ANÁLISE DO PERFIL LIPÍDICO EM PACIENTES COM MALÁRIA...
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TERESINHA CÉLIA DE MESQUITA
ANÁLISE DO PERFIL LIPÍDICO EM PACIENTES COM
MALÁRIA CAUSADA PELO Plasmodium vivax ANTES E APÓS
TRATAMENTO ANTIMALÁRICO
UNIVERSIDADE FEDERAL DE MATO GROSSO FACULDADE DE MEDICINA
PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIAS DA SAÚDE
Cuiabá, MT Março, 2015
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UNIVERSIDADE FEDERAL DE MATO GROSSO FACULDADE DE MEDICINA
PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIAS DA SAÚDE
ANÁLISE DO PERFIL LIPÍDICO EM PACIENTES COM
MALÁRIA CAUSADA PELO Plasmodium vivax ANTES E APÓS
TRATAMENTO ANTIMALÁRICO
Trabalho apresentado em forma de revisão da
literatura e artigo científico ao Programa de Pós-
Graduação em Ciências da Saúde, conforme Decisão
nº 010/CPG/FM/2015, como requisito parcial para
obtenção do título de Mestre em Ciências da Saúde,
área de concentração Doenças Infecciosas e Tropicais.
TERESINHA CÉLIA DE MESQUITA
Orientador: Prof. Dr. Cor Jesus Fernandes Fontes
Cuiabá, MT Março, 2015
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4
O homem só é capaz de modificar e moldar o mundo ao seu derredor, se mudar sua própria concepção e
conduta interior. Basta que ele transforme a si mesmo para ver o mundo a sua volta se alterar com ele.
Hammed
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AGRADECIMENTOS
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Este trabalho não teria sido realizado e concluído não fossem as inúmeras contribuições diretas e indiretas que o favoreceram, e que culminaram na possibilidade de que o grupo de pessoas se unisse para poder concretizá-lo.
À DEUS que me deu o que tenho de mais sagrado: a vida.
À minha família, por ser a base onde tudo começou e tudo que sou como pessoa. À meu pai e
memória de minha mãe que contribuiram imensamente com a formação do meu caráter.
Ao meu esposo, Jackson Rogério Barbosa, pelo companheirismo constante, que vai além de
qualquer barreira física, afeto incondicional e seu dinamismo é inspirador e motivador.
Obrigado por ser sempre inspiração e força para buscar o caminho. E à nossa pequena
ISABELA, que é pura inspiração em nossas vidas.
Ao meu orientador Prof. Dr. Cor Jesus Fernandes Fontes que me deu muitas oportunidades e grandes ensinamentos. Seu exemplo de racionalidade e determinação em aplicar o método científico com grande afinco justifica a grande admiração que lhe é dirigida em âmbito local e nacional.
À minha amiga e colega de mestrado Thamires Oliveira Gasquez Martin pela doçura, companheirismo, apoio técnico, compreensão e amizade.
À minha amiga e colega de mestrado Andréia Ferreira Nery pela inteligência, e pela disponibilidade em ajudar e tornar sempre o caminho menos sinuoso.
À minha amiga e colega de mestrado Márcia Beatriz Cattini de Mello pelo apoio técnico, amizade, companheirismo, compreensão e ensinamentos na convivência. Aos colegas do Laboratório de Malária: Eduardo Rodrigues, Clebson Rodrigues, Luciano
Teixeira, Alexandre Damasceno, Fábio Leal e aos outros queridos colegas e funcionários do
HUJM que muito contribuíram para realização desse trabalho.
7
SUMÁRIO
Página
Resumo 10
1 Revisão da literatura 12
1.1. Malária 13
. 1.1.1. Aspectos gerais 13
1.1.2. Situação epidemiológica no Brasil e em Mato Grosso 15
1.1.3. Aspectos biológicos 17
1.1.4. A relevância do Plasmodium vivax 19
1.2. Lipídios e sua relação com infecções 20
1.2.1.Valores de referência das concentrações séricas de lipídios 23
1.2.2. Bioquímica lipídica do Plasmodium 23
1.2.3. Lipídios como biomarcadores de inflamação sistêmica 26
1.2.4. Malária por P. vivax e mudanças no perfil lipídico 27
2 Objetivos 30
2.1. Geral 31
2.2. Específicos 31
3 Referências da revisão da literatura 32
4 Artigo científico 43
5 Apêndice e Anexos 66
8
LISTA DE ABREVIATURAS
CT Colesterol Total
TG Triglicérides
Apo Apolipoproteína
HDL Lipoproteína de alta densidade
LDL Lipoproteína de baixa densidade
VLDL Lipoproteína de muito baixa densidade
AG Ácidos graxos
AG II Ácido graxo tipo II
LPL Lipoproteína-lipase
Acetil-CoA Acetil coenzima A
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LISTA DE FIGURAS
Figura 1 - Revisão da literatura Mapa da transmissão da malária no mundo Página 13
Figura 2 - Revisão da literatura Mapa das áreas de risco para malária Página 16
Figura 3 - Revisão da literatura Número de casos de malária notificados e diferença
percentual entre 2012 e 2014 no estado de Mato
Grosso
Página 16
Figura 4 - Revisão da literatura Ciclo biológico do Plasmodium no hospedeiro
humano e no vetor Anopheles
Página 17
Figura 5 - Revisão da literatura Estágio de desenvolvimento do Plasmodium no
fígado
Página 19
Figura 1 – Artigo Correlação entre a densidade parasitária de Plasmodium vivax e as concentrações séricas de lipídios na fase aguda.
Página 58
Figura 2 – Artigo Análise comparativa das concentrações séricas de lipídios entre a fase aguda e de convalescença da malária causada pelo P. vivax.
Página 59
10
LISTA DE TABELAS
Tabela 1- Revisão da literatura Valores de referência das concentrações séricas de
lipídios.
Página 24
Tabela 1 – Artigo Características demográficas, clínicas e laboratoriais dos
pacientes incluídos no estudo.
Página 57
Tabela 2 – Artigo Concentrações séricas e médias (desvio-padrão) dos
lipídios na fase aguda e convalescença de 80 pacientes
com malária causada por P. vivax.
Página 60
11
RESUMO
12
Embora já existam evidências de que os lipídios séricos estão alterados na malária por
P.falciparum, poucas informações sobre essas alterações são disponíveis para a malária
causada por P. vivax. O objetivo do presente estudo foi analisar as concentrações séricas de
lipídios na fase aguda e na convalescença de pacientes com malária causada pelo P. vivax.
Foram comparadas as concentrações séricas de triglicérides, colesterol total, LDL e HDL de
164 pacientes com infecção aguda por P. vivax antes e após o tratamento com cloroquina e
primaquina. Na avaliação do dia 0 (antes do tratamento), a concentração sérica de lipídios foi
baixa para colesterol total, LDL e HDL e alta para os triglicérides, comparada aos valores de
referência. Além disto, correlação negativa significante foi observada entre o nível de
parasitemia e as concentrações de LDL (p=0,027) e HDL (p=0,001). Oitenta pacientes do
estudo retornaram para a reavaliação clínica e laboratorial após 7 a 12 dias do início do
tratamento. Todos eles já apresentavam negativação parasitária e dos sintomas nessa fase de
convalescença. A análise dos lipídios séricos desses 80 pacientes mostrou evidente tendência à
normalização, isto é, elevação significativa dos níveis séricos de colesterol total (p<0,0001),
LDL (p<0,0001) e HDL (p<0,0001) e redução significativa dos níveis séricos de triglicérides
(p=0,004). Essa mudança transitória do perfil lipídico entre a fase aguda e a convalescença da
infecção por P. vivax poderá ser útil, no futuro, como ferramenta clínica de avaliação da
resposta terapêutica da infecção aos antimaláricos.
13
ABSTRACT
14
Although serum lipids are known to be altered in Plasmodium falciparum-induced
malaria, little is known about such changes due to Plasmodium vivax infection. This study
assessed serum concentrations of triglycerides, total cholesterol, low-density lipoprotein
(LDL), and high-density lipoprotein (HDL) in 164 patients in the acute phase of malaria
caused by P. vivax and characterized these changes in the convalescent phase after treatment
with chloroquine and primaquine. Compared to reference values, serum total cholesterol,
LDL, and HDL levels were lower and triglyceride levels were higher in the acute phase.
Moreover, the parasite density was negatively correlated with LDL (r=-0,189; p=0.027) and
HDL (r=-0,256 ; p=0.001) serum levels. Eighty patients returned for clinical and laboratory
revaluation 7–12 days after treatment initiation. All patients showed parasite clearance and the
absence of symptoms during the convalescent phase. Analysis of the serum lipids of these 80
patients showed significant increases in the serum levels of total cholesterol (p<0.0001), LDL
(p<0.0001), and HDL (p<0.0001) as well as a significant reduction in triglycerides (p=0.004),
indicating a trend towards a return to normal levels. This transient change in the lipid profile
between the acute and convalescent phases of P. vivax infection may be useful for assessing
the therapeutic response of infections to antimalarials.
15
1. REVISÃO DA LITERATURA
16
1.1. MALÁRIA
1.1.1. Aspectos gerais
A malária permanece como uma das principais doenças infecciosas que afeta milhões
de pessoas, causando mais mortes, em valores absolutos, do que a AIDS ou qualquer outra
doença infecciosa (FRANÇA et al., 2008). Ocorre principalmente nas áreas tropicais pobres
da África, Ásia e América Latina, onde aproximadamente 40% da população estão expostas,
distribuída em 97 países e territórios (Figura 1). Estima-se que 3,2 bilhões de pessoas estão em
risco de serem infectadas com malária e de desenvolver a doença, sendo que 1,2 bilhões estão
em áreas de risco elevado. Conforme as últimas estimativas, 198 milhões de casos de malária
ocorreram globalmente em 2013, levando a 584.000 mortes, o que representou uma
diminuição da incidência dos casos de malária e das taxas de mortalidade de 30% e 47%, a
partir de 2000, respectivamente. Dessas mortes, 90% ocorreram na África, sendo que 78%
foram de crianças menores de cinco anos (WHO, 2014).
Figura 1- Mapa da transmissão da malária no mundo (Fonte: WHO, 2014)
17
A malária é causada por parasitos protozoários do gênero Plasmodium, sendo cinco as
espécies as causadoras da doença no homem: P.falciparum, P. vivax, P. malariae, P. ovale e
P. knowlesi. Essa última espécie, primariamente causadora de malária entre macacos, tem
infectado humanos em certas áreas de florestas do sudeste da Ásia nos últimos anos (WHO,
2013).
Os parasitos são transmitidos de uma pessoa para outra, pela picada de fêmeas do
mosquito do gênero Anopheles, durante o repasto sanguíneo. Há cerca de 400 espécies
diferentes de mosquitos do gênero Anopheles, mas apenas 30 delas são vetores de maior
importância. No Brasil, o A. darlingi é a principal espécie vetora (DEANE, 1986). A maioria
das mortes é causada por P.falciparum, principalmente na África, onde essa espécie é
predominante (KANTELE & JOKIRANTA, 2011).
Os principais determinantes da intensidade de transmissão da malária são a densidade,
a longevidade, os hábitos e a eficiência do mosquito vetor (SINKA et al., 2012). Todos esses
aspectos estão presentes na região Amazônica, tornando complexo o controle da doença em
nosso meio. Mesmo assim, a malária é uma doença evitável e tratável, desde que as
intervenções recomendadas atualmente sejam aplicadas adequadamente. Estas intervenções
incluem o controle de vetores por meio de mosquiteiros impregnados com inseticida,
pulverização residual de interiores das residências e, em algumas situações específicas, com
larvicidas, quimioprofilaxia de indivíduos mais vulneráveis, particularmente as mulheres
grávidas, crianças e viajantes. Contudo, as medidas mais eficazes atualmente, considerando a
realidade social e econômica dos países endêmicos, têm sido o diagnóstico oportuno e
tratamento correto dos pacientes (OLIVEIRA-FERREIRA et al., 2010).
Em áreas endêmicas, a malária é frequentemente a causa mais comum de febre. Os
primeiros sintomas da malária não são específicos e inclui discreto mal-estar, dor de cabeça,
18
fadiga, dores musculares e desconforto abdominal, os quais são seguidos de febre irregular,
náusea, vômitos e hipotensão ortostática ocorrem com frequência. Manifestações graves
podem ocorrer principalmente na doença causada pelo P.falciparum e é mais comum em
crianças e gestantes (DONDORP et al., 2008).
Atualmente, os programas de controle da malária preconizam que a confirmação
diagnóstica da doença seja feita pela pesquisa microscópica do parasito no sangue ou pelos
testes de diagnóstico rápido (WHO, 2013). Essa confirmação diagnóstica é essencial para o
estabelecimento da terapêutica, uma vez que a eficácia das drogas disponíveis está diretamente
relacionada à espécie do parasito causador da doença (ASHLEY et al., 2014).
O tratamento da malária tem como principais objetivos a redução do sofrimento e risco
de evolução grave dos pacientes; a redução da transmissão da infecção; e o retardo do
desenvolvimento da resistência (WHO, 2013). Poucas drogas são disponíveis para isto e, em
geral, o desenvolvimento da resistência é inexorável (ASHLEY et al., 2014). No Brasil, os
esquemas preconizados para o tratamento da malária incluem a cloroquina e a primaquina para
o P. vivax e os derivados da artemisinina, em combinação com quinolinometanois, para o
P.falciparum (BRASIL, 2010).
1.1.2. Situação epidemiológica no Brasil e em Mato Grosso
O número de casos de malária registrados no Brasil em 2013 foi de 178.613 pacientes.
Aproximadamente 99,7% da transmissão concentram-se na região da Amazônia Legal,
composta pelos estados do Acre, Amazonas, Amapá, Maranhão, Mato Grosso, Pará,
Rondônia, Roraima e Tocantins, compreendendo 807 municípios (Figura 2). O estado de Mato
Grosso, embora tenha sido hiperendêmico na década de 90, apresenta hoje em situação de
19
controle, com cerca de 700 casos anuais (MS, 2015) (Figura 3).
Figura 2 - Mapa das áreas de risco para malária
(Fonte: Brasil, 2015)
Figura 3 – Número de casos de malária notificados e diferença percentual entre 2012 e 2014
no estado de Mato Grosso (Fonte: Brasil, 2015).
1.1.3. Aspectos biológicos
20
O ciclo biológico do Plasmodium compreende uma fase sexuada (esporogonia), que
ocorre no vetor e uma fase assexuada (esquizogonia) no hospedeiro vertebrado. A fase
sexuada inicia-se no interior de estômago do mosquito, onde os gametócitos diferenciam-se
em gametas masculino e feminino resultando na fecundação e formação de um ovo ou zigoto,
o oocineto. Assim, por esporogonia, resultam centenas de formas infectantes, os esporozoítos,
as quais migram para as glândulas salivares do mosquito vetor, que poderão, no momento da
picada, serem inoculadas no hospedeiro vertebrado (Figura 4) (GILLES, 1993).
Figura 4 - Ciclo biológico do Plasmodium no
hospedeiro humano e no vetor Anopheles (Adaptado de
SHERMAN, 2011)
A infecção no homem tem início quando os esporozoítos são inoculados juntamente
com a saliva na circulação sanguínea e/ou no tecido subcutâneo do hospedeiro (MOTA et al.,
2001; AMINO et al., 2006). Estima-se que em condições habituais, quantidade inferior a 50
esporozoítos é inoculada em cada picada (BEIER et al., 1991), sendo que a maioria dos
21
parasitos permanece no local e o restante alcança a circulação por meio de invasão de
capilares ou de vasos linfáticos (MENARD et al., 2013). Os esporozoítos que atingem os
linfonodos podem se desenvolver como formas exo-eritrocíticas, porém, são degradados por
leucócitos. Apenas aqueles que atingem a circulação sanguínea são capazes de se
desenvolverem após infectarem os hepatócitos (AMINO et al., 2006). Esporozoítos viajam
passivamente para os sinusóides hepáticos e atravessam ativamente a barreira sinusoidal para
chegar aos hepatócitos, localizando-se dentro de um vacúolo parasitóforo (EJIGIRI &
SINNIS, 2009). Nessa célula multiplicam por esquizogonia dando origem a milhares de
merozoítos.
