biblio.ugent.be 

 

The UGent Institutional Repository is the electronic archiving and dissemination platform for all 

UGent research publications. Ghent University has implemented a mandate stipulating that all 

academic publications of UGent researchers should be deposited and archived in this repository. 

Except for items where current copyright restrictions apply, these papers are available in Open 

Access. 

 

This item is the archived peer‐reviewed author‐version of: A comparative study between 

melt granulation/compression and hot melt extrusion/injection molding for the 

manufacturing of oral sustained release thermopolastic polyurethane matrices  

Authors: Verstraete G., Mertens P., Grymonpré W., Van Bockstal P.J., De Beer T., Boone 

M.N., Van Hoorebeke L., Remon J.P., Vervaet C.    

In: International Journal of Pharmaceutics 2016, 513(1‐2): 602‐611 

 

To refer to or to cite this work, please use the citation to the published version: 

Verstraete G., Mertens P., Grymonpré W., Van Bockstal P.J., De Beer T., Boone M.N., Van 

Hoorebeke L., Remon J.P., Vervaet C. (2016) 

A comparative study between melt granulation/compression and hot melt 

extrusion/injection molding for the manufacturing of oral sustained release thermopolastic 

polyurethane matrices. International Journal of Pharmaceutics 513 602‐611 DOI: 

10.1016/j.ijpharm.2016.09.072

 

 

1

A COMPARATIVE STUDY BETWEEN MELT GRANULATION/COMPRESSION AND HOT MELT 1

EXTRUSION/INJECTION  MOLDING  FOR  THE  MANUFACTURING  OF  ORAL  SUSTAINED 2

RELEASE THERMOPLASTIC POLYURETHANE MATRICES 3

 4

G. Verstraete1, P. Mertens1, W. Grymonpré1, P. J. Van Bockstal2, T. De Beer2, M. N. Boone3, L. 5

Van Hoorebeke3, J. P. Remon1, C. Vervaet1 6

 7

1 Laboratory of Pharmaceutical Technology, Ghent University, Ghent, Belgium 8

2 Laboratory of Pharmaceutical Process Analytical Technology, Ghent University, Ghent, 9

Belgium 10

3 Radiation Physics – Centre for X‐ray Tomography, Dept. Physics and Astronomy, Ghent 11

University, Ghent, Belgium   12

 13

 14

 15

 16

 17

 18

 19

 20

Corresponding author: 21 22C. Vervaet 23 24Ghent University 25 26Laboratory of Pharmaceutical Technology 27 28Ottergemsesteenweg 460 29 309000 Ghent (Belgium) 31 32Tel.: +32 9 264 80 54 33 34Fax: +32 9 222 82 36 35 36E‐mail: Chris.Vervaet@Ugent.be 37

2

Abstract 38 39During this project 3 techniques (twin screw melt granulation/compression (TSMG), hot melt 40

extrusion  (HME)  and  injection  molding  (IM))  were  evaluated  for  the  manufacturing  of 41

thermoplastic polyurethane  (TPU)‐based oral sustained  release matrices, containing a high 42

dose of the highly soluble metformin hydrochloride.  43

Whereas  formulations  with  a  drug  load  between  0‐70%  (w/w)  could  be  processed  via 44

HME/(IM), the drug content of granules prepared via melt granulation could only be varied 45

between 85‐90% (w/w) as these formulations contained the proper concentration of binder 46

(i.e. TPU) to obtain a good size distribution of the granules. While release from HME matrices 47

and IM tablets could be sustained over 24h, release from the TPU‐based TSMG tablets was 48

too fast (complete release within about 6h) linked to their higher drug load and porosity. By 49

mixing hydrophilic and hydrophobic TPUs the  in vitro release kinetics of both  formulations 50

could be adjusted: a higher content of hydrophobic TPU was correlated with a slower release 51

rate. Although mini‐matrices showed faster release kinetics than IM tablets, this observation 52

was  successfully  countered  by  changing  the  hydrophobic/hydrophilic  TPU  ratio.  In  vivo 53

experiments  via  oral  administration  to  dogs  confirmed  the  versatile  potential  of  the  TPU 54

platform  as  intermediate‐strong  and  low‐intermediate  sustained  characteristics  were 55

obtained for the IM tablets and HME mini‐matrices, respectively.  56

 57

 58

 59

 60

 61

 62

 63

 64

 65

 66

 67

Keywords: hot melt extrusion, twin screw melt granulation, matrices, high drug load, 68

sustained release, thermoplastic polyurethanes, metformin hydrochloride 69

70

3

1  INTRODUCTION 71 72Conventional  polymers  used  for  hot  melt  extrusion  (HME)  of  sustained  release  matrix 73

formulations  often  deal with  processing  (i.e.  high  torque  values)  and burst‐release  issues 74

when using high drug loads. 12 Claeys et al. already showed the suitability of hydrophobic 75

thermoplastic polyurethanes (TPUs) for the production of sustained release tablets using HME 76

in combination with  injection molding  (IM).  3 Those TPU‐based dosage  forms allowed  to 77

sustain drug release even at high drug loads (up to 70%, w/w) and release kinetics could be 78

modified by adding release modifiers. 45 Recently, hydrophilic TPUs were investigated by 79

Verstraete et al. to ensure a complete drug release of drugs with different physicochemical 80

properties, without using release modifiers. The in vitro drug release from the TPU matrices 81

depended on the chemical composition of the hydrophilic polyurethane grades, providing a 82

versatile system to adjust the drug release of different types of drugs. 6   83

Metformin.HCl  is  recommended  by  the  International Diabetes  Federation  in  the  first‐line 84

treatment of diabetes mellitus (type II) as it decreases the basal hepatic glucose production 85

and enhances the sensitivity for  insulin  in the body, resulting  in  lower blood glucose  levels 86

without  risk  for hypoglycaemia.  789  The  aim of  this  study was  to  compare different 87

techniques  for  the manufacturing  of  high  drug  loaded  TPU‐based  oral  sustained  release 88

matrices. The oral antihyperglycemic drug is known for its high and frequently dosage, high 89

water solubility and narrow absorption range (i.e. mainly upper part of gastro‐intestinal tract). 90

Therefore, this API should put the versatility of the TPU polymer platform to the test for both 91

processing  techniques.  1011  The development of  a  sustained  release  formulation  that 92

maintains drug plasma levels for 10‐16h will limit plasma concentration fluctuations and thus 93

reduce  side‐effects.  Furthermore,  once‐daily  intake  should  improve  patient  compliance. 94

121314 95

IM tablets, TSMG tablets and HME mini‐matrices having different polymer compositions were 96

manufactured  and  characterized.  The  influence  of  formulation  strategy/geometry  and 97

polymer  composition  on  the  in  vitro  release  kinetics  was  evaluated.  As  co‐ingestion  of 98

alcoholic beverages with sustained release matrices can result in dose dumping, the influence 99

of ethanol was evaluated on the in vitro drug release. Finally, in vivo performance of the most 100

promising  oral  sustained  release  dosage  forms  was  investigated  and  compared  to  a 101

commercially available reference formulation.   102

4

2  EXPERIMENTAL SECTION  103 104

2.1  Materials 105

The hydrophobic TPU grade TecoflexTM EG72D and the hydrophilic TPU grades TecophilicTM 106

SP60D60, SP93A100 and TG2000 were obtained from Merquinsa (a Lubrizol Company, Ohio, 107

USA). As shown in Fig. 1, the hard segment (HS) of the hydrophobic and hydrophilic TPUs is a 108

combination of hexamethylene diisocyanate (HMDI) and 1,4‐butanediol (i.e. chain extender). 109

