AGENTES ANESTÉSICOS, CONTROL Y APOYO EN AVES

INTRODUCCIÓNUn estudio en pequeños animales ha dado algunos datos sobre la mortalidad perianestésica en aves.1 En este estudio, la tasa de mortalidad perianestésica fue 3,94% en loros (n=127; IC 95%=1,9-8,95%), lo que es, aproximadamente, 20 veces más alto que el encontrado en perros y gatos.1 La tasa de mortalidad fue más alta para los periquitos, con 16,33% (n=49, IC 95%= 7,32-29,66%) y más baja para otras aves con 1,76% (n= 284 IC 95% = 0,57-4,06%). Este estudio no dio más información acerca de las especies incluidas en “otras aves”, el estado de salud del paciente, protocolos anestésicos o grado de control y apoyo durante el procedimiento. Hay, por cierto, muchos otros desafíos cuando se está anestesiando a un paciente aviar; por ejemplo, la dificultad para obtener un análisis de sangre prequirúrgico, obtener una vía segura a vías aéreas o un acceso IV en pacientes muy pequeños o la dificultad para controlar la presión sanguínea. No obstante, este estudio sobre muertes asociadas con la anestesia en estos animales sirve como una advertencia cuando se elige el protocolo anestésico y se evalúa la seguridad y eficacia.

ANESTESIA GENERAL

Preparación preanestésicaAntes de la anestesia, el paciente debe ser evaluado. La evaluación preanestésica debe incluir una anamnesis y un examen físico. La evaluación de laboratorio debe incluir un hemograma completo y un perfil bioquímico. Si se detecta alguna anormalidad (por ej., deshidratación), se la deberá corregir con el tratamiento apropiado (por ej., fluidoterapia) antes del procedimiento. El periodo de ayuno es variable, yendo de 2 a 4 horas en la mayoría de los psitácidos y hasta 24 horas en la mayoría de las rapaces.

PremedicaciónLa premedicación previa a la inducción facilita el manejo y disminuye la cantidad de drogas anestésicas y analgésicas requeridas durante el procedimiento. En la mayoría de los casos se usa una combinación de un opioide (por ej., butorfanol en los psitácidos o hidromorfina en los rapaces) y una benzodiacepina (por ej., midazolám). Las benzodiacepinas (por ej., diazepám, midazolám) se usan cada vez más en las aves y producen sedación, hipnosis, efecto ansiolítico y anticonvulsivante. Se prefiere el uso de midazolám (0,2-2 mg/kg) por sobre el diazepám porque se puede administrar por vía intramuscular o intranasal.63 Los parasimpaticolíticos (por ej., atropina, glicopirrolato) no son administrados de manera rutinaria a las aves debido a que se cree aumentan la viscosidad de las secreciones del tracto respiratorio aumentando el riesgo de obstrucción de las vías aéreas o del tubo endotraqueal.64-66

Agentes inyectablesLos anestésicos inyectables (como propofol, medetomidina-ketamina o xilacina-ketamina; seguidos por la reversión con atipamezol o yohimbina) pueden ser útiles para lugares a campo alejados, a donde el transporte comercial de gases peligrosos y agentes anestésicos es logísticamente complicado o está prohibido, o para el uso en grandes aves en las cuales la inducción con máscara puede ser un desafío (ratites). Se ha evaluado en varias especies aviares el uso de propofol67-76 y de la combinación de medetomidina o xilacina con ketamina72,73,77-81. Además, se podría preferir el uso de anestésicos inyectables en cirugías que involucran al pico, cavidad oral, glotis, cavidad celómica, aparato respiratorio o huesos neumáticos. La necesidad de apoyo ventilatorio, la dificultad para mantener un plano anestésico constante y la posibilidad de una recuperación con excitación y/o prolongada limita su uso en las aves de compañía como únicos agentes.

Agentes por inhalaciónLa anestesia inhalatoria es usada con mayor frecuencia que la inyectable en la práctica clínica de aves. El isofluorano es el agente anestésico de elección en la actualidad aunque el sevofluorano es también una opción excelente aunque con mayor costo. Tanto el isofluorano como el sevofluorano son considerados depresores respiratorios dependientes de la dosis. El isofluorano produce rápidas inducciones, permite rápidas modificaciones en el plano anestésicos, tiene un margen pequeño entre el paro respiratorio y el cardíaco y provee una recuperación rápida y tranquila. El sevofluorano, debido a la menor solubilidad que el isofluorano, permite una inducción y recuperación más rápidas así como también cambios más rápidos en la profundidad anestésica pero esta diferencia ha probado ser pequeña o inexistente en algunos estudios en diferentes especies aviares. El sevofluorano también parece ser menos irritantes para las vías aéreas, en comparación con el isofluorano. Las diferencias cardiopulmonares entre el iso y el sevofluorano no han sido completamente evaluadas en los psitácidos.82 En las águilas calvas, la administración de isofluorano produce taquicardia, hipertensión y más arritmias en comparación con el sevofluorano83 y los halcones de cola roja hubo una frecuencia respiratoria significativamente más baja con el isofluorano en comparación con el sevofluorano.84 Se ha determinado la concentración anestésica mínima (CAM) del sevo y el isofluorano sólo en unas pocas especies. Los valores de CAM documentados para isofluorano incluyen loros de pico grueso (1,07 ± 0,1%),85 pollos (1,24 ± 0,05%),16 grulla de las dunas (1,34 ± 0,14%),86, pato de Pekin (1,30 ± 0,23%)87 y cacatúas (1,44 ± 0,07%)88. Los valores de CAM documentados para sevofluorano incluyen loros de pico grueso (2,35%)89 y pollos (2,21 ± 0,32%)90. Durante la inducción, el ave es sujetado manualmente hasta que quede inmovilizado y luego es colocado en decúbito esternal o lateral sobre una superficie acolchada. Las aves son inducidas, la mayoría de las veces, con isofluorano al 3% o sevofluorano al 5% y toma, por lo general, 1-3 minutos. Como alternativa, se puede hacer una inducción con concentraciones más bajas y llevará, en general, 1-5 minutos. La intubación es llevada a cabo después de haber llevado al paciente a un plano medio de anestesia y se debe tener cuidado de evitar un trauma traqueal. El tubo endotraqueal es asegurado con una cinta umbilical o con una cinta común. Para la mayoría de los procedimientos, es común mantener a las aves con isofluorano al 1-2,5% o sevofluorano al 3-4%. Se ha comunicado el uso de un flujo

de oxígeno de 150-200 ml/kg/min pero en la mayoría de las aves de tamaño medio y grande (aproximadamente más de 300g) se usa un flujo 1 L/min.

Equipo para anestesia inhalatoriaLos circuitos de no reinhalación, como el circuito de Bain, son los recomendados para las anestesias en aves. Las ventajas de estos circuitos incluyen disminución de la resistencia a la ventilación por parte del paciente y una rápida respuesta a los cambios en la programación del vaporizador. Para la mayoría de las aves se usan bolsas reservorias de 0,5-1 L.

Las máscaras comerciales diseñadas para perros y gatos pueden ser usadas para la inducción de a anestesia en aves. Una máscara de tamaño apropiado debe permitir que toda la cabeza y el pico puedan ser introducidos dentro de la misma reduciendo al mismo tiempo el espacio muerto. Las máscaras pueden ser modificadas para acomodarse a la gran diversidad de variantes anatómicas de especies aviares. Por ejemplo, para periquitos y pinzones se puede cortar el cuerpo de una jeringa de 35-60 ml para ser usada como máscara, haciendo un orificio en el extremo cerrado para facilitar la introducción de un adaptador para acoplar al circuito. En el otro extremo, para un gran tucán se puede usar una botella blanda de bebida de 1-2 L.

En las aves se usan tubos endotraqueales sin balón ya que hay que evitar el uso de este último debido a la presencia de anillos traqueales completos. El diámetro del tubo endotraqueal usado en las aves varía de 1,5 a 6 mm. Los tubos de Cole proveen un buen cierre en la glotis. No hay comercialmente disponibles tubos endotraqueales para aves con menos de 100g de peso y el uso de sondas de goma roja es una buena alternativa. Hay que tener mucho cuidado con tubos endotraqueales de menos de 2 mm de diámetro ya que pueden obstruirse con facilidad.

Control y apoyo del pacienteDebido a la rápida velocidad con la que las aves pueden descompensarse bajo anestesia, el control es el aspecto más importante de la anestesia aviar. Esto significa que es de suma importancia tener a tener una persona dedicada a un control constante y asegurándose de que el anestesista tiene una clara visión del paciente.

Sistema nervioso centralLa pérdida de tono muscular en las piernas o las alas pueden ser útiles para evaluar la transición de un plano anestésico superficial a uno medio. El reflejo de retirada (pinzas los dedos) se pierda cuando el ave está en un plano anestésico medio (plano quirúrgico). El reflejo palpebral suele perderse en el plano medio de anestesia pero el reflejo corneal persistirá hasta alcanzar el plano profundo. Las frecuencias cardíaca y respiratoria aumentan cuando el ave está experimentando dolor o cuando la profundidad anestésica es demasaido baja; por el contrario, estas frecuencias pueden disminuir en el plano anestésico profundo señalando la necesidad de ajustar el flujo de gases anestésicos acorde a lo evaluado.

Aparato cardiovascularSe puede utilizar el estetoscopio para controlar la frecuencia y el ritmo cardíaco, y el uso de un estetoscopio esofágico puede facilitar este trabajo. El extremo de este último debe ser ubicado en

el esófago torácico, salteando el buche mediante manipulación digital. También se puede usar al detector de flujo ultrasónico Doppler para la misma función. El sensor suele ser colocado sobre la arteria tibial craneal, palpable sobre la cara craneal del tarso; la arteria ulnar superficial, papable sobre la superficie ventral del codo; la arteria radial profunda, palpable sobre la superficie ventral de la porción distal del radio cerca del carpo; o la arteria palatina, el orofaringe dorsal. También se puede utilizar electrocardiógrafo para el control de la frecuencia y el ritmo cardíacos, y los electrodos son posicionados en el patagium y la piel inguinal usando pinzas cocodrilos aplanadas o pequeñas agujas hipodérmicas pasadas a través de la piel y acopladas a las pinzas cocodrilos.

La presión sanguínea puede ser evaluada subjetivamente por medio de la palpación del pulso sobre la arteria ulnar mediana o la metatarsiana medial. También se puede medir la presión arterial directa. Los sitios más comunes incluyen a las arterias braquial y carotídea. El control de la presión sanguínea por método indirecto se lleva a cabo por medio de un transductor ultrasónico Doppler para detectar el flujo arterial, un mango de presión para provocar la oclusión, y un esfigmomanómetro para medir la presión. Basado en estudios sobre especies aviares, la medición indirecta de la presión no tiene una buena concordancia con la medición directa91,92 y son valores muy variables entre mediciones repetidas cuando el manguito es aplicado múltiples veces sobre el mismo miembro.93 De esta manera, los resultados durante un procedimiento anestésico deben ser considerados en términos de tendencia más que por la evaluación de una sola medición. La medición indirecta de la presión arterial documentada en loros amazónicos españoles, medida en el ala, fue 140 ± 25 mm Hg mientras que en la pata fue 145 ± 28 mm Hg, usando u mango cuyo ancho era un 30-40% del diámetro.60 En los halcones de cola roja, la presión arterial media fue 155 ± 27 mm Hg, tomada tanto en el ala como en la pata, usando un manguito cuyo ancho era equivalente al 40-50% del diámetro. Los equipos oscilométricos han mostrado una alta tasa de fallas y medición no confiable en las aves.92

La fluidoterapia es un componente crítico en la anestesia aviar, en particular para aquellos procedimientos que duran más de 20 minutos. lo ideal es colocar un catéter intravenoso o intraóseo para facilitar la administración de líquidos a una velocidad de 10 ml/kg/hora; sin embargo, la administración subcutánea puede ser adecuada para procedimientos rutinarios o relativamente cortos en pacientes que están estables. La dobutamina por infusión a velocidad constante a 5-15 mcg/kg/min o la de dopamina a 5-10 mcg/kg/min corrige la grave hipotensión causada por la anestesia mantenida con isofluorano al 2,5% en loros Amazónicos Españoles.94

Aparato respiratorioLa frecuencia respiratoria y las características de la ventilación deben ser controladas de cerca durante toda la anestesia. La ventilación es evaluada observando la frecuencia y el rango de movimiento esternal y el movimiento de la bolsa reservoria. Un cambio en el patrón respiratorio que consista en un aumento del esfuerzo inspiratorio puede indicar obstrucción del tubo endotraqueal, un punto de particular importancia en los pacientes muy pequeños. La ventilación normal se asocia con poco o ningún ruido proveniente del tracto respiratorio. En las pocas especies que han sido estudiadas, parece que la hipercapnia está asociada con una depresión

cardiovascular en las aves y, por lo tanto, el apoyo de la ventilación puede ser más rutinario en la anestesia en aves.

El capnógrafo es usado para controlar el dióxido de carbono al final de la espiración, y provee información sobre el estado ventilatorio. Hay una buena correlación entre el CO2 al final de la espiración y la PaCO2 siendo la primera ligeramente superior a la segunda.95,96 Una medición de CO2 al final de la espiración de 30-45 mm Hg indica adecuada ventilación durante la anestesia inhalatoria en la mayoría de las aves y el rango de 25-40 mm Hg es un rango fisiológico aproximadamente normal para las aves despiertas.42,43 La ventilación con presión positiva intermitente se recomienda a una frecuencia de 2 ventilaciones/minuto en aves con ventilación espontánea y 10-20 ventilaciones/min en aves apneicas. Se recomienda realizar una presión máxima de 10-24 m de H2O. Si se usa en combinación con un capnógrafo, la frecuencia de la ventilación a presión positiva intermitente debe ser ajustada para mantener un nivel de CO2 al final de la espiración entre 30 y 45 mm Hg. La oximetría de pulso no está convalidada en las aves.97 Las características de absorción de la hemoglobina oxigenada y desoxigenada de las aves y las personas son diferentes, lo que da lugar a una subestimación de la saturación de la hemoglobina.97,94,93,92,91,81,79 Sin embargo,, estos aparatos son usados de manera confiable para proveer una tendencia de la saturación de oxígeno y la frecuencia de pulso.97

Temperatura corporalLa temperatura corporal central de las aves debe ser controlada durante toda la anestesia por medio de un transductor esofágico o uno cloacal. Las temperaturas esofágicas y cloacales de las aves están bien correlacionadas en estudios en los que compararon los dos sitios; sin embargo, el transductor cloacal está predispuesto a desplazarse o registrar temperaturas más frías si no está apropiadamente dentro de la cloaca.98 De esta manera, la temperatura es mejor controlada por medio del uso de un transductor esofágico y se la debe mantener entre 40 y 41,2°C.98

El apoyo térmico es necesario para evitar la hipotermia en aves bajo anestesia general. Las fuentes de calor radiante, las almohadillas de agua, los calentadores de líquidos y los sistemas de aire calentado forzado (por ej., Bair Hugger Warmin System) su rutinariamente usados para mantener la temperatura corporal central. El método más efectivo para mantener la temperatura son los dispositivos de aire calentado forzado cubriendo al ave con paños transparentes, cuando se lo comparó con las almohadillas térmicas de agua o las fuentes de calor radiante.99 El tipo de equipo anestésico, con o sin aire calentado, no parece afectar la temperatura corporal central.100

Emergencias anestésicasHay que considerar la posibilidad de presentación de emergencias durante una anestesia y estar preparado para ellas. Durante la anestesia, realizar un cuidadoso control y apoyo de la función nerviosa, cardi9ovascular y respiratoria así como de la temperatura corporal. Se recomienda calcular las dosis de las drogas de emergencia y precargar 1-2 dosis antes de la inducción y tener preparado el equipo de emergencia (por ej., tubos endotraqueales, oxígeno, catéteres IV y materiales para asegurarlos en posición, apoyo ventilatorio y drogas de emergencia) para su uso.

Bradipnea e hipoventilaciónDurante los procedimientos anestésicos, se debe esperar cierto grado de depresión respiratoria, la que aumentará con el tiempo. Debido a ésto, se recomienda la intubación traqueal con ventilación a presión positiva intermitente a 2 ventilaciones por minuto en aves con ventilación espontánea y 10-20 ventilaciones/minuto en aves con bradipnea significativa. Si se usa en combinación con un capnógrafo, la ventilación a presión positiva intermitente se debe ajustar de forma tal de mantener el nivel de CO2 al final de la espiración en 30-45 mm Hg. El anestesista debe también evaluar la frecuencia y el rango del movimiento esternal y el movimiento de la bolsa reservorio. Un cambio en el patrón respiratorio que consiste en un aumento del esfuerzo respiratorio puede indicar obstrucción del tubo endotraqueal, una preocupación de particular importancia en los pacientes muy pequeños. Si se sospecha una obstrucción, se recomienda el reposicionamiento del ave con el cuello extendido y/o la aspiración a través del tubo endotraqueal para resolver cualquier posible bloqueo. La ventilación normal se asocia con poco o ningún ruido proveniente del tracto respiratorio.

Paro respiratorioSi ocurre un paro respiratorio, se requiere la intubación traqueal y la ventilación a presión positiva intermitente a 10-20 ventilaciones/min. El nivel del anestésico puede ser reducido, si estuviese indicado, pero no necesariamente suspendido. Si se usa junto con un capnógrafo, la frecuencia de la ventilación a presión positiva intermitente se debe ajustar para mantener el nivel de CO2 al final de la espiración entre 30-45 mm Hg. El apoyo ventilatorio se debe continuar durante todo el procedimiento anestésico o hasta que reasuma la ventilación espontánea. Si es corregido de inmediato, el pronóstico para el paro respiratorio es bueno. El uso de doxapram como tratamiento para la apnea es controvertido y no es recomendado.101

Bradicardia e hipotensiónLa bradicardia y la hipotensión (definida como una presión sistólica inferior a 90 mm hg) se desarrollan secundariamente a varias condiciones durante una anestesia, incluyendo depresión cardiovascular causada por el agente anestésico, hipotermia, respuesta vagal debido a grave dolor, e hipovolemia relacionada con deshidratación o pérdida de sangre. El anestesista debe evaluar si representa una verdadera emergencia ( por ej., si la pérdida de sangre continúa durante el procedimiento) o si es una respuesta transitoria (por ej., respuesta vagal debido a dolor durante la manipulación de una fractura). El nivel de anestesia inhalatoria debe ser reducido cuando se piensa que la bradicardia y la hipotensión son causados por un alto plano anestésico. La administración de líquidos IV está indicada cuando la bradicardia y la hipotensión son atribuidas a hipovolemia o para la corrección inmediata de un estado hipotensivo. Se pueden usar agentes anticolinérgicos, como la atropina (acción rápida, duración corta) o glicopirrolato (acción lenta, duración prolongada) para aumentar la frecuencia cardíaca pero podría conducir a una taquicardia sinusal y aumentar el trabajo miocárdico y el consumo de oxígeno. Para las aves hipovolémicas se idica la administración intravenosa o intraósea de líquidos cristaloides entibiados a razón de 10 ml/kg/hora a 10-15 ml como bolo en 5-10 minutos, y ésto puede ser repetido según sea necesario para aumentar la presión sanguínea sistólica a más de 90 mm Hg. En las aves hipoproteinémicas o en aquellas con pérdida aguda de sangre durante una cirugía se pueden usar soluciones con

coloides sintéticos (Hetastarch [Abbott Laboratories, North Chicago, IL] a 5 ml/kg IV en 5-10 minutos). Las transfusiones de sangre pueden también estar indicadas para las pérdidas agudas de sangre, administrándola a 5 ml/kg/hora. La administración de dobutamina (5-15 mcg/kg/min) o dopamina (5-10 mcg/kg/min) ayudó a corregir la hipotensión grave inducida por anestesia con isofluorano al 2,5% en Loros Amazónicos Españoles.94

Paro cardíacoSi se produce un paro cardíaco, continuar con el apoyo ventilatorio tal como se describió en la sección anterior. La quilla ósea rígida interfiere con el masaje cardíaco efectivo aunque en el caso de un paro cardíaco, se deben hacer intentos por comprimir el esternón a 60-100 compresiones/min. Se administran las drogas de emergencia (incluyen epinefrina [1:1000; 0,1 mg/g IV, IO o a doble dosis por vía intratraqueal], atropina [0,02 mg/g IV, IO o a doble dosis pro vía intratraqueal]), 2-3 veces. Se ha sugerido el uso de vasopresina a 0,8 U/kg IV o IO (o a doble dosis por vía intratraqueal) en lugar o como agregado a la epinefrina.102 El anestesista debe evaluar los esfuerzos de la resucitación cardiopulmonar mediante la presentación de pulso. Estos esfuerzos deben continuar hasta 5 minutos. El pronóstico para recuperación es malo para los pacientes aviares que hacen un paro cardíaco y, aunque es poco frecuente, algunas aves podrían recuperarse.

RecuperaciónDurante la recuperación, el ave es suavemente sujetada en una toalla y extubada una vez que comienza a evidenciarse resistencia a la presencia del tubo pero el oxígeno es administrado a través de una máscara abierta durante toda la recupertación anestésica. Hay que elegir un ambiente silencioso, cálido (aproximadamente 25°C) y con poca luz (permitiendo el control visual del paciente).

REFERENCIAS

IDENTIFICACIÓN, EVALUACIÓN Y MANEJO DEL DOLOR EN LAS AVES

IDENTIFICACIÓN Y EVALUACIÓN DEL DOLOREl dolor es definido como una experiencia sensitiva y emocional asociada con daño tisular real o posible. El dolor es subjetivo y tiene un componente emocional que puede ser difícil para nosotros de traducir debido a que la mayoría de las especies aviares carecen de expresión facial y no comparten un lenguaje verbal con las personas. La nocicepción es la transducción, conducción y procesamiento de señales en el sistema nervioso central generado a partir de la estimulación de nociceptores. Es el proceso fisiológico que, cuando se completa en un animal consciente, conduce a la percepción de dolor.

Los cambios de conducta asociados con dolor en las aves pueden ser sutiles. Los cambios de conducta se manifiestan de forma diferente entre las diferentes especies de aves y los observadores deben familiarizarse con el rango completo de conductas normales para las especies y ese individuo. Las aves tienden a responder a los estímulos noxiosos con respuesta de pelea o huída (reacciones de escape, vocalización, excesivos movimientos) y/o respuesta de conservación/retiro (no hay intentos de escape ni vocalización mínima e inmovilidad). En los pollos domésticos, la extracción de plumas causó una progresión de cambios de conducta desde una respuesta inicial de alerta/agitación hasta períodos de agacharse y quedarse inmóvil posterior a la sucesiva extracción de plumas.1 Movimiento en general, movimientos de la cabeza y ruidos con el pico estuvieron todos significativamente reducidos en los halcones de cola roja hospitalizados con lesiones ortopédicas recientes en comparación con aves sin estas lesiones.2 Las interacciones sociales podrían estar disminuidas en las aves que tienen sistemas sociales. Las aves con dolor pueden mostrar conducta protectora, para protegerse el área con dolor. La actividad de aseo puede disminuir cuando un ave tiene dolor; por el contrario, la conducta de aseo exagerado y dañarse plumas ha sido asociada con dolor crónico, lo que puede incluir al dolor neuropático.

Las escalas de dolor y las hojas de puntuación son herramientas que cada vez son más usadas para la evaluación del dolor en los animales, en especial cuando están específicamente diseñadas para una especie dada bajo condiciones bien definidas. El uso de la escala de dolor requiere la comprensión de las conductas normales y las relacionadas con dolor para esa especie e individuo. Las hojas con puntuación para dolor pueden ayudar a mejorar la uniformidad y la eficacia de la puntuación del dolor usando análisis conductuales. Las descripciones de las hojas de puntuación de la conducta deben ser refinadas y los términos deben estar definidos con claridad para reducir los sesgos del observador y la variabilidad entre observadores. En lugar de hojas de puntuación de dolor específicas de especie, el uso de una escala genérica de dolor de 1 a 10 es útil para la evaluación del dolor en aves y la respuesta al tratamiento y la recuperación de un cuadro de dolor. En un estudio en el que se usaron palomas con fracturas experimentales, se usaron dos escalas numéricas de dolor (con puntuación de 0 a 5) y ambas fueron sensibles y específicas para la detección de dolor. La primera evaluaba la posición del miembro fracturado (desde 0, en el que había apoyo sobre ambos pies hasta 5, en el que el ave estaba echada sobre el piso) y la segunda

miraba la evaluación global del ave (desde 0, sin signos de dolor, hasta 5, con el ave incapaz de pararse y estando echada sobre el piso).3 Es de esperar que la analgesia efectiva muestre cambios notorios y fácilmente discernibles en la postura o las conductas que dará lugar a cambios confiables en la puntuación subjetiva del dolor. Si no hay cambios en la puntuación, se deberá reevaluar las drogas usadas, sus dosis o sus frecuencias de administración.

