bt marina
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Superficie
Abarzua y Jakubowski. 1995. Cole.1982.
Macroalgas Invertebrados
1-10min 1-24 h 1-7 d 7 d-1 año años
Diatomeas Bacterias
Señales de asentamiento. Factores Fisicoquímicos
DOM: materia orgánica disuelta; DOP: Fósforo orgánico disuleto Adaptado de Amin et al, 2012
Antibióticos
Fibrillas
Parasítica Competitiva Simbiótica
Núcleo
Mito
con
dria
NH4 NH4
N2
B12
DOM
Plastidio
Proteasas
Ficósfera DOP PO4
PSI PSII
PQ NADPH
Ciclo de Calvin
O2
DOM
Vibrioferrina (VF)
VF-Fe (III) Fe (II) Fe (III)
Luz
Diatomea
fosfatasas
CO2
O2
Glicolato
EPS
Relación Bacteria-Diatomeas
Cultivos de Thalassiosira weissflogii fotosintéticamente activos incubados con cepas bacterianas marinas (Tomado de Gärdes y cols., 2010).
Variación de la estructura celular algal, después de agregar medio Zobell 2216E a cultivos de A. tamarense. (a) 4 h; (b-e) 4-12 h. Las flechas en la imagen indican vesículas en la pared celular.; (f) Microscopía de epifluorescencia con DAPI. Las flechas indican las bacterias presentes en la ficósfera de A. tamarense. (Tomado de Wang y cols., 2010).
Alteromonas, Glaciecola, Pseudolateromonas Neptunomonas Marinobacter Cellvibrio Pseudomonas
g -
pro
teo
bac
teri
a
Limnobacter b
-p
rot
Mesorhizobium Hyphomonas Ruegeria Roseobacter, Sulfitobacter, Paracoccus Rhodovulum Erythrobacter Sphingomonas
a-
pro
teo
bac
teri
a Winogradskyella Flavobacterium, Croceibacter Aequorivita, Lacinutrix Marinobacter Cytophaga, Richenbachia, Gelidibacter B
acte
rio
de
te
Adaptado de Amin et al, 2012
• Control Biológico • Nuevos Materiales • Métodos Eléctricos • Técnicas de cultivo y manejo de moluscos.
• Productos Antifouling Naturales
ESTRATEGIAS ANTIFOULING
PINTURAS
CuO2
COMPUESTOS BIOACTIVOS
Pseudoalteromonas sp.
Alteromonas sp.
DISEÑO DE SUPERFICIES
Shark skin
Proceso de utilización de los organismos vivos como la inspiración para nuevos materiales funcionales.
Métodos Físicos: Ayudan a crear una superficie mecánica que detiene el biofouling.
Proteínas adhesivas de mitílidos (mussel adhesive proteins, MAPs) :
Ala-Lys-Pro-Ser-Tyr-trans-2,3-cis-3,4-dihydroxyproline (DHP)
-Hyp-Thr-3,4-dihydroxyphenylalanine (DOPA) -Lys.
DHP y DOPA: contribuyen a la naturaleza adhesiva de MAPs.
Polímeros de DOPA + PEG
Polímeros peptidomiméticos (PMP1) utilizan glicina N-sustituída en vez de PEG. Es estructuralmente similar al etilen glicol y es hidrofílica.
Piel de tiburón (Shark skin): posee una superficie rugosa que proporciona una baja humectabilidad, lo que limita el biofouling.
“BIOMIMETISMO”
ERI = r * n /( 1 – phi) R: relación de rugosidad de Wenzel N: número de diferencias en la superficie en el diseño Φ: fracción del área que corresponde a la parte superior de cada superficie Superficies completamente lisas tienen un índice ERI = =
Ln asentamiento (esporas/mm2) = -7.47 x10-2* ERI + 6.28 Cantidad de microfouling por mm2
Métodos Químicos: se basan en la síntesis de moléculas producidas naturalmente: BIOCIDAS
Difunden hacia el entorno inmediato, desviando el fouling.
Bajo impacto ambiental, efectividad variada.
Esponjas, algas, corales, bacterias…
Toxinas, anestésicos, moléculas moduladoras de crecimiento/adherencia/metamorfosis.
Microalgas marinas: producen 3600 metabolitos secundarios con roles ecológicos complejos: defensa, antifouling, biocidas.
Biocidas: terpenos y no terpenos.
Taninos (no terpenos) se asocian con Cobre o Zinc.
Plata: reacciona con grupos tiol de enzimas, inactivándolas.
Inhiben enzimas oxidativas como deshidrogenasa alcohólica.
Previenen replicación del DNA por dimerización de pirimidinas.
Cobre en exceso:
Produce estrés oxidativo y generación de H2O2.
Altera la integridad de la membrana
Se une a proteínas , alterando su función y/o degradándolas.
Organosilanos: crean una nanocubierta que rompe la membrana externa de microorganismos que se adhieren a la superficie.
Antimicrobianos
Pentóxido de vanadio actúa como catalizador de la formación de ácido hipobromoso a partir de iones bromuro (en el mar) y pequeñas cantidades de H2O2 que se forman por exposición a la luz solar.