Although the hydrophobic and hydrophilic TPUs have a similar hard segment, the chemical 110

composition of  the soft segment  (SS)  is different. The soft segment of TecophilicTM  is PEO 111

(polyethylene oxide), while  the  soft  segment of  TecoflexTM  is polytetrahydrofuran  (pTHF). 112

4615 Metformin.HCl was purchased from Fagron (Waregem, Belgium).  113

 114

2.2  Preparation of formulations 115

2.2.1  Hot‐melt extruded mini‐matrices  116

Hot melt extrusion (HME) was performed on a mixture of TPUs and metformin hydrochloride 117

(60% drug load, w/w, in all cases). Physical mixtures were extruded using a co‐rotating twin‐118

screw extruder (Haake MiniLab II Micro Compounder, Thermo Electron, Karlsruhe, Germany), 119

operating  at  a  screw  speed  of  100rpm.  Extrusion  temperature  was  set  at  100°C  for 120

formulations containing TG2000. For formulations based on (a mixture of) TecoflexTM EG72D, 121

TecophilicTM  SP60D60  and  TecophilicTM  SP93A100,  the  extrusion  temperature was  set  at 122

160°C. After HME, the extrudates were immediately processed  into mini‐matrices (3.5mm 123

height; 3mm diameter) via manual cutting (using a surgical blade).  124

 125

2.2.2  Injection molded tablets  126

After hot melt extrusion (using the same settings as described above), the extrudates were 127

also processed via injection molding into tablets with a diameter and height of approximately 128

9  and  4mm,  respectively.  IM  experiments were performed using  a Haake MiniJet  System 129

(Thermo Electron, Karlsruhe, Germany) at a temperature equal to the extrusion temperature. 130

During  the  IM process  an  injection pressure of  800bar  (10s)  forced  the material  into  the 131

mould. A post‐pressure of 400bar (5s) avoided expansion by relaxation of the polymer. 132

5

2.2.3  Twin screw melt granulation tablets  133

Twin  screw  melt  granulation  (TSMG)  experiments  were  performed  using  a  co‐rotating 134

intermeshing twin‐screw granulator (Prism Eurolab 16) (Thermo Fisher Scientific, Karlsruhe, 135

Germany) with a barrel length of 25 L/D, where L is the axial screw length of the machine and 136

D  is  the  inner  bore  diameter  corresponding  to  one  of  the  screws.  The  screw  design was 137

identical for all experiments with two kneading zones  in the third and fifth segment which 138

consisted of 6 kneading discs at a 60° stagger angle in forward direction. To evaluate the effect 139

of  drug  load,  physical mixtures  of metformin  hydrochloride  and  TecoflexTM  EG72D  (API 140

concentration was varied from 60 to 85% (w/w)) were fed into the screws of the granulator 141

using a DD Flex wall 18 gravimetric feeder (Brabender Technologie, Germany), which was set 142

in the gravimetric feeding mode. Throughput and screw speed were kept constant at 0.7kg/h 143

and 200rpm, respectively. The barrel was divided into 6 zones. Segment 6, which is located at 144

the end of the barrel, had a lower temperature of 40°C during all runs in order to cool down 145

the granules and avoid sticking of the granules when leaving the granulator. In all other zones 146

the  temperature  was  constant  at  140°C.  Granule  samples  were  collected  after  melt 147

granulation  of  each  metformin  hydrochloride/TPU  mixture.  Each  sample  collection  was 148

started after 15min of equilibration time, which  is the time needed to reach a steady state 149

process (i.e. stable torque and barrel wall temperature which were initially unstable due to 150

layering of  the screws and  the screw chamber walls with material). Sample collection was 151

executed until 500g of sample was collected.  152

After TSMG, granules were sieved for 10min at an amplitude of 2mm using a vibrating sieve 153

tower  (Retsch  VE  1000, Haan, Germany). Granules with  a  particle  size  between  250  and 154

1000m were used for tableting. Before every compression experiment, granules with a mass 155

corresponding to 250mg metformin.HCl were weighed and manually poured into the die. All 156

samples were  tableted using a manual single punch eccentric  tablet machine  (Korsch EK0, 157

Erweka, Heusenstamm, Germany) with 10mm diameter circular punches (flat faced). For all 158

tableting experiments, a constant compaction pressure of 130MPa was used. 159

To investigate the influence of TPU binder concentration on the tablet properties (i.e. porosity 160

and disintegration  time) and compaction behavior  (i.e. elastic  recovery), all TSMG batches 161

(sieve fraction 800‐850m) were tableted using a rotary tablet press (MODUL P, GEA Pharma 162

Systems, Courtoy, Halle, Belgium) equipped with  a  round  concave  (radius: 24mm) Euro B 163

punch of 10mm diameter at a tableting speed of 5rpm. All tablets (250 ± 5mg) were prepared 164

6

using a compaction pressure ranging from 65 to 260MPa, without pre‐compression. All tablets 165

were  characterized  for  tablet  mass  and  dimensions  (immediately,  24h  and  7days  post‐166

ejection). After 7days, all tablets were subjected to USP disintegration testing.  167

 168

2.3  Characterization of TSMG granules 169

2.3.1  Particle size distribution 170

Sieve analysis was performed using a Retsch VE 1000 sieve shaker (Haan, Germany). Granules 171

were placed on the shaker during 5min at an amplitude of 2mm using a series of sieves (75, 172

150, 250, 500, 800, 1000 and 2000m). The amount of granules retained on each sieve was 173

determined.  The  amount  of  fines  and  oversized  granules  were  defined  as  the  fractions 174

<250m  and  >1000m.  The  yield  of  the  granulation  process was  defined  as  the  fraction 175

between 250 and 1000m.  176

 177

2.3.2   Friability  178

A  friabilator  (PTF  E  Pharma  Test, Hainburg, Germany) was  used  to  determine  the  TSMG 179

granule  friability  (n=3) at a speed of 25rpm  for 10min, by subjecting 10g  (Iwt) of granules 180

together with 200 glass beads (4mm mean diameter) to falling shocks. Prior to determination, 181

the  granule  fractions  <250m  and  >1000m were  removed  to  assure  the  same  starting 182

conditions. Afterwards, the glass beads were removed and the weight retained on a 250m 183

sieve (Fwt) was determined. The friability was calculated as described by equation 1: 184

%–

100 1  185

 186

2.4  Characterization of HME mini‐matrices, IM tablets and TSMG tablets 187

2.4.1  Thermal analysis 188

Metformin crystallinity was evaluated using differential scanning calorimetry. A DSC Q2000 189

(TA  Instruments,  Leatherhead, UK) with  a  refrigerated  cooling  system  (RCS) was  used  to 190

determine  melting  point  (Tm)  and  melting  enthalpy  (ΔH)  of  pure  components,  physical 191

mixtures, mini‐matrices,  IM tablets and TSMG tablets. All physical mixtures and TPU‐based 192

formulations (sample mass 7‐15mg) were analysed using Tzero pans (TA instruments, Zellik, 193

Belgium) at a heating rate of 10°C/min. The DSC cell was purged using dry nitrogen at a flow 194

rate of 50mL/min. One single heating run  from 20 to 250°C was performed to analyse the 195

7

thermal  characteristics  (Tm  and melting enthalpy) of pure  components, physical mixtures, 196

mini‐matrices and IM tablets.  197

 198

2.4.2  Fourier‐transform infrared spectroscopy 199

Attenuated  total  reflection  Fourier‐transform  infrared  (ATR  FT‐IR)  measurements  were 200

performed to detect possible hydrogen bonds between API and polymer. Spectra (n=5) were 201

collected of pure substances, physical mixtures and final formulations using a Nicolet iS5 ATR 202

