y a la doramectina, con variantes en sus estructuras químicas, es un antiparasitario
con potente acción sobre los nemátodes y algunos ectoparásitos.
La cualidad de la ivermectina es que sólo se requiere una cantidad extremadamente pequeña
para su actividad y que puede ser administrada en équidos por vía oral. Puede permanecer
activa por al menos 2 semanas después de su administración debido a su persistencia en la
grasa corporal.
19
La Ivermectina es efectiva contra los estrongilos equinos porque mata fases larvarias de
estrongilos grandes y pequeños, además de los adultos que habitan en el lumen.
20
V. MATERIALES Y MÉTODOS
5.1 RECURSOS HUMANOS:
• Tres Asesores de Tesis
5.2 RECURSOS DE LABORATORIO:
• Láminas Portaobjetos (3x1 pulg.)
• Láminas Cubreobjetos (1x1 pulg.)
• Beackers de 30 ml. de capacidad
• Mortero con pistilo
• Frascos de fondo plano
• Coladores
• Incubadora
• Frascos tipo Gerber
• Aserrín
• Cajas de Petri
• Lugol
• Solución sobresaturada de azúcar
• Microscopio
5.3 RECURSOS DE CAMPO:
• Bolsas plásticas de 2 libras de
capacidad
• Láminas Portaobjetos (3x1 pulg.)
• Cinta adhesiva (Tape)
• Hielera
• Marcadores
5.4 RECURSOS BIOLÓGICOS:
• 112 Asnos
• Heces fecales
21
5.5 LOCALIZACIÓN Y DESCRIPCIÓN:
La aldea Maraxco, ubicada en el Municipio de Chiquimula cuenta con aproximadamente
1,500 habitantes; no en todas las viviendas existen asnos, pero la población de éstos es muy
elevada, pues son de utilidad laboral, ya que transportan diversos tipos de cargas con
jornadas de trabajo muy largas de aproximadamente 8-12 horas. El manejo profiláctico que
reciben (desparasitaciones periódicas, vacunaciones, recorte de cascos, etc.) es muy limitado
o casi nulo; y su alimentación también es deficiente. Lo anterior contribuye a que la
eficiencia de los animales sea baja y su vida útil, corta.
Se realizó un diagnóstico inicial de parásitos gastrointestinales en los asnos de la aldea
Maraxco, con el propósito de entregar una base de datos para esta especie tan poco
estudiada, la cual contiene los siguientes datos: Población de asnos, sexo, edad, estado físico,
carga parasitaria y especie parasitaria.
5.6 MÉTODOS:
5.6.1 Método de Flotación:
Se determinó que existen 112 asnos de diferentes edades y sexos en la aldea Maraxco, del
Municipio de Chiquimula, los cuales fueron sometidos a un análisis coproparasitológico,
mediante la recolección de muestras de heces directas, utilizando el método de Flotación
(Ver Anexo 2) con solución azucarada (Ver Anexo 1).
5.6.2 Método de Graham modificado:
Para el diagnóstico del espécimen Oxyuris equi, se utilizó el método de Graham modificado
en el 100% de la población (112 asnos), según la técnica indicada para la prueba (Anexo 3).
5.6.3 Método de Hakarua-Ueno:
Para diferenciar el tipo de Strongylus (Grandes o Pequeños), se utilizó el método de
Hakarua-Ueno en aquellos asnos mayores de 6 meses de edad y/o cuya apariencia física
22
mostraran signos de mala condición corporal y que por el método de Flotación realizado en
el laboratorio hayan resultado positivos a huevos tipo Strongylus. En el laboratorio se
realizó la técnica respectiva (Anexo 4).
5.7 ANÁLISIS ESTADÌSTICO:
- Los resultados se anotaron en una Tabla de Registro (Anexo 5).
- Las Variables a medir fueron:
• Edad
• Sexo
• Estado Físico
• Tipo de Parásito
- Para buscar asociación entre las variables, se utilizó la Prueba Estadística de Chi².
- Para la presentación de resultados se utilizaron Tablas de Referencia y Gráficas.
(Anexo 6).
23
VI. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Se analizaron un total de 112 muestras fecales de asnos de ambos sexos (52 Machos y 60
Hembras), con un rango de edad desde los 2 meses hasta los 19 años; al 100% de los
animales se les realizó un examen de flotación y de Graham modificado, y al 39.28% de
las muestras positivas a Strongylus se les realizó el método de Hakarua-Ueno. Consultar
Anexo 6, Tablas 1-2-3,10.