MANEJO DEL DOLORLa analgesia preventiva con la administración de analgésicos previo al daño tisular impedirá la sensibilización central y periférica. La analgesia preventiva con opioides, antiinflamatorios no esteroides (AINEs) y/o anestésicos puede bloquear la transmisión de un estímulo noxioso sensitivo hacia el sistema nervioso central, lo que reducirá el potencial general del desarrollo de inflamación y dolor y mejorará la recuperación a corto y largo plazo del paciente. Los protocolos multimodales con opioides, AINEs, anestésicos locales y/o otras drogas que actúan sobre diferentes lugares del sistema nociceptivo proveen un mayor efecto y menos toxicidad que dando cada una de las drogas como único tratamiento.

OpioidesTartrato de butorfanol, un agonista de los receptores opioides kappa es considerado, en la actualidad, el analgésico de elección para el manejo del dolor agudo en psitácidos. Estudios previos han evaluado los efectos analgésicos de los opioides, en particular aquellos con afinidad por los receptores opioides kappa así como también sus efectos sobre los requerimientos anestésicos en psitácidos. La dosis aceptada para el tartrato de butorfanol en psitácidos es 1-3 mg de butorfanol/kg IM y requiere una repetición cada 2-3 horas.4,5 En un estudio farmacocinético en loros Amazónicos Españoles (Amazona ventralis),6 la concentración plasmática promedio buscada mayor a 100 ng/ml fue mantenida durante 1,5-2 horas y 2-3 horas después de la administración intravenosa o intramuscular, respectivamente. La vida media de terminación fue 0,49 horas y 0,51 horas para la administración intravenosa e intramuscular, respectivamente, y fue bien distribuida con una rápida eliminación. La biodisponibilidad calculada para el butorfanol administrado por vía intravenosa y oral fue 130 y 5,9%, respectivamente. La biodisponibilidad oral baja limitaría el uso de esta vía con fines clínicos. Basándose en estos resultados, en los loros Amazónicos Españoles, el tartrato de butorfanol a 5 mg/kg intravenoso o intramuscular tendría que ser administrado cada 2 y 3 horas, respectivamente, para alcanzar las concentraciones plasmáticas compatibles con los niveles terapéuticos publicados. Los opioides de larga acción, como el butorfanol encapsulado en liposomas, proveyó analgesia durante 5 días a loros Amazónicos.7 Desafortunadamente, estas formulaciones no están disponibles comercialmente en la actualidad. La administración prequirúrgica de butorfanol (2 mg/kg IM) no mostró cambios anestésicos o cardiovasculares significativos en loros Amazónicos Españoles anestesiados con sevofluorano, sugiriendo que puede ser útil como parte de un protocolo analgésico preventivo.8 En cernícalos americanos,9 el tartrato de butorfanol a 1, 3 y 6 mg/kg no aumentó significativamente el umbral técnica de retiro comparado con la administración de solución salina ni con los valores basales. Tampoco produjo efectos sedantes en el cernícalo americano pero sí causó hiperestesia o hiperalgesia y agitación en

machos que recibieron 6 mg/kg. El estudio concluyó que el butorfanol puede no proveer una analgesia clínicamente efectiva en el cernícalo americano pero recomienda más estudios con otros tipos de estimulación, formulaciones, dosis, vías de administración y tiempos de evaluación, para hacer una completa evaluación de los efectos antinociceptivos y adversos del butorfanol en estas aves y en otras especies de aves, y su relevancia para la aplicación clínica.

Clorhidrato de nalbufina es un agonista de los receptores opioides kappa y antagonista de los receptores opioides mu, con un mecanismo de acción similar al del butorfanol. Clorhidrato de nalbufina aumentó el umbral térmico de retiro durante un lapso de hasta 3 horas en loros Amazónicos Españoles usándolo a 12,5 mg/kg mientras que dosis más altas de 25 y 50 mg/kg no condujeron a un mayor aumento ni a un efecto más prolongado.10 Debido a su bajo potencial de abuso, este opioide no es en la actualidad una sustancia registrada por la DEA (Drug Enforcement Administration) en los Estados Unidos.

Morfina, un agonista opioide mu puro, no es usada con frecuencia en medicina aviar debido a estudios con aves de corral han arrojado resultados confusos y conflictivos. En un estudio inicial, se requirió una dosis de 200 mg/kg de morfina para producir nocicepción en pollos usando la prueba del pinchazo en la garra.11 En un estudio posterior, usando estimulación eléctrica dañina, la morfina produjo analgesia en pollos a 30 mg/kg.12 Otras investigaciones usando estimulación térmica dañina documentaron efectos analgésicos dependientes de la tensión, requiriéndose dosis de 15, 30 y 100 mg/kg para dos líneas diferentes de Leghorns blancas y una cruza de Rhode Island Red X Light Sussex, respectivamente,13 y la analgesia y los efectos hiperalgésicos a 30o mg/kg para cruzas Rhode Island Red y Leghorn blancas y Cal-White, respectivamente.14 Estudios más recientes en pollos adultos, usando una técnica de ahorro de isofluorano encontró que la dosis en aumento de morfina de 0,1. 1 y 3 mg/kg disminuyó significativamente la concentración anestésica mínima (CAM) del isofluorano.15

Clorhidrato de hidromorfona, un agonista opioide mu puro, ha mostrado un efecto antinociceptivo con respuesta a dosis ante estímulo termal, cuando fue administrada IM a 0,1-0,6 mg/kg en cernícalo americano (Falco sparverius), sugiriendo que produciría analgesia en esta especie durante un lapso de hasta 6 horas.16 No se detectaron diferencias significativas entre hidromorfona y la administración de solución salina; sin embargo, se detectó una sedación apreciable en 4 aves cuando se administró a 0,6 mg/kg. Cuando las aves sedadas fueron manipuladas, parecían agitarse durante varios segundos pero luego retomaban la conducta de sedación.

Fentanilo es un agonista opioide mu puro. La administración IM a 0,02 mg/kg IM no afectó el umbral de retiro para estímulos térmicos o eléctricos en cacatúas blancos (Cacatua alba); sin embargo, un aumento de la dosis en 10 veces (0,2 mg/kg SC) produjo una respuesta analgésica pero muchas aves fueron hiperactivas durante 15-30 minutos después de recibir la dosis alta.17 En un estudio reciente con halcones cola roja (Buteo jamaicensis),18 la concentración plasmática de fentanilo (promedio ± DE) y la concentración anestésica mínima (CAM) de isofluorano fueron 0 ± 0,8, 8,51 ± 4, 14,85 ± 4,82 y 29,25 ± 11,52 ng/ml, y 2,05 ± 0,45%, 1,42 ± 0,53%, 1,14 ± 0,31% y 0,93

± 0,32% para la concentración buscada de 0, 8, 16 y 32 ng/ml, respectivamente. En estas concentraciones, el fentanilo disminuyó significativamente la CAM del isofluorano en un 31, 44 y 55%, respectivamente. Es interesante que la dosis no tuvo un efecto significativo sobre la frecuencia cardíaca, y los valores de presión sanguínea sistólica, diastólica y media. El estudio concluyó que el fentanilo produjo una disminución de la CAM del isofluorano relacionada con la dosis con efectos mínimos sobre los parámetros cardiovasculares en los halcones de cola roja. Más recientemente se evaluó una solución de fentanilo transdérmica (RecuvyraR) en la gallina de guinea pintada común (Numida meleagris) a 5 mg/kg. Una sola dosis tópica parece ser segura y mantuvo la concentración plasmática buscada durante, al menos, 7 días.19

Corhidrato de buprenorfina es un agonista de los receptores opioides mu pero su actividad sobre los receptores kappa no está tan bien definida. Varios estudios sugieren que buprenorfina muestra actividad agonista kappa pero otras evidencias en mamíferos y palomas (Columbia livia) sugiere que también hay actividad antagonista kappa. Buprenorfina tiene caracterísaticas inusuales de unión a receptores que parecen ser el resultado de una lenta disociación de la droga desde los receptores opioides. Se han publicado pocos estudios que evalúen el uso de buprenorfina en aves. Buprenorfina a 0,1 mg/kg IM en loros grises africanos (Psittacus erithacus) no aumentó el umbral de retiro y latencia cuando se aplicó un estímulo eléctrico dañino20 pero en un posterior estudio farmacocinético se mostró que esta dosis no alcanzó una concentración plasmática considerara como efectiva en personas21. En cernícalos americanos,22 clorhidrato de buprenorfina causó una significativa respuesta antinociceptiva térmica a 0,1, 0,3 y 0,6 mg/kg durante un lapso de hasta y más de 6 horas comparado con el grupo control. A 0,6 mg/kg se apreció un efecto sedante leve. El aumento del umbral del retiro promedio fue sugerente de analgesia.

Clorhidrato de tramadol, un agonista opioide mu de acción central que muestra una débil unión a los receptores kappa y (¿?), también inhibe la recaptación de norepinefrina y serotonina. A una dosis de 30 mg/kg oral indujo antinocicepción térmica en loros amazónicos españoles. Se necesitó esta dosis para la inducción de efectos significativos y sostenidos, con una duración de acción de hasta 6 horas mientras que con una dosis más baja de 10 y 20 mg/kg no hubo efectos significativos.23 Se ha evaluado la farmacocinética del tramadol en varias especies aviares, incluyendo águila calva (Haliaeetus leucocephalus), halcón de cola roja, pavo real (Pavo cristatus), pingüinos africanos (Spheniscus demersus) y, recientemente, también en loros amazónicos españoles.24 Los resultados de estos estudios detectaron diferencias en la farmacocinética entre los loros amazónicos españoles y otras espcies de aves. La baja disponibilidad oral, sólo 23,48%, en loros comparada con el 97,94% en águilas25 y la rápida eliminación del tramadol condujo a un requerimiento de dosis más alta para la administración oral de la que se había comunicado en otras especies. Más recientemente, se han evaluado las propiedades antinociceptivas térmicas del tramadol en cernícalos americanos.26 Los resultados de este estudio mostraron que el tramadol por vía oral a 5 mg/kg aumentó significativamente el umbral nociceptivo térmico durante 1,5 hs cuando se lo comparó con los valores controles y durante 9 horas cuando se lo comparó con el umbral basal mientras que dosis de 15 y 30 mg/kg produjeron menos efectos antinociceptivos.

Antiinflamatorios no esteroidesMeloxicam es un AINE del grupo oxicam selectivo para COX-2. Está actualmente disponible en tabletas orales que pueden ser pasadas a suspensión y también viene en formulación inyectable. En loros amazónicos españoles con artritis experimental,27 se necesitó una dosis de 1 mg/kg de meloxicam cada 12 horas IM para alcanzar un retorno significativo al apoyo basal. En palómas,28 la administración de meloxicam a 0,5 mg/kg cada 12 horas por vía oral pareció inefectivo para minimizar el dolor ortopédico posquirúrgico provocado por una osteotomía femoral experimental pero una dosis de 2 mg/kg proveyó una analgesia cuantificable que pareció segura en esta especie. se ha evaluado el perfil farmacocinético en un gran número de especies que incluyen rapaces, psitácidas, columbiformes, anseriformes, galliformes y ratites.29-34 En las especies en las cuales se ha determinado la farmacocinética, la biodisponibilidad oral varía entre, aproximadamente, 60 y 70% pero otras diferencias farmacocinéticas entre especies apoya la necesidad de hacer estudios específicos de especie y subrayar los desafíos que implican extrapolar dosis de drogas entre especies. Además, los efectos adversos del meloxicam han sido evaluados en psitácidos35-37, galliformes,38 y rapaces (Summa; comunicación personal, 2015). En estos estudios, se documentaron mínimos o ningún efecto adverso renal, gastrointestinal o hemostático a las dosis evaluadas. Los parámetros para la evaluación renal, gastrointestinal y hemostática fueron obtenidos a partir de muestras de sangre entera, suero, materia fecal y orina previo al tratamiento y en momentos seleccionados posterior al inicio del tratamiento. Se usó a N-acetil-b-D-glucosaminidasa (NAG) como un marcador de toxicidad renal tanto en orina como en suero. La orina fue explorada en busca de cilindros, densidad, proteína, glucosa, cuerpos cetónicos, pH y hemoglobina; en las heces se buscó sangre oculta. En el suero se evaluó NAG, glutamato-deshidrogenasa, alanina transaminasa, aspartato aminotransferasa, proteínas totales, albúmina y colesterol. También se evaluó el tiempo de coagulación. No hubo evidencia de efectos significativos a nivel renal, gastrointestinal ni hemostático a la dosis evaluada. También se evaluaron efectos adversos en buitres asiáticos (Gyps bengalensis, G. indicus y G. tenuirostris), en los cuales se ha comunicado toxicidad renal con otros AINEs39,40 pero no con meloxicam41. Un estudio llevado a cabo para determinar la toxicidad de los AINEs en aves cautivas tratadas en zoológicos no informó fatalidades cuando se administró meloxicam a 700 aves de 60 especies.42 A pesar de estos informes, aún se deben considerar recomendaciones generales sobre seguridad de los AINEs en aves cuando se usa meloxicam. Debido a la eficacia, la farmacocinética y los datos disponibles sobre seguridad, meloxicam es el AINE de elección para el tratamiento del dolor perioperatorio y crónico.

Carprofeno puede ser administrado por vía parenteral u oral y es bien absorbido a través del tracto gastrointestinal en mamíferos. El mecanismo de acción de carprofeno no ha sido dilucidado del todo. Es un débil inhibidor de la COX a dosis terapéuticas y exhibe una buena actividad antiinflamatoria. En pollos, carprofeno mejoró la claudicación en una forma dependiente de dosis.43 Un estudio sobre analgesia en loros amazónicos españoles con artritis experimental observó que a 3 mg/kg intramuscular c/12 hs, carprofeno no mejoró significativamente la carga de apoyo de los miembros artríticos durante el período de estudio de 30 horas.44 En palomas, la administración intramuscular de carprofeno se asoció con aumento de la concentración de las

enzimas aspartato aminotransferasa y alanina aminotransferasa, lesiones macroscópicas en el sitio de inyección muscular y en hígado, y lesiones histológicas en hígado y músculo.45

Celecoxib es un potente y selectivo inhibidor de la COX-2 que, en la actualidad, no está autorizado para su uso en pacientes veterinarios. Se ha usado celecoxib (10 mg/kg oral c/24 hs) para el manejo de aves con dilatación proventricular clínica. Por lo general, se observó mejoría clínica en los primeros 7-14 días con una resolución gradual de los signos clínicos sobre el curso del tratamiento. El cese prematuro del tratamiento puede conducir a la reaparición de los signos clínicos; sin embargo, en algunas aves se logró volver a alcanzar la mejoría clínica con terapia médica adicional.

Diclofenac ha sido asociado a una masiva mortalidad comunicada en múltiples especies de buitres en el subcontinente asiático, conduciendo a la prohibición del uso de diclofenac en la India. Hallazgos comunes de gota visceral difusa y de daños en el túbulo contorneado proximal del riñón indicaron que el sitio de toxicidad fue el riñón o el sistema vascular de apoyo renal.39,46-48 El efecto del diclofenac sobre la inhibición de las prostaglandinas renales y el posterior cierre de la válvula portal renal fue propuesto como causa de la grave isquemia renal y nefrotoxicidad47 pero otros estudios determinaron que la susceptibilidad de los buitres al diclofenac es el resultado de una combinación de un aumento de las moléculas de oxígeno reactivo (como iones de oxígeno y peróxidos), interferencia con el transporte de ácido úrico y duración de la exposición46. Además, la vida media terminal del diclofenac en buitres (14 horas) es mucho más prolongada que en los pollos 82 horas) exponiendo a los buitres a los efectos tóxicos por períodos prolongados.31

Anestésicos localesLos anestésicos locales establecen una unión reversible a los canales de Na+ y bloquean la conducción del impulso. Los anestésicos locales serán absorbidos por los vasos de la región que está siendo bloqueada. La captación sistémica de los anestésicos locales puede ser rápida en las aves y el metabolismo puede ser prolongado, aumentando la posibilidad de reacciones tóxicas. Las dosis recomendadas en aves han sido más bajas que en mamíferos debido a la evidencia anecdótica que ha sugerido que las aves pueden ser más sensibles a los efectos adversos de estas drogas. Los efectos tóxicos descritos en las aves incluyen tremores finos, ataxia, decúbito, convulsiones, estupor, efectos cardiovasculares y muerte. No se identificaron efectos adversos en un estudio en pollos bajo anestesia con isofluorano cuando se administró lidocaína a 6 mg/kg IV.49

Lidocaína está disponible como una preparación comercial al 2% (20 mg/ml) y tiene una duración de acción relativamente corta. Basado en el uso empírico, la dosis recomendada es 2-4 mg/kg por uno de los autores (DSMG). Para las aves pequeñas, puede ser necesario diluir la preparación comercial 1:10 para lograr un volumen efectivo para el boqueo pero se desconoce si la dilución permite alcanzar una concentración apropiada de la droga en el tejido para obtener analgesia. El perfil farmacocinético de la lidocaína después de la administración de 2,5 mg/kg IV en pollos

anestesiados mostró una vida media corta y parece compartir similares mecanismos de metabolismo y eliminación que los descritos en los mamíferos.50

Bupivacaína está comercialmente disponible en soluciones al 0,25, 0,5 y 0,75% (2,5, 5 y 7,5 mg/ml, respectivamente) y la concentración más baja puede no necesitar dilución en las aves. En las aves se ha sido conservador en su uso debido a una preocupación sobre los efectos tóxicos. Basándose en el uso empírico, la dosis máxima recomendada de bupivacaína es 2 mg/kg por uno de los autores (DSMG). Ha mostrado ser eficaz en pollos después de la administración intra-articular (3 mg en 0,3 ml de solución salina) para el tratamiento del dolor artrítico51 y tópico para el dolor asociado con la amputación del pico (en mezcla 1:1 bupivacaína:dimetilsulfóxido) para mejorar la ingesta.52 Se ha determinado el perfil farmacocinético en patos a 2 mg/kg SC, sugiriendo una duración de acción más corta que en los mamíferos con la posibilidad de toxicidad demorada.53

Los bloqueos locales lineales o por salpicadura son los métodos más comunes de infiltración regional usados en aves. El espacio subcutáneo en la mayoría de las aves es muy delgado por lo que se recomienda el uso de una aguja de pequeño calibre para realizar varias inyecciones SC en el área quirúrgica. El bloqueo del plexo braquial ha sido descrito en varias especies aviares pero ni la bupivacaína (2 y 8 mg/kg) ni la lidocaína (15 mg/kg) con epinefrina aplicado perineuralmente logran bloquear con efectividad la transmisión nerviosa en el plexo braquial de patos54 ni de pollos con lidocaína (20 mg/kg) ni bupivacaína (5 mg/kg) con epinefrina para el bloqueo del plexo braquial usando un localizar nervioso.55 En loros amazónicos, el bloqueo del plexo braquial guiado por palpación o por ecografía produjo un bloqueo efectivo con el uso de lidocaina a 2 mg/kg perineuralmente.56 El bloqueo del nervio ciático-femoral también ha sido descrito en los halcones y fue considerado una técnica factible para la aplicación de lidocaína a 2 mg/kg perineuralmente con la ayuda de un localizador de nervios.57 El uso seguro de los parches transdérmicos y cremas, infusiones epidurales, bloqueos espinales y bloqueos IV no ha sido descrito en las aves.

Otras drogasGabapentin es un análogo del ácido gamma-aminobutírico (GABA). Fue originalmente desarrollado para el tratamiento de la epilepsia y en la actualidad se lo usa para el alivio del dolor neuropático. Gabapentin disminuye la liberación de neurotransmisores excitatorios por medio de la unión a la subunidad alfa 2-delta de los canales de Ca abiertos por voltaje. Ha habido pocos informes sobre su uso en casos clínicos en aves. Recientemente se completó un estudio farmacocinético en loros amazónicos españoles y en buho americano59 y se recomendó, sobre la base de concentraciones plasmáticas, una dosis de 15 y 10 mg/kg c/8hs , respectivamente.

Suplementos dietéticosLos ácidos grasos poliinsaturados omega-3, como el ácido eicosapentaenoico (EPA) y el ácido docosahexaenoico (DHA), tienen efectos antiinflamatorios que podrían reducir el dolor asociado

con la osteoartritis. La dosis total de EPA y DHA son los factores primarios a considerar siendo la relación omega3:omega6 de menor valor. Otros ácidos grasos omega 3 (por ej., ácidos grasos omega 3 de origen vegetal, como el ácido alfa-linoleico) no tienen efectos similares. No ha habido estudios en aves que evalúen los efectos y las dosis óptimas de EPA y DHA en el dolor por osteoartritis.

Glucosamina, metilsulfoniletano y sulfato de condroitina pueden tener algún beneficio en el tratamiento de la osteoartritis a través de los efectos antiinflamatorios pero no hay estudios en aves que hayan evaluado la dosis y los posibles efectos adversos.

Los polisulfatoglucosaminoglicanos también han sido usado en forma anecdótica en el manejo de la enfermedad articular degenerativa en aves pero se ha comunicado el desarrollo de coagulopatías fatales en diferentes especies aviares (un coraciforme, dos rapaces y una psitácida) después de la administración IM.60

Rehabilitación físicaEl tratamiento para el dolor en las personas y en los mamíferos de compañía puede incluir modalidades físicas, terapia manual y ejercicios terapéuticos. Para el dolor agudo y crónico en las aves, se puede considerar la aplicación de una terapia adyuvante aunque aún no se cuenta con información basada en evidencia. Los ejercicios terapéuticos, como apoyo estático, pueden ser usados, por lo general, en la fase aguda de una lesión, con progresión gradual de dificultad a medida que se produce la cicatrización. Las modalidades físicas, como la termoterapia y el láser de bajo nivel, son usados para disminuir el dolor. La termoterapia puede tener efectos analgésicos después de haber desaparecido el efecto antiinflamatorio. La terapia láser de bajo nivel ha mostrado disminuir los indicadores de dolor neuropático. La terapia física manual para la movilización articular puede disminuir el dolor pero las técnicas de presión puntual podrían inducir sensibilización central.61

Cuidados de apoyoLas compresas frías durante la lesión aguda pueden reducir el edema y proveer analgesia. Por lo general, las compresas frías necesitan ser colocadas durante 15-20 minutos para ser efectivas. Las compresas calientes son, por lo general, más confortables una vez pasada la fase aguda y pueden ayudar a producir relajación tisular y pueden ser usadas como una parte previa a masajes o estiramiento. Las compresas calientes necesitan estar en posición durante 10-15 minutos, la mayoría de las veces.60,61

El ambiente puede afectar al dolor, y el estrés y la ansiedad pueden tener efectos modulatorios. El ave debe estar en un ambiente en el que esté emocional y físicamente cómoda. La presencia o ausencia humana, la disminución de la luz y los ruidos, y la separación de otros animales puede reducir el estrés y la ansiedad durante el período de dolor. Cuando se maneja y moviliza a un

animal hay que evitar áreas dolorosas (sitios quirúrgicos/traumáticos, articulaciones con osteoartritis, etc.), aún cuando el animal esté anestesiado o sedado, para evitar infligir un estímulo doloroso que pueda comenzar una nueva cascada de dolor.61

Referencias

PRINCIPIOS QUIRÚRGICOS Y TÉCNICAS PARA TEJIDOS BLANDOS EN AVES

INSTRUMENTAL

Instrumental para microcirugíaSe prefiere el uso del instrumental para microcirugía.1 Deben tener la longitud estándar (por lo general son de 15-18 cm de largo), tienen y puntas de trabajo pequeñas. Muchos instrumentos para microcirugía están también están contraequilibrados y con forma para adaptarse a la escotadura formada por la base del pulgar y el índice. Cuando se realiza una cirugía, las manos se apoyan con firmeza sobre la camilla. Ambas manos son posicionadas de la misma forma que cuando escribimos y el instrumental es manejado sólo con los dedos. El instrumental más importante más allá del instrumental quirúrgico estándar son las pinzas, tijeras y portaagujas para microcirugía. Se pueden agregar otros elementos como hemostáticas pequeñas, pinzas vasculares y otros. Las pinzas de mano izquierda de DeBakey son pinzas vasculares atraumáticas que pueden ser usadas para el maneo de tejidos delicados.