FT‐IR spectrometer  (Thermo Fisher Scientific). Each spectrum was collected  in  the 4000  to 203

550cm‐1  range with a  resolution of 4cm‐1 and averaged over 64  scans. FT‐IR  spectral data 204

analysis was  done  using  SIMCA  P+  v.12.0.1  (Umetrics, Umeå,  Sweden). Different  spectral 205

ranges were  evaluated  via  principal  component  analysis.  All  collected  FT‐IR  spectra were 206

preprocessed using standard normal variation (SNV).  207

 208

2.4.3  Raman spectroscopy 209

The  distribution  of  the  drugs  in  the  different  formulations  was  evaluated  by  Raman 210

microscopic mapping using a Raman Rxn1 Microprobe (Kaiser Optical System, Ann Arbor, MI, 211

USA) equipped with an  Invictus NIR diode  (wavelength 785nm;  laser power 400mW). Two 212

areas  (one  surface  and  one  cross  section) were  scanned  by  a  10x  long working  distance 213

objective lens (spot size 50m) in mapping mode using an exposure time of 4s and a step size 214

of 50m in both the x (18points) and y (13points) direction (=234 spectra or 850 x 600m per 215

mapping segment). Data collection and data transfer were automated using HoloGRAMSTM 216

data  collection  software  (version  2.3.5,  Kaiser Optical  Systems), HoloMAP™  data  analysis 217

software  (version  2.3.5,  Kaiser  Optical  Systems)  and Matlab  software  (MATLAB  8.6,  The 218

MathWorks, Natick, USA). Each map was analysed using multivariate curve resolution (MCR) 219

to evaluate the homogeneous drug distribution in the matrices. Therefore, for each map all 220

234  spectra  were  introduced  in  a  data  matrix.  Since  each  sample  consisted  of  two 221

components, 2‐factor MCR was applied. Additionally, both a spectrum of pure drug and TPU 222

were added to this data matrix. The spectral range was narrowed to 800‐1500 cm‐1 since clear 223

spectral differences between drug and polymer could be observed in this spectral range. Prior 224

to  MCR,  all  spectra  were  baseline  corrected  using  Pearson’s  method  and  normalized, 225

obtaining data matrix D containing  the pre‐processed spectra. MCR aims  to obtain a clear 226

description of the individual contribution of each pure component in the area from the overall 227

8

measured variation in D. Hence, all collected spectra in the area are considered as the result 228

of  the additive  contribution of all pure  components  involved  in  the area. Therefore, MCR 229

decomposes D into the contributions linked to each of the pure components in the system, 230

described by the equation 2: 231

D = CS + E   (2) 232

where C and S represent the concentration profiles and spectra, respectively. E  is the error 233

matrix, which  is  the  residual  variation  of  the  dataset  that  is  not  related  to  any  chemical 234

contribution. Next, the working procedure of the resolution method started with the  initial 235

estimation of C and S and continued by optimizing iteratively the concentration and response 236

profiles using the available information about the system. The introduction of this information 237

was carried out through the implementation of constraints. Constraints are mathematical or 238

chemical  properties  systematically  fulfilled  by  the whole  system  or  by  some  of  its  pure 239

contributions. The constraint used for this study was the default assumption of non‐negativity; 240

that is, the data were decomposed as non‐negative concentration time non‐negative spectra. 241

 242

2.4.4  Axial recovery 243

Axial recovery of the TSMG tablets was calculated immediately, 1 day and 7 days after ejection 244

via the Armstrong and Haines‐Nutt equation (equation 3): 245

%–

100 3  246

where Ta denotes the tablet height after ejection (immediate, after 1 day or after 7 days in 247

mm)  and  Tid  the  tablet  height  under maximum  compression  force  (mm).  [16]  [17]  The 248

dimensions of 3 tablets, manufactured at equal conditions, were used to calculate the axial 249

elastic recovery of each formulation at 3 compaction pressures. 250

 251

2.4.5  Tablet porosity 252

2.4.5.1 Helium pycnometry 253

The porosity of the tablets (n=3) was calculated using equation 4: 254

% 1–

100 4  255

where  app and  true denote the apparent and true density (g/mL), respectively. Apparent 256

density was calculated by diving the tablet mass by the volume of the tablet, while the true 257

density of all powders was measured using helium pycnometry (AccuPyc 1330, Micrometrics, 258

9

Norcross, USA) at an equilibration rate of 0.0050 psig/min with the number of purges set to 259

10. [17] 260

 261

2.4.5.2 X‐ray tomography 262

The porosity of one IM tablet and one TSMG tablet was investigated using high‐resolution X‐263

ray  computed  tomography  (custom‐designed  µCT  setup HECTOR  of  the Ghent University 264

Centre for X‐ray Tomography (UGCT)). [18] A voxel size of 5.5 x 5.5 x 5.5µm³ was used, which 265

is well within the specification of the focal spot size. At this magnification, the tablets were 266

completely inside the field‐of‐view using a 2048x2048 pixels detector.  267

The  µCT  data  was  reconstructed  using  Octopus  Reconstruction  [19]  and  analysed  using 268

Octopus Analysis (both Inside Matters, Ghent, Belgium). [20] To remove phase‐contrast edge 269

enhancement  artefacts  and  improve  the  contrast‐to‐noise  ratio,  a  single‐image  phase 270

retrieval  filter was  applied.  [21][22]  The  same workflow was  used  for  all  tablets,  hence 271

resulting  porosities  can  be  compared  (but  it must  be  noted  that  absolute  values  depend 272

strongly  on  grey  value  threshold).  Besides  the  contrast  between  sample  and  air,  a  clear 273

contrast between the polymer matrix and active product can be observed, as theoretically 274

predicted using the NIST XCOM database. [23] 275

 276

2.5  Dissolution experiments 277

The  in  vitro  release  experiments  were  based  on  the  USP  guidelines  for  metformin 278

hydrochloride sustained release tablets. Drug release from the injection molded tablets, mini‐279

matrices and TSMG tablets was determined using the paddle method on a VK 7010 dissolution 280

system (VanKel Industries, New Jersey, USA) with a speed of 100rpm. Simulated intestinal fluid 281

(SIF, pH 6.8), simulated gastric fluid (SGF, pH 1.2) and SGF + ethanol (20%, V/V) were used as 282

dissolution media (900mL) at 37±0.5°C, without the addition of enzymes. 24 Samples were 283

withdrawn  at  predetermined  time  points  (0.5;  1;  2;  4;  6;  8;  12;  16;  20  and  24h)  and 284

spectrophotometrically  (UV‐1650PC,  Shimadzu  Benelux,  Antwerp,  Belgium)  analysed  at  a 285

wavelength of 232nm.  286

 287

After 12h dissolution experiments, all IM tablets were lyophilized in a Lyobeta 25TM laboratory 288

scale  freeze‐dryer  (Telstar,  Terrassa,  Spain)  to  prepare  them  for  X‐ray  tomography 289

experiments. The 60% (w/w) drug loaded TSMG tablets were not subjected to freeze‐drying 290

10

as  they  completely disintegrated during dissolution.  Immediately  after  in  vitro dissolution 291

testing, the tablets were put in individual vials and placed on the shelves in the drying chamber 292