Método de Flotación:
En el 100% de las muestras analizadas mediante el método de flotación, los géneros de
parásitos gastrointestinales encontrados fueron los siguientes: Strongyloides sp en 71
animales (63.39%) y huevos tipo Strongylus en los 112 asnos (100%); siendo éstos últimos
identificados a través del método de Hakarua-Ueno como Pequeños Strongylus (61.36%) y
Grandes Strongylus (88.63%) de las especies: Strongylus equinus y Strongylus vulgaris.
En cuanto al grado de infestación por parásitos tipo Strongylus, los resultados fueron los
siguientes:
• Infestación leve (1.79%) = 2 asnos que corresponden a Machos.
• Infestación moderada (37.50%) = 42 asnos, donde el 50% Machos y 50% Hembras.
• Infestación grave (38.39%)= 43 asnos, donde 53.49% Machos y 46.51% Hembras.
• Infestación potencialmente letal (22.32%)= 25 asnos, donde el 24% Machos y 76%
Hembras.
La afección por parásitos tipo Strongylus se dio más en machos con un grado de
infestación leve, moderada y grave; sin embargo en la infestación potencialmente letal las
hembras estuvieron más afectadas que los machos. La edad más afectada fue en asnos de
2-3 años de edad. Consultar Anexo 6, Tablas 7-8-9,15.
24
El grado de infestación por parásitos tipo Strongyloides fue:
• Infestación leve (61.61%) = 69 asnos, donde 46.38 % Machos y 53.62% Hembras.
• Infestación moderada (1.79%) = 2 asnos, donde 50% Machos y 50 % Hembras.
• Negativos (36.61%) = 41 asnos, donde 46.34% Machos y 53.66 % Hembras.
En cuanto a Strongyloides las hembras resultaron más infectadas que los machos, siendo
esta infección de carácter moderado y, aunque no hay relación directa con la edad, los
asnos entre 2-3 años fueron los más afectados. Consultar Anexo 6, Tablas 4-5-6,15.
Método de Hakarua-Ueno:
Se realizó un análisis de los resultados, clasificándose éstos como infección por Pequeños
Strongylus, por Grandes Strongylus e infección mixta (Pequeños y Grandes Strongylus).
Únicamente el 11.36% de los asnos presentó infestación por Pequeños Strongylus, de los
cuales el 4.54% corresponde a hembras y el 6.82% corresponde a machos. El 38.64%
presentó infestación por Grandes Strongylus, de los cuales el 18.18% corresponde a
hembras y el 20.45% corresponde a machos. El 50% presentó una infestación mixta,
siendo distribuidos de la siguiente manera:
• Pequeños Strongylus + S. equinus = 19 asnos (43.18%); del cual 12 asnos (27.27%)
corresponde a hembras y 7 asnos (15.90%) corresponde a machos.
• Pequeños Strongylus + S. vulgaris = 2 asnos (4.55%) que corresponden a hembras.
• Pequeños Strongylus + S. equinus + S.vulgaris = 1 asno (2.27%) que corresponde a
una hembra.
En ambos sexos hubo mayor prevalencia de Grandes Strongylus en comparación con los
Pequeños Strongylus, dándose más la asociación mixta. Consultar Anexo 6, Tablas 10-14 y
18-19.
25
Los machos se vieron más afectados por infección individual y las hembras se vieron más
afectadas a una infección mixta; sin embargo en ambos sexos la asociación más frecuente
por infección mixta fue de Pequeños Strongylus + S. equinus, siendo mayormente en
machos de 2-3 años y en hembras de 0-3 años.
En cuanto a la infección por Pequeños Strongylus los machos resultaron más afectados
que las hembras, siendo ambos sexos más afectados en la edad de los 2-3 años. Consultar
Anexo 6, Tabla 17.
Todos los animales resultaron negativos al método de Graham modificado.
Mediante la prueba de Chi² se observó que no existe asociación estadística entre las
variables a medir: Edad, Sexo, Estado Físico y Tipo de Parásito.
6.1 DISCUSIÓN
La aparición de los Grandes Strongylus, sucede en animales mayores de 6 meses de edad,
debido al período prepatente de estos parásitos, no siendo así para los Pequeños Strongylus,
los cuales pueden afectar animales mayores de 3 meses de edad, pues su período prepatente
es de 2 meses. Sin embargo potros desde los 2 días de nacidos pueden encontrarse
infectados por parásitos del género Strongyloides, ya que éstos pueden transmitirse vía
transmamaria, y/o subcutánea, teniendo un período prepatente que varía desde los 2 días
según la especie.