O desenvolvimento do Plasmodium nas células do fígado requer aproximadamente
uma semana, para o P.falciparum e P. vivax e cerca de duas semanas para o P. malariae. Nas
infecções por P. vivax e P. ovale, podem surgir formas latentes denominadas hipnozoítos que
permanecem nas células do fígado, os quais podem causar recaída da infecção meses e até
anos após a exposição (KROTOSKI, 1985).
Os merozoitos formados no fígado são liberados para a circulação sanguínea por meio
de estruturas vesículares denominadas merossomos (STURM et al., 2006). Esses merossomos
se deslocam para os sinusóides hepáticos garantindo a liberação de merozoítos vivos
diretamente na circulação sanguínea (NARDIN & NUSSENZWEIG, 1993; GOOD et al.,
2005), onde infectam eritrócitos e iniciam um novo ciclo de reprodução assexuada (ciclo
eritrocítico). Um esporozoíto pode produzir de 10.000 a 30.000 merozoítos filhos em 5,5-8
dias dentro de um hepatócito (Figura 5).
22
Figura 5 - Estágio de desenvolvimento do Plasmodium no fígado
(Adaptado de LINDNER et al., 2012 )
Quando o processo de esquizogonia sanguínea é completado, os eritrócitos se rompem
e liberam novos merozoítos. Neste momento são observados os sintomas característicos da
doença como febre e calafrios (BARNWELL & GALINSKI, 1998). Após algumas gerações
de merozoítos sanguíneos, uma pequena proporção destes parasitos se diferencia em estágios
sexuados denominados gametócitos, os quais formarão esporozoítos no inseto vetor, após
novo repasto sanguíneo. Os gametócitos são a garantia para a perpetuação da espécie (DYER
& DAY, 2000; SHERMAN, 2011).
1.1.4. A relevância do Plasmodium vivax
O P.falciparum é responsável pela maioria dos casos graves e fatais de malária,
principalmente em países da África, ofuscando assim a importância do P. vivax para a saúde
pública, cuja doença foi considerada benigna por muito tempo (BAIRD, 2007; PRICE et al.,
2007; ANSTEY et al., 2009). No entanto, fora da África, o P. vivax é responsável por quase a
metade dos casos de malária, com até 390 milhões de infecções clínicas a cada ano,
representando a espécie de Plasmodium mais difundida (PRICE et al., 2007).
23
O P. vivax infecta células sanguíneas vermelhas jovens (reticulócitos), uma
propriedade que parece limitar sua capacidade reprodutiva, resultando em parasitemias que
raramente excedem a 2% das células sanguíneas vermelhas circulantes (FIELD & SHUTE,
1956). Embora considerada uma infecção benigna por muitas décadas, nos últimos anos o P.
vivax passou a apresentar complicações graves em muitos pacientes, as quais têm sido objeto
de frequentes relatos e de investigação sobre os mecanismos subjacentes a essa gravidade
(PRAKASH et al., 2003; NAUTIYAL et al., 2005; TAN et al., 2008; ANSTEY et al., 2009;
RAHIMI et al., 2014).
Semelhante ao P.falciparum, a infecção aguda e grave por P. vivax pode provocar
edema pulmonar agudo, insuficiência renal aguda e complicações hematológicas, todas elas
resultantes de uma resposta inflamatória sistêmica exacerbada (BARCUS et al., 2007;
KOCHAR et al., 2009 ; LAMPAH et al., 2011 ; MANNING et al., 2011; SHAIKH et al.,
2012). Muitos biomarcadores inflamatórios, comumente investigados durante a fase aguda de
diversas doenças infecciosas e degenerativas, são relatados como presentes ou elevados nesses
pacientes (ANSTEY et al., 2009; ANDRADE & BARRAL-NETO, 2011). Uma vez
quantificada, essas biomoléculas podem servir como marcadores e até mesmo preditoras de
gravidade da doença (ERDMAN et al., 2011). No entanto, são escassos os estudos dessas
moléculas na infecção pelo P. vivax. Seu entendimento pode ser útil na caracterização e
acompanhamento de pacientes com infecção por essa espécie.
1.2. Lipídios e sua relação com infecções
Os lipídios são a principal fonte de energia para o corpo são ligados a funções
regulatórias ou de coenzimas (vitaminas lipossolúveis), funções no controle da homeostase
24
corporal (prostaglandinas e hormônios esteróides), fundamentais para a formação de todas as
células do organismo humano e funções de secreção de vitaminas, bile, hormônios esteróides
(SCARTEZINI et al., 2003). Dos pontos de vista fisiológico e clínico, os lipídios
biologicamente mais relevantes são: i) o colesterol total, que é precursor dos hormônios
esteroidais, de ácidos biliares e da vitamina D, com parte de sua biossíntese ocorrendo nos
hepatócitos (CHAMPE et al., 2009); ii) os triglicérides, uma das formas de armazenamento
energético mais importante no organismo e obtido da dieta ou produzido pelo organismo, a
partir da esterificação do glicerol com três moléculas de ácidos graxos (BOTHAM &
MAYES, 2007); iii) os fosfolipídios, que são compostos polares iônicos, formados de um
álcool (colina ou etanolamina) ligado por uma ponte diéster tanto ao diacilglicerol (produzindo
fosfatidilcolina ou fosfatidiletanolamina) ou à esfingosina (CHAMPE et al., 2009) e que
conferem a função estrutural na dupla camada que constitui as membranas celulares e a
superfície das partículas de lipoproteínas (WADI et al., 2005); iv) os ácidos graxos que, além
de fornecerem energia, formam a estrutura básica das membranas celulares, participam da
síntese de prostaglandinas e fornecem acetil coenzima A (Acetil-CoA) para a síntese de outros
lipídios. Mais de 90% dos ácidos graxos encontrados no plasma estão na forma de ésteres de
ácidos graxos (basicamente triglicérides, ésteres de colesterol e fosfolipídios), contidos nas
partículas de lipoproteínas da circulação (CHAMPE et al., 2009).
Lipoproteínas, como macromoléculas que são, possuem um núcleo de lipídios neutro
(contendo triglicérides e ésteres de colesterol) circundado por uma camada de
apolipoproteínas (apo) anfipáticas, fosfolipídios e colesterol livre (não-esterificado). Tendo
como função, manter a solubilização dos lipídios apolares, principalmente os triglicérides e os
ésteres de colesterol, promovendo um eficiente mecanismo de transporte de lipídios entre os
tecidos. Em sua composição lipídica e proteica, elas diferem entre si no tamanho, na densidade
25
e no sítio de origem (CHAMPE et al., 2009) e são, por isto, classificadas em: i) Quilomicrons,
derivados da absorção intestinal de triglicérides; ii) Lipoproteínas de muito baixa densidade
(VLDL), derivadas de triglicérides que foram liberados do fígado; iii) Lipoproteínas de baixa
densidade (LDL), representando um estágio final do catabolismo da VLDL e; iv)
Lipoproteínas de alta densidade (HDL), envolvidas no metabolismo das VLDL, quilomícrons
e colesterol (BOTHAM & MAYES, 2007). A apo B- 48 é característica do quilomícrom, A apo
B-1 00, que é sintetizada no fígado e encontrada nas VLDLs e LDLs e as apoA-I e apoA-II,
encontradas na HDL (XAVIER et al., 2013).
Os lipídios procedentes da alimentação sob a forma de triglicérides são hidrolisados
pela lipoproteína-lipase (LPL) ou lipase lipoprotéica no duodeno, formando monoglicerídios e
ácidos graxos. Na mucosa intestinal, os ácidos graxos e os monoglicerídios são reesterificados
a triglicérides e, juntamente com o colesterol, são englobados pelos quilomícrons e
transportados aos vasos linfáticos. Os quilomícrons são então transportados ao fígado ou
removidos do sangue para o tecido adiposo (WARDLAW & INSEL, 1995). Na circulação, os
triglicérides englobados nos quilomícrons são removidos pela LPL e os fragmentos destes são
recapturados pelo fígado e reprocessados. Nesse processo o colesterol é reconjugado para
transporte no sangue como VLDL (formada principalmente por triglicérides) e circula para os
tecidos periféricos, onde se transforma em LDL pela ação da LPL (WARDLAW & INSEL,
1995). Estabelece-se assim um ciclo, no qual a LDL leva o colesterol para as células extra-
hepáticas (e paredes das artérias), enquanto que a outra porção de colesterol é retornada ao
fígado pela HDL, onde será excretado pela bile. No interior da HDL, o colesterol se liga a
ácidos graxos, em um processo catalisado pela enzima lecitina-colesterol aciltransferase.
Resulta dessa reação uma grande fração dos produtos do colesterol, que é transmitida para a
LDL (WARDLAW & INSEL, 1995). O organismo humano também é capaz de sintetizar
26
colesterol, além daquele absorvido pelo trato gastrointestinal. A maior parte da sua biossíntese
ocorre nos hepatócitos, em uma das três formas: ésteres de colesterol, colesterol biliar ou
ácidos biliares. A produção de ésteres de colesterol no fígado é também catalisada pela enzima
lecitina-colesterol aciltransferase (SMITH et al., 2007).
As dislipidemias, isto é, os distúrbios do metabolismo das gorduras, podem ser de
origem primária ou secundária a excesso de consumo ou comorbidades. As dislipidemias
primárias são geralmente consequência de desordens genéticas. O acúmulo de quilomícrons
e/ou de VLDL no plasma resulta em hipertrigliceridemia e é consequência de redução da
hidrólise dos triglicérides pela LPL ou de aumento da síntese de VLDL. O acúmulo de LDL
no plasma resulta em hipercolesterolemia, que pode ocorrer por defeito no gene da LDL-R
(hipercolesterolemia familiar) ou no gene da apo-B-100 (XAVIER et al., 2013).
1.2.1.Valores de referência das concentrações séricas de lipídios
Existe alta variação intraindividual na concentração dos lipídios séricos. Essa variação
decorre de fatores ambientais como dieta, atividade física e variação sazonal, com
concentrações mais elevadas de colesterol total e HDL durante os meses de frio (XAVIER et
al., 2013).
Na prática clínica, consideram-se como referência das concentrações séricas de lipídios
os valores apresentados na Tabela 1.
1.2.2. Bioquímica lipídica do Plasmodium
Os requisitos metabólicos do Plasmodium são obtidos da hemoglobina dos eritrócitos
do hospedeiro e dos nutrientes disponíveis no plasma. Há aumento da permeabilidade da
27
membrana do eritrócito infectado, permitindo a passagem de nutrientes. A energia utilizada
para o crescimento intracelular é obtida da glicose, a qual é convertida em lactato por
fosforilação. A síntese proteica é obtida de aminoácidos essenciais, incluindo cisteína e
metionina, presentes no plasma (GILLES, 1993).
Tabela 1 – Valores de referência das concentrações séricas de lipídios.
Lipídios Faixa de referência Interpretação Colesterol total < 200 Desejável 200 – 239 Limítrofe ≥ 240 Alto LDL-colesterol < 100 Ótimo 100 – 129 Desejável 130 – 159 Limítrofe 160 – 189 Alto ≥ 190 Muito alto HDL-colesterol > 60 Desejável < 40 Baixo Triglicérides < 150 Desejável 150 – 200 Limítrofe 200 - 499 Alto ≥ 500 Muito alto Fonte: Xavier et al., 2013
Tendo em vista a sua rápida multiplicação dentro dos hepatócitos e eritrócitos
(esquizogonia), os parasitos da malária têm de utilizar os nutrientes das células hospedeiras,
pois são incapazes de sintetizá-los (SHERMAN, 1979). Para tanto, ocorre uma troca de
nutrientes através da membrana do vacúolo parasitóforo, garantindo assim a sua sobrevivência
e proliferação (SINAI & JOINER, 1997; LINGELBACH &, JOINER, 1998; KIRK, 2001).
Possuindo uma capacidade notável de replicação, o Plasmodium alcança uma das taxas de
28
crescimento mais rápidas entre as células eucarióticas. Como característica desta fase de
desenvolvimento, observa-se a exigência de uma quantidade considerável de lipídios (por
exemplo, colesterol), como requisitos anabólicos necessários para formação de sua membrana
celular (SINNIS & SIM, 1997).
Em pesquisas recentes foi demonstrado que o genoma do Plasmodium inclui um gene
que codifica enzimas do metabolismo dos fosfolipídios (BANSAL et al., 2005), permitindo a
síntese de novo de fosfatidilcolina e fosfatidiletanolamina, através da via clássica Kennedy,
necessitando apenas a captação de pequena molécula de colina (VIAL et al., 2003). Estes
compostos são responsáveis por mais de 50% do total de fosfolipídios das membranas das
espécies eucariotas, desempenhando um papel importante na estrutura e função dessas
membranas (GIBELLINI & SMITH, 2010). Além disso, o genoma de P.falciparum possui
genes semelhantes aos que codificam a via de síntese do ácido graxo tipo II (AG II) em seres
humanos, sendo a principal via para a produção de cadeias acilfosfolipídícas de membrana
(WHITE et al., 2005). Estes genes, em particular, estão inseridos no apicoplasto do parasito,
que é organela que garante a sobrevivência do Plasmodium (MACRAE et al., 2012) e ajudam
na produção de ácidos graxos, dos quais alguns são únicos para o Plasmodium spp (VIAL et
al., 2003). O AG II do apicoplasto só é necessário para o Plasmodium na fase tardia da
esquizogonia tecidual. Assim, em todas as outras fases do ciclo de vida, ou o parasito sintetiza
ácidos graxos por uma via ainda não identificada, ou ele é capaz de utilizar todo o ácido graxo
que necessita do hospedeiro (BANSAL et al., 2005).
Foi demonstrado que a HDL é essencial para a manutenção de P.falciparum em cultura
in vitro (IMRIE et al., 2004). Em concentrações relativamente baixas (0,75 mg/ml de proteína)
a HDL é capaz de auxiliar no crescimento e no poder de reinvasão do parasito num sistema
isento de soro. Em concentrações mais elevadas (2,4 mg/ml de proteína), a HDL é tóxica para
29
o parasito nos eritrócitos infectados, causando maturação anormal e a morte de trofozoítos
(IMRIE et al., 2004). Ambos, colesterol sintetizado no retículo endoplasmático do hospedeiro,
bem como o colesterol derivado da LDL são co-transportados para o vacúolo parasitóforo
(GOLDSTEIN et al., 1985).
Os lipídios do hospedeiro também têm sido implicados na formação do pigmento
malárico (hemozoína) in vivo (FITCH et al.,1999), uma vez que já existem várias evidências
in vitro demonstrando que os lipídios mediam a formação desse pigmento com muita
eficiência, envolvendo lipídios neutros, glicolipídios e fosfolípidios (BENDRAT et al., 1995;
OLIVEIRA et al., 2005; PISCIOTTA et al., 2007). Além disto, também já se observou que
mesmo os lipídios isoladamente são capazes de mediar a formação da hemozoína em
condições iônicas fisiológicas (AMBELE & EGAN, 2012). A combinação desses dois
mecanismos reforça a teoria da participação dos lipídios na formação do pigmento malárico.
1.2.3. Lipídios como biomarcadores de inflamação sistêmica
Alterações do perfil lipídico têm sido relatadas em várias doenças agudas (LUTHOLD
et al. 2007; VAN LEEUWEN et al., 2003). Em geral, observa-se alguma redução das
concentrações séricas de HDL e LDL e elevação da VLDL, as quais já foram descritas para
trauma cirúrgico (AKGUN et al., 1998), neoplasias (BUDD & GINSBERG 1986),
queimaduras (COOMBES et al., 1980) e isquemia coronariana aguda (ROSENSON, 1993).