(cooled  to  –50°C).  Primary  and  secondary  drying  were  performed  at  ‐30°C  and  20°C, 293

respectively, both at a pressure of 10Pa. The vials were closed under a controlled nitrogen 294

atmosphere.  295

 296

2.6   Disintegration experiments 297

A USP disintegration apparatus (Pharma Test, Hainburg, Germany, disk method) was used to 298

investigate  the  impact of mechanical stress on  the geometry of  the  IM  tablets, HME mini‐299

matrices and GlucophageTM SR reference formulations. All experiments were conducted over 300

a time period of 12h in SIF at a temperature of 37°C. The disintegration times of 3 individual 301

tablets were recorded and the average was reported. To visualize geometry changes, images 302

were  taken with  a  digital  C3030 Olympus  camera  (attached  to  an  image  analysis  system 303

(analySIS®)), before and after 12h disintegration testing.  304

 305

2.7  In vivo 306

The in‐vivo study (application ECD 2013/127) was approved by the Ethical Committee of the 307

Faculty of Veterinary Medicine (Ghent University) before starting the experiments.  308

 309

2.7.1  Subjects and study design 310

In vivo experiments were performed using the most promising formulations: mini‐matrices 311

(metformin.HCl/TecoflexTM EG72D, 60/40, w/w) and IM tablets (metformin.HCl/TecophilicTM 312

SP60D60/TecoflexTM  EG72D,  60/20/20,  w/w/w).  Both  formulations  were  compared  with 313

GlucophageTM  SR  500 mg  (½  tablet)  as  a  reference.  Open  label  cross‐over  assays  were 314

performed on 6 male beagle dogs (10‐13kg) with a wash‐out period of at least 8 days. The IM 315

tablets, mini‐matrices  and  reference  formulations were  administered  to  fasted  dogs with 316

20mL of water. During  the experiment the dogs were only allowed to drink water. Plasma 317

samples were collected 1, 2, 3, 4, 5, 6, 8 and 12 hours post administration and were stored at 318

‐25°C until analysis. All TPU‐based formulations were recovered from faeces to determine the 319

residual  metformin.HCl  content.  Moreover,  the  gastro‐intestinal  residence  time  of  the 320

formulations was recorded.    321

11

2.7.2  Metformin hydrochloride assay 322

An extraction method developed by Gabr et al. was optimized. 25 After de‐freezing, plasma 323

samples were centrifuged using a Centric 322A (Tehtnica, Slovenia) at 2300g for 10min. 280µL 324

of  the  supernatant was  spiked with 20µL of 0.05mg/mL  ranitidine  solution. During  a  first 325

extraction  step,  50µL  of  10M  sodium  hydroxide  solution  and  3mL  organic  phase  (1‐326

butanol/hexane, 50/50, V/V) were added. The  tubes were mixed using a TurbulaTM mixer 327

(Willy A. Bachofen Maschinenfabrik, Switzerland) during 30min at an intensity of 79rpm. The 328

upper organic layer was transferred to a clean test tube after centrifugation. Back extraction 329

was  performed  by  adding  1mL  of  2M  HCl.  Consecutively,  tubes  were  mixed  (79rpm, 330

10minutes)  and  centrifuged.  After  centrifugation  (10min,  2300g)  the  organic  layer  was 331

removed,  400µL  of  sodium  hydroxide  (10M)  and  2mL  organic  phase  (1‐butanol/hexane, 332

50/50, V/V) were added. After mixing (79rpm, 30min) and centrifugation (10min, 2300g), the 333

organic  layer was  transferred  into  a  clean  glass  tube  and  evaporated  to  dryness  under  a 334

nitrogen stream.  335

The HPLC system (Merck‐Hitachi, Darmstadt, Germany) consisted of an isocratic solvent pump 336

(L‐7100) set at a constant flow rate of 0.7mL/min, an auto‐sampler injection system (L‐7200) 337

with a 100µL  loop (Valco  Instruments Corporation, Houston, Texas, USA), a reversed‐phase 338

column and pre‐column (LiChroCart® 250‐4 and LiChrospher® 100RP‐18 5μm, respectively) and 339

a  variable wavelength UV‐detector  (L‐7400)  set at 236nm. The mobile phase  consisted of 340

potassium  dihydrogen  phosphate  buffer  (adjusted  to  pH  6.5 with  2M NaOH)/acetonitrile 341

(66/34, V/V) and 3mM sodium dodecyl sulphate (SDS).  Peak integration was performed using 342

the software package D‐7000 HSM Chromatography Data Station.   343

 344

2.7.3  Method validation 345

Based on the guidelines of the International Conference on Harmonization (ICH), the following 346

parameters were evaluated: linearity, specificity, accuracy, precision, recovery, lower limit of 347

detection (LOD) and lower limit of quantification (LOQ). 26  348

 349

2.7.4  Data analysis 350

Peak  integration was performed using the software package D‐7000 HSM Chromatography 351

Data Manager. The peak plasma concentration  (Cmax),  time  to  reach Cmax  (Tmax), half value 352

duration (HVDt50%Cmax) and area under the curve (AUC0‐12h) were calculated using a commercial 353

12

software package (MATLAB 8.6, The MathWorks, Natick, USA, 2015). The sustained‐release 354

characteristics of the tested formulation were evaluated by calculating the RD ratio between 355

the HVDt50%Cmax values of a test formulation and an immediate‐release formulation. A ratio of 356

1.5,  2  and  >3  indicates  low,  intermediate  and  strong  sustained  release  characteristics, 357

respectively. 358

 359

2.7.5  Statistical analysis 360

The effect of metformin.HCl  formulation on  the bioavailability was assessed by  repeated‐361

measures  ANOVA  (univariate  analysis).  To  further  compare  the  effects  of  the  different 362

treatments, a multiple comparison among pairs of means was performed using a Bonferroni 363

post‐hoc test with P < 0.05 as significance level. The normality of the residuals was evaluated 364

with a Kolmogorov‐Smirnov test. To test the assumption of variance homogeneity, a Levene’s 365

test was  used.  The  statistical  analysis was  performed  using  SPSS  (IBM  SPSS  Statistics  for 366

Windows, version 23.0, Armonk, New York, USA, 2015).  367

368

13

3  RESULTS AND DISCUSSION 369370The TPU polymer platform offers a versatile formulation strategy to adjust the release kinetics 371

of  several  high  drug  loaded  drugs  with  different  aqueous  solubility.  As  metformin 372

hydrochloride  is  highly  soluble  and  characterized  by  a  narrow  absorption  range,  various 373

hydrophilic/hydrophobic  TPU  (mixtures) were  used  to  put  the  versatility  of  this  polymer 374

platform  to  the  test  using  three  different  manufacturing  techniques:  HME,  IM  and 375

TSMG/compression.  376

During preliminary extrusion experiments, physical mixtures of metformin.HCl and various 377

ratios  of  hydrophilic/hydrophobic  TPUs  (Metformin.HCl/TPU  ratio:  60/40,  w/w)  were 378

processed. Whereas processing of TPU formulations via HME was possible at 60% (w/w) drug 379

load using other drugs (acetaminophen, theophylline and diprophylline), high torque values 380

and shark skinning was observed for metformin.HCl formulations using the same processing 381

temperatures  (i.e.  80°C  and  110°C  for  TecophilicTM  TG2000  and  all  other  TPU  grades, 382

respectively). 6 This phenomenon was even more pronounced at higher drug loads (up to 383