El 100% de los asnos analizados en el presente trabajo, presenta algún tipo de parasitismo
gastrointestinal, presentando en algunos de ellos una infestación mixta entre parásitos de
diferente género y especie; siendo la más común la de Pequeños Strongylus con Strongylus
equinus.
26
En equinos el género Strongylus produce importantes daños, que varían de acuerdo con la
migración que realizan las diferentes especies durante su fase larvaria, así como los adultos
se alimentan de sangre y mucosa o únicamente de contenido intestinal. La larva de S.
vulgaris posee un alto grado de patogenicidad. Cuando penetra en la pared intestinal ejerce
acción traumática y exfoliatriz, apareciendo pequeños puntos hemorrágicos en su trayecto.
Los parásitos gastrointestinales ocasionan grandes pérdidas a la producción y salud animal.
Estos representan una amenaza para los animales, ya que causan anorexia, reducción en la
ingestión de alimentos, pérdidas de sangre y proteínas plasmáticas en el tracto
gastrointestinal, alteraciones en el metabolismo, reducción de minerales, depresión en la
actividad de algunas enzimas intestinales y diarrea, entre otros. En animales productivos,
como los asnos, los parásitos gastrointestinales reducen el rendimiento físico, el cual es
esencial para el desempeño de las labores diarias de los propietarios, pues son utilizados
para el transporte de grandes y pesadas cargas.
27
VII. CONCLUSIONES
1. La presencia de parásitos gastrointestinales en asnos (Equus asinus) de la aldea
Maraxco del Municipio de Chiquimula es mayor al 10%.
2. Los asnos de la Aldea Maraxco, Chiquimula, se encuentran parasitados específicamente
por parásitos pertenecientes a las familias Strongylidae y Strongyloididae.
3. No existe asociación estadística alguna entre parasitismo con el sexo y/o edad de los
asnos.
28
VIII. RECOMENDACIONES
1. Es necesario concientizar e incentivar a los dueños de los asnos de la Aldea Maraxco,
Chiquimula para que reduzcan la carga parasitaria tanto de los animales como de los
potreros y viviendas, realizando un manejo adecuado de las heces, así como aplicando
desparasitaciones periódicas con productos que sean efectivos tanto en etapa de
enquistamiento (fase hipobiótica), como en forma larvaria y adulta. Así como también
desparasitando a las hembras 5 días antes del parto.
2. Es necesario la realización de charlas educativas e informativas que permitan brindarles
conocimientos básicos acerca del daño que ocasionan los parásitos gastrointestinales
tanto en la salud animal como en la productividad, así como también de las ventajas que
conlleva el realizar un buen plan de desparasitación.
3. Fomentar un buen manejo de las heces, para aprovecharlas como material de abono a
manera que les resulte como beneficio propio para sus cosechas o bien como un ingreso
económico extra, mediante su venta.
4. Desarrollar campañas de desparasitación a través de estudiantes de EPS o EDC de la
Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, para minimizar la presencia de parásitos
gastrointestinales en los asnos de la aldea Maraxco, Chiquimula.
29
IX. RESUMEN El presente estudio se realizó en los meses de Julio-Agosto del 2006 para determinar la
presencia de parásitos gastrointestinales en asnos de la Aldea Maraxco del Departamento de
Chiquimula por medio de las pruebas de laboratorio de Flotación, Graham Modificado y
Hakarua-Ueno. Con esto se logró entregar una base de datos sobre esta especie,
conteniendo los datos de: Población de asnos, sexo, edad, estado físico, carga parasitaria y
especie parasitaria.
Se realizó un muestreo a 112 asnos de diferentes edades y sexos, recolectándose
directamente del recto las heces de los asnos e identificándose para su posterior examen en
el laboratorio. Las Variables a medir fueron: Edad, Sexo, Estado Físico y Tipo de Parásito.
Para buscar asociación entre las variables, se utilizó la Prueba Estadística de Chi².
Según los resultados, se pudo determinar que el 100% de los asnos que fueron muestreados
presentaron algún tipo de parasitismo, siendo en el 11.36% una infestación individual por
Pequeños Strongylus, en el 38.64% una infestación individual por Grandes Strongylus y en
el 50% de los asnos una infestación mixta, (siendo en el 43.18% la asociación entre
Pequeños Strongylus + S. equinus, en el 4.55% la asociación entre Pequeños Strongylus +
S. vulgaris y en el 2.27% la asociación entre Pequeños Strongylus + S. equinus + S.
vulgaris).