Alguns autores sugeriram que de tais alterações fazem parte da chamada reação de fase aguda,
comum a diversas doenças agudas que cursam com inflamação sistêmica e extravasamento
plasmático por aumento da permeabilidade capilar (STUBBE et al.,1982). Além disto,
redução das concentrações de colesterol total (ALVAREZ, 1986, SAMMALKORPI et al.,
30
1988) e elevação das concentrações de triglicérides (GORDON et al., 1996) também já foram
reportadas em pacientes com infecção aguda, em comparação com grupos controles, sem
infecção, porém sem diferença estatística. Hipocolesterolemia também já foi observada em
outras condições hematológicas, tais como a talassemia (PAPANASTASIOU et al.,1996),
drepanocitose (VANDERJAGT et al., 2002), esferocitose (JOHNSSON & SARIS, 1981) e
deficiência de G6PD (MUNTONI et al.,1992). O mecanismo fisiopatológico envolvido nessas
alterações ainda não é conhecido. Hipóteses explicativas seria a diluição plasmática devida à
anemia, o aumento da captação de colesterol por células reticuloendoteliais, a doença hepática
por sobrecarga de ferro, a alta demanda de colesterol pela hiperplasia eritróide e a ativação
macrofágica por citocinas (SHALEV et al., 2007).
Em geral, os biomarcadores de gravidade de uma doença são todas as moléculas
produzidas durante o curso da mesma e que estão relacionados com a resposta inflamatória do
paciente. Tais moléculas podem ser usadas para estimar e predizer a gravidade da doença ou
representar critério de pior prognóstico (ANDRADE et al., 2011).
1.2.4. Malária por P. vivax e mudanças no perfil lipídico
A infecção pelo P. vivax exibe um marcado desequilíbrio de várias moléculas
inflamatórias. Várias vias biológicas estão ativadas durante a infecção pelo P. vivax,
principalmente aquelas relacionadas ao dano tecidual pela maior produção dos radicais livres,
pela ativação do sistema antioxidante, pela lesão e ativação endotelial e por aumento da
fragilidade dos eritrócitos do paciente infectado (ANDRADE et al., 2010; BILGIN et al., 2012;
LACERDA et al., 2012; BROUWERS et al., 2013; LEAL-SANTOS et al., 2013; GOMES et
al., 2014).
31
Alterações da concentração sérica de lipídios têm sido relatadas em pacientes com
malária por P. vivax, tanto grave como não complicada, desde a década de 1970 (MAUROIS
et al., 1978; KIM et al., 2008; KRISHNA et al., 2009). O efeito da malária sobre os
parâmetros lipídicos rotineiramente determinados na prática clínica foi recentemente avaliado
em uma revisão sistemática feita por Visser et al.(2013). Seus resultados confirmaram que os
lipídios séricos estão alterados durante a malária aguda.
As alterações lipídicas observadas na fase aguda da malária por P.falciparum foram
sugeridas como uma potencial ferramenta adjuvante de diagnóstico para a malária (KITTL et
al., 1992; BAPTISTA et al., 1996; KANG et al., 2008) ou parecem fazer parte de uma reação
de fase aguda, que podem, pelo menos parcialmente, serem atribuídas ao extravasamento
plasmático devido ao aumento da permeabilidade capilar (STUBBE et al., 1982). Entretanto,
em estudos realizados com pacientes portadores de infecção por P.falciparum, a magnitude
dessas alterações nem sempre foi associada com a gravidade da doença (MOHANTY et al.,
1992; KITTL et al., 1992; DAVIS et al., 1993; BAPTISTA et al., 1996).
Em 1978, Lambrecht et al. relataram mudanças transitórias no perfil lipídico de seis
viajantes com malária causada por P. vivax e sugeriram, pela primeira vez, que as alterações
nas concentrações séricas de HDL e de VLDL estariam relacionadas com o metabolismo dos
lipídios do parasito. Estas alterações transitórias, no perfil lipídico na fase aguda, foram
inclusive sugeridas por outros pesquisadores como uma potencial ferramenta adjuvante de
diagnóstico para a malária (NILSSON-EHLE & NILSSON-EHLE, 1990; KITTL et al., 1992;
BAPTISTA et al.,1996).
Em recente revisão sistemática do impacto da malária sobre os parâmetros do perfil
lipídico comum Visser et al. (2013) confirmam os resultados dos estudos anteriores de
concentrações baixas de colesterol total, HDL, LDL e elevação das concentrações de
32
triglicérides no soro de pacientes com malária por P.falciparum e P. vivax.
Mecanismos biológicos responsáveis pela mudança do perfil lipídico em pacientes com
malária podem ser relacionados em parte ao hospedeiro, como por exemplo, uma reação de
fase aguda (ROSENSON, 1993), ao parasito (HOLZ,1977; MAUROIS et al., 1978;
HANSCHEID et al., 2007) ou uma combinação dos dois (VISSER et al., 2013).
Embora já existam evidências de que os lipídios séricos estão alterados na malária por
P.falciparum, poucas informações são disponíveis para a malária causada por P. vivax. Além
disto, poucos estudos avaliaram o comportamento dessas alterações lipídicas após o
tratamento antimalárico. Por essa razão, delineou-se o presente estudo que teve como objetivo
analisar as concentrações séricas de lipídios na fase aguda de pacientes com malária aguda
causada pelo P. vivax e descrever o comportamento dessas alterações na fase de
convalescença, após tratamento antimalárico específico.
O estudo foi aprovado pelo Comitê de Ética do Hospital Universitário Júlio Müller, sob
Parecer nº 130/2011 (Anexo 1). A inclusão dos pacientes somente ocorreu após devido
consentimento livre e esclarecido (Apêndice 1).
Os instrumentos utilizados para a coleta de dados estão apresentados nos Apêndices 2 e
3.
33
2. OBJETIVOS
34
2.1. Geral
Avaliar as concentrações séricas de lipídios em pacientes com malária causada por P.
vivax, antes e após o tratamento com cloroquina e primaquina.
2.2. Específicos
1. Descrever as características clínicas e laboratoriais de pacientes com malária
causada por P. vivax tratados no Ambulatório de Infectologia do Hospital Universitário Júlio
Müller;
2. Quantificar as concentrações séricas de lipídios de pacientes com malária causada
por P. vivax na fase aguda (pré-tratamento) e na fase convalescente da doença;
3. Analisar fatores associados às concentrações séricas de lipídios de pacientes com
malária causada por P. vivax.
35
3. REFERÊNCIAS DA REVISÃO DA LITERATURA
36
Akgun Field J, Shute, P. Plasmodium vivax. In The microscopic diagnosis of human malaria.
Vol. 2. A morphological study of the erythrocytic parasites. Institute for Medical Research.
1998;131:103–8.
Alvarez C, Ramos A. Lipids, lipoproteins, and apoproteins in serum during infection. Clin Chem.
1986;32:142–5.
Ambele MA, Egan TJ. Neutral lipids associated with haemozoin mediate efficient and rapid beta-
haematin formation at physiological pH, temperature and ionic composition. Malar J.
2012;11:337.
Amino R, Thiberge S, Shorte S, Frischknecht F, Menard R. Quantitative imaging of Plasmodium
sporozoites in the mammalian host. C R Biol. 2006;329:858-62.
Andrade BB, Reis-Filho A, Souza-Neto SM, Raffaele-Netto I, Camargo LM, Barral A, Barral-
Netto M. Plasma superoxide dismutase-1 as a surrogate marker of vivax malaria severity.
PLoS Negl Trop Dis. 2010;4(4):e650.
Andrade BB, Barral-Netto M. Biomarkers for susceptibility to infection and disease severity in
human malaria. Mem Inst Oswaldo Cruz. 2011;106(Suppl 1):70-8.
Anstey NM, Russell B, Yeo TW, Price RN. The pathophysiology of vivax malaria. Trends
Parasitol. 2009;25(5):220-7.
Ashley EA, Dhorda M, Fairhurst RM, Amaratunga C et al. Spread of Artemisinin Resistance in
Malaria. N Engl J Med. 2014;371:1944-5.
Baird, J.K. Neglect of Plasmodium vivax malaria.Trends Parasitol. 2007;23:533–9.
Bansal D, Bhatti HS, Sehgal R. Role of cholesterol in parasitic infections.Lipids Health Dis. 2005;
4:10.
Baptista JL, Vervoort T, Van der Stuyft P, Wery M. Changes in plasma lipid levels as a function
37
of Plasmodium falciparum infection in Sao Tome. Parasite. 1996;3:335–40
Barcus MJ, Basri H, Picarima H, et al.. Demographic risk factors for severe and fatal vivax and
falciparum malaria among hospital admissions in northeastern Indonesian Papua. Am J Trop
Med Hyg. 2007;77:984–91.
Barnwell JW, Galinski MR. Invasion of vertebrate cells: Erythrocytes. In: IW Sherman editors.
Malaria: Parasite biology, pathogenesis, and protection. Washington DC: ASM Press.
1998;93-120.
Beier JC, Davis JR, Vaughan JA, Noden BH, Beier MS. Quantitation of Plasmodium falciparum
sporozoites transmitted in vitro by experimentally infected Anopheles gambiae and Anopheles
stephensi. Am J Trop Med Hyg. 1991;44(5):564-70.
Bendrat K, Berger BJ, Cerami A. Haem polymerization in malaria. Nature. 1995; 378:138–9.
Bilgin R, Yalcin MS, Yucebilgic G, Koltas IS, Yazar S. Oxidative estresse in vivax malaria.
Korean J Parasitol. 2012;50(4):375-7.
Botham KM, Mayes PA. Lipídios com significado fisiológico. In: Murray RK, Granner DK,
Rodwell V. Harper: biquímica ilustrada. São Paulo: McGraw-Hill. 2007;115-24.
Botham KM, Mayes PA. Metabolismo dos acilgliceróis e esfingolipídios. In: Murray RK,
Granner DK, Rodwell V. Harper: biquímica ilustrada. São Paulo: McGraw-Hill. 2007;199-
206.
Brasil. Ministério da Saúde, Secretaria de Vigilância em Saúde. Coordenação Geral do Programa
Nacional de Controle Malária, 2015. Disponível em:
https://public.tableausoftware.com/profile/mal.ria.brasil#!/vizhome/Regio_Amaznica_2015_0
2_05/casos_notificados_2013_regio_Amazônica. Acesso em: 20/02/2015.
Brasil. Ministério da Saúde. Guia prático de tratamento da malária no Brasil. Brasília, Brasil.
38
Ministério da Saúde; 2010.
Brouwers J, Noviyanti R, Fijnheer R, de Groot PG, Trianty L. Platelet activation determines
angiopoietin-1 and VEGF levels in malaria: implications for their use as biomarkers. PLoS
One. 2013;8(6): e64850.
Budd D, Ginsberg H. Hypocholesterolemia and acute myelogenous leukemia. Association
between disease activity and plasma low-density lipoprotein cholesterol concentrations.
Cancer. 1986;58:1361–65.
Champe PC, Harvey RA, Ferrier R. Colesterol e Metabolismo dos Esteróis. Biquímica ilustrada.
Porto Alegre: Artmed. 2009;219-44.
Champe PC, Harvey RA, Ferrier R. Metabolismo dos Lipídios Complexos. Bioquímica ilustrada.
Porto Alegre: Artmed. 2009;201-18.
Coombes EJ, Shakespeare PG, Batstone GF. Lipoprotein changes after burn injury in man. J
Trauma.1980;20:971–5.
Davis TM, Sturm M, Zhang YR, Spencer JL, Graham RM, Li GQ, Taylor RR. Platelet-activating
factor and lipid metabolism in acute malaria. J Infect.1993;26:279–285.
Deane LM. Malaria vectors in Brazil. Memórias do Instituto Oswaldo. 1986;81(2):5-14.
Dondorp AM, Lee SJ, Faiz MA, Mishra S, Price R, Tjitra E, Than M, Htut Y, Mohanty S, Yunus
EB, Rahman R, Nosten F, Anstey NM, Day NP, White NJ. The relationship between age and
the manifestations of and mortality associated with severe malaria. Clin Infect Dis.
2008;7:151–7.
Dyer M, Day KP. Commitment to gametocytogenesis in Plasmodium falciparum . Parasitol
Today. 2000;16:102-107.
Ejigiri I, Sinnis P. Plasmodium sporozoite-host interactions from the dermis to the
hepatocyte. Curr Opin Microbiol. 2009;12:401–7.
39
Erdman LK , Dhabangi A , Musoke C, Conroy AL, Michael HawkesM, Sarah Higgins S et al.
Combinations of Host Biomarkers Predict Mortality among Ugandan Children with Severe
Malaria: A Retrospective Case-Control Study. Plos one. 2011;6(2): e17440.
Field J, Shute, P. Plasmodium vivax. In The microscopic diagnosis of human malaria. Vol. 2. A
morphological study of the erythrocytic parasites. Instit for Med Research. 1956.
Fitch CD, Cai GZ, Chen YF, Shoemaker JD. Involvement of lipids in ferriprotoporphyrin IX
polymerization in malaria. Biochimt Biophys Acta. 1999;1454:31–7.
França TCC, Dos Santos MG, Figueiroa-Villar JD. Malaria: Historical aspects and Chemoterapy.
Rev Química Nova. 2008;31(5):1271-8.
Gibellini F, Smith TK. The Kennedy pathway–De novo synthesis of phosphatidylethanolamine
and phosphatidylcholine. IUBMB Life. 2010;62:414–428.
Gilles HM. Life cycle and morphology of human malaria parasites. In: Gilles, HM, Arrell DA,
Bruce-Chwatt’S. Essential Malariology. 3.Ed. Kent UK. Edward Arnold, 1993;13-31.
Goldstein JL, Brown MS, Anderson RG, Russell DW, Schneider WJ. Receptor-mediated
endocytosis: concepts emerging from the LDL receptor system. Annu Rev Cell Biol.
1985;1:1–39.
Gomes LT, Alves-Junior ER, Rodrigues- Jesus, Nery AF, Gasquez-Martin TO, Fontes CJ.
Angiopoietin-2 and Angiopoietin-2/angiopoietin-1 Ratio as Indicators of Potential Severity of
Plasmodium vivax Malaria in Patients with Thrombocytopenia.Plos one. 2014;9:e109246.
Good MF, Xu H, Wykes M, Engwerda CR. Development and regulation of cell-mediated immune
responses to the blood stages of malaria: implications for vaccines research. Annu Rev
Immunol. 2005;23:69-99.
Gordon BR, Parker TS, Levine DM, Saal SD, Wang JC, Sloan BJ, Barie PS, Rubin AL. Low lipid
concentrations in critical illness: implications for preventing and treating endotoxemia. Crit
40
Care Med. 1996;24:584–9.
Hanscheid T, Egan TJ, Grobusch MP. Haemozoin: from melatonin pigment to drug target,
diagnostic tool, and immune modulator. Lancet Infect Dis. 2007;7:675–85.
Holz JGG: Lipids and the malaria parasite. Bull World Health Organ. 1977;55:237–48.
Imrie H, Ferguson DJ, Carter M, Drain J, Schiflett A, Hajduk SL, Day KP: Light and electron
microscopical observations of the effects of high-density lipoprotein on growth of
Plasmodium falciparum in vitro. Parasitology. 2004;128:577–584.
Johnsson R, Saris NE. Plasma and erythrocyte lipids in hereditary spherocytosis. Clin Chim Acta.
1981;114:263–8.
Kang YH, Lim HS, Lee HM, Lee KS, Choi KM. Evaluation of usefulness of the panel test
composed of malaria non-specific tests as a surrogate marker. Korean J Lab Med.
2008;28:332-338.
Kantele A, Jokiranta TS. Review of cases with the emerging fifth human malaria parasite,
Plasmodium knowlesi. Clin Infect Dis. 2011;52:1356–62.