70%, w/w) and is linked to the higher friction of the metformin.HCl particles in the extruder 384

barrel.  272829 By  increasing barrel  temperature  to 100°C and 160°C  for  formulations 385

based on TecophilicTM TG2000 and other TPUs,  respectively,  less shark skinning and  lower 386

torque values (i.e. 20% of maximum torque) were observed. This finding could be explained 387

by the lower complex viscosity of all polymers at higher temperatures. 6 In all cases, a white 388

extrudate  strand  was  obtained  after  HME  which  was  immediately  processed  into  non‐389

crushable tablets (via IM) and mini‐matrices (via manual cutting). During the IM process, no 390

sticking to the mould was seen. 46 Whereas formulations with a drug load between 0‐70% 391

(w/w)  could  be  processed  via HME/(IM),  the  drug  content  of  granules  prepared  via melt 392

granulation could only be varied between 85‐90% (w/w) as these formulations contained the 393

proper concentration of binder (i.e. TPU) to obtain a good size distribution of the granules 394

(Fig. 2). At higher drug loads (i.e. 5% (w/w) TPU binder concentration) the metformin powder 395

particles were not sufficiently agglomerated (i.e. 36% of granules had a particle size below 396

250m). In contrast, a large fraction of oversized granules was obtained (i.e. 39% of granules 397

had a particle size above 1000m) when the drug load was below 85% (w/w). Although several 398

other process parameters  (i.e. screw speed, screw configuration, barrel  temperature,  feed 399

rate) were varied during preliminary TSMG experiments, a yield fraction (i.e. 250‐1000 µm) 400

14

higher  than  70%  (w/w)  could  only  be  obtained  using  10‐15%  (w/w)  TPU  binder.  The 401

implementation  of  an  additional  cryomilling  step  after  TSMG was  efficient  to  reduce  the 402

fraction of oversized granules and thus increase the TSMG process yield (supplementary data). 403

Finally, a lower friability was found when a higher TPU binder concentration was used (Table 404

1).  405

The aim of this research was to evaluate the usefulness of the TPU polymer platform for the 406

manufacturing  of  different  high  drug  loaded  oral  sustained  release  dosage  forms  using 407

HME/(IM)  and  TSMG/compression.  Therefore,  all  formulations  (i.e.  HME  mini‐matrices, 408

HME/IM tablets and TSMG tablets) were evaluated for their release retarding potency in vitro. 409

Whereas  hydrophilic  TPUs  were  unable  to  prolong  metformin  release  from  HME/IM 410

formulations  for more  than  6h  in  SIF medium,  hydrophobic  TPU‐based  IM  tablets  only 411

released 12% metformin after 24h. By mixing hydrophilic and hydrophobic TPUs the in vitro 412

release kinetics could be adjusted: a higher content of hydrophobic TPU was correlated with 413

a  slower  release  rate.  In  addition  of  the  hydrophilic/hydrophobic  TPU  ratio,  drug  release 414

depended on the geometry of the formulation: mini‐matrices showed faster release kinetics 415

than IM tablets. Verhoeven et al. already investigated the influence of mini‐matrix dimensions 416

and diffusion coefficient on the release profile. As both the IM tablets and the mini‐matrices 417

have the same drug  load and polymer composition, the faster release kinetics of the mini‐418

matrices could be attributed to the larger surface area (1.6‐fold increase) and shorter diffusion 419

pathways.  32  This  observation  was  successfully  countered  by  changing  the 420

hydrophobic/hydrophilic  TPU  ratio:  incorporating  a  higher  fraction  of  hydrophobic  TPU 421

reduced release kinetics (Fig. 3). Although the hydrophobic TPU (i.e. TecoflexTM EG72D) was 422

an efficient release retarding excipient for HME/(IM) formulations, it was not able to sustain 423

metformin release from TSMG tablets (Fig. 4). The TPU concentration was too low to achieve 424

sustained release kinetics at high drug loads (i.e. 85%, w/w), even when the hydrophobic TPU 425

grade  was  incorporated  in  the  formulation.  In  contrast  to  HME/IM  experiments  this 426

phenomenon could not be countered by increasing the amount of TPU, as a higher TPU binder 427

concentration yielded oversized granules. Besides problems related to granule particle size, 428

more  elastic  recovery  occurred  during  tableting  of  formulations  with  a  higher  TPU 429

concentration, as shown in Fig. 5. As a result, the interparticular bonding area was lowered 430

(i.e. higher porosity of TSMG tablets containing a high TPU fraction) and the disintegration 431

time was reduced  (Fig. 6 and Table 2), correlated with the  faster release kinetics of TSMG 432

15

tablets  that  contain more  than  15%  (w/w)  TPU  (despite  the  hydrophobic  nature  of  the 433

TecoflexTM EG72D grade). During dissolution testing, a gel‐like layer was formed around the 434

GlucophageTM SR  tablet due  to  the hydration of hydroxypropylmethylcellulose and sodium 435

carboxymethylcellulose  fraction  which  are  incorporated  in  the  matrix  tablet  as  release 436

retarding  agents.  31  In  contrast  to  the  reference  formulation  and  TSMG  tablets,  no 437

disintegration or erosion was observed for all HME mini‐matrices and IM tablets, as displayed 438

in  Fig.  7.  Based  on  their  promising  in  vitro  release  kinetics  in  SIF  media,  IM  tablets 439

(metformin.HCl/TecophilicTM SP60D60/TecoflexTM EG72D, 60/20/20, w/w/w) and HME mini‐440

matrices  (metformin.HCl/TecoflexTM  EG72D,  60/40,  w/w)  were  selected  for  further 441

investigation in SGF media. All formulations showed slower release kinetics when SGF media 442

was used, in comparison to dissolution tests performed in SIF media as shown in Figs. 3 and 443

8.  Desai  et  al.  linked  this  observation  to  the  higher  charge  (i.e.  diprotonation)  of 444

metformin.HCl  (pKa values 2.8 and 11.5) at pH 1.2,  leading  to a  stronger  solvation,  larger 445

hydrodynamic  radius  and  thus  lower  diffusion  coefficient.  30 As  patients may  co‐ingest 446

alcoholic beverages with their medication, this can potentially disrupt the sustained release 447

mechanism of  formulations  and  result  in dose dumping  and  safety  issues,  a  SGF medium 448

containing 20% (V/V) ethanol was used for testing the mini‐matrices, IM tablets and reference 449

formulation. 33 Both, the hydrophilic TPU based formulations and the reference formulation 450

showed faster metformin.HCl release kinetics in the presence of ethanol. As displayed in Fig. 451

8, this phenomenon was not observed when the hydrophobic TPU TecoflexTM EG72D was used 452

as  a matrix  former, making  these  formulations  resistant  to  dose‐dumping  in  case  of  co‐453

ingestion with alcohol.  454

Based on  the  in vitro dissolution experiments  in SIF media,  the most promising  IM  tablets 455

(metformin.HCl  /SP60D60/EG72D,  60/20/20,  w/w/w)  and  mini‐matrices  (metformin.HCl/ 456

EG72D,  60/40, w/w) were  characterized  using DSC,  FT‐IR  and  Raman mapping  and were 457

subsequently evaluated in vivo. As shown in Table 3, DSC data confirmed the crystalline state 458

of metformin.HCl after processing. In addition, FT‐IR results ensured the absence of hydrogen 459

bonds between the API and the polymers. Moreover, MCR contribution plots of the IM tablets 460

and mini‐matrices ensured the homogenous distribution of metformin.HCl.  461

As displayed in Fig. 9, plasma concentrations of metformin hydrochloride were plotted as a 462

function of  time. Maximum plasma  level and  time  to  reach  this concentration  (Tmax) were 463

1857ng/mL (4.8h) and 1923ng/mL (3.0h) for the IM tablets and mini‐matrices, respectively. In 464