Aunque el grado de infestación de la mayoría de los asnos es leve a moderada, es necesario
realizar un plan adecuado de desparasitación ya que la salud y productividad de los mismos
se ve afectada (independientemente de la edad y sexo, pues a través de la Prueba de Chi² no
se encontró relación estadística entre las variables a comparar).
Este problema se atribuye principalmente a la ausencia de planes profilácticos y a la
deficiencia en el manejo que se les da a los asnos y a las heces, así como también a la
convivencia que existe con otros animales de distinta especie.
30
X. BIBLIOGRAFÍA
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www.wikipedia.org/wiki/Asno
2. Colin, J. Parásitos y Enfermedades Parasitarias de los Animales Domésticos. (en
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Parasitología Veterinaria. Acribia, España. Trad. JM. Tarazona Vilas. 196 p.
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JM, Tarazona Vilas. 276 p.
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équidos de trabajo. (en línea). Consultado 26 jul. 2006. Disponible en
http://centros4.pntic.mec.es/~juanxx10/potencia_animal.htm
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Trad. P. Ducar Malvenda. 326 p.
31
7. Quiróz, RH. 1986. Parasitología y Enfermedades Parasitarias de los Animales
Domésticos. México, Limusa. 876 p.
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equino. (en línea). Consultado 26 jul. 2006. Disponible en
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9. Soulsby, E. 1997. Parasitología y enfermedades parasitarias de los animales
domésticos. 7 ed. México, Interamericana. Trad. A. Martínez. 823 p.
10. Taylor, FGR.; Hillyer, MH. 1999. Técnicas Diagnósticas de Medicina Equina.
Acribia, España. Trad. L. Serrahima Formosa. 372 p.
32
XI. ANEXOS
33
11.1 SOLUCIÓN SOBRESATURADA DE AZÚCAR:
Ingredientes:
1,280 gramos de azúcar
1,000 ml de agua corriente
10 ml de formol al 10%
Preparación:
En un recipiente de peltre o de aluminio se deposita el azúcar en el agua y se calienta a una
temperatura moderada, agitando la solución con una paleta de madera, hasta que se disuelva
completamente. Debe evitarse que esta solución hierva y se debe retirar de la fuente de
calor cuando comienza a desprender vapores. Dejarla enfriar al medio ambiente y agregarle
el formaldehído para evitar la formación de hongos y otros microorganismos.
34
11.2 MÉTODO DE FLOTACIÓN:
Técnica:
1. Colocar en un mortero aproximadamente 2 gramos de heces.
2. Agregar 15 ml de la solución sobresaturada de azúcar, homogeneizar con el mango del
mortero hasta lograr una suspensión adecuada.
3. Tamizar a través de un colador corriente, y el filtrado depositarlo en un beacker pequeño.
4. Colocar el filtrado en un tubo de fondo plano de aproximadamente 10 ml de capacidad,
tratando de que el menisco sea convexo.
5. Depositar un cubreobjetos y dejar reposar durante 5-10 minutos.
6. Transferir el cubreobjetos a una lámina portaobjetos y enfocar el campo del microscopio
con 100X.
Interpretación:
• 1-5 huevos por campo + (Infestación leve)
• 6-10 huevos por campo + + (Infestación moderada)
• 11-15 huevos por campo +++ (Infestación grave)
• 16 a más huevos por campo ++++ (Infestación potencialmente
letal)
35
11.3 MÉTODO DE GRAHAM MODIFICADO:
Técnica:
1. Colocar sobre una lámina portaobjetos un pedazo de cinta adhesiva, longitudinalmente a
la lámina y con el lado adhesivo hacia arriba o expuesto.
2. Levantar la cola del animal y aplicar la cinta, en su lado engomado a la zona anal y
perianal, frotando varias veces para cubrir la mayor extensión posible de la mucosa y zona
mucocutánea.
3. Colocar la cinta adhesiva a su posición inicial, comprimiendo la parte adhesiva con
firmeza sobre el portaobjetos.
4. Observar en el microscopio con un aumento de 100X.
Interpretación:
Hallazgo de huevos operculados y asimétricos.
36
11.4 MÉTODO DE HAKARU-UENO:
Técnica:
1. Colectar directamente del recto del animal 10-20 gramos de heces.
2. Mezclar las heces con aserrín estéril en un frasco pequeño de boca ancha y homogeneizar
bien, dejando un espacio en el centro de la materia fecal, donde se adiciona agua a 27°C y
tapar ligeramente.