RadiocirugíaLa radiocirugía utiliza ondas de radiofrecuencia altas para cortar provocando mínimo daño térmico al tejido adyacente.2 Surgitron Dual Frequency 120 (Ellman International, Inc; Hewlett, NY, EE.UU.) emplea 4 MHz, ejecutados con aplicadores mono o bipolares con control por pedal o mano, usándolos para corte y coagulación. La masa es una placa con una antena y no tiene que estar en contacto con el paciente. las agujas de corte monopolar son las usadas con mayor frecuencia para disección mientras que las pinzas bipolares suelen ser usadas para coagulación de vasos. La punta bipolar de Harrison tiene un brazo de la punta doblado en 45° y es usada para el corte de la piel de las aves. Las unidades radioquirúrgicas no deben ser usadas en presencia de material inflamable.

Magnificación e iluminaciónSe recomienda magnificación para el manejo de los pequeños y delicados tejidos de las aves pequeñas.3 Los sistemas de lupas quirúrgicas ideales deben ser cómodos, proveer una magnificación de 3-5X, tener lentes con gran profundidad de campo de forma de poder tener más de un plano en foco, tener una distancia focal apropiada para la distancia de trabajo del cirujano, minimizando el estrés sobre el cuello y el dorso (ergonómico), y permitir al cirujano mirar alrededor de los lentes para poder llevar a cabo tareas que no requieran magnificación. El sistema Surgitel (General Scientific Corporation, Inc. Ann Arbor, MI, EE.UU.) provee lentes que reúnen estos criterios. Las lámparas montadas sobre los lentes dirigen la luz hacia donde el cirujano necesita mantenerla en el campo visual cuando la cabeza se mueve pero también hay luces focales que vienen por separado de las lupas.

Separadores tisularesLos separadores de tejidos blandos recomendados son los separadores de Balfour y Gelpi más pequeños para los pacientes más grandes y los separadores aviares de Bennett y de Doolen (Sontec Instruments, Inc.) para los pacientes más pequeños.4 El separador Lone Star Retractor de Lone Star Medical Products, Inc, Stafford, TX, EE.UU.) está disponible en varias configuraciones más allá del rectángulo y es probable que sea el separador más versátil para uso en cirugía aviar.

Pinzas vascularesLos clips hemostáticos, como las Hemoclips (Hemoclips y Samuels Hemoclip Applier, RICA Surgical Products, Inc.) están hechas de metal (acero, titanio o tantalio) y tienen el mismo uso que las ligaduras.4 También están disponibles en varios tamaños. Se aplican con facilidad y rapidez. Se recomienda que el largo del clip sea 2-3 veces el diámetro del vaso. También se cuenta con aplicadores de ángulo recto y son especialmente útiles para las aplicaciones en profundidad de las cavidades corporales de los pacientes pequeños.

SuturasLa sutura de polidioxanona (PDS, Ethicon, Novartis, Somerville, NJ, USA) poligluconato (Maxon) y poliglecaptona 25 (Monocryl, Ethicon) son los materiales absorbibles recomendados.5,6 La poliglactina 910 (Vicryl, Ethicon) causa una grave respuesta inflamatoria en las aves y sólo está recomendada para la cloacopexia a los efectos de promover la formación de adherencias en el sitio quirúrgico.5,6 Polipropileno (Prolene, Ethicon), nylon y acero inoxidable son los materiales no absorbibles recomendados. En cirugía aviar, los calibres más usados son 3-0 a 6-0. Hay que usar la menor cantidad posible de sutura y del menor calibre posible y hay que hacer todos los esfuerzos posibles para minimizar el trauma tisular para disminuir el riesgo de infección de las heridas. Por lo gen3eral, las aves no se traumatizan las heridas quirúrgicas, permitiendo el uso de un patrón continuo en la piel.

PREPARACIÓN DEL PACIENTELas plumas son arrancadas a 2-3 cm desde el sitio quirúrgico para preparar la piel para cirugía. Las plumas pequeñas pueden ser arrancadas de a 3-4 por vez mientras que las plumas de contorno y cobertura deben ser arracadas individualmente, siguiendo la dirección de su crecimiento para evitar el desgarro y la contusión de la piel. Las plumas timoneras y las remeras son arrancadas de a una, siguiendo la dirección de crecimiento o pueden ser envueltas con un vendaje si fuese posible. Las plumas que son arrancadas vuelven a crecer con rapidez (por lo general, en aproximadamente 2 semanas): sin embargo, las plumas que son cortadas no vuelven a crecer hasta el momento de la muda normal, lo que puede ocurrir en varios meses. Las demás plumas pueden ser separadas del campo quirúrgico mediante una tela adhesiva de bajo pegamento, como las cintas de enmascarar.

La piel es preparada en la forma rutinaria, usando clorhexidina y enjuague con solución salina estéril. El uso de excesiva cantidad de agua, alcohol y clorhexidina puede provocar hipotermia. La

clorhexidina es la usada con mayor frecuencia debido a su actividad residual, amplio espectro de actividad, causa menos reacciones cutáneas y no es inactivada pro el material orgánico. Se recomienda el uso de solución salina en lugar de alcohol debido a que tiene la misma efectividad en la prevención de la infección cuando es alternada con las soluciones desinfectantes y debido a que el uso de alcohol producirá una mayor pérdida de calor.

Los paños de campo plásticos transparentes (Veterinary Transparent Surgical Drape, Veterinary Specialty products, Inc., Shawnee, KS, EE.UU.) permite controlar al paciente más de cerca, por ejemplo observando la frecuencia y las características de la ventilación. Estos paños son colocados como agregado a los paños limitantes de campo y a un paño más grande para cubrir la camilla.

CIRUGÍA DE LA PIEL

Reparación de la constricción digitalLa constricción circunferencial causada por fibras, costras o tejido necrótico puede producir una necrosis avascular de la porción del dedo distal a la constricción. Las fibras, costras y tejido productor de constricción deben ser eliminados para restablecer la circulación al dedo, evitando la formación posquirúrgica de costras circunferenciales por medio del uso de vendajes hidroactivos.

En los neonatos, las causas propuestas para la necrosis de dedo incluyen baja humedad. En los estadios iniciales, el aumento de la humedad ambiental, uso de compresas húmedas tibias y la masoterapia pueden ser efectivos. En los casos más avanzados, el tejido lesionado es escidido y se realiza una anastomosis circunferencial de la piel. Después de la anastomosis, se debe hacer una incisión de relajación en las caras medial y lateral del dedo, longitudinalmente, a través de la anastomosis y se aplica, luego, un vendaje hidroactivo.7

Extracción de quistes de pluma o plumafoliculomasEl trauma o el desarrollo anormal de los folículos pueden dar lugar a la formación de un quiste. Los canarios de las razas Norwich y Gloucester están predispuestos. Se observa recurrencia después de la apertura y curetaje del quiste. La escisión del folículo afectado es el tratamiento recomendado. Los quistes más pequeños son fácilmente extraídos mediante el uso de una escisión fusiforme de una pequeña pieza de piel, incluyendo el folículo quístico de la pluma.8 Algunos quistes de mayor tamaño pueden ser manejados mediante marsupialización del estrato de cobertura interna del quiste folicular con la piel adyacente. Se hace una incisión cutánea en el centro del quiste, paralela a la dirección del crecimiento normal de las plumas; se elimina el desecho plumígero dentro del quiste y se escide el tejido redundante. Se usa un patrón simple continuo con sutura monofilamento para afrontar el tejido que tapiza el quiste con la piel. Hay que controlar de cerca el crecimiento de una puma nueva.

Reparación de heridas cranealesEl trauma craneano puede provocar una herida por arrancamiento. Las pequeñas heridas pueden ser manejadas mediante cicatrización por segunda intención por medio del uso de vendajes

hidrofílicos. Las heridas más grandes pueden ser cerradas mediante un colgajo de avance de pedículo único para cubrir el defecto localizado en la cabeza del ave, impidiendo el estiramiento de la piel facial y del párpado superior, lo que sería el resultado de la sutura directa de la herida. Se hacen dos incisiones cutáneas en las caras laterales del extremo caudal del defecto para crear un colgajo pediculado. La divergencia de las incisiones laterales crea una base ancha que aumenta la irrigación del tejido. El pedículo es elevado por disección roma y avanzado hacia rostral. La síntesis se hace en la forma rutinaria.9

Reparación de heridas esternalesEl trauma a la quilla puede producir una herida por hendidura. En las heridas superficiales pequeñas se puede permitir la cicatrización por segunda intención. Las heridas más grandes pueden requerir un desbridamiento quirúrgico de la piel, los músculos y huesos afectados. Los músculos pectorales son suturados juntos sobre la quilla o anclados con alambre. Los defectos más pequeños pueden ser suturados mediante el afrontamiento de los bordes de la herida. Los defectos más grandes podrían ser cerrados mediante el uso de un colgajo axial cutáneo. Se realizan dos incisiones de piel a los lados del tórax. La piel es elevada, asegurándose que la arteria torácica externa caudal y su vena asociada estén incluidas en la base del colgajo. El colgajo de patrón axial es avanzado hacia el defecto con mínima tensión. El borde craneal del colgajo es suturado a la esquina craneal izquierda del defecto. El borde caudal del colgajo es suturado a la esquina caudal izquierda del defecto en forma similar. El cierre se hace de la forma acostumbrada.10

Extracción de la glándula uropígeaPueden desarrollarse adenomas, adenocarcinomas y carcinoma de células escamosas. La glándula es extraída iniciando una incisión alrededor de la misma. La glándula tiene un importante aporte sanguíneo. El tejido es disecado empezando en caudal y extendiéndose circunferencialmente y hacia craneal hasta que la glándula sea removida mientras se va controlando la hemorragia. La síntesis se hace en la forma acostumbrada. Si el defecto es demasiado grande como para ser suturado por primera, se puede permitir la cicatrización por segunda intención con vendajes hidroactivos.11

CIRUGÍA DEL TRACTO GASTROINTESTINAL

Ingluviotomía/Biopsia del bucheLa impactación del buche o la presencia de cuerpos extraños en el mismo puede requerir la extracción de los mismos mediante una ingluviotomía. Ante la sospecha de una ingluvitis crónica o de una dilatación proventricular se puede necesitar una biopsia de buche. Se hace una incisión e través de la piel, sobre la porción lateral izquierda del buche. La piel es disecada en forma roma para identificar el buche. Se colocan puntos de tracción en la pared del buche. Este es luego incidido en la cara craneal de la cara lateral izquierda del saco y cuando es necesario, para el diagnóstico de enfermedad de dilatación proventricular, se toma una muestra de tejido de una

región vascular.12 El buche es cerrado con material absorbible 5-0 a 6-0 con un patrón continuo pudiendo agregar un segundo plano con un patrón continuo de inversión para asegurarse el cierre completo. La piel es suturada en la forma acostumbrada.13 después de la cirugía, dar raciones pequeñas y frecuentes hasta que la incisión haya cicatrizado.

Reparación de una quemadura o una laceración del bucheLas fórmulas para neonatos sobrecalentadas pueden provocar quemaduras en el buche, con o sin la formación de fístulas. El trauma al buche puede provocar laceraciones. La cirugía debe ser demorada 4-5 días en el caso de las quemaduras de buche para que se defina bien el tejido no viable. El tejido afectado es eliminado y se hace la síntesis en la forma acostumbrada.

CeliotomíaHay varios abordajes quirúrgicos para acceder a los tractos gastrointestinal, reproductor, respiratorio inferior y urinario, y a otras vísceras. Estos incluyen línea media ventral, lateral izquierdo o derecho, transverso o combinaciones de estos últimos.7 El paciente es colocado en decúbito dorsal para los abordajes por línea media y transverso, o en decúbito izquierdo o derecho para los abordajes derecho e izquierdo, respectivamente. Para cualquier abordaje, la parte craneal del paciente debe estar elevada en 30-40 grados para evitar que los líquidos fluyan hacia craneal e ingresen a los pulmones. De forma similar, en los pacientes con ascites se debe eliminar el líquido previo a la celiotomía. Debido a que este procedimiento consiste en la invasión de los sacos aéreos, el gas anestésico puede escaparse, alterando la capacidad para mantener la anestesia.

La celiotomía lateral izquierdo provee la mejor exposición al proventrículo, ventrículo y tracto reproductor femenino. La pierna izquierda puede ser retraída hacia caudal o craneal, para aumentar la exposición de la zona craneal o caudal de la cavidad, respectivamente. La piel es incidida sobre la región paralumbar izquierda desde la última costilla hasta la porción púbica caudal. La arteria femoral medial superficial sobre la fosa lumbar debe ser cauterizada. Los músculos abdominales son incididos. Se podrían seccionar las dos últimas costillas, para proveer una adecuada exposición al celoma craneal.7

La celiotomía por línea media ventral, transversa o en combinación provee la mejor exposición de ambos lados de la cavidad celómica. Para el abordaje por línea media, la piel es incidida sobre la línea media ventral desde la poción caudal del esternón hasta el espacio interpúbico. La línea alba es identificada, elevada e incidida. Hay que tener cuidado para incidir sólo la línea alba, debido a que el duodeno se encuentra directamente apoyado sobre la pared abdominal. La incisión puede ser extendida en forma transversal al borde esternal para permitir una mayor exposición. Para el abordaje transverso, se hace una incisión cutánea a mitad de camino entre el esternón y la cloaca. La pared corporal es elevada e incidida. Hay que tener cuidado de incidir sólo la pared corporal. Para ambos abordajes, la pared corporal y la piel son cerradas por separado con material de sutura absorbible 4-0 a 6-0.7

Proventriculotomía/VentriculotomíaLa extracción de material extraño o tóxico desde el proventrículo o el ventrículo puede requerir una proventriculotomía o una ventriculotomía. Se usa el abordaje lateral izquierdo. Hay que hacer una disección roma de las estructuras suspensorias ventrales para retraer el proventrículo hacia caudal. Se colocan puntos de tracción en la pared del ventrículo para exteriorizar ambos órganos. El proventrículo es frágil y podría desgarrarse si es manejado con pinzas con dientes o si se colocan puntos de tracción. Se inicia la proventriculotomía en el istmo y se la extiende hacia craneal según sea necesario. El ventrículo puede ser abordado a través de una proventriculotomía (lo preferido) o a través de una ventriculotomía. Se extrae el material extraño o tóxico. El proventrículo es suturado con un patrón simple continuo con un segundo plano continuo de inversión, usando material absorbible 4-0 a 6-0. El ventrículo es suturado con un patrón simple separado usando material absorbible 3-0 a 5-0.13

EnterotomíaLa extracción de un cuerpo extraño o de una neoplasia o por lesión traumática puede requerir una enterotomía. Se realiza la anastomosis usando material monofilamento absorbible 6-0 a 10-0 con aguja atraumática de cuarto círculo. Es típico que se requieran seis a ocho puntos simples separados para hacer una anastomosis término-terminal. La síntesis de la pared abdominal y la piel se hacen en la forma acostumbrada.13

Cloacoplastia/CloacopexiaLos prolapsos cloacales menores son reducidos y mantenidos en posición con un punto simple separado o puntos en U horizontal a ambos lados de la cloaca mientras se trata la causa subyacente. Los prolapsos mayores o recurrentes pueden requerir una cloacopexia. Se realiza un celiotomía por línea media ventral y se identifica la cloaca. La grasa sobre la superficie ventral de la cloaca debe ser eliminada. Se sutura la cloaca colocando puntos abarcando espesor completo o parcial, realizando incisiones en la serosa en la pared corporal a nivel de la línea media ventral. Para la primera técnica, el punto pasa a través de uno de los lados de la pared corporal, atraviesa todo el espesor de la pared cloacal y luego a través del otro lado de la pared corporal, usando un patrón simple separado. Para la segunda técnica, se crean incisiones en la superficie serosa de tanto la pared corporal y la cloaca, en posición paramediana a aproximadamente 5-10 mm desde la línea media. Se colocan 3 o 4 puntos entre cada lado de las 2 incisiones de forma que las superficies serosas sean suturadas y se afronten las superficies subserosas.14

CIRUGÍA DEL APARATO RESPIRATORIO

Extracción de un rinolitoLa infección y la malnutrición pueden llevar a la formación de rinolitos por la desecación de las secreciones y desechos. Los casos leves pueden responder a los lavados nasales con solución salina. Los casos graves pueden requerir desbridamiento. Se puede usar una cureta aural de acero inoxidable para elevar y remover con suavidad la masa desde la cavidad nasal. Se puede usar una

cánula lagrimal en las aves más pequeñas, como los periquitos y los paseriformes. Los ollares deben ser lavados copiosamente después de la extracción de la masa para eliminar cualquier pequeña porción o material y para ayudar en la eliminación de cualquier patógeno. Hay que tomar muestras para citología y cultivo.7

SinusotomíaLa infección puede provocar un edema periorbital a nivel del sino infraorbitario. Los casos leves podrían responder al manejo médico. Los casos graves pueden necesitar una sinusotomía. Se incide la piel en la cara ventral, por debajo o rostral al ojo, y se extrae el material acumulado en el seno intraorbitario. El seno es copiosamente lavado y la piel es suturada con material absorbible 4-0 a 5-0 o se lo deja abierto para que cicatrice por segunda intensión.

Resección traqueal y anastomosisTrauma, infección o neoplasias pueden conducir a una estenosis traqueal. El segmento afectado de la tráquea puede ser resecado. la cirugía requiere la previa intubación del saco aéreo para mantener la anestesia. Se incide la piel, siguiendo la línea media ventral del cuello o justo lateral al buche. Se diseca el tejido subcutáneo para poner en evidencia a los músculos esternotiroideos y se identifican y evitan los nervios recurrentes. Se hace luego la sección traqueal circunferencial, un anillo hacia craneal y uno hacia caudal del segmento afectado, usando una hoja de bisturí Nº11. Los extremos traqueales son afrontados mediante puntos precolocados simples separados, con PDS 4-0 a 6-0 montado sobre aguja de punta redonda. Los puntos son ajustados de a uno para afrontar los extremos traqueales. Se colocan puntos aliviadores de tensión sobre las caras laterales y ventral de la tráquea, cada uno de los cuales rodea a un cartílago traqueal proximal y distal al sitio anastomótico. Los nudos de todos los puntos quedan extraluminales. Los músculos esternotiroideos son afrontados sobre la cara ventral de la tráquea y la piel se sutura en la forma acostumbrada.15

NeumonectomíaLas infecciones o las neoplasias pueden requerir una neumonectomía parcial. Los pulmones pueden ser abordados a través del saco aéreo torácico caudal o de la porción dorsal de los espacios intercostales asociado con la retracción o la extracción de las costillas. El pulmón es elevado por encima del nivel costal y otras estructuras usando una espátula o un hisopo de algodón humedecido. Se colocan clips hemostáticos sobre el tejido pulmonar para aislar la porción a extraer. Se extrae la porción distal a los clips. La piel es suturada en la forma acostumbrada.

CIRUGÍA DEL APARATO REPRODUCTOR

OvocentesisSi el huevo no puede ser extraído por manipulación manual, se puede requerir una ovocentesis. Para realizar este procedimiento, introducir una aguja de gran calibre (18-20G) y aspirar el contenido del huevo al mismo tiempo que se aplica una suave presión con el dedo para colapsar

la cáscara. Por lo general, los fragmentos de la cáscara suelen ser expulsados en unos pocos días posteriores. Si el huevo no se visualiza a través de la cloaca, la ovocentesis puede ser llevada a cabo por vía transcutánea. Tener en cuenta que cuando se presenta una importante patología del oviducto, la ovocentesis y el colapso de la cáscara pueden conducir a la ruptura del oviducto. Los casos graves de distocia pueden necesitar tratamiento quirúrgico.3

OvariectomíaLas neoplasias y los granulomas ováricos, la actividad folicular persistente, la ooforitis y los quistes ováricos que no se resuelven con el tratamiento médico pueden requerir una ovariectomía. El ovario está bien sujeto por sus fijaciones dorsales. Esto hace que la escisión completa del ovario presente un importante riesgo de hemorragia para el paciente. El ovario del ave está fijado a la arteria renal craneal por medio de un corto tallo o pedículo y la fijación a la vena ilíaca común es íntima y extensa. Hay un riesgo significativo de daño a la glándula adrenal izquierda, alterando significativamente el flujo de sangre a través del sistema porta renal y la división renal craneal, y dañando al riñón suprayacente y/o al plexo nervioso sacro. La síntesis es la acostumbrada.14

SalpingohisterectomíaLa puesta de huevo crónica, la distocia, las neoplasias o las infecciones sin respuesta al tratamiento médico pueden necesitar una salpingohisterectomía. Se prefiere realizar un abordaje celómico izquierdo. Se diseca el ligamento ventral para permitir la liberación del oviducto y posicionarlo en forma lineal. La fimbria del infundíbulo se encuentra caudal al ovario y puede ser elevada para exponer al ligamento dorsal. Se puede identificar un pequeño vaso sanguíneo que cursa desde el ovario a través del infundíbulo y debe ser coagulado. Luego, se puede disecar el resto del ligamento suspensorio. Con el infundíbulo libre, el oviducto es retraído hacia ventral y caudal, exponiendo el ligamento suspensorio dorsal y los pequeños vasos perpendiculares al oviducto y el útero. A medida que la disección continúa hacia la cloaca, se puede identificar el uréter y debe ser evitado. El útero cursa junto al colon terminal e ingresa en la cloaca. Se hace una ligadura del útero en su unión con la vagina con material de sutura o usando 1-2 clips a corta distancia de la cloaca. La síntesis se lleva a cabo en la forma acostumbrada.14

CesáreaLas aves reproductoras o las inestables pueden requerir una cesárea para preservar la integridad del tracto reproductor. El abordaje quirúrgico varía según la localización del huevo. Si se localiza hacia craneal, se recomienda una celiotomía lateral izquierda mientras que si se localiza hacia caudal, será óptimo un abordaje por línea media ventral con o sin incisión transversa. Se hace una incisión longitudinal sobre el oviducto, directamente sobre el huevo y éste es extraído. La síntesis del oviducto se hace con puntos simples separados o continuos, usando material monofilamento absorbible. El cierre de la cavidad se hace en la forma acostumbrada.14

OrquidectomíaLas neoplasias testiculares, quistes testiculares y cuadros infecciosos e inflamatorios de los testículos que no responden al tratamiento médico pueden requerir orquidectomía. Se prefiere el abordaje por línea media ventral o el lateral. El testículo es suavemente retraído hacia ventral y se

coloca un clip hemostático en 90° en la base de un testículo con aplicadores en 90°, incorporando el paquete vascular. La hemostática o el clip deben ser aplicados paralelos a la columna para evitar atrapar a la aorta y a los nervios periféricos. Si es posible, se aplica un segundo clip justo ventral a la primera. Una se aplica en dirección craneocaudal y la segunda en dirección caudocraneal, para incorporar a todo el paquete vascular. La base de los testículos es incidida entre la hemostática o el clip y el clip ventral, usando un bisturí. Cualquier remanente de tejido testicular que protruye a través de la presilla hemostática puede ser eliminado con electrocauterio o con láser. El tejido testicular residual puede conducir a una hiperplasia tisular y producir hormonas reproductoras. La síntesis se hace en la forma acostumbrada.14

VasectomíaPara hacer machos marcadores o para el control de la reproducción, se puede requerir hacer una vasectomía. En los periquitos, el paciente es colocado en decúbito dorsal y se hace una incisión de 3-7 mm lateral al esfínter cloacal. La grasa y la musculatura abdominal son cuidadosamente disecadas para ingresar a la cavidad celómica. Se utiliza un microscopio quirúrgico para localizar al conducto deferente y se extrae una sección de 5 mm del conducto deferente. La síntesis de piel se hace en la forma acostumbrada.16 En el pinzón se hace una incisión de 3 mm, 5 mm lateral a la cloaca, usando un microscopio quirúrgico. La grasa y la musculatura abdominal son incididas para abordar a la glomera seminal. El conducto deferente es cuidadosamente separado del uréter y se extirpan una o más secciones sin ligadura. La piel es suturada en la forma acostumbrada.17 La vasectomía en las aves más grandes se realiza a través de la sección del conducto deferente a través de una celiotomía lateral o transversa.18

FalectomíaEl prolapso crónico en los patos machos puede requerir amputación. El pene es atravesado con una sutura absorbible 3-0 a 5-0 entre la fosa eyaculatoria y el surco del pene, y se hace una transfixión. El pene es cortado distal a la ligadura y el muñón es reintroducido en la cloaca.19

REFERENCIAS

AGENTES ANESTÉSICOS, CONTROL Y APOYO EN HURONES, CONEJOS Y ROEDORES

INTRODUCCIÓNUn estudio ha evaluado la mortalidad perianestésica en los pequeños mamíferos exóticos.1 En este estudio, la tasa de mortalidad perianestésica de conejos, cobayos, ratas y hurones fue de, aproximadamente, 1,39, 3,8, 2,01 y 0,33%, respectivamente, valores 5-10 veces más altos que los encontrados en perros y gatos.1 La mayoría de los conejos y roedores en este estudio no fueron intubados, estuvieron con anestesia inhalatoria sola o ambas. Por cierto, hay muchos desafíos adicionales cuando se anestesia a animales mucho más pequeños; por ejemplo, dificultad en la obtención de muestras de sangre para un análisis prequirúrgico, asegurar vías aéreas o un acceso IV, control de la anestesia y manejo de una hipotermia rápida en estos pacientes una vez anestesiado. Los pacientes de tamaño más pequeño tienen una tasa metabólica más alta y, como resultado de ésto, el tiempo se vuelve un factor crítico durante la anestesia. Las complicaciones ocurren más rápido y el tiempo para intervenir es más corto. Las reservas de glucógeno más pequeña los predispone a la hipoglucemia. El metabolismo y la excreción de las drogas administradas por vía parenteral son más rápidos y las drogas inyectables tienen una duración de acción más corta. Tienen un consumo de oxígeno más alto y menos tolerancia a la hipoxemia; el daño irreversible al SNC puede ocurrir con rapidez durante el paro respiratorio en estos animales. No obstante, este estudio sobre muertes asociadas con la anestesia en estos animales sirve como una advertencia al elegir un protocolo anestésico y la evaluación de su seguridad y eficacia.