16

case of GlucophageTM SR, a significant higher Cmax value of 2425 ng/mL was observed 2.8 hours 465

(Tmax) after oral  intake. The HVDT50%Cmax values were 9.2, 5.5 and 5.6h for  IM tablets, mini‐466

matrices  and GlucophageTM  SR,  respectively. The HVDT50%Cmax value of 3.2h  for  immediate 467

release reference tablets administrated to beagle dogs was derived from literature and used 468

for RD calculation. 36 The RD values of 2.9, 1.7 and 1.7 indicated intermediate‐strong, low‐469

intermediate and low‐intermediate sustained release properties of IM tablets, mini‐matrices 470

and GlucophageTM SR, respectively. Although the reference formulation and IM tablet showed 471

comparable dissolution rates in vitro, a faster in vivo drug release from the GlucophageTM SR 472

was observed. This  is correlated with the higher sensitivity of the hydrated gel  layer at the 473

surface  of  the  Glucophage  tablets  which  is more  sensitive  gastrointestinal  shear  forces. 474

373839 This effect of gastro‐intestinal peristalsis on the reference formulation was also 475

evidenced  from  the  tablet  residues  recovered  in  the  faeces: whereas  no  residue  of  the 476

reference  tablet  was  detected,  intact  TPU‐based  formulations  were  recovered  without 477

changes of the geometric shape of the TPU matrices. Although hydrophobic TPU mini‐matrices 478

had a similar in vitro performance as the IM tablets, the sustained release properties were not 479

reflected to the same extent during the in vivo study. This is linked to their shorter GI residence 480

time  (i.e.  faster  gastric emptying)  (12.8  and 17.5h  for HME mini‐matrices  and  IM  tablets, 481

respectively),  resulting  less metformin  absorption  in  the  upper  part  of  the  GI  tract  and 482

significantly  lower bioavailability  (i.e.  lower AUC0‐12h value), as  listed  in Table 4. 40 Despite 483

their shorter gastrointestinal residence time, mini‐matrices still obtained a similar RD value 484

and significant lower Cmax value than the reference formulation, indicating an equal sustained 485

release potential without possible dose‐dumping issues.   486

487

17

4  CONCLUSION 488 489As a result of the  limited TPU binder concentration range and the higher porosity of TSMG 490

tablets, HME/(IM) was  found  to  be more  effective  for  the  production  of  TPU‐based  oral 491

sustained release metformin matrices. Although metformin hydrochloride was released too 492

fast  from  a  pure  hydrophilic  TPU‐based  IM  tablet,  mixing  of  hydrophilic  TPUs  with 493

hydrophobic TPUs overcame this problem. As mini‐matrices had a faster in vitro drug release, 494

this phenomenon was successfully countered by increasing the concentration of hydrophobic 495

TPU. The versatile potential of this TPU‐based polymer platform was also confirmed in vivo as 496

sustained  release  properties  for  the  IM  tablets  and  mini‐matrices,  respectively,  were 497

maintained after oral administration to dogs.  498

499

18

Acknowledgements 500 501This work was financially supported by the Research Foundation – Flanders (FWO). The Special 502

Research Fund of the Ghent University (BOF) is acknowledged for the post‐doctoral grant to 503

Dr. M. N. Boone. The authors would like to thank Mrs. J. Buysens and Mr. D. Tensy for their 504

experimental help.  505

506

19

References 507

1 Claeys, B., 2015. Non‐conventional polymers as matrix excipients for hot melt extruded     508

oral‐release  formulations.  PhD  Thesis.  Ghent  University.  Faculty  of  Pharmaceutical 509

Sciences, Ghent, Belgium, 171‐172. 510

2 Vynckier, A. K., Voorspoels, J., Remon, J.P., Vervaet, C., 2016. Co‐extrusion as a processing 511

technique  to manufacture  a  dual  sustained  release  fixed‐dose  combination  product.  J 512

Pharm Pharmacol., 1‐7. 513

3 Huang,  X.,  Brazel,  C.S.,  2001. On  the  importance  and mechanisms  of  burst  release  in 514

matrix‐controlled drug delivery systems. J Control Release. 73, 121‐136. 515

4 Claeys, B., Vervaeck, A., Hillewaere, X.K.D., Possemiers, S., Hansen, L., De Beer, T., Remon, 516

J.P., Vervaet, C., 2014. Thermoplastic polyurethanes for the manufacturing of highly dosed 517

oral  sustained  release matrices  via  hot melt  extrusion  and  injection moulding.  Eur.  J. 518

Pharm. Biopharm. 90, 44‐52. 519

5 Claeys, B., De Bruyn, S., Hansen, L., De Beer, T., Remon, J.P., Vervaet, C., 2014. Release 520

characteristics of polyurethanes tablets containing dicarboxylic acids as release modifiers 521

– a case study with diprophylline. Int. J. Pharm. 477, 244‐250. 522

6 Verstraete, G., Van Renterghem, J., Van Bockstal, P.J., Kasmi, S., De Geest, B.G., De Beer, 523

T.,  Remon,  J.P.,  Vervaet,  C.,  2016.  Hydrophilic  thermoplastic  polyurethanes  for  the 524

manufacturing of highly dosed oral sustained release matrices via hot melt extrusion and 525

injection molding. Int. J. Pharm. 506, 214‐221. 526

7 Graham,  G.G.,  Punt,  J.,  Arora,  M.,  Day,  R.O.,  Doogue,  M.P.,  Duong,  J.,  Furlong,  T.J, 527

Greenfield,  J.R., Greenup,  L.C., Kirkpatrick, C.M., Ray,  J.E., Timmins, P., Williams, K.M., 528

2011. Review article: Clinical pharmacokinetics of metformin. Clin Pharmacokinet. 50 (2), 529

81‐98. 530

8 Campbell, R.K., White, J.R, Saulie, B.A., 1996. Metformin: a new oral biguanide. Clin Ther. 531

18 (3), 360‐371. 532

9 Tucker, G.T., Casey, C., Phillips, P.J, Connor, H., Ward, J.D., Woods, H.F., 1981. Metformin 533

kinetics in healthy subjects and in patients with diabetes mellitus, Br J Clin Pharmacol. 12 534

(2), 235–46. 535

10 Jabbour, S., Ziring, B., 2011. Advantages of extended‐release metformin in patients with 536

type 2 diabetes mellitus. Postgrad Med. 123, 15‐23. 537

20

11 Timmins, P., Donahue, S., Meeker, J., Marathe, P., 2005. Steady‐state pharmacokinetics of 538

a novel extended‐release metformin formulation. Clin Pharmacokinet. 44 (7), 721‐729. 539

12 Gusler, G., Gorsline,  J.,  Levy, G.,  Zhang,  S.Z., Weston,  I.E., Naret, D., Berner, B.,  2001. 540

Pharmacokinetics  of metformin  gastric‐retentive  tablets  in  healthy  volunteers.  J  Clin 541

Pharmacol. 41, 655‐661.  542

13 He, W., Huang, S., Zhou, C., Cao, L., Yao, J., Zhou, J., Wang, G., Yin, L., 2014. Bilayer matrix 543

tablets  for prolonged actions of metformin hydrochloride and repaglinide, AAPS Pharm 544

SciTech. 16 (2), 343‐353. 545

14 Blonde,  L., Dailey, G.E.,  Jabbour,  S.A.,  Reasner,  C.A., Mills, D.J.,  2004. Gastrointestinal 546

tolerability  of  extended‐release  metformin  tablets  compared  to  immediate‐release 547

metformin tablets: results of a retrospective cohort study. Curr Med Res Opin. 20 (4), 565‐548