3. Incubar durante 7-12 días a temperatura de 25-27°C, agregar suficiente cantidad de agua
durante los días de incubación con el propósito de evitar la resequedad de la muestra.
4. Quitar la tapa y agregar al frasco suficiente cantidad de agua a 37°C, luego colocar una
caja de Petri encima del frasco, mantenerla fuertemente e invertirla.
5. Dejar reposar durante 30 minutos o más, calzar la placa con un lápiz o pedazo de madera
para inclinarla.
6. Con una pipeta Pasteur, tomar una pequeña cantidad de la muestra, depositarla en un
portaobjeto y observarla al microscopio con un aumento de 100X. Si existen larvas,
adicionar lugol, para matarlas y observar características morfológicas de las mismas.
Interpretación:
Identificar las larvas en base a sus características morfológicas.
37
11.5 HOJA DE REGISTRO
Diagnostico
No. Propietario Edad (Años) Sexo
Estado físico * Flotación
Graham modificado
Hakaru Ueno
Grado (Flotación)
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15
* Estado físico del animal, evaluado en base a Condición Corporal rango 1-5, donde:
Condición Corporal 1 = Muy flaco
Condición Corporal 2 = Flaco
Condición Corporal 3 = Normal
Condición Corporal 4 = Gordo
Condición Corporal 5 = Muy Gordo
38
11.6 TABLAS Y GRÁFICAS DE RESULTADOS
TABLA 1: DISTRIBUCIÓN SEGÚN SEXO DE LOS ASNOS MUESTREADOS EN LA ALDEA MARAXCO, CHIQUIMULA.
SEXO No. ANIMALES PORCENTAJE Machos 52 46,43 Hembras 60 53,57 TOTAL 112 100,00
Distribución Según Sexo de los Asnos Muestreados en la Aldea Maraxco,
Chiquimula.
46%54% Machos
Hembras
Gráfic a 1
39
TABLA 2: GÉNERO DE PARÁSITOS ENCONTRADOS POR EL MÉTODO DE FLOTACIÓN EN ASNOS DE AMBOS SEXOS DE LA ALDEA MARAXCO,
CHIQUIMULA.
TIPO No. ANIMALES PORCENTAJE Strongyloides sp. 71 63,39 Strongylus sp. 112 100
63%
100%
0,00
20,00
40,00
60,00
80,00
100,00
Po
rce
nta
je
S trongyloides s p. S trongylus s p.
G é nero de P a rá sitos
Género de Parásitos Encontrados por el Método de Flotación en Asnos de Ambos Sexos
de la Aldea Maraxco, Chiquimula.
S trongyloides s p.
S trongylus s p.
Gráfica 2
40
TABLA 3: GÉNERO DE PARÁSITOS ENCONTRADOS POR EL MÉTODO DE FLOTACIÓN SEGÚN SEXO DE LOS ASNOS DE LA ALDEA MARAXCO,
CHIQUIMULA.
PARASITO MACHOS HEMBRAS Strongyloides sp. 33 38 Strongylus sp. 52 60
3338
5260
0
10
20
30
40
50
60
No
. d
e A
sn
os
S trongyloides s p. S trongylus s p.
Género de Parásitos Encontrados por el Método de Flotación Según Sexo de los Asnos
de la Aldea Maraxco, Chiquimula.
MA C HOS
HE MB R A
S
Gráfica 3
41
TABLA 4: DISTRIBUCIÓN DE Strongyloides sp. SEGÚN SEXO DE LOS ASNOS DE LA ALDEA MARAXCO, CHIQUIMULA.
SEXO No. ANIMALES PORCENTAJE Machos 33 46,48 Hembras 38 53,52 TOTAL 71 100,00
46%
54%
42,00
44,00
46,00
48,00
50,00
52,00
54,00
Po
rce
nta
je
Mac hos Hembras
Distribución de Strongyloides sp. Según Sexo de los Asnos de la Aldea Maraxco, Chiquimula.
Mac hos
Hembras
Gráfica 4
42
TABLA 5: GRADO DE INFESTACIÓN A Strongyloides sp. EN ASNOS DE AMBOS SEXOS DE LA ALDEA MARAXCO, CHIQUIMULA.
GRADO No. ANIMALES PORCENTAJE Negativos 41 36.61
Leve 69 61.61 Moderada 2 1.79 TOTAL 112 100
36,6%
61,6%
1,8%
0,0
20,0
40,0
60,0
80,0
Po
rce
nta
je
Negativos L eve Moderada
G rado de Infes tac ión
Grado de Infestación a Strongyloides sp. en Asnos de Ambos Sexos de la Aldea Maraxco,
Chiquimula.