ANESTESIA GENERAL

Preparación preanestésicaLa evaluación preanestésica debe incluir una anamnesis completa y un examen físico. La evaluación de laboratorio debe incluir un hemograma completo y un perfil bioquímico. Si se detecta alguna anormalidad (por ej., deshidratación), deben ser corregidas con el tratamiento apropiado (por ej., fluidoterapia) antes del procedimiento. Debido a que los conejos y los roedores no pueden vomitar,2 no se requiere un ayuno sólido y líquido prolongado antes de la anestesia. El alimento debe ser retirado aproximadamente 1 hora antes de la inducción anestésica para reducir la presencia de alimento en la cavidad oral. Después de la inducción, la cavidad oral debe ser controlada en busca de la existencia de material alimenticio (en especial en cobayos) y limpiarla con hisopos si fuese necesario. Los hurones pueden vomitar y deben tener un ayuno de 4 horas antes de la anestesia, para reducir el riesgo de aspiración pero se debe tener cuidado en casos de insulinoma para evitar la hipoglucemia.

PremedicaciónLos parasimpaticolíticos (atropina, glicopirrolato) no son administrados como rutina a los pequeños mamíferos debido a que aumentan la viscosidad de las secreciones del tracto

respiratorio, aumentando el riesgo de una obstrucción de las vías aéreas o de la oclusión del tubo endotraqueal. Los parasimpaticolíticos son administrados a aquellos pacientes que desarrollan una bradicardia de origen vagal durante la anestesia. Muchos conejos tienen atropina-estearasa y, por lo tanto, el glicopirrolato es el anticolinérgico de elección en esta especie.3 En los conejos, el sulfato de atropina a 0,2-2 mg/kg no indujo un significativo aumento en la frecuencia cardíaca pero el glicopirrolato (0,1 mg/kg) la aumentó a más de 50/min.3

Los fenotiacínicos (por ej., acepromacina) son agentes neurolépticos que bloquean los receptores postsinápticos para dopamina en el SNC y pueden también inhibir la liberación y un aumento de la tasa de rotación de la dopamina. La acepromacina ha sido usada extensamente en conejos y roedores, y la dosis recomendada en conejos es 0,1-2 mg/kg SC, IM y en roedores es 0,5 mg/kg IM. En hurones,4 se recomiendan dosis más bajas (0,1 mg/kg IM). No se recomienda el uso de acepromacina en animales hipovolémicos, anémicos o hipotensos. Antes de la anestesia, los jerbos no pueden recibir acepromacina debido a que puede haber una disminución del umbral convulsivante. Las benzodiacepinas (diazepám, midazolám) se están usando cada vez más en los pequeños mamíferos y producen sedación, hipnosis, ansiolisis, amnesia anterógrada, relajación muscular mediada por el SNC y efecto anticonvulsivante. Midazolam (0,2-2 mg/kg) es el agente preferido por sobre el diazepám debido a que puede ser administrado por vía IM. El autor usa midazolám (0,5-1 mg/kg) en combinación con un opioide para la premedicación, en la mayoría de los casos.

AGENTES INYECTABLESLa mayoría de los agentes inyectables, en especial cuando son usados solos, están asociados con una pronunciada depresión cardiopulmonar, con tiempos de inducción y recuperación prolongados y mala relajación muscular y analgesia durante el mantenimiento de la anestesia. Debido a ésto, se recomienda el uso de dosis más bajas de varias drogas con efectos sinérgicos en lugar de altas dosis de un solo agente. Además, los medicamentos reversibles permitirán una recuperación más rápida después de la administración del agente de reversión cuando se lo compara con el uso de agentes no reversibles. Por último, las dosis generales publicadas para diferentes protocolos necesitan ser ajustadas para cada paciente, basándose en factores como especie, sexo, edad, estado de salud y otros. Se recomienda la suplementación con oxígeno y la ventilación asistida con el uso de anestésicos inyectables.

KetaminaLa ketamina es un antagonista no competitivo del receptor para n-metil-d-aspartato (NMDA) que puede prevenir la sensibilización central, proveer analgesia y causar anestesia disociativa. Tiene un amplio rango de seguridad en los animales sanos y se lo puede administrar por vía SC, IM o IV. Sin embargo, el tiempo de recuperación es prolongado y no tiene un agente para reversión. Los pacientes con cardiomiopatía hipertrófica pueden tener un mayor riesgo de insuficiencia cardíaca. El deterioro de la función renal puede prolongar notoriamente la recuperación. La ketamina es combinado, la mayoría de las veces, con un agonista alfa-2 o con benzodiacepinas como agentes

de inducción, para mejorar la relajación y la profundidad anestésica. La combinación ketamina (2,5-5 mg/kg)/midazolám (0,25-0,5 mg/kg) IV es usada por el autor para inducir la anestesia en conejos. El rango de dosis publicado varía si es usada sola o en combinación con otros agentes (5-50 mg/kg). Las dosis más bajas son usadas con alfa-2 agonistas o con benzodiacepinas administradas por vía SC o IM. Microdosis de ketamina por infusión intravenosa a velocidad continua puede ser un analgésico efectivo. La dosis recomendada para ésto último en el periodo perioperatorio es una carga a 2-5 mg/kg IV y un mantenimiento a 0,3-1,2 mg/kg/h IV. La infusión a velocidad continua es muy útil en los pacientes que no pueden ser intubados ya que tiene un bajo potencial para provocar depresión respiratoria a esta dosis.

Xilacina/Medetomidina/DexmedetomidinaEstos agentes son agonistas adrenérgios alfa-2 que proveen sedación, relajación muscular y, probablemente, analgesia en los pequeños mamíferos exóticos. Sin embargo, estas drogas también producen una depresión cardiovascular dependiente. Xilacina (1-5 mg/kg en conejos, 5-15 mg/kg en roedores), medetomidina (1-5 mcg/kg IM en conejos y hurones) y dexmedetomidina (mitad de dosis de la medetomidina) pueden ser usadas como únicos agentes para provocar sedación. Se prefiere el uso de una combinación de medetomidina o dexmedetomidina con ketamina u otros agentes sinergistas. En conejos, la dosis documentada de la combinación ketamina/xilacina varía entre 22 mg/kg para ketamina y 2,5 mg/kg para xilacina hasta 50 mg/Kg para ketamina y 10 mg/kg para xilacina. La dosis que aparece con mayor frecuencia en la bibliografía es 35 mg/kg para ketamina y 5 mg/kg para xilacina, por vía IM.5 Las combinaciones de ketamina con agonistas alfa-2, en particular e dosis altas, produce una hipotensión leve a grave, dependiente de la dosis, bradiarritmias y depresión respiratoria. En los conejos, medetomidina/dexmedetomidina-ketamina es la combinación usada con mayor frecuencia hoy día. Las dosis documentadas varían de 5 a 35 mg/kg para la ketamina y 0,25-0,5 mg/kg para la medetomidina.5 Los efectos fisiológicos de estos regímenes son similares a aquellos informados para ketamina/xilacina pero la presión arterial es mejor preservada con medetomidina.6 Para ketamina/xilacina en hurones se requieren las dosis significativamente más bajas que en conejos (25 mg/kg y 1-2 mg/kg, respectivamente) y para ketamina/medetomidina (4-8 mg/kg y 0,08-0,1 mg/kg, respectivamente)7 mientras que en los roedores más pequeños (por ej., ratas, jerbos, ratones), las dosis pueden ser aún más altas que en los conejos. La mayor ventaja de la medetomidina (1 mg/ml) y la dexmedetomidina (0,5 mg/kg) es que pueden ser revertidas con atipamezol (5 mg/ml) al mismo volumen del medicamento dado en la mayoría de las especies. En conejos se ha encontrado que la dosis óptima de atipamezol para alcanzar la reversión es igual o el doble de la dosis dada de medetomidina.8 El agente de reversión puede ser costoso para los animales más grandes.

MidazolámEste agente es una benzodiacepina con propiedades sedantes, ansiolíticas y relajantes musculares. Puede ser usado en combinación con ketamina y dexmedetomidina para reducir la dosis necesaria de estas drogas. En los conejos, ketamina/midazolam produjo una intubación más lenta, un menor efecto ahorrador de isofluorano y una mayor pérdida de temperatura esofágica pero hubo una

menor predisposición al laringoespasmo que con ketamina/medetomidina.9 Medetomidina/midazolám/fentanilo (MMF) proveen una anestesia quirúrgica de menor calidad y duración (38,7 ± 30 min) en conejos sanos que con medetomidina/ketamina. El pH arterial y la PaCO2 estuvieron significativamente disminuidos en ambos grupos y con la combinación MMF ocurrió apnea posintubación.10 Las chinchillas que recibieron MMF por vía IM tuvieron una anestesia bien controlada durante 1,5 horas pero la frecuencia cardíaca y la respiratoria estaban disminuidas y la recuperación fue prolongada sin la reversión. Las chinchillas que recibieron medetomidina/ketamina tuvieron una mayor depresión de las frecuencias cardíaca y respiratoria y la recuperación fue más prolongada que con MMF.11 La mayor ventaja de midazolám es que puede ser revertido con flumacenil a 0,05 mg/kg pero este agente es muy costoso. Midazolám, cuando se usa en combinación con otras drogas, es usada a una dosis de 0,1-2 mg/kg SC, IM o IV.

EtomidatoEs un potente hipnótico de corta acción para la inducción y el mantenimiento. Tiene un rápido inicio de acción y un corto período de recuperación, y mínimos efectos cardiopulmonares. Como un agente de inducción IV, el etomidato tiene mínimos efectos depresivos sobre el sistema nervioso simpático pero puede estimular las descargas simpáticas a bajas dosis. Etomidato es vendido como solución hiperosmolar con propilenglicol y puede causar hemólisis, tromboflebitis y dolor a la inyección. Para reducir el impacto de la hiperosmolaridad, se deben dar al mismo tiempo líquidos cristaloides IV. La dosis recomendada para etomidato en conejos y hurones es 1-2 mg/kg.

PropofolPropofol es un agente de acción ultracorta con rápida inducción y tiempo de recuperación, pocos efectos colaterales excitatorios y mínimo acúmulo. Propofol tiene que ser administrado por vía IV o IO (intraóseo) y se han comparado ambas vías en conejos y se las encontró similares.12 Ha sido usado con éxito como único agente en conejos para inducir la anestesia12,13 (dosis: 5-15 mg/kg IV, IO) y para el mantenimiento anestésico12-14 (0,6-1 mg/kg/min IV, IO) pero estudios preliminares no recomendaron la anestesia prolongada con propofol en conejos.15 Propofol podría causar apnea cuando es administrado lentamente (en 60 segundos) durante la inducción. Hipoxemia e hipotensión son efectos adversos comunes en los conejos bajo anestesia con propofol sin suplementación con oxígeno.12,13 También ha sido usado en dosis más bajas (2-5 mg/kg IV) para la inducción en combinación con medetomidina16 y medetomidina-midazolam.17

AlfaxolonaEs un esteroide neuroactivo con rápida inducción y tiempo de recuperación. Su mecanismo de acción es por medio de la modulación del transporte de iones en la membrana celular de las neuronas, inducido por la unión de alfaxolona a los receptores GABA-A de la superficie celular. La droga está disponible en Australia y Reino Unido pero no es actualmente elaborada y distribuida en los Estados Unidos. Alfgaxolona puede ser administrado IV o IM, lo que le da más ventajas que el propofol. Puede ser administrado como agente inductor o para la inducción y mantenimiento de procedimientos cortos. En conejos,18 alfaxolona produjo apnea en algunos animales durante la inducción a 2-3 mg/kg dado por vía IV en 60 segundos. Los efectos cardiorrespiratorios no han sido

completamente investigados en los pequeños mamíferos exóticos pero parece tener un mínimo efecto depresor dependiente de dosis.

AGENTES INHALATORIOSLa anestesia inhalatoria es usada con frecuencia en la práctica con los pequeños animales exóticos. En la actualidad, isofluorano es el agente anestésico de elección aunque sevofluorano es también excelente aunque, sin embargo, más costoso. Ambos, isofluorano y sevofluorano, son considerados depresores respiratorios dependientes de dosis. Sevofluorano, debido a su menor solubilidad que la del isofluorano, permite, en teoría, una inducción y recuperación más rápidas. En los conejos, tanto el isofluorano como el sevofluorano provocan apena cuando se los administra para inducción.19 En los conejos, sevofluorano provee una inducción y recuperación más rápidas y tranquilas, pero tiene efectos cardiopulmonares similares en conejos premedicados con xilacina.20 En los hurones, no hubo diferencias significativas respecto a la calidad y velocidad de inducción y recuperación anestésica, frecuencia cardíaca, presión sanguínea y hematócrito.21 Sevofluorano también parece ser menos irritante para las vías aéreas en comparación con el isofluorano. Los efectos fisiológicos de 1,3 concentración alveolar mínima (CAM) de isofluorano incluye reducción del 21% en la presión arterial media, aumento del 18% en la frecuencia cardíaca, 21% de reducción en el flujo sanguíneo renal y preservación del flujo sanguíneo hepático, volumen minuto cardíaco, frecuencia respiratoria y presión arterial parcial de dióxido de carbono (PaCO2).22 Se han publicado varios valores de CAM para isofluorano generados por estimulación con pinzas en conejos: 2,05 ± 0,18%;23 2,07 ± 0,09%;24 y 2,08 ± 0,02%25. Los valores de la CAM para isofluorano en hurones y ratas fue 1,74 ± 0,03% y 1,58 ± 0,05%, respectiamente.26 La CAM del sevofluorano en conejos fu 3,70 ± ‘,1627 y 3,52±0,23%,28 para ratas fue 2,68±0,19% (más jóvenes) y 2,29±0,19% (más viejas)29.

Durante la inducción, los pequeños mamíferos son sujetos manualmente hasta lograr la inmovilización y luego son colocados con el esternón sobre una superficie almohadillada. Los conejos, a pesar de que pueden ser inducidos con agentes inhalatorios, el autor prefiere preoxigenarlos seguido por anestésicos inyectables (por ej., ketamina y midazolám) mientras se administra oxígeno. La intubación es llevada a cabo después de que el animal fue inducido y llevado a un plano anestésico medio y se debe tener cuidado de evitar un daño traqueal. Los conejos tienen una cavidad oral estrecha y larga con limitada movilidad de la articulación témporo mandibular, haciendo que la visualización de la laringe sea más difícil. En los conejos, hay varias técnicas de intubación: la visualización directa de la laringe tradicional, con laringoscopio, e intubación;30 intubación a ciegas con el cuello en hiperextensión;31 intubación guiada por endoscopio;32 e intubación nasotraqueal33. El uso de máscaras laríngeas en conejos también ha ganado interés en los últimos años.34-36 La máscaras laríngea debe estar bien ajustada al paciente y ser introducida con facilidad, dando lugar a un sellado adecuado. Aunque las máscaras laríngeas pueden ser utilizadas para la presión a presión positiva intermitente, se puede desarrollar un timpanismo gástrico, en especial con presión inspiratoria máxima de 14 cm H2O.36 El uso de un

anestésico local tópico, como lidocaína, sobre la laringe disminuye el laringoespasmo. La intubación en hurones ocurre sin problemas y debe ser realizada como en los gatos pequeños.

Los roedores también tienen una cavidad oral larga y estrecha, creando dificultad para la visualización de la laringe. En los cobayos y las chinchillas, la intubación orotraqueal es también complicada por la fusión del paladar blando a la base de la lengua, creando sólo una pequeña abertura llamada ostium palatinum. Las paredes de esta abertura están muy vascularizadas y se traumatiza con facilidad. Con frecuencia, los roedores son preoxigenados durante 1-2 minutos con máscara, seguido por un aumento de la concentración del agente inhalatorio (incrementos de 0,5% cada 1-2 minutos). El uso de un cono otoscópico, una hoja pediátrica modificada o un endoscopio pueden facilitar la intubación. Los conos otoscópicos que han sido modificados por la extracción de una sección lateral pueden facilitar tanto la visualización de la epiglotis como la colocación directa del tubo endotraqueal. El uso de un anestésico local tópico, como la lidocaína, sobre la laringe también disminuye el laringoespasmo.

Los pequeños mamíferos exóticos suelen ser mantenidos con isofluorano al 2-3% o sevofluorano al 3,5-4,5%, para la mayoría de los procedimientos. Se ha informado el uso de un flujo de oxígeno de 150-200 ml/kg/min pero en los pequeños mamíferos de tamaño medio a grande (> 300g) se suele usar 1L/min.

EQUIPO PARA ANESTESIA INHALATORIALos circuitos de no reinhalación, como el Bain, son los recomendados para los pequeños mamíferos que pesan menos de 10 kg. Las ventajas de estos circuitos incluyen una disminución de la resistencia a la ventilación para el paciente y una rápida respuesta a los cambios en la programación del cabezal del vaporizador. En la mayoría de las especies de pequeños animales exóticos se usan bolsas de 0,5-1 L.

Las máscaras comercialmente disponibles diseñadas para perros y gatos pueden ser usadas para la inducción de la anestesia de estos pequeños mamíferos. Una máscara de tamaño apropiado permite que los ollares y toda la cabeza estén dentro de la misma minimizando el espacio muerto. Las máscaras pueden ser modificadas para acomodar a las amplias variaciones anatòmicas de las diferentes especies de roedores. Por ejemplo, para ratas, se puede usar el cuerpo de una jeringa de 35-60 ml, con un orificio perforado en el extremo cerrado para facilitar la introducción de un adaptador para el encastre del circuito. Se ha comparado el uso de máscaras y cámara de inducción en conejos.37

En los conejos, los tamaños de tubo endotraqueal usados varían entre 2 y 5 mm mientras que la mayoría de los hurones están en el rango de 2,5-3 mm. El diámetro más chico de tubo con balón es 3 mm. Los tubos sin balón no proveen una vía aérea sellada disminuyendo así la protección contra la aspiración de secreciones o contenido gastrointestinal; por lo tanto, es obligatorio que la cavidad oral esté limpia antes de realizar la intubación ya que muchos roedores almacenan alimento en los sacos de las mejillas; los tubos pequeños con un diámetro interno de 1-2,5 mm

son los que se usan con mayor frecuencia en los pequeños roedores; los tubos más pequeños disponibles en el comercio tienen un diámetro interno de 1 mm. Sin embargo, los tubos con de menos de 2 mm de diámetro interno son muy flexibles y se acodan con facilidad durante su uso. los roedores muy pequeños pueden ser intubados con catéteres de teflón para uso intravenoso (G14,16), sondas de goma roja o con sondas urinarias pero la oclusión con tapones de moco, debido al pequeño diámetro interno de estos tubos, ocurre con frecuencia. Hay que tener cuidado de asegurarse de que no se presentan bordes filosos en los extremos de estos tubos. Hay que tener mucho cuidado con los tubos endotraqueales menores de 2 mm de diámetro ya que se pueden obstruir con facilidad.

CONTROL Y APOYOEl control es uno de los aspectos más importantes de la anestesia en los pequeños mamíferos y tiene suma importancia tener a una persona dedicada al control constante y asegurándose de que el anestesista tenga una clara visión del paciente.

Sistema nervioso centralLa pérdida de tono muscular en las piernas puede ser útil para determinar la transición de un plano anestésico superficial a uno medio. Los reflejos de retirada (por pinchazo de los dedos) se pierden cuando el pequeño mamífero está en el plano medio (quirúrgico) de la anestesia.. Los reflejos palpebral y corneal son confiables. La frecuencia cardíaca y la respiratoria aumentan cuando los pequeños mamíferos están experimentando dolor o cuando la profundidad de la anestesia es demasiado baja; por el contrario, estas frecuencias pueden disminuir en el plano profundo de la anestesia, señalando la necesidad de ajustar el flujo de gases anestésicos acorde a la situación.

Aparato cardiovascularSe puede usar el estetoscopio para controlar la frecuencia y el ritmo cardíacos, y el uso de una sonda esofágica puede facilitar este trabajo. La sonda esofágica debe ser colocada en el esófago torácico, a la altura del corazón. Se puede usar un detector de flujo ultrasónico Doppler para la misma función. El sensor es comúnmente colocado sobre la arteria carpal/tarsal y/o sobre la rama digital de la arteria radial o sobre la superficie ventral de la cola sobre la arteria coccígea ventral; a veces es necesario afeitar estas áreas. Se puede usar también un cardioscopio para el control de la frecuencia y el ritmo cardíaco, y los electrodos son posicionados en una forma convencional, usando pinzas cocodrilo de bordes aplanados para los animales más pequeños. Los complejos electrocardiográficos pueden ser difíciles de evaluar a la velocidad estándar de 25 mm/seg y en la actualidad se cuenta con cardioscopios que muestran el trazado a una velocidad de 100-200 mm/seg, permitiendo una evaluación precisa de los pequeños complejos.