572. 549

15 Jansen, B., Goodman, L.P., Ruiten, D., 1993. Bacterial adherence to hydrophilic polymer‐550

coated polyurethanes stents. Gastrointest Endosc. 39, 670‐673. 551

16 Armstrong, N.A., Haines‐Nutt, R.F., 1972. Elastic  recovery and  surface area  changes  in 552

compacted powders systems. J. Pharm. Pharmacol. 24, 135‐136. 553

17 Grymonpré, W., De Jaeghere, W., Peeters, E., Adriaensens, P., Remon, J.P., Vervaet, C., 554

2015. The  impact of hot‐melt extrusion on the tableting behaviour of polyvinyl alcohol. 555

Int. J. Pharm. 498, 254‐262.  556

18 Masschaele, B., Dierick, M., Van Loo, D., Boone, M., Brabant, L., Pauwels, E., Cnudde, V., 557

2013.  HECTOR:  a  240kV  micro‐CT  setup  optimized  for  research.  Journal  of  Physics 558

Conference  Series  463,  Presented  at  the  11th  International  conference  on  X‐ray 559

Microscopy, Bristol, UK: IOP. 560

19 Vlassenbroeck, J., Dierick, M., Masschaele, B., Cnudde, V., Van Hoorebeke, L., Jacobs, P., 561

2007. Software Tools for Quantification of X‐ray Microtomography. Nuclear Instruments 562

& Methods  in  Physics  Research  Section  A‐accelerators  Spectrometers  Detectors  and 563

Associated Equipment. 580 (1), 442‐445. 564

20 Brabant, L., Vlassenbroeck, J., De Witte, Y., Cnudde, V., Boone, M., Dewanckele, J., Van 565

Hoorebeke,  L.,  2011.  Three‐dimensional  Analysis  of  High‐resolution  X‐ray  Computed 566

Tomography Data with Morpho+. Microscopy and Microanalysis. 17 (2), 252–263. 567

21

21 Paganin, D., Mayo, S. C., Gureyev, T. E., Miller, P. R. and Wilkins, S. W., 2002. Simultaneous 568

phase and amplitude extraction from a single defocused image of a homogeneous object. 569

Journal of Microscopy. 206, 33‐40.  570

22 Boone, M., De Witte,  Y., Dierick, M., Almeida, A., Van Hoorebeke,  L., 2012.  Improved 571

Signal‐to‐noise Ratio  in Laboratory‐based Phase Contrast Tomography. Microscopy and 572

Microanalysis. 18 (2), 399–405.  573

23 Berger, M.J., Hubbell, J.H., Seltzer, S.M., Chang, J., Coursey, J.S., Sukumar, R., Zucker, D.S., 574

and  Olsen, K.,  2010.  XCOM:  Photon  Cross  Section  Database  (version 1.5).  Available: 575

http://physics.nist.gov/xcom (02‐Aug‐2016).  576

24 United States Pharmacopeia and National Formulary, 26th Edition, 2003. United States 577

Pharmacopeial Convention Inc., Rockville, MD, USA.   578

25 Gabr, R.Q., Padwal, R.S., Brocks, D.R., 2010. Determination of metformin in human plasma 579

and urine by high‐performance  liquid chromatography using  small  sample volume and 580

conventional octadecyl silane column. J Pharm Sci. 13, 486‐494. 581

26 http://www.ich.org/fileadmin/Public_Web_Site/ICH_Products/Guidelines/Quality/Q2_R582

1/Step4/Q2_R1__Guideline.pdf (12‐Apr‐2016) 583

27 Özgüney,  I.,  Shuwisitkul, D., Bodmeier, R., 2009. Development  and  characterization of 584

extended release Kollidon SR mini‐matrices prepared by hot‐melt extrusion. Eur J Pharm 585

Biopharm. 73 (1), 140‐145.  586

28 Liu, J., Zhang, F., McGinity, J.W., 2001. Properties of  lipophilic matrix tablets containing 587

phenylpropanolamine  hydrochloride  prepared  by  hot  melt  extrusion.  Eur  J  Pharm 588

Biopharm. 52 (2), 181‐190.  589

29 Minagawa, N., White, J.L., 1976. The influence of titanium dioxide on the rheological and 590

extrusion properties of polymer melts. J Appl Polym Sci. 20, 501‐523. 591

30 Desai, D., Wong, B., Huang, Y., Ye, Q., Tang, D., Guo, H., Huang, M., Timmins, P., 2014. 592

Surfactant‐mediated  dissolution  of  metformin  hydrochloride  tablets:  wetting  effects 593

versus ion pairs diffusivity. J Pharm Sci. 103, 920‐926.  594

31 https://www.medicines.org.uk/emc/PIL.26350.latest.pdf (12/04/2016) 595

32 Verhoeven, E., Siepmann, F., De Beer, T., Van Loo, D., Van den Mooter, G., Remon, J.P., 596

Siepmann,  J.,  Vervaet,  C.,  2009. Modeling  drug  release  from  hot‐melt  extruded mini‐597

matrices with constant and non‐constant diffusivities. Eur J Pharm Biopharm. 73, 292‐301. 598

22

33 Rubbens, J., Brouwers, J., Wolfs, K., Adams, E., Tack, J., Augustijns, P., 2015. Intraluminal 599

ethanol concentrations in humans after intake of alcoholic beverages. Eur J Pharm Sci. 86, 600

91‐95. 601

34 Gabrielsson, J., Weiner, D., 2000. Pharmacokinetic and Pharmacodynamic Data Analysis: 602

concepts  and  applications.  3rd  edition.  Swedish  Pharmaceutical  Press.  Stockholm, 603

Sweden, ISBN 91 8627 492 9.  604

35 Meier,  J., Nüesch, E., Schmidt, R., 1974. Pharmacokinetic  criteria  for  the evaluation of 605

retard formulations. Europ J Clin Pharmacol. 7 (6), 429‐432. 606

36 Lalloo, A.K., McConnell, E.L., Jin, L., Elkes, R., Seiler, C., Wu, Y., 2012. Decoupling the role 607

of  image size and calorie  intake on gastric retention of swelling‐based gastric retentive 608

formulations: Pre‐screening in the dog model. Int J Pharm. 431, 90‐100. 609

37 Davis, J., Burton, J., Connor, A.L., MacRae, R. and Wilding, I.R., 2009. Scintigraphic study to 610

investigate the effect of food on a HPMC modified release formulation of UK‐294,315. J. 611

Pharm. Sci. 98, 1568–1576.  612

38 Klančar, U., Baumgartner, S., Legen, I., Smrdel, P., Kampuš, N.J., Krajcar, D., Markun, B., 613

Kočevar, K., 2015. Determining the polymer threshold amount for achieving robust drug 614

release from HPMC and HPC matrix tablets containing a high dose BCS class I model drug: 615

in vitro and in vivo studies. AAPS Pharm SciTech. 16 (2), 398‐406.  616

39 Jain, A.K., Söderlind, E., Viridén, A., Schug, B., Abrahamsson, B., Knopke, C., Tajarobi, F., 617

Blume, H., Anschütz, M., Welinder, A., Richardson,  S., Nagel,  S., Abrahmsén‐Alami,  S., 618

Weitschies, W., 2014. The influence of hydroxypropyl methylcellulose (HPMC) molecular 619

weight,  concentration  and effect of  food on  in  vivo erosion behavior of HPMC matrix 620

tablets. J. Control Release. 187, 50‐58. 621

40 Davis, S.S., Hardy, J.G., Fara, J.W., 1986. Transit of pharmaceutical dosage forms through 622

the small intestine. Gut. 27 (8), 886‐892. 623

624

23

Figures 625 626Fig. 1. Chemical structure of the aliphatic (A) hydrophobic TPU TecoflexTM and (B) hydrophilic 627