Negativos
L eve
Moderada
Gráfica 5
43
TABLA 6: GRADO DE INFESTACIÓN A Strongyloides sp. SEGÚN SEXO DE LOS ASNOS DE LA ALDEA MARAXCO, CHIQUIMULA.
GRADO MACHOS PORCENTAJE HEMBRAS PORCENTAJE TOTAL % Negativos 19 17,0 22 19,6 36,6
Leve 32 28,6 37 33,0 61,6 Moderada 1 0,9 1 0,9 1,8 TOTAL + 33 46,4 38 53,6 100,0
17,0%
19,6%28,6%
33,0%
0,9% 0,9%
0,0
10,0
20,0
30,0
40,0
Po
rce
nta
je
Negativos L eve Moderada
Grado de infes tac ión
Grado de Infestación a Strongyloides sp. Según sexo de los Asnos de la Aldea Maraxco,
Chiquimula.
Mac hos
Hembras
Gráfica 6
44
TABLA 7: DISTRIBUCIÓN DE Strongylus sp. SEGÚN SEXO DE LOS ASNOS DE LA ALDEA MARAXCO, CHIQUIMULA.
SEXO No. ANIMALES PORCENTAJE Machos 52 46,43 Hembras 60 53,57 TOTAL 112 100,00
52
46,4%
60
53,6%
0
10
20
30
40
50
60
Mac hos Hembras
S e x o de los Asnos
Distribución de Strongylus sp. Según Sexo de los Asnos de la Aldea Maraxco, Chiquimula.
No. A NIMA L E S
P OR C E NTA J E
Gráfica 7
45
TABLA 8: GRADO DE INFESTACIÓN A Strongylus sp. EN ASNOS DE AMBOS
SEXOS DE LA ALDEA MARAXCO CHIQUIMULA.
GRADO No. ANIMALES PORCENTAJE Leve 2 1,79
Moderada 42 37,50 Grave 43 38,39
Potencialmente Letal 25 22,32 TOTAL 112 100
1,8%
37,5% 38,4%
22,3%
0,0
10,0
20,0
30,0
40,0
Po
rce
nta
je
L eve Moderada G rave P . Letal
Grado de Infes tac ión
Grado de Infestación a Strongylus sp. en Asnos de Ambos Sexos de la Aldea Maraxco,
Chiquimula.
Leve
Moderada
G rave
P . L etal
Gráfica 8
46
TABLA 9: GRADO DE INFESTACIÓN A Strongylus sp.SEGÚN SEXO DE LOS ASNOS DE LA ALDEA MARAXCO, CHIQUIMULA.
GRADO MACHOS PORCENTAJE HEMBRAS PORCENTAJE TOTAL Leve 2 1,8 0 0,0 1,8
Moderada 21 18,8 21 18,8 37,5 Grave 23 20,5 20 17,9 38,4 Letal 6 5,4 19 17,0 22,3
TOTAL + 52 46,4 60 53,6 100
1,80,0
18,8 18,820,5
17,9
5,4
17,0
0,0
5,0
10,0
15,0
20,0
25,0
Po
rce
nta
je
L eve Moderada G rave L etal
G rado de Infes tac ión
Grado de Infestación a Strongylus sp. Según Sexo de los Asnos de la Aldea Maraxco,
Chiquimula.
MA C HOS
HE MB R A
S
Gráfica 9
47
TABLA 10: MUESTREO POR MÉTODO HAKARUA-UENO SEGÚN SEXO DE LOS ASNOS DE LA ALDEA MARAXCO, CHIQUIMULA.
SEXO No. ANIMALES PORCENTAJE Machos 19 43,18 Hembras 25 56,82 TOTAL 44 100,00
Porcentaje de Asnos Muestreados por el Método Hakarua-Ueno
43%
57%
Machos
Hembras
Gráfic a 10
48
TABLA 11: LARVAS DE PARÁSITOS ENCONTRADAS POR MÉTODO HAKARUA-UENO EN ASNOS DE AMBOS SEXOS DE LA ALDEA MARAXCO,
CHIQUIMULA.