La medición indirecta de la presión sanguínea se puede hacer por medio del uso de una sonda ecográfica Doppler para la detección del flujo arterial, un mango de presión para ocluir el flujo arterial y un esfigmomanómetro para medir la presión. Se puede usar un equipo oscilométrico

que medirá la presión de manera automática al detectar los cambios de presión en el manguito a medida que es desinsuflado pero estos equipos pueden no ser confiables en los pacientes pequeños hipotensos o hipotérmicos. En un estudio en conejos, en el que se midió la presión arterial en forma directa y por Doppler (indirecta) durante una anestesia con isofluorano, se encontró una buena coincidencia entre ambos tipos de mediciones, siendo el valor por Doppler inferior a 80 mmHg un indicador confiable de hipotensión arterial.38 En otro estudio, en el que se comparó la medición directa con la oscilométrica en conejos, se encontró una precisión moderada a mala cuando el manguito era colocado sobre los miembros anteriores y posteriores, respectivamente, y ellos recomendaron sólo el uso del método oscilométrico para la evaluación de la presión arterial en rangos bajos a normales ya que hubo una mayor divergencia en los valores más altos.39 En hurones, se encontró que la medición Doppler en la base de la cola subestimaba el parámetro y no fue considerada precisa en comparación con las mediciones directas.40 En otro estudio, en el que se compararon las mediciones directas con las indirectas obtenidas con Doppler y con oscilometría de alta definición en hurones,41 se consideró que la medición en la cola fue la más confiable de las mediciones indirectas. Las presiones sistólica, media y diastólica medidas con un equipo oscilométrico de alta definición fueron consistentemente más altas que los valores directos durante estados hipotensivos mientras que los valores obtenidos durante un estado hipertensivo fueron sustancialmente más bajos. Los valores medidos en estados normotensos tienen mejor coincidencia. El esfigmomanómetro oscilométrico sobreestima de manera constante a la presión arterial sistólica. Cuando se observó a la presión media y a la diastólica se pudo observar una sobre y una subestimación con un aumento de la presión sanguínea, similar a las mediciones realizadas con el equipo oscilométrico de alta definición. Por lo tanto, hay que ser consciente de las inconsistencias antes descritas cuando se comparan resultados con los de la medición directa e interpretar los resultados clínicos observando tendencias en lugar de buscar mediciones precisas. La medición de la presión sistólica normal obtenida con detección de flujo con equipo Doppler en pequeños mamíferos varió de 90 a 120 mm hg. También se puede realizar la medición directa de la presión arterial. Los sitios más comunes incluyen la arteria auricular central en conejos, y a las arterias femoral y carótida en otras especies en otras especies de pequeños mamíferos exóticos.

La fluidoterapia es un componente crítico de la anestesia en los pequeños mamíferos, en particular para aquellos procedimientos que duran más de 20 minutos. Es ideal que se coloque un catéter intravenoso o intraóseo, para facilitar la administración de líquido a una velocidad de 5-10 ml/kg/h; sin embargo, la administración de líquido por vía subcutánea puede ser adecuado para procedimientos rutinarios o relativamente cortos en pacientes estables. En el conejo, preferimos usar la vena safena lateral, la vena cefálica y la vena auricular caudal, en ese orden de preferencia, para la colocación de un catéter IV. La arteria auricular es reservada para la medición directa de la presión sanguínea y para el análisis de gases en sangre, si fuese necesario. En cualquier caso, si se debe usar la vena auricular porque no se cuenta con otra vena periférica, es necesario colocar con criterio el catéter y administrar líquidos y drogas en la vena auricular para evitar el daño a los vasos y comprometer la irrigación de las orejas, lo que podría provocar la necrosis del pabellón.

Aparato respiratorioLa frecuencia respiratoria y las características de la ventilación deben ser controladas de cerca durante toda la anestesia. La ventilación es evaluada observando la frecuencia y el rango de movimiento de las excursiones torácicas y el movimiento de la bolsa reservorio. Un cambio en el patrón de ventilación que implique un aumento en el esfuerzo ventilatorio puede indicar obstrucción del tubo endotraqueal, una preocupación particular en los pacientes muy pequeños. Durante el plano quirúrgico de la anestesia, los mamíferos pequeños desarrollan una depresión respiratoria y se recomienda realizar una ventilación a presión positiva intermitente, a una frecuencia inicial de 8-12 ventilaciones/minuto. Se evalúan las excursiones torácicas y el volumen corriente es ajustado para alcanzar una apropiada expansión tóracoabdominal. Por lo general, el volumen corriente para muchas especies es 10-15 ml/kg; sin embargo, hay variaciones. El tiempo de inspiración es 1-1,5 segundos.

El capnógrafo mide la frecuencia ventilatoria y el nivel de dióxido de carbono al final de la espiración (ETCO2). Los capnógrafos de captación terminal tienen un dispositivo de muestreo que hace la lectura directamente del gas de las vías aéreas mientras que los capnógrafos de captación lateral empujan al gas a lo largo de un tubo para que el equipo haga la medición. Los capnógrafos de captación terminal pueden agregar un inaceptable gran espacio muerto en los pacientes pequeños (< 500g) y el peso del detector sobre el extremo del tubo endotraqueal puede producir una extubación inadvertida. Los capnógrafos de captación lateral tienen un puerto que debe ser colocado dentro del tubo endotraqueal pero es importante que éste no capte un excesivo volumen y conduzca a un aumento de la resistencia a la ventilación. Los capnógrafos de captación lateral toman muestras de 50-200 ml/min

La oximetría de pulso mide la frecuencia cardíaca y la saturación de oxigenacióna arterial en forma indirecta (SpO2). Los oxímetros de pulso también pueden detectar frecuencias cardíacas altas y bajas y en la actualidad se cuenta con señal de baja potencia. El transductor del oxímetro se coloca sobre la lengua, el pabellón auricular, dedos, cola y sobre la membrana mucosa de la vagina o el recto. La oximetría de pulso ha sido evaluada en conejos y parece hacer una medición precisa de la saturación de hemoglobina en niveles superiores al 85%.42

Los gases en sangre son considerados una de las mejores herramientas para el control de la función respiratoria. En conejos,43 se obtuvo un intervalo de referencia del 95% a partir de muestras venosas: pH (7,245-7,533), PCO2 (28,9-52,9 mm Hg), HCO3 (17,0-32,5 mmol/L), Na (136-147 mol/L), K (3,4-5,7 mmol/L), CI (93-113 mmol/L), glucemia (93-245 mg/dl), urea (9-93 mg/dl). Los resultados sobre 20 muestras arteriales fueron pH (7,358-7,502), PCO2 (29,1-36,8 mm Hg), HCO3 (17,5-27,6 mmol/L), BE/ecf) (-7 a -5 mmol/L), PO2 (75-101 mm Hg), iCa (1,67-1,85). En otros estudios realizados en conejos conscientes,44 se obtuvieron los intervalos de referencia para gases en sangre arterial para pH (7,35-7,54), PaCO2 (25,29-40,37 mmHg), PaO2 (50,3-98,2 mm Hg), exceso de base (6,7-6,5 mmol/L), HCO3 (17,96-29,41 mmol/L) TCO2 (18,9-30,5 mmol/L), SaO2 (88,8-98,0%), Na (137,6-145,2 mmol/L), K (3,28-4,87 mmol/L), iCa (1,64-1,94 mmol/L), glucosa (6,23-10,53 mmol/L), hematócrito (233-40,2%) y hemoglobina (7,91-13,63 mg/dl). En forma concurrente se tomaron lecturas de oximetría de pulso (SpO2) y capnografía (ETCO2).

Temperatura corporalDurante la anestesia, los animales deben ser mantenidos “calientes”. La temperatura corporal central debe ser controlada durante toda la anestesia por medio de una sonda rectal o esofágica. La sonda para temperatura rectal están predispuestas a ser corridas de posición o hacer un registro más frío si no son aseguradas en posición dentro del recto en forma apropiada.

El apoyo térmico es necesario para evitar la hipotermia en los pequeños mamíferos bajo anestesia general. La mayor pérdida de calor se produce por radiación por lo que la técnica más efectiva para evitar la pérdida de calor es minimizar el gradiente de temperatura entre el paciente y la sala de cirugía. Esto puede ser llevado a cabo aumentando la temperatura ambiente; el aislamiento del paciente con paños plásticos transparentes, plásticos con burbujas de aire, o papel aluminio; y la cobertura con paños del campo no quirúrgico. El tiempo de cirugía y el tiempo en el que las cavidades corporales estén abiertas deben ser minimizados así como también el tiempo usado para la tricotomía y el uso de alcohol/agua para la preparación de la piel. Se pueden colocar cerca del paciente guantes de látex, bolsas o botellas plásticas llenas con agua caliente. Las botellas con agua deben ser envueltas con toallas para evitar quemaduras. Las fuentes de calor radiante, almohadillas con agua, calentadores de líquidos y sistemas de aire caliente forzado (por ej., Bair Hugger Warming System) son usados rutinariamente para mantener la temperatura corporal central.

EMERGENCIAS ANESTÉSICASLas emergencias respiratorias, involucrando a la apnea, no son poco frecuentes durante la anestesia inhalatoria. Si el tubo endotraqueal no está colocado, se lo debe colocar e iniciar una ventilación manual o mecánica a una frecuencia de 8-10 ventilaciones/minuto. El nivel de gas anestésico debe ser llevado a cero o reducido.

Las emergencias cardíacas, involucrando a una bradicardia, son comunes. Si se desarrolla una bradicardia, el anestesista debe evaluar si ésta representa una verdadera emergencia o si es transitorio. El nivel de anestesia inhalatoria debe ser reducido y se pueden usar líquidos IV y/o anticolinérgicos, como atropina, para aumentar la frecuencia cardíaca. Si ocurre un paro cardíaco, hay que hacer intentos de compresión torácica a una frecuencia de 60-100 compresiones/minuto. También se deben administrar drogas de emergencia, incluyendo epinefrina (1:1000; 0,5-1 mg/kg IM, IV, IO o intratraqueal) y atropina (0,02-0,5 mg/kg IM, IV, IO o intratraqueal). En conejos no se recomienda la administración de atropina (efecto en 15-30 segundos) ya que un alto porcentaje de estos animales tienen atropinasas y la dosis requerida no es predecible. El aumento de la dosis de atropina aumenta el riesgo de taquicardia y arritmias ventriculares. En su lugar, se aconseja en conejos el uso de glicopirrolato (0,02 mg/kg) (efecto en 30-45 segundos). Durante una anestesia/cirugía debe estar disponible un equipo de emergencia. Si se sospecha hipotensión, el nivel de anestesia debe ser reducido, la velocidad de administración de líquido aumentada y hay que evaluar la temperatura corporal central y manejarla según sea necesario. La fluidoterapia y los vasopresores están indicados en casos de hipotensión refractaria a esas terapias.

RECUPERACIÓNLos mamíferos pequeños son extubados una vez que se observa ventilación espontánea y recuperación del reflejo orofaríngeo. Si la ventilación espontánea no ha retornado, hay que continuar con la ventilación asistida con O2. Una vez extubado, se coloca una máscara anestésica, con o sin diafragma de goma cubriendo la cabeza del paciente para continuar con el aporte de oxígeno fresco durante la recuperación. Hay que mantener a los pacientes calientes en una incubadora a oscuras y en silencio, y controlarlos hasta la recuperación completa debido a que muchos pequeños mamíferos son susceptibles al estrés por calor. Las chinchillas están particularmente predispuestas al estrés por temperaturas mayores a 24°C y deben ser controlados de cerca. Si es necesario, se deben administrar agentes de reversión para ayudar en la recuperación posanestésica. Hay que proveer alimento y agua tan pronto el paciente se haya recuperado.

REFERENCIAS

MANEJO DEL DOLOR EN CONEJOS, ROEDORES Y HURONES

RECONOCIMIENTO Y EVALUACIÓN DEL DOLORLos cambios de conducta asociados con dolor en conejos, roedores y hurones pueden ser muy oscuros y sutiles pero, a menudo, los signos más tempranos de dolor detectados por el personal que está a cuidado de los animales o por los propietarios. Los cambios de conducta no se manifiestan de forma uniforme entre las diferentes especies; los observadores deben estar familiarizados con el rango completo de conductas normales para cada especie así como también para cada individuo. Es importante observar la conducta de los animales en el momento apropiado para cada especie observando, por ejemplo, a las especies nocturnas de noche. Sin saber el rango de conductas normales, un observador encontrará muy difícil detectar conductas anormales, en especial en las especies que son presas, las cuales a menudo sólo demuestran cambios silenciosos y sutiles. Los conejos y roedores, al igual que muchas otras especies presas suelen suprimir las conductas de dolor espontáneas en presencia de un observador humano haciendo, de esta manera, difícil observar y establecer un puntaje con efectividad estando al lado de la jaula.

Los conejos, hurones y roedores con dolor reducen, con frecuencia, la ingesta de agua y alimentos o dejan de comer y beber al mismo tiempo dando lugar a una pérdida de peso y anorexia con problemas gastrointestinales. Los cambios en el apetito y el peso han sido usados como indicadores de dolor. Aunque la evidencia es consistente en que el dolor reduce la ingesta de alimento y agua, el dolor no es la única causa posible y, por lo tanto, estos signos son inespecíficos. Además, estos cambios son sólo típicamente aparentes en retrospectiva y pueden no ser útiles para evaluar al animal con dolor agudo.

El dolor puede cambiar las interacciones sociales de un animal, en especial en especies con sistemas sociales complejos. Esto puede ser un cambio obvio, esconderse del grupo, o puede ser un cambio sutil, como una reducción del aseo social. Cuando los conejos, hurones o roedores están alojados como animales únicos, sus interacciones sociales con el propietario pueden verse reducidas o el animal puede permitir interacciones que de otra manera no lo haría. Los conejos, hurones y roedores con dolor pueden mostrar una conducta de defensa para proteger un área dolorosa, lo que se puede manifestar como conductas antisociales. Algunas formas de agresión han sido asociadas con cuadros dolorosos; informes anecdóticos han sugerido que, algunas veces, las conductas agresivas disminuyen o se disipan después del tratamiento del cuadro doloroso. El aseo es una conducta que corre el espectro completo de cambios de conducta asociados con dolor, tanto agudo como crónico. La actividad de aseo puede disminuir cuando un animal tiene dolor pero, por el contrario, por otro lado, conductas de sobreaseo y automutilación han sido asociadas con dolor crónico, el que puede incluir al dolor neuropático.

Las conductas consideradas como indicadores útiles de dolor durante el período posquirúrgico en conejos que han sido sometidos a ovariohisterectomía incluyen movimientos espasmódicos (rápidos movimientos del manto piloso sobre el dorso), muecas (un rápido movimiento hacia atrás

asociado con el cierre de los ojos y deglución), tambaleos (pérdida parcial del equilibrio), movimiento de estremecimiento (llevar el cuerpo hacia arriba en un movimiento rápido sin razón aparente), presión (empujar con el abdomen hacia el piso), ajustes posturales muy lentos, y arrastre de los pies (caminar a paso muy lento). Conductas que indican actividad (movimiento, búsqueda, interacción, crianza, estar de pie, aseo, y exploración) disminuida y las conductas que indican aumento de inactividad (estar echado, no mostrar actividad alguna) inmediatamente después de la cirugía en comparación con lo observado previo a la misma.1 En cobayos que han sido sometidos a una castración quirúrgica, se han identificado como conductas asociadas al dolor a movimientos sutiles del cuerpo acompañando a una contracción abdominal, arqueo del dorso, movimientos espasmódicos y desvíos de peso.2 En ratas que han sido sometidas a cirugía abdominal se han identificado como indicadores de dolor confiable a arqueo del dorso, movimientos espasmódicos y retorcimientos (contorsión de los músculos abdominales del flanco).3 En ratones que han sido sometidos a vasectomía se pudieron identificar cambios de conducta significativos (como movimientos espasmódicos, rápidos movimientos nerviosos del cuerpo) y retorcimientos junto con una disminución de la conducta exploratoria general (como caminar, crianza y olfateo).4 En los hurones sometidos a ovariohisterectomía y saculectomìa anal se observaron patrones de ventilación restringidos o con esfuerzo, temblores, atenuación del movimiento (rechazo a frotar y arrastrare la incisión abdominal sobre los bordes de objetos presentes en la jaula) y dientes a la vista (boca parcialmente abierta, con elevación del labio superior para exponer los incisivos y caninos superiores) como conductas asociadas con el dolor.5

La evaluación de la expresión facial es una forma de evaluar el dolor en animales de desarrollo relativamente reciente. La Rabbit Grimace Scale (RbtGS) 6 es la última desarrollada y parece ser similar a aquellas descritas con anterioridad, como la Mouse Grimace Scale (MGS)7 y Rat Grimace Scale (RGS)8, con sutiles variantes entre especies. Las Unidades de Acción Facial evaluadas en estas escalas incluyen órbita apretada, protuberancia nasal, protuberancia de la mejilla, posición de las orejas y cambios en los bigotes. Cada una de estas unidades reciben un puntaje según si están presentes (“0”, cero), presencia moderada (1) y presencia obvia (2). La RbtGS comparte grandes similitudes con la RGS ya que los conejos muestran protuberancia de mejilla y nasal en reposo y que se vuelven progresivamente aplanadas o puntiagudas a medida que la intensidad del dolor aumenta. por el contrario, la MGS muestra el abultamiento de la mejilla y la nariz en el ratón con dolor. Los párpados están normalmente abiertos y el estar parcialmente cerrados con dolor es considerado como obviamente presente cuando la visualización de los globos oculares es reducida a más de la mitad. Normalmente, los bigotes tienden a estar ligeramente curvados hacia abajo y están rectos y extendidos horizontalmente cuando se presenta dolor moderado o llevados hacia atrás (hacia la mejilla) cuando el dolor está obviamente presente. Las orejas normalmente están casi perpendiculares a la cabeza mirando hacia adelante o hacia un lado mientras que ante dolor, las orejas rotan alejándose de la posición normal para apuntar hacia atrás y son mantenidas junto al dorso o a los lados del cuerpo y están más plegadas o con forma ondulada.

Las escalas de dolor y las hojas de puntuación son herramientas que cada vez son más usadas para evaluar el dolor en los animales, en especial cuando están específicamente diseñadas para una

especie bajo condiciones bien definidas. El uso de las escalas de dolor requiere la comprensión de las conductas normales y de aquellas relacionadas con el dolor para cada especie e individuo. Las hojas de puntuación de dolor pueden ayudar a maximizar la eficacia de la puntuación de dolor usando un análisis conductual. Las descripciones de las conductas en las hojas de puntuación deben ser refinadas y los términos deben ser definidos con claridad para reducir los sesgos del observador y la variabilidad entre observadores. En lugar de hojas de puntuación de dolor específicas de especie, tiene gran importancia el uso de una escala de dolor genérico de 1-10 para evaluar el dolor en animales y la respuesta al tratamiento y la recuperación de un cuadro doloroso. Es de esperar que la analgesia efectiva muestre cambios notorios y fácilmente identificables en relación con posturas y conductas que harán un cambio confiable en la puntuación subjetiva del dolor. Si no ocurren cambios en la puntuación del dolor, hay que reevaluar las drogas, dosis o frecuencia de administración empleadas para ese paciente.

TRATAMIENTO DE DOLORLa analgesia preventiva con opiáceos, antiinflamatorios no esteroides (AINEs) y/o el uso de anestésicos locales puede bloquear transmisión del estímulo sensitivo dañino hacia el sistema nervioso central (SNC) reduciendo, de esta manera, el potencial general de dolor e inflamación pudiendo mejorar la recuperación a corto y largo plazo del paciente. La analgesia multimodal o equilibrada aumenta la eficacia analgésica y reduce los efectos adversos por medio de a combinación de diferentes analgésicos.

OpioidesLos conejos y algunos roedores tienen fermentación gastrointestinal y los efectos gastrointestinales de los opioides son una preocupación. Sin embargo, según la experiencia del autor, el ileo asociado con dolor ha mostrado ser más perjudicial que los leves efectos vistos con opioides El apoyo nutricional y la fluidoterapia ayudará a evitar más complicaciones gastrointestinales. Los hurones son especialmente sensibles a la sedación y efectos depresores respiratorios de los opioides y, de esta manera, en esta especie se debe usar el extremo inferior del rango de dosis cuando se administran opioides.

Morfina, hidromorfona y oximorfona, son opioides agonistas mu puros. La morfina rara vez es administrada por vía sistémica en los pequeños mamíferos exóticos en la experiencia del autor pero hidromorfona y oximorfona son usados con frecuencia en la premedicación como analgésicos preventivos o en el posquirúrgico para el tratamiento del dolor moderado a grave. Hidromorfona es significativamente menos costosa que oximorfona, tiene efectos analgésicos muy similares y ambos tienen menos efectos colaterales que la morfina. La dosis recomendada para hidromorfona y oximorfona son 0,05-0,2 mg/kg IV, IM, SC c/6-8 hs.9

Fentanilo y remifentanilo son opioides agonistas mu puros de acción corta y ultracorta después de una sola inyección parenteral y son usados, la mayoría de las veces, como una infusión a velocidad continua (IVC) para disminuir los requerimientos de los anestésicos inhalados y proveer analgesia

para el dolor moderado a grave. Se ha observado que fentanilo en conejos causa una activación simultánea del nervio vago y del sistema nervioso simpático, lo que contribuye con la estabilidad hemodinámica asociada con esta droga.10 La dosis recomendada para la IVC perioperatoria es 5-10 mcg/kg IV para la inducción; 30-60 mcg/kg/h IV para el mantenimiento intraoperatorio junto con isofluorano;11 y en el posoperatorio se administra a 1,25-5 mcg/kg/h. Los parches de fentanilo (25 mcg/hora) son bien tolerados por los conejos pero el recrecimiento de los pelos puede ser un factor de complicación que impide la absorción dérmica de fentanilo.12 Los parches de fentanilo también han sido usados experimentalmente en cobayos y ratas sin pelo.13,14 El pequeño tamaño de la mayoría de los pequeños mamíferos exóticos limita el uso de los parches de fentanilo. Los conejos que están recibiendo fentanilo por IVC o parches de fentanilo deben ser controlados de cerca por la presentación de sedación, depresión respiratoria e ileo inducido por opioides.

Buprenorfina es un opioide agonista mu cuya acción sobre los receptores kappa está menos clara. Es uno de los opioides usados con mayor frecuencia en el posquirúrgico de los pequeños mamíferos exóticos para el tratamiento del dolor leve a moderado debido a su larga duración de efecto así como también por su actividad agonista parcial y menor incidencia de efectos colaterales en comparación con los opioides agonistas mu puros.15 Buprenorfina administrada en la premedicación antes de a anestesia puede no proveer analgesia a tiempo para el procedimiento quirúrgico y puede prolongar la recuperación.16 En conejos, ha mostrado que el aumento de la dosis de 0,0075 mg/kg a 0,3 mg/kg tiene poco efecto sobre la analgesia máxima pero aumenta la duración del efecto.16 En ratas y ratones, hay numerosos estudios que evalúan la seguridad y eficacia de la buprenorfina y parecen requerir dosis más altas que otros mamíferos.17 Tiene un amplio perfil analgésico y ofrece la oportunidad de tratar diferentes cuadros de dolor agudo y crónico, incluyendo al dolor neuropático.18,19. También se han evaluado en ratas formulaciones de liberación sostenida, las que dan analgesia durante 2-3 días.20 La dosis de buprenorfina recomendada en conejos, chinchillas y cobayos es 0,01-0,05 mg/kg IV, SC o IM c/6-12 hs, en roedores es 0,05-0,1 mg/kg c/6-8 hs, y 0,01-0,03 mg/kg c/6-12 hs IV, SC, IM y TM en hurones. Las formulaciones de liberación sostenida (Bup SR LAB, Zoopharm, Fort Collins, CO) también han sido evaluadas en roedores y han mostrado dar una analgesia prolongada en ratones21,22 (hasta 48 hs) y en ratas20,23 (hasta 3 días). De forma similar, una formulación concentrada de buprenorfina (Simbadol, Zoetis, Kalamazoo, MI), aprobada por la FDA para uso en gatos, se mantiene por encima de la concentración plasmática buscada durante 24-36 horas cuando es administrada a 0,24 mg/kg SC.