Alteromonas sp/Nitzschia sp P. tunicata/Nitzschia sp
Antecedentes
Ayala C, Clarke M, Riquelme C.E. 2006. Zapata M., Silva-Aciares F., Luza Y., Wilkens M., Riquelme C.E.
Leyton Y.Riquelme C.E. 2008.
BACTERIA OBJETIVO COMPUESTO
INHIBITORIO REFERENCIA
Pseudoalteromonas
tunicata Asentamiento de Ulva lactuca Proteína 3-10 kDa Egan y cols, 2001; 2002
Alteromonas sp
Adherencia de Nitzschia ovalis arnott,
Cylindrotheca closterium, Navicula sp,
Amphora sp, Nitzschia sp.
Péptido ND Silva-Aciares y cols,
2008
Pseudoalteromonas citrea,
P. elyakovii, P. haloplanktis Asentamiento de Ulva sp. ND Patel y cols, 2004
Pseudoalteromonas sp. Crecimiento de Chatonella sp, Gymnodium
sp, Heterosigma sp. ND Lovejoy y cols, 1998
Vibrio sp.,
Pseudoalteromonas sp. Crecimiento de Nitzschia paleacea ND
Dobretsov & Quian,
2004
Pseudoalteromonas sp. Adherencia de Amphora
coffeaeformis y Navicula sp Lectina ND
Wigglesworth-
Cooksey &
Cooksey, 2005
Aislados desde Ulva lactuca Cylindrotheca fusiformis ND Kumar y cols, 2010
0
20
40
60
80
100
120N
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CONTROL
Pt
Hm
Ni1-LEM
Nc1-LEM
Efecto de biopelículas de P. tunicata (Pt), H. marina (Hm), Alteromonas sp (Ni1-LEM) y Halomonas sp (Nc1-LEM) sobre el asentamiento de diatomeas y el crecimiento y germinación de Ulva lactuca.
Adaptado de Silva-Aciares F, Riquelme C.E. 2008.
A= Sin Inhibición (70-100% adherencia) B= Levemente inhibitorio (70-20% adherencia) C= Fuertemente inhibitorio (0-20% adherencia).
ACTIVIDAD SOBRE
BIOPELÍCULA
FRACCIÓN BIOACTIVA
ACTIVIDAD SOBRE
BACTERIAS EPÍFITAS
EFECTO DE PÉPTIDOS
BIOACTIVOS
Caracterizar las fracciones del cultivo de la bacteria Alteromonas sp. que inhiben la adherencia y la formación de biopelículas de Nitzschia ovalis arnott.
Curva de crecimiento de N.ovalis arnott
* Bacterias indicadas con flechas rojas; N. ovalis arnott indicada con flechas blancas
Tratamiento con sobrenadante Ni1-LEM
* Bacterias indicadas con flechas rojas; N. ovalis arnott indicada con flechas blancas
Microbiota asociada a N. ovalis arnott
Nitzschia ovalis arnott (NC) extraídos desde un filtro de nitrocelulosa de 3 µm. (1) NC-inóculo inicial; (2) NC-48 horas; (3) NC + SN10X – 48
horas; (4) NC + M9 – 48 horas; (5) NC-96 horas; (6) NC + SN10X – 96 horas; (7) NC + M9 – 96 horas; (8) NC-144 horas; (9) NC + SN10X–
144 horas; (10) NC + M9 – 144 horas; (11) NC-192 horas; (12) NC + SN10X – 192 horas; (13) NC + M9 – 192 horas.
Nitzschia sp.
Sulfitobacter sp
Sulfitobacter pontiacus
Sulfitobacter pontiacus
Muricauda sp
Roseobacter sp.
Roseobacter sp.
Loktanella maricola
Porphyrobacter doknensis Oceanicola granulosus
Aquamicrobium defluvii
Sulfitobacter pontiacus
Nitzschia sp. Nitzschia sp.
Loktanella vestfoldensis
Bacterias de vida libre asociadas a cultivos de N. ovalis arnott
Figura. DGGE de ADN de bacterias de vida libre asociadas al cultivo de Nitzschia ovalis arnott (NC) extraídos desde un filtro de nitrocelulosa de 0,2
µm. (1) NC-inóculo inicial; (2) NC-48 horas; (3) NC + SN10X – 48 horas; (4) NC + M9 – 48 horas; (5) NC-96 horas; (6) NC + SN10X – 96 horas; (7)
NC + M9 – 96 horas; (8) NC-144 horas; (9) NC + SN10X – 144 horas; (10) NC + M9 – 144 horas; (11) NC-192 horas; (12) NC + SN10X – 192 horas;
(13) NC + M9 – 192 horas.
Nitzschia sp.
Nitzschia sp. Sulfitobacter pontiacus
Roseobacter sp.
Porphyrobacter doknensis
Erythrobacter litoralis
Erythrobacter litoralis
Aquamicrobium defluvii
Sulfitobacter pontiacus
Thalassobacter
stenotrophicus
Nitzschia sp.
Roseobacter sp.
Identificación de la
microbiota asociada
a N.ovalis arnott
Flavobacteraceae
Erythrobacteraceae
Rhodobacteraceae