Kim JS, Oh JS, Chang EA, et al. Alteration of platelet counts and lipid profiles after treatment of
acute Plasmodium vivax. Acta Trop. 2008;106:39–43.
Kirk K: Membrane transport in the malaria-infected erythrocyte. Physiol Rev. 2001;81:495–537.
Kittl EM, Diridl G, Lenhart V, Neuwald C, Tomasits J, Pichler H, Bauer K. HDL cholesterol as a
sensitive diagnostic parameter in malaria.Wien Klin Wochenschr. 1992;104:21–4.
Kochar DK, Das A, Kochar SK, Saxena V, Sirohi P, Garg S, Kochar A, Khatri MP, Gupta V.
Severe Plasmodium vivax malaria: a report on serial cases from Bikaner in northwestern India.
Am J Trop Med Hyg. 2009;80:194–8.
Krishna AP, Chandrika. Variation in common lipid parameters in malaria infected patients. Ind J
Physiol Pharmacol. 2009;53:271-274.
41
Krotoski WA. Discovery of the hypnozoite and a new theory of malarial relapse. Trans R Soc
Trop Med Hyg. 1985;79:1-11.
Labaied M, Jayabalasingham B, Bano N, Cha SJ, Sandoval J, Guan G,Coppens I: Plasmodium
salvages cholesterol internalized by LDL and synthesized de novo in the liver. Cell Microbiol.
2011;13:569–586.
Lacerda MV, Mourão MP, Alexandre MA, Siqueira AM, Magalhães BM, Martinez-Espinosa FE
et al. Understanding the clinical spectrum of complicated Plasmodium vivax malaria: a
systematic review on the contributions of the Brazilian literature. Malar J. 2012;11:12.
Lambrecht AJ, Snoeck J, Timmermans U. Transient an-alpha lipoproteinaemia in man during
infection by Plasmodium vivax. Lancet. 1978;1:1206.
Lampah DA, Yeo TW, Hardianto SO, Tjitra E, Kenangalem E, Sugiarto P, Price RN, Anstey
NM. Coma associated with microscopy-diagnosed Plasmodium vivax: a prospective study in
Papua, Indonesia. PLoS Negl Trop Dis. 2011;5:e1032.
Leal-Santos FA, Silva SBR, Crepaldi NP, Nery AF, Martin TO, Alves-Junior ER, Fontes CJ. Altered
platelet indices as potential markers of severe and complicated malaria caused by Plasmodium
vivax: a cross-sectional descriptive study. Malar J. 2013;12:462.
Lindner SE, Miller JL, Kappe SHI. Malaria Parasite Pre-erythrocytic Infection: Preparation Meets
Opportunity. Cell Microbiol. 2012;14(3):316-324.
Lingelbach K, Joiner KA. The parasitophorous vacuole membrane surrounding Plasmodium and
Toxoplasma: an unusual compartment in infected cells. J Cell Sci. 1998;111(11):1467–1475.
Luthold S, Berneis K, Bady P, Muller B. Effects of infectious disease on plasma lipids and their
diagnostic significance in critical illness. Eur J Clin Invest. 2007;37:573–579.
MacRae JI, Marechal E, Biot C, Botte CY: The apicoplast: a key target tocure malaria. Curr
Pharm Des. 2012;18:3490–3504.
42
Manning L, Laman M, Law I, Bona C, Aipit S, Teine D et al. Features and prognosis of severe
malaria caused by Plasmodium falciparum, Plasmodium vivax and mixed Plasmodium species
in Papua New Guinean children. PLoS One. 2011;6:e29203.
Maurois P, Vernes A, Charet P, Deicas E. Transient changes in serum lipoproteins during
antimalarial therapy and malaria. Lancet. 1978; 2:629.
Menard R, Tavares J, Cockburn I, Markus M, Zavala F, Amino R. Looking under the skin: the
first steps in malarial infection and immunity. Nat Rev Microbiol. 2013;11(10):701-12.
Mohanty S, Mishra SK, Das BS, Satpathy SK, Mohanty D, Patnaik JK, Bose K.Altered plasma
lipid pattern in falciparum malaria. Ann Trop Med Parasitol.1992;86:601–606.
Mota MM, Pradel G, Vanderberg JP, Hafalla JC, Frevert , Nussenzweig RS, Nussenzweig V,
Rodriguez A. Migration of Plasmodium sporozoites through cells before infection. Science.
2001;291:141-4.
Muntoni S, Batetta B, Dessi S, Pani P. Serum lipoprotein profile in the Mediterranean variant of
glucose-6-phosphate dehydrogenase deficiency. Eur J Epidemiol. 1992;8(1):48–53.
Nardin EH, Nussenzweig RS. T cell responses to pre-erythrocytic stages of malaria: role in
protection and vaccine development against pre-erythrocytic stages. Annu Rev Immuno.
1993;11:687-727.
Nautiyal A, Singh S, Parmeswaran G, Disalle M. Hepatic dysfunction in a patient with
Plasmodium vivax infection. Med Gen Med. 2005;7:8.
Nilsson-Ehle I, Nilsson-Ehle P. Changes in plasma lipoproteins in acute malaria. J Intern Med.
1990;227:151–5.
Oliveira MF, Kycia SW, Gomez A, Kosar AJ, Bohle DS, Hempelmann E, Menezes D, Vannier-
Santos MA, Oliveira PL, Ferreira ST. Structural and morphological characterization of
43
hemozoin produced by Schistosoma mansoni and Rhodnius prolixus. FEBS Lett.
2005;579:6010–6016.
Oliveira-Ferreira J, Marcus VG, Lacerda MVG, Brasil P, Ladislau JLB, Tauil PL, Daniel-Ribeiro
CT. Malaria in Brazil: an overview. Malar J. 2010;9:115
Papanastasiou DA, Siorokou T, Haliotis FA. beta-Thalassaemia and factors affecting the
metabolism of lipids and lipoproteins. Haematologia. 1996;27:143–53.
Prakash J, Singh AK, Kumar NS, Saxena RK. Acute renal failure in Plasmodium vivax malaria. J
Assoc Physicians. 2003;51:265-7.
Price RN, Tjitra E, Guerra CA, Yeung S, White NJ, Anstey NM. Vivax malaria: neglected and
not benign. Am J Trop Med Hyg. 2007;77(6):79-87.
Pisciotta JM, Coppens I, Tripathi AK, Scholl PF, Shuman J, Bajad S, Shulaev V, Sullivan DJ Jr.
The role of eutral lipid nanospheres in Plasmodium falciparum haem crystallization. Biochem
J. 2007;402:197–204.
Rahimi BA, Thakkinstian A, White NJ, Sirivichayakul C, Dondorp AM, Hokejindachai W.
Severe vivax malaria: a systematic review and meta-analysis of clinical studies since 1900.
Malar J. 2014;13:481.
Rosenson RS. Myocardial injury: the acute phase response and lipoprotein metabolism. J Am Coll
Cardiol. 1993;22:933–94.
Sammalkorpi K, Valtonen V, Kerttula Y, Nikkila E, Taskinen MR. Changes in serum lipoprotein
pattern induced by acute infections. Metabolism. 1988;37:859–65.
Scartezini M, Picheth G, Salgado W, Ihara SSM, Pinto LESA, Torres KP, Martinez TLR.
Metabolismo dos lipídios e lipoproteínas. In: Martinez TLR. Manual de condutas clínicas em
dislipidemias. Medline. 2003;21-33.
Shaikh S, Memon H, Iohano B, Shaikh A, Ahmed I, Baird JK. Severe disease in children
44
hospitalized with a diagnosis of Plasmodium vivax in south-eastern Pakistan. Malar J.
2012;11:144.
Shalev H, Kapelushnik J, Moser A, Knobler H, Tamary H. Hypocholesterolemia in chronic
anemias with increased erythropoietic activity. Am J Hematol. 2007;82:199–202.
Sherman IW. Advances in Parasitology: Reflections on a Century of Malaria Biochemistry. 1st
ed. London: Academic Press; 2011. p. 400.
Sherman IW: Biochemistry of Plasmodium (malarial parasites). Microbiol Rev.1979;43:453–495.
Sinai AP, Joiner KA: Safe haven: the cell biology of nonfusogenic pathogen vacuoles. Annu Rev
Microbiol. 1997;51:415–462.
Sinka ME, Bangs MJ, Manguin S, Rubio-Palis Y, Chareonviriyaphap T, Coetzee M et al. A
global map of dominant malaria vectors. Parasit Vectors. 2012;5:69.
Sinnis P, Sim BK: Cell invasion by the vertebrate stages of Plasmodium. Trends Microbiol. 1997;
5:52–58.
Smith C, Marks AD, Lieberman M. Síntese de Ácidos Graxos, Triacilgliceróis e dos Principais
Lipídios de Membrana. In: Smith C, Marks AD; Lieberman M. Bioquímica Médica Básica de
Marks: uma abordagem clínica. Porto Alegre: Artmed. 2007;594-618.
Stubbe I, Gustafson A, Nilsson-Ehle P. Alterations in plasma proteins and lipoproteins in acute
myocardial infarction: effects on activation of lipoprotein lipase. Scand J Clin Lab Invest.
1982;42:437–44.
Sturm A, Amino R, Van de Sand C, Regen T, Retzlaff S, Rennenberg A, Krueger A, Pollok JM,
Menard R, Heussler VT. Manipulation of host hepatocytes by the malaria parasite for delivery
into liver sinusoids. Science. 2006;313:1287-90.
Tan LKK, Yacoub S, Scott S, Bhagani S, Jacobs M. Acute lung injury and other serious
complications of Plasmodium vivax malaria. Lancet Infect Dis. 2008;8449–54.
45
Van Leeuwen HJ, Heezius EC, Dallinga GM, van Strijp JA, Verhoef J, van Kessel KP.
Lipoprotein metabolism in patients with severe sepsis. Crit Care Med. 2003;31:1359–66.
Vanderjagt DJ, Shores J, Okorodudu A, Okolo SN, Glew RH. Hypocholesterolemia in Nigerian
children with sickle cell disease. J Trop Pediatr. 2002;48:156–61.
Vial HJ, Eldin P, Tielens AG, van Hellemond JJ. Phospholipids in parasitic protozoa. Mol
Biochem Parasitol. 2003;126:143–154.
Visser B J , Wieten RW, Nagel IM, Grobusch MP. Serum lipids and lipoproteins in malaria -a
systematic review and meta-analysis. Malar J. 2013;12:442.
Wadi MT, Fonseca PTR, Duarte AG, Medeiros F, Araújo LS. Dislipidemia. In: Duarte AC,
Faillace GBD, Wadi MT, Pinheiro RL. Síndrome Metabólica-Semiologia, Bioquímica e
Prescrição Nutricional.Axcel. 2005;138-75.
Wardlaw GM, Insel PM. Perspectives in nutrition. 2ed. Mosby-Year Book, St Lous, MO.
1993;138-168.
White SW, Zheng J, Zhang YM, Rock. The structural biology of type II fatty acid biosynthesis.
Annu Rev Biochem. 2005;74:791–831.
WHO: World malaria report 2013. Geneva: World Health Organization; 2013.
WHO: World malaria report 2014. Geneva: World Health Organization; 2014
Xavier HT, Izar MC, Faria Neto JR, Assad MH, Rocha VZ, Sposito A et al. V Diretriz Brasileira
de Dislipidemias e Prevenção da Aterosclerose. Sociedade Brasileira de Cardiologia.
2013;101(4) Supl.1:3.
46
4. ARTIGO CIENTÍFICO
47
Alterações no perfil lipídico sérico na malária aguda e convalescente por Plasmodium vivax
Teresinha C Mesquita1, Thamires GO Martin1, Eduardo R Alves-Jr2, Marcia BC Mello1, Andreia F Nery1,3, Luciano T Gomes2,3, Cor Jesus F Fontes1
1. Hospital Universitário Júlio Müller, Universidade Federal de Mato Grosso, Rua Dr Luiz Philipe Pereira Leite sn, Bairro Alvorada, Cuiabá (MT), CEP: 78048-902, Brasil.
2. Centro Universitário UNIVAG, Curso de Biomedicina, Av Dom Orlando Chaves 2655, Bairro Cristo Rei, Várzea Grande (MT), CEP: 78118-000, Brasil.
3. Faculdade de Ciências Biomédicas de Cacoal, Av. Cuiabá 3087, Bairro Jd Clodoaldo, Cacoal (RO), CEP: 76.963-665, Brasil.
48
RESUMO
Embora já existam evidências de que os lipídios séricos estão alterados na malária por
Plasmodium falciparum, poucas informações sobre essas alterações são disponíveis para a
malária causada por P. vivax. O objetivo do presente estudo foi analisar as concentrações
séricas de lipídios na fase aguda e convalescença de pacientes com malária causada pelo P.
vivax. Foram comparadas as concentrações séricas de triglicérides, colesterol total, LDL e
HDL de 164 pacientes com infecção aguda por P. vivax antes e após o tratamento com
cloroquina e primaquina. Na avaliação do dia 0, a concentração sérica de lipídios foi baixa
para colesterol total, LDL e HDL e alta para os triglicérides, comparada aos valores de
referência. Além disto, correlação negativa significante foi observada entre o nível de
parasitemia e as concentrações de LDL (p=0,027) e HDL (p=0,001). Oitenta pacientes do
estudo retornaram para a reavaliação clínica e laboratorial após 7 a 12 dias do início do
tratamento. Todos eles já mostravam negativação parasitária e dos sintomas nessa fase de
convalescença. A análise dos lipídios séricos desses 80 pacientes mostrou evidente tendência à
normalização, isto é, elevação significativa dos níveis séricos de colesterol total (p<0,0001),
LDL (p<0,0001) e HDL (p<0,0001) e redução significativa dos níveis séricos de triglicérides
(p=0,004). Essa mudança transitória do perfil lipídico entre a fase aguda e a convalescença da
infecção por P. vivax poderá ser útil, no futuro, como ferramenta clínica de avaliação da
resposta terapêutica da infecção aos antimaláricos. Porém, novos estudos com metodologia
apropriada serão necessários para a confirmação dessa hipótese.
49
1. INTRODUÇÃO
Em 2013, quase 180.000 casos da doença foram notificados no Brasil, com 99,7%
deles ocorrendo na região Amazônica. A maioria (85,7%) desses casos foi causada pelo
Plasmodium vivax (BRASIL, 2015). Embora tradicionalmente conhecida como doença
benigna, a malária causada pelo P. vivax tem sido cada vez mais associada à evolução grave e
até mesmo letal (BARCUS et al., 2007; ROGERSON & CARTER, 2008; SINGH et al.,
2011).
Febre ainda é o sintoma mais frequente na malária, seguida de outras manifestações
tais como a cefaleia, calafrios, mialgia, diarreia e intensa fraqueza (GREENWOOD et al.,
2005). Complicações mais graves, comuns na infecção por P.falciparum, incluem a anemia
profunda, hipoglicemia, hipotensão arterial, hemólise intensa, acidose metabólica,
insuficiência renal aguda, edema pulmonar agudo e coma (WHO, 2000). Todas essas
complicações já foram também descritas na infecção por P. vivax, embora em menor
frequência (ANSTEY et al., 2009; RAHIMI et al., 2014).
A busca de marcadores inflamatórios específicos, que sirvam para o diagnóstico da
infecção em pacientes com baixa parasitemia ou que destaquem aqueles pacientes com
potencial de evoluir para quadros mais graves da doença, tem sido investigada nos últimos
anos, tanto para o P.falciparum (PRIYAMVADA et al., 2014) quanto para o P. vivax
(ANSTEY et al., 2009; ANDRADE et al., 2011). No entanto, marcadores menos específicos,
tais como aqueles que indicam apenas o status inflamatório dos pacientes, também têm se
destacado nas pesquisas que objetivam o entendimento da patogenia da malária (ANDRADE
et al., 2011; LEAL-SANTOS et al., 2013; GOMES et al., 2014).