Butorfanol es un opioide agonista de los receptores kappa y antagonista de los receptores mu. Es usado con frecuencia en los pequeños mamíferos para evitar la posible interrupción de la motilidad gastrointestinal vista con más frecuencia en los agonistas mu. Hay también evidencia que sugiere que butorfanol no produce depresión respiratoria relacionada con la dosis a diferencia de los agonistas de los receptores mu. Los efectos adversos asociados con butorfanol, como disforia, no han sido documentados en los pequeños mamíferos exóticos. Los datos farmacocinéticos y farmacodinámicos han sugerido que la dosificación a intervalos de 2-4 horas puede ser lo más apropiado para la mayoría de las especies de pequeños mamíferos. La vida

media de butorfanol en conejos que recibieron una dosis de 0,5 mg/kg fue 1,64 horas cuando se lo administró IV y 3,16 horas cuando se dio por vía SC, consistente con los resultados de estudios farmacocinéticos de esta droga en otros mamíferos.24 En conejos, butorfanol a 0,4 mg/kg SC prolongó la anestesia con ketamina/medetomidina pero tuvo sólo menores efectos ahorradores de anestesia a esta dosis.25 Se determinaron los efectos en conejos del meloxicam (0, 0,3 y 1,5 mg/kg oral) y butorfanol (0,4 mg/kg IV) sobre la concentración alveolar mínima de isofluorano.26 Butorfanol redujo significativamente la CAM de isofluorano y se identificó una reducción más grande cuando se administraron ambas drogas juntas. La dosis de butorfanol recomendada en conejos, chinchillas y cobayos es 0,2-1 mg/kg IV, SC o IM c/4-6 horas, en ratas y ratones es 0,5-1 mg/kg c/4 hs y 0,05-0,2 mg/kg c/4-6 hs IV, SC o IM en hurones.

Tramadol es un agonista de los receptores opioides mu de acción central y también inhibe la recaptación de norepinefrina y serotonina. En conejos, el tramadol oral a 11 mg/kg, alcanzó una concentración plasmática por debajo de aquella que era considerada terapéutico y se concluyó que la administración oral de esta dosis tiene pocas probabilidades de proveer analgesia a conejos durante una duración de tiempo clínicamente aceptable.27 También en conejos, la administración IV de tramadol a 4,4 mg/kg produjo una reducción significativa de la Cam de isofluorano pero se pensó que esta reducción era clínicamente irrelevante.28 La dosis que usa el autor es 10-15 mg/kg oral c/12 hs en conejos. En ratas, se han hecho varios estudios farmacocinéticos29-31 y farmacodinámicos29,32 de tramadol usado por vía IV, SC o IP. Un estudio midió la eficacia de 4, 12,5, 25 o 50 mg/kg administrado por vía oral, SC o IP y el uso de la prueba de la placa caliente y del golpe en la cola.32 Los resultados mostraron que la vía oral, con una formulación en gel, no fue efectiva mientras que la SC fue efectiva a la dosis de 25 y 50 mg/kg 8aunque estas dosis produjeron sedación y lesiones cutáneas) y la vía IP fue también efectiva a la dosis de 12,5, 25 y 50 mg/kg.32 También en ratas, el tramadol ha mostrado disminuir la CAM de isofluorano en una extensión pequeña pero significativa.33 La farmacocinética y farmacodinámica del tramadol no han sido estudiadas en hurones y el autor usa la dosis extrapolada de gatos a 4 mg/kg c/6 hs.

Antiinflamatorios no esteroidesMeloxicam es un AINE inhibidor selectivo de la COX-2. En la actualidad está disponible en tabletas orales, suspensión y en una formulación inyectable, y se ha transformado en el antiinflamatorio más usado en los pequeños mamíferos exóticos. En conejos, se ha evaluado la farmacocinética del meloxicam en varios estudios.34-36 Los resultados de aquellos estudios indican que los conejos eliminan el meloxicam más rápido que otras especies. Se ha documentado una variabilidad individual significativa en la absorción y la eliminación de la droga.35 No hubo efectos clínicos adversos, cambios en la bioquímica sérica o desvíos en la ganancia de peso normal en conejos blancos de Nueva Zelanda sanos después de la administración diaria de 1,5 mg/kg oral durante 5 días.35 En los conejos sometidos a ovariohisterectomía que recibieron una dosis de 1 mg/kg oral seguido por 0,5 mg/kg/día, indujeron algún grado de analgesia; sin embargo, se recomendó usar dosis más altas o una combinación con un opioide.37 En un estudio similar, también en conejos, se encontró que meloxicam es una alternativa apta o un adyuvante para la buprenorfina para calmar

el dolor posquirúrgico.38 En cobayos, no hubo evidencia de intolerancia en el sitio de inyección ni toxicidad sistémica relacionada con la droga ante la administración diaria IV de 1, 3 o 9 mg/kg de meloxicam durante 4 semanas.39 En ratas también se han completado estudios farmacocinéticos.40 ratas sometidas a laparotomías, requirieron 1 mg/kg SC de meloxicam para reducir las conductas asociadas con dolor agudo posquirúrgico mientras que 0,5 mg/kg SC no fueron más efectivas que la solución salina.41 Estos estudios sugieren que algunos roedores y conejos requieren dosis más altas que la de perros y gatos. En hurones, se encontraron diferencias por sexo en la farmacocinética del meloxicam después de la administración SC.42 La dosis de meloxicam recomendada en conejos, chinchillas y cobayos es 0,5 mg/kg c/12 hs, en ratas y ratones es 0,5-2 mg/kg c/12 hs, y 0,2 mg/kg c/12 hs en hurones (IV, SC, IM u oral). También se han evaluado formulaciones de liberación sostenida (Meloxicam SR, Zoopharm, Fort Collins, CO) en roedores y han mostrado proveer analgesia en ratones hasta 24 horas43 y en ratas hasta 3 días44.

Carprofeno es ligeramente menos selectivo para la COX-2 que el meloxicam y está disponible actualmente en los EE. UU. tanto en formulación inyectable como en tabletas, y es bien absorbido a través del tracto gastrointestinal en los mamíferos. El mecanismo de acción del carprofeno no ha sido dilucidado del todo. Se ha demostrado que es un débil inhibidor de la COX a dosis terapéutica y aún así exhibe buena actividad antiinflamatoria. Sólo ha habido pocos estudios que evaluaron este agente en los pequeños mamíferos exóticos. Se ha documentado el perfil farmacocinético después de una dosis SC e IV en conejos.45 En ratas sometidas a laparotomía, el consumo de alimento y agua posquirúrgico en ratas fue mejorado con 5 mg/kg de carprofeno SC;46,47 sin embargo, la misma dosis no fue efectiva por vía oral, sugiriendo que puede ser necesario usar dosis más altas de carprofeno para la administración oral en estas especies47. En un estudio similar, una sola dosis de carprofeno a 5 mg/kg SC dio analgesia posquirúrgica durante, al menos, 5 horas.3 La dosis de carprofeno recomendada es 2 mg/kg en hurones, conejos, cobayo y chinchillas, y 5 mg/kg en ratas, ratones, oral, SC e IM c/12 hs.

Ketoprofeno es un inhibidor COX no selectivo que ha sido muy evaluado en la medicina de los pequeños mamíferos. Compatible con los valores encontrados en personas y caninos, la biodisponibilidad oral del ketoprofeno en ratas es de aproximadamente el 100%, haciendo que esta droga sea atractiva para la administración oral. Sin embargo, s usado con más frecuencia por la vía parenteral en los pacientes exóticos debido a los escasos datos farmacocinéticos por vía oral y a la dificultad de dosificar apropiadamente a estos pequeños animales por esta vía. Se ha usado ketoprofeno a 5 mg/kg SC previo a la cirugía en ratas sometidas a laparotomía exploratoria con una duración de efecto de, al menos, 5 horas; sin embargo, esta dosis no fue efectiva por vía oral, sugiriendo que puede ser necesario usar una dosis más alta por esta vía.47 En algunos países, ketoprofeno está disponible en gel tópico al 2,5% y se ha sugerido que para el dolor artrítico, la administración transdérmica puede aumentar los niveles locales de la droga dentro de la articulación minimizando, al mismo tiempo, la posible captación sistémica en otros compartimientos.48 Esta formulación del agente puede ser útil en los pequeños mamíferos con artritis aunque la captación sistémica puede ocurrir si es ingerido. La dosis recomendada de

carprofeno es 1 mg/kg para hurones, conejos, cobayos, y chinchillas, y 5 mg/kg en ratas y ratones (por vía oral, SC o IM, cada 12 hs).

Anestésicos localesLos anestésicos locales bloquean los canales de iones para evitar la generación y la conducción de impulsos nociceptivos. Los dos agentes usados con mayor frecuencia en los pequeños mamíferos exóticos son lidocaína (clorhidrato de lidocaína al 2%) y bupivacaína (clorhidrato de bupivacaína al 0,5%).

Anestesia/Analgesia epiduralLa anestesia/analgesia epidural ha sido descrita en conejos,49 hurones,50 cobayos51 y hasta en ratas. La morfina (0,1 mg/kg, libre de conservantes) administrada en el espacio epidural provee analgesia en 90 minutos y dura hasta 24 horas. Lidocaína (1 mg/kg, libre de conservantes) provee analgesia en 10-15 minutos y dura desde 60 hasta 90 minutos. Bupivacaína (0,1-1 mg/kg, libre de conservante) puede proveer analgesia entre 4 y 8 horas. La combinación de un opioide con un anestésico local mezclando una parte de bupivacaína al 0,25% a 0,1 mg/kg con una a tres partes de morfina a 0,1 mg/kg, en el volumen deseado, minimiza el bloqueo motor al mismo tiempo que potencia los efectos analgésicos.52 El volumen combinado de la administración epidural no debe exceder 0,3 ml/kg. Debido al bajo índice terapéutico de los anestésicos locales, hay que tener cuidado en el cálculo y la preparación de los volúmenes apropiados de cada anestésico local para la infiltración.

El espacio lumbosacro (LS) es el preferido para la inyección, debido a relativo gran espacio entre L7 y S1. En la mayoría de los hurones, el saco dural termina justo craneal a esa localización. La ausencia de un saco dural completo en la unión LS reduce la posibilidad de inyecciones subdurales. El saco dural de muchos conejos se extiende hasta el sacro y los intentos de inyección epidural en el espacio LS en esta especie pueden conducir a inyecciones subdurales. La mayoría de las inyecciones subdurales son también subaracnoideas y los medicamentos inyectados ingresan en el líquido cerebroespinal. Cuando se usan anestésicos locales, las posibles complicaciones de una inyección subaracnoidea incluyen filtración de líquido cerebroespinal, mitigación de la droga en el tronco encefálico y un bloqueo espinal completo. La técnica para la anestesia epidural es similar a la descrita para perros y gatos.52 El paciente es colocado en decúbito esternal con los miembros posteriores llevados hacia abajo del cuerpo, para flexionar los espacios intervertebrales. Las referencias para la epidural lumbar son la línea entre las puntas altas de las dos crestas ilíacas y la apófisis espinosa de la última vértebra lumbar. Las apófisis espinosas identifican la línea media. Se marcan las apófisis espinosas inmediatamente por encima del sitio de ingreso de la aguja. El interespacio inmediatamente por encima o por debajo de esta apófisis es el istio usual para la introducción de la aguja. Esto evita la terminación de la médula espinal en todas estas especies.

Se avanza una aguja G25 a través de la piel, en un ángulo de 90° a la piel, en el centro de la unión LS. Si se encuentra hueso, la aguja es llevada hacia craneal o caudal para encontrar el espacio LS.

Commented [J1]: se está hablando de ketoprofeno, no de carprofeno-JM

En los mamíferos pequeños, cuando se usa una aguja g25 filosa, la resistencia o el “pop” sentido a través del ligamento amarillo es mínima. Confirmar la colocación epidural con el uso de una jeringa y la aspiración negativa. No debe haber líquido cerebroespinal ni sangre en el cono de la aguja. Si se presenta líquido cerebroespinal, dar un cuarto de la dosis original. Si se aspira sangre, sacar la aguja y volver a empezar.

Bloqueo de nervios regionalesEl bloqueo de los nervios dentales puede ser muy útil cuando se realizan extracciones dentales en conejos y roedores. El bloqueo de los nervios infraorbitario, mentoniano, mandibular, maxilar y palatino ha sido descrito en los conejos.52 Se ha descrito el bloqueo de los nervios isquiático y femoral en conejos usando lidocaína al 2% en un volúmen de 0,05 ml/kg/nervio. Las respuestas motoras después de la estimulación eléctrica de ambos nervios fue compatible con aquella informada en perros después de la localización exitosa del nervio. No se presentaron complicaciones iatrogénicas (daño al nervio y toxicidad por el anestésico local).53

Los bloqueos intratesticulares también pueden ser usados en los pequeños mamíferos exóticos. Bupivacaína al 0,5% a 1 mg/kg y lidocaína al 2% a 1 mg/kg, con buprenorfina a 0,003 mg/kg. Esto puede ser diluido en solución salina para alcanzar un volumen final de 1 ml. Usar una aguja 25G de 15mm de largo para los cobayos o conejos y una aguja 27G de 15 mm de largo para los ratones y jerbos. Colocar la aguja a través del testículo, comenzando desde el polo caudal y apuntando al cordón espermático. Aspirar antes de inyectar. inyectar con presión firme al mismo tiempo que se va retirando la aguja. Utilizar aproximadamente un tercio del volumen de drogas por testículo, dejando al órgano turgente. Repetir en el otro testículo. El resto de la droga puede ser usado para hacer un bloqueo incisional dérmico.

Anestesia/Analgesia tópicaLa crema EMLA (mezcla eutéctica de anestésicos locales) es una mezcla eutéctica de prilocaína al 2,5% y lidocaína al 2,5%, que puede ser fácilmente aplicada para proveer anestesia tópica. Se ha probado el uso de la crema EMLA en conejos para prevenir el dolor durante el tatuaje6 pero puede ser usada en otros pequeños animales exóticos para reducir o prevenir el dolor asociado con la colocación de catéteres intravenosos o arteriales, vacunación, biopsias y hasta para pequeños procedimientos quirúrgicos con mínimos efectos colaterales.

REFERENCIAS

AGENTES ANESTÉSICOS, CONTROLES Y APOYO EN REPTILES

INTRODUCCIÓNUn estudio en pequeños animales han dado algunos datos sobre la mortalidad perianestésica en reptiles.1 En este estudio, la tasa de mortalidad perianestésica fue 1,49% (n= 134, 95% = 0,18-5,29%) la que es, aproximadamente, 9 veces más que aquellas encontradas en perros y gatos.1 Este estudio no dio información acerca de las diferencias entre lagartijas, quelonios o víboras, el estado de salud del paciente, los protocolos anestésicos o el grado de control y apoyo durante el procedimiento. Hay, por cierto, muchos desafíos adicionales cuando se anestesian a reptiles; por ejemplo, en los pacientes muy pequeños la dificultad para la obtención de análisis de sangre prequirúrgicos, aseguramiento de la vía aérea o acceso IV, o la dificultad para el control de la presión sanguínea o la interpretación de los parámetros ventilatorios, como la ETCO2. No obstante, este estudio sobre muertes asociadas con la anestesia en estos animales sirve como una advertencia cuando se elige un protocolo anestésico y la evaluación de la seguridad y la eficacia.

ANESTESIA GENERAL

Preparación preanestésicaAntes de la anestesia, el paciente debe ser evaluado. La evaluación preanestésica debe incluir una anamnesis y un examen físico. La evaluación de laboratorio debe incluir un hemograma completo y un perfil bioquímico. Si se detecta alguna anormalidad (por ej., deshidratación), se la debe corregir con el tratamiento apropiado (fluidoterapia) antes del procedimiento. El período de ayuno es variable, yendo de 2 a 4 horas en los reptiles más pequeños hasta 24 horas en los reptiles más grandes.

PremedicaciónLos parasimpaticolíticos (atropina, glicopirrolato) no son administrados como rutina a reptiles, debido a que aumentan la viscosidad de las secreciones del tracto respiratorio aumentando el riesgo de la obstrucción de vías aéreas u oclusión del tubo endotraqueal. Las benzodiacepinas (por ej., diacepám, midazolám) están siendo cada vez más utilizadas en reptiles y produce sedación, hipnosis, ansiolisis, amnesia anterógrada, relajación muscular mediada por el SNC y efecto anticonvulsionante. Se prefiere el uso de midazolám (0,2-2 mg/kg) por sobre el diazepám debido a que puede ser administrado por vía intramuscular.

Agentes inyectablesLa mayoría de los agentes anestésicos inyectables, en especial cuando se usan solos, están asociados con una depresión cardiopulmonar pronunciada, tiempo de inducción y de recuperación prolongados, y mala relajación muscular y analgesia durante el mantenimiento anestésico. Debido a ésto, se recomienda usar bajas dosis de varios medicamentos que trabajen de manera sinérgica en lugar de una alta dosis de un solo agente. Además, los medicamentos reversibles permitirán

una recuperación más rápida después de la administración del agente de reversión, cuando se lo compara con el uso de agentes que no tienen esa posibilidad. Por último, la dosis general publicada para diferentes protocolos debe ser ajustada a cada individuo sobre la base de especie, sexo, edad, estado de salud y otros.

Los sitios de inyección preferidos para los quelonios incluye a la vía SC entre el cuello y los miembros anteriores, IM en los músculos del miembro anterior y pectorales, e intravenoso en el seno supravertebral, la vena yugular, la vena braquial y la vena coccígea dorsal. En las lagartijas, los sitios de inyección preferidos son el tejido SC en el sector dorsocraneal, IM en el sector craneal de los miembros anteriores o en la musculatura epiaxial, IV en la vena coccígea ventral e intraósea en la extremidad distal del fémur. En las vías se prefiere la vía SC en el sector dorsocraneal, IM en la músculatura epiaxial craneal e IV en la vena coccígea ventral o intracardíaca.

KetaminaLa ketamina es un agente disociativo con propiedades anestésicas y analgésicas. Tiene un amplio rango de seguridad y puede ser administrado por vía SC, IM o IV. Sin embargo, el tiempo de recuperación es prolongado y no tiene un agente de reversión. El rango de dosis publicada varía si se usa sola o en combinación con otros agentes. La dosis más baja (5-10 mg/kg) usados con la medetomidina (0,1-0,2 mg/kg) administrada por vía SC27 o IM27,28 son las preferidas para la anestesia general en las tortugas deslizadoras de orejas rojas. La combinación en dosis más altas produjo un nivel de anestesia suficiente para la realización de una incisión cutánea y la correspondiente sutura.28 La combinación en dosis más bajas de ketamina y medetomidina (5 y 0,1 mg/kg, respectivamente), administrada IV, produjo una efectiva inmovilización de corto plazo adecuada para procedimientos diagnósticos menores en tortugas de tierra pero también causó una moderada hipoventilación y se recomendó realizar un apoyo con oxígeno o realizar una ventilación asistida.29

Medetomidina/dexmedetomidinaEstos dos agentes son agonistas adrenérgicos alfa-2, que proveen sedación, relajación muscular y, probablemente, analgesia en reptiles. Medetomidina sola induce una sedación segura en las tortugas del desierto cuando es administrada a 0,15 mg/kg y se recomendó la administración de oxígeno en procedimientos que duren más de 2 horas.30 Sin embargo, estas drogas también producen una depresión cardiovascular dependiente de dosis. Se prefiere la combinación de medetomidina o dexmedetomidina con ketamina u otro agente sinergista. La mayor ventaja de la medetomidina (1 mg/ml) y dexmedetomidina (0,5 mg/ml) es que pueden ser revertidas con atipamezol IV (5 mg/ml) al mismo volumen dado del agente. La administración de atipamezol IV se asoció con grave hipotensión en las tortugas de tierra y no es recomendado.29 El agente de reversión puede ser costoso para los animales más grandes.

MidazolámEs una benzodiacepina con propiedades ansiolíticas y relajantes musculares. Puede ser usado en combinación con ketamina y dexmedetomidina, para reducir las dosis. La mayor ventaja de midazolám es que puede ser revertido con flumacenil a 0,05 mg/kg. La dosis efectiva a la cual se

encontró que produce sedación en tortugas deslizadoras de orejas rojas fue 1,5 mg/kg IM.31 Cuando se lo usa en combinación con otras drogas, el rango de dosis está en 0,1-2 mg/kg SC, IM o IV.

PropofolEl propofol es un agente de acción ultracorta con tiempos de inducción y recuperación rápidos, pocos efectos colaterales excitatorios y mínimo acúmulo. Puede ser administrado por vía IV o IO.32,33 La dosis publicada varía si se usa para inducción (5-10 mg/kg), inducción y mantenimiento para procedimientos cortos (10-20 mg/kg),34 infusión a velocidad continua (0,2-0,4 mg/jg/min) o en bolo (0,5-1 mg/kg). En tortugas,35 lagartoss33 y víboras36, el propofol ha sido asociado con apnea y depresión cardiorrespiratoria dependiente de dosis. Debido a estos hallazgos, se recomienda, después de la administración de propofol, la ventilación asistida y oxígeno para evitar la hipoxemia y la hipercapnia. En un estudio previo34 se encontró que la administración de propofol en el seno venoso supravertebral era segura y confiable en las tortugas deslizadoras de orejas rojas. Más recientemente, hubo informes sobre complicaciones asociadas con la administración intratecal37 y supravertebral38 en quelonios. Por lo tanto, las recomendaciones actuales es usar las venas yugular o braquial siempre que sea posible.

AlfaxolonaAlfaxolona es un esteroide neuroactivo con rápida inducción y recuperación. Su mecanismo de acción es por la modulación del transporte de iones en la membrana de la neurona, inducido por la unión de alfaxolona a los receptores GABA-A de la superficie celular. Es rápidamente eliminado y su metabolismo es independiente de la función de órganos. Puede ser administrado por vías IV o IM, lo que es una ventaja importante cuando se lo combina con propofol. La dosis publicada varía si se lo usa para inducción (5-10 mg/kg IV),39,40 o inducción y mantenimiento para procedimientos cortos (10-30 mg/kg IM). Se lo ha evaluado en las tortugas deslizadoras de orejas rojas,39,41,42 tortugas de Horsfield (Agriobemy shorsfieldii)43, tortugas de Hermann, tortuga mora, tortuga marginada y tortugas rusas,39 tortugas del río Macquarie (Emydura macquarii)44 e iguanas verdes40,45. A la dosis de 10 mg/kg IM se produjo una sedación superficial a moderada, apta para procedimientos menores no dolorosos, como recolección de sangre y examen físico. A 20 mg/kg, se indujo una anestesia superficial y permitió la intubación endotraqueal en tortugas deslizadoras de orejas rojas e iguanas verdes pero sólo tuvo acción en la mitad, aproximadamente, de las tortugas de Horsfield, en las cuales hubo una sedación moderada a profunda. La administración de 30 mg/kg en iguanas verdes produjo anestesia quirúrgica durante un lapso de hasta 40 minutos. El tiempo de inducción después de la administración IM de alfaxolona en iguanas verdes fue corto (aproximadamente 5-10 minutos a 24-27 °C) y la recuperación fue tranquila. Los tiempos de inducción, duración y recuperación después de la administración de alfaxolona fueron significativamente más corto a 35°C comparado con 20° en tortugas deslizadoras de orejas rojas.41 A 20 mg/kg IM, el tiempo de inducción fue 19 ± 6 (20°C) y 7 ± 5 minutos (35°C), y la fase de plateau duró 28 ± 13 (20°C) o 8 ± 5 (35°C) minutos.41

Agentes inhaladosLa anestesia inhalatoria es usada con frecuencia en la práctica de reptiles. Isofluorano es, en la actualidad, el agente anestésico de elección aunque sevofluorano es también un agente excelente aunque, sin embargo, es más costoso. Tanto isofluorano como sevofluorano son considerados depresores respiratorios dependientes de dosis. Sevofluorano, debido a la menos solubilidad que isofluorano, da tiempos de inducción y recuperación más rápidos en iguanas verdes.46 Sin embargo, en un estudio en lagartos del género Varanus, el sevofluorano produjo una inducción más rápida pero un tiempo de recuperación similar en comparación con lo visto con isofluorano.47 Sevofluorano también parece ser menos desagradable (irritativo) para las vías aéreas, en comparación con isofluorano. Las diferencias cardiopulmonares entre isofluorano y sevofluorano no han sido evaluadas por completo en reptiles y fueron consideradas similares en un estudio realizado con iguanas verdes.46 Debido al desvío derecho a izquierdo en el corazón, la inhalación de isofluorano y sevofluorano puede producir una falta de coincidencia entre la concentración sanguínea y la profundidad anestésica. La CAM de sevofluorano e isofluorano ha sido determinada sólo en iguanas verdes, lagartos del género Varanus y culebra ratonera. La CAM en iguanas verdes para isofluorano fue 1,8-2,1%7,48 mientras que para el sevofluorano fue 3-3,2%48. Para los lagartos del género Varanus, la CAM fue 1,54 ± 0,17% para isofluorano49 y 2,51 ± 0,46% para sevofluorano50. En la culebra ratonera, la CAM para isofluorano y sevofluorano fueron 1,9 ± 0,59 y 2,5 ± 0,46%, respectivamente. Durante la inducción, el reptil es sujetado manualmente hasta lograr la inmovilización y luego es colocado en decúbito esternal o lateral sobre una superficie almohadillada. Los lagartos y las víboras suelen ser inducidos a 4-5% con isofluorano o 7-8% con sevofluorano y, por lo general, lleva varios minutos. Como alternativa, los reptiles pueden ser inducidos en concentraciones más bajas, llevando más tiempo la mayoría de las veces pero produciéndose inducciones más tranquilas. Las víboras de tamaño medio a grande pueden también ser intubadas estando conscientes e inducidas con una ventilación a presión positiva intermitente. Los quelonios y los cocodrilos son mejor inducidos con anestésicos inyectables. La intubación se realiza después de que el paciente fue inducido y llevado a un plano medio de anestesia, y se debe tener cuidado para evitar un trauma traqueal. Si los pliegues glóticos están cerrados, la aplicación tópica de lidocaína puede facilitar la intubación. Los quelonios tienen una bifurcación traqueal craneal y los cocodrilos tienen un pliegue epiglótico que necesita ser empujado hacia abajo para hacer la intubación. El tubo endotraqueal es asegurado con una cinta umbilical o una regular. Los reptiles suelen ser mantenidos con isofluorano al 2-3% o sevofluorano al 3,5-4,5% para la mayoría de los procedimientos. Se ha informado un flujo para administración de oxígeno a 150-200 ml/kg/min pero para la mayoría de los reptiles de tamaño medio a grande (aproximadamente > 300g) se usa con frecuencia un flujo de 1L/min.