Larvas de Parásitos No. Animales Porcentaje Pequeños Strongylus 5 11,36 Grandes Strongylus 17 38,64 Peq + S.equinus 19 43,18 Peq + S.vulgaris 2 4,55 Peq+ S.equinus+ S.vulgaris 1 2,27 S.vulgaris 16 36,36 S.equinus 1 2,27
TOTAL 44 100,00
11,4
43,2
4,5 2,3
36,4
2,3
0,0
10,0
20,0
30,0
40,0
50,0
Po
rce
nta
je
Pequeños Strongylus
Peq + S.equinus
Peq + S.vulgaris
Peq+ S.equinus+ S.vul...
S.vulgaris
S.equinus
Larvas de Parásitos Encontradas por Método Hakarua-Ueno en Asnos de Ambos Sexos de la Aldea Maraxco,
Chiquimula.
Gráfica 11
49
TABLA 12: LARVAS DE PARÁSITOS ENCONTRADAS POR MÉTODO
HAKARUA-UENO SEGÚN SEXO DE LOS ASNOS DE LA ALDEA MARAXCO, CHIQUIMULA.
LARVAS DE PARÁSITOS MACHOS % HEMBRAS % Pequeños Strongylus 3 6,82 2 4,55 Grandes Strongylus 9 20,45 8 18,18 Peq + S.equinus 7 15,91 12 27,27 Peq + S.vulgaris 0 0,00 2 4,55 Peq+ S.equinus+ S.vulgaris 0 0,00 1 2,27 S.vulgaris 8 18,18 8 18,18 S.equinus 1 2,27 0 0,00
TOTAL 19 43,2 25 56,82
6,8
4,5
15,9
27,3
0,0
4,5
0,0
2,3
18,2 18,2
2,3
0,0
0,0
5,0
10,0
15,0
20,0
25,0
30,0
Po
rce
nta
je
Pequeños Strongylus
Peq + S.equinus
Peq + S.vulgaris
Peq+ S.equinus+ S.vulgaris
S.vulgaris
S.equinus
Larvas de Parásitos Encontrados por el Método Hakarua-Ueno
Según Sexo de los Asnos
MA C HOS
HE MB R A
S
Gráfica 12
50
TABLA 13: ASOCIACIÓN (Individual o Mixta) A PARÁSITOS TIPO STRONGYLUS EN ASNOS DE AMBOS SEXOS DE LA ALDEA MARAXCO,
CHIQUIMULA.
Tipo de Parásito No.Animales Porcentaje Pequeños Strongylus 5 11,36 Grandes Strongylus 17 38,64 Infestación Mixta 22 50,00
TOTAL 44 100,00
11,36
38,64
50,00
0,00
10,00
20,00
30,00
40,00
50,00
Po
rce
nta
je
P equeños
S trongylus
G randes
S trongylus
Infes tac ión
Mixta
Asociación (Individual o Mixta ) a Parásitos tipo Strongylus en Asnos de Ambos Sexos de la Aldea
Maraxco, Chiquimula.
P equeños S trongylus
G randes S trongylus
Infes tac ión Mixta
Gráfica 13
51
TABLA 14: ASOCIACIÓN (Individual o Mixta) A PARÁSITOS TIPO STRONGYLUS SEGÚN SEXO DE LOS ASNOS DE LA ALDEA MARAXCO,
CHIQUIMULA.
TIPO MACHOS % HEMBRAS % Pequeños Strongylus 3 6,82 2 4,55 Grandes Strongylus 9 20,45 8 18,18 Infestación Mixta 7 15,91 15 34,09
TOTAL 19 43,2 25 56,82
7% 5%
20% 18% 16%
34%
0,00
5,00
10,0015,00
20,0025,00
30,0035,00
Po
rce
nta
je
P equeños
S trongylus
G randes
S trongylus
Infes tac ión
Mixta
T ipo de As oc iac ión
Tipo de Asociación (Individual o Mixta) a Parásitos Tipo Strongylus Según Sexo de los
Asnos.