Já é sabido que durante a fase inflamatória de várias condições agudas tais como
50
infecções (LUTHOLD et al., 2007), traumas (AKGUM et al., 1998), queimaduras (COMBES
et al., 1980) e isquemia miocárdica (STUBBE et al., 1982) cursa com alterações transitórias e
moderadas nos concentrações séricas dos lipídios. Essas alterações foram também reportadas
na malária, principalmente na infecção por P.falciparum (AL-OMAR et al., 2010; JACOB,
2014).
Embora já existam evidências de que os lipídios séricos estão alterados na malária por
P.falciparum (BAPTISTA et al., 1996; JACOB, 2014), poucas informações são disponíveis
para a malária causada por P. vivax (KRISHNA et al., 2009) no contexto da prática clínica.
Além disto, raros estudos avaliaram o comportamento dessas alterações lipídicas após o
tratamento antimalárico (KIM et al., 2008).
O objetivo do presente estudo foi analisar as concentrações séricas de lipídios na fase
aguda de pacientes com malária aguda causada pelo P. vivax e descrever o comportamento
dessas alterações na fase de convalescença, após tratamento antimalárico específico.
2. MATERIAL E MÉTODO
2.1. Tipo de estudo e pacientes envolvidos
Este é um estudo descritivo de coorte de pacientes portadores de malária causada pelo
P. vivax e que demandaram o Ambulatório de Infectologia do Hospital Universitário Júlio
Müller no período de dezembro de 2011 a janeiro de 2015. Esse serviço está localizado na
cidade de Cuiabá, estado de Mato Grosso e recebe pacientes de diferentes localidades
endêmicas Amazônia brasileira.
Foram incluídos no estudo apenas pacientes com infecção isolada por P. vivax e que
51
consentiram participação voluntária no estudo. Avaliação clínica foi realizada no momento da
inclusão no estudo e na consulta de convalescença, com destaque para relato de febre nas
últimas 24 horas e tempo de início dos sintomas. Amostras de sangue foram obtidas por
punção venosa cubital nas duas avaliações, para as análises parasitológica, hematológica e
bioquímica. Na avaliação do dia 0, essas análises foram feitas no momento da admissão do
paciente, sem a exigência recomendada de jejum de pelo menos 12 horas. Porém, na avaliação
de convalescença, essa exigência foi cumprida. Foram excluídas as gestantes e pacientes
sabidamente portadores de diabetes ou que referiam ter dislipidemia. O presente estudo foi
aprovado pelo Comitê de Ética em Pesquisa do Hospital Universitário Júlio Müller, sob o
número 130/2011.
2.1. Diagnóstico e confirmação da infecção por P. vivax
O diagnóstico de malária foi feito pela pesquisa microscópica de hematozoários em
esfregaço sanguíneo espesso. A confirmação da infecção por P. vivax foi feita por PCR,
conforme protocolo padronizado por Snounou et al. (1993). A avaliação quantitativa da
densidade parasitária dos pacientes foi feita pela contagem de parasitos em exame de 200
campos microscópicos do esfregaço sanguíneo espesso, assumindo que essa área equivale a
aproximadamente 0,4 µL de sangue (TRAPE et al., 1985).
2.2. Análises hematológica e bioquímica dos pacientes
A concentração de hemoglobina, nível do hematócrito e contagem de plaquetas foram
determinados por analisador automático (Pentra 80; Horiba Medical, Montpellier, France). A
análise bioquímica foi realizada em analisador automático CT 600i (Wiener Laboratories,
Rosario, Argentina), que forneceu os resultados de triglicérides, colesterol total, lipoproteína
52
de baixa densidade (LDL) e lipoproteína de alta densidade (HDL), além das determinações da
glicemia, da bilirrubinemia, do perfil das enzimas hepáticas e da função renal. Todos os
exames foram realizados no mesmo laboratório e nos mesmos equipamentos acima
identificados.
2.3. Tratamento antimalárico
Os pacientes foram tratados com difosfato de cloroquina (1500mg base em três dias)
seguida de primaquina (0,25mg/Kg/dia por 14 dias), conforme orientações do Ministério da
Saúde brasileiro para o tratamento das infecções por P. vivax (BRASIL, 2010). Após a devida
orientação sobre a necessidade de completa adesão ao tratamento, todos eles foram
convidados a retornarem ao Ambulatório de Infectologia após 7 a 12 dias, para a avaliação da
convalescença e repetição dos mesmos exames acima referidos.
2.4. Procedimentos de análise dos resultados
As características demográficas, clínicas e laboratoriais dos pacientes incluídos foram
descritas para a fase aguda (pré-tratamento) da malária. Nessa análise, investigou-se também a
associação entre as concentrações séricas de lipídios e a densidade parasitária de P. vivax, pelo
teste de correlação de Pearson. A análise comparativa das concentrações séricas dos lipídios
entre a fase aguda e a fase de convalescença foi feita pelo teste t de Student pareado. Todas as
análises estatísticas foram feitas no pacote estatístico Stata 12,0 (Stata Corp., College Station,
Estados Unidos). Para todos os testes estatísticos aplicados, considerou-se o erro alfa de 0,05.
53
3. RESULTADOS
No período de dezembro de 2011 a janeiro de 2015, foram atendidos 178 pacientes no
Ambulatório de Infectologia do Hospital Universitário Júlio Müller. Desses, 164 (92,1%) eram
portadores de infecção aguda por P. vivax e foram incluídos neste estudo. Eles eram na
maioria homens (79,8%) e com idade média (DP) de 39,1 (14,9) anos. 158 (96,3%)
reportavam febre no dia do diagnóstico de malária. O tempo médio (DP) decorrido entre o
início do sintoma e o diagnóstico da infecção por P. vivax foi de 6,0 (6,4) dias. Os sinais
clássicos de alerta para malária grave (WHO, 2010) não foram observados nessa série de
pacientes (Tabela 1).
Todos os pacientes tinham infecção única por P. vivax, com densidade parasitária
média (DP) de 8.193 (13.389) parasitos por mm³ de sangue. A análise hematológica mostrou
hemoglobina média (DP) de 13,1 (2,1) g/dL e hematócrito médio (DP) de 38,7% (5,3%). Alta
proporção (74,2%) dos pacientes tinha plaquetopenia e 15,3% deles apresentavam contagem
de plaquetas abaixo de 50.000/mm3 (Tabela 1). Contudo, nenhum paciente apresentou
hemorragia ou sinais de sangramento.
Na avaliação do dia 0, a concentração sérica de lipídios foi baixa para colesterol total
(26,4%), LDL (29,4%) e HDL (31,1%) e alta para os triglicérides (56,4%), quando comparada
aos valores de referência (Tabela 1). Além disto, correlação negativa e estatisticamente
significante foi observada entre o nível de parasitemia e as concentrações de LDL (p=0,027) e
HDL (p=0,001) (Figura 1).
Oitenta pacientes do estudo retornaram para a reavaliação de convalescença, após 7 a
12 dias do início do tratamento. Todos eles relataram uso regular da medicação e já
mostravam completo clareamento parasitário e dos sintomas. A análise do nível sérico de
54
lipídios mostrou evidente tendência à normalização (Figura 2), isto é, elevação significativa
das concentrações séricas de colesterol total (p<0,0001), LDL (p<0,0001) e HDL (p<0,0001) e
redução significativa (p=0,004) da concentração sérica de triglicérides, quando comparados às
concentrações registradas na primeira avaliação (Tabela 2).
DISCUSSÃO
No presente estudo, a análise do perfil lipídico de pacientes com infecção sintomática
por P. vivax mostrou que as concentrações séricas de colesterol total, HDL e LDL estão
reduzidas na fase aguda (pré-tratamento) e elevam rapidamente (com tendência à
normalização) na convalescença, após tratamento específico da malária. É importante destacar
que a falta de jejum dos pacientes na avaliação do perfil lipídico pré-tratamento não deve ter
impactado no resultado do colesterol total, LDL e HDL, uma vez que níveis inferiores aos
valores de referência foram constatados para esses três lipídios na maioria dos pacientes. Os
achados deste estudo corroboram as evidências de que as alterações lipídicas da malária aguda
(KIM et al., 2008), já observadas para o P.falciparum (JACOB, 2014), também ocorrem com
a malária causada pelo P. vivax em nosso meio e evoluem com rápida recuperação após
tratamento antimalárico. Por outro lado, o nível médio de triglicérides foi maior na fase aguda
e reduziu, com significância estatística, na fase de convalescença da doença.
Alterações da concentração sérica de lipídios têm sido relatadas em pacientes com malária por
P. vivax, tanto grave como não complicada, desde a década de 1970 (MAUROIS et al., 1978;
KIM et al., 2008; KRISHNA et al., 2009). O efeito da malária sobre os parâmetros lipídicos
rotineiramente determinados na prática clínica foi recentemente avaliado em uma revisão
sistemática feita por Visser et al.(2013). Seus resultados confirmaram que os lipídios séricos
55
estão alterados durante a malária aguda, ou seja, concentrações reduzidas de colesterol total,
HDL e LDL e concentração elevada de triglicérides no soro dos pacientes, em comparação
com os valores de referência.
As alterações lipídicas observadas ainda na fase de parasitemia foram, inclusive,
sugeridas por alguns pesquisadores como uma potencial ferramenta adjuvante de diagnóstico
para a malária (KITTL et al., 1992; BAPTISTA et al., 1996; KANG et al., 2008). Outros
autores sugeriram que essas alterações parecem fazer parte de uma reação de fase aguda, que
podem, pelo menos parcialmente, serem atribuídas ao extravasamento plasmático devido ao
aumento da permeabilidade capilar (STUBBE et al., 1982). Entretanto, em alguns estudos
realizados com pacientes portadores de infecção por P.falciparum, a magnitude dessas
alterações foi associada (MOHANTY et al., 1992; DAVIS et al., 1993) ou não (KITTL et al.,
1992; BAPTISTA et al., 1996) com a gravidade da doença.
Os mecanismos associados às alterações lipídicas na fase aguda da malária ainda não
são conhecidos. A grande dúvida é se elas são específicas da doença ou se representam um
fenômeno geral, que também pode ser visto em outras condições agudas e crônicas de
diferentes etiologias (COOMBES et al., 1980; STUBBE et al., 1982; AKGUM et al., 1998;
LUTHOLD et al., 2007). Sabe-se, porém, que mecanismos biológicos associados às alterações
lipídicas podem ser relacionados em parte ao hospedeiro, por uma reação de fase aguda
(ROSENSON, 1993), em parte com o parasito (HOLZ, 1977; MAUROIS et al., 1978) ou pela
combinação dos dois (VISSER et al., 2013).
A hipótese de relação causal entre as alterações dos lipídios séricos e a malária é
embasada em vários argumentos. Inicialmente foi sugerido que as alterações na HDL e na
VLDL do soro dos pacientes com malária estão relacionadas com o metabolismo dos lipídios
do parasito (LAMBRECHT et al., 1978), o qual não consegue sintetizar vários dos nutrientes
56
necessários ao seu crescimento (LINGELBACH & JOINER, 1998). A divisão celular do
parasito durante a esquizogonia sanguínea é altamente dependente do colesterol
intraeritrocítico para a formação dos novos merozoítos (SINNIS & SIM, 1997). Pesquisas
recentes têm demonstrado que o genoma do Plasmodium inclui genes que codificam via de
síntese do ácido graxo tipo II (AG II) em seres humanos (WHITE et al., 2005). Esses genes
estão inseridos no apicoplasto do parasito, que é organela que garante a sobrevivência do
Plasmodium e ajudam na produção de ácidos graxos para o parasito apenas na fase tardia da
esquizogonia tecidual (VIAL et al., 2003). Assim, em todas as outras fases do ciclo de vida,
ou o parasito sintetiza ácidos graxos por uma via ainda não identificada, ou ele é capaz de
utilizar todo o ácido graxo que necessita do hospedeiro (BANSAL et al., 2005). Esses achados
são corroborados pela demonstração in vitro de que a adição de HDL em baixa concentração
ao meio de cultura auxilia o crescimento e o poder de reinvasão do P.falciparum num sistema
isento de soro (IMRIE et al., 2004). Portanto, para garantir o seu desenvolvimento, os
parasitos da malária necessitam extrair lipídios do hospedeiro.
Os lipídios do hospedeiro também têm sido implicados na formação do pigmento
malárico (hemozoína) in vivo (FITCH et al.,1999), uma vez que já existem várias evidências
in vitro demonstrando que os lipídios mediam a formação desse pigmento com muita
eficiência, envolvendo lipídios neutros, glicolipídios e fosfolípidios (BENDRAT et al., 1995;
OLIVEIRA et al., 2005; PISCIOTTA et al., 2007). Além disto, também já se observou que
mesmo os lipídios apolares isoladamente são capazes de mediar a formação da hemozoína em
condições iônicas fisiológicas (AMBELE & EGAN, 2012). A combinação desses dois
mecanismos reforça a teoria da participação dos lipídios na formação do pigmento malárico.
Ainda do lado do hospedeiro, as alterações lipídicas podem ser explicadas pela intensa
reação inflamatória que é comum durante a malária aguda. Hipocolesterolemia já foi descrita
57
em doenças agudas e crônicas de diferentes etiologias (BEISEL, 1981; FEINGOLD et al.,
1993; HOFFMEISTER et al., 2001), incluindo HIV/AIDS (GRUNFELD et al., 1992) e
distúrbios hematológicos (WESTERMAN, 1975). Sua fisiopatologia ainda é obscura, embora
alguns mecanismos já sejam propostos, tais como a diluição do soro pela anemia, alta
demanda de colesterol pela hiperplasia eritroide, ativação macrofágica por citocinas, aumento
da captação do colesterol pelo sistema reticuloendotelial e disfunção hepática pela sobrecarga
de ferro (SHALEV et al., 2007).
Diversos estudos também observaram níveis altos de triglicérides na avaliação pré-
tratamento de pacientes com malária aguda, causada tanto por P.falciparum (FAUCHER et
al., 2002; KRISHNA et al., 2009; JACOB, 2014), quanto por P. vivax (KIM et al., 2008;
KRISHNA et al., 2009). Porém, em apenas um desses estudos, realizado com pacientes
infectados por P.falciparum, a concentração sérica de triglicérides reduziu significativamente
após o tratamento antimalárico (JACOB, 2014).
Chamou atenção a rápida recuperação das alterações lipídicas após o início do
tratamento dos pacientes aqui analisados. De fato, na maioria dos estudos anteriores, revisados
por Visser et al. (2013), a normalização ocorreu em menos de 30 dias para colesterol total,
LDL e HDL. Porém, para os triglicérides, as alterações persistiram até seis meses após o
tratamento na maioria dos estudos selecionados para essa revisão sistemática (VISSER et al.,
2013). Em apenas um estudo os resultados foram concordantes com este estudo, isto é, retorno
da concentração sérica de triglicérides aos níveis normais (NILSSON-EHLE & NILSSON
EHLE, 1990).
Resultado interessante do presente estudo foi a associação negativa entre a densidade
parasitária de P. vivax dos pacientes e as concentrações séricas de LDL e HDL. Os níveis
séricos de colesterol total também decresceram com o aumento da parasitemia, porém sem
58
significância estatística. Esse achado já foi também observado em outro estudo
(CHUKWUOCHA & EKE, 2011) e corrobora a teoria fisiopatológica de maior consumo dos
lipídios durante o desenvolvimento dos parasitos no ciclo sanguíneo (SINNIS & SIM, 1997).
Entre as dificuldades de interpretação dos achados do presente estudo destacam-se os
possíveis de fatores de confusão para alterações do perfil lipídico dos pacientes, tais como a
etnia, condições socioeconômicas, estilo de vida, hábitos alimentares e comorbidades, os quais
não foram completamente controlados na seleção da amostra do estudo. No entanto,
considerando a rápida mudança das alterações lipídicas observadas na convalescença,
presume-se que tais fatores, se presentes, não impactaram significativamente os resultados do
estudo.