Equipo para anestesia inhalatoriaLos circuitos de no reinhalación, como el circuito de Bain, son los recomendados para la anestesia en reptiles con menos de 10 kg de peso. Las ventajas de estos circuitos incluyen disminución de la

resistencia a la ventilación para el paciente y la rápida respuesta a los cambios en el cambio de regulación en el vaporizador Para los reptiles más pequeños se usa una bolsa reservorio de 0,5-1 L.

Las máscaras disponibles comercialmente diseñadas para perros y gatos pueden ser usadas para inducción de la anestesia en reptiles. Una máscara de tamaño apropiado permite que toda la cabeza o los ollares estén dentro de la máscara, para disminuir el espacio muerto. Las máscaras pueden ser modificadas para acomodar a la amplia variedad de formas anatómicas presente en las especies reptiles. Por ejemplo, para gecos, cortar el cuerpo de una jeringa de 35-60 ml, haciendo un orificio en el extremo cerrado para facilitar la introducción de un adaptador para acoplarlo al circuito. En el otro extremo, se puede cortar una botella blanda de 1-2 L para las especies más grandes. .

En quelonios y cocodrilos se usan tubos endotraqueales sin balón ya que hay que evitar el uso de balones debido a la presencia de anillos traqueales completos. El tamaño de los tubos endotraqueales usados en reptiles varía de 1,5 a 6 mm de diámetro. Los tubos de Cole proveen un buen cierre a nivel de la glotis. El tamaño de las vías aéreas suele ser más pequeño en los reptiles comparados con los pequeños mamíferos de tamaño similar. Los tubos endotraqueales para reptiles que pesan menos de 100 g no están disponibles en el comercio y el uso de sondas de alimentación de goma roja es una buena alternativa. Se debe tener mucho cuidado con los tubos endotraqueales menores a 2 mm de diámetro debido a la tendencia a obstruirse con facilidad.

Controles y apoyoEl control es el aspecto más importante de la anestesia en reptiles y es de gran importancia tener a una persona dedicada al control constante y asegurarse de que el anestesista tenga una clara visualización del paciente.

Sistema nervioso centralLa pérdida de tono muscular en los miembros puede ser útil para evaluar la transición de un plano anestésico superficial a uno medio. El reflejo de retirada (pellizcando los dedos en las especies que los tengan) se pierde cuando el reptil está en el plano anestésico medio (quirúrgico). Los reflejos palpebral y corneal pueden no ser confiables en las especies en las normalmente no está presente. La frecuencia cardíaca y la respiratoria aumentan cuando el reptil está experimentando dolor o cuando la profundidad anestésica es demasiado baja; por el contrario, estas frecuencias pueden disminuir en el plano anestésico profundo, señalando la necesidad de ajustar el flujo de gases anestésicos acorde a tal cambio.

Aparato cardiovascularSe puede usar un estetoscopio para controlar la frecuencia y el ritmo cardíacos y el uso de un estetoscopio esofágico puede facilitar este trabajo. Este último debe ser colocado en el esófago torácico, a nivel del corazón. El detector de flujo Doppler puede ser usado para la misma función. El sensor es comúnmente colocado sobre el corazón en víboras, lagartos y quelonios (entre el cuello y los hombros para evitar el plastron). Se puede usar un cardioscopio también para

controlar la frecuencia y el ritmo cardíacos y los electrodos son posicionados en la forma convencional, usando pinzas cocodrilos con bordes planos. Como alternativa, se pueden introducir agujas hipodérmicas pequeñas a través de la piel y acoplar las pinzas cocodrilos a éstas. En las víboras, los electrodos deben ser colocados a, aproximadamente, dos largos de corazón, hacia craneal y caudal del corazón. En los lagartos (iguanas verdes, eslizón, camaleones y dragones de agua), en los que el corazón está ubicado a nivel de la cintura pectoral, los electrodos deben ser colocados en la región cervical en lugar de los miembros anteriores. En los quelonios, los electrodos craneales también deben ser colocados en la región cervical, lateral al cuello y medial a los miembros anteriores. También se puede realizar el control de la presión arterial directa. Los sitios más comunes para ésto incluyen a las arterias femoral y carótida. El control indirecto de la presión está limitado en los reptiles. Las iguanas verdes tienen una presión arterial más baja (presión arterial directa media de 47 ± 2 mm Hg con isofluorano al 1,5%) que la documentada para los mamíferos.51 En las boas anestesiadas, los equipos oscilométricos muestran lecturas que pueden subestimar la presión arterial diastólica y media y sobreestimar (< 100 mm Hg) o subestimar (>100 mm hg) la presión arterial sistólica.52 De esta manera, los resultados obtenidos durante las anestesias deben ser considerados en términos de tendencia más que para la evaluación de una sola medida. En las iguanas verdes, los equipos oscilométricos han mostrado una alta tasa de falla y falta de confiabilidad.53

La fluidoterapia es un componente crítico de anestesia en reptiles, en particular para aquellos procedimientos que duran más de 20 minutos.

Es ideal la colocación de un catéter intravenoso o intraóseo para facilitar la administración de líquidos, a una velocidad de 5-10 ml/kg/h; sin embargo, la administración subcutánea puede ser adecuada para procedimientos rutinarios o relativamente cortos en animales estables.

Aparato respiratorioLa frecuencia respiratoria y las características del movimiento ventilatorio deben ser controladas de cerca durante toda la anestesia. La ventilación es evaluada al observar la frecuencia y el rango de movimiento de las excursiones del tórax y el movimiento de la bolsa reservorio. Un cambio en el patrón de la ventilación que involucre un aumento del esfuerzo de la ventilación puede indicar obstrucción del tubo endotraqueal, una preocupación importante en los pacientes muy pequeños. Durante el plano anestésico quirúrgico, los reptiles desarrollan una depresión respiratoria y se recomienda realizar una ventilación con presión positiva intermitente a 2-4 ventilaciones/minuto. Se recomienda una presión máxima de 10-15 cmH2O y el tiempo de inspiración no debe superar 1-2 segundos.

El capnógrafo mide la frecuencia ventilatoria y el nivel de dióxido de carbono al final de la espiración (ETCO2). El uso del ETCO2 en reptiles es limitado debido a que el desvío de sangre a nivel cardíaco puede conducir a una subestimación del PCO2 arterial. Estudios en iguanas verdes han mostrado que no hubo correlación entre el ETCO2 y el PCO2 arterial.46 Por lo tanto, es difícil evaluar la ventilación en reptiles.

La oximetría de pulso mide la frecuencia cardíaca y da una evaluación indirecta de la saturación de oxigenación arterial (SpO2). Los oxímetros de pulso están calibrados basándose en la curva de disociación hemoglobina-oxígeno en personas, lo que limita su aplicación en reptiles. Algunos estudios en iguanas verdes encontraron una fuerte correlación54 o diferencias no significativas46 entre los valores de la saturación de oxígeno arterial surgidos de la oximetría de pulso con el transductor colocado en el esófago y el análisis de gases en sangre. Otros han mostrado que los valores de la oximetría de pulso registrados en una forma similar no se correlacionaron con los valores en sangre surgentes de muestras obtenidas desde la arteria femoral.55 En general, se recomienda que con el uso de estos equipos en reptiles se evalúen tendencias en la saturación de oxígeno y la frecuencia de pulso.

Temperatura corporalDurante la anestesia, los reptiles deben ser mantenidos dentro de la zona de temperatura óptima preferida para esa especie. La temperatura corporal central de los reptiles debe ser controlada durante toda la anestesia por medio de un transductor colocado dentro de la cloaca o del esófago. Los transductores cloacales están predispuestos a movilizarse o a registrar temperaturas más bajas si no están fijados de manera apropiada dentro de la cloaca. De esta manera, la temperatura es mejor controlarla mediante los transductores esofágicos.

El apoyo térmico es necesario para evitar la hipotermia en reptiles bajo anestesia general. Para el mantenimiento de la temperatura corporal central se usa, como rutina, fuentes de calor radiantes, almohadillas con agua, calentadores de líquidos y sistemas de aire caliente forzado (Bair Hugger Warming System). Los paños quirúrgicos plásticos transparentes también ayudan a atrapar en calor cerca de los pacientes.

Emergencias anestésicasLas emergencias respiratorias que involucran apnea son comunes durante la anestesia inhalatoria. Si no se ha colocado un tubo endotraqueal, se lo debe introducir e iniciar la ventilación manual o mecánica a una frecuencia de 2-8 ventilaciones/minuto. El nivel de gases anestésicos puede ser reducido.

Las emergencias cardíacas que involucran a bradicardia son comunes. Si se presenta bradicardia, el anestesista debe evaluar si representa una verdadera emergencia o si es transitoria. El nivel de anestésico inhalatorio debe ser reducido y se pueden administrar líquidos y/o agentes anticolinérgicos (como atropina) para aumentar la frecuencia cardíaca. Si ocurre un paro cardíaco, se deben hacer intentos de compresión torácica a una frecuencia de 60-100 compresiones/minuto. También se deben administrar drogas de emergencia, como epinefrina (1:1000; 0,1 mg/kg IM, IV, IO o intratraqueal) y atropina (0,02 mg/kg IM, IV, IO o intratraqueal) durante la anestesia o la cirugía, se debe contar con conuunto de drogas de emergencia. Si se sospecha de una hipotensión, el nivel de anestesia debe ser reducido, aumentar la velocidad de administración de líquido y evaluar la temperatura corporal central y manejarlos según sea

necesario. La fluidoterapia y los vasopresores están indicados en casos de hipotensión refractaria a aquellas terapias.

RecuperaciónLos tiempos de recuperación en reptiles son prolongados. El reptil debe ser mantenido en la zona de temperatura óptima preferida durante la recuperación y la ventilación asistida debe ser suspendida gradualmente mientras se controlan los reflejos y la ventilación espontánea. El reptil es extubado una vez que se observa ventilación espontánea y el retorno de los reflejos orofaríngeos. En general, el tono muscular retorna en una dirección caudo-craneal; sin embargo, en las iguanas anestesiadas con alfaxolona, el tono retornó en dirección craneo-caudal.45 Si la ventilación espontánea no ha retornado, hay que continuar con la ventilación asistida con una bolsa de Ambu o con el aporte de oxígeno. En un estudio con iguanas verdes anestesiadas con isofluorano, el tiempo de recuperación fue dos veces más rápido en animales ventilados cada 30 segundos con aire ambiental en comparación con aquellos ventilados con O2 100%.56 Sin embargo, se observaron tiempos de recuperación similares en lagartos del género Varanus anestesiados con sevofluorano en O2 al 100% o al 21%47 y en dragones barbados (Pogona) anestesiados con isofluorano57. En iguanas verdes conscientes, la administración de O2 100% produjo un aumento significativo de la PaO2 detectada por análisis de gases en sangre arterial sin cambios en la frecuencia ventilatoria, la frecuencia cardíaca ni en otros valores de gases en sangre.51 En los cocodrilos americanos (Alligator mississippiensis) y en la tortuga mordedora común (Chelydra serpentina) que recibieron epinefrina (0,1 mg/kg IM) o electroestimulación en el punto de acupuntura GV-26 (estimulación continua con 10 MHz) durante el período posanestésico inmediato (anestesia con isofluorano) se recuperaron dos veces más rápido que aquellos que recibieron solución salina.58

REFERENCIAS

IDENTIFICACIÓN, EVALUACIÓN Y MANEJO DEL DOLOR EN REPTILES

IDENTIFICACIÓN Y EVALUACIÓN DEL DOLOREstructural y funcionalmente, los reptiles tienen la capacidad de percibir y reconocer el dolor: nociceptores periféricos, estructuras y vías apropiadas en el sistema nervioso central, receptores opioides y opioides endógenos, reducción de la respuesta nociceptiva con analgésicos (aunque los datos son escasos), el dolor evita el aprendizaje, y la suspensión de la conducta normal ante dolor.1 Por lo tanto, como clínicos, debido a la limitada comprensión del dolor y analgesia en reptiles, debemos equivocarnos favoreciendo el bienestar de los pacientes reptiles y asumir que las condiciones que consideramos dolorosas para las personas y otros mamíferos serán dolorosas para otras especies vertebradas, incluyendo a los reptiles. Se han asociado a varios parámetros conductuales y fisiológicos con dolor en reptiles. Algunos de éstos incluyen ausencia de conducta normal, postura encorvada, aumento de la agresión con la manipulación manual, frotarse el área afectada (sitio de incisión o una herida), cambios en el color de la piel (por lo general, oscurecimiento), cabeza extendida alejándola del cuerpo y hacia ventral (en especial en los quelonios), claudicación, disminución del apetito, letargo.1

Las escalas de dolor y las hojas de puntaje son herramientas que cada vez son más usadas para la evaluación del dolor en animales, en especial cuando están específicamente diseñadas para una especie dada bajo condiciones bien definidas. El uso de escalas de dolor requiere la comprensión de conductas normales y relacionadas con el dolor para esa especie e individuo. Las hojas de puntuación de dolor pueden ayudar a mejorar la uniformidad y eficacia de los puntajes de dolor usando el análisis conductual. Las descripciones de la conducta en las hojas de puntuación deben ser refinadas y los términos deben ser definidos con claridad para reducir el sesgo del observador y la variabilidad entre observadores. En lugar de hojas de puntaje de dolor específicas de especie, una escala genérica de dolor de 1 a 10 es útil para la evaluación del dolor en reptiles y la respuesta al tratamiento y la recuperación de un cuadro doloroso.

MANEJO DEL DOLORLa analgesia preventiva con opiáceos, antiinflamatorios no esteroides (AINEs) y/o anestésicos locales puede bloquear el estímulo sensitivo desde la transmisión hasta el sistema nervioso central (SNC) reduciendo de esta manera el potencial general de percibir dolor e inflamación y posiblemente mejorar la recuperación a corto y largo plazo del paciente. La analgesia multimodal o equilibrada aumenta la eficacia analgésica y reduce los efectos adversos a través de la combinación de analgésicos diferentes.

OpioidesButorfanol, un agonista de los receptores opioides kappa y antagonista de los receptores mu, no tuvo eficacia analgésica cuando se lo evaluó usando un estímulo térmico en las torugas deslizadoras de orejas rojas que recibieron una dosis de 2,8-28 mg/kg SC,2,3 en dragones barbados

que recibieron una dosis de 2-20 mg/kg SC,4 o en iguanas verdes que recibieron una dosis de 1 mg/kg5. Butorfanol administrado a 1 mg/kg IM no tuvo efecto sobre la concentración mínima anestésica (CAM) en iguanas verdes.6 En la víbora pitón bola o pitón real, el butorfanol administrado a 5 mg/kg IM no tuvo efecto sobre los parámetros fisiológicos cuando se lo comparó con solución salina.7 En las tortugas deslizadoras de orejas rojas, el butorfanol no alteró la alimentación, el movimiento o la ventilación después de la gonadectomía unilateral.8 Sólo en unos pocos estudios, butorfanol tuvo un efecto significativo al aumentar la tolerancia al estímulo noxioso, uno en el que se usó el estímulo térmico en la víbora de los cuernos con una dosis de 20 mg/kg4 y dos estudios en el que se usó estímulo eléctrico sobre iguanas verdes con una dosis de 1,5 y 8 mg/kg IM9, y en dragón barbado a una dosis de 1,5 mg/kg IM10.

Buprenorfina es un agonista parcial mu, si bien su acción sobre los receptores kappa no está clara. No tuvo eficacia analgésica cuando se lo evaluó usando estímulos térmicos en tortugas deslizadoras de orejas rojas que recibieron una dosis de 0,1, 0,2 y 1 mg/kg SC.11 De forma similar, en otra investigación, buprenorfina no alteró la respuesta al estímulo eléctrico en las iguanas verdes que recibieron 0,02 y 0,1 mg/kg IM. Estudios farmacocinéticos en tortugas deslizadoras de orejas rojas han mostrado que buprenorfina a 0,05 mg/kg SC alcanza concentraciones plasmáticas similares a aquellas asociadas con analgesia en personas.12

Morfina, un agonista mu puro, tuvo eficacia analgésica cuando se la evaluó usando un estímulo térmico en tortugas deslizadoras de orejas rojas que recibieron una dosis de 1,5-6,5 mg/kg SC,2 en dragones barbados a 1-5 mg/kg SC,4 en cocodrilos13 y en el lagarto anolis14. En el estudio con tortugas deslizadores de orejas rojas, la morfina fue asociada con una grave depresión respiratoria (hasta un 80%). Compatible con los estudios previos, la morfina administrada a 1 mg/kg IM a iguanas verdes9 y a dragones barbados10 tuvo un efecto analgésico cuando se la evaluó usando un estímulo eléctrico. De forma similar, la morfina administrada a 5, 7,5 y 20 mg/kg, por vía intracelómica, disminuyó la duración de la retracción del miembro en la prueba de formol en las tortugas de Speke.15

Hidromorfona, un agonista mu puro, tuvo eficacia analgésica cuando se la evaluó usando un estímulo térmico en tortugas deslizadoras de orejas rojas que recibieron una dosis de 0,5 mg/kg SC.11

Fentanilo, un agonista mu puro, tuvo eficacia analgésica cuando se lo evaluó usando un estímulo térmico en pitones reales y en víboras de los cuernos.16 La aplicación de parches transdérmicos de 12,5 mcg//h produjo una concentración plasmática de 1 ng/ml detectable durante 4-6 horas en pitones reales; de forma similar, la aplicación de parches de fentanilo (exposición del 10% de la superficie total de un parche de 25 mcg/h durante 72 horas) produjo una concentración plasmática similar durante 72 horas en el eslizón de cola prénsil.17

Tramadol es un agonista de los receptores opioides mu de acción central que también inhibe la recaptación de norepinefrina y serotonina. En las tortugas deslizadoras de orejas rojas, tramadol a 5 mg/kg oral, aumentó la latencia de retiro durante 12-24 horas posteriores a la administración, y a 10-25 mg/kg oral aumento la latencia de retiro durante 6-96 horas.18 En el mismo estudio,

tramadol a bajas dosis no causó depresión respiratoria pero disminuyó en 51-70% a dosis más altas.18 Compatible con los hallazgos encontrados en tortugas deslizadoras de orejas rojas, tramadol tuvo un efecto significativo en el aumento de la tolerancia a los estímulos eléctricos. La farmacocinética del tramadol ha sido evaluada en tortugas boba de mar, sugiriendo una dosis de 10 mg/kg oral c/72 hs basándose en la concentración plasmática de tramadol y de su metabolito M1.19

Meloxicam es un AINE inhibidor selectivo de la COX-2. En la actualidad está disponible en tabletas orales, suspensión y en una formulación inyectable. En dragones barbados, meloxicam fue administrado a 0,4 mg/kg IM y aumentó la tolerancia a los estímulos eléctricos.10 Por el contrario, meloxicam administrado a 0,3 mg/kg IM en pitones reales antes de la colocación quirúrgica de un catéter arterial no mostró efecto sobre los parámetros fisiológicos cuando se lo comparó con solución salina.7 La farmacocinética de meloxicam ha sido evaluada en iguanas verdes, sugiriendo una dosis de 0,2 mg/kg oral o IV c/24 hs basándose en la concentración plasmática de meloxicam20 y también ha sido evaluado en tortugas deslizadoras de orejas rojas21. Al considerar la seguridad, meloxicam no cambió los parámetros hematológicos ni bioquímicos en iguanas verdes que recibieron una dosis de 0,2 mg/kg IM durante 10 días.22

Carprofeno es algo menos selectivo para la COX-2 que meloxicam. En dragones barbados, carprofeno fue administrado a 2 mg/kg IM y aumentó la tolerancia a los estímulos eléctricos.10. Al considerar la seguridad, las iguanas verdes que recibieron carprofeno a 0,2 mg/kg IM durante 10 días mostraron un aumento en la ALT y la AST en comparación con aquellas que recibieron solución salina o meloxicam.

Ketoprofeno es un AINE inhibidor no selectivo de la COX. En dragones barbados, ketoprofeno administrado a 2 mg/kg IM aumentó la tolerancia a los estímulos eléctricos.10 La farmacocinética de ketoprofeno ha sido evaluada en iguanas verdes.23

Anestésicos localesEl bloqueo de los canales de iones con anestésicos locales evita la generación y la conducción del impulso y deben ser combinados con anestesia general cuando se usan en aves para reducir el estrés asociado con el manoseo. La lidocaína puede ser usada previo a la cirugía (dosis máxima recomendada ≤ 2,5 mg/kg, para evitar la intoxicación). Bupivacaína (2 mg/kg) en el sitio de incisión o como bloqueo en anillo puede proveer analgesia. Mepivacaína (1 mg/kg por sitio) fue usada para el bloqueo del nervio mandibular en cocodrilos, usando localizador de nervios.24 Lidocaína (4 mg/kg, al 2%), bupivacaína (1 mg/kg, al 0,5%) y morfina (0,1-0,2 mg/kg) fueron usadas para proveer analgesia espinal en tortugas deslizadoras de orejas rojas machos con más de 500 g.25

REFERENCIAS

CIRUGÍA DE TEJIDOS BLANDOS EN REPTILES

INSTRUMENTAL

Instrumental de microcirugíaPara los reptiles de tamaño medio y pequeños, se prefiere el uso de instrumental para microcirugía. Deben ser de un largo estándar (por lo general 12-15 cm), anillas redondeadas y puntas de trabajo pequeñas. La mayoría de los instrumentos de microcirugía están contrabalanceados y su forma se adapta a la escotadura que queda entre la base del pulgar y el dedo índice. Cuando se realiza la cirugía, la mano se apoya con firmeza sobre la camilla. Ambas manos están posicionadas de la misma forma que cuando escribimos y el instrumental es manejado sólo con los dedos. El instrumental más importante, además del instrumental quirúrgico estándar, incluye a las pinzas, tijeras y portaagujas para microcirugía. Se pueden agregar otros instrumentales como hemostáticas, pinzas vasculares y dem.as. Las pinzas de mano izquierda de DeBakey son pinzas vasculares atraumáticas que pueden ser usadas para el manejo de los tejidos delicados.