MA C HOS
HE MB R A
S
Gráfic a 14
52
TABLA 15: FRECUENCIA DE STRONGYLOIDES Sp. SEGÚN EDAD Y SEXO DE
LOS ASNOS DE LA ALDEA MARAXCO, CHIQUIMULA
EDAD (años) f+ MACHOS HEMBRAS 0--2 8 4 4 2--4 24 10 14 4--6 15 6 9 6--8 10 8 2 8--10 4 0 4 10--12 2 1 1 12--14 3 1 2 14--16 3 1 2 16--18 0 0 0 18--20 2 2 0 TOTAL 71 33 38
Frecuencia de Strongyloides sp. Según Edad y Sexo de los Asnos
0
5
10
15
20
25
30
0--2
2--4
4--6
6--8
8--10
10--12
12--14
14--16
16--18
18--20
R ang os de E dad (años )
Fre
cu
en
cia
f+
MAC HOS
HE MB R A
Gráfica 15
53
TABLA 16: FRECUENCIA DE STRONGYLUS Sp. SEGÚN EDAD Y SEXO DE LOS ASNOS DE LA ALDEA MARAXCO, CHIQUIMULA
EDAD (años) F MACHOS HEMBRAS 0--2 13 4 9 2--4 31 13 18 4--6 20 8 12 6--8 19 13 6 8--10 8 3 5 10--12 7 3 4 12--14 4 1 3 14--16 6 3 3 16--18 0 0 0 18--20 4 4 0 TOTAL 112 52 60
0
10
20
30
40
Fre
cu
en
cia
0--2
2--4
4--6
6--8
8--10
10--12
12--14
14--16
16--18
18--20
R a ng os de E da d (a ños)
Frecuencia de Strongylus sp. Según Edad y Sexo de los Asnos
f
MAC HOS
HE MB R A
Gráfica 16
54
TABLA 17: FRECUENCIA DE PEQUEÑOS STRONGYLUS SEGÚN EDAD Y SEXO DE LOS ASNOS DE LA ALDEA MARAXCO, CHIQUIMULA
EDAD (años) F MACHOS HEMBRAS
0--2 5 2 3
2--4 10 5 5
4--6 4 1 3
6--8 2 1 1
8--10 1 0 1
10--12 1 0 1
12--14 1 0 1
14--16 2 0 2
16--18 0 0 0
18--20 1 1 0
TOTAL 27 10 17
0
2
4
6
8
10
Fre
cu
en
cia
0--2
2--4
4--6
6--8
8--10
10--12
12--14
14--16
16--18
18--20
R a ng os de E da d (Años)
Frecuencia de Pequeños Strongylus Según Edad y Sexo de los Asnos
f
MA C HO S
HE MB R A
Gráfica 17
55
TABLA 18: FRECUENCIA DE LARVAS DE PARÁSITOS ENCONTRADAS SEGÚN LA EDAD DE LOS ASNOS MACHOS DE LA ALDEA MARAXCO,
CHIQUIMULA.
EDAD (años) Peq P + e e v
0--2 2 0 0 1
2--4 0 5 1 0
4--6 1 0 0 2
6--8 0 1 0 2
8--10 0 0 0 2
10--12 0 0 0 1
18--20 0 1 0 0
TOTAL 3 7 1 8
Peq = Pequeños Strongylus P + e = Pequeños Strongylus + Strongylus equinus e = Strongylus equinus v = Strongylus vulgaris
0
1
2
3
4
5
Fre
cu
en
cia
0--2 2--4 4--6 6--8 8--10 10--12 18--20
R a ng os de E da d (Años)
Frecuencia de Larvas de Parásitos Encontradas Según la Edad de los Asnos
Machos
P eq
P + e
e
v
Gráfic a 18
56
TABLA 19: FRECUENCIA DE LARVAS DE PARÁSITOS ENCONTRADAS SEGÚN LA EDAD DE LOS ASNOS HEMBRAS DE LA ALDEA MARAXCO,
CHIQUIMULA.
EDAD (años) Peq P + e P + v P + e+ v v
0--2 0 3 0 0 1
2--4 2 3 0 0 1
4--6 0 1 1 1 0
6--8 0 1 0 0 3
8--10 0 1 0 0 1
10--12 0 1 0 0 2
12--14 0 1 0 0 0
14--16 0 1 1 0 0
TOTAL 2 12 2 1 8
Peq = Pequeños Strongylus P + e = Pequeños Strongylus + Strongylus equinus P + v = Strongylus equinus + Strongylus vulgaris P + e + v = Pequeños Strongylus + Strongylus equinus + Strongylus vulgaris v = Strongylus vulgaris
0
1
2
3
Fre
cu
en
cia
0--2
2--4
4--6
6--8
8--10
10--12
12--14
14--16
R a ng os de E da d (Años)
Frecuencia de Larvas de Parásitos Encontradas Según la Edad de los Asnos
Hembras
P eq
P + e
P + v
P + e+ v
v
Gráfica 19
57
. Br. Argelia Ruiz
. Dr. Manuel Rodríguez Zea.
. Dr. Ludwing Figueroa
. Dr. Carlos Camey.
IMPRIMASE . Decano: Lic. Marco Vinicio de la Rosa
58