É importante ainda lembrar que os pacientes analisados neste estudo não estavam em
jejum quando foi feita a primeira avaliação de seu perfil lipídico. Isto pode resultar em
superestimação da real concentração sérica dos triglicérides e da LDL (XAVIER et al., 2013).
Assim, é provável que a elevação da concentração média dos triglicérides, observada na
avaliação pré-tratamento dos pacientes aqui analisados, seja devida ao não cumprimento do
jejum obrigatório para a determinação desse lipídio. Da mesma forma, os valores reduzidos da
trigliceridemia registrada na convalescença representam, na verdade, a real concentração desse
lipídio nos pacientes incluídos, uma vez que nessa segunda análise foi respeitado o critério de
jejum mínimo de 12 horas.
CONCLUSÃO
Os níveis séricos de colesterol total, HDL e LDL estão reduzidos na malária aguda por
Plasmodium vivax e apresentam associação negativa com a densidade parasitária dos
59
pacientes. As alterações lipídicas observadas recuperam rapidamente após tratamento
antimalárico. O achado de mudança transitória do perfil lipídico entre a fase aguda e a
convalescença contribui para o entendimento da relação parasito-hospedeiro da infecção por
P. vivax e poderá ser útil, no futuro, como ferramenta clínica de avaliação da resposta
terapêutica da infecção aos antimaláricos. Porém, novos estudos com metodologia apropriada
serão necessários para a confirmação dessa hipótese.
60
Tabela 1 - Características demográficas, clínicas e laboratoriais dos pacientes incluídos no estudo.
Característica N* % Média (DP) Sexo Masculino 131 79,8
- Feminino 33 20,2
Febre reportada
Sim 158 96,3 -
Não 6 3,7 Idade (anos) 0 – 12 7 4,3
39,1 (14,9) 13 – 49 113 68,9 ≥ 50 44 26,8
Dias de sintomas (n=162)
<3 72 44,4 6,0 (6,4)
≥ 3 90 55,6 Número de plaquetas /mm³ (n=163)
<50.000 25 15,3 114.226 (58.514)
50.000 – 150.000 96 58,9 >150.000 42 25,8
Parasitemia/mm³ (n=158)
< 10000 117 74,1 8.193 (13.389)
≥ 10000 41 25,9 Hemoglobina (g/dL) <12,0 43 26,2
13,1 (2,1) ≥ 12,0 121 73,8
Hematócrito (%) < 30 11 6,7
38,7 (5,3) ≥ 30 153 93,3
Triglicérides (mg/dL) (n=156)
< 100 40 25,6 204,4 (120,2) 100 – 150 28 18,0
> 150 88 56,4 Colesterol total (mg/dL) (n=163)
< 100 43 26,4 128,2 (37,5) 100 – 150 77 47,2
> 150 43 26,4
LDL (mg/dL) (n=143)
< 50 42 29,4 72,8 (34,6) 50 – 100 73 51,0
> 100 28 19,6 HDL (mg/dL) < 10 51 31,1
19,2 (12,4) 10 – 30 87 53,0 > 30 26 15,9
*: variação no número de indivíduos deve-se à falta de informação da respectiva variável.
61
Figura 1 – Correlação entre a densidade parasitária de Plasmodium vivax e as
concentrações séricas de lipídios na fase aguda.
HDL
LDL
Colesterol
Triglicérides r = -0,026; p = 0,756
r = -0,094; p = 0,412
r = -0,189; p = 0,027
r = -0,256; p = 0,001
Log-Parasitemia (μL)
62
Figura 2 – Análise comparativa das concentrações séricas de lipídios entre
a fase aguda e de convalescença da malária causada pelo P. vivax.
Triglicérides
Colesterol total
LDL
HDL
FASE AGUDA CONVALESCENÇA
63
Tabela 2 – Concentrações séricas médias (desvio-padrão) dos lipídios na
fase aguda e convalescença de 80 pacientes com malária causada por P.
vivax.
Lipídios
Fase aguda (mg/dL)
Convalescença (mg/dL)
p
Triglicérides 204,4 (120,2) 165,9 (102,9) 0,004
Colesterol total 128,2 (37,5) 153,6 (29,0) < 0,0001 LDL 72,8 (34,6) 96,8 (27,6) < 0,0001 HDL 19,2 (12,4) 26,4 (8,2) < 0,0001
REFERÊNCIAS
Akgun S, Ertel NH, Mosenthal A, Oser W. Postsurgical reduction of serum lipoproteins:
interleukin-6 and the acute-phase response. J Lab Clin Med 1998;131:103–8.
Al-Omar IA, Eligail AM, Al-Ashban RM, Shah AH: Effect of falciparum malaria infection on
blood cholesterol and platelets. J Saudi Chem Soc 2010; 14:83–89.
Ambele MA, Egan TJ. Neutral lipids associated with haemozoin mediate efficient and rapid
beta-haematin formation at physiological pH, temperature and ionic composition. Malar J.
2012; 11:337.
Andrade BB, Barral-Netto M. Biomarkers for susceptibility to infection and disease severity in
human malaria. Memorias do Instituto Oswaldo Cruz 2011; 106:70-8.
64
Anstey NM, Russell B, Yeo TW, Price RN. The pathophysiology of vivax malaria. Trends
Parasitol 2009; 25(5):220-7.
Bansal D, Bhatti HS, Sehgal R. Role of cholesterol in parasitic infections. Lipids Health Dis
2005; 4:10.
Baptista JL, Vervoort T, van der Stuyft P, Wery M. Changes in plasma lipid levels as a
function of Plasmodium falciparum infection in Sao Tome. Parasite 1996; 3:335–40.
Barcus MJ, Basri H, Picarima H, et al.Demographic risk factors for severe and fatal vivax and
falciparum malaria among hospital admissions in northeastern Indonesian Papua. Am J
Trop Med Hyg. 2007;77:984–91.
Beisel WR. Impact of infectious disease upon fat metabolism and immune functions. Cancer
Res 1981;41:3797–3798.
Bendrat K, Berger BJ, Cerami A. Haem polymerization in malaria. Nature. 1995;378:138-9.
Brasil. Ministério da Saúde. Guia prático de tratamento da malária no Brasil. Brasília, Brasil.
Ministério da Saúde; 2010.
Brasil. Ministério da Saúde, Secretaria de Vigilância em Saúde ,Coordenação Geral do
Programa Nacional de Controle Malária, 2015. Disponível em:
https://public.tableausoftware.com/profile/mal.ria.brasil#!/vizhome/Regio_Amaznica_2015
_02_05/casos_notificados_2013_regio_Amazônica. Acesso em: 20/02/2015
Chukwuocha UM, Eke KN. Malaria parasite status and cholesterol level of malaria patients in
parts of the IMO River Basin of Nigeria. Asian Pac J Trop Med. 2011;12:993-996.
Coombes EJ, Shakespeare PG, Batstone GF. Lipoprotein changes after burn injury in man. J
Trauma. 1980;20:971–5.
Das BS, Thurnham DI, Das DB: Plasma alpha-tocopherol, retinol, and carotenoids in children
with falciparum malaria. Am J Clin Nutr. 1996;64:94–100.
65
Davis TM, Sturm M, Zhang YR, Spencer JL, Graham RM, Li GQ, Taylor RR. Platelet-
activating factor and lipid metabolism in acute malaria. J Infect.1993, 26:279–285.
Faucher JF, Ngou-Milama E, Missinou MA, Ngomo R, Kombila M, Kremsner PG. The
impact of malaria on common lipid parameters. Parasitol Res. 2002, 88:1040–1043.
Feingold KR, Krauss RM, Pang M, Doerrler W, Jensen P, Grunfeld C. The
hypertriglyceridemia of acquired immunodeficiency syndrome is associated with an
increased prevalence of low density lipoprotein subclass pattern B. J Clin Endocrinol
Metab. 1993;76:1423–1427.
Fitch CD, Cai GZ, Chen YF, Shoemaker JD. Involvement of lipids in ferriprotoporphyrin IX
polymerization in malaria. Biochimt Biophys Acta. 1999;1454:31–7.
Gomes LT, Alves-Junior ER, Rodrigues- Jesus, Nery AF, Gasquez-Martin TO, Fontes CJ.
Angiopoietin-2 and Angiopoietin-2/angiopoietin-1 Ratio as Indicators of Potential Severity
of Plasmodium vivax Malaria in Patients with Thrombocytopenia.Plos one,
2014;9:e109246.
Greenwood BM, Bojang K, Whitty CJ, Targett GA. Malaria. Lancet. 2005;365(9469):1487-
98.
Grunfeld C, Pang M, Doerrler W, Shigenaga JK, Jensen P, Feingold KR. Lipids, lipoproteins,
triglyceride clearance, and cytokines in human immunodeficiency virus infection and the
acquired immunodeficiency syndrome. J Clin Endocrinol Metab 1992, 74:1045–1052.
Hoffmeister A, Rothenbacher D, Bode G, Persson K, Marz W, Nauck MA, Brenner H,
Hombach V, Koenig W. Current infection with Helicobacter pylori, but not seropositivity
to Chlamydia pneumoniae or cytomegalovirus, is associated with an atherogenic, modified
lipid profile. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2001;21:427–432.
Holz JGG. Lipids and the malaria parasite. Bull World Health Organ. 1977;55:237–48.
66
Jacob EY. Assessment of altered plasma lipid pattern in Plasmodium falciparum malaria
infected and non infected individuals. Int J Hematol Disord. 2014; 1:27-30.
Kang YH, Lim HS, Lee HM, Lee KS, Choi KM. Evaluation of usefulness of the panel test
composed of malaria non-specific tests as a surrogate marker. Korean J Lab Med.
2008;28:332-338.
Kim JS, Oh JS, Chang EA, et al. Alteration of platelet counts and lipid profiles after treatment
of acute Plasmodium vivax. Acta Trop. 2008;106:39–43.
Kittl EM, Diridl G, Lenhart V, Neuwald C, Tomasits J, Pichler H, Bauer K. HDL cholesterol
as a sensitive diagnostic parameter in malaria. Wien Klin Wochenschr. 1992;104:21–4.
Krishna AP, Chandrika. Variation in common lipid parameters in malaria infected patients.
Ind J Physiol Pharmacol. 2009; 53:271-274.
Lambrecht AJ, Snoeck J, Timmermans U. Transient an-alpha lipoproteinaemia in man during
infection by Plasmodium vivax. Lancet. 1978;1:1206.
Leal-Santos FA, Silva SBR, Crepaldi NP, Nery AF, Martin TO, Alves-Junior ER, Fontes CJ.
Altered platelet indices as potential markers of severe and complicated malaria caused by
Plasmodium vivax: a cross-sectional descriptive study. Malar J. 2013;12:462.
Lingelbach K, Joiner KA. The parasitophorous vacuole membrane surrounding Plasmodium
and Toxoplasma: an unusual compartment in infected cells. J Cell Sci 1998;111(Pt
11):1467–1475.
Luthold S, Berneis K, Bady P, Muller B. Effects of infectious disease on plasma lipids and
their diagnostic significance in critical illness. Eur J Clin Invest. 2007;37:573–9.
Maurois P, Vernes A, Charet P, Deicas E. Transient changes in serum lipoproteins during
antimalarial therapy and malaria. Lancet. 1978;2:629.
Mohanty S, Mishra SK, Das BS, Satpathy SK, Mohanty D, Patnaik JK, Bose K.Altered
67
plasma lipid pattern in falciparum malaria. Ann Trop Med Parasitol.1992;86:601–606.
Nguyen P, Leray V, Diez M, Serisier S, Le BJ, Siliart B, Dumon H: Liver lipid metabolism. J
Anim Physiol Anim Nutr . 2008;92:272–283.
Nilsson-Ehle I, Nilsson-Ehle P. Changes in plasma lipoproteins in acute malaria. J Intern Med.
1990;227:151–5.
Oliveira MF, Kycia SW, Gomez A, Kosar AJ, Bohle DS, Hempelmann E, Menezes D,
Vannier-Santos MA, Oliveira PL, Ferreira ST. Structural and morphological
characterization of hemozoin produced by Schistosoma mansoni and Rhodnius prolixus.
FEBS Lett. 2005;579:6010–6016.
Pisciotta JM, Coppens I, Tripathi AK, Scholl PF, Shuman J, Bajad S, Shulaev V, Sullivan DJ
Jr. The role of eutral lipid nanospheres in Plasmodium falciparum haem crystallization.
Biochem J 2007;402:197–204.
Priyamvada J, Babina C, Sanjukta P, Pranab G. Potential biomarkers and their applications for
rapid and reliable detection of malaria. Biomed Res Int. 2014: 852645.
Rahimi BA, Thakkinstian A, White NJ, Sirivichayakul C, Dondorp AM, Hokejindachai W.
Severe vivax malaria: a systematic review and meta-analysis of clinical studies since 1900.
Malar J. 2014; 13:481.
Rogerson SJ, Carter R. Severe vivax malaria. Newly recognised or rediscovered? Plos
Medicine. 2008;5(6):e136.
Rosenson RS. Myocardial injury: the acute phase response and lipoprotein metabolism. J Am
Coll Cardiol. 1993;22:933–94.
Shalev H, Kapelushnik J, Moser A, Knobler H, Tamary H. Hypocholesterolemia in chronic
anemias with increased erythropoietic activity. Am J Hematol 2007, 82:199–202.
Singh H, Parakh A, Basu S, Rath B. Plasmodium vivax malaria: Is it actually benign? J Infect
68
Public Health. 2011;4:91-5.
Sinnis P, Sim BK: Cell invasion by the vertebrate stages of Plasmodium. Trends Microbio.
1997;5:52–58.
Snounou G, Viriyakosol S, Zhu XP, Jarra W, Pinheiro L, do Rosario VE, Thaithong S, Brown
KN. High sensitivity of detection of human malaria parasites by the use of nested
polymerase chain reaction. Mol Biochem Parasitol. 1993;61(2):315-20.
Stubbe I, Gustafson A, Nilsson-Ehle P. Alterations in plasma proteins and lipoproteins in
acute myocardial infarction: effects on activation of lipoprotein lipase. Scand J Clin. Lab
Invest. 1982;42:437–44.
Trape J.F. Rapid evaluation of malaria parasite density and standardization of thick smear
examination for epidemiological investigations. Transact Royal Soc Trop Med Hyg.
1985;79:181-184.
Vial HJ, Eldin P, Tielens AG, van Hellemond JJ: Phospholipids in parasitic protozoa. Mol
Biochem Parasitol. 2003;126:143–154.
Visser B J , Wieten RW, Nagel IM and Grobusch MP. Serum lipids and lipoproteins in
malaria - a systematic review and meta-analysis. Malar J. 2013;12:442.
Westerman MP. Hypocholesterolaemia and anaemia. Br J Haematol. 1975;31:87–94.
White SW, Zheng J, Zhang YM, Rock: The structural biology of type II fatty acid
biosynthesis. Annu Rev Biochem. 2005;74:791–831.
WHO. World malaria report: 2000. Geneva: News Perspectives Malaria Diagnosis.World
Healt Organization; 2000.
Xavier HT, Izar MC, Faria Neto JR, Assad MH, Rocha VZ, Sposito A et al. V Diretriz
Brasileira de dislipidemias e Prevenção da Aterosclerose. Sociedade Brasileira de
Cardiologia. 2013;101(4) Supl.1:3.
69
Changes in serum lipid profile in the acute and convalescent Plasmodium vivax malaria
Teresinha C Mesquita1, Thamires GO Martin1, Eduardo R Alves-Jr2, Marcia BC Mello1, Andreia F Nery1,3, Luciano T Gomes2,3, Cor Jesus F Fontes1
1. Hospital Universitário Júlio Müller, Universidade Federal de Mato Grosso, Rua Dr Luiz Philipe Pereira Leite sn, Bairro Alvorada, Cuiabá (MT), CEP: 78048-902, Brasil. 2. Centro Universitário UNIVAG, Curso de Biomedicina, Av Dom Orlando Chaves 2655, Bairro Cristo Rei, Várzea Grande (MT), CEP: 78118-000, Brasil. 3. Faculdade de Ciências Biomédicas de Cacoal, Av. Cuiabá 3087, Bairro Jd Clodoaldo, Cacoal (RO), CEP: 76.963-665, Brasil.