TPU TecophilicTM. 628

   629

(A) 

(B) 

HS 

HS 

SS = pTHF 

SS = PEO 

24

Fig. 2. Impact of Metformin.HCl/TPU ratio (95/5; ♦90/10; +85/15; x80/20; *70/30; ▲60/40) 630

(w/w) on the cumulative particle size distribution of TSMG granules.  631

   632

25

Fig. 3. Influence of TPU grade (TG2000; XSP93A100; ◼SP60D60; ▼EG72D) and ratio (w/w) of 633

hydrophilic/hydrophobic TPU (SP60D60/EG72D ratio: ♦50/50; ▲25/75; ▼0/100) on  in vitro 634

release  kinetics  (mean  ±SD,  n=3)  in  SIF medium  of  (A)  IM  tablets  and  (B) mini‐matrices 635

containing  60%  (w/w) Metformin.HCl.  The  black  curve  (*)  represents  the mean  release 636

kinetics (±SD, n=3) of GlucophageTM SR 500 (1/2 tablet). 637

638

(A) 

(B) 

26

Fig. 4. Influence of metformin.HCl/TecoflexTM EG72D ratio (w/w) (60/40; ▲70/30; ▼85/15) 639

on the in vitro release kinetics (mean ±SD, n=3) of TSMG tablets in SIF medium.  640

27

Fig. 5. Influence of metformin.HCl/TecoflexTM EG72D ratio (w/w) (60/40; ▲70/30; ▼85/15) 641

on (A) out of die axial elastic recovery and (B) tablet porosity. All experiments were performed 642

in triplicate and mean values (±SD) were plotted as a function of mean compaction pressure 643

(±SD). 644

645

(B) 

(A) 

(B) 

28

Fig.  6.  X‐ray  tomography  images  of  (A)  IM  tablet  (60/20/20,  w/w/w, 646

metformin.HCl/TecoflexTM EG72D/TecophilicTM SP60D60) and  (B) TSMG tablet (60/40, w/w, 647

metformin.HCl/ TecoflexTM EG72D) before dissolution experiments.  648

   649

(A)  (B) 

5mm 5mm

29

Fig.  7.  Optical  images  of  (A)  IM  tablet  (60/20/20,  w/w/w,  metformin.HCl/TecoflexTM 650

EG72D/TecophilicTM  SP60D60),  (B)  mini‐matrices  (60/40,  w/w,  metformin.HCl/TecoflexTM 651

EG72D),  (C) TSMG  tablet  (85/15, w/w, metformin.HCl/TecoflexTM EG72D),  (D) TSMG  tablet 652

(60/40, w/w, metformin.HCl/TecoflexTM EG72D)  and  (E) GlucophageTM  SR 500  (1/2  tablet) 653

reference formulation before (left) and after (right) 12h disintegration testing in SIF. 654

   655

D D

C C

E

A

BB

A

E

10mm

10mm10mm

10mm

5mm 5mm

5mm 5mm

5mm 5mm

30

Fig.  8.  In  vitro  release  kinetics  (mean  ±SD,  n=3)  of  (◊)  IM  tablets  (60/20/20,  w/w/w, 656

metformin.HCl/TecoflexTM  EG72D/TecophilicTM  SP60D60),  ()  mini‐matrices  (60/40,  w/w, 657

metformin.HCl/TecoflexTM EG72D) and (*) GlucophageTM SR 500  (1/2 tablet) formulations in 658

SGF (open symbols) and SGF containing 20% (V/V) ethanol (closed symbols).  659

 660

661

662

31

Fig. 9. Mean plasma concentration‐time profiles (±SD, n=6) after oral administration of 250mg 663

Metformin.HCl  to  dogs:  (♦)  IM  tablets  (60/20/20,  w/w/w,  metformin.HCl/TecoflexTM 664

EG72D/TecophilicTM  SP60D60),  (▼) mini‐matrices  (60/40,  w/w, metformin.HCl/TecoflexTM 665

EG72D) and (*) GlucophageTM SR 500 (1/2 tablet) reference formulations.  666

 667 668

669

32

Tables 670 671Table 1. Impact of TPU binder concentration on mean friability of TSMG granules (SD, n=3). 672

 673

TSMG granule composition (w/w)  %Friability (SD, minutes) 

90/10 Metformin.HCl/EG72D85/15 Metformin.HCl/EG72D 70/30 Metformin.HCl/EG72D 60/40 Metformin.HCl/EG72D 

23.9  2.1 16.5  1.2 11.4  1.7 9.2  0.9 

 674

Table 2. Mean disintegration time (SD, n=3) of different TSMG tablets.  675 676

TSMG tablet composition (w/w)  MCP(MPa)  Disintegration time (SD, minutes) 

85/15 Metformin.HCl/EG72D   70/30 Metformin.HCl/EG72D   60/40 Metformin.HCl/EG72D 

 65  130  260  65  130  260  65  130  260 

‐a ‐a ‐a 

13.0  0.5 26.3  1.5 33.8  1.6 1.3  0.1 2.6  0.1 6.0  0.4 

a  Tablets did not disintegrate after 12h testing 677

 678

Table 3. Melting enthalpy of metformin.HCl in physical mixtures (PM), IM tablets (60/20/20, 679

w/w/w,  metformin.HCl/TecoflexTM  EG72D/TecophilicTM  SP60D60),  HME  mini‐  matrices 680

(60/40,  w/w,  metformin.HCl/TecoflexTM  EG72D),  and  TSMG  tablets  (85/15,  w/w, 681

metformin.HCl/TecoflexTM EG72D.  682

 683

Sample  H (J/g)  %Crystallinity 

Metformin.HClPM used for IM tablets PM used for HME mini‐matrices PM used for TSMG tablets IM tablets HME mini‐matrices TSMG tablets 

288.3170.9 155.1 240.4 158.5 156.0 226.9 

100.0 98.8 89.7 98.1 91.6 90.2 92.6 

   684

33

Table 4. Mean pharmacokinetic parameters  (SD, n=6) after oral administration of 250mg 685

metformin.HCl  to  dogs  as  IM  tablets  (60/20/20,  w/w/w,  metformin.HCl/TecoflexTM 686

EG72D/TecophilicTM  SP60D60),  mini‐  matrices  (60/40,  w/w,  metformin.HCl/TecoflexTM 687

EG72D) and GlucophageTM SR 500 (1/2 tablet) reference formulations. 688

  689

Formulation  Cmax (ng/mL)  Tmax (h) AUC0‐12h (ng.h/mL) HVDt50%Cmax (h)  RD

IM tablets  1857.1  111.7a  4.8  1.2a  14689.5  1019.5a  9.2  1.8a  2.9  0.6a 

mini‐matrices  1923.3  182.3a  3.0  0.9b  11630.0  1785.1b  5.5  0.6b  1.7  0.2b 

GlucophageTM SR  2425.1  191.6b  2.8  0.4b  15011.7  912.2a  5.6  0.6b  1.7  0.2b a, b  Means in the same column with different superscript are different at the 0.05 level of significance 690 691   692

34

Supplementary data 693 694S.  1.  Cumulative  particle  size  distribution  of  TSMG  granules  containing  different 695

metformin.HCl/TecoflexTM EG72D ratios (w/w) (◼70/30 and 60/40) before (closed symbols) 696

and after (open symbols) 15 seconds cryomilling.  697

 698 699