RadiocirugíaLa radiocirugía utiliza ondas de radio de alta frecuencia para hacer un corte con poco daño por calor a los tejidos adyacentes. El equipo Surgitron Dual Frequency 120 (Ellman International, Inc, Hewlett, NY, EE.UU.) emplea elementos de corte mono o bipolar con 4 MHz, manejado por pedal o botonera en mango, y con perillas de control para corte y coagulación. La masa es una placa con una antena y no tiene que estar en contacto con el paciente. Tiene aplicadores tanto mono como bipolares. Las agujas de corte monopolares son las usadas con mayor frecuencia para la disección mientras que las pinzas bipolares son usadas para el sellado de los vasos sanguíneos. La punta bipolar de Harrison tiene un brazo de la punta doblado a 45° y es usada para el corte de la piel de las aves. Las unidades radioquirúrgicas no deben ser usadas en presencia de alcohol y se las debe usar con cuidado cerca de papel y plástico, debido a que son materiales inflamables.

Magnificación e iluminaciónSe recomienda el uso de magnificación para el manejo de los tejidos pequeños y delicados en los pequeños reptiles. Las lupas quirúrgicas ideales deben ser cómodas, proveer un aumento de 3-5X, tener lentes con gran profundidad de campo para tener a más de un plano en foco, tener una distancia focal apropiada para la distancia de trabajo del cirujano minimizando así el estrés sobre el cuello y el dorso del cirujano (ergonómica) y permitirle al cirujano mirar alrededor de los lentes para realizar tareas que no precisen de magnificación. El equipo Surgitel (General Scientific Corporation, Inc. Ann Arbor, MI, EE.UU.) tiene lentes que cumplen con estos criterios. Se recomienda la iluminación con una fuente de luz focal. La luz montada sobre las lentes dirige la luz hacia donde el cirujano necesita mantener iluminado cuando la cabeza se mueve pero también se cuenta con luces focales separadas de la lupa.

Separadores para tejidos blandosLos separadores de tejidos blandos recomendados son los de tamaño más pequeño de separadores de Balfour y Gelpi para los pacientes más grandes mientras que para los más pequeños se usan los separadores aviares de Bennett y de Doolen (Sontect Instruments, Inc.).1 El separador Lone Star (Lone Star medical Propducts, Inc., Stafford, TX, EE.UU.) está disponible en varias configuraciones más allá del rectangular y es probable que sea el separador más versátil usado en cirugía aviar.

Clips vascularesLos clips hemostáticos, como Hemoclips (Hemoclips y Samuel Hemoclip Applier, RICA Surgical Products, inc), están hechos de metal (acero, titanio o tantalio) y tienen el mismo propósito que las ligaduras.1 Están disponibles en varios tamaños. Se aplican con rapidez y facilidad. Se recomienda que el largo del clip sea 2-3 veces el diámetro del vaso. También hay aplicadores de ángulo recto y son especialmente útiles para las colocaciones en profundidad en la cavidad corporal de los pacientes pequeños.

SuturasEn reptiles se usan suturas monofilamentos sintéticas de rápida absorción (por ej., Monocryl). Se realizó una evaluación histológica con catgut crómico, poligliconato (Maxon), poliglactina 910 (Vycril) y poliglecaprona (Monocryl) a los 7 días después de la determinación laparoscópica del sexo en tortugas bobas de mar (Caretta caretta).2 Los resultados indicaron que poliglecaprona y poligliconato causaron la menor reacción tisular entre los 4 tipos de sutura examinados. Estos materiales monofilamentos sintéticos absorbibles causaron una significativa menor formación de costra y de inflamación panicular que el catgut crómico y la poliglactina 910. En un estudio más reciente, se evaluó polidioxanona (PDS), PDS/Triclosan, polyglecaprona (Monocryl), Monocryl/Triclosan, poliglactina 910 (Vycril), catgut crómico, nylon monofilamento y acero quirúrgico) y el adhesivo tisular cianoacrilato en pitones reales (Python regius) durante un período de 90 días.3 Todos los materiales de sutura causaron inflamación crónica que fue significativamente más alta que el control negativo a los 90 días después de haber colocado las suturas. Ninguna sutura se absorbió por completo al final del período de estudio, sugiriendo que los tiempos de absorción son prolongados en comparación con lo observado en mamíferos. A pesar de los informes previos de que los reptiles pueden no ser capaces de desdoblar al catgut crómico, hubo evidencia histológica de fragmentación de estas suturas. Es interesante que también hubo evidencia de que antes de la absorción completo, la absorción prolongada puede conducir a la extrusión de la sutura. Se deben usar los materiales más finos posibles y en la menor cantidad posible, y hay que hacer un esfuerzo para minimizar el trauma tisular para disminuir el riesgo de infección de tejidos.

PREPARACIÓN DEL PACIENTELa piel se prepara con el material de limpieza rutinario, usando clorhexidina alternándola con solución salina. El uso de excesiva cantidad de agua, alcohol y clorhexidina puede conducir a una

hipotermia. Clorhexidina es el usado con más frecuencia debido a su actividad residual, tiene un amplio espectro de actividad, causa menos reacción cutánea y no es inactivado por el material orgánico. Se recomienda el uso de solución salina en lugar de alcohol debido a que se ha probado que es igualmente efectiva para prevenir la infección cuando se la alterna en su uso con la solución desinfectante y debido a que el alcohol aumenta la pérdida de calor.

La colocación de paños plásticos transparentes (Veterinary Transparent Surgical Drape, veterinary Specialty Products, Inc., Shawnee, KS, EE.UU.) permite que el paciente sea controlado más de cerca observando, por ejemplo, la frecuencia respiratoria y las características de la ventilación. Estos paños son colocados junto con los paños de tela alrededor del paciente y el paño más grande que cubre a toda la camilla de cirugía.

CIRUGÍA DE LA PIEL

Incisión y síntesis en pielLa incisión cutánea es mejor realizada entre las escamas siempre que sea posible. La sutura de piel es mejor realizarla con un patrón de sutura de inversión, como el punto en U horizontal o vertical.4 También se han aplicado agrafes cutáneos en reptiles, ya que son fuertes y causan la eversión de la piel, lo que permite que los bordes incididos sean mantenidos en aposición.4 La sutura de eversión deja un borde de la herida expuesto y se puede aplicar un vendaje liviano o un vendaje líquido. por lo general, los reptiles no se traumatizan las líneas de sutura. Los puntos son extraídos, por lo general, a las 4-6 semanas después de haber sido colocados.4

Eliminación de abscesos auralesSon más comunes en quelonios. El reptil es colocado en decúbito esternal, con la cabeza y el cuello extendidos. Se hace un colgajo incisional ventral semicircular, o una incisión circular en casos extremos, sobre el tímpano distendido.5 La piel es retraída con suavidad para permitir la introducción de una cureta alrededor del borde de material caseoso. La cavidad es lavada copiosamente con solución salina estéril. El sitio es dejado abierto y lavado a diario.5

CELIOTOMÍA

VíborasEl sitio quirúrgico preciso es determinado usando las referencias anatómicas,6 palpación e imágenes diagnósticas. La víbora es colocada en decúbito lateral. Se usa un marcador para marcar el sitio quirúrgico. En general, la incisión se hace entre la primera y segunda fila de escamas laterales. Esto asegura que las incisiones sean posicionadas lateralmente y queden fuera del piso cuando la víbora recuperada comience a moverse. La disección continúa a través de las capas musculares ingresando a la cavidad celómica entre las costillas y la musculatura ventral. Dicha cavidad es abordada después de la sección de varias capas de tejidos blandos y los cuerpos de

grasa muy extensos pueden dificultar la visualización. Como rutina se hace un cierre en dos capas; la síntesis de la capa muscular se hace con material absorbible usando puntos simples separados o continuos. La síntesis cutánea es como la rutinaria.

LagartosLa mayoría de los lagartos son colocados en decúbito dorsal pero en algunas especies con cuerpo comprimido lateralmente (por ej., los camaleones) puede ser mejor colocarlos en una posición lateral derecha o izquierda.5 La cabeza y el cuerpo son mantenidas y los miembros son asegurados con cintas.

Para un abordaje paramediano, la piel es incidida paralela pero lateral a la línea media ventral. Se incide la musculatura abdominal. La membrana celómica es muy delgada y es fácilmente rota usando hisopos. Se requiere tener cuidado para identificar una vejiga distendida y evitar la ruptura accidental en la entrada a la cavidad celómica. En los lagartos pequeños, no hay necesidad de suturar la membrana celómica o la delgada musculatura abdominal necesitando cerrar sólo la piel. El cierre de la celiotomía en los lagartos grandes se debe hacer en dos capas, cerrando la capa muscular con material absorbible con un patrón simple separado o continuo. El cierre de piel se hace en la forma acostumbrada. La ventaja de esta técnica es evitar la gran vena abdominal ventral media, la cual es la confluencia de las venas pélvicas bilaterales.5 Entre el borde craneal del pubis, extendiéndose aproximadamente un cuarto de distancia hacia el ombligo y craneal al xifoides no hay vena abdominal en línea media.4 La desventaja es que la incisión a través de la musculatura abdominal puede producir más molestia posquirúrgica.5

Para el abordaje por línea media se requiere hacer una incisión comenzando en la cicatriz umbilical y extenderla hacia craneal.5 Hacer una incisión cuidadosa a través de la piel y de la línea blanca subyacente para revelar la vena abdominal, la que debe ser preservada y movilizada suavemente hacia lateral. Si la vena abdominal es cortada y ligada, la sangre será redirigida en retroceso a través de las venas pélvicas hacia las venas renales bilaterales y así dirigirse hacia la vena cava. Para el cierre de la línea blanca se usa material absorbible con puntos simples separados o continuos. La síntesis cutánea se hace de la forma acostumbrada. Las ventajas de esta técnica incluyen la misma accesibilidad a ambos lados de la cavidad celómica y menos trauma muscular; sin embargo, se requiere una mayor habilidad quirúrgica para preservar la vena abdominal.5 La vejiga urinaria (si está presente), el color y los cuerpos de grasa pueden obstruir la visualización de otras vísceras y se requiere una suave manipulación y separación usando hisopos de algodón.5

Para un abordaje lateral, en las especies con cuerpo comprimido lateralmente (por ej., camaleones), se hace una incisión cutánea paralelo a las costillas. Se inciden los músculos intercostales y, si fuese necesario, se seccionan una o dos costillas. La síntesis se hace en la forma acostumbrada.

QueloniosDependiendo de la especie y del órgano de interés, los dos principales abordajes son el transplastron y el premeforal. La celiotomía transplastron provee un acceso completo a la cavidad celómica (tracto gastrointestinal, tracto reproductor, vejiga). El quelonio se coloca en decúbito dorsal; se planifican cuatro incisiones (dos laterales, una craneal y una caudal) sobre el plastrón, considerando el grado de acceso requerido, la posición del corazón, la posición de las dos venas abdominales paralelas y la presencia de las uniones del plastrón. La hoja de la sierra es angulada hacia adentro en cada corte. Después de la osteotomía, la parte de hueso es elevada desde la musculatura subyacente, usando el mango del bisturí o más apropiadamente un elevador perióstico. Una vez que el hueso es reflejado y se visualiza la musculatura abdominal, se identifican las dos grandes venas abdominales, una a cada lado de la línea media. Hay que evitar dañar a estos senos venosos; sin embargo, si es necesario, pueden ser ligados.4 Hay que realizar una incisión en línea media ventral a través de la membrana celómica fácilmente distensible, para permitir el acceso a la cavidad celómica. La línea media ventral debe ser cerrada con un patrón simple continuo usando material absorbible. El colgajo de hueso es cuidadosamente limpiado y vuelto a colocar en el sitio de osteotomía. El colgajo es sellado en posición usando una resina epoxi impermeable al agua y de rápido secado. Colocar cera ósea en el sitio de incisión para evitar que el epoxi ingrese en la cavidad celómica.4

Celiotomía prefemoral: provee un acceso limitado al celoma (por ej., tracto reproductivo, vejiga). El quelonio es colocado en decúbito lateral o láterodorsal, el miembro pélvico es asegurado hacia caudal, para exponer la fosa prefemoral. Se hace una incisión craneocaudal en el medio de la fosa. Se usa disección roma hacia craneal del sartorio y ventral a los músculos ilíacos para revelar la aponeurosis celómica de los músculos transverso y oblicuo abdominal.5 Esta aponeurosis celómica es fibrosa y se puede requerir hacer algo de fuerza para incidirla. El cierre se hace en la forma acostumbrada.

CIRUGÍA DEL APARATO GASTROINTESTINAL

Esofagostomía por sondaMás común en los quelonios, pero también se hace en los lagartos. La sonda para esofagostomía debe ser medida previo a la colocación. Hay que medir y marcar el largo de la misma, desde la superficie lateral del cuello hasta el sector medio del cuerpo en los quelonios.7 Para evitar una incisión accidental de una arteria o vena, se puede usar una pinza hemostática como protección. La hemostática es introducida a través de la cavidad oral y hacia el esófago, y desplazada hacia lateral. Se hace una pequeña incisión a través de la piel y el esófago con una hoja de bisturí Nro15. Se pasa la hemostática a través de la incisión de forma que pueda agarrarse la sonda con sus puntas. La hemostática y la sonda son llevadas hacia la cavidad oral. La sonda es retirada hasta la marca. Una vez hecho ésto, la sonda es redirigida hacia el esófago hasta llegar al interior del estómago.7 La sonda es suturada a la piel, a nivel de la incisión, con material no absorbible, con un nudo en zapato chino, y la sonda es asegurada con cinta adhesiva o cianoacrilato.

Gastrotomía/EnterotomíaLa extracción de cuerpos extraños, trauma y neoplasias puede requerir la realización de una gastrotomía o de una enterotomía. En los reptiles, se siguen los mismos principios que para la cirugía gastrointestinal de los pequeños animales. Si se realiza una resección-anastomosis intestinal se recomienda el uso de una sutura monofilamento absorbible 6-0 a 10-0 con aguja atraumática montada de un cuarto de círculo Por lo general se requieren 6 a 8 puntos simples separados para hacer una anastomosis término-terminal.

Reparación de un prolapso de cloacaLos prolapsos menores son reducidos y mantenidos en posición con puntos simples separados o puntos en U horizontal a ambos lados de la cloaca mientras se trata la causa subyacente. Los prolapsos más grandes o recurrentes pueden requerir una cloacopexia. Se realiza una celiotomía por línea media ventral y se identifica la cloaca. Esta es suturada atravesando todo su espesor o parte del él a incisiones creadas en la serosa en la línea media ventral del cuerpo. Para la primera técnica, la sutura pasa a través de uno de los lados de la pared corporal, a través de todo el espesor de la pared de la cloaca y luego a través del otro lado de la pared corporal, realizando así un punto simple separado. Para la segunda técnica, se crean incisiones en la superficie serosa a ambos lados de la pared corporal y en la cloaca, a nivel paramediano (a 5-10 mm de la línea media). Se pasa 3-4 puntos entre las dos incisiones de cada lado, abarcando la serosa y la superficie subserosa. En los casos de grave necrosis cloacal y colónica, es esencial realizar una resección y anastomosis término-terminal.5

CIRUGÍA DEL TRACTO RESPIRATORIO

Resección y anastomosis traquealLas neoplasias (condromas) pueden conducir a una estenosis traqueal en las pitones reales.8,9 El segmento afectado de la tráquea puede ser resecado. La tráquea es abordada según lo descrito para la celiotomía en las víboras, basándose en la localización radiográfica de la lesión. Las víboras no tienen un nervio laríngeo recurrente, como el visto en los mamíferos.4 La tráquea es seccionada circunferencialmente, a un anillo traqueal hacia craneal y caudal al segmento afectado, usando una hoja de bisturí Nro 11. Los extremos traqueales son afrontados por medio de puntos simples separados precolocados, de PDS 4-0 a 6-0 montado en aguja de corte circular. Los puntos son ajustados individualmente para afrontar los extremos traqueales. Se colocan puntos aliviadores de tensión, si fuese necesario, en las caras laterales y ventral de la tráquea, rodeando cada uno al cartílago traqueal proximal y distal al sitio de la anastomosis. Los nudos de todos los puntos son extraluminales. Las víboras tienen anillos traqueales con forma de C y hay que tener cuidado para no dañar a la membrana dorsal cuando se manipulan esta estructura.4 El cierre del sitio quirúrgico se hace en la forma acostumbrada.

CIRUGÍA DEL APARATO REPRODUCTOR

OvariectomíaEn los lagartos que no están reproductivamente activos, los ovarios son, por lo general, pequeños. Están localizados adyacente a las venas renales y a las glándulas adrenales, en el área media-caudal del celoma. La extracción de los ovarios puede ser segura cuando se la realiza con el uso de clips vasculares colocados a lo largo del mesovario para ligar los pequeños vasos antes de liberar a la gónada. No es necesario extraer los oviductos si éstos son normales.5 En el caso de ovoestasis preovulatoria, los ovarios activos están considerablemente agrandados y se los visualiza de inmediato una vez ingresado a la cavidad celómica del lagarto pareciéndose a racimos de uvas naranja-amarillento. Cada ovario es elevado para exponer el ligamento suspensorio, el cual contiene 3-8 vasos que partes desde la aorta y las venas renales. Se usan hemoclips o material de sutura para ligar a estos vasos antes de liberar a los ovarios. Por lo general, los oviductos son pequeños e involucionados y no necesitan ser extraídos, a menos que estén enfermos.5

En los quelonios se realiza como parte de la cirugía por distocia, para evitar futuros apareamientos; se requiere un abordaje transplastrón o una celiotomía prefemoral bilateral. Los ovarios de los quelonios se originan junto a la cara ventrolateral de los riñones pero en las hembras maduras son grandes y se extienden en todo el celoma central. El mesovario es extenso y se requiere gran cuidado para asegurarse de que se está aislando todo el ovario antes de aplicar los clips vasculares y extraer el ovario.5

En las víboras, la incisión se extiende en un 20-25% del largo entre el hocico y la cloaca para exponer a ambos ovarios.5

Salpingotomía/salpingectomíaEn el caso de retención de huevos posovulatorio o distocia, están los delgados oviductos llenos de huevos o fetos que se visualizan de inmediato una vez ingresado en la cavidad celómica de los lagartos o las víboras. Se pueden hacer múltiples incisiones en el oviducto (salpingotomía) para extraer a los huevos o fetos, en un esfuerzo por mantener la futura capacidad reproductiva.5

En la mayoría de los lagartos se recomienda realizar la ovariosalpingectomía bilateral. Los numerosos y grandes vasos que irrigan a cada oviducto deben ser ligados con material de sutura o clips vasculares. Estos últimos o el láser reducen mucho el tiempo quirúrgico y, a menudo, se pueden pinzar varios vasos con un solo clip. Los oviductos son ligados junto a su inserción en la cloaca, usando una ligadura circunferencial por transfixión, y luego extraídos.

En las víboras, el largo de los oviductos tiende a ir contra la salpingectomía. En su lugar se prefiere la realización de una o múltiples celiotomías y salpingotomìas haciendo un esfuerzo por manipular los huevos más craneales y caudales para sacarlos por la misma incisión.5

Los oviductos de los quelonios son más gruesos que los de los lagartos y las víboras. A menudo, el cirujano tiene la opción viable de realizar múltiples salpingotomías y preservar el estado reproductivo del animal o efectuar una ovariosalpingectomía uni o bilateral.5

OrquiectomíaMás común en lagartos, poco frecuente en víboras y muy difícil en quelonios. En lagartos, los testículos se localizan, por lo general, adyacente a las venas renales dorsales y a las glándulas adrenales, en el sector medio-caudal del celoma. Los testículos están suspendidos por un corto mesorquio desde la pared corporal dorsal, dentro del cual se ubican la arteria y las venas testiculares. La glándula adrenal izquierda se ubica entre el testículo izquierdo y la vena renal y se debe tener cuidado para identificar y preservar la glándula durante la orquiectomía. La adrenal derecha está debajo de la vena renal y, por lo tanto, hay menos probabilidades de que sea dañada.4 El testículo es retraído con la ayuda de un punto de tracción a través de la cápsula. El testículo es suavemente retraído hacia ventral y se aplica una pinza hemostática o un clip vascular en la base de uno de los testículos. La pinza o el clip deben ser aplicados paralelos a la columna vertebral, para evitar atrapar a la vena renal. Si es posible, se aplica un segundo clip justo ventral al primero. Un clip se aplica en dirección craneocaudal y el segundo en dirección caudocraneal, para así incorporar a todo el paquete vascular. La base del testículo es incidida entre la hemostática o el clip y el clip aplicado ventralmente, usando una hoja de bisturí. Si hay tejido testicular remanente que protruye a través del clip hemostático, debe ser extraído o ablacionado con electrocauterio o láser. El tejido testicular residual puede conducir a la formación de una hiperplasia tisular y producir hormonas reproductivas. Antes de cerrar la cavidad celómica, hay que controlar los pedículos vasculares en busca de hemorragia residual.

PenectomíaEl prolapso crónico del pene (en quelonios o cocodrilos) o hemipenes (víboras, lagartos) puede requerir la amputación. El órgano copulatorio de los reptiles no contiene una uretra y, por lo tanto, se puede colocar una ligadura circunferencial o por transfixión. En los pequeños reptiles, el pene o el hemipene son atravesados con material de sutura absorbible 3-0 a 5-0, proximal al tejido afectado, y luego es suturado con un patrón de transfixión. El pene o hemipene es seccionado distal a esta ligadura y el muñón es reintroducido en la cloaca o el saco del hemipene. En los reptiles de mayor tamaño, después de la sección de los tejidos blandos, se puede hacer una sutura continua para aproximar la mucosa.

CIRUGÍA DEL APARATO MUSCULOESQUELÉTICO

Amputación de la colaEn los lagartos que hacen autotomía, la amputación de la cola puede ser realizada con más facilidad simplemente rompiendo y retorciendo la cola a través de un plano de fractura de una vértebra coccígea.5. las bandas musculares son recortadas y se aplica un antiséptico local sobre la herida abierta. Aún cuando la autotomía sea un fenómeno natural, es obligatorio anestesiar al

animal y hacer una preparación aséptica de la zona.5 Este autor cree que la autotomía quirúrgica es el mejor método de amputación y es requerido en las colas que no se prestan a sí mismas a la autotomía (por ej., amputación proximal en los grandes lagartos maduros). La cola es amputada en forma de cuña, con los colgajos de la cuña a cada lado de las vértebras coccígeas cerrándose en sentido lateral (por afrontamiento anatómico casi normal).4 Las amputaciones pueden volver a desarrollar parte de la cola.4

Colocación de un transmisorLas víboras son medidas desde la punta de la nariz hasta la cloaca. El sitio quirúrgico es aproximadamente tres cuartos de esta distancia desde la nariz. Esto coloca al transmisor justo por delante de las gónadas pero detrás de los sacos aereos. Se hace una incisión cutánea de 4-5 cm entre la segunda y la tercera fila de escamas dorsal al escudo ventral. La capa muscular es incidida cauda a una costilla o se usa una hemostática para hacer un ingreso punzante a la cavidad corporal entre dos costillas. La costilla es tomada en el extremo craneal de la incisión. El transmisor es empujado hacia adentro de la incisión, por debajo de la costilla y hacia dentro del celoma, con la antena protruyendo a través de la incisión y corriendo hacia craneal. Se introduce un tuboi pipeta de 24 cm por debajo de la piel, desde la incisión hacia craneal. La antena es pasada a través de esta pipeta. Se hace una pequeña incisión sobre el extremo craneal de la pipeta del tamaño suficiente como para a través del cual extraer la pipeta. Se extrae la pipeta a través de esta pequeña incisión y la antena debe permanecer en el espacio subcutáneo. La pequeña incisión es cerrada con una gota de pegamento quirúrgico. La incisión celómica es cerrada en dos capas. El estrato muscular es suturado con un patrón continuo usando material absorbible 3-0 a 4-0 e incorporan a la costilla para hacer más fuerte el cierre. La piel es suturada usando un patrón de eversión y con el mismo material de sutura que el empleado en el estrato muscular.

REFERENCIAS