ABSTRACT
Although serum lipids are known to be altered in Plasmodium falciparum-induced
malaria, little is known about such changes due to Plasmodium vivax infection. This study
assessed serum concentrations of triglycerides, total cholesterol, low-density lipoprotein
(LDL), and high-density lipoprotein (HDL) in 164 patients in the acute phase of malaria
caused by P. vivax and characterized these changes in the convalescent phase after treatment
with chloroquine and primaquine. Compared to reference values, serum total cholesterol,
LDL, and HDL levels were lower and triglyceride levels were higher in the acute phase.
Moreover, the parasite density was negatively correlated with LDL (r=-0,189; p=0.027) and
HDL (r=-0,256 ; p=0.001) serum levels. Eighty patients returned for clinical and laboratory
revaluation 7–12 days after treatment initiation. All patients showed parasite clearance and the
absence of symptoms during the convalescent phase. Analysis of the serum lipids of these 80
patients showed significant increases in the serum levels of total cholesterol (p<0.0001), LDL
(p<0.0001), and HDL (p<0.0001) as well as a significant reduction in triglycerides (p=0.004),
indicating a trend towards a return to normal levels. This transient change in the lipid profile
between the acute and convalescent phases of P. vivax infection may be useful for assessing
the therapeutic response of infections to antimalarials.
70
Introduction
In 2013, almost 180,000 cases of malaria were reported in Brazil, 99.7% of which
occurred in the Amazon region. Most of these cases (85.7%) were caused by Plasmodium
vivax. Although P. vivax-induced malaria is generally a benign disease, it is increasingly being
associated with severe evolution and fatal outcomes [1,2]
Fever is still the most frequent symptom in malaria, followed by headache, chills,
myalgia, diarrhea, and intense weakness. More severe complications, which commonly occur
in Plasmodium falciparum infection, include profound anemia, hypoglycemia, hypotension,
severe hemolysis, metabolic acidosis, acute renal failure, acute pulmonary edema, and coma
[3]. All of these complications have been reported in P. vivax infection albeit less frequently
[4].
The inflammatory phase of various pathological conditions such as acute infections [5],
traumas [6], burns [7], and myocardial ischemia [8] involves transient and moderate changes
in serum lipid concentrations. Despite the extensive evidence indicating serum lipids are
altered in P. falciparum malaria [9,10,11], similar information about P. vivax malaria from
clinical practice is scarce [12]. In addition, few studies have evaluated the behaviors of these
lipid changes after antimalarial treatment [13]. Therefore, this study analyzed serum lipid
concentrations in the acute phase of patients presenting with acute forms of P. vivax-induced
malaria and characterized changes in the convalescent phase after specific antimalarial
treatment.
Materials and methods
71
Study design and patients
This was a descriptive cohort study of patients with P. vivax-induced malaria treated at
the Infectious Diseases Clinic of Júlio Müller University Hospital between December 2011
and January 2015. This service is located in Cuiabá, State of Mato Grosso, Brazil and receives
patients from different regions of the Brazilian Amazon where malaria is endemic.
Patients presenting with isolated P. vivax infection who voluntarily agreed to
participate were included. Pregnant women and patients suffering from diabetes or
dyslipidemia were excluded. Clinical evaluations were performed upon inclusion in the study
(i.e., acute phase) and in the convalescent phase, i.e, 7-12 days after treatment initiation. Blood
samples collected by cubital venipuncture were used for parasitological, hematological, and
biochemical analyses. When evaluating the patients in the acute phase, these analyses were
performed at the time of admission, without following the recommendation of strict fasting for
at least 12 hours. However, this recommendation was followed during the convalescent phase
evaluation. This study was approved by the Research Ethics Committee of Júlio Müller
University Hospital (no. 130/2011). Written informed consent was obtained from all patients.
Diagnosis and confirmation of P. vivax infection
Malaria was diagnosed by microscopic assessment of hematozoa in thick blood smears.
P. vivax infection was confirmed by PCR according to the protocol standardized by Snounou
et al. (1993) [14]. Parasite density was quantified by counting the parasites in 200 microscopic
fields of a thick blood smear, assuming that this area is equivalent to approximately 0.4 µL
blood [15].
72
Hematologic and biochemical analyses
Hemoglobin concentration, hematocrit level, and platelet count were determined by
using an automatic analyzer (Pentra 80; Horiba Medical, Montpellier, France). Biochemical
analysis was performed by using a CT 600i automatic analyzer (Wiener Laboratories, Rosario,
Argentina), which provides data about triglycerides, total cholesterol, low-density lipoprotein
(LDL), high-density lipoprotein (HDL), blood glucose, and bilirubinemia as well as the liver
enzyme profile and renal function. All tests were performed in the same laboratory.
Antimalarial treatment
Patients were treated with chloroquine (1500 mg for 3 days) followed by primaquine
(0.25 mg·kg−1·day−1 for 14 days) according to the guidelines of the Brazilian Ministry of
Health for the treatment of P. vivax infections. After explaining the importance of completely
adhering to the treatment, the patients were invited to return to the Infectious Diseases Clinic
7–12 days later for convalescent phase evaluation.
Statistical analysis
The demographic, clinical, and laboratory characteristics of the patients in the acute
phase (i.e., pretreatment) of malaria were analyzed. To determine the correlations between
serum lipid concentrations and P. vivax parasite density the Pearson’s correlation coefficient
were calculated. In addition, serum lipid levels were compared between the acute and
convalescent phases by using the paired Student’s t-test. All statistical analyses were
performed using Stata version 12.0 (Stata Corp., College Station, TX, USA). Data are
presented as mean (SD). The level of significance was set at p < 0.05.
73
RESULTS
during the convalescent phase 7–12 days after treatment initiation. All patients reported
regular use of medication and already showed complete parasite clearance and absence of
symptoms. Serum lipid levels generally returned to normal (Figure 2). Compared to the acute
phase, serum levels of total cholesterol (p < 0.0001), LDL (p < 0.0001), and HDL (p < 0.0001)
increased significantly, while that of serum triglycerides decreased significantly (p = 0.004)
(Table 2).
DISCUSSION
Analysis of the lipid profile of patients presenting with symptomatic P. vivax infection
showed that the serum levels of total cholesterol, HDL, and LDL were significantly reduced in
the acute phase (i.e., pretreatment) and increased rapidly, tending to return to normal during
From December 2011 to January 2015, 178 patients attended the Infectious Disease Clinic of
Júlio Müller University Hospital. Among them, 164 (92.1%) presented with acute P. vivax
infection and were therefore included (Table 1). The patients were mostly men (79.8%), with a
mean age of 39.1 (14.9) years. Nearly all (n = 158, 96.3%) reported episodes of fever on the
day of malaria diagnosis. The mean time between symptom onset and diagnosis of P. vivax
infection was 6.0 (6.4) days. The classic signs for severe malaria (WHO, 2010) were not
observed in any patient.
All patients presented with a single infection caused by P. vivax. Mean parasite density
was 8,193 (13,389) parasites per mm3 blood. Hematological analysis showed a mean
hemoglobin concentration of 13.1 (2.1) g/dL and 38.7% (5.3%) hematocrit. A large proportion
74
(74.2%) of patients presented with thrombocytopenia; 15.3% of them had a platelet count
<50,000/mm3 (Table 1). However, no patient presented with bleeding or signs of thereof.
Compared to reference values, during the acute phase, total cholesterol (26.4%), LDL
(29.4%), and HDL (31.1%) concentrations were low, while triglyceride concentrations
(56.4%) were high (Table 1). Moreover, the level of parasitemia was negatively correlated
with the levels of LDL (r=-0,189 ; p=0.027) and HDL (r=-0,256 ; p=0.001) (Figure 1).
Among the 164 patients, 80 returned for clinical and laboratory re-evaluation the
convalescent phase after specific antimalarial treatment. Meanwhile, the triglyceride serum
level increased in the acute phase and decreased during the convalescent phase.
The present findings corroborate the notion that lipid changes in acute malaria, which
have been observed in P. falciparum infection [10,11], also occur in P. vivax infection , which
rapidly improve after antimalarial treatment. On the other hand, the mean triglyceride
concentration was elevated in the acute phase and reduced in the convalescent phase of the
disease.
Changes in the levels of serum lipids have been reported in patients presenting with
both severe and uncomplicated forms of P. vivax-induced malaria since the 1970s [12,13,16].
Visser et al. (2013) [17] systematically reviewed the effects of malaria on the lipid parameters
routinely determined in clinical practice; the results confirm the changes in serum lipids during
acute malaria, i.e., reduced concentrations of total cholesterol, HDL, and LDL, and elevated
triglyceride concentration.
Some authors suggest using the lipid changes observed during the parasitemia stage to
aid the diagnosis of malaria [11,18]. Others suggest these changes appear to be part of an
acute-phase reaction, which may be at least partly attributable to the plasma leakage induced
by increased capillary permeability [8]. However, some studies of patients presenting with P.
75
falciparum infection showed that the magnitude of these changes is associated with disease
severity [19], while others reported no associations [11,18].
The mechanisms underlying the lipid changes occurring in the acute phase of malaria
remain unknown. An important issue is whether they are specific to the disease or represent a
general phenomenon that can also be observed in other chronic and acute conditions with
different etiologies [5,6,7,8]. However, the biological mechanisms of the acute-phase reaction
associated with these lipid changes may be partially related to the host [20], parasite [16,21],
or a combination of both [17].
The hypothesis of a causal relationship between changes in serum lipids and malaria is
supported by several lines of evidence. Changes in the serum concentrations of HDL and very-
low-density lipoprotein in malaria patients were initially suggested to be related to the lipid
metabolism of the parasite [22], which is unable to synthesize several nutrients necessary for
its growth [23]. The cell division of parasites during blood schizogony to form new merozoites
is highly dependent on intra-erythrocytic cholesterol [24]. A recent study shows the
Plasmodium genome includes genes encoding members of the type II fatty acid synthesis
pathway in humans [25]; these genes are located in the apicoplast of the parasite, which is the
organelle that ensures the parasite survival and aids fatty acid production, only in the late
phase of tissue schizogony [26]. In all other phases of its life cycle, the parasite either
synthesizes fatty acids through an unidentified pathway or can use fatty acids produced by its
host [27]. Supporting this, the addition of a low concentration of HDL to the culture medium
in a serum-free system aids the growth and re-invasion capacity of P. falciparum [28].
Therefore, to ensure their development, malaria parasites must extract lipids from their host.**
Host lipids are also involved in the formation of the malaria pigment hemozoin in vivo
[29]. Corroborating this notion, several in vitro studies have demonstrated that lipids
76
efficiently mediate the formation of this pigment via a mechanism involving neutral lipids,
glycolipids, and phospholipids [30,31). Moreover, even apolar lipids alone are capable of
inducing hemozoin formation at physiological ionic conditions [32]. The combination of these
two mechanisms reinforces the hypothesis of lipid involvement in the formation of hemozoin.
Furthermore, the lipid changes can be explained from the host’s perspective by the
severe inflammatory reaction that commonly occurs during acute malaria.
Hypocholesterolemia has been reported in various acute and chronic diseases [33,34]
including HIV/AIDS [35] and hematological disorders [36]. Although its pathophysiology
remains unclear, proposed mechanisms include the dilution of serum due to anemia, high
cholesterol demand due to erythroid hyperplasia, macrophage activation induced by cytokine
release, increased cholesterol uptake mediated by the reticuloendothelial system, and liver
dysfunction triggered by iron overload [37].
Several studies also report higher levels of triglycerides in the pretreatment evaluation
of patients with acute malaria due to P. falciparum [10,12,38] and P. vivax (12,13). However,
only one of these studies, which involved patients infected with P. falciparum, reports that the
serum concentration of triglycerides decreased significantly after antimalarial treatment [10].
Therefore, the rapid restoration of lipid changes after treatment initiation in the patients
in the present study should be highlighted. In fact, in the majority of the studies reviewed by
Visser et al. (2013)[17], total cholesterol, LDL, and HDL levels returned to normal within 30
days after treatment; however, changes in triglycerides persisted up to six months after
treatment in most of those studies. Only one study is consistent with the present results, i.e.,
the serum level of triglycerides returned to normal after treatment initiation [39].
Interestingly, the parasite density of P. vivax-infected patients was negatively correlated
with the serum concentrations of LDL and HDL. The serum concentrations of total cholesterol
77
also decreased with increasing parasitemia, although the correlation was not significant.
Similar findings have been reported [40], corroborating the pathophysiological theory of
higher lipid consumption during the development of blood-cycle parasites [24].
This study has some limitations that should be considered when interpreting the results.
In particular, confounding factors such as ethnicity, socioeconomic conditions, lifestyle, eating
habits, and comorbidities, which were not controlled in the study, may have affected the lipid
profile of these patients. However, considering the rapid lipid changes observed during the
convalescent phase, we assumed these factors did not significantly affect the results.
It should also be noted that the patients had not been fasting before the initial
evaluation of their lipid profile, which may have resulted in an overestimation of actual serum
concentrations of triglycerides and LDL. Therefore, the increased mean concentration of the
triglycerides observed in the pretreatment evaluation is likely due to non-compliance with
mandatory fasting for the determination of this lipid. Meanwhile, the reduced values of
triglycerides in the convalescent phase represent the actual level, because the fasting criterion
(at least 12 hours) was respected for this analysis. Nevertheless, the lack of fasting during the
pretreatment lipid profile evaluation should have no significant impact on total cholesterol,
LDL, or HDL level, because they were below their respective reference values in most
patients.
CONCLUSION
The serum concentrations of total cholesterol, HDL, and LDL are reduced in acute
malaria induced by P. vivax. Furthermore, HDL and LDL are negatively correlated with
parasite density. These lipid levels rapidly return to normal after antimalarial treatment
78
initiation. This transient change of lipid profile between the acute and convalescent phases
may be useful for assessing therapeutic response to antimalarials. However, further studies are
required to confirm this.
CONFLICT OF INTERESTS
The authors declare no conflict of interests. ACKNOWLEDGMENTS The authors thank to Brazilian Research Council CNPq and FAPEMAT for the
financial support of this work and Editage (www.editage.com.br) for English language editing.
79
Table 1. Demographic, clinical, and laboratory characteristics
Characteristic n* % Mean (SD) Sex Male 131 79.8
- Female 33 20.2
Fever
Yes 158 96.3 -
No 6 3.7
Age (years) 0–12 7 4.3
39.1 (14.9) 13–49 113 68.9 ≥50 44 26.8
Days of symptoms onset (n = 162)
<3 72 44.4 6.0 (6.4)
≥3 90 55.6
Platelets count /mm3 (n = 163)
<50,000 25 15.3 114,226 (58,514)
50,000–150,000 96 58.9 >150,000 42 25.8
Parasitemia/mm3 (n = 158)
<10,000 117 74.1 8,193 (13,389)
≥10,000 41 25.9 Hemoglobin (g/dL) <12.0 43 26.2
13.1 (2.1) ≥12.0 121 73.8
Hematocrit (%) <30 11 6.7
38.7 (5.3) ≥30 153 93.3
Triglycerides (mg/dL) (n = 156)
<100 40 25.6 204.4 (120.2) 100–150 28 18.0
>150 88 56.4
Total cholesterol (mg/dL) (n = 163)
<100 43 26.4 128.2 (37.5) 100–150 77 47.2
>150 43 26.4
LDL (mg/dL) (n = 143)
<50 42 29.4 72.8 (34.6) 50–100 73 51.0
>100 28 19.6
HDL (mg/dL) <10 51 31.1
19.2 (12.4) 10–30 87 53.0 >30 26 15.9
* The variation in the number of patients is due to the lack of information of the respective variable.
80
Table 2. Mean serum lipid concentrations in the acute and convalescent phases of
80 patients with malaria induced by P. vivax
Lipids
Acute phase (mg/dL)
Convalescent phase (mg/dL)
p
Triglycerides 204.4 (120.2) 165.9 (102.9) 0.004
Total cholesterol 128.2 (37.5) 153.6 (29.0) <0.0001 LDL 72.8 (34.6) 96.8 (27.6) <0.0001 HDL 19.2 (12.4) 26.4 (8.2) <0.0001
81
6. REFERENCES
1. Rogerson SJ, Carter R. Severe vivax malaria. Newly recognised or rediscovered? Plos
Medicine. 2008;5(6):e136.
2. Singh H, Parakh A, Basu S, Rath B. Plasmodium vivax malaria: Is it actually benign? J
Infec Public Health. 2011;4:91-5.
3. WHO. World malaria report: 2000. Geneva: News Perspectives Malaria Diagnosis.World
Health Organization; 2000.
4. Rahimi BA, Thakkinstian A, White NJ, Sirivichayakul C, Dondorp AM, Hokejindachai W.
Severe vivax malaria: a systematic review and meta-analysis of clinical studies since 1900.
Malar J. 2014;13:481.
5. Luthold S, Berneis K, Bady P, Muller B. Effects of infectious disease on plasma lipids and
their diagnostic significance in critical illness. Eur J Clin Invest. 2007;37:573–9.
6. Akgün S, Ertel NH, Mosenthal A, Oser W. Postsurgical reduction of serum lipoproteins:
interleukin-6 and the acute-phase response. J Lab Clin Med. 1998;131:103–8.
7. Coombes EJ, Shakespeare PG, Batstone GF. Lipoprotein changes after burn injury in man. J
Trauma. 1980;20:971–5.
8. Stubbe I, Gustafson A, Nilsson-Ehle P. Alterations in plasma proteins and lipoproteins in
acute myocardial infarction: effects on activation of lipoprotein lipase. Scand J Clin Lab
Invest. 1982;42:437–44.
9. Al-Omar IA, Eligail AM, Al-Ashban RM, Shah AH. Effect of falciparum malaria infection
on blood cholesterol and platelets. J Saudi Chem Soc. 2010;14:83–89.
10. Jacob EY. Assessment of altered plasma lipid pattern in Plasmodium falciparum malaria
infected and non infected individuals. Int J Hematol Disord. 2014;1:27-30.
11. Baptista JL, Vervoort T, Van der Stuyft P, Wery M. Changes in plasma lipid levels as a
82
function of Plasmodium falciparum infection in Sao Tome. Parasite. 1996;3:335–40.
12. Krishna AP, Chandrika. Variation in common lipid parameters in malaria infected patients.
Ind J Physiol Pharmacol. 2009;53:271-274.
13. Kim JS, Oh JS, Chang EA, Bae SY, Nam DH, Lee CH, et al. Alteration of platelet counts
and lipid profiles after treatment of acute Plasmodium vivax. Acta Trop. 2008;106:39–43.
14. Snounou G, Viriyakosol S, Zhu XP, Jarra W, Pinheiro L, do Rosario VE, Thaithong S,
Brown KN. High sensitivity of detection of human malaria parasites by the use of nested
polymerase chain reaction. Mol Biochem Parasitol. 1993;61(2):315-20.
15. Trape JF. Rapid evaluation of malaria parasite density and standardization of thick smear
examination for epidemiological investigations. Trans Royal Soc Trop Med Hyg.
1985;79:181-184.
16. Maurois P, Vernes A, Charet P, Deicas E. Transient changes in serum lipoproteins during
antimalarial therapy and malaria. Lancet. 1978;2:629.
17. Visser B J , Wieten RW, Nagel IM, Grobusch MP. Serum lipids and lipoproteins in malaria
- a systematic review and meta-analysis. Malar J. 2013;12:442.
18. Kittl EM, Diridl G, Lenhart V, Neuwald C, Tomasits J, Pichler H, Bauer K. HDL
cholesterol as a sensitive diagnostic parameter in malaria. Wien Klin Wochenschr.
1992;104:21–4.
19. Mohanty S, Mishra SK, Das BS, Satpathy SK, Mohanty D, Patnaik JK, Bose K.Altered
plasma lipid pattern in falciparum malaria. Ann Trop Med Parasitol.1992;86:601–606.
20. Rosenson RS. Myocardial injury: the acute phase response and lipoprotein metabolism. J
Am Coll Cardiol. 1993;22:933–94.
21. Holz JGG. Lipids and the malaria parasite. Bull World Health Organ. 1977;55:237–48.
22. Lambrecht AJ, Snoeck J, Timmermans U. Transient an-alpha lipoproteinaemia in man
during infection by Plasmodium vivax. Lancet. 1978;1:1206.
83
23. Lingelbach K, Joiner KA. The parasitophorous vacuole membrane surrounding
Plasmodium and Toxoplasma: an unusual compartment in infected cells. J Cell Sci
1998;111(Pt 11):1467–1475.
24. Sinnis P, Sim BK. Cell invasion by the vertebrate stages of Plasmodium. Trends Microbiol.
1997;5:52–58.
25. White SW, Zheng J, Zhang YM, Rock.The structural biology of type II fatty acid
biosynthesis. Annu Rev Biochem. 2005;74:791–831.
26. Vial HJ, Eldin P, Tielens AG, van Hellemond JJ. Phospholipids in parasitic protozoa. Mol
Biochem Parasitol. 2003;126:143–154.
27. Bansal D, Bhatti HS, Sehgal R. Role of cholesterol in parasitic infections. Lipids Health
Dis. 2005;4:10.
28. Imrie H, Ferguson DJ, Carter M, Drain J, Schiflett A, Hajduk SL, Day KP. Light and
electron microscopical observations of the effects of high-density lipoprotein on growth of
Plasmodium falciparum in vitro. Parasitology. 2004;128:577–584.
29. Fitch CD, Cai GZ, Chen YF, Shoemaker JD. Involvement of lipids in ferriprotoporphyrin
IX polymerization in malaria. Biochimt Biophys Acta. 1999;1454:31–7.
39. Oliveira MF, Kycia SW, Gomez A, Kosar AJ, Bohle DS, Hempelmann E, Menezes D,
Vannier-Santos MA, Oliveira PL, Ferreira ST. Structural and morphological characterization
of hemozoin produced by Schistosoma mansoni and Rhodnius prolixus. FEBS Lett.
2005;579:6010–6016.
31. Pisciotta JM, Coppens I, Tripathi AK, Scholl PF, Shuman J, Bajad S, Shulaev V, Sullivan
DJ Jr. The role of neutral lipid nanospheres in Plasmodium falciparum haem crystallization.
Biochem J. 2007;402:197–204.
32. Ambele MA, Egan TJ. Neutral lipids associated with haemozoin mediate efficient and
rapid beta-haematin formation at physiological pH, temperature and ionic composition. Malar
J. 2012;11:337.
84
33. Feingold KR, Krauss RM, Pang M, Doerrler W, Jensen P, Grunfeld C. The
hypertriglyceridemia of acquired immunodeficiency syndrome is associated with an increased
prevalence of low density lipoprotein subclass pattern B. J Clin Endocrinol Metab.
1993;76:1423–1427.
34. Hoffmeister A, Rothenbacher D, Bode G, Persson K, Marz W, Nauck MA, Brenner H,
Hombach V, Koenig W. Current infection with Helicobacter pylori, but not seropositivity to
Chlamydia pneumoniae or cytomegalovirus, is associated with an atherogenic, modified lipid
profile. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2001;21:427–432.
35. Grunfeld C, Pang M, Doerrler W, Shigenaga JK, Jensen P, Feingold KR. Lipids,
lipoproteins, triglyceride clearance, and cytokines in human immunodeficiency virus infection
and the acquired immunodeficiency syndrome. J Clin Endocrinol Metab. 1992;74:1045–1052.
36. Westerman MP. Hypocholesterolaemia and anaemia. Br J Haematol. 1975;31:87–94.
37. Shalev H, Kapelushnik J, Moser A, Knobler H, Tamary H. Hypocholesterolemia in chronic
anemias with increased erythropoietic activity. Am J Hematol. 2007;82:199–202.
38. Faucher JF, Ngou-Milama E, Missinou MA, Ngomo R, Kombila M, Kremsner PG. The
impact of malaria on common lipid parameters. Parasitol Res. 2002;88:1040–1043.
39. Nilsson-Ehle I, Nilsson-Ehle P. Changes in plasma lipoproteins in acute malaria. J Intern
Med. 1990;227:151–5.
40. Chukwuocha UM, Eke KN. Malaria parasite status and cholesterol level
of malaria patients in parts of the IMO River Basin of Nigeria. Asian Pac J Trop Med.
2011;12:993-996.
85
5. APÊNDICE E ANEXOS
86
ANEXO 1
87
UNIVERSIDADE FEDERAL DO MATO GROSSO HOSPITAL UNIVERSITÁRIO JÚLIO MÜLLER
TERMO DE CONSENTIMENTO LIVRE E ESCLARECIDO (PACIENTES)
Você está sendo convidado a participar desta pesquisa que pretende entender melhor as diferentes formas de apresentação da malária causada pelo Plasmodium vivax e P.falciparum em nosso meio e também identificar, em seu sangue, alterações que possam ser provocadas pelo parasito ou pela resposta aos remédios que usamos para combater a sua doença. Para isto, precisamos conversar com você durante alguns minutos, fazer um pequeno exame médico e tirar um pouco de sangue de sua veia, para a realização dos seguintes exames: hemograma, pesquisa de DNA do parasito, exame do DNA de suas células sanguíneas, exame de anticorpos do seu sangue contra o parasito da malária e outros que poderemos acrescentar no futuro, sempre relacionados à infecção malárica. Não há risco para você nesta pesquisa. Apenas o desconforto do exame médico e da retirada de sangue com agulha, que pode causar um pouco de dor. Você poderá ser solicitado a comparecer ao Ambulatório alguns dias após a sua melhora, para a revisão médica e também para alguns exames de convalescença.
Vários exames não serão realizados hoje. Portanto, um pouco do seu sangue ficará devidamente identificado e congelado até o momento da realização do exame. Pode ser que algum exame que não os listados acima sejam necessários. Eles serão realizados apenas para melhorar o resultado dessa pesquisa e de outras e ela relacionada. Os resultados, quando estiverem prontos, estarão disponíveis em sua pasta, que ficará guardada conosco. Em qualquer momento que você desejar consultar os seus dados, basta telefonar para nós ou nos procurar aqui no Ambulatório.
Todas as informações obtidas nesta pesquisa serão utilizadas exclusivamente para atender aos objetivos da mesma. As informações e resultados dos exames serão confidenciais, ficando sob o poder dos médicos responsáveis pela pesquisa, os quais garantirão o sigilo dos nomes das pessoas envolvidas.
Os organizadores do projeto serão responsáveis por fornecer orientação e atendimento médico, sempre que necessário.
Você tem o direito de recusar a participação e de retirar-se desse projeto assim que desejar, sem que isso acarrete em impedimento de qualquer natureza para seu seguimento no serviço médico envolvido na pesquisa.
Eu, ________________________________________, entendi o que me foi explicado sobre o estudo e concordo com minha participação (ou com a participação de meu dependente acima Assinatura do participante (ou do responsável, se menor):______________________________________________________. Assinatura do pesquisador principal:__________________________________________________ Testemunha*:______________________________________________________________________ * Testemunha só é exigido caso o participante não possa por algum motivo, assinar o termo.
Cuiabá _______________de ______________de 20___ Contato: Dr. Cor Jesus Fernandes Fontes - Hospital Universitário Júlio Muller Hospital Universitário Júlio Muller - Rua Dr Luiz Phelipe Pereira Leite Sn /Bairro Alvorada Ambulatório III - Telefone: (65) 3615-7253 e 3615-7281
Para esclarecimentos sobre questões éticas do projeto, entrar em contato com: Comitê de Ética em Pesquisa do Hospital Universitário Júlio Muller E-mail: [email protected]
APÊNDICE 1
88
UNIVERSIDADE FEDERAL DO MATO GROSSO HOSPITAL UNIVERSITÁRIO JÚLIO MÜLLER
Protocolo de diagnóstico, tratamento e acompanhamento dos pacientes
NUMERO: Data atendimento: ......../.........../...........
Nome: Idade: Sexo: [ ] M [ ] F
Endereço completo: (incluir bairro e ponto de referência): Fone para contato Fone familiar Outro fone familiar Cor da pele:
[ ] Branca [ ] Preta [ ] Parda [ ] Amarela
Se feminino, está gestante: [ ] S [ ] N Principal ocupação no último mês
Quantas malárias na vida, antes da atual:
Há quanto tempo tratou última malária (dias):
Tomou corretamente a medicação da última malária? [ ] S [ ] N
Viajou para a área endêmica depois do último tratamento de malária?[ ] S [ ] N
Está tomando algum remédio nos últimos 7 dias?
Se sim, qual ou quais?
Há quanto tempo você freqüenta a área endêmica de malária?
Há quantos dias está com sintomas desta malária?
Em que município você acha que pegou esta malária?
Nos últimos 3 dias você está tendo: Febre? [ ] S [ ] N Calafrio? [ ] S [ ] N Dor de cabeça? [ ] S [ ] N Dor no corpo? [ ] S [ ] N Dor no estômago? [ ] S [ ] N Enjôo? [ ] S [ ] N Vômitos: [ ] S [ ] N
Teve febre hoje? [ ] Sim [ ] Não. Qual foi a última temperatura aferida nas últimas 24 horas? Exame físico [não esquecer de medir a temperatura e anotar]: Quantos quilos você pesa? [Preferível pesar o paciente: ............. kg] Temp axilar:
Resultado da gota espessa: [ ] PV [ ] PF [ ] PV+PF [ ] NEG Parasitemia em cruzes:
Parasitemia em 200 campos: Resultado do teste rápido: [ ] PF [ ] NÃO PF [ ] NEG Marca:
Classificação: [ ] Primoinfecção [ ] Recrudesc [ ] Reinfecção [ ] Recaída Se recaída, tempo em dias:
Tratamento recebido: [ ] Cloroquina + Primaquina - dose e tempo de uso [ ] Artemeter + Lumefantrina - dose e tempo de uso
[ ] Artesunato + Mefloquina - dose e tempo de uso [ ] Outro:
Resultado da PCR: [ ] PV [ ] PF [ ] PM [ ] PV+PF [ ] PV+PM [ ] NEG Obs: Não esquecer de agendar o paciente para retorno em 7 dias, ou conforme orientação dos projetos em vigência:
APÊNDICE 2
89
UNIVERSIDADE FEDERAL DO MATO GROSSO HOSPITAL UNIVERSITÁRIO JÚLIO MÜLLER
FICHA CLÍNICA
Para ser preenchida pelo médico
Exame clínico do paciente Nome do paciente: Idade:
Estado mental: [ ] Normal [ ] Alterado Enchimento capilar periférico: [ ] Normal [ ] Lentificado
Mucosas hipocoradas? [ ] Sim [ ] Não Se sim, quantas cruzes?
Icterícia? [ ] Sim [ ] Não Se sim, quantas cruzes?
Dispnéia/Taquipnéia? [ ] Sim [ ] Não Se sim, qual a FR?
Taquicardia? [ ] Sim [ ] Nã Se sim, qual a FC?
Baço palpável? [ ] Sim [ ] Não Se sim, quantos centímetros do RCE?
Fígado palpável? [ ] Sim [ ] Nã Se sim, quantos centímetros do RCD?
Por favor, anote neste espaço outros achados físicos que julgar relevantes
Resultados dos exames:
APÊNDICE 3
90